Recherche appliquée

1593 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit une greffe sous-cutanée de quatre biomatériaux sous anesthésie, puis est tué de six heures à six semaines après l'opération pour récupérer les implants. Le porteur qualifie la chirurgie de faiblement invasive et bien supportée, tout en reconnaissant un risque de septicémie. Il affirme que la sélection du meilleur couple cellules-biomatériau passe par l'animal, une partie du travail restant menée in vitro.

Objectifs

Le traitement des grands défauts osseux est un défi chirurgical puisque 5 à 20% des fractures des os longs sont incapables de se consolider après 6 mois, causant ainsi des morbidités et des hospitalisations prolongées. Actuellement, une partie de l’os de la hanche du patient est prélevée puis greffée au niveau du site du défaut osseux. Ces fractures vont augmenter avec le vieillissement de la population, ce qui nécessite de trouver des alternatives de soin moins invasives et moins douloureuses pour le bien être des individus touchés. Plusieurs alternatives ont donc été développées comme l’utilisation de matériaux synthétiques ou d’origine naturelle (biomatériaux). Cependant, ces supports ne possèdent pas la capacité de former de l’os du fait, notamment, de l’absence de cellules souches. L’ingénierie tissulaire combinant les cellules souches mésenchymateuses de moelle osseuse humaines (BMSCs) avec des biomatériaux, représente une approche prometteuse pour réparer l’os endommagé. Cependant, malgré des résultats cliniques encourageants (essais de phase II), le délai de reconstruction de l’os reste encore trop long pour 75% des patients, révélant ainsi la nécessité d’optimiser l’efficacité de ces approches. Les résultats encore insuffisants des essais cliniques sont probablement dus à la courte durée de vie des BMSCs en raison du foyer inflammatoire et de l’absence de nutriment et d’oxygène au niveau du site endommagé. Ce projet est une phase préliminaire permettant d'étudier la vascularisation au niveau de l’implant afin d'améliorer la survie des cellules stromales mésenchymateuses greffées et ainsi améliorer la formation osseuse. L’association cellules-biomatériau ainsi que la répartition des cellules au sein du biomatériau semblent donc être fondamentales. L’objectif de ce projet à long terme est d’améliorer les thérapies de reconstruction osseuse existantes en concevant un produit d’ingénierie tissulaire efficace, adapté au patient et à moindre cout.

Bénéfices attendus

Tout d’abord, en travaillant sur les procédés de culture des cellules stromales mésenchymateuses humaines, nous envisageons de réduire le temps et le cout de production des cellules. Concernant le biomatériau, nous utiliserons des biomatériaux issus de l’impression 3D permettant une adaptabilité parfaite au défaut du patient. Ce projet nous permettra de déterminer le biomatériau avec la porosité et les propriétés biomécaniques les plus adaptées au développement de la vascularisation, ainsi qu’à la croissance et à la différenciation vers la voie osseuse de nos cellules.

Procédures

Chaque animal du projet sera soumis à un acte chirurgical sous anesthésie générale d’une durée de 15 minutes environ. Les animaux seront mis à mort afin de récupérer les biomatériaux greffés 6 heures, 72 heures, 1 semaine, 2 semaines, 4 semaines et 6 semaines après l’acte chirurgical.

Impact sur les animaux

La procédure chirurgicale de greffe sous-cutanée est faiblement invasive et très bien supportée par les animaux. Une fois réveillés de l’anesthésie, les animaux retrouvent très rapidement leur mobilité permettant de retrouver une alimentation et des interactions sociales normales. Toutefois, bien que toutes les précautions nécessaires d’asepsie soient respectées, un risque de septicémie suivant l’acte chirurgical ne peut être écarté.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à l’issue du projet afin de récupérer les échantillons greffés en sous-cutané.

Remplacement

Une partie du projet s’effectuera in vitro en testant la toxicité des potentiels biomatériaux sur les cellules ainsi que les capacités d’adhésion des cellules au biomatériau, son impact sur la différenciation vers la voie osseuse et sur la sécrétion de protéines favorisant l’inflammation. Le but de ce projet est de déterminer la meilleure association cellules / biomatériau afin d’améliorer les stratégies thérapeutiques existantes. Pour sélectionner la meilleure association, des analyses in vivo sont nécessaires afin d’étudier les interactions avec les cellules de l’hôte ainsi que la mise en place de la vascularisation.

Réduction

-La procédure chirurgicale est maitrisée dans le laboratoire et est effectuée par du personnel qualifié. - chaque animal est greffé avec 4 biomatériaux en sous-cutané afin de réduire au maximum le nombre d’animaux, tout en s’assurant de la véracité des résultats obtenus - Pour que l’étude soit statistiquement pertinente, 6 implants par condition dans 6 animaux indépendants seront réalisés. Afin de limiter les effets donneurs-dépendants, l’étude sera menée en utilisant les cellules stromales mésenchymateuses de 3 donneurs différents.

Raffinement

Les animaux sont hébergés en portoirs ventilés avec un système d'abreuvement automatique et un accès libre à la nourriture. Les conditions de température et d'hygrométrie sont contrôlées et monitorées. Le cycle d'éclairage est de 12h par jour (6h-18h). Les animaux sont hébergés avec leurs congénères (6 par cage maximum) et l'isolement est évité au maximum. Le milieu est enrichi avec au choix : lanières de papier Kraft, abris en carton, ou carré de coton compacté. La présence de blessure ou de tout autre signe de souffrance seront évalués quotidiennement par le personnel de l’animalerie. Une période d’acclimatation d’une semaine est respectée avant de démarrer toute procédure sur les animaux. Une grille de score d'évaluation est proposée pour la prise en compte des critéres d'arrêt de la souffrance. Pour cela, nous suivrons la grille d’évaluation proposée : a)Changement du poids corporel 0. Normal 1. Perte de poids 20% b)Apparence physique 0. Normale 1. Manque de toilettage 2. Poil ébouriffé, paupière fermée 3. Poil très ébouriffé, posture anormale c)Comportement 0. Normal 1. Changements mineurs : activité réduite 2. Anormal : inactif 3. Très agité ou immobile, auto-mutilation Tout animal auquel aura été attribuée une valeur totale comprise entre 3 et 4 recevra de la Buprénorphine toutes les 12h pendant 3 jours après la chirurgie (0.1mg/kg en sous-cutané). Tout animal auquel aura été attribuée une valeur > 4 sera immédiatement mise à mort.

Choix des espèces

Afin d’éviter les biais dus à des variations physiologiques durant la phase de croissance osseuse, les souris utilisées seront d’âge adulte situé entre 6 semaines et 9 semaines (au-delà de cet âge une diminution de la masse osseuse due au vieillissement est observée)

220 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des injections intramusculaires et intrapéritonéales, des mesures de force musculaire sous anesthésie, un test de suspension et un test d'actimétrie, pour mettre au point une thérapie génique contre une myopathie liée au gène Bin1. Le porteur décrit une atteinte musculaire qu'il juge légère et sans douleur, mais tue les souris pour prélever leurs organes et parce que la maladie deviendrait sévère si elles restaient en vie. Sur le remplacement, il affirme que les cultures cellulaires ne reproduisent pas un "organisme entier" et conclut que seul le modèle animal permet d'étudier la maladie.

Objectifs

Les myopathies centronucléaires sont une classe de maladies génétiques qui détériorent la fonction des muscles squelettiques et handicapent fortement la qualité de vie des patients qui en sont atteints et aucune thérapie n’est à ce jour disponible. Le principal objectif de ce projet est de mettre au point une preuve de concept thérapeutique pour traiter les myopathies centronucléaires liées au gène Bin1. En parallèle nous souhaitons également étudier plus en détail les fonctions des différentes régions de la protéine BIN1 ainsi que ses effets à différentes étapes du développement musculaire.

Bénéfices attendus

Dans l’hypothèse où notre stratégie thérapeutique s’avèrerait efficace sur le phénotype de notre animal modèle, cette étude serait une preuve de concept thérapeutique pour traiter les myopathies centronucléaires liées au gène Bin1. Ce projet permettra également de faire avancer les connaissances scientifiques relatives aux fonctions des différentes régions de la protéine BIN1 ainsi que ses effets à différentes étapes du développement musculaire.

Procédures

Les 100 souris de la cohorte « Injections intra-musculaires » seront soumises aux procédures suivantes : - Mesure de la force musculaire sous anesthésie générale, non-invasive, hebdomadaire de 6 à 12 semaines d’âge, 20min par animal. - Injections intra-musculaires sous anesthésie générale, non-invasive, unique à 8 semaines d’âge, 5min par animal. - Mesure de la force musculaire sous anesthésie générale, acte chirurgical, unique à 12 semaines d’âge. Les 120 souris de la cohorte « Injections Intra-péritonéale » seront soumises aux procédures suivantes : - Injection intra-péritonéale, animal vigile, unique au premier jour post-natal, 1min par animal. - Test de suspension, animal vigile, non-invasif, hebdomadaire de 3 à 10 semaines d’âge, 5min par animal. - Test d’actimétrie, animal vigile, non-invasif, unique à 10 semaine d’âge, 24h par animal. - Mesure de la force musculaire sous anesthésie générale, acte chirurgical, unique à 10 semaines d’âge.

Impact sur les animaux

Les animaux présentent une légère atrophie et faiblesse musculaire mais qui n’affecte pas leur qualité de vie de manière significative aux âges analysés. Les animaux interagissent, se déplacent et s’alimentent normalement (poids normal). A notre connaissance il n’y a pas de douleurs associées au phénotype myopathique. La pose des électrodes sous-cutanée et l’injection intra-musculaire peux causer une inflammation dans le muscle tibial antérieur.

Devenir

Les animaux sont mis à mort sous anesthésie à la fin des deux procédures expérimentales pour plusieurs raisons : Notre projet nécessite la collection d’organes pour compléter l’analyse au niveau histologique et moléculaire. La myopathie étudiée est progressive et deviendrait potentiellement sévère si les souris étaient maintenues en vie.

Remplacement

Ces analyses ne peuvent pas être effectuées sur des cellules en culture car celles-ci ne reproduisent pas la fonction d’un organe et encore moins d’un organisme entier. En effet seul le modèle animal permet d’étudier d’une part la maladie dans sa globalité et d’autre part l’évolution des symptômes, ce qui est essentiel dans le cadre d’une mise au point de thérapie.

Réduction

Le nombre d’animaux a été basé sur les résultats de précédentes études sur ces mêmes animaux. Il nous permet d’assurer la robustesse statistique des différences entre animaux sains et malades et ainsi d’évaluer correctement l’effet de notre traitement. Afin de limiter le nombre d’animaux de la cohorte d’injections intra-musculaires nous injecterons les deux pattes (muscle tibial antérieur) de chaque animal, l’une avec la solution contrôle et l’autre avec un des traitements. L’utilisation d’un contrôle interne à chaque souris plutôt qu’un groupe de souris contrôles permet de renforcer la puissance statistique en s’affranchissant de la variation inter-groupes et de réduire le nombre d’animaux nécessaires. Toutes les souris passeront des tests phénotypiques et leurs tissus seront collectés pour compléter l’analyse histologique et moléculaire, nous permettant ainsi de nous affranchir de la création d’une deuxième cohorte pour la collection de tissus. La mesure de la force musculaire in vivo par la procédure non-invasive hebdomadaire nous permet de faire le suivi de chaque animal, ce qui renforce la puissance statistique et nous affranchit de créer une cohorte d’animaux pour chaque semaine d’âge analysée.

Raffinement

Si des difficultés de locomotion apparaissent lors de l’hébergement, de la nourriture en gel sera placée dans la cage afin de soulager l’animal dans ses déplacements. Les souris seront hébergées par groupe de 2 à 4 par cage et la qualité de l’air sera assurée par une ventilation. Des nids seront disposés dans chaque cage avec un accès illimité à la boisson et à la nourriture. Lors de la procédure de mesure de la force musculaire hebdomadaire, les souris seront anesthésiées afin d’immobiliser l’animal et de prémunir tout stress causé par la procédure. Un gel protecteur oculaire sera appliqué pour prévenir tout inconfort d’assèchement oculaire lors du réveil. Les souris seront observées jusqu’à leur réveil (~5min) pour s’assurer qu’elles sont capables de se déplacer après le test. Lors de la procédure de mesure de la force musculaire sous anesthésie générale , les souris seront anesthésiées afin d’immobiliser l’animal et de prémunir toute douleur lors de l’opération chirurgicale. Durant la procédure les souris seront placées sur une plaque chauffante pour maintenir leur homéostasie thermique et elles seront monitorées en permanence.

Choix des espèces

Pour tester l'éventuelle amélioration thérapeutique, nous avons besoin d'effectuer des expériences physiologiques in vivo sur modèle animal. Nous disposons déjà de plusieurs modèles murins de myopathies avec lesquelles nous avons publié plusieurs études sur les myopathies centronucléaires. Conserver la même espèce animale pour ce projet s’inscrit dans un effort de continuité et de reproductibilité de nos études. Nous prévoyons ainsi de réaliser cette étude sur des lignées de souris déjà disponibles dans nos laboratoires, ces modèles présentent des phénotypes comparables aux symptômes observés chez les patients humains. Enfin, le modèle murin présente l’unique avantage d’être génétiquement très proche de l’homme et facile d’élevage en raison de sa taille et de ses capacités de reproduction. Nous utiliserons ces animaux à des stades très précoces pour étudier l’effet de notre traitement avant l’apparition des symptômes mais également des animaux adultes pour étudier cet effet après l’apparition des symptômes.

640 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, 600 tuées à l'issue et 40 réutilisées pour des formations. Chaque souris reçoit sous anesthésie une injection intracolonique de composés irritants comme l'huile de moutarde ou la capsaïcine, pour développer un modèle de douleur viscérale du côlon irritable. Le porteur indique que la stimulation ne peut être interrompue en fin d'observation, ce qui justifie la mise à mort des animaux dès la fin de la phase expérimentale. Il affirme que l'étude d'analgésiques chez l'animal vigile reste "la seule option" avant le passage chez l'humain.

Objectifs

Le syndrome du côlon irritable est un trouble gastro-intestinal caractérisé par des douleurs abdominales récurrentes associées à des troubles du transit intestinal. Environ 1 personne sur 10 dans le monde souffre du syndrome du côlon irritable et ce diagnostic est associés à une altération de la qualité de vie des patients ainsi que des impacts socio-économiques importants. L’objectif de ce projet est de développer deux modèles d’hypersensibilité viscérale non invasifs et ne nécessitant pas l’hébergement isolée des animaux. Ce modèle est basé sur l’administration de composés irritants, l’huile de moutarde et la capsaïcine, naturellement présents dans l’alimentation. L’administration de ces composés permet de stimuler les voies nerveuses viscérales et cause un ensemble de comportements spécifiques qui sont quantifiés afin d’obtenir une estimation de l’hypersensibilité viscérale. Le développement de ces modèles permettra de tester le potentiel analgésique de composés pharmacologiques pour avancer leur développement.

Bénéfices attendus

La douleur viscérale est une cause récurrente de consultation médicale. Les options pharmacologiques pour la prise en charge du syndrome du côlon irritable, qui entraine des douleurs viscérales récurrentes, restent limitées et concentrées sur la régularisation du transit intestinal, bien que la douleur soit la plainte principale des patients. Ce projet vise à développer un modèle d’hypersensibilité viscérale qui sera intégré à batterie de tests conçue pour évaluer rapidement et sur un nombre réduit d’animaux le potentiel analgésique de composés pharmacologiques. Le développement et l’amélioration de modèles afin que ceux-ci se rapprochent de la physiopathologie du syndrome du côlon irritable soutient la recherche pharmaceutique dans le développement de traitements en raffinant les outils d’évaluation des molécules. Enfin, le test de composés pharmacologiques des batteries de tests est une bonne pratique recommandée afin d’augmenter la probabilité de succès des composés lors des phases cliniques de leur développement.

Procédures

Les animaux seront soumis à l’administration de composés irritant naturellement présents dans l’alimentation par une injection intracolonique réalisée sur des animaux sous anesthésie gazeuse puis observés pendant les vingt minutes suivant leur réveil. Cette intervention type administration ne prend que quelques minutes. Chaque animal ne subira la procédure qu’une seule fois.

Impact sur les animaux

Dans le domaine de la pharmacologie préclinique de la douleur, l’induction des modèles entraîne inévitablement l’apparition de symptômes douloureux. L’administration intracolonique des composés irritants est réalisée sous anesthésie gazeuse afin favoriser le relâchement musculaire de l’animal et d’éviter tout dommage tissulaire ou stress lié à la contention. Les modèles d’hypersensibilité viscérale par irritation colonique entrainent un ensemble de comportements spécifiques (léchage de l’abdomen, étirement de l’abdomen, écrasement/pression de l’abdomen contre le sol, rétraction de l’abdomen) qui sont quantifiés afin d’obtenir une estimation de l’hypersensibilité viscérale pendant les 20 minutes d’observation. L’interruption de la stimulation chimique à la fin de la période d’observation n’étant pas réalisable, les animaux sont mis à mort à la fin de la procédure. Aucun autre effet indésirable n’est attendu en dehors de la période d’observation.

Devenir

Le stimulus administré (i.e. injection d’une substance irritante dans le côlon) ne pouvant être effectivement interrompu à la fin de la période d’observation et l’hypersensibilité viscéral induite risquant de se prolonger, les animaux seront euthanasiés dès la fin de la phase expérimentale. Par ailleurs, pour la procédure 1 : le groupe Sham neutre qui reçoit un véhicule et le groupe naïf qui ne reçoit aucune substance pourront être réutilisés pour des formations. De ce fait, ces animaux (n=40) ne seront pas mis à mort à la fin de la phase expérimentale.

Remplacement

L’objectif de ce projet est le développement de modèles permettant de tester l’efficacité de candidats médicaments analgésique. Les modèles in silico et in vitro permettent seulement d’étudier les effets de ces molécules sur la nociception, c’est-à-dire les mécanismes biologiques encodant les stimuli endommageant, ou susceptibles d’endommager les tissus. Selon sa définition par l’Association Internationale pour l’Etude de la Douleur (IASP), la douleur est une « expérience sensorielle et émotionnelle ». L’étude de potentiels traitements analgésiques doit donc être conduite dans des modèles restituant à la fois la composante sensorielle et émotionnelle et permettant l’analyse du comportement en plus de la physiologie ; faute de quoi c’est la nociception et non la douleur qui est étudiée. L’étude des candidats médicaments analgésiques chez l’animal vigile reste la seule option pour démontrer l’efficacité sur la douleur avant le passage chez l’homme.

Réduction

Le nombre d’animaux prévu pour ce projet est basé sur les données publiées dans l’article princeps décrivant le développement des modèles ajusté pour prendre en compte la variabilité de ces modèles rapportée dans la littérature. Ce nombre est cohérent avec l’expérience du laboratoire dans des modèles équivalents (Cette estimation théorique sera confirmée lors des stades initiaux de développement du modèle (dès que l’approbation du projet permettra le début des expérimentations et la génération de données) par la réalisation d’une analyse statistique par la méthode des tirages aléatoires et d’un calcul de puissance. Il est attendu que le nombre d’animaux effectivement nécessaire soit inférieur aux prévisions de cette demande d’autorisation de projet.

Raffinement

Dans le domaine de la pharmacologie préclinique de la douleur, l’induction des modèles entraîne nécessairement l’apparition de symptômes douloureux et l’objectif des études réalisées ne permet pas la mise en place de dispositions spécifiques (e.g. couverture analgésique). Le choix d’un modèle d’hypersensibilité viscérale aigue constitue un raffinement par rapport aux modèles chroniques qui augmentent la durée pendant laquelle les animaux sont exposés à des nuisances. L’irritation colonique subie par les animaux est limitée à la durée de l’observation et l’administration des composés est réalisées sous anesthésie gazeuse. La concentration des composés irritants sélectionnée sera la concentration minimale permettant d’éliciter une réponse reproductible avec le minimum d’effets secondaires pour les animaux. Les animaux seront suivis de près à la suite de l’instillation. De plus, avant l’instillation les animaux sont habitués au dispositif expérimental pour limiter les impacts sur leur bien-être. La procédure est arrêtée en cas d’atteinte de points limites tels que : Signes notables: freezing, tremblements, immobilité et signes sévères : morsure/mutilation de l'abdomen ou de la zone périanale, saignement anal, prostration/absence de réaction à la stimulation. Ces signes notables/sévères sont traités pour chaque animal. L'apparition récurrente de ces signes pendant la procédure entrainera la mise à mort de l'animal.

Choix des espèces

La question du remplacement des rongeurs par des espèces « moins évoluées » est critique et suivie avec attention au sein du laboratoire. Chez ces espèces la démonstration de la capacité à ressentir la douleur telle que définie par l’Association Internationale pour l’Etude de la Douleur est récente et les modèles d’étude de la pharmacologie de la douleur à visée clinique ne sont pas encore développés. La souris a été sélectionnée pour ce projet car les modèles développés dans ce projet l’ont initialement été chez la souris et bien reproduits et caractérisés dans la littérature. Les animaux utilisés seront des souris adultes, en cohérence avec la population humaine chez laquelle la prévalence est maximale.

5 440 souris et rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent des administrations répétées puis une injection intracérébrale sous anesthésie, avant d'être mis à mort par décapitation, y compris des nouveau-nés décapités à la guillotine ou après refroidissement, pour tester ex vivo des molécules candidates de laboratoires clients. Le porteur indique que ces gestes peuvent provoquer stress, inflammations, infections et blessures de l'œsophage. Il décrit une activité de prestation pour l'industrie pharmaceutique et affirme que ces enregistrements sur tissu vivant constituent la "meilleure approche".

Objectifs

Les groupes pharmaceutiques et les sociétés biotechnologiques souhaitent avoir des informations pharmacologiques fonctionnelles sur leurs molécules en développement pour traiter des maladies du système nerveux central ou pour traiter la douleur. D’autre part, pour une meilleure prédictibilité d’éventuels effets secondaires, les agences réglementaires exigent une connaissance complète des cibles et des mécanismes d’action associés à ces nouvelles molécules qui sont soumises à une demande d’autorisation de mise sur le marché. En phases précliniques réglementaires, il n’est pas possible de tester les effets des molécules sur de grandes quantités d’animaux, à la fois pour des questions de quantité disponible des molécules (quelques milligrammes le plus souvent) et pour des questions éthiques (aucune idée sur les effets éventuels qui pourraient être observés). A l’importance de mise au point de nouvelle molécule, il faut ajouter le développement de modèle rongeur génétiquement modifié. Ces modèles permettent de mimer des pathologies humaines, leur utilisation est alors un avantage pour l’évaluation de l’efficacité de molécule d’intérêt. Il faut pour cela que ceux-ci soient électrophysiologiquement caractérisés. L'utilisation de tranches et/ou de cellules nerveuses de système nerveux central de rongeurs, traités par des molécules directement dans ce système nerveux central, permet une étude sur l'activité du composé et une information sur ses mécanismes d’action dans le modèle rongeur considéré. Pour ce faire, nos laboratoires utilisent deux types de technique, le Multi-Electrode Array (MEA) = enregistrements extracellulaires multipoints avec circuit imprimé d’électrodes et le Patch = un enregistrement à l'échelle du neurone. Le projet vise à déterminer, ex vivo, les effets pharmacologiques et/ou toxiques de nouvelles entités chimiques en développement préclinique afin de permettre à nos clients d’évaluer les propriétés de leur(s) molécule(s) - et/ou les propriétés d’une famille de molécules.

Bénéfices attendus

Notre projet permet de mieux caractériser, évaluer et comprendre les effets de futurs candidats médicaments pour traiter les pathologies du système nerveux central. Nos techniques mises en œuvre dans ce projet, pour l’évaluation ex vivo des effets pharmacologiques fonctionnels et/ou toxiques sur des explants de tissus vivants, exposés de façon chronique ou de façon aigüe, injectés directement dans le cerveau constitue la meilleure approche car elle permet : - de franchir la barrière hémato-encéphalique ; - de limiter le nombre d’animaux à tester par l’utilisation de tissus (mesures multipoints sur le même tissu séparé en petits échantillons) ; - de faire, dans un premier temps, une analyse pharmacologique/toxicologique précise à l’échelle du tissu et/ou du neurone et/ou de la protéine tout en s’affranchissant des problèmes de passage de la barrière hémato-encéphalique et des problèmes de pharmacocinétique. Ce projet permet ainsi d’affiner la sélection et l’orientation du développement de futurs médicaments avant de lancer les premières étapes précliniques couteuses de leur mise sur le marché.

Procédures

Les animaux seront administrés deux fois par jour avec une manipulation de 5 minutes maximum par animal, soit 10minutes da manipulation au total par jour. Ces injections pourront durer trois mois, mais durent en moyenne trois semaines au cours de nos études. Ces multiples manipulations et peuvent souffrir d’inflammation ou de blessure à l’œsophage en fonction des sites d’injections choisis. Tous les animaux subiront l’injection intracérébrale, durant 30-45 minutes sous anesthésie générale et analgésie. Les nuisances pouvant apparaitre sont des inflammations aigues, des infections et, en conséquence indirecte, un défaut de reconnaissance et de soin de la part des mères pour les individus entre 0 et 21 jours post naissance (c’est-à-dire non sevrés). Les temps de mise à mort varient en fonction du moyen utilisé mais n’excèdent pas dix minutes sous anesthésie et analgésie quand cela est nécessaire. Pour les Rats et Souris < P5 sont anesthésiés sur un bloc froid réfrigérant, sans contact direct, jusqu’à perte des réflexes au pincement d’une patte postérieure, puis décapités avec une paire de ciseaux adaptés, il temps entre l’anesthésie et la mise à mort est de 7 min ; Pour lesP5 < Rats et Souris P10 : les animaux seront anesthésiés par induction gazeuse à l’isoflurane (3.5% rat et 2.5% souris) puis décapités grâce à une guillotine adaptée, pour un temps de manipulation de maximum 7min. Si les animaux sont mis à mort par exsanguination, la totalité de l’intervention est de 12 minutes et passe par une anesthésie gazeuse, puis une analgésie sous masque anesthésique, 5 minutes d’attente et enfin exsanguination.

Impact sur les animaux

Nous avons une procédure qui peut amener à des effets indésirables. La procédure peut par : *-la manipulation régulière d’un animal, générer du stress ; *-l’injection régulière, provoquer des effets indésirables au site d’injection comme des inflammations, des infections, de blessure de l’œsophage ; *- la mise à mort par perfusion intracardiaque sous anesthésie gazeuse peut amener un stress premortem important ; *-la nature des animaux génétiquement modifiés, créer des douleurs auxquelles les animaux ne peuvent s’échapper ; *-l’injection intra-cérébrale peut induire des problèmes de type opératoire et post-opératoire, comme des inflammations aigues, des infections et une conséquence indirecte : un défaut de reconnaissance et de soin de la part des mères pour les individus opérés entre 0 et 21 jours post naissance.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort pour mesurer l’efficacité du traitement par la molécule à tester. Ces mises à mort seront nécessaires pour assurer l’évaluation d’efficacité et la détermination des mécanismes d’action de futurs candidats médicament, grâce aux modèles d’animaux mimant les pathologies neurodégénératives et à la maîtrise des protocoles d’enregistrement d’activité électrique cérébrale.

Remplacement

Nos évaluations ou caractérisations nécessitent de pouvoir réaliser des observations sur des réseaux neuronaux natifs et connectés, « donc plus physiologiques ». Il n’est pas envisageable de réaliser sur l’Homme ces tests que nous proposons. Nous devrons, en effet, tester des molécules avec des effets potentiellement inconnus, en les administrant à un organisme vivant. De plus, nous utilisons des tissus fraichement prélevés, car il n’est pas possible, in silico, de reproduire la complexité de ces connexions et/ou la particularité d’un neurone spécialisé.

Réduction

Notre capacité à utiliser un même animal pour plusieurs mesures et plusieurs conditions d’exposition diminue le besoin en nombre d’animaux et nous permet de faire, dans un premier temps, une analyse pharmacologique/toxicologique précise à l’échelle du tissu et/ou du neurone et/ou de la protéine tout en s’affranchissant des problèmes de passage de la barrière hémato-encéphalique et des problèmes de pharmacocinétique. Grâce à notre expérience sur les projets antérieurs, nous avons déterminé un nombre suffisant d’animaux nous permettant de valider nos enregistrements. Compte tenu des variations du taux de réussite attendu lors de l’injection intracérébrale au cours des études utilisant cette procédure, nous adapterons ce nombre grâce à une étude pilote qui sera réalisée avant d’introduire plusieurs conditions de test. Cette étude pilote ne sera pas réalisée si les données de notre client sont suffisantes pour garantir une significativité. Les enregistrements validés sont rassemblés par condition pour l’analyse. Nos analyses statistiques des résultats permettrons de déterminer l’efficacité du test. Lors de l’étude pilote, nous pourrons évaluer la significativité statistique et si elle n’est pas atteignable, l’étude sera suspendue. Si celle-ci est présente, l’étape suivante pourra donc être menée en poursuivant par 4 conditions différentes au maximum.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en groupe sociaux (4 souris adultes et 2 rats adultes/cage). Ils bénéficient d’enrichissement adaptés, deux types différents par cage (système permettant la création de nid soit tunnel ou soit pièce de bois à ronger par exemple). Cet enrichissement est validé par le fournisseur ou le partenaire et l’information est conservée et partagée dans les documents de renseignement de la lignée. .Les animaux préalablement administrés seront habitués aux différentes contentions utiles pour les voies d’administration des composés à tester. Nous diminuerons les futurs stress dus à ces manipulations. Ces administrations seront réalisées par du personnel compétent et formé en respectant les recommandations vétérinaires. Les solutions injectées seront contrôlées pour s’assurer de leur innocuité. Les animaux seront surveillés deux fois par jour et pesés. Un contrôle de l’apparition d’infection ou d’inflammation sera effectué. Si un animal infecté apparait, il sera sorti temporairement du projet et le vétérinaire sera consulté pour un traitement adapté jusqu’à récupération. Les animaux génétiquement modifiés auront une semaine d’acclimatation et un mois de temps d’hébergement, maximum. Il se fera en groupes sociaux en mélangeant les génotypes pour assurer la meilleure expression de phénotypes normaux. Chaque lignée modifiée aura une documentation de suivi spécifique. Ces animaux seront asymptomatiques. L’injection intracérébrale sera précédée d’une prémédication et suivi par des soins antalgiques et enfin d’une couverture antalgique et de suivi clinique deux fois par jours. Les animaux seront mis à mort sous anesthésie gazeuse et analgésique pour assurer l’enregistrement des activités neuronales.

Choix des espèces

La grande quantité d’informations scientifiques disponible sur le fonctionnement du système nerveux central des rongeurs, ajoutée à la maîtrise de leurs élevages, de leur génétique, de leur relative petite taille et au développement de technique d’enregistrements électrophysiologiques sur explants vivants font de ces espèces un modèle de choix pour l’évaluation pharmacologique de molécules. Ponctuellement, nous utilisons d’autres lignées de ces espèces, après discussion de la pertinence du modèle espèce-lignée-lignée génétiquement modifiée-protocole avec notre client. Toute demande de caractérisation de lignée modifiée fera l’objet d’une analyse bibliographique et circonstanciée en amont. L’impact du phénotype devra être décrit. Nous ne travaillerons qu’avec des animaux asymptomatiques. L’âge des animaux testés est déterminé en fonction du type de test et d’une analyse bibliographique. Nous pouvons travailler aussi bien avec des animaux nouveaux nés, juvéniles, adultes ou âgés en fonction des cibles fonctionnelles à observer et de l’évolution de la pathologie considérée (maladies neurodégénératives le plus souvent). Les choix de l’espèce, de la lignée et de l’âge sont validés en collaboration avec le client. En effet, l’expression phénotypique de la pathologie et/ou d’un déficit et/ou d’une lésion est souvent déterminante pour le choix de l’âge d’utilisation des animaux.

168 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Génétiquement modifiées pour développer un cancer de l'estomac, elles reçoivent neuf injections de chimiothérapie en trois semaines, pour tester le rôle du gène SCRIB dans la maladie. Le porteur indique que la tumeur et les injections peuvent provoquer inflammation, déshydratation, douleur et perte de poids. Il affirme que le modèle animal est "indispensable" et que la souris est le "seul modèle" où la mutation étudiée est possible.

Objectifs

Le but de ce projet est de créer et étudier une nouvelle lignée de souris mutante pour le gène SCRIB qui semble impliqué dans les cancers gastriques (estomac). En effet, lorsque que ce gène ne fonctionne pas correctement (en étant modifié), le cancer a plus de chance de se déclarer. Une version mutée de ce gène SCRIB est trouvée chez des patients atteints de cancers gastriques. Ces souris mutantes qui déclareraient des cancers gastriques nous permettrait de tester l’efficacité des traitements chimio-thérapeutiques sur ces cancers.

Bénéfices attendus

Les cancers gastriques sont la 5ème cause de mortalité par cancer dans le monde, avec plus de 1 millions de nouveaux cas par an. Ces cancers se caractérisent par une forte agressivité avec une survie à 5 ans de moins de 25%. Les raisons de cette mortalité élevée sont multiples et peuvent s’expliquer notamment par un diagnostic tardif. Une meilleure connaissance des mécanismes liés au cancer nous permettrait d’améliorer les diagnostics et les traitements. A terme, le gène étudié ici pourrait être utilisé à l’avenir comme cible thérapeutiques si les traitements s’avèrent efficaces dans ce projet.

Procédures

Les souris engagées dans ce projet sont porteuses de mutations qui induisent un cancer gastrique. Elles auront donc des tumeurs qui se développeront au niveau de l'estomac. Afin d'évaluer l'efficacité de 4 chimiothérapies, les souris recevront ces traitements par injection, 9 au total sur une durée de 3 semaines. Chaque injection prend quelques dizaines de secondes pour être réalisée et peut entraîner du stress et de l'inconfort chez l'animal. L'impact des anticancéreux sur ce modèle réalisé n'est pas connu actuellement.

Impact sur les animaux

Les souris transgéniques utilisées dans ce projet développeront des tumeurs au cours du temps. De plus, les souris subiront toutes 9 injections en IP en 3 semaines. Les souris pourront présenter de l’inflammation de la déshydratation et une douleur transitoire suite aux injections ainsi qu’une perte de poids et d’appétit dues au développement de la tumeur.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort en fin de procédure. En effet, le but, en plus d'observer les animaux et d'évaluer l'efficacité des traitements, est de mener ensuite des analyses sur plusieurs de leurs tissus (tumeurs et organes).

Remplacement

Au laboratoire, des travaux in vitro encourageants démontrent que la dérégulation de SCRIB, notamment sa perte de fonction, favorise la prolifération cellulaire des cellules de cancer gastriques et diminue l’adhésion cellulaire. L’utilisation d’un modèle animal est maintenant indispensable pour identifier le rôle de SCRIB au niveau d’un organisme et ainsi définir le potentiel statut de SCRIB en tant que gène suppresseur de tumeur. La souris est à ce jour le seul modèle où la mutation sur notre gène d’intérêt est possible.

Réduction

Ce nombre a été réduit au maximum tout en restant suffisant et statistiquement robuste pour apporter des réponses claires à notre projet.

Raffinement

Les souris seront hébergées dans des conditions sanitaires contrôlées et disposeront d’un enrichissement adapté (tunnels, maisonnettes, carrés de coton pour la fabrication de nid). Les animaux seront surveillés quotidiennement. Les injections seront réalisées par des personnels compétents. Un suivi régulier comprenant l’observation des critères définis (point d’injection, poids et état de maigreur, état général) sera effectué. Les effets secondaires de la chimiothérapie chez la souris peuvent se traduire par de la diarrhée. Aux doses décrites dans ce projet, le risque est extrêmement faible. Si toutefois des diarrhées apparaissaient, nous mettrons en place un suivi déshydratation (pli de peau) associé à un suivi de poids tous les jours et du gel nutritif sera mis au fond de la cage. Des points limites ont été établis permettant de détecter le plus précocement possible tout signe de souffrance ou de douleur et ainsi de soustraire l’animal de la procédure rapidement si nécessaire.

Choix des espèces

La souris est utilisée comme organisme modèle. L'animal est absolument nécessaire par son côté physiologique intégratif. Les animaux utilisés dans ce projet sont génétiquement modifiés et ces lignées sont disponible chez la souris. C’est un modèle de référence dans le domaine de la cancérologie et nous possédons les lignées d’intérêt. Enfin, fort de notre expérience sur ce modèle dans des projets antérieurs, nous choisissons de rester sur le modèle murin. La première partie du projet consiste à évaluer les cancers sur les souris mutantes pendant 12 mois. Les souris seront suivies de la naissance jusqu’à maximum l’âge d’un an. Pour la deuxième partie du projet, l’efficacité des traitements sera tester par chimiothérapie à l’âge adulte. Ainsi, les traitements commenceront entre 6 et 12 semaines.

140 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une maladie rénale chronique leur est induite par un régime à l'adénine pendant quatre semaines, suivie de prélèvements sanguins répétés sur animal vigile et de tests de tolérance au glucose et à l'insuline, pour comparer des régimes carencés en acides aminés. Le porteur indique que le dosage final des toxines urémiques exige un millilitre de sang, soit la quasi-totalité du volume sanguin, ce qui justifie la mise à mort de toutes les souris. Il affirme qu'une étude in vivo est "nécessaire", un éventuel essai chez les patients restant conditionnel.

Objectifs

La maladie rénale chronique correspond à une perte irréversible du fonctionnement des reins. Elle touche 3 millions de personnes en France et est associée à une augmentation de la mortalité en partie liée à l’accumulation de déchets. Actuellement un régime pauvre en protéines est proposé aux patients afin de ralentir la progression de la maladie rénale chronique. Les mécanismes à l'origine de cette protection rénale par les régimes pauvres en protéines restent méconnus. Des études récentes ont démontré qu’une diminution sélective en certains acides aminés (les composants des protéines) pouvait préserver le fonctionnement des reins de façon similaire aux régimes en protéines. Par exemple la réduction sélective des acides aminés aromatiques (phénylalanine, tyrosine et tryptophane) chez la souris ayant une maladie rénale chronique était associée à une amélioration de la fonction rénale similaire à celle observée à la diminution de l'ensemble des protéines. Cependant, ce régime n’a pas été comparé à la réduction sélective d’autres familles d’acides aminés. Ainsi notre projet aura pour but de déterminer de façon formelle quelle(s) réduction(s) de quel(s) groupes d’acides aminés en particulier est responsable de la protection rénale. Nous cherchons à étudier, chez la souris ayant une maladie rénale chronique, l’effet de régimes alimentaires sélectivement carencés en certaines familles d’acides aminés sur la fonction rénale, l’accumulation des déchets, le microbiote intestinale et différents paramètres métaboliques : taux de sucre et de lipides dans le sang, état nutritionnel.

Bénéfices attendus

Cette étude nous permettra de mieux comprendre les mécanismes et notamment quels réduction d'acides aminées en particuliers sous tendent l’effet « protecteur» des régimes pauvres en protéines proposés aux patients atteints de maladie rénale chronique afin de préserver leurs reins. Si les résultats sont positifs, ce projet pourra faire l’objet d’un essai thérapeutique (intervention nutritionnelle) chez les patients atteints de maladie rénale chronique.

Procédures

La maladie rénale chronique sera induite chez les souris de façon pharmaceutique en nourrissant les souris pendant 4 semaines avec un régime alimentaire contenant 0,25% d’adénine. Au cours de la procédure les animaux auront plusieurs prélèvements réalisés en condition vigile grâce à une micro-incision longitudinale sur la veine de la queue. L'incision sera désinfectée par une solution iodée et le saignement sera arrêté par un coton hémostatique. Un premier prélèvement (15 μL) réalisé avant la mise en place de régimes spécifiques et réitéré 3 semaines après afin permettra d'effectuer un dosage de l'urée plasmatique. A 11 semaines, nous réaliserons un test de tolérance au glucose après 6 heures de jeûne. Le glucose sera injecté en intra-péritonéale et nous mesurerons la glycémie par une goutte de sang à l’extrémité de la queue à l’injection puis à 15, 30, 60, 90 et 120 min (total 6 prélèvements). A 12 semaine, nous réaliserons un test de tolérance à l’insuline après 6 heures de jeûne. L’insuline sera injectée en intra-péritonéale et nous mesurerons la glycémie par une goutte de sang à l’extrémité de la queue à l’injection puis à 15, 30, 60, 90 et 120 min. Au cours de ces tests, une seule incision permettra de recueillir tous les prélèvements en grattant la croûte formée. A 13 semaine, les souris seront placées 2 par 2, pendant 24 h en cage à diurèse pour collecter l’urine. 48 h après les souris seront mises à mort: une ponction intra-cardiaque sera effectuée après anesthésie profonde, pour évaluer l’accumulation des déchets de la maladie rénale.

Impact sur les animaux

Le régime adénine est bien toléré par les animaux et n’induit qu’un ralentissement de la croissance pondérales liée à une diminution de la prise alimentaire (sans doute lié au goût de l'aliment enrichi en adénine). S’il s’avère que les animaux perdent trop de poids pendant l’induction de la MRC, le régime Adénine pourra être discontinué pendant 2 jours afin de restaurer une croissance pondérale (5 jours de régime adénine – 2 jours de régime standard). Quoiqu’il en soit, les animaux reprennent rapidement du poids à l'issu du régime. L’utilisation de régimes pauvre en protéines ou de modification des apports en AAs ne sont pas responsables d'une perte d'appétit. Ils peuvent cependant induire une agressivité chez les animaux. Au cours des tests de GTT et ITT, les souris auront des prélèvements sanguins réalisés grâce à une incision à l'extrémité de la queue qui peut générer un stress. Préalablement à ces tests métaboliques les souris seront mises à jeun pendant 6 heures. La mise à mort à la fin de l'étude ou en cas d'atteinte d'un point limite sera effectuée sous anesthésie générale.

Devenir

Le dosage des toxines urémiques (les déchets de la maladie rénale) nécessite 200 microlitres de sérum soit 1 ml de sang. Chez une souris, ce volume correspond à une spoliation de la quasi totalité du volume sanguin et justifie donc la mise à mort de toutes les souris à la fin de l'étude soit 140 animaux.

Remplacement

Les mécanismes impliqués dans la production de déchets urémiques et le développement du syndrome urémique sont multifactoriels. La maladie rénale chronique et les déchets urémiques ont un effet délétère sur l’ensemble des tissus de l’organisme comme le rein, la régulation de la glycémie et les paramètres nutritionnels. Ces éléments ne sont pas modélisables sur un modèle cellulaire. Il est donc nécessaire de recourir à une étude in vivo pour étudier l’impact des différent régimes alimentaires sur l’ensemble de ces paramètres étant donné l’impact globale de la maladie rénale chronique. De plus nous voulons étudier en autre les modifications de la structure l’intestin et du rein qui nécessite des examens trop invasifs pour être réalisé chez l’homme. A ce stade de développement, il est impossible de supprimer un ou plusieurs acides aminés dans l’alimentation humaine. Ainsi toute expérimentation dans des modèles cellulaire ou chez l’homme est impossible à ce stade.

Réduction

Nous avons pris les dispositions nécessaires pour éviter le double emploi de notre procédure expérimentale. En effet, à notre connaissance, la question scientifique que nous posons ici n’a encore jamais été adressée. Il s’agit donc d’un projet totalement original et nous avons veillé, lors de l’élaboration de notre procédure, à éviter toute redondance dans les expérimentations. L'analyse statistique sera effectuée par ANOVA ou test non paramétrique de Kruskall-Wallis lorsque justifié. Ces tests seront complétés d'analyses post-hoc. Ainsi, le nombre de souris a été calculé au plus juste pour offrir la puissance statistique maximum. Selon nos données précédente, le nombre de sujets par groupe est de 8. Il a donc été décidé de porter le nombre d’animaux à 10 par groupe afin de parer aux aléas expérimentaux : atteinte de points limites, décès liés à la maladie rénale, échec de l'induction de la maladie rénale par le régime. La procédure sera dans un premier temps réalisé que chez 70 souris mâles et nous renouvellerons l'experience dans les mêmes conditions chez des souris femelles pour évaluer l'impact du sexe sur ces régimes au cours de la maladie rénale chronique. Un total de 140 animaux est donc nécessaire.

Raffinement

Les animaux seront hébergés 5 par cage (stabulation sociale) dans un environnement enrichi. Une surveillance appropriée permettra de repérer la survenue de points limites généraux: apathie, prostration, perte de poids, hypoglycémie profonde. La maladie rénale chronique sera induite chez nos souris par méthode pharmaceutique grâce à un régime en Adénine qui est bien toléré par les animaux. Il peut cependant être responsable d'un ralentissement de la prise pondérale à cause d'une diminution de la prise alimentaire (sans doute lié au goût de l'aliment enrichi en adénine). En cas de perte de poids trop importante, le régime sera suspendu pendant 48h ce qui permet habituellement un rapide rattrapage du poids normal. Au cours de l'étude, des tests de tolérance au glucose et à l'insuline seront réalisés. Le volume d'injection de glucose et d'insuline a été adapté afin de limiter tout inconfort et la glycémie sera suivie toutes les 15 minutes. La survenue d'une hypoglycémie sévère sera suivie d'une injection de glucose et, en cas de peristance, constituera un point limite spécifique de ces tests. Les prélèvements sanguins réalisés au cours de l'étude seront effectués en condition vigile, grâce à une incision de moins de 1mm à l'extrémité de la queue. A la fin de l'étude, tous les individus seront mis à mort. La mise à mort des souris, indiquée par la fin de l'étude ou la survenue d'un point limite, sera réalisée sous anesthésie générale puis dyslocation cervicale.

Choix des espèces

Le présent protocole sera conduit sur des souris, car le modèle de maladie rénale chronique, est facilement réalisable et permet l'induction d'une maladie rénale chronique de stade modéré. De plus, l'altération de la fonction rénale chez la souris reproduit les modifications systémiques que l'on peut observer chez l'homme (accumulation de toxines urémiques, hyperglycémie, modification du microbiote intestinale). Des souris âgées de 6 semaines ont été choisies correspondant à des jeunes adultes chez lesquels l'induction de la maladie rénale est bien tolérée (pas de signe de souffrance des animaux). Etant donnée que la fonction rénale s'altérè de façon physiologique avec l'âge des souris, nous choissisons des souris juvéniles afin de s'affranchir de ce biais.