Troubles musculosquelettiques
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Performances et sécurité de nouveaux agents d’embolisation artérielle (Modification)
- Recherche appliquée
- Cancers
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles urogénitaux
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Pour constituer les dossiers réglementaires d'autorisation de mise sur le marché de nouveaux dispositifs d'embolisation, 47 porcs vont être utilisés, tous tués, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, une partie sous anesthésie sans réveil. Chaque animal subit une anesthésie générale et une embolisation guidée par imagerie de 30 à 40 minutes, avec pour certains une incision d'un vaisseau du rein provoquant une ischémie rénale douloureuse. Le porteur qualifie le recours à l'animal vivant d'"indispensable" et présente ces données comme exigées par les agences sanitaires. Tous les porcs sont mis à mort pour prélever des organes destinés à l'analyse histologique.
Objectifs
L’objectif de ce projet est d’évaluer l’efficacité et la sécurité de nouveaux agents d’embolisation utilisés en radiologie interventionnelle (RI), avant leur application chez les patients. La RI est une spécialité médicale qui associe une technique d’imagerie (rayons X, ultrasons, résonnance magnétique) à un geste mini- invasif pour diagnostiquer et/ou traiter un large éventail de maladies, dont les cancers. L’embolisation est une procédure de radiologie qui consiste à injecter à l’intérieur d’un vaisseau un produit pour l’occlure. Le but visé est, soit d’arrêter un saignement (traumatisme, hémorragie du post-partum, hémoptysie…), soit de dévasculariser un tissu pathologique irrigué par ce vaisseau en le privant d’apport sanguin (fibrome utérin, adénome de la prostate, tumeur hépatique, malformation vasculaire…). De nouveaux matériaux sont actuellement à l’étude pour améliorer les traitements par embolisation. On peut notamment citer les matériaux dégradables, la fonctionnalisation des matériaux ou l’introduction d’adjuvants pour rendre les dispositifs visibles en imagerie ou encore chargeables avec des principes actifs. Tous ces agents d’embolisation sont des dispositifs médicaux implantables pour lesquels la performance et l’innocuité doivent être évalués chez l’animal avant de les utiliser en clinique. Les résultats obtenus seront versés aux dossiers réglementaires pour les demandes d’autorisation de mise sur le marché.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus du projet sont d’ordre technologique et médical. Il s’agit de tester de futurs produits de santé destinés à une utilisation chez l’homme. La radiologie interventionnelle a révolutionné la pratique de la médecine moderne grâce à l'introduction, au développement et à la validation de thérapies peu invasives, dont beaucoup ont non seulement remplacé des procédures invasives, mais ont également offert de nouvelles solutions diagnostiques et thérapeutiques là où il n'en existait pas auparavant. La radiologie interventionnelle s’inscrit de plus en plus dans les perspectives curatives de maladies cancéreuses, que ce soit par l’efficacité propre de ses méthodes ou dans le cadre de traitements combinés avec d’autres techniques. Ce projet bénéficiera donc directement aux patients, les nouveaux agents d’embolisation testés pourront être appliqués en clinique dès leur sécurité d’utilisation établie selon les bonnes pratiques de laboratoire.
Procédures
Chaque animal sera soumis à une anesthésie générale pendant laquelle une prise de sang et une intervention chirurgicale mini-invasive guidée par l’imagerie (embolisations 30-40 minutes) sera réalisée. Un groupe d'animaux sera mis à mort à l'issue de cette procédure sans réveil de l'anesthésie, un autre groupe sera réveillé et observé quotidiennement, de 1 semaine à 3 mois selon les lots, avant une deuxieme anesthésie générale sans réveil pour un contrôle angiographique et un prélèvement sanguin. MODIFICATION Chez un autre groupe d’animaux, la même chirurgie, avec ajout d’une incision au niveau d’un vaisseau du rein, sera réalisée.
Impact sur les animaux
Les nuisances pour les animaux sans réveil sont liées à l’induction de l’anesthésie : stress à la contention, injection intramusculaire. Pour les animaux suivis en post opératoire, le réveil de l’anesthésie peut s’accompagner de nausées, désorientation, hypothermie, irritation trachéale. L’intervention chirurgicale par voie endovasculaire est mini invasive, l’embolisation de branches de l’artère rénale induit une ischémie qui peut amener des douleurs et occasionner une perte d’appétit passagère. Les effets indésirables consécutifs à l’accès vasculaire sont un hématome et éventuellement une boiterie.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort pour prélever des organes à but d'analyses histologiques.
Remplacement
Plusieurs mesures alternatives ont été mises en œuvre en amont des tests in vivo: Lors de l’étape de design du dispositif, les fabricants cherchent les données de biocompatibilité disponibles pour les matériaux utilisés. Ceux dont les effets et les doses toxiques sont connus sont éliminés de la composition de l’implant, afin de réduire le risque d’effets pathologiques locaux. Des tests in vitro de performances ou de cytotoxicité permettent également d’exclure certaines compositions qui ne répondent pas aux spécifications du dispositif, et de diminuer le nombre de prototypes à tester in vivo. Après ces tests préalables sur modèles non-vivants, nous arrivons à un stade de développement des dispositifs où un certain nombre de conditions du vivant ne peuvent être modélisées dans des systèmes in vitro : contact avec le sang, déformation des vaisseaux, réaction tissulaire et dégradation des produits, ré-ouverture des vaisseaux ; cicatrisation, persistance de la fonction rénale… Le recours à l’animal vivant devient alors indispensable, les modèles in vitro sont insuffisants du point de vue réglementaire pour envisager des essais cliniques chez l’Homme: des essais sur animaux vivants sont exigés par les agences sanitaires pour apporter des données supplémentaires fiables sur le comportement des dispositifs implantables dans les tissus vivants.
Réduction
Tous les moyens ont été mis en œuvre pour réduire le nombre d’animaux, à savoir premiers essais initiés sur modèles alternatifs, progression par étapes avec amélioration et raffinement des dispositifs, détermination des effectifs sur la base des attentes réglementaires, progression par étapes avec amélioration et raffinement des dispositifs. Le nombre total d’animaux est aussi optimisé en traitant les deux reins et en réalisant plusieurs embolisations par coté (tout en maintenant une fonction rénale de 50%).
Raffinement
Toutes les interventions (prise de sang, angiographie, embolisations) se font sous anesthésie générale avec traitement de la douleur. Les animaux sont hébergés en groupe social dans un environnement contrôlé en température et hygrométrie. Ils reçoivent une alimentation adaptée à leurs besoins, de l’eau à volonté, des jouets et dispositifs favorisant leurs comportements naturels comme le fouissage et mâchouillement. Un temps d'habituation avec douche tiède, promenade et distribution de récompenses permet leur familiarisation et la réalisation des examens cliniques sans contrainte (prise de température, palpation, auscultation...). Une équipe compétente de zootechniciens, vétérinaire et médecins assure au quotidien l’entretien, la surveillance et les soins. Une vidéosurveillance 24h/24 permet d'observer les comportements en animalerie et d'intervention rapidement en cas d’anomalie. Une grille d’évaluation de la douleur est établie avec la conduite à tenir en cas de complications. Des points limites sont définis pour arrêter la procédure en cas de souffrance. La Structure en charge du bien-être animal accompagne le suivi des animaux. Avec le vétérinaire désigné, elle conseille les responsables dans l’amélioration de leurs pratiques en faveur du bien-être des animaux et de l’application des 3R.
Choix des espèces
Parmi les différentes espèces animales, le porc est l’espèce de choix pour les études impliquant de la chirurgie en raison de sa grande taille et de ses ressemblances anatomiques avec l'homme. Les similitudes vasculaires (arborescence générale, calibres des vaisseaux, flux sanguins) permettent de reproduire fidèlement chez le porc les scénarios d’administration vasculaire des agents d’embolisation en radiologie interventionnelle, avec des imageurs et matériels identiques à ceux utilisés pour les patients. De jeunes porcs charcutiers, âgés de 3 à 5 mois, seront utilisés. A cet âge les animaux ont atteint une taille suffisante pour réaliser les procédures de cathétérisme et embolisation avec le même matériel que chez l’homme.
Caractérisation d’un modèle humanisé de myopathie myotubulaire liée à l’X
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- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Les souris mâles malades atteignent un point limite entre sept et huit semaines, marqué par une paralysie des membres postérieurs et une forte perte de poids. 94 souris sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère, toutes tuées à l'issue. Elles subissent des mesures hebdomadaires de force, puis un test contractile final sous anesthésie sans réveil, pour caractériser un nouveau modèle humanisé de myopathie myotubulaire. Le porteur reconnaît que les animaux issus du croisement pourraient présenter un phénotype encore inconnu, traité par précaution comme dommageable.
Objectifs
La myopathie myotubulaire liée à l’X (XLMTM) appartient à un groupe de maladies génétiques appelées les myopathies centronucléaires (CNM), caractérisées par une altération sévère de la fonction des muscles squelettiques, touchant exclusivement les individus de sexe masculin. Cette pathologie entraîne une atteinte sévère de la qualité de vie des patients, avec un décès prématuré avant l’âge de 18 mois dans environ la moitié des cas, ou plus tardivement au cours de la petite enfance. À ce jour, aucune thérapie curative n’est disponible. Des travaux antérieurs ont mis en évidence deux variations génétiques susceptibles d’être ciblées, présentes chez près de 70 % des patients atteints de myopathies centronucléaires, dont la myopathie myotubulaire. L’objectif de ce projet est de générer un nouveau modèle murin humanisé de la myopathie XLMTM, porteur de ces variations génétiques humaines, afin de permettre le développement ultérieur d’une stratégie thérapeutique applicable chez l’homme. Ce modèle constituerait un outil pertinent pour l’évaluation préclinique de thérapies géniques dans un contexte de souris humanisée présentant la pathologie.
Bénéfices attendus
La progéniture de ce croisement permettra d’évaluer une preuve de concept thérapeutique ciblant les variations génétiques humaines chez plus de 70 % des patients atteints de CNM, notamment les formes sévères. Ce modèle permettra de valider une approche applicable à diverses formes de CNM.
Procédures
Le projet est divisé en 2 groupes d’animaux : (Groupe 1) : Évaluation de la surexpression d’un gène d’intérêt sur la survie des souris. Un suivi non invasif des souris sera mis en place avec la mesure de la force du corps durant 3 fois 1 minute réalisé une fois par semaine, un test de mesure de la force des pattes durant 3 fois 1 minute réalisé une fois par semaines et une pesée régulière, une fois par semaine de 2 à 4 semaines d’âge, tous les 2 à 3 jours à partir de 4 semaines d’âge et tous les 1 à 2 jours à partir de 6 semaines. Ensuite, (Groupe 2) Évaluation de la surexpression d’un gène d’intérêt sur la force des souris : Chaque semaine, deux tests seront effectués : un test non invasif de la force du corps et un test non invasif de la force des pattes. Ces tests dureront 3 fois 1 minute et seront répétés une fois par semaine, de la 4ᵉ à la 7ᵉ semaine. Chaque semaine, une mesure de la coordination motrice sera répétée de la 4e à la 7e semaine. Pour finir, un test de mesure contractile du muscle, réalisé une fois sous anesthésie générale à la fin de l’étude, durant au maximum 1 heure. Une pesée régulière sera mise en place une fois par semaine, de 2 à 4 semaines d’âge, puis tous les 2 à 3 jours à partir de 4 semaines d’âge, et tous les 1 à 2 jours à partir de 6 semaines d’âge. Le test de mesure de la force contractile est une procédure chirurgicale sans réveil, au terme de laquelle les animaux seront mis à mort.
Impact sur les animaux
Les souris transgéniques humanisée utilisées pour ce croisement ne présentent pas de phénotype dommageable. En revanche, les souris mâles atteintes du modèle de la maladie développent une atteinte locomotrice progressive à partir de 4 à 5 semaines de vie et atteignent généralement un point limite entre 7 et 8 semaines. Cette atteinte se traduit notamment par une paralysie des membres postérieurs et une perte de poids importante. Les souris issues du nouveau croisement pourraient présenter un phénotype encore inconnu. Par précaution, ces animaux seront considérés comme potentiellement dommageables dans l’attente des premières données expérimentales et feront l’objet du même protocole de surveillance et des mêmes critères de point limite que les souris malades du modèle. Les nuisances associées aux tests phénotypiques pourront inclure la peur de la chute lors du test de mesure de la force du corps, le stress lié à la contention ainsi qu’une douleur potentielle lors des injections nécessaires à certaines mesures expérimentales (mesure de la force des pattes et de la coordination motrice). Les souris malades présentent des difficultés locomotrices à partir de 4 semaines, entraînant une paralysie des membres postérieurs et une perte de poids vers 7 à 8 semaines. Il n’est pas exclu que les animaux puissent ressentir de la douleur liée à des problèmes musculaires (comme des crampes). Les nuisances liées aux tests incluent du stress lors des différents tests pour évaluer le phénotype musculaire, et lors de la contention durant les injections, ainsi qu’une douleur lors de l’insertion de l’aiguille.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort afin de prélever les muscles et organes nécessaires aux études histologiques et moléculaires.
Remplacement
Le modèle murin est physiologiquement et structurellement proche de l’Homme, ce qui nous permettra d’étudier, d’une part, la physiopathologie. De plus, une étude exclusivement réalisée sur des cellules ne suffirait pas à elle seule, car les effets sur l’ensemble de l’organisme et l’évaluation de la force musculaire seraient impossibles à mesurer.
Réduction
Le nombre d’animaux a été choisi sur la base des données de la littérature, afin de détecter une différence statistiquement significative entre les différents groupes d’animaux (malades, sains, etc.). Lorsque cela est possible, des animaux de la procédure 2 pourront être utilisés pour réduire le nombre nécessaire à la procédure 3. Les tests de mesure de la force du corps, de la force des pattes et de la coordination motrice sont non invasifs ; ils permettent de réutiliser les mêmes animaux à chaque point dans le temps, et un même animal pourra donc produire des données de force globale et contractile, ainsi que des données histologiques et moléculaires.
Raffinement
Pour prévenir toute malnutrition qui pourrait être due à des difficultés locomotrices, de la nourriture hydratée en gelée sera placée dans la cage dès l’apparition des premiers symptômes à 4 semaines. Lors du test sous anesthésie générale, la température corporelle de l’animal sera maintenue à l’aide d’une plaque chauffante. Pour les nouveau-nés, leur capacité à se mouvoir et le comportement maternel seront observés quotidiennement durant la première semaine de vie À partir de l’âge de 2 semaines, les animaux seront pesés de manière hebdomadaire. La fréquence de pesée sera augmentée à tous les 2 à 3 jours dès l’âge de 4 semaines, correspondant au début d’apparition du phénotype, puis à tous les 1 à 2 jours à partir de 6 semaines en raison de l’aggravation progressive du phénotype. En cas d'infection importante, à la suite d’une bagarre par exemple, les animaux seront euthanasiés sur avis vétérinaire.
Choix des espèces
Le modèle de souris récapitule fidèlement le phénotype locomoteur et histologique présent chez les patients, et constitue donc un bon modèle pour l’étude des mécanismes pathologiques et l’évaluation de thérapies. La maladie affectant les hommes, seuls les animaux mâles seront étudiés. Les défauts locomoteurs apparaissent à 4 semaines et progressent jusqu’à 8 semaines. Le suivi longitudinal de force globale sera donc effectué à partir de 4 semaines, avec un test contractile final à 7 semaines, précédant la paralysie des membres postérieurs, dans le cas du groupe 2. Pour les études de survie (groupe 1), le suivi de la force est prolongé jusqu'à atteinte d'un point limite. Tous les animaux sont pesés régulièrement dès 2 semaines d'âge pour détecter toute détresse animale au plus vite
Modulation thérapeutique de l’architecture nucléaire par AAV dans un modèle murin de myopathie centronucléaire et wild type
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- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Atteintes d'une forme grave de myopathie qui les tue spontanément vers six ou sept semaines, une partie des 224 souris de ce projet développe faiblesse musculaire et perte de poids indépendamment du traitement. Le niveau de souffrance déclaré va de modéré à sévère, et toutes les souris, malades comme témoins, sont tuées en fin d'expérience pour analyse des muscles. Elles reçoivent une injection unique de thérapie génique par virus sous anesthésie légère, puis des tests de force et de marche. Seuls des mâles sont utilisés, la maladie étant liée au chromosome X.
Objectifs
Ce projet a pour but de tester si l’injection d’un traitement génétique peut améliorer le phénotype musculaire de souris atteintes d’une forme grave de myopathie rare. Cette maladie ne dispose actuellement d’aucun traitement curatif. Pour cela, on utilisera des virus inoffensifs capables de transporter soit de petites molécules destinées à bloquer certains gènes susceptibles d’aggraver la maladie, soit des copies complètes de ces mêmes gènes, afin d’en étudier les effets dans des souris contrôles et dans des souris malades. Le traitement sera administré après la naissance afin de corriger le fonctionnement des muscles altérés ou d’analyser les conséquences de cette modulation génétique dans un contexte musculaire sain et pathologique. En complément de ces approches, une étude pilote sera réalisée à l’aide d’une autre méthode de blocage génétique. Cette technique vise à bloquer spécifiquement une molécule d’ARN soupçonnée de jouer un rôle dans la maladie. Ce traitement sera injecté localement dans le muscle afin d’en évaluer l’efficacité.
Bénéfices attendus
Ce projet pourrait démontrer qu’il est possible de corriger certains défauts musculaires en ciblant des gènes spécifiques, ou que l’augmentation de l’expression de certains gènes a un effet positif ou négatif sur la fonction musculaire. À terme, cela pourrait contribuer au développement de nouveaux traitements pour des maladies musculaires génétiques sévères qui ne disposent aujourd’hui d’aucun traitement curatif. Ce projet permettra aussi d’identifier des gènes à privilégier ou à éviter dans une approche thérapeutique.
Procédures
Les animaux recevront une injection unique par voie systémique ou intramusculaire sous anesthésie légère. L’injection durera moins de cinq minutes par animal. Aucun geste chirurgical lourd ne sera réalisé. Des tests fonctionnels non invasifs (force de préhension, analyse de la démarche, test d’endurance) seront effectués pour évaluer l’effet des traitements. À la fin de l’expérience, après anesthésie et euthanasie, des prélèvements musculaires seront réalisés pour analyses histologiques et moléculaires.
Impact sur les animaux
Les injections peuvent entraîner un léger inconfort transitoire au point d’injection (rougeur, légère inflammation) ou un stress momentané lié à la manipulation. Chez les souris malades, des signes cliniques sévères sont attendus indépendamment du traitement, en lien avec la maladie : perte de poids progressive, faiblesse musculaire marquée, réduction de la mobilité, difficultés d’alimentation et mortalité spontanée entre 6 et 7 semaines d’âge. Chez les animaux sains comme chez les animaux malades, la diminution ou l’augmentation de l’expression de certains gènes candidats pourrait entraîner une faiblesse musculaire, une baisse d’activité, une altération de la marche ou une aggravation du phénotype musculaire. Ces effets, difficiles à prédire, feront l’objet d’une surveillance attentive.
Devenir
Les animaux seront euthanasiés à la fin de l’expérience afin de permettre l’analyse détaillée des muscles et d’autres organes aux niveaux histologique, cellulaire et moléculaire. Ces analyses post-mortem sont indispensables pour évaluer précisément l’effet des traitements et comprendre les mécanismes biologiques impliqués. L’euthanasie sera réalisée sous anesthésie profonde afin d’éviter toute souffrance.
Remplacement
Il n’est pas possible d’utiliser uniquement des cellules en culture à la place des souris, car les phénomènes étudiés (comme la position des noyaux, la force musculaire ou les effets généraux d’une modification de l’expression de certains gènes) nécessitent un organisme entier pour être correctement observés.
Réduction
Le nombre de souris utilisées a été soigneusement calculé pour être le plus faible possible tout en permettant d’obtenir des résultats fiables. Des méthodes statistiques seront utilisées pour s’assurer que ce nombre est suffisant, y compris pour les groupes recevant une augmentation de l’expression de certains gènes. Des tests fonctionnels complémentaires (force de préhension, tapis roulant, analyse de la démarche et évaluation de la fonction musculaire) contribueront également à l’évaluation globale des effets du traitement.
Raffinement
Les procédures susceptibles de provoquer de la douleur ou du stress sont réalisées sous anesthésie afin de limiter au maximum la souffrance. Les cages sont enrichies (abris, nourriture en gel facilement accessible) et les animaux sont surveillés régulièrement. Des critères précis ont été définis pour repérer rapidement tout signe de souffrance. Si nécessaire, la procédure est interrompue et l’animal est euthanasié sans délai afin d’éviter toute souffrance excessive.
Choix des espèces
Le modèle choisi reproduit de manière pertinente la maladie humaine étudiée (une forme grave de myopathie) : les souris présentent des noyaux mal positionnés dans leurs muscles (au centre plutôt qu’en périphérie), une faiblesse musculaire et une mort précoce, ce qui permet d’étudier la maladie dans des conditions réalistes. Seuls les mâles seront utilisés car cette maladie génétique touche principalement les mâles (elle est liée au chromosome X). L’utilisation de femelles n’aurait donc pas d’intérêt scientifique dans cette étude. Les souris seront traitées entre 2 et 5 semaines d’âge, ce qui correspond à une période où les muscles sont encore en cours de développement. Cela permet une bonne efficacité du traitement. Les souris malades ne vivent généralement que jusqu’à 6 ou 7 semaines ; il est donc important d’intervenir tôt pour évaluer les effets du traitement avant que la maladie ne soit trop avancée. Les souris contrôles (WT), y compris celles recevant des vecteurs de surexpression, suivront le même protocole d’injection afin que les groupes soient comparables.
Évaluation de trois inhibiteurs chez des souris sauvages et modèles de myopathie constitutionnelle : analyse fonctionnelle, électrophysiologique et histologique du muscle squelettique (3-7 semaines).
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
80 souris, la moitié atteintes d'une myopathie congénitale, sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré à sévère, toutes tuées à l'issue. Elles reçoivent une injection hebdomadaire de l'âge de trois à sept semaines, subissent des tests de force et de démarche, puis une mesure de force musculaire sous anesthésie profonde d'une heure suivie de la mise à mort. Les souris myopathiques, plus vulnérables, peuvent développer une faiblesse progressive et des complications respiratoires. Le porteur qualifie ce protocole de conforme aux 3R et destiné à minimiser la souffrance, alors qu'il programme la mise à mort de quarante animaux en gravité sévère.
Objectifs
Les objectifs de ce projet sont d’évaluer de manière préclinique l’effet de trois inhibiteurs d’une cible protéique clé de la dynamique membranaire sur le phénotype neuromusculaire de souris sauvages et de souris présentant une myopathie congénitale de type X, dans un schéma de traitement précoce débutant au sevrage, et de caractériser l’impact de ces molécules sur la fonction locomotrice, la force musculaire, l'activité électrique des muscles, la structure microscopique, du muscle tibial antérieur afin d’identifier des candidats thérapeutiques prometteurs pour les myopathies congénitales associées à cette voie moléculaire. Il s’agit également de définir un protocole expérimental standardisé, reproductible et conforme aux principes des 3R, qui pourra servir de base à des études ultérieures, tout en produisant des données scientifiques robustes sur l’efficacité et la tolérance de ces inhibiteurs, tout en minimisant la souffrance animale et en garantissant la qualité méthodologique des résultats.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’approfondir la compréhension du rôle d’une cible protéique clé de la dynamique membranaire dans la physiopathologie des myopathies congénitales de type X, ainsi que des mécanismes par lesquels son inhibition peut moduler la fonction neuromusculaire et la structure musculaire. Il vise également à identifier, parmi les trois inhibiteurs testés, ceux qui présentent un effet bénéfique sur la fonction locomotrice, la force musculaire, l’électrophysiologie et l’architecture histologique du muscle tibial antérieur, en vue de leur éventuelle valorisation comme candidats thérapeutiques. Le projet contribuera à définir un protocole expérimental standardisé, reproductible et conforme aux principes des 3R, qui pourra servir de référence pour des études futures, tout en minimisant la souffrance animale. Les données produites pourront alimenter des publications scientifiques, des collaborations avec d’autres laboratoires ou des partenariats avec l’industrie pharmaceutique, dans une logique de transfert de connaissances et de technologies. À plus long terme, ce projet pourra contribuer à l’amélioration des perspectives thérapeutiques pour les patients atteints de myopathies congénitales, en apportant des preuves précliniques solides sur l’efficacité et la tolérance de nouvelles approches pharmacologiques.
Procédures
Chaque animal sera pesé et une fois par semaine de 3 à 7 semaines. Les animaux recevront une injection intrapéritonéale hebdomadaire de l'âge de 3 semaines jusqu'à l'âge de 7 semaines. L’analyse de la démarche sera réalisée à 3, 5 et 7 semaines, avec une séance de marche d’environ 1 minute par animal. Le test de la grille retournée sera effectué à 3, 5 et 7 semaines, avec 3 essais de 60 secondes maximum chacun, espacés de 15 minutes de repos entre essais. L'enregistrement de l’activité musculaire sera réalisé une fois à 7 semaines, sous anesthésie, avec une durée maximale d’environ 15 minutes par animal. La mesure de force musculaire sera réalisée à 7 semaines sous anesthésie générale profonde, avec une durée totale de procédure d’environ 1 heure par animal, suivie d’une mise à mort.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables prévus sur les animaux sont principalement liés aux manipulations, aux injections et aux procédures fonctionnelles. Les prises en main répétées, les pesées et les tests comportementaux peuvent induire un stress modéré transitoire, limité par une acclimatation préalable et des conditions de travail standardisées. Les injections intrapéritonéales peuvent provoquer une douleur ou un inconfort local minime, ainsi qu’un stress lié à la contention, mais ces effets sont limités par l’utilisation d’aiguilles fines, de volumes faibles et d’un geste rapide. Les tests fonctionnels sont non invasifs ou peu invasifs mais peuvent entraîner une fatigue ou un stress modéré transitoire, en particulier chez les souris présentant une myopathie congénitale de type X, plus vulnérables. Ces tests commencent au sevrage à 3 semaines d’âge et se répètent jusqu’à 7 semaines pour la démarche et le test de la grille retournée et à 7 semaines pour la mesure de force musculaire. La mesure de force musculaire sous anesthésie générale profonde comporte des risques de dépression respiratoire et d’hypothermie, limités par un monitoring et une gestion adaptée réalisé à 7 semaines.
Devenir
Le protocole prévoit des prélèvements terminaux de tissus musculaires (tibial antérieur) et, le cas échéant, d’autres organes, nécessaires pour des analyses histologiques, biochimiques et moléculaires. Ces prélèvements entraînent la mise à mort de l’animal, réalisée sous anesthésie profonde immédiatement après la dernière procédure fonctionnelle à 7 semaines. Cette approche permet de limiter la durée de souffrance potentielle et d’éviter toute détérioration clinique ultérieure, en particulier chez les souris myopathiques susceptibles de développer une faiblesse progressive et des complications respiratoires. La collecte terminale de muscles et d’organes est indispensable pour corréler le phénotype fonctionnel avec les analyses moléculaires et histologiques, et pour évaluer l’impact bénéfique potentiel des traitements sur le phénotype musculaire. Les prélèvements étant réalisés après la mise à mort, ils ne s’accompagnent d’aucune douleur supplémentaire pour l’animal.
Remplacement
Les tests précliniques in vitro et in cellulo (culture cellulaire, modèles cellulaires de myotubes) ont été utilisés en amont pour identifier les trois molécules testées, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaires à la phase de criblage. Les analyses histologiques, moléculaires et ultrastructurales seront réalisées sur un même lot de tissus musculaires (tibial antérieur), permettant de répondre à plusieurs questions scientifiques avec un même prélèvement et d’éviter des expérimentations supplémentaires sur de nouveaux animaux. Le recours à un modèle animal est justifié par l’objectif de tester l’effet des molécules sur un organisme entier, afin d’évaluer la biodistribution, la tolérance systémique, l’impact sur la fonction musculaire globale et les interactions entre tissus, ce que les modèles in vitro ou in silico ne permettent pas d’appréhender de manière satisfaisante. Des approches alternatives (cultures cellulaires, modèles bio‑informatiques) sont utilisées en amont ou en parallèle lorsque cela est pertinent, mais ne remplacent pas la nécessité d’un modèle murin vivant pour l’étude de la myopathie congénitale et de l’effet des traitements.
Réduction
Les procédures de phénotypage non invasif (pesée, mesure de la longueur corporelle, analyse de la démarche sur Digigait, test de la grille retournée) et les mesures de force musculaire in situ sont regroupées autant que possible sur les mêmes animaux, afin d’obtenir un maximum d’informations fonctionnelles par individu. Les prélèvements terminaux de muscles et d’organes sont réalisés sur chaque animal à la fin de la période de traitement ou de survie, ce qui permet de corréler données fonctionnelles et analyses moléculaires/histologiques sans multiplier les cohortes. Le nombre d’animaux est calculé de façon statistique afin d’obtenir des résultats scientifiquement robustes avec le minimum d’individus nécessaires, en évitant les répétitions inutiles. Les mêmes animaux servent pour l’ensemble des tests fonctionnels et pour les prélèvements terminaux, ce qui maximise l’information obtenue par animal et limite le recours à de nouvelles expérimentations. Les analyses histologiques, moléculaires et ultrastructurales seront réalisées sur un même lot de tissus musculaires Tibialis Antérior (TA), permettant de répondre à plusieurs questions scientifiques avec un même prélèvement et d’éviter des expérimentations supplémentaires sur de nouveaux animaux.
Raffinement
Au sevrage vers 3–4 semaines, les animaux sont pesés une fois par semaine afin de surveiller leur état général ; en cas de perte de poids, la pesée est effectuée quotidiennement pour suivre l’évolution et adapter rapidement la prise en charge. En cas de difficultés de locomotion ou de prise alimentaire, de la nourriture en gel est ajoutée dans les cages pour faciliter l’accès à la nourriture, améliorer l’hydratation et prévenir la dénutrition. Les animaux sont progressivement habitués aux manipulations et aux tests comportementaux non invasifs (pesée, mesure, Digigait, grille retournée) au cours des semaines précédant l'expérience, afin de minimiser le stress et d'améliorer la fiabilité des mesures. Les procédures de phénotypage comportemental et locomoteur (grille retournée, analyse de la démarche) et l’enregistrement de l’EMG sont non invasifs ou peu invasifs et réalisés chez l’animal vigile ou sous anesthésie, avec une durée de test strictement limitée et une fréquence régulée pour éviter la fatigue et le stress cumulatif. Les mesures de force musculaire in situ sont réalisées sous anesthésie générale profonde et anti‑douleur, avec une durée d’anesthésie minimale, une surveillance respiratoire continue et un maintien de la température corporelle afin de préserver le bien‑être de l’animal. Pour l'électromyographie (EMG) et la mesure in situ de la force musculaire, un gel ophtalmique est appliqué sur les yeux afin de prévenir le dessèchement cornéen pendant l’anesthésie. Les injections intrapéritonéales (anesthésie et traitement) sont réalisées avec une contention douce et une manipulation rapide. Enfin, la mise à mort en fin de procédure, suivie de prélèvements terminaux, évite la poursuite de l’expérience au‑delà d’un stade où la progression de la myopathie pourrait entraîner une détérioration importante de l’état des animaux. Des points limites clairs ont été définis et seront strictement appliqués afin d'assurer le bien-être animal conformément aux principes des 3R.
Choix des espèces
La souris est choisie comme espèce car elle constitue le modèle mammifère de référence pour l’étude des myopathies génétiques, avec une physiologie musculaire, une organisation du système neuromusculaire et une génétique très proche de celles de l’Homme, ce qui permet d’extrapoler les données fonctionnelles et moléculaires aux patients. Les animaux sont utilisés du sevrage (3–4 semaines) jusqu’à 7 semaines, stade correspondant à la jeune souris adulte où le phénotype musculaire est suffisamment exprimé pour permettre l’évaluation de la myopathie et de l’effet des traitements. Cet intervalle couvre la période où la progression de la myopathie est mesurable par tests comportementaux et locomoteurs (grille retournée, analyse de la démarche, électromyographie (EMG) ) et où les prélèvements terminaux de muscles et d’organes fournissent des tissus de qualité pour les analyses histologiques et moléculaires. Ce choix d’espèce et de stade de développement est considéré comme le plus raffiné et pertinent pour atteindre les objectifs du projet : tester des molécules sur un organisme entier, corréler phénotype fonctionnel et analyses moléculaires, et minimiser le nombre d’animaux tout en garantissant la robustesse des données.
Comparaison des données histologiques, échographiques et IRM du muscle squelettique de rats dystrophiques
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
32 rats porteurs d'une dystrophie musculaire sont opérés sous anesthésie et tués avant tout réveil, dans des procédures classées sans réveil. Ils subissent une échographie puis une IRM des pattes, avant que leurs muscles ne soient prélevés pour histologie. Le projet affiche pourtant l'objectif inverse, remplacer à terme la mise à mort par un suivi non invasif afin de réduire le nombre d'animaux tués. Pour valider cette méthode censée épargner des animaux, 32 rats sont donc tués.
Objectifs
L'objectif de ce projet est de corréler à l'histologie les données d'échographie et d'IRM de muscles de rats dystrophiques. Ceci permettra à terme de remplacer les prélèvements de muscles pour analyses histologiques, nécessitant la mise à mort des animaux, par un suivi longitudinal non invasif, ce qui réduira le nombre d'animaux dans les études.
Bénéfices attendus
A l'issu de ce projet, nous espérons que l'utilisation des approches échographiques et IRM permettront de caractériser des biomarqueurs spécifiques d'atteintes histologiques, ce qui permettra de diminuer la mise à mort des animaux pour le suivi de l'évolution des maladies neurodégénératives. A plus long terme, ces travaux contribueront à une meilleure caractérisation des muscles squelettiques sur des images d'échographies et d'IRM chez l'Homme, notamment dans le cadre de pathologies.
Procédures
Tous les animaux réaliseront une échographie musculaire et un IRM musculaire des pattes inférieures sous anesthésie.
Impact sur les animaux
Les rats dystrophiques (Dystrophie musculaire de Duchenne, DMD) développent spontanément une dystrophie musculaire. La caractérisation du phénotype de ces animaux a été déjà été réalisée et publiée. Jusqu'à l'âge de 9 mois, les anomalies fonctionnelles des rats dystrophiques ne causent pas de problème majeur pour la vie quotidienne des animaux (rythme circadien, toilette, alimentation, sommeil, état général). A partir de 9 mois, la force musculaire des rats diminue, leurs muscles masticatoires sont moins efficaces et ils ont tendance à moins s'alimenter. Nous réaliserons le protocole expérimental avant 8 mois, c'est à dire avant l'apparition des phénotypes dommageables.
Devenir
Une échographie musculaire puis une IRM des pattes inférieures sera réalisée chez les rats sous anesthésie sans réveil. Les muscles des pattes inférieures seront ensuite étudiés par histologie afin de corréler l'ensemble des mesures et identifier des biomarqueurs spécifiques de l'évolution de la maladie.
Remplacement
Ce projet a pour objectif de remplacer la mise à mort des animaux pour des prélèvements musculaires pour histologie en effectuant un suivi longitudinal des animaux vivants pour la caractérisation phénotypique du muscle par des approches non -invasives (échographie et IRM).
Réduction
Les calculs de puissance statistique nous recommandent d'utiliser 8 rats par groupe, ce qui a déjà été validé par l'équipe ayant généré le modèle pour la caractérisation d'autres paramètres.
Raffinement
Les animaux sont stabulés en portoirs à cages ventilées, dans des pièces dont la température et l’hygrométrie sont contrôlées, monitorées et fidèles à la réglementation. Les animaux ont un accès ad libitum à la nourriture et à l'eau. Le cycle d'éclairage est de 12h par jour. Dans l'animalerie dans laquelle sont nés les ratons, les animaux sont hébergés avec leurs congénères, à 7 ou 8 ratons par cage à l'âge d'un mois. Puis ce nombre est réduit progressivement jusqu'à atteindre 3 rats par cage pour les animaux de plus de 600 g. L'isolement n'existe jamais et le milieu est enrichi avec des lanières de papier Kraft, des bâtons de bois à ronger, des balles rondes, des tunnels ou des carrés de coton compacté. Pour éviter une réponse de stress induite par les divers tests, les animaux seront habitués dès leur plus jeune âge à être manipulés régulièrement, le plus en douceur possible. Des points limites ont été établis et seront constamment évalués en observant individuellement les animaux chaque jour, week-ends et jours fériés inclus. Tout dépassement des points limites sera suivi d'une action correctrice et en cas d'absence de bénéfice, la mise à mort compassionnelle de l'animal sera réalisée avant qu'il ne souffre. Le suivi des animaux sera conduit par un personnel autorisé et compétent pour reconnaître, quantifier, atténuer ou supprimer les signes de douleur ressentie chez les animaux.
Choix des espèces
Le modèle de rat DMD utilisé dans ce projet est à ce jour le modèle de rongeur mimant au mieux la Dystrophie Musculaire de Duchenne chez l'Homme. Deux groupes d'âges seront étudiés: 2-5 mois et 6-8 mois afin de pouvoir réaliser le suivi longitudinal de la pathologie, avant l'apparition des phénotypes dommageables.
Evaluation d’approches de thérapie génique et de stratégies oligonucléotidiques dans la dystrophie musculaire de Duchenne
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
1 500 souris porteuses du gène humain vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chaque animal reçoit une seule molécule par injection dans le sang ou sous la peau, répétée chaque semaine jusqu'à six mois, pour tester des stratégies contre la dystrophie musculaire de Duchenne. Le porteur affirme qu'aucun modèle cellulaire ne peut remplacer un organisme vivant et conclut à la "nécessité" de la souris. Les bénéfices attendus, la sélection de molécules pour de futurs essais cliniques, restent au conditionnel, alors que les injections hebdomadaires et la mise à mort sont certaines.
Objectifs
Notre équipe mène des travaux visant à développer de nouvelles stratégies thérapeutiques pour une maladie génétique rare et sévère, la dystrophie musculaire de Duchenne, caractérisée par une perte progressive de la force musculaire. Cette pathologie est causée par une altération d’un gène essentiel au bon fonctionnement des fibres musculaires. En raison de cette anomalie génétique, l’organisme ne produit plus correctement une protéine indispensable à la stabilité et à l’intégrité des muscles, affectant notamment la marche, la respiration et le coeur. L’une des approches thérapeutiques étudiées consiste à favoriser la production d’une version plus courte mais fonctionnelle de cette protéine pour ralentir la dégénérescence musculaire. Dans ce cadre, nous évaluons deux stratégies complémentaires visant à modifier le message génétique transmis aux cellules afin de produire une protéine fonctionnelle. Avant toute application chez l’être humain, ces approches sont testées dans un modèle murin exprimant le gène humain entier.
Bénéfices attendus
L’objectif principal de notre projet est d’identifier une ou plusieurs molécules thérapeutiques susceptibles d’être utilisées dans de futurs essais cliniques pour le traitement de la dystrophie musculaire de Duchenne. Les bénéfices attendus de ce projet sont donc de pouvoir sélectionner les molécules efficaces et qui pourraient ensuite être testées sur des patients.
Procédures
Chaque animal ne reçoit qu’un seul type d’injection (dans le sang ou sous la peau) avec une seule molécule, pour voir si elle est efficace. Ces deux voies d'injections sont rapides (moins d’une minute) et peuvent être répétées toutes les semaines, jusqu’à 6 mois.
Impact sur les animaux
Les injections peuvent entraîner chez les animaux : une douleur modérée sur de courte période, et de faibles pertes de poids et présentent un risque d’infection au point d’injection.
Devenir
En fin de projet, tous les animaux seront mis à mort afin d’analyser, au niveau des organes, les effets des molécules injectées.
Remplacement
La recherche en bioinformatique de candidats et les analyses réalisées sur modèles cellulaires permettent d’effectuer un premier criblage des molécules. Cependant, aucun modèle cellulaire ne peut remplacer complètement un organisme vivant. Il est donc indispensable de mener ces études dans un modèle animal, qui permet d’évaluer l'efficacité de la molécule.
Réduction
Le nombre d’animaux a été réduit au strict minimum nécessaire pour obtenir des résultats représentatifs et fiables. Nous avons utilisé un outil informatique pour calculer le nombre d’animaux nécessaires.
Raffinement
La fréquence des injections pourra être réduite si les résultats initiaux indiquent une efficacité suffisante de la molécule. De la nourriture en gelée sera mise à disposition dans les cages des individus fragiles ou ayant subi une procédure, afin de faciliter leur prise alimentaire. De plus, toutes les interventions douloureuses seront précédées de l'administration d’un antidouleur et se feront sous anesthésie. Un suivi, accompagné d’une grille d’évaluation, sera assuré tout au long de la procédure et des mesures seront prises afin d'éviter toute souffrance inutile (utilisation de points limites ou critère d’arrêt précoce).
Choix des espèces
L’utilisation de souris portant le gène humain nous permettra d’évaluer l'efficacité de nos molécules sur le gène humain à l’échelle d’un organisme entier. La souris étant l’un des modèles les plus utilisés et les mieux documentés en recherche préclinique, ce modèle est particulièrement pertinent pour ce type d’étude.
Prélèvement de tissu pour le génotypage d’animaux génétiquement altérés
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Troubles cardiaques
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Troubles respiratoires
- Troubles urogénitaux
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
180 000 souris subissent un poinçon à l'oreille pour le génotypage, geste qui provoque une douleur aiguë immédiate, dans des procédures classées d'un niveau de souffrance léger. Cette biopsie sert à identifier les animaux porteurs de mutations, dans un établissement qui maintient environ 450 lignées de souris génétiquement modifiées. Contrairement à la plupart des projets, ces souris ne sont pas tuées à l'issue de la procédure. Elles restent en vie et le chercheur en charge de chaque lignée décide ensuite de leur sort selon les projets qu'il mène.
Objectifs
Notre institut a pour mission de créer et d’élever des souris génétiquement modifiées. Ces animaux servent de modèles pour l’étude de maladies génétiques humaines, aussi bien pour comprendre le mécanisme de la maladie que pour tenter de trouver des traitements. Les souris qui naissent ne sont pas toutes porteuses de la mutation d’intérêt et/ou pas de la même manière, on dit qu'elles n'ont pas le même génotype. Pour déterminer ce génotype, nous devons faire une analyse de leur ADN en prélevant sur chaque souris un petit peu de tissu au niveau de l’oreille.
Bénéfices attendus
La connaissance du génotype des souris génétiquement modifiées est essentielle pour mener à bien les projets de recherche scientifique. En effet, cela permet de connaître les animaux porteurs de la mutation à étudier. Ainsi, les groupes de souris peuvent être constitués, la maladie étudiée et les traitements potentiels testés. Il est donc possible finalement de réaliser des recherches rigoureuses sur les maladies génétiques et de pouvoir tirer des conclusions éclairées sur les projets menés. Nous possédons environ 450 lignées de souris transgéniques nécessitant des prélèvements pour caractérisation génétique.
Procédures
Chaque souris impliquée dans ce projet sera prise en contention à la main et un poinçon sera réalisé au niveau de son oreille en vue de prélever un peu de tissu (punch de 2 millimètres de diamètre). Ce geste est réalisé en moins de 30 secondes.
Impact sur les animaux
Le prélèvement de tissu par poinçon à l'oreille engendre une douleur aiguë immédiate et un stress dû à la sortie de la cage, la séparation momentanée des congénères et la contention. Des risques d’infection ou d’inflammation au niveau du punch ne peuvent pas être totalement exclus mais restent extrêmement rarissimes.
Devenir
Tous les animaux sont gardés en vie à la suite de cette procédure peu invasive. La prélèvement permettra de déterminer le génotype de l'animal. Le chercheur en charge de la lignée déterminera son devenir en fonction des projets qu'il mène.
Remplacement
La création et l'utilisation de souris génétiquement modifiées est nécessaire, tout comme il n'y a pas d'autre possibiltié que le recours à l’animal vivant pour ce projet de prélèvement de tissu. Le recours à l’animal permet l'étude des maladies génétiques humaines. La création de nouveaux modèles de souris génétiquement modifiées, le maintien de ces lignées et leur utilisation permettent la réalsiation de nombreux projets de recherche.
Réduction
La réduction du nombre d'animaux utilisés et leur bien-être est une préoccupation permanente. Dans le cas de la création de souris génétiquement altérées, nos techniques ont évoluées et gagnée en efficacité ces dernières années. Cela nous permet d'utiliser moins d'animaux. Dans le cas de la production d’animaux destinés à des projets scientifiques, les schémas d’accouplement sont programmés et optimisés pour produire un minimum d’animaux et favoriser la proportion d’animaux du génotype souhaité. La quantité d'animaux à produire est adaptée au cas par cas, en fonction des besoins des chercheurs.
Raffinement
Pour réduire au maximum les nuisances, le prélèvement sera réalisé au plus tôt à partir de 8 jours d’âge, âge à partir duquel le développement et le décollement des oreilles permettent la réalisation d'un poinçon. Ce prélèvement à l'oreille est calibrée (2mm de diamètre) et réalisée avec un instrument prévu et commercialisé à cet effet. Pour limiter les risques d’infection, cet instrument est nettoyé et décontaminé entre chaque utilisation. Le puncher est également remplacé régulièrement afin de garantir qu’il soit toujours bien opérationnel. Le geste sera réalisé par du personnel formé, et rapidement pour minimiser la durée de séparation de l'animal d’avec ses congénères et pour permettre un retour rapide dans sa cage. Des points limites spécifiques au prélèvement effectué ont été établis, et les souris feront l’objet d’une surveillance attentive après la procédure pour détecter et prendre en charge l’animal rapidement si nécessaire. Ainsi, les souris sont surveillées quotidiennement ce qui permet de faire un suivi de la cicatrisation. Des soins avec l’utilisation d’antiseptique seront mis en place en cas de signes d’infection ou de mauvaise évolution de la plaie de biopsie.
Choix des espèces
La majorité des projets menés dans notre institut utilise la souris comme modèle pour trois raisons principales : ses capacités de reproduction, ses caractéristiques génétiques proches de l'homme, et les techniques d'ingénierie génétique bien maitrisées. Il existe à ce jour, plusieurs dizaines de milliers de lignées murines génétiquement altérées dans cette espèce pour étudier la biologie et les maladies humaines. La pertinence du choix du modèle souris est justifiée de plus le cas échéant dans les projets des chercheurs qui utiliseront les souris de ce projet. Les prélèvements de tissu à l'oreille peuvent être réalisées à partir de l'âge de 8 jours, une fois l'oreille formée et décollée. Les poinçons réalisés se feront sur des souris âgées de plus de 8 jours (cela comprend la possiblité de prélever à tous les âges supérieurs à 8 jours).
Evaluation du composé X, administré seul ou en combinaison avec la sémaglutide, sur la fonction musculaire chez les souris DIO
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
- Troubles musculosquelettiques
Chacune des 58 souris mâles rendues obèses par un régime gras est poussée jusqu'à l'épuisement sur un tapis roulant, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Les animaux subissent aussi des mesures de force musculaire, un prélèvement sanguin et près de cent administrations de traitement au fil de l'étude. Le projet évalue un composé d'un client, seul ou combiné à la sémaglutide, pour un médicament anti-obésité destiné à l'être humain. L'étude est restreinte aux mâles pour ne pas doubler les effectifs, et se situe à un stade précoce du développement de ce candidat.
Objectifs
L'obésité dans le monde a presque triplé depuis 1975, pour atteindre plus de 650 millions de personnes obèses en 2016, selon l'OMS. L'obésité est alors considérée comme un fardeau de santé publique, pour lequel une variété de thérapeutiques, de procédures chirurgicales et de dispositifs médicaux sont actuellement à l'étude. Parmi ceux-ci, la sémaglutide, un agoniste des récepteurs GLP-1R, a obtenu récemment une autorisation de mise sur le marché. La Sémaglutide présente une efficacité impressionnante, du niveau de celle de la chirurgie bariatrique, mais certaines inquiétudes émergent car la perte de poids résultante de son utilisation provient à la fois d'une perte de masse grasse mais également d'une perte de masse musculaire. Cette dernière s'avère problématique chez l'obèse qui est déjà un sujet à risque de sarcopénie obésogène. Le présent projet est relatif à une étude menée à un stade précoce du développement d'un candidat médicament de notre client et vise à tester son efficacité anti-obésité chez la souris rendue obèse par une alimentation enrichie en graisses. Le composé testé a pour intérêt majeur de cibler des voies de signalisation impliquées à la fois dans la régulation du poids corporel et dans la fonction musculaire. Des données préliminaires ont en effet permis de montrer que le composé X était capable d'améliorer la fonction et la masse musculaire dans plusieurs pathologies musculaires et qu'il induisait une perte de poids chez des modèles obèses. Le composé X sera ainsi testé en administration seule ou combinée avec la sémaglutide. Le projet devra permettre de montrer l'impact d'un traitement chronique du candidat médicament seul sur le poids corporel du modèle d'obésité. Dans le cadre des administrations combinées avec le sémaglutide, l'objectif est d'observer un additivité des effets et, ainsi, une amélioration des effets de la combinaison comparativement au sémaglutide seul, mais également d'étudier la capacité du composé X à contrer les effets délétères de la sémaglutide sur la fonction musculaire.
Bénéfices attendus
Ce projet s'inscrit dans le cadre du développement d'un composé anti-obésité visant l'humain. Alors que plusieurs molécules anti-obésité ont été autorisées ces vingt dernières années, un grand nombre d'entre elles se sont vues retirées du marché en raison d'effets secondaires graves. Seules 3 spécialités sont actuellement approuvées en Europe pour des traitements de longue durée du surpoids et de l'obésité, dont la sémaglutide qui est la plus efficace et la plus prescrite. Néanmoins, la sémaglutide présente un effet délétère sur la masse et la fonction musculaire lors d'administration chroniques. Le bénéfice attendu du présent projet est double car si les résultats sont concluants, le composé X pourra venir compléter l'arsenal thérapeutique anti-obésité, en administration seule ou combinée avec la sémaglutide, et dans ce dernier cas, il pourrait en améliorer l'efficacité tout en contrant ses effets secondaires au niveau musculaire.
Procédures
Les animaux seront soumis aux interventions suivantes: 1) Manipulations par les expérimentateurs pour des mesures de poids corporel (19 mesures au cours de l'étude; durée de la mesure : 1 minute); 2) Administration de vehicule ou du composé candidat (49 administrations; durée de l'administration : 1 minute); 3) Administrations de véhicule ou de sémaglutide (49 administrations; durée de l'administration : 1 minute); 4) Analyse non invasive de composition corporelle (6 mesures; durée de la mesure: 2 minutes); 5) Prélèvement sanguin (1 prélèvement; durée du prélèvement : 5 minutes); 6) Mesures de force d'agrippement (3 sessions de 5 minutes); 7) Mesures d'endurance sur tapis roulant (2 mesures, durée : 20-35 minutes); 8) Mesures de la force musculaire (2 mesures, Durée : 20 minutes); 7) Anesthésie générale avant mise à mort et prélèvement d'organes (durée: 10 minutes).
Impact sur les animaux
Les mesures de poids corporel (durée : 2 minutes) et autres manipulations telles que les mesures de composition corporelle (durée : 2 minutes), les administrations des traitements (durée : 1 minutes) ainsi que les tests d'agrippement (durée : 10 minutes) pourront être source de stress du fait d'une entrave aux mouvements de courte durée. Les administrations des traitements occasionneront également une douleur de faible intensité et de faible durée aux animaux. Les mesures d'endurance sur tapis roulant seront source de stress et de fatigue puisque les animaux seront soumis à un protocole d'exercice physique les amenant jusqu'à épuisement, associé à une stimulation de faible intensité susceptible d'induire une douleur légère. Le prélèvement sanguin sera également source de douleurs légères. Enfin, le caractère obèse des souris sera source d'inconfort en réduisant légèrement leur capacité de mouvement.
Devenir
A l'issue de l'étude, tous les animaux seront mis à mort pour prélèvement d'organes.
Remplacement
L’utilisation d’animaux à des fins scientifiques se justifie ici car il n’existe aucune méthode de substitution n’utilisant pas l’animal de laboratoire et permettant l’étude de l’impact d’un composé sur le poids corporel, la prise alimentaire et l'endurance. Par ailleurs, bien que le composé testé ait fait l'objet de plusieurs études réalisées in vitro dans les premières phases de son développement, l'étude in vivo reste une étape règlementaire incontournable pour la constitution d'un dossier de demande de premières études sur l'homme (passage aux études cliniques).
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés a été rationalisé de façon à être en mesure de mettre en évidence une différence statistiquement significative sur les paramètres étudiés. Par ailleurs, compte tenu du fait que l’étude se positionne à un stade précoce du développement du candidat médicament, cette dernière sera limitée au sexe mâle. La grande hétérogénéité du paramètre étudiés (notamment le poids corporel et la masse musculaire) entre mâle et femelle imposerait en effet de doubler les effectifs de chaque groupe pour étudier l’impact du composé sur les deux sexes. Dans la suite du développement du candidat médicament, et uniquement dans le cas où une efficacité aura été observée chez le mâle, une seconde étude sera menée chez la souris femelle afin de s'assurer de son efficacité sur les deux sexes.
Raffinement
Le protocole a été planifié de façon à limiter au maximum le stress et l’inconfort des animaux sans compromettre les objectifs de l’étude. Les animaux seront hébergés en cages individuelles et un enrichissement des cages sera assuré par l'ajout d'igloos, de matériels de nidification et de briquettes en bois spécialement conçues pour le rongeur. L'administration des traitements sera réalisée par des expérimentateurs rodés à ce type de pratique. Par ailleurs, une phase d'habituation sera prévue afin de réduire le stress pouvant être généré par la procédure. Les animaux seront habitués au système de contention pour le prélèvement sanguin avant de pratiquer ces procédures. Le prélèvement sanguin prévu sera limité au volume minimum nécessaire aux dosages ultérieurs et une crème analgésiante sera appliquée sur la queue 30 minutes avant le prélèvement sanguin. Avant l'exercice physique forcée sur tapis roulant, les animaux seront également habitués à deux reprises à être sur un tapis roulant à une faible vitesse. Enfin, un suivi journalier des animaux à l'aide d'une grille de score permettra une action rapide en cas d'atteinte des points limites établis. Ces actions incluent, entre autres, une surveillance renforcée et l'emploi d'analgésiques en cas de douleur avérée.
Choix des espèces
Le modèle de souris nourris avec une alimentation enrichie en graisses (60% de l'apport calorique provenant des graisses) est un des modèles de souris les plus classiquement utilisés et les mieux documenté dans le cadre d'études précliniques menées dans le contexte des troubles métaboliques. Les animaux seront utilisés au stade adulte de 18 semaines. Le choix de ce stade de développement est guidé par la population humaine ciblée par les composés testés, à savoir une population adulte et tient compte d'une période de 12 semaines de régime enrichi en graisses chez le fournisseur.
Gestion de la production d’animaux présentant une myopathie centronucléaire
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Porteuses d'une mutation qui provoque une myopathie infantile grave, 2 160 souris vont être utilisées dans des procédures classées sévères. Les mâles atteints développent une faiblesse musculaire dès 4 à 5 semaines, puis une paralysie des membres postérieurs et une perte de poids vers 6 à 7 semaines. Le projet ne prévoit aucun prélèvement, les souris vont être utilisées uniquement pour entretenir la lignée. Les mâles malades non retenus pour une étude sont mis à mort avant 6 à 7 semaines, les femelles reproductrices une fois infertiles, les surnuméraires faute d'usage.
Objectifs
L'objectif de ce projet est de produire et suivre une lignée de souris qui mimique les symptômes sévères de la myopathie centronucléaire. Chez l’homme, cette myopathie entraîne une atteinte grave des muscles squelettiques qui conduit dans 50% des cas à un décès prématuré des patients avant l’âge de 18 mois. Il n’existe actuellement aucun traitement pour les patients. Les animaux ainsi générés participeront à de nombreuses éudes visant à mieux compendre les mécanismes pathologiques et à valider des stratégies thérapeutiques innovantes.
Bénéfices attendus
Cette lignée est un modèle animal fiable et reproductible pour l'étude de cette myopathie, une maladie rare, très sévère, touchant les enfants. Elle est cruciale pour mieux comprendre les mécanismes et tester de nouvelles approches thérapeutiques. D’un point de vue plus général, ce modèle contribue à l'avancement des connaissances sur les myopathies congénitales et les dysfonctionnements musculaires.
Procédures
Les animaux sont utilisés uniquement pour produire une lignée et ne sont pas soumis à des prélèvements. Les mâles atteints de myopathie myotubulaire présentent un phénotype locomoteur à partir de 4/5 semaines d’âges (activité spontanée diminuée car faiblesse musculaire) et les animaux atteignent un point limite se traduisant par une paralysie des membres postérieurs et une perte de poids généralement vers 6/7 semaines.
Impact sur les animaux
Le phénotype dommageable des mâles atteints de myopathie se traduit par un phénotype locomoteur à partir de 4/5 semaines d’âges (activité spontanée diminuée car faiblesse musculaire) et les animaux atteignent un point limite se traduisant par une paralysie des membres postérieurs et une perte de poids généralement vers 6/7 semaines, bien que certains mâles aient déjà survécu jusqu’à 15 semaines. En élevage, les animaux mâles atteints de myopathie et non utilisés pour des études en cours seront mis à mort avant 6/7 semaines d âge afin de limiter la souffrance.
Devenir
Les femelles reproductrices hétérozygotes (asymptomatiques) seront maintenues jusqu'à infertilité, âge maximal 8 mois (ou 8 portées) puis euthanasiées. Tous les animaux d 'expérimentation (mâles KO et WT) seront euthanasiés à la fin des différents projets et expériences qui seront en cours. Les animaux surnuméraires ( mâles et femelles) non utilisés pour des études ou des croisements seront euthanasiés. Les mâles malades surnuméraires produits (qui ne serviront pas pour les différents projets) seront euthanasiés avant l âge de 6/7 semaines afin de limiter la souffrance, et avant d 'atteindre les points limites.
Remplacement
À ce jour, il n'existe pas de méthode alternative permettant de remplacer totalement l'utilisation de ce modèle animal pour l'étude de cette myopathie centronucléaire. Bien que des modèles cellulaires in vitro de type myoblastes ou myotubes peuvent être utilisés pour certaines études préliminaires, ces systèmes simplifiés ne reproduisent pas la complexité physiopathologique de la maladie dans son contexte global. Les stratégies thérapeutiques, en particulier celles visant à restaurer la fonction musculaire ou à évaluer l'efficacité et la sécurité de traitements, ne peuvent être développées et validées uniquement sur des modèles in vitro.
Réduction
Le nombre de cage de croisement sera adapté en temps réel selon les tailles des portées et la nécessité des études afin d’éviter de la production surnuméraire. Le génotypage précoce et systématique de la descendance permettra d'identifier rapidement les animaux porteurs de la mutation et de ne conserver que les individus strictement nécessaires à la production de la lignée et aux futurs projets de recherche.
Raffinement
Dès le sevrage à 4 semaines, une nourriture hydratée en gélée (Dietgel) sera placée dans la cage des souris pour prévenir toute perte de poids et de mal-être qui pourrait être dû aux difficultés locomotrices des souris. Une surveillance quotidienne du bien-être des animaux sera assurée par du personnel qualifié afin de détecter précocement tout signe de détresse ou de souffrance. On ne s’attend pas à observer de la souffrance ou de l’inconfort chez les géniteurs et le reste de la portée autre que les mâles malades. Ces mâles développeront une paralysie des membres postérieurs associée à une perte de poids significative dans le temps. Les mâles malades non utilisés par une étude en cours seront mis à mort avant 6/7 semaines, pour limiter la souffrance des animaux.
Choix des espèces
Le modèle murin constitue le modèle animal de référence pour l'étude de la myopathie centronucléaire liée à l'X. Ce modèle a été largement caractérisé et validé par la communauté scientifique internationale, comme en témoignent les nombreuses publications démontrant sa pertinence pour reproduire fidèlement les caractéristiques cliniques ( faiblesse musculaire...) et moléculaires observées chez les patients. Actuellement, les modèles in vitro ne permettent pas de reproduire fidèlement la structure et la fonction musculaire. Les géniteurs seront mis en accouplement à partir de 8 semaines d âge. Ce stade corespond à l âge de maturité sexuelle optimale chez la souris, garantissant une capacité reproductive maximale ainsi qu 'une pleine maturité physiologique. Les mâles malades ne seront pas utilisés pour les accouplements et les animaux non utilisés pour une étude seront mis à mort avant 6/7 semaines, pour limiter la souffrance des animaux. L 'âge d 'utilisation des mâles malades dépendra des études en cours.
Développement d’une approche de thérapie génique non virale pour le traitement de la myopathie myotubulaire
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Porteuses d'une myopathie qui provoque une faiblesse musculaire jugée sévère dès cinq semaines, 204 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour prélèvement des tissus. Elles reçoivent des injections répétées dans la queue et en rétro-orbitaire, puis une mesure de force sous anesthésie profonde, pour tester une thérapie génique sans virus contre une maladie qui touche surtout de très jeunes garçons. Sur les 204, 152 sont classées en souffrance sévère. Le porteur décrit cette étape sur souris malades comme "indispensable" pour espérer un jour proposer le traitement, après des essais viraux arrêtés chez l'enfant pour effets secondaires graves.
Objectifs
Ce projet de recherche concerne une maladie génétique rare qui touche surtout les très jeunes garçons. Elle provoque une grande faiblesse des muscles dès la naissance, rendant difficiles des fonctions essentielles comme bouger ou respirer. Cette maladie est très grave et entraîne souvent un décès précoce. À l’heure actuelle, il n’existe pas de traitement capable de soigner cette maladie. Les soins disponibles permettent uniquement de soulager certains symptômes, sans agir sur la cause. Des tentatives récentes de traitement ont utilisé des virus modifiés pour corriger le problème à l’origine de la maladie, mais ces essais ont entraîné des effets secondaires très graves chez certains enfants, ce qui a conduit à leur arrêt. L’objectif de ce projet est de développer une nouvelle approche thérapeutique plus sûre, qui n’utilise pas de virus. Cette stratégie sera d’abord testée chez la souris afin de mieux comprendre son efficacité et sa sécurité, dans l’espoir d’ouvrir la voie à un futur traitement pour les patients.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à montrer, pour la première fois, qu’un nouveau type de traitement peut fonctionner dans un modèle animal atteint d’une maladie musculaire grave. Cette approche utilise un système innovant, sans virus, pour apporter aux muscles les éléments nécessaires à leur bon fonctionnement. Le traitement testé pourrait permettre d’améliorer fortement, voire de corriger, les symptômes de la maladie chez la souris, tout en réduisant les effets indésirables observés avec les méthodes utilisées jusqu’à présent. L’objectif est d’agir directement sur les muscles de manière plus sûre. À plus long terme, cette nouvelle technologie pourrait également servir à développer des traitements pour d’autres maladies des muscles, en offrant une alternative plus sûre et plus flexible aux approches actuelles.
Procédures
Une injection intraveineuse au niveau de la queue de la souris d’une durée maximale d’une minute sera réalisée une fois tous les 2 jours pendant 6 jours. Une injection rétro-orbitale d’une durée maximale de 30 secondes sous anesthésie sera réalisée une fois tous les 2 jours pendant 8 jours. Un anesthésique sera appliqué en inhalation aux souris pendant 5 minutes. La production de force sera mesurée sur une durée maximale de 30 minutes et les souris recevront une anesthésie profonde et un anti-douleur dont l’administration ne durera pas plus de 5 secondes.
Impact sur les animaux
Dans le cadre de ce projet, plusieurs nuisances potentielles et effets indésirables pourraient survenir chez les animaux. Bien que l'utilisation de vecteurs non viraux soit conçue pour minimiser les risques, il peut y avoir des réactions au site d'injection pouvant provoquer des irritations localisées, des inflammations ou des douleurs temporaires au niveau du site d'injection. De plus, des réactions systémiques peuvent avoir lieu telles que des réactions immunologiques aux nanoparticules lipidiques ou aux peptides ciblant le système musculaire pourraient survenir, entraînant de l'inconfort ou des changements dans le comportement des animaux. Les souris portant la maladie manifestent une faiblesse musculaire sévère, une réduction significative de la mobilité spontanée et des difficultés à se nourrir avec une installation du phénotype progressive qui est considérée comme sévère à partir de 5 semaines.
Devenir
Les animaux seront mis à mort afin de collecter les tissus pour réaliser des analyses moléculaires et histologiques.
Remplacement
Des expériences ont d’abord été réalisées en laboratoire sur des cellules musculaires afin d’évaluer la capacité des vecteurss dépourvus de virus à faire entrer un matériel thérapeutique dans les cellules. Ces essais permettent d’obtenir des informations préliminaires, mais ils ne peuvent pas reproduire le fonctionnement d’un organisme entier. Ils ne permettent notamment pas d’étudier la répartition du traitement dans le corps, ses effets sur les différents organes, ni les réactions globales de l’organisme, comme la réponse immunitaire. Ainsi, les modèles cellulaires seuls ne sont pas suffisants pour évaluer de manière fiable l’efficacité et la sécurité du traitement. L’utilisation de modèles murins, sains et atteints de la maladie, est donc nécessaire. La souris présente des caractéristiques biologiques et physiologiques proches de celles de l’Homme, en particulier au niveau du muscle, ce qui permet d’obtenir des résultats pertinents et prédictifs avant une application chez l’être humain.
Réduction
Pour utiliser le strict nécessaire d'animaux, nous avons calculé la taille de nos groupes grâce à une méthode statistique précise appelée analyse de puissance. En nous basant sur des recherches précédentes en thérapie génique pour le muscle, nous avons défini qu'un nombre réduit de souris par groupe suffit pour obtenir des résultats fiables et significatifs. L'étude compare six groupes au total, mêlant des souris saines et des souris malades, avec ou sans traitement. Afin d'optimiser chaque vie animale, nous ne créons pas de groupes supplémentaires pour chaque type d'examen. Au contraire, chaque souris d'une même cohorte permet d'étudier à la fois la force, la structure des tissus et les molécules biologiques. Cette approche de mutualisation réduit considérablement le nombre total d'animaux utilisés dans le projet. Enfin, pour garantir que chaque donnée compte, nous appliquons des tests mathématiques rigoureux qui s'adaptent à la nature des résultats obtenus, assurant ainsi une conclusion solide dès la première expérience.
Raffinement
Plusieurs mesures de raffinement seront mises en œuvre pour optimiser le bien-être des animaux tout au long du protocole expérimental. Afin d'anticiper les éventuelles difficultés locomotrices liées au phénotype pathologique ou aux effets secondaires potentiels des nanoparticules, des aménagements spécifiques seront prévus : la nourriture sera disposée au sol de la cage pour faciliter l'accès sans nécessiter de déplacements importants, et des dispositifs d'abreuvement bas seront utilisés si nécessaire. Une surveillance quotidienne du bien-être et de l'état clinique des animaux sera effectuée par le responsable du projet et les techniciens animaliers à l'aide d'une grille d'évaluation standardisée, permettant de détecter précocement tout signe de souffrance ou de détresse (apathie, prostration, ptosis, troubles locomoteurs, perte de poids, modifications comportementales). Des points limites clairement définis permettront d'identifier les animaux devant être euthanasiés de manière anticipée pour éviter toute souffrance prolongée. En cas de douleur ou d'inconfort manifeste, une analgésie appropriée sera administrée (par voie sous-cutanée, toutes les 8-12 heures si nécessaire). Si malgré ces mesures l'état de l'animal se dégrade ou si les critères d'arrêt sont atteints, une euthanasie précoce sera pratiquée conformément aux recommandations éthiques, afin de préserver le bien-être animal.
Choix des espèces
Notre choix s'est porté sur la souris car elle possède un gène très proche de celui de l'être humain pour cette maladie musculaire. Avant d'en arriver là, nous avons d'abord testé nos traitements sur des cellules en laboratoire, puis vérifié sur des souris saines que le médicament voyageait bien jusqu'aux muscles. Ces étapes préliminaires réussies nous permettent aujourd'hui de passer à l'étude sur des souris malades qui développent exactement les mêmes symptômes que les patients humains, comme la perte de force et la fragilité des muscles. C'est une étape indispensable pour espérer, un jour, proposer ce traitement aux malades. Nous avons choisi d'intervenir sur des souris âgées de 5 semaines, ce qui correspond à la période de l'adolescence. À cet âge, la maladie est déjà bien installée et bien visible, ce qui ressemble beaucoup au stade où les symptômes apparaissent chez les enfants atteints de cette myopathie. Tester le traitement à ce moment précis est crucial pour vérifier s'il est capable de réparer des muscles déjà affaiblis et d'améliorer durablement la santé des sujets.
Surexpression de DNM2 par croisement génétique pour le traitement de la maladie de Charcot-Marie-Tooth liée à DNM2.
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
Suspension à une grille, tapis roulant, immersion de la queue en eau froide, plaque froide: 80 souris modèles de la maladie de Charcot-Marie-Tooth subissent une série de neuf tests comportementaux, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à huit semaines. Les tests de sensibilité au froid et de force sont décrits comme sources de stress léger et transitoire. Une mesure de l'activité électrique musculaire se fait sous anesthésie générale. Le porteur affirme que ces souris ne présentent aucun signe de douleur ni incapacité, alors que le protocole les soumet à des tests répétés de sensibilité thermique et musculaire.
Objectifs
Le but de ce projet est de tester une nouvelle approche de traitement pour la maladie de Charcot-Marie-Tooth (CMT) à l’aide de modèles de souris. Cette maladie, qui apparaît souvent dès l’enfance, provoque une faiblesse des muscles, une diminution de la sensibilité et des difficultés de coordination, pouvant évoluer vers une perte importante de la mobilité à l’âge adulte. La CMT est liée à un dysfonctionnement des nerfs, notamment de la couche protectrice qui les entoure et permet une bonne transmission des messages nerveux. Les souris utilisées dans ce projet présentent des troubles similaires à ceux observés chez les patients. Dans cette étude, nous croiserons ces souris avec d'autres souris capables de moduler le gène responsable de la maladie afin d’essayer de réduire les atteintes musculaires et nerveuses. Cette approche repose sur l’utilisation de souris génétiquement modifiées obtenues par des croisements adaptés.
Bénéfices attendus
Cette étude va permettre une meilleure compréhension des mécanismes pathologiques à l’origine de la maladie, causant des défauts à la fois dans le tissu musculaire et dans le tissu nerveux. Ce projet pourrait également conduire à une preuve de concept thérapeutique pour une maladie aujourd’hui incurable.
Procédures
Les animaux (80) seront soumis à une série de 9 tests comportementaux : test d’aggrippement (durée 3x20s) - test de suspension (durée 3x60s) pour évaluer la force musculaire ; - déplacement sur tapis roulant (max 60s) et – déplacement sur une barre crantée (10x30s environ) pour évaluer la coordination motrice ; -test d’immersion de la queue en bain-marie (3x30s max en tout), -mesure de réactivité sur plaque froide (3x30s max en tout) et -mesure de réactivité cutanée (4x30s par animal) pour évaluer la sensibilité ; -mesure de l’activité des souris par des capteurs (durée de 22h) ; -mesure de l’activité électrique musculaire, sous anesthésie générale (procédure d'une demi-heure) pour évaluer la conduction nerveuse.
Impact sur les animaux
Dans cette étude, nous utiliserons un modèle de la maladie de Charcot-Marie-Tooth dont les caractérisations ont déjà été effectuées et les animaux ne présentent aucun signe de douleur et aucune incapacité locomotrice. Les nuisances ou effets indésirables causés par les différents tests phénotypiques sont les suivants : – lors de la mesure de la force générale, le fait d’être suspendu à une grille peut engendrer un stress physique transitoire chez l’animal - lors des tests de sensibilité thermique au froid, les animaux peuvent ressentir une sensation d’inconfort liée à l’exposition à une surface froide, pouvant entraîner un stress léger et transitoire. Ces tests sont de courte durée, interrompus dès l’apparition d’une réaction de retrait, et de tel sorte qu'ils ne provoquent pas de lésion tissulaire.
Devenir
Les animaux de cette étude seront mis à mort à 8 semaines après caractérisation comportementale. Une étude histologique des tissus affectés sera ensuite effectuée.
Remplacement
Le modèle souris étant physiologiquement et structurellement assez proche de l’Homme, il nous permettra d’étudier d’une part la physiopathologie de la maladie de Charcot-Marie-Tooth et d’autre part de mieux comprendre les voies de signalisation impliquées dans le développement de cette maladie. De plus, une étude exclusivement réalisée sur des cellules ne pourrait pas se suffire à elle-même car les effets sur l’ensemble de l’organisme et l’évaluation de la force musculaire, de la coordination motrice et de la conduction nerveuse seraient impossibles à évaluer. Une étude sur culture de cellules mutantes ne peut être envisagée car les symptômes décrits ne se développeraient pas et la caractérisation du modèle serait alors impossible.
Réduction
Dans cette étude, nous utiliserons des souris mâles et femelles issues des croisements pour maximiser les informations obtenues tout en réduisant le nombre total d’animaux. Chaque souris sera suivie longitudinalement, c’est-à-dire qu’elle sera étudiée à plusieurs moments au cours de sa vie, afin de mesurer l’évolution des symptômes musculaires et nerveux. Grâce à cette approche, nous pourrons obtenir des résultats fiables tout en appliquant le principe de réduction : utiliser le moins d’animaux possible pour répondre aux questions scientifiques.
Raffinement
Les nouveau-nés seront avec leurs parents jusqu’au sevrage. Après cette période, les animaux seront hébergés par groupes de 2 à 5 par cage, dans un environnement ventilé. La température sera maintenue constante et un cycle lumineux de 12 heures jour/nuit sera respecté. Chaque cage sera équipée de nids et les animaux auront un accès illimité à l’eau et la nourriture. Un tube par cage sera également disposé. Les souris CMT présentent des difficultés au temps de suspension, de la nourriture en gel ainsi que des pellets seront donc directement placés dans la cage afin de soulager l’animal dans son accès à la nourriture. À partir du moment où les animaux seront au phénotypage (semaine 7 et 8), ils seront contrôlés du lundi au vendredi lors des tests afin de pouvoir détecter au plus tôt les premiers signes de souffrance ou de stress comme un pelage ébouriffé ou terne, un dos voûté, de l’apathie, des comportements répétitifs (léchage excessif, tourner en rond), une maigreur visible (pesée lundi semaine 7 et semaine 8), ou encore une agressivité envers les congénères. Si un de ces signes se présente de manière sévère ou persistante, un analgésique pourra être administré sous recommandation vétérinaire, ou l’animal sera euthanasié et retiré de l’étude afin de lui éviter toute souffrance.
Choix des espèces
Afin de comprendre les mécanismes biologiques de la maladie de Charcot-Marie-Tooth (CMT) et d’évaluer l’efficacité d’une approche thérapeutique, l’utilisation d’un modèle animal est indispensable. La CMT est une maladie qui affecte à la fois les nerfs périphériques et les muscles, entraînant des troubles moteurs et sensoriels progressifs. Ces interactions complexes entre nerfs et muscles ne peuvent pas être reproduites de manière fiable dans des modèles cellulaires. Le modèle souris utilisé reproduit les principales caractéristiques de la maladie observées chez les patients, notamment la faiblesse musculaire, les troubles de la coordination et les altérations de la structure et du fonctionnement des nerfs. De plus, l’organisation des systèmes nerveux et musculaire chez la souris est suffisamment proche de celle de l’être humain pour permettre une étude pertinente des mécanismes de la maladie et de la réponse à une intervention thérapeutique. L’utilisation de ce modèle permet ainsi d’évaluer, à l’échelle de l’organisme entier, l’impact d’une modulation génétique sur les fonctions motrices et nerveuses, ce qui est essentiel pour répondre aux objectifs scientifiques du projet.
Etude du rôle fonctionnel de molécules de signalisation impliquées au cours de la formation et de la maintenance de la jonction neuromusculaire de souris.
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Opérées pour une dénervation musculaire, parfois alors qu'elles sont gestantes, 1 048 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes mises à mort pour l'analyse de leurs tissus. Les animaux subissent des injections, des chirurgies sous anesthésie, des tests comportementaux d'une heure, un électromyogramme et une mesure de force, la chirurgie pouvant provoquer douleurs, infection et boiterie. Le projet étudie la jonction entre le nerf et le muscle, en vue de comprendre des maladies neuromusculaires rares comme les syndromes myasthéniques congénitaux. Le porteur décrit ces syndromes comme touchant une personne sur 250 000, situant le bénéfice attendu à distance de l'atteinte infligée.
Objectifs
La jonction neuromusculaire (JNM) est la zone de contact entre les neurones moteurs et les muscles striés squelettiques qu'ils innervent. Cette synapse est responsable de l'initiation et du contrôle du mouvement. Le dysfonctionnement de cette synapse entraîne un défaut de la transmission nerf muscle, avec des conséquences dramatiques sur notre capacité à contracter nos muscles, à nous mouvoir ou tout simplement à respirer. Décrypter comment la JNM acquiert sa morphologie complexe et régule sa communication nerf/muscle au cours du développement embryonnaire et tout au long de la vie est essentiel pour comprendre comment le système nerveux fournit le lien entre les pensées et les actions, en relayant des messages qui voyagent si vite que nous ne les remarquons même pas. Compte tenu de la complexité de ces connexions spécifiques, même des défauts subtils dans les événements moléculaires entraînant l'attachement nerf muscle sont à la base d'un large éventail de troubles neurodéveloppementaux affectant en particulier le système neuromusculaire. Par conséquent, l'étude des mécanismes moléculaires qui sous-tendent la formation et la maintenance de la JNM est essentielle pour comprendre les mécanismes impliqués et restaurer une connectivité synaptique appropriée dans les pathologies de la JNM.
Bénéfices attendus
Les bénéfices de ce projet vont de l’élucidation, in vivo, des mécanismes moléculaires physiopathologiques qui sous-tendent la formation et la maintenance de la jonction neuromusculaire (JNM) chez les mammifères, jusqu’à la création d’une base solide pour le développement d’essais cliniques chez des patients atteints de certaines pathologies neuromusculaires comme par exemple les syndromes myasthéniques congénitaux (SMC). Les SMC sont des maladies rares (1 personne sur 250 000) causées par la mutation d'un ou plusieurs gènes impliqués dans la formation et la maintenance de la jonction neuromusculaire.
Procédures
Au cours du projet, une partie des animaux recevront des injections non répétées apres anesthésie (générale et locale) et analgésie. Des femelles gestantes subiront une procédure chirurgicale anesthésie et analgésie (générale et locale) suivie d'une injection non répétée pour une durée de 10 minutes par animal. L'ensemble des animaux du projet effectueront tests comportementaux totalisant une durée d'une heure de tests par animal. De plus, un électromyogramme unique d'une durée de 10 minutes sera réalisé sur animaux anesthésiés et analgésiés. Enfin l'ensemble des animaux du projet subiront un test de mesure de force (10 minutes) apres anesthésie et analgésie de l'animal et sera ensuite euthanasié. Une autre parti des animaux subira une procédure chirurgicale apres anesthésie et analgésie (générale et locale) d'une durée de 20 minutes maximum par animal. A la fin de le période de maintien, les animaux seront euthanasiés pour des prévelement tissulaires suivis d'analyses cellulaires et moléculaires.
Impact sur les animaux
Les expérimentations réalisées sur les animaux nécessitent leur manipulation (injections, tests comportementaux), ce qui engendre un stress de courte durée pour l’animal. Les injections et éléctromyogrammes peuvent induire une douleur locale également de courte durée. Les différentes anesthésies réalisées peuvent entraîner une baisse de la thermorégulation et, dans de rares cas, une détresse cardiorespiratoire. La chirurgie visant une dénervation musculaire peut engendrer des douleurs, des risques d’infection postopératoire ainsi qu’une boiterie.
Devenir
L'euthanasie est, dans ce projet, strictement nécessaire pour l'analyse phénotypique au niveau cellulaire et moléculaire des animaux impliqués et est réalisée selon des méthodes réglementaires.
Remplacement
L'étude de la formation et de la maintenance de la jonction neuromusculaire (JNM) est un processus complexe incluant pléthore d'acteurs cellulaires et moléculaires ne pouvant pas être modélisés in vitro. La qualité de la mise en place de la jonction neuromusculaire et de sa maintenance a des conséquences physiologiques qui nécessitent l’analyse de paramètres physiques, moteurs, propres aux animaux vivants. Cependant, une partie des études in vivo est complétée par des méthodes de (co-)culture cellulaire cherchant à mimer le développement de la JNM dans le but d'évaluer le rôle d'acteurs moléculaires sur celui-ci.
Réduction
Au total, 1048 animaux sont impliqués. Ce nombre est calculé et strictement limité afin d'avoir une puissance statistique suffisante permettant de montrer la significativité d'une différence lorsque celle-ci existe et d'obtenir des résultats fiables. Le calcul de puissance est réalisé avec un logiciel statistique dédié à cet effet. Par ailleurs, diverses cultures et co-cultures cellulaires sont mises en œuvre afin de limiter au maximum l’utilisation d’animaux.
Raffinement
Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation. Les animaux sont hébergés avec leurs congénères (l’hébergement individuel étant limité au maximum) en portoirs ventilés, avec un système d’abreuvement automatique et un accès ilimité à la nourriture et à l’eau. Le milieu est enrichi avec au moins deux enrichissements, et les animaux sont vérifiés quotidiennement. Le projet a été conçu de manière à permettre une interprétation fiable des résultats dans le respect du bien-être animal. Les études comportementales reposent sur les comportements spontanés propres aux animaux. L’évaluation motrice est réalisée après différentes phases d’habituation (à l’expérimentateur et aux tests), permettant de minimiser le stress associé aux manipulations répétées. La majorité des actes techniques sont réalisés sous anesthésie et analgésie. Pour les chirurgies, une analgésie post opératoire sera également mise en place. Ainsi, la douleur et le stress sont limités grâce à des soins adaptés et une surveillance attentive, accompagnée de points limites suffisamment prédictifs et précoces. Le protocole mis en place est optimisé pour respecter le bien-être des animaux et pour réduire la durée de l’expérimentation au minimum.
Choix des espèces
Le développement des techniques d’imagerie et de transgénèse chez la souris rend cet animal le plus adapté à l’identification et à l’étude de nouvelles molécules impliquées dans la formation et la maintenance de la jonction neuromusculaire (JNM). Les animaux sont des souris agées de 20 à 180 jours pour les études comportementales et l’analyse des étapes de maintenance de la JNM.