Troubles urogénitaux

6 000 lapins vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent des injections répétées d'antigènes, parfois avec adjuvant, et des prélèvements de sang pouvant aller jusqu'à quatre par jour, pour produire des anticorps destinés à des tests de diagnostic et des médicaments. Hébergés seuls alors que l'espèce est sociale, ils sont tués en fin de protocole, un prélèvement de sang final important rendant leur maintien en vie impossible selon le porteur. Celui-ci reconnaît que la production d'anticorps in vitro existe mais affirme qu'une immunisation in vivo reste "nécessaire" dans certains cas.

Objectifs

L’objectif des protocoles d’immunisations sont utilisés à des fins scientifiques et médicales. Les applications pour leur utilisation peuvent être diverses comme par exemple : Fabrication de tests de diagnostic permettant la détection de maladies en médecine humaine, Préparation de médicaments pour usage en médecine humaine (médicaments biologiques), Applications diverses en recherche et développement.

Bénéfices attendus

Ces études d’immunisation sont utilisées à des fins scientifiques et médicales. Ces études sont bénéfiques pour les patients à court terme (e.g. fabrication de tests de diagnostic de type ELISA) et à moyen/long terme (eg. Phase de recherche et développement pour la mise à disposition de médicaments biologiques).

Procédures

Tous les animaux rentrant dans une étude d’immunisation peuvent être soumis à des injections d’antigène et des prélèvements sanguins répétés. Concernant les injections, les volumes maximum sont de 2 mL répartis sur 4 à 8 sites maximum pour la voie sous-cutanée, 0.5 mL sur 4 sites maximum pour la voie intra-musculaire, 5 mL/kg pour la voie intraveineuse, 2mL sur 40 sites maximum pour la voie intra dermique. La durée d’injection est d’une dizaine de secondes à 5 minutes selon la voie. Le nombre d’injections dépend de la voie d’injection et du protocole du scientifique mais seront au maximum espacés d’un à deux jours sur une durée totale d’un mois. En cas de durée supérieure à un mois, la structure en charge du bien-être animal sera contactée pour évaluer le bénéfice / risque. Concernant les prélèvements, les animaux peuvent être soumis à des prélèvements sanguins au volume et fréquence conformément à la réglementation en vigueur (maximum 4 prélèvements sanguins par jour) d’une durée maximale de 5 minutes. Tous les animaux rentrant dans une étude d’immunisation peuvent être soumis à une anesthésie générale par injection d’un anesthésique par voie intraveineuse ou à une anesthésie locale répétée par application d’une pommade anesthésiante. Une pesée hebdomadaire d’une durée inférieure à 5 minutes est réalisée jusqu’à une fois par jour selon le protocole et l’état clinique de l’animal.

Impact sur les animaux

Les principales nuisances pour les animaux utilisés dans le cadre de ces études sont : douleur, stress, perte de poids et inflammation localisée au site d’injection liés à des injections répétées d’antigènes (+/- adjuvés), douleur, stress, perte de poids et saignements et/ou inflammations localisés aux sites de prélèvements liés aux prélèvements sanguins répétés, la contention de l’animal d’une manière générale qui peut amener à du stress chez l’animal.

Devenir

Les animaux sont euthanasiés en fin de procédure. Il est en effet impossible de : réutiliser ces lapins dans le cadre d’un autre protocole d’immunisation, réutiliser ces lapins dans le cadre d’un autre projet effectué par l’établissement utilisateur. Lors du prélèvement final de la procédure, un volume significatif de sang est récupéré et cela rend incompatible la réutilisation de l’animal.

Remplacement

La production d’anticorps par méthode in-vitro exclusive comporte des avantages mais dans certains cas (exemples :besoin de concentration en anticorps élevée, glucosylation appropriée, affinité des anticorps spécifique…), une immunisation de type in-vivo reste encore nécessaire de nos jours. Pour démarrer une étude d’immunisation, le scientifique doit préalablement s’engager à ce que celle-ci-ci soit conforme aux 3R. De plus cet engagement sera écrit et vérifié par l’Etablissement utilisateur en charge de cette étude.

Réduction

Également, à travers les années d’expertises gagnées par l’établissement utilisateur, il n’est pas nécessaire de commander plus d’animaux que demandés par le scientifique pour réaliser le projet. Si une exception à cela devait avoir lieu, une revue par les membres de la SBEA serait nécessaire avant d’initier le projet. Avec l’expérience acquise, le nombre d’animaux prévu dans ce projet est diminué de l’ordre de 20% par rapport au projet précédant. Pour démarrer une étude d’immunisation, le scientifique doit préalablement s’engager à ce que celle-ci-ci soit conforme aux 3R. De plus cet engagement sera écrit et vérifié par l’Etablissement utilisateur en charge de cette étude.

Raffinement

Les lapins sont hébergés individuellement en gardant un contact visuel et olfactif avec leurs congénères. De l’enrichissement est mis à leur disposition (balles de cellulose et/ou foin, anneau en plastique, mousqueton…) Un cycle jour nuit est présent en zone d’expérimentation (12h/12h). Les animaux sont observés de manière quotidienne par du personnel formé et compétent et pesés toutes les semaines. Durant cette pesée, un examen approfondi de l’état clinique des lapins est effectué par le technicien (e.g. : vérification des points d’injection, maux de patte éventuels, dentition…). Également, durant ce processus, des caresses aux animaux sont prodiguées. Des points limites intermédiaires associés à des actions spécifiques et des points limites terminaux sont en place. Par exemple, en cas de perte de poids ≥ 20% sur une semaine, une nourriture appétante est proposée à l’animal. Également, en cas d’apparition de certains signes cliniques (exemples : masses sans douleur pour l’animal, abcès sans lésion, fécalome) des protocoles de soins validés par un vétérinaire sont prodigués aux animaux. Certains gestes douloureux (injections intra-dermique) sont réalisés sous anesthésie générale et les injections répétées sont effectuées après application d’un anesthésiant local (lidocaïne). En cas de prélèvements sanguins, les volumes prélevés ainsi que les périodes de récupération suivront la réglementation, les recommandations de la «Federation of European Laboratory Animal Science Associations » (FELASA) ainsi que les raffinements et bonnes pratiques internes. Les injections et prélèvements ne pourront être réalisées que sur des sites sans hématome ni inflammation apparente, en utilisant des aiguilles stériles adaptées (à la taille de l’animal et à la voie d’abord) et à usage unique. A chaque abord d’une voie vasculaire, un point de compression sera effectué le temps suffisant pour assurer l’arrêt du saignement. Une observation de l'animal sera réalisée au retour dans sa cage pour s’assurer de sa récupération immédiate. Pour démarrer une étude d’immunisation, le scientifique doit préalablement s’engager à ce que celle-ci-ci soit conforme aux 3R. De plus cet engagement sera écrit et vérifié par l’Etablissement utilisateur en charge de cette étude.

Choix des espèces

Le lapin est l'animal le plus utilisé pour la production d’anticorps étant l’espèce animale la plus adaptée pour cela, de par la production de volumes suffisants d'antisérum qualitatif et à titre élevé. Cela permet donc d’utiliser moins d’animaux pour l’objectif scientifique requis. Age minimum des lapins : 10 semaines. A cet âge, les lapins ont un système immunitaire permettant la réalisation des études de type immunisation.

12 femelles macaques à longue queue vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, puis réutilisées pour d'autres projets. Chaque animal subit jusqu'à quinze injections, treize prises de sang sous anesthésie, six échographies ovariennes et deux laparotomies sous anesthésie générale. Le porteur teste une molécule recombinante destinée à réduire le nombre d'injections hormonales chez la femme, un bénéfice qu'il situe à long terme. Il justifie l'usage du macaque par la proximité de son cycle sexuel avec celui de la femme et n'envisage pas de sédation pour les injections, jugées sans bénéfice.

Objectifs

Nous avons démontré l’efficacité de ces molécules recombinantes in vitro sur des lignées cellulaires, et in vivo sur différents modèles animaux, y compris le singe cynomolgus. In vitro comme in vivo, ces molécules amplifient l’activité de l’hormone, c'est-à-dire qu’une dose d’hormone qui seule n’a pas d’effet, induit, lorsqu’elle est complexée à cette molécule, une stimulation maximale. Le but de cette étude est de démontrer l’effet de notre molécule seule dans un traitement agoniste.

Bénéfices attendus

Le but de notre expérience, à long terme, est de développer un nouveau traitement d'induction de l'ovulation chez la femme, diminuant considérablement le nombre d’injections hormonales nécessaires, tout en améliorant leur bien-être et leur confort au cours du traitement.

Procédures

Les animaux seront soumis à des injections (sur animaux vigiles, 15 injections maximum par animal sur 15 jours et chaque injection durera 2 minutes maximum (en incluant l'isolement de l'animal, l'injection, et le retour dans le groupe)), des prises de sang (sur animaux anesthésiés, 13 prises de sang par traitement et par animal, à raison de 1,5 ml de sang prélevé par prise de sang, chaque prise de sang dure maximum 15 minutes (anesthésie de l'animal, sorti de la cage, prise de sang, réveil et retour dans la cage)). Les animaux seront également soumis à des échographies ovariennes par voie trans abdominale, sous anesthésie générale. Il y aura 6 échographies par traitement et par animal, et chaque échographie dure environ 30 minutes. Enfin, tous les animaux subiront 2 laparotomies à au moins 2 mois d'intervalle. La laparotomie est réalisée sous anesthésie générale et dure environ 1 heure.

Impact sur les animaux

Lors de nos expériences précédentes comportant les mêmes procédures sur le singe cynomolgus, nous n'avons constaté aucun effet secondaire de notre molécule. Les nuisances attendues sont liées : - aux injections : les injections seront faites soit en intra-musculaire, soit en sous-cutané, sur animal vigile. Une sédation n'est pas envisageable car elle ne présenterait aucun bénéfice (introduction d'une aiguille, au même titre que l'injection elle-même) ; - à la laparotomie : la douleur pendant la laparotomie sera traitée par une anesthésie adaptée décrite dans la procédure, et la douleur post-opératoire sera traitée par injection d'anti-douleurs pendant 7 jours ; - aux prises de sang : afin de réduire le stress, un renforcement positif par clicker training sera mis en place. Dans ce cas, les prises de sang pourront être réalisées sur animal vigile. Pour les animaux réfractaires, une légère sédation sera appliquée. La formation d'un hématome est également possible.

Devenir

Cette saisine comporte une seule procédure. A l'issu de celle-ci, les animaux pourront être ré-utilisés pour d'autres projets.

Remplacement

Des effets sur la fonction de reproduction ne peuvent pas être observés uniquement in vitro sur cellules ou exvivo. En effet, la régulation de la reproduction est issue d’une communication étroite entre l’hypothalamus, l’hypophyse et les ovaires, et requière un organisme vivant entier. D’un point de vue physiologique, le cycle sexuel du singe cynomolgus est très proche de celui de la femme et présente les mêmes particularités. Il est de 30 ± 4 jours, avec une phase lutéale et une phase folliculaire similaire à celles de la femme. De plus, comme chez la femme, le singe cynomolgus ne présente pas de période d’anoestrus ce qui n’est pas le cas du macaque rhésus.

Réduction

Le nombre d'animaux est faible, mais sera suffisant pour observer les effets souhaités. Tout comme chez la femme, la variabilité inter-individu de la réponse à une stimulation ovarienne est très élevée chez le macaque. Chercher à tout prix des différences statistiques nécessiterait un très grand nombre d’individus. Par exemple, les essais cliniques chez la femme comparant l’efficacité d’une hormone folliculostimulante (FSH) déjà commercialisée à celle en cours de développement comprennent des centaines de patientes, pour pouvoir conclure à une non-infériorité du nouveau produit. C’est pourquoi, nous ne chercherons pas des différences statistiquement significatives, mais des tendances. Nous espérons pouvoir gommer ces variabilités inter-individus et tirer des conclusions grâce au design des expériences en carré latin : chaque animal sera son propre contrôle. Dans l’ensemble, les animaux devront avoir une meilleure réponse lorsqu’ils seront traités avec notre molécule, comparé au traitement FSH classique.

Raffinement

Nous avons raffiné nos procédures (prise de sang sous anesthésie, procédure d’imagerie non invasive). Le système d’élevage ne sera pas modifié et il y aura un enrichissement social (hébergement en groupe, surface suffisante par animal, présence de jouets). Nous avons raffiné nos procédures (prise de sang et laparotomie sous anesthésie, procédure d’imagerie non invasive). Le système d’élevage ne sera pas modifié et il y aura un enrichissement social (hébergement en groupe, surface suffisante par animal, présence de jouets). Au long cours, seront surveillés l’apparence physique, la réponse à différents stimuli (interaction avec les animaliers lors des soins journaliers, avec les éléments d’enrichissement,…), le comportement avec les congénères pour l’ensemble des macaques. L’animal qui n’interagit pas sera isolé et emmené à l’infirmerie pour consultation du vétérinaire référant et analyses. A chaque anesthésie seront mesurés le poids, le pouls, la saturation, et un examen clinique complet. Une diminution de 5% du poids ou des modifications du comportement (prostration dans un coin, relation avec les congénères, accès à la nourriture…) constitueront le point limite et nécessiteront l’arrêt de l’étude pour l’animal concerné. Les animaux sont observés quotidiennement au moins 3 fois par jour (distribution de fruits). Ils reçoivent un fruit ou une confiserie en récompense lors de leur retour en cage après la procédure. Un renforcement positif au clicker est mis en place pour les prises de sang ; Une sédation légère est appliquée aux animaux réfractaires.

Choix des espèces

Le traitement d’induction de l’ovulation étant destiné à être utilisé chez la femme, nous avons besoin de le tester et de faire la preuve de concept in vivo chez l’espèce la plus proche de la femme d’un point de vue physiologique. Le singe cynomolgus est l’espèce réglementaire reconnue et utilisée pour l’étude de la fonction de reproduction chez la femme. D’un point de vue physiologique, le cycle sexuel du singe cynomolgus est très proche de celui de la femme et présente les mêmes particularités. Il est de 30 ± 4 jours, avec une phase lutéale et une phase folliculaire similaire à celles de la femme. De plus, comme chez la femme, le singe cynomolgus ne présente pas de période d’anoestrus ce qui n’est pas le cas du macaque rhésus. Le but étant d’induire une stimulation ovarienne, les animaux doivent être des femelles pubères de 36 mois minimum.

180 animaux non-humains, 90 cochons et 90 moutons, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils subissent des prélèvements sanguins réguliers, des anesthésies générales et des interventions chirurgicales pouvant durer plusieurs heures pour l'implantation de dispositifs médicaux, avant une autopsie et une analyse des tissus. Le projet évalue des dispositifs et techniques chirurgicales pour la santé gynécologique et obstétricale des femmes. Le porteur qualifie le recours à l'animal vivant d'"indispensable" et d'"incontournable", en le présentant comme une obligation réglementaire pour valider les dispositifs implantables.

Objectifs

La santé de la Femme regroupe l’ensemble des spécialités et domaines de la médecine s’intéressant à diagnostiquer, soigner et guérir les troubles, désordres, pathologies ainsi que leurs suites, comme les affections gynécologiques et de la sphère génitale (organes génitaux internes et externes et appareil suspenseur), les troubles obstétricaux, les dysendocrinies, l’infertilité, les pathologies de la glande mammaire comme le cancer du sein et ses conséquences, ou à assurer le suivi des cycles hormonaux ou de certains états physiologiques comme la grossesse par exemple. Le développement des techniques et méthodes d’imagerie et de chirurgie interventionnelles, l’essor de la thérapie génique et cellulaire ou la découverte et l’amélioration des connaissances vis-à-vis de nouvelles entités pathologiques comme par exemple l’endométriose dont la lutte est une stratégie nationale depuis 2021, permettent d’envisager le développement de nouvelles techniques chirurgicales et dispositifs médicaux implantables pour améliorer la santé des patientes, et parfois aussi celle du fœtus ou du nourrisson. On entend par dispositif implantable tout dispositif destiné à être implanté de façon invasive en totalité dans le corps humain ou à remplacer une surface épithéliale grâce à une intervention chirurgicale et à demeurer en place après l'intervention. L'évaluation et le développement des nouveaux dispositifs, méthodes et techniques chirugicales en faveur de la santé de la Femme, pour le diagnostic et le traitement des pathologies gynécologiques et obstétricales par des méthodes de chirurgie standard et mini-invasives requièrent une phase pré-clinique de recherche et de développement. La réponse tissulaire et les modifications anatomophysiologiques au cours des cycles ne peuvent être simulés à l’heure actuelle par des méthodes de remplacement. Durant ce projet le recours à l’animal vivant pour évaluer les différentes versions de prototypes pour reproduire fidèlement les contextes clinique, fonctionnel, anatomique et tissulaire qui seront visés par les applications chez les patientes est indispensable. Les objectifs du projet sont doubles : raffiner les prototypes pour en geler les versions jugées efficaces (efficacité) et sécuritaires (innocuité) dans sa phase initiale, puis ces versions entreront alors dans la phase règlementaire du projet pour valider les dispositifs/méthodes/techniques selon la règlementation en vigueur (ISO 10993, BPL OCDE, GLP FDA 21 CFR part 58).

Bénéfices attendus

L'avantage escompté et les bénéfices attendus sont une amélioration de la prise en charge des patientes, une amélioration de la durabilité et de l’efficacité des implants pour éviter leur rejet, et ainsi les ré opérations parfois multiples des patientes, pour réduire les temps de cicatrisation qui handicapent les patientes, et réduire le traumatisme tissulaire, corollaire de ces interventions, ainsi que l'occurrence d'effets indésirables comme les infections par le recours à des méthodes d'implantation mini-invasives. Un autre avantage important des techniques mini-invasives est de permettre une récupération plus rapide des patients.

Procédures

Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : - Des prélèvements sanguins sur animaux vigiles ou légèrement sédatés, pour tous les animaux du projet. La fréquence des prélèvements pouvant être couramment d’un prélèvement par semaine et d'une durée de moins de cinq minutes - Des préparations à l’anesthésie pour les examens d'imagerie et d'implantation chirurgicale qui consistent en la pose d'un cathéter et en l'injection des produits utilisés pour la prémédication et l'anesthésie. Durée de moins de dix minutes. Comme pour les interventions chez l'Homme, les interventions chirurgicales et les examens d'imagerie sont toujours réalisés sous anesthésie générale (évitant tous stress et douleur pour les animaux) et pourront durer jusqu'à plusieurs heures en cas d’intervention chirurgicale complexe pour tous les animaux du projet.

Impact sur les animaux

Les nuisances ou effets indésirables attendus sur les animaux sont exactement les mêmes que ceux attendus sur un futur patient humain : - la mise à jeun (12 heures) de l’animal préalablement à l’anesthésie, - la contention/manipulation/pose de cathéter au moment de la préparation de l’anesthésie, - les suites post-opératoires (inflammation, douleur : jusqu'à plusieurs jours en fonction de l’invasivité de la technique), pour cela des mesures de raffinement sont mises systématiquement en place pour minimiser ces effets (comme par exemple la protection des plaies, l'usage de traitements anti-inflammatoires et anti-douleur).

Devenir

Pour toutes les procédures du projet, la nécessité de collecter des données scientifiques se fera au niveau clinique, au niveau biologique (hématologie et biochimie par exemple), au niveau fonctionnel (données issues des scanners, IRM par exemple) et enfin au niveau tissulaire par la réalisation d'une évaluation nécropsique et d'une évaluation histopathologique après euthanasie des animaux qui déterminera la tolérance locale et générale ainsi que l’altération du dispositif (durabilité). La bonne réalisation de ce suivi règlementaire garantit donc une évaluation complète et des dispositifs testés dans le projet.

Remplacement

La validation des dispositifs médicaux implantables dans ce projet requiert la vérification de la sécurité et de l’efficacité des implants. La réponse tissulaire, les cycles hormonaux et les modifications anatomo-physiologiques correspondantes en particulier durant la grossesse ne peuvent être simulés à l’heure actuelle par des méthodes de remplacement. Le recours à l’animal vivant pour évaluer les différentes versions de prototypes afin de reproduire fidèlement les contextes clinique, fonctionnel, anatomique et tissulaire qui seront visés par les applications chez les patientes est indispensable. En effet leur utilisation in fine chez les patientes représente des procédures à haut risque létal et il est donc indispensable d’avoir recours à l’expérimentation animale au préalable afin de vérifier le bon fonctionnement des dispositifs et des méthodes d’implantation, leur innocuité et leur durabilité. L’expérimentation sur l’organisme entier, et donc sur animal vivant est incontournable, c’est une obligation règlementaire dans le cadre de l’évaluation des dispositifs médicaux implantables.

Réduction

Le nombre d’animaux a été évalué prospectivement et réduit au minimum nécessaire pour répondre aux besoins et objectifs scientifiques du projet, aucune approche statistique n'a été réalisée. Pour réduire le nombre d’animaux, des sélections par méthodes d’imagerie non invasives sont mises en place (IRM, Scanner, Echographie, RX …), permettant par exemple une reconstruction 3D des structures d’intérêt. Un bilan intermédiaire en cours de projet sera effectué pour s'assurer de la pertinence de cette estimation.

Raffinement

Les modèles animaux suivront exactement le cheminement d’un futur patient avec les mêmes exigences et techniques médicales mises en œuvre pour la réalisation des interventions (personnel hautement qualifié, plateau technique opératoire et d’imagerie de pointe). L’ensemble des procédures est conçu pour réduire au maximum le stress, l’angoisse et les contraintes sur les animaux comme le recours systématique à l’anesthésie générale durant les interventions d’imagerie et les procédures chirurgicales. La localisation de la plateforme d'imagerie sur le site même des animaleries permet de réaliser ces examens sur place, réduisant ainsi le recours aux transports pour les animaux et le stress associé. Les paramètres vitaux sont enregistrés et contrôlés par des techniciens spécialisés en anesthésie afin d’adapter les perfusions, l’assistance respiratoire et les dosages d’anesthésiques et d’antalgiques. Les protocoles de réanimation sont standardisés et réalisés par des vétérinaires chirurgiens spécialisés. Pendant et après ces procédures, des protocoles de prises en charge de la douleur sont systématiquement appliqués (Anti-Inflammatoires Non Stéroïdiens et/ou opioïdes). Les animaux sont hébergés systématiquement en groupe sociaux ou individuellement pour les besoins de l'étude, ils ont accès à un enrichissement environnemental multimodal (social, alimentaire, manipulatoire et physique) et dans des conditions environnementales d'hébergement contrôlées et maîtrisées (température et ventilation). Des points limites stricts et spécifiques détaillés dans la procédure ANIM-WI-015 sont appliqués tout au long du projet. Un bilan intermédiaire en cours de projet sera effectué pour évaluer les dommages réellement subis par les animaux.

Choix des espèces

Les dispositifs testés dans ce projet doivent l’être sur une anatomie qui ressemble à celle de la femme avec les mêmes dimensions, ce qui impose l’expérimentation sur des gros animaux pour mimer l’anatomie de patients humains qui vont de l’enfant à l’adulte de grande taille. Les différences interspécifiques de la nature tissulaire, de la forme, de la taille anatomique et aussi de la fonction requièrent l’emploi de plusieurs espèces différentes pour optimiser l’expérimentation et l’évaluation des dispositifs évalués dans ce projet. Les animaux utilisés pourront être des juvéniles. L'atteinte de l’objectif scientifique passe par l'utilisation d'animaux ayant une anatomie et/ou un contexte clinique (création de défect, modèle lésionnel) comparables à ceux observés chez la Femme.

26 520 souris et rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des femelles gestantes reçoivent par plusieurs voies des molécules fournies par des clients, dont le porteur indique ignorer la nature et les effets secondaires, avec pour certaines l'implantation chirurgicale d'une pompe et des prélèvements sanguins terminaux. Ce nombre découle du test en série de nombreuses molécules et doses, à raison de dix animaux par groupe, pour retarder l'accouchement prématuré. Le porteur affirme qu'aucune méthode in vitro ne peut mimer un accouchement, et prévoit la mise à mort de toutes les mères pour prélever le sang fœtal et récupérer les fœtus in utero.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’évaluer l’effet de candidats médicaments pour retarder la mise-bas de femelles gestantes (modèle physiologique).

Bénéfices attendus

Le projet permettra de tester de nouveaux candidats médicaments pour trouver de nouvelles molécules plus efficaces et avec moins d’effets secondaires que les molécules utilisées actuellement pour traiter les patiente accouchant prématurément.

Procédures

Les animaux recevront des administrations de composés à tester. Les voies d’administration sont dépendantes du protocole expérimental mais des administrations per os, intrapéritonéales, sous-cutanées, intraveineuses et intramusculaires pourront être réalisées. Les animaux pourront avoir une implantation de pompe type Alzet sous anesthésie. Ils pourront également avoir des prélèvements sanguins terminaux ou en cours d’expérimentation (étude de pharmacocinétique) sur animal éveillé ou sous anesthésie selon la voie de prélèvement utilisée.

Impact sur les animaux

Nous testons des molécules clients dont nous ne connaissons ni la nature ni les effets secondaires possibles, il nous est, pour cette raison, difficile d’anticiper les nuisances pour les animaux provoqués par les composés. Cependant, les animaux seront mis en cage individuelle et seront traités plusieurs fois par jour ce qui pourrait engendrer du stress d’autant plus que les animaux sont des femelles gestantes. De plus, les animaux pourront subir une chirurgie pour l’implantation d’une pompe osmotique, ce qui pourrait provoquer une hypothermie et du stress à l’animal.

Devenir

A l’issue de la procédure 1, les animaux seront euthanasiés car du sang fœtal et de la mère sera prélevé. A l’issue de la procédure 2, tous les animaux seront euthanasiés car les fœtus devront être récupérés in utero après sacrifice de la mère et des organes pourront être ensuite prélevés (cornes utérines).

Remplacement

Actuellement, aucune méthode in vitro, ex vivo ou in silico ne permet de mimer un accouchement dans son ensemble et d’évaluer des effets sur les fœtus (malformation, avortement in utero..). Le temps de gestation étant dépendante de facteurs hormonaux, du nombre de fœtus par femelle, du bien-être de cette dernière et de son niveau de stress, aucune technique cellulaire ou autre ne permet de remplacer l’animal, c’est pourquoi le recours à l’expérimentation animale est nécessaire pour comprendre et traiter cette pathologie.

Réduction

Le nombre d’animaux nécessaire à ce projet sera de 26520 animaux en raison de 10 animaux par groupe, le nombre de groupe étant fonction du nombre de molécules et/ou doses à tester. De par notre expérience sur ce modèle, 10 animaux par groupe est le nombre minimum nécessaire pour observer des différences statistiquement significatives entre les groupes. Les souris livrées qui ne seront pas gestantes (environ 10-15% d’imprécision pour déterminer les femelles gestantes) seront utilisées pour des apprentissages de gestes techniques ou autre. Ces animaux ne seront pas sacrifiés sans avoir été utilisés

Raffinement

Dès leur arrivée dans la zone d’exploration fonctionnelle, les animaux seront hébergés dans des conditions définies par la directive européenne 2010/63/UE et un suivi quotidien de leur état sera réalisé par du personnel qualifié. Nous avons établi une stratégie d’expérimentation nous permettant de réaliser les expérimentations sous caméra afin de suivre un même animal sur quelques jours. Nous apporterons une attention particulière au bien-être des animaux avec une surveillance accrue (au moins 2 fois par jour), une manipulation en douceur par du personnel qualifié du fait que les femelles soient gestantes, une attention particulière à ce que les animaux soient au calme (pièce spécifique pour ces études), un suivi post-opératoire (observation du réveil, animaux sur plaque chauffante thermorégulée pendant la chirurgie pour éviter une hypothermie). Une attention particulière sera réalisée si un animal présentait des difficultés pour boire, se nourrir (ajout de croquettes humides dans la cage), se déplacer ou des signes de souffrance tels que vocalisation, prostration (euthanasie de l’animal si atteinte des points limites). Un enrichissement (type carré de coton, igloo) sera apporté lors du sevrage des petits.

Choix des espèces

L’utilisation de rongeurs pour étudier l’effet de molécules pour retarder les accouchements prématurés est bien décrite dans la littérature et est très souvent utilisée du fait du faible nombre de jour de gestation et d’un nombre important de fœtus lors de la mise bas pour évaluer les effets secondaires possibles des composés à tester. Classiquement nous réalisons cette étude sur des souris mais des demandes clients sur le rat nous ont été demandées donc nous préférons faire une demande d’autorisation chez la souris et le rat, sachant que la technique reste identique. Nous avons besoin de femelles gestantes donc les animaux devront être matures sexuellement, par conséquent âgés d’au moins 8 semaines. Les petits seront observés de leur naissance jusqu’à leur sevrage au bout de 3-4 semaines (soit des animaux de 0 à 28 jours).

466 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent une ablation des testicules, puis des injections intrapéritonéales quotidiennes et des gavages pendant 28 jours, pour tester deux molécules contre la récidive du cancer de la prostate après castration. Le porteur indique que le gavage comporte un risque de perforation de l'oesophage et de détresse respiratoire, et que les injections répétées peuvent irriter la zone d'injection. Il affirme qu'aucun système in vitro ne reproduit les stades du développement tumoral et que la validation chez la souris est "nécessaire".

Objectifs

Le cancer de la prostate est le cancer le plus diagnostiqué chez les hommes en France et le second en termes de mortalité par cancer. Pour les cancers de la prostate invasifs sa seule thérapeutique proposée est la castration chimique (déprivation en androgène) qui est, dans un premier temps efficace, mais dans 100% des cas la tumeur récidive en étant agressive (métastases). Dès lors, il n’existe aucun traitement efficace conduisant inéluctablement au décès du patient. Une équipe de recherche a identifié des cellules potentiellement initiatrices de cette récidive tumorale dans la prostate chez la souris, Dans un modèle de souris génétiquement modifié développant un cancer de la prostate résistant à la castration, le contingent de ces cellules est fortement amplifié. Ces cellules alors ont pu être isolées et caractérisées, ce qui a permis d’une part de montrer que cette population était constituée de plusieurs sous populations et de déterminer deux cibles thérapeutiques théoriques exprimées par ces cellules de la sous population la plus agressive. En utilisant deux drogues, chacune agissant sur une des deux cibles, nous montrons que ces drogues sont très efficaces pour tuer ces cellules et que leur effet est additif dans un modèle de culture de ces cellules en 3D, et ce en présence et en absence d’androgènes. Ces cellules ont aussi été identifiées chez l’Homme. Sur une lignée cellulaire humaine de ce type de cellules issue d’une tumeur prostatique de patient, nous avons montrés la même efficacité de ces drogues. L’objectif de ce projet est, chez le modèle de souris génétiquement modifié qui développe des tumeurs prostatiques résistantes à la castration : - d’une part de caractériser finement les sous populations cellulaires identifiées et ce, notamment post-castration, - d’autre part d’évaluer/confirmer l’impact thérapeutique de ces deux composés chimiques sur le développement et la récidive tumorale directement. Ces deux drogues seront administrer seule ou en combinaison chez la souris castrée ou non.

Bénéfices attendus

Pour améliorer la survie des patients développant des cancers de la prostate résistant à la castration, il est nécessaire de comprendre les mécanismes à l’origine de la récidive tumorale et notamment d’identifier les cellules à son origine, afin de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques. Les études préliminaires in silico et in vitro ont permis d’identifier une nouvelle population cellulaire présentant toutes les propriétés théoriques recherchées. Des résultats et des tests fonctionnels in vitro de sur ces cellules ont permis de déterminer deux cibles potentielles majeures dont l’inhibition pourrait affecter la survie de ces cellules. Ce projet permettra de mieux caractériser ces cellules afin de comprendre l’évolution de leurs sous-populations au cours de divers traitements, dont la castration, et de confirmer l’efficacité de l’utilisation d’inhibiteurs spécifiques, seul ou en combinaison pour empêcher ou ralentir la récidive tumorale. Les tests seront basés sur le traitement d’un modèle murin développant des formes de cancer de la prostate résistant à la castration.

Procédures

Les interventions subies par les animaux seront : - 1- Des chirurgies (ablations de testicules) de 15 min sous anesthésie gazeuse et sous analgésique (injection sous cutanée 30 min avant l’intervention puis à J+1 et à J+2 si nécessaire). - 2- Des traitements en injections (de moins d’une minute) intra péritonéal de drogues quotidiennement pendant 28 jours. - 3- Des traitements en gavage (de moins d’une minute) bi-hebdomadaires pendant 28 jours. Chaque animal subira une combinaison de ces interventions: dans un cas, l’ensemble des souris, sera soumis à l’intervention 1. Dans un deuxième cas les animaux seront soumis aux interventions selon leur groupe : - 108 souris subiront une chirurgie de castration (intervention 1) puis les animaux recevront des traitements comme suit : • 36 souris seront soumises à l’intervention 2 uniquement ; • 36 souris seront soumises à l’intervention 3 uniquement ; • 36 souris seront soumises aux interventions 2 et 3. - 108 autres souris recevront des traitements comme suit : • 36 souris seront soumises à l’intervention 2 uniquement ; • 36 souris seront soumises à l’intervention 3 uniquement ; • 36 souris seront soumises aux interventions 2 et 3.

Impact sur les animaux

L’ablation des testicules est un acte non douloureux car réalisé sous anesthésie et analgésie mais il peut occasionner une hypothermie, une déshydratation et l’asséchement des yeux. Suite à la chirurgie, les animaux peuvent souffrir et la plaie chirurgicale peut présenter des signes d’inflammation ou d’infection. Les anesthésies lors des chirurgies sont un stress. L’administration par gavage comporte un risque de perforation de l’œsophage ainsi qu’un risque d’arrivée de la solution dans les poumons, entrainant des signes de détresse respiratoire. Les injections intra péritonéales répétées peuvent induire une irritation et/ou une douleur au niveau de la zone d’injection.

Devenir

Chaque animal intégré sera mis à mort : - soit parce qu’il atteint avant la fin un score supérieur ou égale à 3 de la grille d’évaluation indiquant une souffrance nécessitant sa mise à mort. - soit parce qu’il est un animal d’intérêt ou contrôle pour lequel il est nécessaire à la fin de prélever la prostate afin d’évaluer l’efficacité du traitement testé.

Remplacement

Nous avons dans un premier temps mené l’étude par différentes approches pour aborder ces questions, incluant, des études de prédiction par analyse bio-informatiques de données transcriptomiques, des cultures cellulaires 2D et 3D in vitro, selon le principe de Remplacement. Pour remplir nos objectifs, nous sommes contraints d’utiliser des modèles murins, car aucun système in vitro et aucun modèle d’organismes plus simples ne permet de reproduire les différents stades du développement tumoral prostatique et de sa récidive post-castration.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisé est une estimation permettant de couvrir les diverses études que nous réaliserons sur 5 ans. Il est important de noter qu’une souris permettra de réaliser plusieurs études in vitro par différentes méthodes de biologie cellulaire ou moléculaires. La multiplicité des tests réalisés grâce à une souris permet de réduire drastiquement le nombre d’animaux utilisé au cours de nos études. Une validation in vivo de l’efficacité des inhibiteurs testé in vitro est cependant nécessaire après validation sur divers modèles cellulaires. Selon le principe de Réduction, le nombre d'animaux utilisé in vivo pour valider ces données est calculé pour permettre d’obtenir la puissance statistique nécessaire à l’obtention de conclusions biologiquement pertinentes. En revanche, des animaux pourraient être écartés de l’étude, il est donc nécessaire de prévoir un effectif légèrement supérieur à celui calculé dans cette section. C’est pour cette raison que nous avons fixé un nombre final de 18 animaux par condition, tenant compte de tous ces paramètres.

Raffinement

Pour s’assurer du bien-être des souris tout au long de leur vie, elles bénéficieront de coton, de maisonnettes, de tunnels et de bâtonnets de bois à ronger afin de les occuper et afin qu’elles puissent se construire un nid. Les souris seront surveillées quotidiennement par les membres qualifiés de l'animalerie. A la suite des chirurgies, la personne en charge du protocole les observera tous les jours (pendant une semaine) et une fois par semaine par la suite. A leur entrée en traitement, elles seront pesées tous jours pendant les 28 jours. Afin de réduire la douleur associée à la castration, la chirurgie sera réalisée sous anesthésie générale. Un analgésique sera administré en pré- et post-opératoire. A la suite de la chirurgie la souris sera réveillée au chaud et surveillée pendant les heures qui suivent et la bonne cicatrisation sera observée tous les jours durant la semaine qui suit l’opération par la personne en charge du protocole. Des points limites spécifiques ont été définis. Tout animal en souffrance sans possibilité de le soulager sera mis à mort. Si, pour des raisons de protocole (mise à mort de certains congénères ayant atteint un point limite), une souris devait se retrouver seule dans une cage, l’enrichissement sera augmenté.

Choix des espèces

La souris est préférée comme espèce car elle permet l’étude d’animaux génétiquement modifiés particulièrement informatifs pour la compréhension des mécanismes physiopathologiques. De plus, de nombreux outils d’analyses ont été développés et bien caractérisés dans cette espèce animale. Enfin, les modèles animaux créent le lien indispensable entre les tests in vitro et les études cliniques. Les animaux seront pour une première partie castrés entre 3 et 13 mois afin de regarder l’effet de l’orchidectomie sur des populations cellulaires, avant et après avoir laissé les structures tumorales se développer. Après la castration, les animaux seront mis à mort après un lapse de temps pouvant aller de 5 jours à 6 mois maximum (si la castration s’est faite entre 3 à 7 mois d’âge). Les animaux dans une deuxième partie subiront à partir de 6 mois une orchidectomie, afin d’attendre la mise en place du développement tumoral avant de les castrer. Ils seront ensuite traités à 8 mois. S’ils ne subissent pas d’orchidectomie, mais reçoivent uniquement le traitement, les animaux seront traités à partir de 8 mois afin de comparer l’efficacité du traitement entre le groupe de souris non castrées et le groupe de souris castrées.

810 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Selon les groupes, elles sont génétiquement modifiées et gavées pour déclencher une maladie rénale, ou opérées sous anesthésie pour obstruer le conduit urinaire d'un rein, puis reçoivent des injections quotidiennes de composés ou de placebo pendant plusieurs mois, avec passages en cage métabolique et prélèvement sanguin rétro-orbital avant la mise à mort. L'étude évalue trois composés censés ralentir la maladie rénale chronique et éviter la greffe. Le porteur affirme que les organoïdes rénaux ne reproduisent pas un rein vascularisé et qu'aucune approche in vitro ne peut se substituer au modèle murin.

Objectifs

Les maladies rénales chroniques sont des maladies génétiques ou acquises. Le rein va subir de nombreuses modifications qui conduisent au développement de petits kystes, associés à une inflammation du rein aboutissant à sa destruction. A terme, la maladie aboutit à l’insuffisance rénale terminale qui nécessite le recours à la dialyse et la transplantation rénale, deux procédures lourdes et coûteuses. Actuellement, aucun traitement ne permet d’éviter aux patients d’évoluer vers l’insuffisance rénale terminale. L’étude proposée ici a pour objectif de valider l’effet thérapeutique de 3 composés sur le développement de la maladie rénale chronique. Ces composés ont été identifiés et validés dans des cultures de cellules rénales. A cette fin, trois modèles animaux seront utilisés. Le premier utilise des souris génétiquement modifiées qui seront gavées à 1 mois pour induire la maladie humaine puis les souris seront traitées quotidiennement par injection avec les 3 composés et leur placebo jusqu’à 5 mois. Le deuxième modèle utilise d’autres souris génétiquement modifiées pour lesquelles la maladie rénale débute à 5 semaines de vie. Ces animaux seront traités quotidiennement par injection avec les 3 composés à partir de 4 semaines (avant le début de la maladie) et jusqu’à 3 mois. Enfin, le troisième modèle utilise une chirurgie qui permet d’obstruer le flux urinaire d’un des 2 reins. Ce modèle chirurgical développe une maladie rénale 2 semaines après la chirurgie. Les animaux seront traités quotidiennement par injection avec les 3 composés 1 semaine avant la chirurgie et jusqu’à deux semaines après.

Bénéfices attendus

L’ensemble des résultats de ce projet devrait permettre de valider l’efficacité thérapeutique d’un ou plusieurs composés identifiés in vitro permettant ainsi à terme d’éviter la greffe rénale aux patients.

Procédures

L’ensemble des animaux seront injectés tous les jours, avec les médicaments ou leur placebo à compter de 1 mois et pour une durée maximale de 4 mois. Les 360 animaux du premier modèle de souris génétiquement modifiées seront soumis à l’âge de 1 mois à un gavage sur 5 jours consécutifs. La durée de l’acte de gavage est d’environ 1 minute. Les 90 animaux du troisième modèle seront soumis à une chirurgie sous anesthésie générale. La durée de la chirurgie est d’environ 5 minutes. Pour les 2 premiers modèles de souris génétiquement modifiées, chaque mois, les urines seront prélevées par massage ventral pour évaluer le défaut de concentration urinaire. Si ce défaut est observé, les animaux seront placés en cage métabolique pendant 48h. Pendant les 48h, les souris ont accès à l’eau et à la nourriture. Enfin, l’ensemble des animaux sera soumis à un prélèvement de sang rétro-orbital sous anesthésie générale le jour de la mise à mort. A la fin du prélèvement, les animaux sont mis à mort.

Impact sur les animaux

Chez l’homme l’évolution des maladies rénales chroniques est indolore. A un stade très avancé lorsque la fonction rénale est très altérée (nécessitant le recours à la dialyse ou la transplantation rénale), ces maladies induisent une baisse de l’appétit et une diminution de la masse musculaire. Le protocole établit dans ce projet ne va pas jusqu’à ce stade. Les patients atteints de maladie rénale génétique souffrent de polydipsie (consommation excessive d’eau) et de polyurie (volume d’urine augmenté). Les animaux traités avec le placebo sont donc susceptibles de développer ces symptômes alors que ceux traités avec le(s) médicament(s) devraient s’améliorer. L’administration par gavage comporte un risque de perforation de l’œsophage ainsi qu’un risque d’arrivée de la solution dans les poumons, entrainant des signes de détresse respiratoire. Les injections répétées des médicaments peuvent entraîner une irritation de la zone d’injection. Par ailleurs, la mise en cages métaboliques des animaux pendant 48h peut générer un stress lié à l’isolement. Le modèle chirurgical d’obstruction est « indolore » d’un point de vue rénal puisqu’un seul des 2 reins est obstrué, l’autre rein permettant de maintenir une fonction rénale normale. En revanche, suite à la chirurgie, les animaux peuvent souffrir et la plaie chirurgicale peut présenter des signes d’inflammation ou d’infection.

Devenir

L’ensemble des 810 animaux seront mis à mort afin de collecter les organes postmortem pour analyses histologiques et moléculaires.

Remplacement

La maladie rénale chronique met en jeu des phénomènes complexes faisant intervenir différents types cellulaires (cellules épithéliales, cellules endothéliales, fibroblastes et cellules immunitaires) ainsi que des modifications structurales du tissu rénal. Nous nous intéressons particulièrement à la communication entre les cellules épithéliales rénales, les fibroblastes et les cellules immunitaires. Toutes les expériences préalables à l’élaboration de ce projet ont déjà été réalisées dans des lignées cellulaires de tubules rénaux. Malheureusement, à ce jour, les modèles cellulaires in vitro (y compris les organoides rénaux) ne permettent pas l’étude d’un rein in vitro ayant une vascularisation, un flux urinaire, des fibroblastes et des cellules immunitaires. Compte tenu de l’absence de modèle cellulaire complet, il n’est pas possible du substituer des approches in vitro aux modèles murins impliqués dans ce projet.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisé a été établi selon le logiciel InVivoStat pour permettre d’atteindre des résultats statistiquement significatifs. Des souris mâles et femelles seront utilisées et 15 souris par groupe de traitement seront explorées. Pour l’étude statistique, nous utiliserons un test approprié pour comparer les groupes d’animaux deux à deux.

Raffinement

Les souris seront surveillées quotidiennement afin de détecter tout signe de douleur ou de maladie. Afin de réduire le traumatisme lié aux gavages et aux injections répétées, des sondes de gavage adaptées à la taille de l’animal et des seringues très fines seront utilisés. Afin de limiter les nuisances liées à la polyurie (volume urinaire élevé), les biberons d’eau et la propreté des cages seront contrôlés régulièrement. Afin de limiter les nuisances induites par la mise en cage métabolique, une période d’adaptation de 24h est réalisée. De plus, la mise en cage métabolique s’effectue dans le calme dans une pièce dédiée afin de diminuer au maximum le stress occasionné. Les souris ont accès à l’eau et à la nourriture. Afin de réduire la douleur associée à la chirurgie, une anesthésie générale est réalisée. Un antalgique et un analgésique seront administrés en pré- et post-opératoire. A l’issue des procédures, les souris seront mises à mort sous anesthésie générale préalable. Des points limites spécifiques à chaque procédure ont été définis. Tout animal en souffrance recevra un antalgique et/ou des compléments alimentaires. Si les points limites établis sont atteints sans possibilité de soulager l’animal, celui-ci sera mis à mort.

Choix des espèces

La souris est préférée comme espèce car elle permet l’étude d’animaux génétiquement modifiés particulièrement informatifs pour la compréhension des mécanismes physiopathologiques. De plus, de nombreux outils d’analyses ont été développés et bien caractérisés dans cette espèce animale. Enfin, à la différence des poissons ou des insectes, la souris partage avec l’homme un nombre de néphrons (unités fonctionnelles du rein) fixés après la fin de la néphrogenèse et développe des maladies rénales très semblables à celles observées chez l’homme. Le développement du rein se termine, chez la souris, aux alentours du 14ème jour après la naissance. Les procédures décrites dans ce projet seront réalisées sur des souris âgées d’au moins 4 semaines donc après la fin du développement rénal. Les souris seront mises à mort à l’âge adulte, temps déjà étudié dans d’autres pathologies rénales.

12 singes cynomolgus vont être utilisés, gardés vivants à l'issue pour d'autres protocoles, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal reçoit jusqu'à vingt-cinq injections sur quinze jours, douze prises de sang sous anesthésie, six échographies ovariennes et deux laparotomies sous anesthésie générale, pour tester une molécule d'induction de l'ovulation. Le porteur affirme n'avoir constaté aucun effet secondaire lors d'expériences précédentes et fixe le point limite à une perte de 5 pour cent du poids. Il revendique le cynomolgus comme "l'espèce réglementaire reconnue" pour la reproduction, dont le cycle serait très proche de celui de la femme.

Objectifs

Dans les sociétés industrialisées, les problèmes de fertilité humaine sont de plus en plus fréquents. Pour pallier à ce véritable problème sociétal, la médecine moderne dispose de traitements hormonaux qui stimulent l’ovulation chez la femme. Au cours du traitement, les patientes reçoivent des doses massives d’hormones. Certaines d’entre elles sont réfractaires et doivent subir plusieurs traitements successifs permettant de définir pour chacune d’elle « au cas par cas » le dosage approprié capable d’induire une bonne maturation folliculaire. L’autre point délicat du traitement est l’étroitesse du champ d’action entre une bonne stimulation ovarienne et un risque d’hyperstimulation. Nous développons une solution alternative aux traitements hormonaux d’induction de l’ovulation chez la femme qui apporte une meilleure efficacité. Le but de cette étude est de tester un nouveau traitement d’induction de l’ovulation chez le primate non-humain le singe Cynomolgus (Macaca fascicularis), modèle proche de la femme. Le nouveau traitement sera comparé à un traitement d’induction de l’ovulation classiquement utilisé chez la femme.

Bénéfices attendus

Le but de notre expérience, à long terme, est de développer un nouveau traitement d'induction de l'ovulation chez la femme, tout en améliorant le bien-être et le confort des patientes.

Procédures

Les animaux seront soumis à des injections (sur animaux vigiles, 25 injections maximum par animal sur 15 jours et chaque injection durera 2 minutes maximum (en incluant l'isolement de l'animal, l'injection, et le retour dans le groupe)), des prises de sang (sur animaux anesthésiés, 12 prises de sang par traitement et par animal, à raison de 1,5 ml de sang prélevé par prise de sang, chaque prise de sang dure maximum 15 minutes (anesthésie de l'animal, sorti de la cage, prise de sang, réveil et retour dans la cage)). Les animaux seront également soumis à des échographies ovariennes par voie transabdominale, sous anesthésie générale. Il y aura 6 échographies par traitement et par animal, et chaque échographie dure environ 30 minutes. Enfin, tous les animaux subiront 2 laparotomies à au moins 2 mois d'intervalle. La laparotomie est réalisée sous anesthésie générale et dure environ 1 heure.

Impact sur les animaux

Lors de nos expériences précédentes comportant les mêmes procédures sur le singe cynomolgus, nous n'avons constaté aucun effet secondaire de notre molécule. Au long cours, seront surveillés l’apparence physique, la réponse à différents stimuli (interaction avec les animaliers lors des soins journaliers et avec les éléments d’enrichissement), le comportement avec les congénères pour l’ensemble des macaques. L’animal qui n’interagit pas sera isolé et emmené à l’infirmerie pour consultation du vétérinaire référant et analyses. A chaque anesthésie seront répertoriés le poids, le pouls, la saturation, et un examen clinique complet. Une diminution de 5% du poids ou des modifications du comportement (prostration dans un coin, relation avec les congénères, accès à la nourriture…) constitueront le point limite et nécessiteront l’arrêt de l’étude pour l’animal concerné. Les animaux sont observés quotidiennement au moins 3 fois par jour (distribution de fruits).

Devenir

A la fin de l'expérimentation, c'est à dire une fois que toutes les expériences décrites dans ce projet sont terminées, les animaux pourront être utilisés pour d'autres protocoles. La décision sera prise par le vétérinaire référent de l'animalerie et la cellule bien-être.

Remplacement

Des effets sur la fonction de reproduction ne peuvent pas être observés uniquement in vitro sur cellules ou ex-vivo. En effet, la régulation de la reproduction est issue d’une communication étroite entre l’hypothalamus, l’hypophyse et les ovaires, et requière un organisme vivant entier. D’un point de vue physiologique, le cycle sexuel du singe cynomolgus est très proche de celui de la femme et présente les mêmes particularités. Il est de 30 ± 4 jours, avec une phase lutéale et une phase folliculaire similaire à celles de la femme. De plus, comme chez la femme, le singe cynomolgus ne présente pas de période d’anoestrus ce qui n’est pas le cas du macaque rhésus.

Réduction

Le nombre d'animaux est faible, mais sera suffisant pour observer les effets souhaités.

Raffinement

Nous avons raffiné nos procédures (prise de sang sous anesthésie, procédure d’imagerie non invasive). Le système d’élevage ne sera pas modifié et il y aura un enrichissement social (hébergement en groupe, surface suffisante par animal, présence de jouets). Lors de nos expériences précédentes comportant les mêmes procédures sur le singe cynomolgus, nous n'avons constaté aucun effet secondaire de notre molécule. Au long cours, seront surveillés l’apparence physique, la réponse à différents stimuli (interaction avec les animaliers lors des soins journaliers, avec les éléments d’enrichissement,…), le comportement avec les congénères pour l’ensemble des macaques. L’animal qui n’interagit pas sera isolé et emmené à l’infirmerie pour consultation du vétérinaire référant et analyses. A chaque anesthésie seront mesurés le poids, le pouls, la saturation, et un examen clinique complet. Une diminution de 5% du poids ou des modifications du comportement (prostration dans un coin, relation avec les congénères, accès à la nourriture…) constitueront le point limite et nécessiteront l’arrêt de l’étude pour l’animal concerné. Les animaux sont observés quotidiennement au moins 3 fois par jour (distribution de fruits).

Choix des espèces

Le traitement d’induction de l’ovulation étant destiné à être utilisé chez la femme, nous avons besoin de le tester et de faire la preuve de concept in vivo chez l’espèce la plus proche de la femme d’un point de vue physiologique. Le singe cynomolgus est l’espèce réglementaire reconnue et utilisée pour l’étude de la fonction de reproduction chez la femme. D’un point de vue physiologique, le cycle sexuel du singe cynomolgus est très proche de celui de la femme et présente les mêmes particularités. Il est de 30 ± 4 jours, avec une phase lutéale et une phase folliculaire similaire à celles de la femme. De plus, comme chez la femme, le singe cynomolgus ne présente pas de période d’anoestrus ce qui n’est pas le cas du macaque rhésus. Le but étant d’induire une stimulation ovarienne, les animaux doivent être des femelles pubères de 36 mois minimum.