Troubles sensoriels

Opérées de l'oreille interne à l'âge de deux semaines, 70 souris reçoivent une thérapie génique déposée au laser sur la fenêtre ronde, puis passent quatre mesures d'audition sous anesthésie étalées sur huit semaines. Les procédures impliquent un niveau de souffrance modéré et toutes les souris sont tuées après la dernière mesure, pour prélèvement des tissus de l'oreille interne. Une partie des animaux appartient à une lignée sourde par mutation, ce qui doit permettre de vérifier que la thérapie restaure l'audition avant un passage chez l'être humain. Le porteur affirme que le dépôt au laser et les mesures d'audition n'engendrent aucune douleur, et annonce des points limites définis sans dire lesquels.

Objectifs

L’oreille interne, où se situe la cochlée, l’organe permettant d’entendre, est difficile d’accès pour l'administration de médicaments. En effet, la cochlée est un organe de quelques millimètres situé derrière le tympan. La présence d’une barrière physiologique entre la circulation sanguine et les liquides de l’oreille interne limite l’accès par les voies conventionnelles telles que la voie orale ou intraveineuse. Une des extrémités de la cochlée, la membrane de la fenêtre ronde, fine et perméable, est une voie d’accès à la cochlée. En effet, il est possible de venir déposer le médicament sur la membrane de la fenêtre ronde, cette approche étant considérée conservative et peu invasive. La bioimpression assistée par laser permet le dépôt contrôlé et très précis de bioencre contenant des cellules. En adaptant la technique de bioimpression assistée par laser, il est possible de faire de l’administration de médicaments assistée par laser. Cette méthode a déjà été utilisée pour l’administration d’anti-inflammatoires sur la membrane de la fenêtre ronde chez la souris. Les résultats montrent que le médicament diffuse jusqu’aux cellules au sein de la cochlée sans effet délétère. Dans la continuité de ce projet, l’objectif est d’améliorer le procédé de dépôt ciblé pour l’administration de thérapie génique permettant la correction de surdité d’origine génétique. Nous souhaitons valider un nouveau dispositif laser conduit à l’aide d’une fibre optique et permettant le dépôt ciblé de thérapie génique sur la fenêtre ronde humaine. Des méthodes pour augmenter la diffusion à travers la membrane doivent également être validées pour améliorer le transfert de la thérapie génique. Finalement, la correction du défaut génétique et la récupération de l'audition seront validées chez un modèle animal présentant une modification génétique similaire à l'homme, touchant la production d'une protéine indispensable pour entendre.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d’améliorer le dispositif d’injection et de diffusion de médicaments, et plus particulièrement de thérapie génique, dans la cochlée, avec une grande précision et sans risque de lésions, contrairement aux injections invasives développées à ce jour. L’utilisation d’une fibre et de médicaments plus volumineux nécessite une nouvelle validation du procédé de dépôt ciblé assisté par laser sur la fenêtre ronde et une diffusion dans l’oreille interne. De plus, cette étude pré-clinique est nécessaire pour ensuite passer aux essais cliniques chez l’homme. D’un point de vue technique, ce projet est une étape-clé pour optimiser la technologie de dépôt ciblé de médicaments assisté par laser conduit par fibre. Plus largement, ce projet permettra de valider l’utilisation du laser pour l'administration de médicaments.

Procédures

Les animaux seront soumis à des mesures pré-opératoires et post-opératoires de l’audition, n’excèdant pas 10 minutes. Les mesures post-opératoires seront effectuées 48h, une semaine, deux semaines et huit semaines après l’opération. Cette mesure est similaire aux mesures réalisées sur l’homme éveillé. Les animaux seront soumis à une chirurgie (durée de 15 minutes) et à une administration de médicaments dans l’oreille (durée de 10 à 12 minutes au total pour installer la souris, paramétrer le laser puis administrer le médicament). Un anti-douleur est également administré en pré-opératoire, et 24h après la chirurgie, pour limiter la douleur occasionnée par la chirurgie. L’administration de médicaments assistée par laser ne génèrent aucune douleur ou traumatisme chez l’animal, et sont réalisés sous anesthésie générale car cela nécessite une immobilisation complète de l’animal. Dans leur globalité, les procédure pré-opératoire et opératoire n’excèdent pas 40 minutes maximum afin de limiter la durée de l’anesthésie. Toutes ces interventions seront faites sous anesthésie.

Impact sur les animaux

Les animaux pourront subir du stress avant et lors des anesthésie (entre 2 et 5 minutes). Un délai de 48h minimum sera respecté entre les anesthésies pour le limiter. Des douleurs pourront être ressenties après la chirurgie durant les 2 jours post-opératoires. Les protocoles de dépôt ciblé et de mesure de l’audition n'engendreront aucune douleur. Chez les souris avec surdité d'origine génétique, la thérapie génique doit entraîner la récupération de l'audition dans les semaines suivant le traitement.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort selon la procédure prévue à la fin de la dernière mesure de l'audition (huit semaines post-opératoire). Les tissus de l’oreille interne seront prélevés pour analyse quantitative et qualitative (histologie, fluorescence).

Remplacement

L’application de thérapie génique sur la membrane de la fenêtre ronde assistée par laser s’insérant dans un projet d’application clinique future, il est nécessaire de valider son efficacité (diffusion et transfert) et son innocuité (sans impact auditif) sur un modèle animal. Seules les conditions in vivo chez l’animal permettent d’évaluer l’effet de la procédure sur l’audition. Ces mesures doivent être effectuées sur des animaux mammifères qui possèdent un système auditif suffisamment proche de l’homme, et un défaut auditif génétique similaire. Aucun environnement multifactoriel ne permet de reproduire ce modèle in vitro. Néanmoins, des études in vitro et ex vivo seront réalisées pour sélectionner les paramètres laser du dépôt ciblé, de la perméabilisation, et du gel contenant la thérapie génique.

Réduction

Des tests préliminaires seront effectués sur des lames receveuses et du matériel inerte afin de fixer l’entièreté des paramètres de bioimpression (paramètres laser et composition de l’hydrogel) avant de procéder aux expérimentations animales. La méthode de perméabilisation sera décrite précisément et validée in vitro et ex vivo, avant de procéder aux études in vivo. Chaque souris sera utilisée pour l’entièreté de la procédure : mesure pré-opératoire de l’audition, chirurgie, perméabilisation et dépôt ciblé assistés par laser, et les quatre mesures post-opératoires de l’audition, afin d’en limiter le nombre. Nous utiliserons le plus petit nombre possible de souris par conditions (contrôles, validation du dépôt ciblé, délivrance de médicaments actifs). Le nombre total de 70 souris utilisées sur l’ensemble du projet permet un traitement statistique significatif des données obtenues compte tenu du degré de variabilité inter-individuelle.

Raffinement

Une analgésie adaptée sera appliquée en pré- et post-opératoire ainsi que des conditions de stabulation appropriées. Pour soulager l’inconfort et le stress des souris, nous hébergerons les souris dans une cage en groupe (5 par cage) à milieu enrichi (tunnel carton, aspen bois, fibres de papier et abri) dans un local à ventilation, température et éclairage contrôlés. Pendant les différentes procédures, l’animal sera profondément anesthésié avec une surveillance des points vitaux (fréquence cardiaque et respiration, couleur des muqueuses, température corporelle). Le stress sera réduit en manipulant régulièrement les animaux dans la semaine précédant l'anesthésie pour qu'ils s'habituent aux expérimentateurs. Le réveil s’effectuera sur couverture chauffante, uniquement avec la mère puis regroupées par 5 en respectant la composition du groupe per-opératoire. La douleur engendrée par la chirurgie sera réduite au maximum par utilisation d’analgésique et anesthésique local. L’estimation de la souffrance sera réalisée dans les 5 premiers jours par l’expérimentateur, en même temps que par le personnel de l’animalerie. Cette estimation est ensuite réalisée quotidiennement par le personnel de l’animalerie. Les animaux seront surveillés concernant leurs activités et leurs comportements. Des points limites sont définis afin de respecter le bien-être animal et pourront entraîner l’arrêt immédiat des manipulations. Tous les expérimentateurs satisferont les obligations de formation en chirurgie sur rongeurs et en expérimentation animale.

Choix des espèces

L’évaluation de l’impact de la procédure sur la fonction auditive et de la diffusion et du transfert de thérapie génique dans l’oreille interne nécessite de réaliser des expérimentations sur l’animal. Les mesures de l'audition ne peuvent se faire sur des animaux non-mammifères car leur système auditif est trop éloigné de celui de l'homme. Chez la souris, l’anatomie cochléaire est également similaire, et la fenêtre ronde est bien accessible par voie chirurgicale. Des études présentent les voies d’accès à la membrane de la fenêtre ronde chez la souris, afin d’avoir une chirurgie reproductible et le moins traumatique possible. Par ailleurs, une lignée de souris présentant un défaut auditif génétique similaire à l’homme existe au sein de l’animalerie et nous permettrait de valider la diffusion, le transfert génique et la récupération de l’audition. Les souris utilisées auront deux semaines lors de la procédure opératoire, car les souris plus âgées présentent une structure anatomique limitant l’accès à la fenêtre ronde.

Jusqu'à seize examens d'imagerie et quatre mesures de la fonction rétinienne sous anesthésie, entre l'âge de 14 jours et six mois : 280 souris porteuses de mutations qui détruisent leur rétine vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. L'enjeu déclaré est de repérer à quel moment la rétine commence à se dégrader, afin de fixer la fenêtre où tester plus tard des thérapies géniques. Le porteur indique que la répétition des anesthésies expose les souris à l'hypothermie, première cause de mortalité anesthésique chez les rongeurs, et prévoit sept jours de repos entre deux anesthésies fixes. Il conclut qu'il n'existe aucune méthode substitutive in vitro ou par simulation, le système visuel devant rester intact.

Objectifs

La perte de la vue représente un handicap majeur pour les personnes qui en sont atteintes. Afin que ces personnes puissent rester complètement autonomes, il apparaît essentiel de trouver des thérapies efficaces pour ralentir l’évolution d’une perte visuelle ou de la restaurer chez les personnes l’ayant perdue. Grâce au progrès de la recherche en génétique, un grand nombre de gènes responsables de pathologies oculaires comme la rétinite pigmentaire ont été identifiés, ouvrant de nombreuses opportunités pour le développement de thérapies géniques. Pour évaluer l’efficacité de ces thérapies géniques, des modèles murins ont été créés afin de répliquer la pathologie observée chez les patients. Bien qu’une dégénérescence de la rétine ait été observée dans ces modèles, peu voir aucune information n’est disponible sur le moment où la pathologie débute dans ces modèles. Cette information est pourtant cruciale pour déterminer la fenêtre thérapeutique optimale pour tester une thérapie génique. L’objectif de ce projet est donc de précisément caractériser la vitesse de dégénérescence rétinienne de plusieurs modèles murins de rétinite pigmentaire, afin de déterminer la fenêtre thérapeutique optimale pour ensuite tester les différentes thérapies en cours de développement. Ce projet permettrait également de mieux comprendre les différences de symptômes observés chez les patients (apparition de la maladie plus ou moins précoce, dégénérescence de la rétine plus ou moins rapide…) en fonction des différentes mutations causales.

Bénéfices attendus

Ce projet conduira : à une meilleure connaissance des modèles murins utilisés pour étudier les maladies dégénératives de la rétine ; à comparer l’effet de différentes modifications génétiques (mutations) causant une même maladie permettant ainsi de mieux comprendre les effets moléculaires et cellulaires de chaque classe de mutation dans le développement de la maladie chez les patients ; et à définir le meilleur moment dans le développement de la pathologie pour tester de nouvelles thérapies.

Procédures

La structure anatomique de la rétine (différentes couches de cellules) sera visualisée par une méthode d’imagerie in vivo sur souris anesthésiées. L’acquisition d’images dure environ 5 minutes par animal. Tous les animaux de l’étude seront soumis à cet examen qui sera réalisé au maximum 16 fois par animal entre l’âge de 14 jours et de 6 mois. La fonction rétinienne (capacité des cellules de la rétine à répondre à un stimulus lumineux) sera évaluée sur souris anesthésiées et analgésiées. L’analyse dure environ 30 minutes par animal. Tous les animaux de l’étude seront soumis à cet examen qui sera réalisé au maximum 4 fois par animal à l’âge de 1, 2, 3 et 6 mois.

Impact sur les animaux

Les injections peuvent induire une douleur légère de courte durée. Les gestes expérimentaux auxquels seront soumises les souris seront réalisés sous anesthésie induisant une répétition des anesthésies. L’anesthésie peut provoquer une hypothermie chez la souris qui est la première complication et cause de mortalité lors d’anesthésie de rongeurs. Un léger stress peut être engendré lors du changement d’environnement des animaux (mise en chambre noire la veille de l’électrorétinogramme).

Devenir

Tous les animaux de l’étude (280) seront euthanasiés à la fin de la procédure afin de collecter des échantillons pour des analyses histologiques et de biologie moléculaire post-mortem

Remplacement

Nous étudions dans ce projet le fonctionnement du système visuel en fonction de différentes mutations. Ceci ne peut être étudié qu'in vivo puisque le fonctionnement du système visuel doit être intact. Il n'existe pas de méthodes substitutives in vitro ou par simulation.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés (280 souris) est limité au minimum nécessaire pour fournir des données biologiquement et statistiquement significatives. Les tests statistiques réalisés seront adaptés aux échantillons de petite taille afin de limiter le nombre d’animaux par groupe (5 souris par groupe). Ce nombre de 5 souris par groupe est basé sur des études antérieures du laboratoire utilisant des techniques similaires. Plusieurs tissus seront prélevés sur toutes les souris utilisées dans ce projet afin de collecter un maximum d’échantillons et d’éviter de relancer des expérimentations additionnelles.

Raffinement

Les animaux seront examinés quotidiennement par le personnel qualifié de l’animalerie et ou les expérimentateurs et seront hébergés dans les conditions conformes à la réglementation. Les animaux seront hébergés dans des cages de stabulation avec enrichissement), alimentation et abreuvement à volonté. Une anesthésie gazeuse courte, permettant un réveil rapide de l’animal, sera privilégiée quand les actes expérimentaux le permettent Pour les actes expérimentaux plus longs, les souris auront une anesthésie fixe et recevront une anesthésie locale de la cornée. Un gel hydratant sera utilisé pour protéger la surface cornéenne pendant les électrorétinogrammes. Les souris seront placées sur un tapis chauffant durant toute la durée de l’anesthésie et en chambre thermostatée jusqu’à leur complet réveil. Une pommade anti-inflammatoire et antibactérienne est appliquée à la fin des électrorétinogrammes. Une nouvelle aiguille sera utilisée pour chaque animal pour limiter la douleur induite lors des injections. Un temps de repos minimal de 24h sera réalisé entre une anesthésie gazeuse et une anesthésie fixe et de 7 jours entre deux anesthésies fixes. Pour limiter le stress des animaux lors du changement d’environnement (mise en chambre noire la veille de l’électrorétinogramme), les souris resteront dans leur cage habituelle d’hébergement, avec leurs congénères et l’enrichissement habituel (ainsi que nourriture et eau à volonté). Une signalétique particulière des animaux en expérimentation est utilisée. Elle permettra une surveillance adaptée des animaux en fonction des points limites définis à chaque procédure afin de s’assurer de leur bien-être. Des critères d’arrêt ou points limites ont été déterminés pour chaque étape de la procédure expérimentale.

Choix des espèces

Cette étude sera réalisée sur des modèles de souris car il existe différents modèles génétiques de rétinopathie proches du phénotype humain. Nous utiliserons plusieurs lignées de souris génétiquement modifiées ayant des mutations différentes et une vitesse de dégénérescence rétinienne différente, pour modéliser la variabilité observée chez les patients. Les animaux entreront en procédure à l’âge de 14 jours. La réalisation d’imagerie ne peut pas débuter avant car il est nécessaire que les souris aient les paupières ouvertes (chez la souris, l’ouverture des paupières a lieu au cours de la deuxième semaine de vie post-natale).

Les souris de ce projet portent une mutation qui les rend profondément sourdes et leur donne un trouble vestibulaire : elles tournent en rond et présentent une activité motrice anormalement élevée. 956 d'entre elles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour que leurs organes soient prélevés. Sous anesthésie, elles reçoivent des électrodes sous la peau pour trente minutes d'enregistrement auditif, une incision fine pour l'injection d'un virus dans la cochlée, et une biopsie de quelques secondes. Le raffinement annoncé tient en trois mesures, anesthésie pour les tests auditifs, tatouage des phalanges et nourriture posée dans la litière, quand les bénéfices avancés s'ouvrent sur le milliard et demi de personnes touchées par un déficit auditif dans le monde.

Objectifs

Les cellules sensorielles auditives sont surmontées d’une touffe ciliaire constituée de stéréocils dans lesquels se produit la transmission du signal sonore. Le dysfonctionnement de cette transmission du signal sonore cause une perte auditive sévère. Certains composants responsables de cette transmission ont déjà été identifié. Toutefois, la régulation du fonctionnement de ces composants n’est toujours pas investie. Le projet porte sur une protéine qui fait partie de ce complexe. L’absence de cette protéine cause une surdité profonde d’origine congénitale et héréditaire. La protéine d’intérêt est très particulière dans sa fonction du fait qu’elle est la seule à interagir avec tous les composants de la machinerie de transmission du signal. Il a récemment été montré, que cette protéine pourrait subir une modification dont les conséquences restent encore inconnues. D’ailleurs, dans d'autres systèmes biologiques cette même modification pourrait jouer un rôle important dans la régulation des propriétés des complexes protéiques et dans leur transport au sein de la cellule. Les différents modèles de souris qui miment les mutations chez l’homme, reproduisent le phénotype humain et causent la surdité. Ainsi, nous envisageons par thérapie génique de restituer l’audition chez les souris mutantes pour la protéine d’intérêt. Également nous allons essayer de comprendre l'impact de cette modification sur son transport au sein de l'organisme et dans la régulation de son activité au sein du complexe de transmission du son. Nous souhaitons aussi identifier les protéines qui catalysent cette modification.

Bénéfices attendus

Les surdités sont un problème majeur de santé publique. On estime que 1,5 milliard de personnes dans le monde présentent des déficits auditifs et que ce chiffre devrait atteindre 2,5 milliards d'ici 2050. 1- Proposer une opportunité pour soigner une forme héréditaire de surdité par thérapie génique. 2- Comprendre le rôle d’une modification dans la régulation du complexe de transmission du son. 3- Déchiffrer le code protéique qui régule cette modification. Cette modification pourrait être une cible thérapeutique pour restaurer ou corriger une perte des seuils auditifs.

Procédures

Disposition d’élétrode en sous-cutanée sur animal anésthésié pour un enregistrement qui dure 30 minutes. Une incision cutanée très fine lors de l’injection au niveau de la cochlée sur animal anésthésié. Acte de Biopsie: geste qui dure quelques secondes.

Impact sur les animaux

Les souris manifestent un trouble vestibulaire en plus de la surdité. Ils ont donc une activité motrice plus élevée que la normale. Les souris tournent en rond assez souvent. Afin d’injecter les virus, nous allons réaliser une incision très fine. Cette procédure peut provoquer une douleur légère malgré que les souriceaux soient endormis. Aussi, cette procédure et malgré la désinfection cutanée, pourrait causer une infection locale. Également, suite à l’acte de Biopsie, on pourrait avoir une infection locale. Les infections sont des risques rares aussi bien dans la pratique de la biopsie que l'incision lors de l'injection du virus.

Devenir

Pour effectuer le prélèvement des organes et réaliser les expériences, tous les animaux seront mis à mort.

Remplacement

Pour réaliser cette étude il n’existe aucune alternative à l’expérimentation animale car on ne sait pas mettre en culture les systèmes auditifs. De plus, aucun modèle informatique n’existe pour simuler le fonctionnement du système auditif dans son ensemble.

Réduction

- Les 2 oreilles de chaque souris seront utilisées systématiquement afin de ne pas doubler le nombre d’animaux. - Le sexe n’est pas pris en compte dans cette étude car il n’intervient pas jusqu’à preuve du contraire dans l’audition. Nous utiliserons aussi bien des mâles que des femelles dans notre étude.

Raffinement

Réduction de la douleur, souffrance & l’angoisse (raffinement) - Pour les tests auditifs, les animaux seront anesthésiés. - Les animaux seront marqués par tatouage au niveau des phalanges. - Les animaux présentent un trouble vestibulaire de ce fait on leur propose la nourriture dans leur litière.

Choix des espèces

Les gènes responsables de surdité chez l’homme sont aussi responsables de déficit auditif chez la souris et l’architecture de la cochlée du rongeur est similaire à celle de l’homme ce qui permet d’étudier chez ces animaux le mécanisme de l’audition humaine. Pour restaurer l’audition de ces souris et comprendre l’impact des mutations étudiées, nous devons connaître la localisation exacte de la protéine d’intérêt dans son état sauvage et une fois mutée dans l’oreille interne à différents stades (embryonnaire, au cours du développement et adultes). Nous devons mesurer les courants produits par la transmission du son pour se rendre compte de la fonctionnalité des cellules de l’oreille interne.

Des rates gestantes boivent chaque jour une eau additionnée de pesticides organophosphorés ou subissent une exposition quotidienne au bruit, puis l'audition de leurs 294 petits est testée à 21 jours, 3 mois et 6 mois. En parallèle, 90 souris porteuses d'une mutation responsable d'atrophie optique dominante reçoivent une injection dans l'oreille interne, et 45 autres, exposées à un bruit du niveau de ceux rencontrés au travail, reçoivent des injections à travers le tympan. 478 animaux au total, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, le porteur attendant chez les rates gestantes de l'agitation, une baisse d'activité et moins d'interactions sociales. Tous sont tués après les derniers tests, leurs cochlées prélevées.

Objectifs

La surdité représente un enjeu majeur de santé publique, avec des causes multiples telles que des facteurs génétiques, l'exposition au bruit, certains médicaments ototoxiques et le vieillissement. À ce jour, les mécanismes exacts responsables de ces pertes auditives demeurent insuffisamment compris, et aucun traitement curatif n'est disponible. Notre recherche se concentre sur trois axes principaux : 1. Développement de thérapies géniques : Nous utilisons un modèle murin simulant la maladie héréditaire d'Atrophie Optique Dominante, qui entraîne une déficience auditive ou visuelle progressive, liée à l’âge à partir de six mois, en comparaison avec les souris témoins. Nous explorons différentes stratégies visant à ralentir ou stopper l'apparition de la déficience auditive chez ces souris. 2. Utilisation des nanoparticules pour le transport de molécules thérapeutiques dans les cellules de l'oreille interne : Cette approche a pour objectif de favoriser la régénération des fibres nerveuses auditives chez des souris adultes ayant subi des lésions auditives dues à un traumatisme sonore. 3. Étude de l'impact de l'exposition au bruit et aux polluants environnementaux chez les rates gestantes : Nous investiguons les effets de ces expositions pendant la gestation sur l'audition des rats descendants.

Bénéfices attendus

Les implications cliniques, sociales et économiques de ce projet sont importantes. Le développement réussi d’une nouvelle technique innovante basée sur la thérapie génique pourrait être appliqué aux patients, offrant ainsi un nouvel espoir aux personnes souffrant d’atrophie optique dominante. Nous savons aujourd’hui que les synapses reliant les fibres nerveuses auditives aux cellules sensorielles de l'oreille interne sont particulièrement vulnérables aux effets du bruit, du vieillissement ou des substances ototoxiques. En démontrant qu’il est possible de traiter ces lésions précoces, nous pourrions proposer des solutions thérapeutiques pour améliorer la qualité de vie des personnes âgées et favoriser un vieillissement en meilleure santé. Enfin, il n'existe actuellement aucune législation européenne encadrant les risques d'exposition au bruit ou aux polluants sur l'audition du fœtus pendant la grossesse. Nos résultats obtenus de ce projet fourniront des données précieuses sur les troubles auditifs chez les descendants dont les mères ont été exposées au bruit ou aux polluants pendant la grossesse.

Procédures

1. Injection de molécules thérapeutiques génétiques dans l'oreille interne est une technique maîtrisée par notre équipe. Cette intervention, qui durera entre 10 et 20 minutes, nous permettra d'explorer différentes stratégies génétiques pour ralentir ou stopper les troubles auditifs (comme les bourdonnements d’oreille ou les difficultés à comprendre dans un environnement bruyant) causés par une mutation du gène . Pour mener à bien ces tests, nous aurons besoin de 90 souris présentant cette mutation. 2. Injection de traitements pharmacologiques pour traiter les troubles auditifs. Nous allons effectuer des injections intra-tympaniques de molécules thérapeutiques pharmacologiques chez des souris ayant subi des lésions nerveuses auditives, provoquées par une exposition à des bruits fréquemment rencontrés sur les lieux de travail. Cette injection durera environ 5 minutes. Pour cette étude, nous avons besoin de 45 souris exposées à ces bruits. 3. Effets du bruit et des pesticides sur les rats gestants: Des rates gestantes de 5 mois seront exposées quotidiennement à du bruit environnemental ou à des pesticides organophosphorés (dissous dans l’eau de boisson). Ces facteurs de pollution sont courants dans notre environnement quotidien. Nous évaluerons l’audition de leurs petits à l'âge de 21 jours, 3 mois et 6 mois, en utilisant des tests fonctionnels et morphologiques. Pour cette étude, nous avons besoin de 49 rates gestantes. Nous estimons obtenir environ 294 descendants. À la fin de chaque expérience, après les tests auditifs finaux (soit 6 mois après le traitement, soit 6 mois après la naissance), les animaux seront euthanasiés, et leurs cochlées seront prélevées pour des analyses morphologiques et immunocytologiques.

Impact sur les animaux

Lors de l’intervention chirurgicale pour l’administration locale de traitements dans la cochlée, les animaux pourraient éprouver une douleur modérée pendant leur réveil et durant les 12 heures suivant l’opération. Pendant les tests fonctionnels, une douleur légère pourrait être observée en raison de l'injection d'un médicament destiné à endormir l'animal. Selon les données publiées dans la littérature, aucune douleur ni perte de poids n'ont été observées chez les rates gestantes exposées aux doses autorisées de pesticides dans l'eau potable . Cependant, bien que le bruit utilisé dans cette expérience soit un bruit à un niveau conforme aux normes autorisées, il pourrait tout de même influencer la physiologie et le comportement des rates gestantes, qui sont plus sensibles aux changements de leur environnement. Nous nous attendons ainsi à observer des modifications de leur comportement, comme de l’agitation, une baisse de leur activité ou une diminution de leurs interactions sociales.

Devenir

A la fin des derniers tests d’exploration fonctionnelle soit à l’âge de plus 6 mois, tous les animaux participant à l'étude seront euthanasiés.

Remplacement

Dans le cadre de notre démarche visant à respecter la règle des 3R (Remplacer, Réduire, Raffiner) en matière d’expérimentation animale, nous avons déjà réalisé des études in vitro sur des cellules de patients atteints d’atrophie optique dominante ainsi que sur des cellules cochléaires provenant des souris, un modèle qui reproduit une perte de synapse de la cochlée. Cependant, pour prouver que nos stratégies thérapeutiques peuvent réellement restaurer la fonction auditive, il est indispensable d’utiliser des modèles animaux in vivo, qui sont plus proches des conditions réelles observées chez les humains. Nous avons également étudié l’effet toxique de certains fongicides sur des cellules cochléaires de souris, mais pour mieux comprendre l’impact de ces polluants sur l’audition, en particulier en lien avec des troubles comme l’autisme ou les maladies neurodégénératives, l’utilisation de modèles animaux plus complexes, tels que le rat, s’avère nécessaire. Ces études in vivo nous permettront de mieux comprendre les relations possibles entre une exposition prolongée au bruit ou à des polluants environnementaux pendant la grossesse et les troubles auditifs observés chez les descendants.

Réduction

Nous nous engageons à utiliser uniquement le nombre d’animaux strictement nécessaire pour atteindre nos objectifs scientifiques. Voici la répartition prévue : • Pour développer des traitements génétiques visant à ralentir ou stopper l’apparition des troubles auditifs liés à un défaut génétique : Nous tiendrons compte des différences individuelles dans la gravité et la progression des symptômes. Grâce à un calcul statistique, nous avons déterminé qu’un total de 90 souris serait nécessaire, réparties en 6 groupes de 15 souris. • Pour évaluer l’effet de deux traitements pharmacologiques contre une surdité induite par l’exposition au bruit : Afin de limiter le nombre d’animaux, un seul groupe témoin sera utilisé. En tout, 45 souris seront nécessaires, réparties en 3 groupes de 15 souris. • Pour étudier l’impact de l’exposition aux polluants de rates gestantes sur l’audition de leurs descendants : Nous réduirons également le nombre d'animaux en utilisant un groupe témoin de 15 rates gestantes non exposées, et deux groupes de 17 rates chacune, exposées soit à un cocktail de polluants, soit au bruit. Cela représente un total de 49 rates gestantes. Nous prévoyons d’obtenir environ 90 jeunes rats dans le groupe témoin, 102 dans le groupe exposé aux polluants , et 102 dans le groupe exposé au bruit. Ces effectifs sont suffisants pour mener à bien l’ensemble des évaluations fonctionnelles et des analyses morphologiques prévues dans le protocole expérimental. Pour les analyses morphologiques, nous envisageons d’inclure environ 5 à 6 jeunes rats par type d’analyse, à chaque point temporel (21 jours, 3 mois et 6 mois), et pour chaque sexe. Cela représente environ : 5 rats × 3 types d’analyse × 3 âges × 2 sexes = environ 90 rats par groupe. Ces choix ont été faits afin de minimiser l’utilisation d’animaux tout en garantissant des résultats scientifiques solides et fiables

Raffinement

Dans les groupes d'animaux utilisés pour développer des traitements génétiques et pharmacologiques : • Les animaux seront observés quotidiennement dès leur inclusion dans le protocole expérimental. • Ils seront hébergés dans un environnement enrichi, avec des copeaux, des rouleaux de cellulose, et des refuges en plastique pour améliorer leur bien-être. • Après l’opération, une injection sous-cutanée d'antibiotiques sera administrée pour prévenir les infections. Si des signes de douleur ou d'inconfort sont détectés, une euthanasie anticipée sera effectuée pour éviter toute souffrance. • Le réveil après l’opération aura lieu dans un espace isolé. Une fois réveillées, les souris seront remises avec d’autres souris qui étaient dans la même cage et opérées le même jour. • Une visite quotidienne, y compris les week-ends, sera assurée pour veiller à leur état de santé. • Les tests auditifs seront réalisés chez les animaux anesthésiés. Ces tests, non-invasifs, sont couramment utilisés chez l’humain sans anesthésie. Dans l'étude de l'impact de l’exposition aux polluants sur l’audition des descendants de rates gestantes : • Les rats gestants seront surveillés régulièrement tout au long de la grossesse et après la naissance de leurs petits. • Une grille de suivi sera utilisée pour évaluer l'état des animaux. • Pour réduire le stress lié à l’exposition au bruit, les femelles gestantes seront maintenues en groupes sociaux, favorisant ainsi les interactions positives entre elles pour diminuer le stress.

Choix des espèces

Pour évaluer la possibilité de restaurer la fonction auditive chez les patients atteints d'atrophie optique dominante (AOD), nous avons choisi d'utiliser des souris mutantes qui présentent une neuropathie auditive et optique, reproduisant la condition humaine AODplus. Nous testerons également des traitements pour favoriser la repousse des fibres du nerf auditif à l'aide de de petites molécules qui imitent le facteur de croissance, protégées dans de très petites particules. Ces traitements seront testés sur un modèle de souris ayant une synaptopathie auditive, causée par une exposition à un bruit rencontré dans le lieu de travail. Enfin, nous étudierons l'impact sur l'audition des jeunes rats dont les mères auront été exposées au bruit ou aux pesticides pendant leur grossesse. Les souris mutantes et les souris sauvages exposées au bruit auront entre 1 et 2 mois, et seront suivies pendant 1 à 6 mois après le traitement afin d'évaluer les effets protecteurs des traitements sur l'audition. Pour examiner l'impact des bruits et polluants sur l'audition fœtale, nous utiliserons des femelles rats gestantes. Les humains et les rats réagissent de manière similaire aux sons de basse fréquence, ce qui permet d’étudier les effets de l'exposition au bruit. L’audition des rats se développe après la naissance, tandis que celle des humains est déjà active avant la naissance. Cette différence permet de mieux comprendre comment le bruit et les polluants influencent le développement et la maturation de l'audition.

Pour tester un vecteur lentiviral de thérapie génique de la rétine, neuf ouistitis vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à la fin parce que leurs yeux doivent être prélevés. Un chirurgien ophtalmologue leur injecte le vecteur sous la rétine au cours d'une intervention de une à quatre heures, suivie de quatre à seize séances d'anesthésie de une à quatre heures espacées d'une à deux semaines. Le porteur envisage un traumatisme localisé de l'œil, une hémorragie, et des effets plus graves comme un décollement de rétine ou une endophtalmie, avec douleur, photophobie et baisse de l'acuité visuelle. Il justifie le recours au primate par l'absence de fovéa chez les rongeurs, et prévoit de s'entraîner à l'injection sur des animaux tués dans le cadre d'autres projets.

Objectifs

Les dystrophies rétiniennes génétiques sont des maladies des yeux qui font perdre la vue précocement et ont un impact socio-économique important. La thérapie génique est la solution la plus prometteuse pour soigner ces maladies. Elle consiste à remplacer un gène défectueux par un nouveau gène. Pour cela, on utilise un « vecteur » qui transporte le nouveau gène jusqu'aux cellules de la rétine. L'objectif de cette étude est de tester un nouveau type de vecteur pour améliorer l’efficacité de la thérapie génique de la rétine. Actuellement, il n'y a qu'une thérapie génique pour une maladie des yeux concernant un gène unique (nommé « RPE65 »). Mais il n’est pas possible d’utiliser cette thérapie pour toutes les maladies des yeux d'origine génétique, car les méthodes actuelles ne peuvent pas manipuler des gènes de trop grande taille. La technologie utilisée ici permet de transférer des gènes de toute taille, et serait donc applicable à toutes les maladies rétiniennes. Le gène qui sera utilisé dans cette expérience est de grande taille et ses mutations sont responsables de la plus fréquente maladie génétique de la rétine : la maladie de Stargardt. Des essais cliniques sont en cours concernant cette maladie, cependant les vecteurs utilisés sont inefficaces. Notre projet vise donc à utiliser une nouvelle technologie pour augmenter significativement l’efficacité de la thérapie. Des tests sur la souris avec ce vecteur ont montré une augmentation d’efficacité de ~5 % à ~90 % dans les photorécepteurs, comparé aux thérapies géniques préexistantes. Nous voulons maintenant vérifier si le système fonctionne de la même manière chez les primates non-humain. Nous allons d'abord regarder le taux d’intégration du gène dans les cellules de la rétine, puis nous vérifierons si le fonctionnement de la rétine est modifié après l’intervention.

Bénéfices attendus

Si les résultats obtenus sur les primates non humains sont aussi concluants que ceux observés sur les souris, cela pourrait représenter une avancée majeure pour l’utilisation de ce vecteur chez l’homme, notamment pour les mutations du gène testé dans cette étude, mais aussi pour d’autres gènes responsables des maladies rétiniennes génétiques. Les vecteurs classiquement utilisés, appelés adenoassociated virus (AAV) sont couramment utilisés pour cibler la rétine en raison de leur affinité naturelle pour l'œil. Toutefois, un inconvénient majeur des AAV réside dans leur capacité de charge limitée (taille du matériel génétique), ce qui restreint leur application aux gènes de petite taille. Cette contrainte empêche le développement de traitements pour les nombreuses maladies rétiniennes génétiques causées par des gènes volumineux. Les vecteurs lentiviraux (lentivirus, LV), en raison de leur capacité de charge nettement plus grande, représentent une solution prometteuse. Un autre avantage des lentivirus réside dans la faible réaction inflammatoire qu’ils induisent. Ainsi, ils constituent une option prometteuse pour les thérapies géniques rétiniennes, surmontant les limitations des AAV et offrant de nouvelles perspectives pour traiter de nombreuses maladies rétiniennes génétiques.

Procédures

1 intervention pour des injections sous-rétiniennes de 1 à 4 heures, 4 à 16 sessions d'anesthésie de 1 à 4 heures: il s'agira donc d'anesthésies répétées à 1-2 semaines d'intervalles.

Impact sur les animaux

Le gène lié à cette étude code pour une protéine qui intervient dans le transport de dérivés de la vitamine A au travers la rétine. Une surexpression temporaire de cette protéine chez un animal sain ne causera donc aucun phénotype dommageable mais cette protéine non native pourrait créer une réponse immunitaire inflammatoire. L'injection sous-rétinienne sera effectuée par un chirurgien ophtalmologue. Elle devrait provoquer un léger traumatisme localisé de l'œil, potentiellement une hémorragie localisée. Des effets indésirables plus graves, tels qu’un décollement rétinien ou une endophtalmie, peuvent être attendus, entraînant douleur, photophobie, rougeur, augmentation de la pression intraoculaire et une baisse de l'acuité visuelle. Réponse inflammatoire au vecteur viral : ils sont connus pour déclencher une réponse immune innée et adaptative. Une inflammation locale peut être attendue, généralement transitoire entre ~24-72 heures après la dose. Les signes cliniques sont l'infiltration cellulaire dans la chambre antérieure ou postérieure, la rougeur ou le gonflement autour de l'œil, des larmoiements excessifs, une fermeture persistante des yeux, une difficulté avec les mouvements oculaires et une augmentation de la pression intraoculaire. Réponse inflammatoire au transgène : L'expression du gène d'intérêt est attendue environ 2 à 3 semaines après l'administration. Cette expression pourrait entraîner une réponse immunitaire anti-transgène. Notre vecteur codera pour le gène natif du tamarin. La production de la protéine transgénique pourrait entraîner une inflammation locale. Les signes cliniques typiques sont l'infiltration cellulaire dans la chambre antérieure ou postérieure, la rougeur ou le gonflement autour de l'œil, des larmoiements excessifs, la fermeture des yeux, des difficultés avec les mouvements oculaires (de façon similaire à la réponse immunitaire au vecteur viral). Enfin il nous faut mentionner le stress lié à la préhension et aux anesthésies répétées que subiront les animaux.

Devenir

Pour la seule procédure, tous les animaux seront euthanasiés à la fin car les yeux doivent être extraits pour l'analyse physiopathologique.

Remplacement

Les aspects de la technologie qui ne nécessitent pas de modèles de primates non-humains (PNH) in vivo ont été développés à l'aide de méthodes in vitro (organoïdes rétiniens humains) et testés par administration chez la souris. Cependant, il n'existe actuellement aucun modèle in vitro capable de simuler l'impact de l'efficacité de la transduction sur l'architecture de l'œil, les mécanismes d'élimination de cette voie d'administration, et la réponse immune innée et adaptative au vecteur. En particulier, la technologie vise à traiter des maladies rétiniennes affectant la fovéa et la macula, des structures oculaires qui ne peuvent pas être modélisées avec précision chez d'autres espèces (sans fovéa, ex : les rongeurs). C'est pourquoi les vecteurs doivent encore être évalués pour leur efficacité et leur sécurité dans des modèles animaux de grande taille avant d'être testés chez des patients humains.

Réduction

Des données préliminaires obtenues sur des organoïdes rétiniens et dans des modèles murins permettent de réduire le nombre d'animaux nécessaires pour obtenir la preuve du concept chez le ouistiti. Les doses utilisées par animal seront étalées de façon à permettre une analyse intermédiaire du tropisme du vecteur. Si la transduction du vecteur s'avère moins variable que prévu, cela pourrait permettre de réduire le nombre d'animaux nécessaires pour atteindre les objectifs de cette étude. Toutefois, ces injections n'ayant jamais été testées chez les primates non humains, un risque de perte animale et/ou de problèmes liés à l'injection est à prévoir. Pour quantifier les conséquences de l’administration du composé sur le bien-être animal, nous commencerons par injecter un œil à la plus faible dose du protocole à un premier animal. Trois doses seront ensuite testées sur les deux yeux de groupes de deux animaux (n = 6). Nous estimons les risques de sortir du protocole à 20 %, ce qui correspond à 7 animaux, soit 8,4 animaux au total, arrondi à la hausse pour tenir compte de la marge d'erreur. Pour limiter encore ce nombre, nous nous entraînerons à l’injection sur des animaux mis à mort dans le cadre d'autres projets. L’approche statistique consistera à comparer, sur des tranches histologiques, le nombre de photorécepteurs présentant le transgène, en comparant « œil sain vs œil injecté » sur le premier animal, puis à comparer ce nombre en fonction des deux constructions virales chez les animaux injectés bilatéralement, et ceci en fonction des trois doses utilisées sur des groupes de deux animaux. Dans ce contexte, une simple analyse de variance permettra d’évaluer la significativité de l’augmentation de la transduction. À noter que si les premières doses s’avèrent efficaces pour prouver l’amélioration de la transduction (> 80 %), les animaux des doses supérieures ne seront pas utilisés.

Raffinement

Les doses du vecteur ont été adaptées à partir de doses bien tolérées chez d'autres modèles mammifères (souris et rats) et ne dépasseront pas celles bien tolérées lors des essais cliniques chez l’homme. Des méthodes de dosage cliniques modifiées seront utilisées pour l'administration du vecteur. Pour l’administration, la vitrectomie sera évitée afin de minimiser le risque de traumatisme rétinien. Des médicaments pour réduire la réponse immunitaire et soulager la douleur seront donnés avant, pendant et après la chirurgie afin de minimiser les risques d'inflammation et de douleur. L'administration sous-rétinienne, réalisée par un chirurgien ophtalmologue, minimise considérablement la bio-distribution du vecteur et limite la probabilité de déclencher une forte réponse immunitaire. Cette réponse ne devrait pas causer de douleur ou de détresse et se résorbera en quelques jour. La protéine générée par le transgène administré ne sera pas secrétée par les cellules rétiniennes et restera liée à la membrane interne des cellules. Ces caractéristiques devraient minimiser le risque de réponse anti-transgène. Le dosage des animaux individuels sera étalé pour surveiller les événements indésirables liés au vecteur ou au transgène, permettant ainsi des modifications des protocoles, des procédures ou des doses si besoin et si ces changements ne modifient pas les objectifs scientifiques de l'étude. En particulier, avant de l’appliquer à tous les animaux, un premier animal sera injecté sur un seul œil pour vérifier par une observation (photophobie, œil fermé, position prostré) et/ou auscultation (œil rouge et inflammé) quotidienne que le protocole ne génère pas d’impact sur le bien-être de l’animal. En cas contraire, qui reste peu probable compte tenu des mesures déjà prises, nous ajusterons la dose pour les prochains et continueront ainsi animal par animal jusqu’à trouver la bonne dose. Cette approche minimisera la douleur ou les dommages potentiels. Tous les tests ophtalmologiques et de santé seront réalisés sous anesthésie afin d'éviter le stress que cela provoquerait si l'on les réalisait à l'état éveillé. Les procédures de surveillance réalisées sous anesthésie seront exécutées de manière séquentielle pour minimiser le nombre total d'inductions requises. Les animaux seront logés par paires dans des volières adaptées enrichies de divers éléments (hamacs, tunnels, nids suspendus, perchoirs, etc.).

Choix des espèces

L'objectif principal de l'étude est d'examiner l'efficacité de transduction d'un nouveau système vectoriel destiné à des applications cliniques en thérapie génique. L'efficacité prédite de la transduction déterminera la probabilité que

Les souris de ce projet sont porteuses de mutations qui détruisent progressivement leur rétine et les rendent aveugles. 80 d'entre elles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Chacune reçoit, entre neuf et quinze jours de vie, une injection sous la rétine de chaque œil, cinq minutes par œil, avec un risque de décollement de rétine et de cataracte, puis passe un électrorétinogramme de quinze minutes. Le porteur évalue ainsi une thérapie génique, et les organes sont collectés après la mort pour analyses histologiques et moléculaires.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’évaluer l’efficacité d’une thérapie génique dans le traitement de la dégénérescence de la rétine dans deux modèles de souris génétiquement modifiés

Bénéfices attendus

Les résultats de ce projet permettront de tester l’efficacité d’une thérapie génique pour traiter la dégénérescence de la rétine liée à des mutations génétiques bien précises.

Procédures

- Contention et anesthésie (injection intrapéritonéale): 5 secondes, 2 fois/animal. - Injection intraoculaire sous-rétinienne : œil droit+œil gauche, 5 minutes/oeil, 1 fois/animal - Electrorétinogramme (ERG) : 15 minutes, 1 fois/animal

Impact sur les animaux

Cécité Contention : peut causer un stress léger de courte durée. Injection intraoculaire sous-rétinienne : risque de décollement rétinien et de cataracte transitoire Injection intra-péritonéale de l’anesthésie : douleur légère

Devenir

A l’issue de la procédure, tous les animaux sont mis à mort et les organes seront collectés en post-mortem pour analyses histologiques et moléculaires.

Remplacement

Des recherches préliminaires in vitro ont validé le potentiel thérapeutique de la surexpression du gène d’intérêt, réduisant ainsi le recours à l’expérimentation animale. Cependant, ces travaux sont limités par la spécificité de l’expression du gène aux photorécepteurs, l’absence de protocoles pour leur culture, et la très grande complexité pour produire des organoïdes rétiniens, nécessitant l’utilisation des modèles murins développés pour ce projet thérapeutique.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisé est réduit au minimum nécessaire pour atteindre des résultats statistiquement significatifs en utilisant un test approprié pour comparer les groupes d’animaux deux à deux.

Raffinement

Les souris seront surveillées par les membres qualifiés de l'animalerie et par les responsables du projet afin de détecter tout signe de douleur ou de maladie. Tout comportement anormal sera directement communiqué à la personne en charge du projet. Afin d'assurer aux animaux les meilleures conditions d'hébergement, du coton, des maisonnettes en carton et des tunnels ainsi que des bâtonnets de bois à ronger seront ajoutés dans la cage. Les souris seront hébergées par 5 en cage ventilée. Les injections de composé sont réalisées sous anesthésie et analgésie sur une surface chauffante. Les examens ophtalmologiques seront réalisés sur une surface chauffante, sous anesthésie générale. L’application de points limites stricts et spécifiques au projet conduira à prendre en charge la douleur et la souffrance éventuelle des animaux.

Choix des espèces

La souris est l’espèce privilégiée pour ses facilités d’élevage et de reproduction ainsi que de modifications génétiques à façon permettant de modéliser les défauts génétiques identifiées chez l’homme pour en comprendre les mécanismes physiopathologiques. De plus, de nombreux outils d’analyses ont été développés et bien caractérisés dans cette espèce animale. Enfin, l’œil est un organe facilement accessible et l’organisation structurale de la rétine d’une souris est très proche de celle de l’Homme. La validation thérapeutique du composé sera initiée entre 9 et 15 jours de vie (avant le début de la dégénérescence rétinienne) et sera poursuivie jusqu’à un stade suffisamment évolué de la maladie pour différencier les souris contrôles des souris porteuses de la maladie, mais suffisamment précoce pour observer un effet thérapeutique, soit 4 semaines pour le modèle présentant une atteinte rétinienne précoce et 6 semaines pour celui présentant une atteinte rétinienne progressive.