Maladies animales

152 poulets de chair vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils sont vaccinés par voie intramusculaire ou orale puis infectés par la bactérie Campylobacter, avant mise à mort et prélèvement d'organes, pour optimiser un vaccin destiné à réduire la contamination humaine par la volaille. Le porteur affirme n'attendre aucun effet indésirable, décrivant Campylobacter comme une bactérie commensale asymptomatique du poulet, et présente ce dernier comme la "seule espèce adaptée" faute d'organoïdes reproduisant l'immunité aviaire. Les poussins sont élevés jusqu'à 42 jours, âge d'abattage des poulets de chair, puis tués pour l'étude.

Objectifs

Ce projet s’inscrit dans le développement d’une stratégie de lutte vis-à-vis de la bactérie Campylobacter jejuni dans la filière avicole par la vaccination. Lors d’essais précédents, nous avions montré qu’un vaccin candidat basé sur la protéine appelée « YP437 » donnait des résultats prometteurs en terme d’induction d’anticorps sériques ou de protection vis-à-vis de l’infection bactérienne. Cependant, le protocole vaccinal doit maintenant être amélioré pour être plus efficace. Les objectifs visés par ce projet sont d’évaluer des pistes d’amélioration de la stratégie vaccinale : (1) Evaluer l’efficacité vaccinale du candidat vaccin sous sa forme protéique (vaccination et rappel vaccinal sous forme de protéines). En effet, cette combinaison n’avait pas été évaluée lors des essais précédents qui utilisait une primo-vaccination sous forme d’ADN et un rappel vaccinal sous forme protéique. Or, d’après notre expérience avec d’autres antigènes vaccinaux, la valence vaccin protéique est impliquée dans l’induction d’une réponse immunitaire sérique. (2) Evaluer l’impact de la fréquence (répétitions) des doses administrées du candidat vaccin. L’administration de plusieurs rappels vaccinaux pourrait augmenter l’amplitude des réponses immunitaires protectrices. (3) Evaluer l’impact de la voie d’inoculation en administrant le vaccin candidat par la voie orale (administration mucosale). En effet, lors des essais précédents, seule la voie intramusculaire a été testée. Or, d’après certains résultats précédents, l’induction de réponse immunitaire mucosale a été retrouvée chez des poulets partiellement protégés. La voie orale pourrait donc être intéressante pour stimuler la voie mucosale qui pourrait avoir un rôle sur la réduction de la charge caecale en Campylobacter. (4) Suivre tout un panel de réponses immunitaires dont les anticorps spécifiques circulants et mucosaux (anti-YP437), la réponse cellulaire et la composition du microbiote intestinal en réponse au vaccin en présence de Campylobacter. En effet, lors des essais précédents, seuls les paramètres de l’immunité systémique et mucosale ont été mesurés. Toutefois, il est possible que les efficacités vaccinales soient liées aux réponses humorales spécifiques, à l’immunité mucosale intestinale, à l’immunité cellulaire et/ou à la composition du microbiote intestinal qui pourrait interagir avec Campylobacter, et/ou le vaccin et/ou le système immunitaire.

Bénéfices attendus

Ce suivi devrait nous donner des indications sur ce qui est important selon différents paramètres testés (fréquence et voie d’inoculation, nature du vaccin) pour induire une réponse immunitaire protectrice contre Campylobacter chez le poulet en étudiant les interactions système immunitaire/microbiote et de Campylobacter au sein des intestins du poulet suite à la vaccination. L’étude de la voie orale permettra d’apporter des réponses sur la stimulation de la voie mucosale et d’être plus adapté à la vaccination de terrain dans les élevages. Le concept est innovant car l’adjuvant utilisé pour la voie orale n’a encore jamais été testé chez des poulets de chair.

Procédures

Plusieurs lots seront vaccinés par voie intramusculaire ou orale et infectés par Campylobacter par voie orale. Les prélèvements d’organes (caecum, rate et bourse de Fabricius) et de fluides (sang et bile) auront lieu après mises à mort des animaux. Au total, 7 lots de poulets de chair (souche Ross 308) seront utilisés. Lot 1: Vaccinés par la protéine YP 437 deux fois aux jours 5 et 12 par voie intramusculaire et infecté par Campylobacter au jour 19. Lot 2: Témoin placebo du lot 1 Lot 3: Vaccinés par la protéine YP 437 quatre fois au jours 5, 12, 19 et 28 en intramusculaire et infecté par Campylobacter au jour 19. Lot 4: Témoin placebo du lot 3 Lot 5: Vaccinés par la protéine YP 437 deux fois au jours 5 et 12 par voie orale et infecté par Campylobacter au jour 19. Lot 6: Témoin placebo du lot 5 Lot 7: Témoin challenge (non vacciné mais infecté par Campylobacter). Les poulets des lots 1 à 4 seront inoculés par voie intramusculaire. Les lots 1 et 3 seront inoculés avec le vaccin contenant la protéine YP 437 émulsionnée dans un adjuvant alors que les lots 2 et 4 seront inoculés avec un placebo (PBS + adjuvant). Les poulets du lot 5 seront inoculés avec le vaccin contenant la protéine YP 437 émulsionnée dans un adjuvant par voie orale alors que les poulets du lot 6 seront inoculés également par voie orale mais avec un placebo (PBS + adjuvant). Les lots 5 et 6 seront au total vaccinés 4 fois alors que les lots 1 à 4 seront au total vaccinés 2 fois. Le lot 7 ne sera pas vacciné. Tous les poulets seront infectés par voie orale par Campylobacter au jour 19. L’essai se déroulera comme suit: J1 : Naissance et mise en place des poussins au sein des animaleries et mise à mort de 5 poussins pour prélèvements de vésicules vittelines afin de vérifier le statut indemne en Campylobacter. J5 : Première vaccination pour tous les lots sauf le 7. J12 : Deuxième vaccination pour tous les lots sauf le 7. J19 : Infection avec Campylobacter par voie orale sur tous les animaux et mise à mort de 5 animaux par lot pour prélèvements de fluides et d’organes. Troisième vaccination pour les lots 5 et 6. J22 : Récolte de fientes à même le sol afin de vérifier la colonisation en Campylobacter suite à l’infection des poulets 3 jours avant. J28 : Quatrième vaccination pour les lots 5 et 6. J42 : Fin de l’essai, mise à mort de 16 animaux par lot pour prélèvements de fluides et d’organes. Au total, 152 animaux seront utilisés pour cette procédure.

Impact sur les animaux

Le vaccin protéique a déjà été utilisé lors d’expérimentations précédentes chez les poulets de chair, et aucune réaction indésirable n’a été décelée suite à la vaccination. L’adjuvant utilisé par voie intramusculaire a déjà été utilisé et n’a pas provoqué d’effets indésirables. L’adjuvant utilisé par voie orale n’a jamais été inoculé chez le poulet mais il a déjà été testé chez d’autres modèles animaux (bovin, porcin, poisson, murin) sans effets indésirables. Par ailleurs, Campylobacter est considérée comme une bactérie commensale des poulets, et à ce titre est asymptomatique. En outre, la souche utilisée a déjà fait l’objet de plusieurs essais in vivo et aucun effet indésirable n’a été observé. Il n’est donc attendu à ce qu’aucun effet indésirable ne survienne tout au long de l’essai.

Devenir

Les prélèvements d’organes et fluides seront réalisés après la mise à mort de l’animal. Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure expérimentale.

Remplacement

La volaille et notamment le poulet de chair représente la source majeure de campylobactériose pour l’homme. Campylobacter fait partie de la flore naturelle des poulets qui le portent de manière asymptomatique. La colonisation intervient entre la seconde et troisième semaine après l’éclosion. Le but de cette étude ici est de contribuer au développement de vaccins contre cette bactérie chez le poulet afin de réduire in fine le risque d’infection humaine par Campylobacter. La mise en place de la protection vaccinale contre Campylobacter fait intervenir à la fois le système immunitaire composé de différentes cellules et le microbiote intestinal. En l’absence de lignée cellulaire (population de cellules ayant une capacité de se diviser et donc de se multiplier) ou d’organoïdes (modèle d'un organe) pouvant mimer le système immunitaire aviaire et les interactions Campylobacter-microbiote-système immunitaire, aucune stratégie alternative visant à évaluer l’immunogénicité d’un vaccin inoculé aux poulets ou l’impact de la vaccination sur le microbiote n’est disponible. Le poulet est donc la seule espèce adaptée aux objectifs et aux conditions de notre procédure.

Réduction

Les animaux seront utilisés au seuil de la pertinence scientifique et statistique. Au jour 19 (avant infection par Campylobacter per os), 5 poulets par lot seront mis à mort pour avoir un nombre d’animaux par lot minimal pour appliquer les tests statistiques fiables pour les paramètres étudiés. Au jour 42, en raison de la variabilité interindividuelle importante du dénombrement de Campylobacter, il est nécessaire d’avoir à minima 15 animaux par lot afin de comparer les charges caecales en Campylobacter, reflétant l’efficacité vaccinale. Des tests de comparaison de moyennes seront effectués pour analyser les résultats des différents lots à chaque date de prélèvement. Des tests paramétriques (Student ou Anova) seront utilisés lorsque les critères de normalité et d’homogénéité des variances seront réunis. Sinon des tests non paramétriques (Kolgomorov-Smirnov ou Kruskall Wallis) seront utilisés.

Raffinement

Dans nos expériences précédentes, avec le vaccin à base des protéines YP437, aucun symptôme ou effet indésirable n’a été détecté chez les animaux étudiés (avec deux injections de vaccin). Le protocole a été établi pour limiter au maximum le nombre de manipulation par animal. Néanmoins, afin de pouvoir bien évaluer l’immunogénicité du vaccin et la preuve du concept, il apparait opportun, dans deux groupes, de réaliser 3 rappels vaccinaux au lieu d’un seul. Pour ces animaux, comme pour l’ensemble des animaux par ailleurs, le personnel expérimenté apportera la même attention à chaque injection pour éviter/limiter les inconforts au moment de l’injection. D’après notre expérience, les vaccins se diffusent très bien en intramusculaire et une garde au niveau de l’aiguille rattachée à la seringue peut être ajoutée pour que l’aiguille soit bien positionnée et bien adaptée à la dimension de la cuisse du poulet. L’adjuvant utilisé par voie intramusculaire a déjà été utilisé et n’a pas provoqué d’effets indésirables. L’adjuvant utilisé par voie orale n’a jamais été inoculé chez le poulet mais il a déjà été testé chez d’autres modèles animaux (bovin, porcin, poisson, murin) sans effets indésirables. Afin de limiter les gestes invasifs et le stress chez les animaux, les prélèvements de sang auront lieu lors de la saignée à la veine jugulaire après mise à mort des animaux. Par ailleurs, Campylobacter est considérée comme une bactérie commensale des poulets, et, à ce titre, l’infection est asymptomatique. En outre, la souche utilisée a déjà fait l’objet de plusieurs essais in vivo et aucun effet indésirable n’a été observé. Aucun effet indésirable n’est donc attendu au cours de cet essai. Néanmoins, les animaux seront observés quotidiennement. Si toutefois, une altération de l’état de santé était observée quelle que soit la raison, les animaux concernés seront mis à mort en cas d’atteinte des points limites suivants : blessure grave, prostration, absence de réaction après sollicitation (absence de réponse à des stimuli tactiles et visuels), anorexie ou impossibilité de s’abreuver ou de s’alimenter.

Choix des espèces

Campylobacter fait partie de la flore naturelle des poulets qui le porte de manière asymptomatique. La colonisation de cette flore intervient entre la seconde et troisième semaine après l’éclosion. Le but des études ici est de contribuer au développement de vaccins contre cette bactérie chez le poulet afin de réduire in fine le risque d’infection humaine par Campylobacter. Le poulet est donc la seule espèce adaptée aux objectifs et aux conditions de notre procédure. Des poussins de 1 jour seront utilisés et élevés jusqu’à 42 jours. Le but est de suivre les réponses immunitaires et l’influence du microbiote avant au jour 19 et suite à l’infection par Campylobacter au jour 42, âge moyen testé lors des précédents essais et cohérent avec l’âge d’abattage des poulets de chairs pour la consommation.

10 080 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Anesthésiées, elles sont infectées par le virus de la rage par injection intracérébrale, développent une succession de signes cliniques, puis sont tuées pour prélever leur cerveau infecté. Ce matériel sert à fabriquer des panels distribués aux laboratoires de référence européens pour des évaluations de diagnostic de la rage tous les deux ans. Le porteur affirme qu'aucune culture in vitro ne produit assez de tissu cérébral et présente la souris comme seul moyen d'obtenir la quantité voulue, en soulignant avoir divisé par deux le nombre d'animaux par an.

Objectifs

Le projet vise à générer du matériel biologique qui entrera dans la composition de panels d’échantillons distribués aux Laboratoires Nationaux de Référence (LNR) qui prennent part à des évaluations interlaboratoires (EIL) de diagnostic de rage organisé tous les deux ans en Europe. Afin de mimer les conditions de réalisation d'un diagnostic de routine, les panels se doivent d'être constitués de matière cérébrale. La France étant indemne de rage vulpine, il est donc impossible d’avoir recours à des prélèvements de cerveaux issus d’animaux naturellement infectés. De plus, pour certaines souches de rage, telles que celles retrouvées chez les chauves-souris, il est difficilement envisageable d'obtenir assez de matériel cérébral pour la préparation d’une cinquantaine de panels. De ce fait, il est nécessaire d'obtenir expérimentalement ce matériel biologique en infectant des souris de laboratoire. Les EILs de diagnostic de rage permettent d’évaluer les LNRs sur 4 techniques de diagnostic différentes. Les panels sont constitués d’environ une dizaine d’échantillons dont 8 composés de matière cérébrale infectée par des souches de rage représentatives des souches classiquement isolées par les LNRs (souches renard, souches canines, souches isolées chez les chauves-souris etc.) Pour chaque EIL, 8 productions de virus sont donc effectuées afin d’obtenir les 8 stocks d'échantillons dits « positifs » qui entreront dans la composition du panel.

Bénéfices attendus

Le présent projet va permettre de constituer des panels de matières cérébrales infectées avec différents lyssavirus qui seront utilisés à l'échelle Européenne pour la réalisation d'EILs. Ces EILs visent 1/ à évaluer l'aptitude des LNRs européens aux techniques de diagnostic de rage, 2/ à harmoniser les modes opératoires techniques, 3/ et ainsi à contribuer à une meilleure surveillance de la rage en Europe.

Procédures

Les souris seront anesthésiées (injection dans le péritoine) avant d'être infectées par voir intra-cérébrale par une dose de virus. L'infection est une étape qui ne dure pas plus de 5 secondes.

Impact sur les animaux

Les souris infectées par les lyssavirus vont développer une succession de signes cliniques très bien caractérisés. Dès l'apparition des premiers signes cliniques imputables à la rage , les animaux seront mis à mort immédiatement tout en permettant d'atteindre les objectifs scientifiques du projet.

Devenir

Tous les animaux sont mis à mort afin de collecter les cerveaux infectés.

Remplacement

La France étant indemne de rage, depuis les années 2000, il n'y a plus de mammifères sauvages (renards par exemple) naturellement infectés par le virus. Il est donc désormais impossible d’avoir recours à des prélèvements de cerveaux qui seraient issus d’animaux naturellement infectés. De plus, pour certaines souches rabiques, telles que celles retrouvées chez les chauves-souris, il est impossible d'obtenir assez de matériel cérébral infecté (un cerveau de chauve-souris pèse moins d'un gramme) pour la préparation d’une cinquantaine de panels. De ce fait, seule l'utilisation d'animaux de laboratoire nous permet de préparer la quantité de matière cérébrale nécessaire à la préparation des panels utilisés pour les EILs de diagnostic. Par ailleurs les méthodes actuelles de mise en culture in-vitro de neurones ne permettent de produire qu'une quantité très limitée de tissus rendant à ce jour ces techniques inapplicables pour le présent projet.

Réduction

Le nombre de souris utilisées pour chaque production virale (n=480) a été déterminé en intégrant 4 paramètres: la fréquence bisannuelle des EILS, le nombre de participants aux EILs (en moyenne 60), le nombre d'échantillons constitutif de chaque panel (10) et les contrôles qualité à effectuer sur chaque production virale tel que requis par la norme qualité pour l'organisation d'EILs. Chaque production sur 480 souris permet ainsi d'obtenir environ 120 échantillons de cerveaux (d'environ 1ml) dont 1/3 servira aux contrôles qualité et 2/3 qui servira à la constitution des panels. La fréquence des EILs de diagnostic de rage a été revu à la baisse avec l'organisation d'un EIL tous les deux ans (autrefois fréquence annuelle). Cela nous permet de réduire de moitié la quantité de souris utilisée dans le cadre de ces productions passant ainsi de l'utilisation d'environ 20000 à 10000 souris par an. L'organisation de tels EILs à l'échelle européenne permet l'évaluation d'un grand nombre de laboratoires en une seule session, et évite également l'organisation d'autres EILs rage par d'autres laboratoires et donc le recours à d'autres animaux d'expérimentation. Tout échantillon qui ne serait pas utilisé pour la réalisation d'EIL pourra être utilisé comme témoin positif pour les techniques de diagnostic de rage, comme échantillon test dans le cadre de stage technique, ou de validation de méthode.

Raffinement

Ces souris seront hébergées en groupe avec un enrichissement composé de nombreux tunnels, abris (afin de satisfaire leur besoin de cachette), cellulose, et de bâtonnets de bois à ronger. Un contrôle de leur état de santé sera assuré tous les jours. Des points limites précis et suffisamment précoces pour leur éviter toute souffrance prolongée et inutile ont par ailleurs été définis.

Choix des espèces

La souris est une espèce très largement utilisée pour les expérimentations dans le domaine de la rage. Elle présente une très bonne sensibilité aux différents génotypes du lyssavirus. Depuis qu’il a été démontré que l’injection intracérébrale à la souris blanche déterminait une infection constante et typique, celle-ci est devenue l’animal de laboratoire de choix comparé au cobaye et au lapin. La période d’incubation du virus rabique est relativement courte, et les signes cliniques liés à la rage sont très bien caractérisés. Les souris Swiss OF1 utilisées doivent avoir un poids d'environ 15 grammes lors de l’administration du virus d'épreuve à J0. Ce poids correspond à un stade où les souris sont très sensibles au virus de la rage.

3 615 lapins vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent des injections d'antigènes combinés à un adjuvant, dont l'adjuvant complet de Freund qui peut provoquer ulcérations et fièvre, puis des prises de sang répétées, à raison de deux lapins par protocole pour 1 590 protocoles. Il s'agit d'une production commerciale d'anticorps polyclonaux vendus à des équipes de recherche publiques et privées, non d'une étude scientifique. Le porteur affirme qu'aucune méthode in vitro n'est aussi efficace pour cette production et écarte les banques d'anticorps existantes au nom du temps et du budget.

Objectifs

Les anticorps sont produits par le système immunitaire d'un animal comme moyen de défense contre un immunogène spécifique. Ces anticorps constituent des ressources largement utilisées dans des applications diagnostiques et thérapeutiques. Les anticorps polyclonaux sont notamment utilisés pour l’évaluation, la détection et la purification de protéines d’intérêts. Ces anticorps polyclonaux trouvent des applications en biologie et en biochimie, tel que des tests de grossesses ou plus récemment pour détecter la présence du virus SARS-CoV-2. Notre société assure la production d’anticorps polyclonaux pour le compte de différentes équipes de recherche publiques ou privées. L'objectif de la présente demande est d'obtenir des anticorps polyclonaux de lapin. Il a été observé que les anticorps produits par les lapins présentent généralement de hautes affinités pour l’antigène cible, grâce notamment à la mise en place de mécanismes propres à l’espèce. Les anticorps seront produits par injection à un animal de l'immunogène (antigène) cible, combiné à un adjuvant qui accroît la réponse immunitaire.

Bénéfices attendus

Les anticorps polyclonaux seront des auxiliaires et des réactifs employés non seulement dans des procédés relatifs à la biochimie, à la biologie moléculaire et à l’immunohistochimie, mais aussi à des fins diagnostiques voir thérapeutiques. En effet, les anticorps polyclonaux de lapins développés interviendront notamment dans la caractérisation de substances médicamenteuses. Les anticorps développés dans le cadre de projets de recherche, permettront de localiser, d’identifier ou de purifier des protéines synthétisées au sein des cellules, d’un tissu ou d’un organe. Afin de répondre aux besoins exprimés par différentes équipes de recherche, 1590 protocoles sont envisagés.

Procédures

Injections en intradermique, en sous-cutanée ou en intramusculaire de l’antigène associé à un adjuvant (8 minutes) Prélèvements (durée 25 à 40 minutes par prélèvement).

Impact sur les animaux

Les immunisations peuvent notamment conduire à l'apparition d'ulcérations aux points d'injection. L'injection en sous-cutanée couplée à l’adjuvant complet de Freund peut provoquer l’apparition de fièvre et d’inconfort modéré, pouvant se traduire par une légère diminution de la mobilité pendant les premières heures suivant l’injection (apparition de petites boules correspondant au dépôt de l’émulsion antigène-adjuvant). Les prélèvements de sang et les injections avec de l’adjuvant incomplet de Freund, n’entrainent pas de gêne particulière (inconfort mineur). Le volume de sang étant en effet adapté au poids de l’animal et correspondra au maximum à 10% du volume en accord avec les recommandations relatives aux volumes sanguins maximaux prélevés du guide Gircor.

Devenir

Tous les animaux sont concernés par l'euthanasie. Les projets étant spécifiques d’un antigène, nous ne pouvons pas réutiliser les animaux pour d’autres protocoles, les animaux sont donc tous euthanasiés en fin de protocole.

Remplacement

La méthode usuelle pour produire des AcP reste l’immunisation de l’animal avec des préparations antigéniques pures ou partiellement purifiées, souvent combinées à un adjuvant qui accroît la réponse immunitaire. Les AcP sont produits chez les animaux vivants, puisqu’il n’existe pas de méthode substitutive aussi efficace pour cette production. L’immunité humorale correspond à un processus complexe impliquant différents acteurs du système immunitaire in vivo. Ce processus se traduit par la production d’un répertoire diversifié d’immunoglobulines répondant à un grand nombre d’antigènes. In vivo, l’adaptation accrue du système immunitaire vis à vis de l’antigène au fur et à mesure des immunisations est indispensable pour obtenir des anticorps notablement plus spécifiques et pertinents que ceux obtenus avec des systèmes de développement in vitro. En effet, les techniques partant de banque naïve ne permettent généralement pas une obtention aisée (en termes de temps, budget et matériels) d’une large gamme d’anticorps de hautes affinités ciblant différents épitopes.

Réduction

Le nombre d’animaux (2 lapins par protocole) pour l’obtention de réactifs intervenant dans la caractérisation d’une molécule thérapeutique a été adapté au plus juste par rapport au besoin de sérum pour les investigations et les recherches au regard de notre recul sur ce protocole.

Raffinement

Les animaux sont prélevés et euthanasiés en dehors de la pièce de stabulation pour éviter toute transmission de stress. La pièce de stabulation est à l'abri de toute nuisance sonore. L'observation quotidienne des animaux par le personnel compétent permet une détection précoce de tout risque d'atteinte d'un point limite et ainsi une intervention adaptée au plus tôt. Des tableaux de points limites ont été mis en place avec notre vétérinaire. L’établissement des points limites mis en oeuvre se base sur 3 critères principaux : comportementaux (éveil, posture, comportement exploratoire, locomotion, agressivité, vocalisation…), signes cliniques (apparence générale, aspect du pelage, ouverture des paupières, éventuelles lésions…) et zootechniques (abreuvement, poids, …). L’observation de l’un de ces paramètres, permet de définir un score clinique, avec différents niveaux : normal, observer attentivement avec mise en oeuvre potentielle d’antalgies, souffrance sévère : arrêt immédiat du protocole et remise en cause de la procédure expérimentale. Ces mesures en accord avec le principe d’amélioration (raffinement), constitue un outil permettant d’atteindre les objectifs scientifiques tout en minimisant autant que possible la souffrance animale. Les points limites mis en place au sein de notre structure pour ce protocole permettent d’atteindre l’objectif de l’étude avant même l’installation d’une souffrance. Les prélèvements seront réalisés après injection d'acépromazine, qui possède un effet tranquillisant, permettant une réalisation du prélèvement moins stressante pour l'animal.

Choix des espèces

L'espèce utilisée est choisie avec soin. Nous prenons en compte les facteurs suivants : 1) la quantité nécessaire d'anticorps ou d'antisérum (choix d’animaux de plus grandes tailles lorsqu'on a besoin de grandes quantités d'anticorps); 2) la relation phylogénétique entre l'espèce d'où provient l'antigène protéique et l'espèce utilisée pour produire l'anticorps; 3) la fonction effectrice des AcP provenant de l'espèce productrice d'anticorps; 4) l'utilisation prévue des anticorps. Dans le cadre de cette procédure expérimentale, les lapins New Zealand White ont été retenus, car ils permettront de fournir une quantité suffisante d'anticorps, via la mise en protocole d'un nombre restreint d'individus, avec un risque d'échec du projet très faible. De plus, ces lapins sont communément utilisés pour la production d'AcP, ils sont faciles à manipuler et produisent des antisérums à titre élevé et à forte affinité. La meilleure production d’anticorps est obtenue chez les jeunes adultes. Les lapins entreront en protocole dès l’âge de 3 mois. Auparavant ils auront subi une période de quarantaine de 21 jours, en absence d’incident durant ce temps, ils seront alors aptes à rentrer en protocole.

4 000 poulets de chair vont être utilisés, tous envoyés à l'abattoir ou vendus au personnel à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le protocole vise à provoquer volontairement des boiteries douloureuses, par nécrose des têtes fémorales, au moyen d'un sol modifié pendant les quarante-deux jours d'élevage. L'objectif est de tester une trentaine de solutions alternatives aux antibiotiques et de réduire une pathologie fréquente en élevage industriel. Le porteur qualifie les nuisances de légères tout en euthanasiant les animaux dès qu'une boiterie atteint un stade modéré, et décrit l'espèce visée comme le seul modèle possible.

Objectifs

Depuis plusieurs années, les boiteries avec composante bactérienne (nécroses des têtes fémorales) constituent un problème majeur en élevages de poulets de chair. Les germes associés à cette pathologie sont multiples (Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Enterococcus caecorum etc.) et conduisent à des utilisations d’antibiotiques qui peuvent être importantes. En effet, une émergence de maladies avicoles liées au germe Escherichia coli, avec davantage de problèmes locomoteurs a été observée depuis les années 2000, passant de 0.3% en 2006 à 8% en 2017 et 7% en 2018. L’infection et la nécrose des cellules du cartilage de l’os sont douloureuses pour l’animal, qui réduit ses déplacements, donc sa fréquentation des abreuvoirs et des mangeoires, ce qui peut conduire à la mort par déshydratation et/ou arrêt de la prise alimentaire. Il s’agit donc à la fois d’un problème de bien-être animal, d’un problème sociétal lié à l’utilisation d’antibiotiques et d’un problème économique, les pertes (mortalité, morbidité, baisses de croissance) pouvant être conséquentes. La compréhension de ce phénomène fait l’objet de quelques travaux dans la littérature mais la recherche de solutions est complexe, notamment car nous ne disposons pas à ce jour d’un modèle expérimental reproductible et représentatif du problème terrain en station expérimentale. Un tel modèle permettrait de comparer rapidement et avec une intensité de symptômes contrôlée un grand nombre de solutions alternatives aux antibiotiques potentielles.

Bénéfices attendus

Ce modèle présente plusieurs avantages : - il est représentatif du problème observé sur le terrain. Il assure que les solutions mises en évidence pour leur efficacité en station le soient également dans le futur dans les élevages. - il est mis en œuvre dans une station avec des conditions d’élevage standardisées et homogènes. Il permet ainsi de comparer en un minimum de temps un maximum de solutions potentielles, sans biais lié à l’environnement de travail. Les 5 essais réalisés permettront de tester 30 solutions différentes (avec dans chaque essai un témoin négatif et un témoin positif pour en valider le bon déroulement), et pourraient conduire en 5 ans à l’élaboration d’une solution permettant de réduire notablement les problèmes de boiteries sur le terrain. Il faut également noter que la mise en évidence d’une solution efficace à travers ces tests sur 4000 poulets permettra à terme de réduire une pathologie qui concerne plusieurs milliers d’animaux sur le terrain.

Procédures

Les animaux seront soumis à des conditions spécifiques d'hébergement (strucuture du sol modifié) pendant 42 jours (durée d'élevage des animaux). Aucune autre intervention ne sera réalisée sur les animaux hormis des relevés de poids par parquet 8, 21, 35 et 42 jours après le début de l’essai (environ 5 minutes par parquet).

Impact sur les animaux

Le modèle a pour but de favoriser l’apparition de troubles locomoteurs chez le poulet de chair. Les nuisances ou effets indésirables attendus sur les animaux sont donc des douleurs/lésions/maladies au niveau des pattes des poulets, douleurs liées à un environnement non adapté (qualité de la litière). Ces nuisances seront de classe légère. Un animal qui présentera une de ces nuisances à un niveau de classe modérée sera retiré de l'étude (euthanasie).

Devenir

L’élevage des poulets jusqu’à 42 jours en station conduit à un poids vif équivalent aux poulets lourds engraissés jusqu’à 49 jours sur le terrain. Les animaux sont donc envoyés en abattoir dans des conditions identiques à celles des poulets élevés sur le terrain ou vendus au personnel de la station.

Remplacement

Les nécroses des têtes fémorales sont une pathologie complexe, d’origine multifactorielle, et dont les causes ne sont pas encore clairement établies. De ce fait, il n’est pas possible à ce jour de développer un système prédictif des boiteries ou un modèle mathématique (qui supposerait d’ailleurs que nous connaissions les solutions efficaces pour réduire cette pathologie, alors qu’il s’agit justement de l’objectif du projet). De même, il n’existe pas de modèle in vitro validé sur ce sujet. Pour le moment, seul un modèle in vivo peut permettre d’évaluer des solutions transposables sur le terrain, c’est-à-dire qui seront aussi efficaces en élevages qu’en essai.

Réduction

Lors de leur mise en place, les poussins sont placés à raison de 50 individus par parquet. Cela permet de tenir compte du taux de mortalité « naturelle » avant 14 jours (poussins porteurs de pathologies ou de défauts non décelées au couvoir), mais aussi d’éliminer les animaux présentant des symptômes de pathologies non liées au modèle expérimental, qui pourraient fausser les résultats. Le dispositif permet de tester 8 traitements, à raison de 2 parquets par traitement, ce qui constitue un compromis entre tester plusieurs solutions simultanément et avoir au moins 2 répétitions pour assurer la fiabilité des données.

Raffinement

La capacité de déplacement des animaux est régulièrement évaluée sur une échelle de 0 (déplacement normal) à 3 (incapacité à se déplacer). A minima 2 fois par semaine, les poulets présentant un score de boiteries supérieur ou égale à 2 (défaut évident qui affecte la capacité de déplacement) sont euthanasiés selon la méthode décrite au point 3.3.3. Ainsi, aucun animal présentant une boiterie affectant visiblement sa capacité à accéder à l’eau ou à l’aliment n’est laissé en souffrance. Afin de réduire le stress des animaux dans les conditions particulières de cet essai : - L’eau et l’aliment sont laissés en accès libre et les niveaux nutritionnels couvrent les besoins d’entretien et de croissance des animaux. - Les manipulations d’animaux vivants sont réduites au minimum et le modèle n’est pas invasif : pesée collective à la mise en lot, trois fois pendant l’essai (J8, J21, J35) et une fois à la fin de l’essai (J42).

Choix des espèces

Il s’agit de l’espèce cible. Par ailleurs, la méconnaissance des processus métaboliques à l’origine des nécroses des têtes fémorales chez l’oiseau ne permet pas d’établir un parallèle avec une autre espèce. Enfin, le cycle d’élevage court de la volaille permet de limiter la durée des dommages dans les conditions de la procédure expérimentale. Il est communément admis que les nécroses des têtes fémorales trouvent leur origine dès la phase de démarrage de l’élevage des poulets, ce qui nécessite de commencer l’essai dès 1 jour d’âge. L’expression maximale des boiteries s’observe en fin d’élevage, et elles sont plus marquées sur des poulets dits « lourds », élevés jusqu’à 49 jours sur le terrain. Les conditions sanitaires préservées de la station permettent néanmoins d’obtenir un poids vif proche du poids final du terrain dès 42 jours. De ce fait, la durée de l’essai sera de 1 jour d’âge jusqu’à 42 jours d’âge, afin de permettre l’expression des boiteries jusqu’au poids vif représentatif du terrain.

4 575 animaux non-humains, 1 525 souris, 1 525 rats et 1 525 lapins, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Après retrait des couches superficielles de la cornée sous anesthésie, un agent pro-inflammatoire est appliqué sur un œil, suivi de traitements en gouttes ou en injections oculaires, les animaux ressentant une douleur et une inflammation de la surface de l'œil pendant toute l'étude. Le projet vise à identifier des traitements de l'inflammation et de la douleur oculaires. Le porteur affirme qu'aucune méthode alternative n'existe pour évaluer un traitement dans un modèle d'inflammation cornéenne et choisit le lapin pour la taille de son œil.

Objectifs

L’objectif du projet est de mettre en place, dans le plus grand respect du bien-être animal, un modèle expérimental induisant une inflammation et douleur modérée chez l’animal afin de pouvoir identifier et évaluer des traitements susceptibles de les réduire.

Bénéfices attendus

Les bénéfices susceptibles de découler de ce projet sont l’identification et la sélection de futurs traitements pouvant améliorer le bien-être des patients atteints de signes d'inflammations et de douleur au niveau de la surface oculaire.

Procédures

Au premier jour de la procédure, quinze minutes après avoir enlevé sous anesthésie les couches superficielles de la cornée, une goutte d’un agent pro-inflammatoire va être appliquée sur un œil. Au troisième jour, d’une procédure qui en durera cinq, l’application sera renouvelée. Une série de traitements est ensuite administrée suivant les groupes soit sous formes de gouttes soit sous formes d’injections oculaires en fonction du type de produit et de son mode d’action. Ces administrations par gouttes sont quotidiennes et sont répétés une à quatre fois par jour. Les injections oculaires se font moins fréquemment, généralement pas plus de cinq administrations sur la durée de la procédure. Ces administrations peuvent se faire chez l’homme sous anesthésie locale. Ici, l’animal est endormi à l’aide d’une anesthésie générale légère afin de l’immobiliser, de faciliter l’injection et de réduire un stress éventuel. Une série d’observations est ensuite réalisée quotidiennement afin d’évaluer l’efficacité des traitements sur l’inflammation et la douleur oculaire. Tous les examens réalisés durant ces cinq jours de procédure sont des examens réalisés chez l’homme en cabinet d’ophtalmologie ou en clinique vétérinaire. Ils sont de plus totalement indolores et ne durent que quelques minutes (cinq minutes tout au plus). Ils seront éventuellement réalisés sous anesthésie générale légère afin d’immobiliser l’animal, de faciliter la procédure et de réduire un stress éventuel.

Impact sur les animaux

Le projet a pour but de trouver des traitements à l'inflammation et à la douleur oculaire. Les animaux vont sur la durée de l'étude ressentir une douleur légère à modérée et une inflammation de la surface oculaire (cornée, conjonctives).

Devenir

A l'issue de chaque procédure, tous les animaux sont mis à mort pour l'analyse des tissus.

Remplacement

L’œil est un organe complexe. Il est composé de plusieurs tissus anatomiquement et physiologiquement très différents (très vascularisés ou très innervés pour certains, totalement avasculaires ou faiblement innervés pour d’autres). Il est soumis à d'importantes variations environnementales (température et humidité ambiantes), mécaniques (mouvements des globes, des paupières) et physicochimiques (osmolarité…), ainsi qu'à de nombreuses interactions biologiques avec les tissus et organes voisins. Contrairement aux tests d’irritation oculaire (test d’irritation oculaire de Draize par exemple) où plusieurs méthodes alternatives permettant de s’affranchir d’essais sur l’animal ont été validées, il n’existe pas à ce jour de méthode alternative permettant d’évaluer l’efficacité et la tolérance d’un nouveau traitement dans un modèle d’inflammation cornéenne. Les mécanismes impliqués dans les phénomènes inflammatoires et neuro-inflammatoires associés à des douleurs cornéennes sont nombreux et font intervenir différents acteurs (cellules immunes, cellules nerveuses, médiateurs pro-inflammatoires, facteurs de croissances…) présents bien sûr au niveau de l’œil mais aussi au niveau d’autres organes voisins (ganglions, noyaux sensitifs, système nociceptif présent dans le cerveau…). C'est pour cela que l’utilisation d’animaux vivants dans ces procédures expérimentales sont nécessaires pour atteindre les objectifs de ce projet, les modèles alternatifs ne pouvant pas prendre en compte ou faire intervenir à ce jour, toutes les interactions et tous les acteurs impliqués dans ces phénomènes neuro-inflammatoires.

Réduction

Le nombre maximum d’animaux prévu pour ce projet a été déterminé en fonction de la distribution théorique rencontrée dans les données bibliographiques et historiques de l'établissement, du nombre d'études estimées et tient compte des variations du métabolisme, de la robustesse des mesures et de notre expérience. Ce nombre limité doit nous permettre de conclure sur l’efficacité ou non d’un traitement. L'efficacité d'un traitement sera évaluée à chaque moment à l'aide de tests statistiques; chaque groupe traité sera comparé à celui du groupe témoin non traité. De plus, un calcul de l’effectif sera réalisé avant chaque étape afin d’ajuster et de revoir à la baisse si possible le nombre d’animaux à inclure dans les procédures. Dès que les procédures expérimentales le permettront, des évaluations non invasives seront choisies tout au long du projet pour améliorer la condition animale et éviter la mise à mort inutile des animaux. De même, l'analyse des deux yeux sera privilégiée autant que possible afin de réduire le nombre d'animaux utilisé.

Raffinement

Un suivi quotidien des animaux sera effectué afin de minimiser au maximum l’impact des procédures sur leur bien-être. Les rongeurs seront placés en groupe dans des cages d’hébergement contenant nourriture et boisson ad libitum et enrichissement à ronger et un abri. Les lapins seront placés préférentiellement par deux dans des cages avec boisson ad libitum, nourriture et enrichissement à ronger. Les examens choisis pour évaluer les signes cliniques de la maladie sont non invasifs et semblables à ceux pratiqués chez l'homme en cabinet d'ophtalmologie ou chez l’animal en clinique vétérinaire. Afin de réduire le stress de l'animal lors d'examens nécessitant l'immobilisation de l'animal, une administration d'anesthésique sera réalisée. Il en ira de même pour les procédures plus invasives afin de supprimer la douleur provoquée pendant et en l’atténuant après l’intervention. Des points limites adaptés, suffisamment prédictifs et précoces permettent de limiter une éventuelle douleur à son minimum. Ce projet a été soumis pour évaluation à un comité d’éthique et sera suivi par la structure en charge du bien-être animal de l'établissement

Choix des espèces

Les modèles expérimentaux présentés sont largement utilisés et décrits sur le lapin et le rongeur dont les publications de référence citées sur lesquelles le projet est basé. Le lapin sera choisi pour la taille de son œil. Les observations des paramètres observées en sont facilitées. Si la quantité de produit à évaluer est limitée (difficulté à synthétiser, coût), le rongeur sera alors choisi. Il le sera aussi si des analyses histologiques spécifiques sont nécessaires, le catalogue d’anticorps par exemple y est plus développé. Enfin le choix de l’espèce, sera guidé aussi par les données existantes sur le produit à évaluer (spécificité d’action, données historiques sur l’espèce choisie). C’est pour ces raisons que des souris, des rats et des lapins ont été retenus pour tenir compte des particularités anatomiques et physiologiques de chaque espèce afin d’augmenter les chances de mener ce projet à terme. Les animaux seront de jeunes adultes : les rongeurs auront un minimum de 6 semaines au début de l’étude et les lapins environ 8 à 12 semaines. Ces âges correspondent à la maturité visuelle chez ces animaux.

18 chats vont être utilisés, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour tester la tolérance et la pharmacocinétique d'un médicament antidiabétique vétérinaire. Chaque animal reçoit un à deux comprimés par jour pendant sept jours, avec des prélèvements sanguins répétés à la veine jugulaire et un hébergement individuel pour surveiller vomissements et alimentation. Le porteur indique que les prélèvements peuvent laisser des douleurs ou des hématomes, et que l'isolement, les vomissements et d'éventuels troubles urinaires peuvent gêner l'animal, les chats étant ensuite gardés en vie. Il affirme qu'il est "indispensable de recourir à l'animal entier" et reconnaît qu'aucune analyse statistique n'a fondé le nombre de 18 animaux.

Objectifs

L'objectif de ce projet est de démontrer la tolérance et les paramètres pharmacocinétiques d'un élément test après une administration répétée pendant sept jours à trois doses différentes.

Bénéfices attendus

La cible thérapeutique est le chat. Le bénéfice de ce projet est de développer un nouveau médicament contre le diabète chez le chat.

Procédures

Les animaux seront soumis a des administrations orales: adminsitration de 1 à 2 comprimés maximum pendant 7 jours. Durée d'une administration inférieure à la minute. Des prélèvements sanguins seront réalisés à la première et dernière administration aux temps suivants: Jour 1: 0h (réalisé à jour-1), puis 0.5h, 1.5 h, 4 h, 6 h, 8 h, 24 h après traitement. Jour 7: Predose (juste avant administration ), puis 0.5h, 1.5 h, 4 h, 6 h, 8 h, 24 h aprés traitement. Un volume de 1 mL de sang sera collecté à chaque temps de prélèvement. Durée d'un prélèvement inférieur à la minute. Les animaux seront hébergés de manière individuelle aprés chaque administration pendant 4h et pendant 24h au septième jour aprés la dernière administration. Cela est nécessaire pour le suivi de l'alimentation, pour observer les éventuels vomissements et pour recueillir les urines par miction spontanée. Recueil d'urine aprés la dernière administration pendant 24h uniquement.

Impact sur les animaux

Du stress lié à la contention. Des douleurs ou hématomes au niveau des veines jugulaires pourront être présentes suite au différents prélèvements sanguins. De l'inconfort, de la gêne pourront être ressenti par l'animal lors de l'hébergement en condition individuelle. Des vomissements seront peut être observés cela pourra également entrainer un mal être pour l'animal. Des troubles de l'alimentation ou bien des troubles urinaires pourront peut être, être observés.

Devenir

Tous les animaux seront gardés en vie à la fin de cette procédure.

Remplacement

Aucune méthode alternative ne permettant actuellement de reproduire la diffusion d’un produit dans le sang des animaux, ni de mimer la tolérance des produits administrés, il est indispensable de recourir à l’animal entier. L'utilisation des animaux reste une exigence dans le cadre de la réglementation liée à l'autorisation de mise sur le marché (AMM) d'un nouveau médicament.

Réduction

18 animaux seront inclus dont 6 animaux par groupe et 3 animaux par sexe. C'est le nombre d'animaux minimal pour avoir des résultats interprétables. Aucune approche statistique a été réalisé pour ce projet.

Raffinement

Les chats seront hébergés par groupe de 3 par sexe pendant la période d'acclimatation. Les animaux seront hébergés de manière individuelle aprés chaque administration pendant 4h et pendant 24h avant la première administration et au septième jour aprés la dernière administration. Durant cette période les animaux auront un contact visuel et auditif entre eux. De l'enrichissement (exemple: griffoir, coussin) sera présent dans chaque box autant que possible. Tout geste réalisé sur l'animal sera fait par un personnel formé. Si un animal présente un signe de souffrance, un problème de comportement, un signe clinique sévère ( exemple vomissement trés intense à répétition, trouble de la miction ou troubles de l'alimentation), cet animal pourra être pris en charge par le vétérianaire désigné et pourra avoir un traitement adapté pour soulager ses maux ( exemple administration d'un antivomitif, distribution d'aliment humide si nécessaire)

Choix des espèces

Espèce cible pour ce produit vétérinaire. Adulte, age supérieur à 1 an. Animaux de poids supérieur à 2.5 Kg. Nécessaire pour avoir des groupes homogènes en poids autant que possible. Ce stade de développement permettra de démontrer les paramètres PK et le côté sécuritaire du principe actif au stade cible que vise le nouveau médicament.