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Etude de l’efficacité d’une nouvelle formulation vaccinale BCG chez le furet
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système respiratoire
Douze furets reçoivent un vaccin BCG par voie orale puis une administration intratrachéale de BCG recombinant, avec huit prises de sang et un lavage broncho-alvéolaire répartis sur dix-huit semaines, la plupart de ces actes sous anesthésie générale de quinze à trente minutes. Ces douze individus, six vaccinés et six témoins, subissent des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et le fournisseur est chargé de castrer les mâles avant livraison. Le porteur affirme qu'aucune méthode sans animaux ne reproduit la complexité du tissu pulmonaire, et présente le furet comme un bon modèle pour "remplacer" le blaireau, espèce sauvage réellement visée par ce vaccin vétérinaire mais dont l'expérimentation est plus lourdement encadrée. Tous seront mis à mort pour prélever trachée, poumons, ganglions et rate.
Objectifs
Ce projet s’inscrit dans un projet scientifique visant à étudier la vaccination contre la tuberculose dans la faune sauvage. Le champ d’application du vaccin est donc vétérinaire. Le furet et le blaireau sont deux espèces sensibles à Mycobacterium bovis. Le blaireau étant une espèce sauvage, l’expérimentation est soumise à une réglementation complémentaire contrairement au furet qui est une espèce domestique. Notre partenaire pour ce projet, a validé la pertinence du furet comme modèle du blaireau pour l’infection à Mycobacterium bovis. Les objectifs sont d’analyser l’influence de la voie de vaccination orale sur la mise en place d’une réponse immunitaire contre les mycobactéries. Les protocoles précédents ont permis : 1/ de prendre en main le modèle furets et de développer des outils afin d’analyser la réponse immunitaire induite chez le furet. 2/ de valider les outils développés dans le protocole 1 et l'efficacité de l’administration du vaccin par voie orale. Le protocole 3 (proposé dans cette DAP) a pour objectif de tester l’efficacité de la réponse vaccinale induite par l’administration, par voie orale, du vaccin BCG formulé . L’intérêt de la formulation est de potentialiser la mise en place de la réponse vaccinale par rapport à du BCG non formulé (c’est-à-dire augmenter l’intensité des réponses immunitaires et/ou leur durée sans augmenter la dose d’antigène). La formulation améliore aussi la stabilité du vaccin. Le choix de la formulation vaccinale a été réalisé par notre partenaire qui a testé 4 formulations. L’innocuité de la formulation a été validée in vivo sur modèle furet par notre partenaire. Dans ce protocole, nous allons analyser les réponses immunitaires des animaux et valider ou non l’efficacité de ce nouveau vaccin. Le présent projet est prévu pour au maximum 12 furets : un lot de 6 animaux vaccinés (BCG formulé) administré par voie orale et un lot de 6 animaux témoins non vaccinés recevant un placebo par voie orale. Les 2 lots sont ensuite challengés par administration de BCG recombinant (fluorescent) par voie intratracheale. Ce projet a pour but de vérifier à l’aide d’un challenge avec un BCG recombinant (fluorescent) l’efficacité de la réponse vaccinale induite par la vaccination BCG par voie orale. L’intégralité du protocole (vaccination et épreuve) est réalisée avec la souche vaccinale BCG utilisée en médecine humaine. Nous restons donc sur un modèle d’infection non virulente.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus de ce projet sont de valider l’efficacité de la réponse vaccinale induite par la vaccination BCG par voie orale permettant la mise en place d’une protection optimale contre les mycobactéries. Ce projet nous permettra de definir les corrélats de la protection contre une exposition mycobacterienne qui sont induits dans le poumon et dans le sang par la vaccination orale au BCG.
Procédures
Au cours des 18 semaines du projet, chaque furet sera soumis au maximum à : 1/ Un traitement anti-parasitaire et son rappel si besoin (1 à 2 min) 2/ 1 pose de puces télémétriques qui durent quelques secondes 3/ 8 prises de sang : au maximum 1 prélèvement par semaine. Une prise de sang dure quelques secondes 4/1 LBA (lavage-broncho-alvéolaire) qui dure 2 à 5 min 5/ 1 administration par voie orale d’un vaccin BCG qui dure quelques secondes 6/ 1 administration en intra-trachéale d’un vaccin BCG recombinant, qui dure quelques secondes Tous ces actes, hormis la vermifugation et l’administration par voie orale se feront sous anesthésie générale pendant 15 à 30 minutes selon la nature et le nombre d’actes effectués
Impact sur les animaux
Les effets indésirables pourraient être liés à une mauvaise réaction des animaux à l’anesthésie générale ou à un des gestes techniques qui induirait une réaction inflammatoire locale, un hématome ou une infection. Les injections et prises de sang peuvent engendrer une légère douleur au niveau du site d’injection/prélèvement. Les administrations par voie orale et par voie intra-trachéale peuvent engendrer une légère irritation de la trachée. L’ensemble de ces interventions peuvent générer du stress pour les furets.
Devenir
La totalité des animaux sera mis à mort à l’issue du projet. Des prélévements de tissus seront réalisés par les concepteurs : trachée, poumons, ganglions, rate... pour des analyses.
Remplacement
A ce jour, il n’existe aucun système in vitro ou méthode alternative permettant de reproduire la complexité du tissu pulmonaire et les processus complexes de recrutement des cellules immunitaires. Le blaireau est l’espèce cible pour l’étude de la tuberculose mais les expériences sur cette espèce sauvage sont difficiles à mettre en œuvre. Cependant, il a été démontré par la communauté scientifique que le furet est un bon modèle pour remplacer le blaireau.
Réduction
Pour ce projet, le nombre minimal d’animaux a été fixé à 6 par lot pour favoriser d’une part le lien social entre les animaux (hébergement en couple) et pour avoir suffisamment d’échantillons biologiques qui soient statistiquement pertinents pour la suite du projet. En fonction de ce que le fournisseur sera en mesure de nous fournir au moment de la commande, le sexe ratio de chaque lot pourra être adapté. L’expérimentation contient 2 lots d’animaux : un lot de 6 animaux vaccinés au BCG par voie orale puis challengés par administration de BCG recombinant (fluorescent) par voie intratracheale et un lot de 6 animaux témoins non vaccinés recevant un placebo (du PBS par voie orale) puis challengés par administration de BCG recombinant (fluorescent) par voie intratracheale. Le nombre d’animaux utilisés pour fournir des échantillons a été déterminé grâce à un test statistique de calcul de la puissance ou de l'effectif nécessaire en utilisant un test de comparaison de deux échantillons indépendants. Un maximum d’analyses sera effectué sur chaque animal (cellules immunitaires, cytokines, expression des gènes, histologie, évaluation de la charge vaccinale).
Raffinement
A l’arrivée des animaux, une période d’acclimatation de 4 semaines sera respectée pour habituer les animaux aux interventions du personnel (manipulations, jeux, friandises). Ils seront uniquement vermifugés et un test de formulation sans BCG avec du Chitosan sera proposé (200µL par voie orale) pour vérifier la prise par les animaux. Pour leur bien-être, la pose d’implants hormonaux et de puces télémétriques se fera donc après la phase d’acclimatation au cours de la même anesthésie générale. Pour limiter les blessures infligées par les mâles sur les femelles, nous demanderons une castration des mâles par le fournisseur. Les animaux seront hébergés dans des cages conçues pour le furet. Chaque furet disposera de sa propre cage connectée par 2 avec un tunnel pour se regrouper. Un hamac en tissu sera suspendu permettant aux furets d’avoir un coin de repos. Différents jouets seront utilisés (balle, jouets en plastique dur, tissus…). Des récompenses alimentaires (saumon, jus de thon, pâte appétente) seront données après les interventions sans anesthésies et dès l’acclimatation pour habituer les animaux à l’administration orale du vaccin. Pour certaines interventions, les furets seront maintenus sous anesthésie générale gazeuse avec monitoring (fréquence respiratoire, fréquence cardiaque, température), sous lampe et tapis chauffant et sous la supervision du personnel en charge des anesthésies. Lors de l’intubation intra-trachéale, du gel anesthésiant sera mis sur la sonde d’intubation pour anesthésier la gorge. Pour détendre la mâchoire des furets et faciliter l’intubation ils recevront une injection d’anesthésiques. Lors de la phase de réveil, une surveillance rapprochée de l’animal sera effectuée. Des molécules seront disponibles, pour faciliter le réveil et gérer la douleur. En cas d'infection, un traitement antibiotique de 1ère intention sera mis en place en accord avec la vétérinaire de l’unité. Deux visites quotidiennes seront réalisées pour assurer les soins et surveiller l’état de santé des furets. Des point limites ont été définis. Si un animal présente des signes cliniques (atteinte de l’état général, perte d’appétit, isolement, prostration…), la vétérinaire d’unité sera consultée et un vétérinaire praticien pourra être contacté (espèce furet).
Choix des espèces
Le furet est un modèle validé pour l’étude d’espèces de la faune sauvage (blaireau) qui constitue l’espèce ciblée par le projet de vaccination contre la tuberculose animale. Le furet et le blaireau sont deux espèces de Mustélidés qui sont sensibles à Mycobacterium bovis. Le blaireau étant une espèce sauvage, l’expérimentation sur cette espèce est soumise à une réglementation complémentaire contrairement au furet qui est une espèce domestique. Animaux adultes âgés d’environ 12 mois (poids d’environ 1000 g pour les mâles et 800 g pour les femelles). Le choix d’animaux adultes agés de 12 mois est conditionné d’une part par le fait que la vaccination est plus pertinente sur animaux adultes que chez des jeunes dont le système immunitaire est en cours de développement et d’autre part pour avoir des animaux d’un poids suffisant (notamment les femelles) pour faciliter les procédures d’anesthésies et de prélèvements sur les animaux et réduire au maximum l’impact sur leur état de santé.
Nouveaux modèles transgéniques murins pour étudier les cardiomyopathies et neuropathies associées à des déficiences génétiques mitochondriales
- Recherche appliquée
- Troubles cardiaques
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Un lot de souris est laissé vivre jusqu'à l'âge létal, pour caler la chronologie entre le remodelage moléculaire et l'apparition des phénotypes délétères. 917 souris vont être utilisées au total, toutes tuées à l'issue, dont 872 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent sous anesthésie une injection de particules virales dans le sinus rétro-orbitaire, une injection sous-cutanée, une injection intrapéritonéale, et pour une partie d'entre elles un prélèvement de 200 microlitres de sang par incision de la queue juste avant la mise à mort, afin d'élucider le rôle des mitofusines dans les cellules cardiaques et nerveuses. Le porteur justifie le choix de la souris par la présence des mitofusines chez les seuls mammifères et par la possibilité de constituer de grands lots expérimentaux, et juge ce recours "indispensable" à la compréhension du rôle des mitochondries dans l'insuffisance cardiaque.
Objectifs
Les mitochondries sont les centrales énergétiques de nos cellules car elles consomment l’oxygène afin de produire l’énergie chimique nécessaire au fonctionnement cellulaire. Les mitochondries possèdent leur propre génome essentiel qui est essentiel à la production d’énergie. Du fait de leur rôle clé pour l’apport d’énergie, les mitochondries possèdent une machinerie enzymatique complexe contrôlant leur positionnement, leur mobilité et leur morphologie au sein des cellules. Bien qu’exprimées dans l’ensemble de nos cellules, les pertes de fonction des protéines médiant la fusion et la dynamique des mitochondries (comme les mitofusines) aboutissent à des altérations tissues spécifiques telles que l’atrophie optique ou des neuropathies périphériques telles que la maladie de Charcot-Marie-Tooth de type 2A (CMT2A). La CMT2A est une neuropathie héréditaire sensitivomotrice génétiquement associée à des mutations invalidant la fonction de la protéine mitofusine 2. L’absence de compréhension des mécanismes pathogènes impliqués dans les maladies neurodégénératives associés à la dynamique mitochondriale explique en grande partie les difficultés diagnostiques mais aussi l’absence de traitement pour ces pathologies invalidantes. Les travaux du laboratoire ont récemment mis en évidence que la perte de fonction de mitofusine 2 entrainait une perte du génome mitochondrial causant une crise énergétique cellulaire. La découverte de ce nouveau mécanisme pathogène pourrait ouvrir de nouvelles pistes thérapeutiques pour le traitement des maladies neurodégénératives associées aux enzymes de la dynamique mitochondriale. Pour autant, bien qu’ayant démontré la validité des modèles transgéniques murins dans l’étude des mécanismes pathogènes des défauts des mitofusines, nos études étaient jusqu’alors concentrées sur des modèles animaux n’atteignant l’âge adulte et donc une maturation du métabolisme cellulaire comparable à celui de l’homme. Ainsi, cette saisine vise à encadrer la validation et l’établissement de nouvelles stratégies permettant de générer des modèles transgéniques chez la souris adulte visant à (i) élucider les différentes fonctions des mitofusines dans les cellules cardiaques et (ii) élucider les mécanismes pathogènes des neuropathies associées à mitofusine 2 à travers une étude se focalisant spécifiquement sur la physiologie des neurones.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de comprendre comment la dysfonction de la fusion mitochondriale peut perturber à la fois le mécanisme gérant la réplication de l’ADN mitochondrial et le métabolisme énergétique. Nos travaux s’inscrivent dans le contexte clinique de la neurodégénérescence périphérique et des cardiomyopathies. Les modèles transgéniques seront générés grâce à l’utilisation de particules virales de dernières générations ciblant spécifiquement soit les neurones soit les cellules cardiaques et deviendront à la suite du projet disponible pour les communautés scientifiques et cliniques. Les nouveaux mécanismes moléculaires découverts dans ce projet seront en partie transposables aux cellules humaines dysfonctionnelles secondairement à l’altération de la dynamique mitochondriale. De plus, nous utiliserons un système de particules virales équivalent à celui utilisé dans le contexte de la thérapie génique chez l’homme. Nous espérons faire avancer les connaissances sur les mécanismes biologiques fondamentaux responsables du développement des symptômes de la CMT2A. Notre objectif à long terme est de participer au développement d’une stratégie thérapeutique pour les patients diagnostiqués avec cette neuropathie périphérique qui à ce jour reste incurable. Nos travaux amèneront également un nouveau regard sur l’impact de la déficience du génome mitochondrial sur l’homéostasie métabolique et énergétique cardiaque avec des applications potentielles dans le domaine de l’insuffisance cardiaque.
Procédures
L'injection dans le sinus rétro-orbitaire des particules virales sera réalisée sous anesthésie générale et analgésie locale. Elle prendra en moyenne 3 minutes de l'induction jusqu'au réveil. Les souris recevront une injection sous-cutanée d'anticoagulant puis une injection intrapéritonéale d'un anesthésiant et analgésiant. Le prélèvement sanguin (200µL), réalisé sur une partie seulement des animaux inclus dans le projet, sera effectué sur animal anesthésie et analgésié suite à l’incision au niveau de la queue juste avant la mise à mort.
Impact sur les animaux
Élevage et suivi des lignées présentant un phénotype délétère : Ces animaux seront surveillés quotidiennement par le personnel qualifié de l’animalerie avec feuille d’observation pour suivre la santé et le bien-être. Notamment, la motivation des souris pour (i) s’alimenter, (ii) explorer la cage, et (iii) interagir avec ses congénères seront surveillés. La réduction et/ou l’absence de toilettage seront également surveillés. La feuille d’observation permettra donc de suivre la santé et le bien-être des animaux à travers l’aspect extérieur (activité dans la cage, isolement de l’animale, posture normale ou voutée, aspect du pelage, respiration) et le poids des animaux. Un lot de souris sera suivi jusqu’à l’âge létal afin de définir la temporalité du remodelage moléculaire par rapport au développement des phénotypes délétères. L’atteinte d’un point limite sera communiqué par téléphone et par mail à l’expérimentateur qui prendra alors la décision de l’euthanasie, par dislocation cervicale ou asphyxie au dioxyde de carbone. Procédures expérimentales sur animale vivant : Ces procédures seront strictement restreintes à (i) l’injection dans le sinus rétro-orbitaire des particules virales adéno-associées. La procédure d’injection d’une durée totale de 3 min sera réalisées sous-anesthésie générale et secondairement à l’application d’une analgésie locale au niveau du site d’injection.
Devenir
Tous les animaux seront sacrifiés à l'issue de l'ensemble des procédures expérimentales.
Remplacement
Le premier objectif de ce projet est d’affiner notre compréhension des mécanismes biologiques responsables du développement de la neuropathie périphérique de Charcot-Marie-Tooth de type 2A (CMT2A). Le deuxième objectif vise à évaluer les conséquences d’une altération de la réplication du génome mitochondrial sur le fonctionnement et le métabolisme cardiaque. L’incidence fonctionnelle sur le myocarde sera étudiée à travers les modèles transgéniques cardiaques et les mécanismes pathogènes de la CMT2A seront étudiés grâce aux modèles transgéniques neurones spécifiques. Nos analyses requièrent l’utilisation de modèles animaux, qui expriment les protéines mitofusines 1 et 2. Notre projet comprend également la mise en place de nouveaux modèles cellulaires dans lesquels l'invalidation des mitofusines sera induite pendant la culture des cellules et non chez les animaux. Cette stratégie permettra l’établissement d'un modèle d'étude robuste, du point de vue des interprétations scientifiques, assurant ainsi la mise en place d’une stratégie de remplacement solide pour les futurs projets du laboratoire. En effet, la congélation d’ampoules de cellules permettra de réaliser de nombreuses expérimentations visant à caractériser les fonctions des protéines mitofusines sur de nombreux aspects sans avoir à sacrifier de nouvelles souris.
Réduction
La première phase du projet vise à étudier in vitro, sur un nouveau modèle cellulaire inductible, les effets de la perte des mitofusines ou de TFAM (une protéine indispensable pour la réplication de l’ADN mitochondrial) sur le métabolisme énergétique cellulaire. La validation de cette approche réduira de manière significative le nombre de souris nécessaire pour caractériser les effets de l’invalidation des mitofusines ou de TFAM. Les résultats générés par cette première approche guideront en partie le choix des paramètres biologiques à étudier sur animaux et permettra donc d’optimiser le nombre d’animaux à utiliser pour tester la solidité des hypothèses scientifiques du projet de recherche.
Raffinement
Tous les animaux sont utilisés soit pour l’expérimentation soit pour le renouvellement de géniteurs. Nos conditions d'élevage permettent aux phénotypes dommageables de ne pas s’exprimer : cages ventilées, change sous hotte à la pince, litière, eau et aliments stérilisés. Les enrichissements sont variés et adaptés au type d'animaux dans la cage. L’induction des KO via l’injection des AAVs s’exprimera de manière tissue spécifique limitant ainsi la sévérité et le nombre de phénotypes délétères. L’injection des AAVs dans le sinus rétro-orbitaire sera réalisée sous anesthésie en présence d’une analgésie. Les souris gestantes portant les embryons exprimant les KO inductibles ubiquitaires seront utilisées pour la mise en place d’un nouveau modèle de fibroblaste embryonnaire portant le KO d’intérêt qui sera induit in vitro uniquement. Dans notre projet une partie des animaux vivants subiront une injection dans le sinus rétro-orbitaire (réalisée sous anesthésie, durée procédure 3min), une injection sous-cutanée et une injection intrapéritonéale. Les animaux seront surveillés et en accord avec l’application de points limites stricts et spécifiques du projet.
Choix des espèces
La souris reste le modèle expérimental de référence pour la mise en place des modifications génétiques permettant l’étude de mécanismes biologiques impliqués dans le développement de maladies humaines. Notre projet vise à mieux comprendre les différentes fonctions des mitofusines, comme la mitofusine 2, dont le dysfonctionnement est responsable du développement de la maladie de Charcot-Marie-Tooth de type 2A. Les protéines mitofusines sont uniquement présentes chez les mammifères empêchant ainsi l’utilisation d’organismes modèles unicellulaire (bactéries, levures) ou d'invertébrés. De nombreuses études réalisées par différents laboratoires indépendants ont précédemment établit que le modèle souris transgénique est un modèle valide pour l’étude des maladies neurodégénératives. Le modèle souris permet la production de lots expérimentaux de taille importante offrant une flexibilité au projet de recherche mais également la possibilité de reproduire de nombreuses fois les expérimentations afin d’en évaluer la solidité du point de vue statistique. Finalement, la proximité des mécanismes physiologiques entre la souris et l’homme donne la possibilité de transférer une partie des connaissances développées vers le lit du patient. Notre projet, utilisant des souris adultes (8 semaines), permettra de faire un premier pas vers la clinique en étudiant les mécanismes biologiques de la maladie de Charcot-Marie-Tooth de type 2A dans un modèle murin adulte. Pour les mêmes raisons l'utilisation du modèle souris s'avère indispensable à la compréhension du rôle des mitochondries dans le développement de l’insuffisance cardiaque.
Prévention de la bactériémie et endotoxémie dans un modèle murin
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
2 880 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dont 1 905 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Elles reçoivent une injection d'endotoxine bactérienne ou de bactéries vivantes pour déclencher un sepsis, précédée pour certaines de cinq injections quotidiennes sur une semaine ou de quatre injections hebdomadaires sur un mois, et suivie pour d'autres de dix injections en sept jours. Le porteur énumère les atteintes attendues : inflammation systémique sévère, défaillance du foie, des reins, du cœur et des poumons, troubles de la coagulation, hypotension, hypothermie ou fièvre. Il écrit qu'aucun modèle in vitro ne reproduit cette complexité et qu'il reste attentif aux avancées qui pourraient un jour limiter le recours aux animaux, tout en programmant l'induction d'un choc septique chez près de trois mille souris.
Objectifs
Le sepsis est une complication très grave des infections bactériennes et virales. Il peut apparaître de manière soudaine et imprévisible. Cette maladie survient lorsque le système immunitaire, censé protéger l’organisme contre les infections, s’emballe et déclenche une inflammation excessive, appelée choc cytokinique. Cette réaction incontrôlée peut entraîner un dysfonctionnement des organes et, dans les cas les plus graves, une défaillance généralisée (Source : Ministère des Solidarités et de la Santé). Des recherches récentes ont mis en évidence l’existence de certaines molécules jouant un rôle clé dans la régulation du métabolisme et du comportement alimentaire. Ces molécules sont naturellement produites par les cellules et les organes. Chez la souris, leur inhibition entraîne une diminution de la prise alimentaire et une perte de poids. De plus, leur neutralisation active un mécanisme biologique appelé autophagie, qui permet aux cellules d’éliminer leurs composants endommagés et de mieux résister aux agressions, notamment dans certaines maladies du foie. Sur la base de ces découvertes, ce projet de recherche vise à déterminer si la modulation de l’autophagie pourrait aider à prévenir le choc septique. Pour cela, deux modèles expérimentaux seront étudiés sur des souris : Un modèle d’endotoxémie, où une toxine bactérienne est injectée pour déclencher une forte réaction inflammatoire. Un modèle de bactériémie, où des bactéries vivantes sont injectées afin de reproduire une infection généralisée plus proche des cas observés chez l’humain. L’objectif de cette recherche est d’explorer une nouvelle approche thérapeutique pour limiter l’inflammation excessive et améliorer la prise en charge du sepsis, une condition qui reste à ce jour un défi médical majeur.
Bénéfices attendus
Le sepsis représente un problème majeur de santé publique à l’échelle mondiale. Chaque année, il affecte près de 50 millions de personnes, avec une mortalité particulièrement élevée chez les enfants de moins de 5 ans, qui représentent plus de 40 pour cent des cas. Cette pathologie touche de manière disproportionnée les pays à faibles et moyens revenus, mais reste également l’une des principales causes de décès dans les pays développés. Globalement, le sepsis est responsable de plus de 11 millions de décès annuels, alors que beaucoup de ces décès pourraient être évités grâce à une prise en charge rapide et efficace. En Europe, le sepsis est à l’origine de près de 700 000 décès chaque année, dont environ 57 000 en France, soulignant l’urgence d’améliorer les stratégies de prévention et de traitement. Ce projet vise à valider une nouvelle approche thérapeutique contre la septicémie, en testant l’activation du flux autophagique dans un modèle préclinique approprié et représentatif de l’évolution clinique de la maladie. L’objectif est double : Évaluer l’efficacité et la pertinence de cette stratégie thérapeutique dans un cadre expérimental rigoureux, permettant d’identifier une nouvelle cible pour limiter l’hyper-inflammation et améliorer la survie des patients atteints de sepsis. Mieux comprendre les mécanismes physiopathologiques sous-jacents au sepsis, qui restent encore insuffisamment caractérisés, notamment en ce qui concerne l’impact du métabolisme cellulaire et de l’autophagie dans la réponse inflammatoire systémique. En apportant de nouvelles connaissances sur ces mécanismes et en ouvrant des perspectives thérapeutiques innovantes, ce projet pourrait contribuer à la réduction de la mortalité associée au sepsis et à l’amélioration des stratégies de prise en charge clinique.
Procédures
La mise en place des modèles murins de sepsis implique plusieurs types d'interventions. Celles-ci comprennent des injections ainsi que des procédures de suivi et d'analyse. Avant de déclencher le sepsis, certaines souris recevront 5 injections quotidiennes sur une semaine (traitement par une molécule pour l’induction de la délétion génique). Certaines souris recevront 4 injections hebdomadaires sur 4 semaines. Chaque injection dure quelques secondes et est réalisée sur animal vigile. Enfin, certaines souris ne recevront aucune injection préalable. Pour la mise en place du sepsis, toutes les souris recevront une injection unique (quelques secondes) sur animal vigile. Après le déclenchement de la maladie, certains animaux recevront 10 injections sur 7 jours en fonction des groupes expérimentaux sur animal vigile. Chaque injection dure quelques secondes. Chaque pesée dure également quelques secondes. L'examen non invasif de la pression artérielle sera effectué sans anesthésie et durera environ 15 minutes. L'échocardiographie nécessite une anesthésie légère et dure environ 15 minutes.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables prévus dans ce projet sont principalement liés à l’induction de l’endotoxémie et de la bactériémie. Les effets indésirables attendus sont ceux classiquement associés à l’induction du sepsis expérimental, sans effets additionnels imprévus. Les principales nuisances incluent : Inflammation systémique sévère, associée à une production excessive de cytokines pro-inflammatoires. Dysfonction d’organes (foie, reins, cœur, poumons), due à l’hypoperfusion tissulaire et au stress oxydatif. Altération de la coagulation, avec un risque accru de thromboses ou d’hémorragies. Hypotension, résultant d’une vasodilatation excessive et d’une augmentation de la perméabilité vasculaire. Altération de la barrière intestinale, favorisant la translocation bactérienne. Dysfonction immunitaire, avec une phase initiale d’hyperactivation suivie d’une immunosuppression secondaire. Altération de la thermorégulation, pouvant entraîner hypothermie ou fièvre. Les injections intrapéritonéales peuvent entraîner un stress temporaire, lié à la contention des animaux, une douleur locale transitoire au point d’injection, une inflammation locale (rougeur, œdème), un risque d’infection au site d’injection, notamment dans le modèle de bactériémie. Les effets liés aux interventions pharmacologiques pourraient induire des perturbations du métabolisme énergétique et modifications du poids corporel. Les mesures de pression artérielle non invasives peuvent induire un stress lié à la contention, malgré l’habituation préalable des animaux. L’échocardiographie nécessite une anesthésie, qui peut provoquer une hypothermie transitoire, et une récupération retardée.
Devenir
Tous les animaux du projet seront euthanasiés conformément à la réglementation en vigueur afin de prélever les différents organes pour des analyses biochimiques, histologiques et métaboliques.
Remplacement
Le sepsis résulte d’une réponse immunitaire incontrôlée à une infection, impliquant une activation excessive des cellules immunitaires, la libération massive de cytokines, l’activation des voies de coagulation et un dysfonctionnement vasculaire, conduisant à une défaillance multi-organes. À ce jour, aucun modèle in vitro ne permet de reproduire la complexité du sepsis, notamment les interactions dynamiques entre le système immunitaire, les organes vitaux et le microbiote. Bien que des alternatives comme les cultures cellulaires et les organoïdes permettent d’étudier certains mécanismes isolés, elles ne remplacent pas l’étude sur organisme entier. L’expérimentation animale reste donc nécessaire à ce stade, mais nous restons attentifs aux avancées scientifiques qui pourraient, à terme, proposer des alternatives fiables permettant de limiter davantage le recours aux animaux.
Réduction
Ce projet prévoit l’utilisation d’un maximum de 2880 souris, avec une optimisation des expérimentations pour réduire le nombre d’animaux témoins. Ce nombre a été rigoureusement déterminé à l’aide d’une analyse statistique préalable, incluant des calculs de puissance fondés sur les effets observés dans des études préliminaires et des données publiées dans des travaux similaires. L’étude sera interrompue si la première série d’expériences invalide l’hypothèse de travail, afin d’éviter toute utilisation inutile d’animaux. Afin de maximiser l’exploitation des données, plusieurs tissus seront prélevés (analyses immunologiques, histologiques, biologie cellulaire et moléculaire). Ces échantillons seront partagés avec nos collaborateurs, permettant ainsi de limiter le nombre d’animaux utilisés dans des études complémentaires.
Raffinement
Les conditions d’hébergement seront conformes aux réglementations en vigueur et adaptées en collaboration avec le personnel de l’animalerie. Les animaux auront un accès libre à une alimentation équilibrée et à de l’eau ad libitum. Leur environnement sera enrichi avec du coton de nidification et des structures adaptées (tunnels en carton, morceaux de bois) afin de favoriser leurs comportements naturels et réduire le stress. En cas de difficulté alimentaire, un gel nutritif sera placé dans les cages pour faciliter l’accès à une nutrition adaptée et prévenir toute perte de poids excessive. Toutes les manipulations expérimentales seront réalisées en veillant à minimiser l’inconfort et la souffrance des animaux. Un suivi rigoureux sera mis en place pour évaluer leur bien-être et détecter toute anomalie. Le personnel impliqué dans ce projet est hautement qualifié et bénéficie d’une formation continue aux bonnes pratiques d’expérimentation animale. Toutes les procédures seront réalisées avec du matériel approprié pour réduire la douleur et le stress, notamment : L’utilisation d’aiguilles de petit calibre pour minimiser la douleur des injections. Le recours à des anesthésiques adaptés lorsque nécessaire. Les sites d’injection feront l’objet d’une surveillance rigoureuse afin de détecter toute inflammation ou infection. En cas de complication, des interventions appropriées seront réalisées, notamment l’application d’antiseptiques. Si des comportements agressifs ou des blessures sont observés chez les mâles, ils seront placés en hébergement individuel, avec un enrichissement adapté (coton de nidification, morceaux de bois) pour maintenir leur bien-être. Toute blessure sera immédiatement prise en charge.
Choix des espèces
Le choix des souris comme modèle animal se justifie par plusieurs raisons scientifiques. Elles représentent le modèle de laboratoire le plus couramment utilisé, ce qui permet de s'appuyer sur une vaste expertise en élevage, manipulation expérimentale et suivi vétérinaire. Les lignées de souris offrent l’avantage de disposer de modèles génétiquement modifiés spécifiques de nos protéines d’intérêt. Les lignées choisies sont immunocompétentes et ne présentent pas de phénotypes préjudiciables. Selon les procédures, les animaux seront utilisés à partir de 8 semaines, afin de disposer d’un organisme dont le développement est achevé.
Traçage des cellules progénitrices rénales au cours de la régénération des podocytes induite par la télomérase chez la souris adulte
- Recherche fondamentale
- Système urogénital
2 400 souris vont être utilisées pour que 264 d'entre elles portent le génotype recherché, les autres naissant, se faisant couper un bout d'oreille pour génotypage, puis étant tuées faute d'avoir hérité de la bonne combinaison génétique. Les 264 retenues subissent trois injections intrapéritonéales, trois semaines de croquettes additionnées d'un composé de marquage, puis un traitement oral de quinze à vingt jours qui perturbe volontairement leur fonction rénale. Le porteur indique interrompre ce traitement dès détection d'une protéinurie, et déclare un niveau de souffrance modéré pour ces 264 animaux, léger pour les 2 136 autres. L'élevage revient ainsi à huit souris tuées pour une souris étudiée.
Objectifs
Le rein est un organe jouant un rôle fondamental dans la filtration du sang et l’élimination des déchets via l’urine. Ce processus de filtration dépend essentiellement de la bonne santé de cellules du rein appelées podocytes, qui permettent de trier les toxines contenues dans le sang pour les éliminer tout en conservant les éléments sanguins bénéfiques pour le corps. Les podocytes sont endommagés dans 90% des cas de maladies rénales chroniques, et la faible capacité du rein à remplacer ces cellules blessées conduit à une défaillance rénale qui est actuellement incurable. Cependant, des recherches récentes montrent que la régénération des podocytes peut être stimulée de manière efficace. Le renouvellement des podocytes est assuré par des cellules souches adultes qui présentent un marqueur spécifique. Dans ce projet, nous allons utiliser ce marqueur afin de suivre les cellules souches au cours de la régénération des podocytes et d'identifier les facteurs permettant de contrôler l’activation de ces cellules. Ce travail permettra à terme de développer des approches thérapeutiques innovantes afin de traiter les patients souffrants de maladies rénales chroniques. Les effectifs ont été dimensionnés en utilisant G*Power. Pour réaliser l’étude, nous devons produire 264 souris issues de croisements où seul 12,5% des souriceaux présenteront le bon génotype (expérimentaux et témoins). Il faut donc produire 2112 souris pour obtenir les 264 souris nécessaires. En tenant compte des pertes liées à la mortalité juvénile et aux aléas de la génétique mendélienne nous appliquons une marge d’environ 15% amenant à 2400 souris.
Bénéfices attendus
Les résultats de cette étude permettront de mieux comprendre les mécanismes régulant les cellules souches des podocytes dans le rein adulte. Ce travail ouvre la voie pour de nouvelles approches thérapeutiques visant à stimuler ou à restaurer la fonction de ces cellules souches des podocytes lorsque les reins sont endommagés.
Procédures
-Prélèvement à l'oreille (génotypage). Durée du prélèvement à l'oreille : 1 seconde. -Trois injections intrapéritonéales (marquage des cellules souches des podocytes). Durée des injections intrapéritonéales : environ 3 secondes. -Alimentation enrichie (croquettes) avec le composé pendant 3 semaines permettant de marquer les cellules souches associée à un supplément appétant dans l’eau de boisson. -Traitement oral (eau de boisson) de 15 à 20 jours pour stimuler la régénération. -Collectes d’urines (suivi de la fonction rénale) par une méthode non-invasive, à savoir par miction spontanée lors de la préhension des souris.
Impact sur les animaux
Le traitement oral permettant de stimuler la régénération va entrainer une perturbation de la fonction rénale qui peut avoir des conséquences sur l’état de santé général des souris. Toutefois, ce traitement sera interrompu dès détection d’une protéinurie. Les trois injections intrapéritonéales peuvent occasionner une gêne et une inflammation au niveau du site d’injection. Les contentions pour injection et prélèvement d’urine peuvent occasionner un stress. Le prélèvement à l'oreille peut entrainer une nuissance légère.
Devenir
Etude 1 : élevage de souris pour la production des animaux nécessaires aux études 2/3 et génotypage, 12,5% des souris seront incluses en étude 2 ou 3 et le reste des animaux, ne comportant pas le génotype adéquat pour l’étude, sera euthanasié, directement après génotypage ou à la fin de la phase de reproduction. Etudes 2 et 3 : tous les animaux seront euthanasiés en fin de procédure afin de permettre la réalisation d’analyses histologiques et moléculaires de leurs reins.
Remplacement
La complexité des processus responsable de la régénération des podocytes rénaux ne peut être étudiée que dans un modèle in vivo intégrant tous ces facteurs. La réalisation de ce projet nécessite donc le recours à l’expérimentation animale afin de comprendre les dynamiques de régénération et ainsi de permettre d’envisager des stratégies thérapeutiques innovantes transposables sur l’être humain.
Réduction
Pour cette étude nous avons dimensionné les groupes d’animaux en utilisant un plan d’expérimentation permettant d’obtenir des résultats statistiquement exploitables et ainsi de garantir l’obtention de résultats pertinents biologiquement tout en minimisant le nombre d’animaux.
Raffinement
Notre expérience sur le modèle nous a permis d’adapter la fréquence de suivi et de préciser les différents points d’observation clinique qui caractérisent de manière précoce et prédictive les points limites. Nous serons particulièrement attentifs à tout changement physique ou de comportement des animaux. Les urines, collectées après miction spontanée lors de la préhension des souris pendant les examens cliniques, seront analysée afin de suivre l'évolution de la fonction rénale. Les animaux sont hébergés dans un milieu enrichi en portoirs ventilés avec un suivi journalier.
Choix des espèces
Le but de ce projet est de mieux comprendre les mécanismes régulant la régénération des podocytes dans le rein adulte. La souris apparait comme un excellent modèle pour répondre à cette question car elle présente de grandes similitudes avec l’être humain. En effet, le rein des souris est histologiquement et physiologiquement similaire à celui des humains. Dans ce projet, nous allons utiliser des animaux jeunes (2 à 6 mois). En effet, les animaux de cette tranche d’âge ont un fonctionnement rénal optimal associé à une régénération efficace des podocytes.
Etude du rôle du microbiote intestinal dans la colonisation bactérienne chez la souris
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Un gavage par jour pendant huit semaines, jusqu'à trois prélèvements sanguins, des antibiotiques dans l'eau de boisson et deux mois d'isolement en cage individuelle : 1 872 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Toutes seront tuées pour qu'on analyse la répartition du microbiote dans leur intestin. L'objectif déclaré est de comprendre comment les bactéries colonisent l'intestin selon le profil du microbiote, avec l'espoir affiché de pouvoir un jour manipuler le microbiote humain. Le résumé tient en quelques lignes sur les procédures comme sur le raffinement, et ne détaille ni les points limites qu'il dit "stricts", ni le calcul qui mène à 1 872 animaux.
Objectifs
L'objectif principal de ce projet est de comprendre le rôle du microbiote intestinal dans la colonisation des bactéries. Les souris seront utilisées comme modèle pour divers profils de microbiotes intestinaux qui seront colonisés par des bactéries. Des thérapies distinctes seront également utilisées pour étudier les dynamiques de colonisation en réponse à ces thérapies. Ce projet fournira des informations essentielles sur le rôle du microbiote intestinal dans la colonisation bactérienne et la réussite des thérapies.
Bénéfices attendus
Les résultats de ce projet permettront non seulement d'améliorer la compréhension fondamentale des interactions entre l'hôte et les bactéries, mais aussi d'obtenir des informations mécanistiques essentielles qui pourront être exploitées pour manipuler le microbiote intestinal humain de manière à promouvoir et à préserver la santé humaine.
Procédures
Gavage: durée 5s ; un seul gavage ou un gavage par jour pendant 8 semaines en fonction de la procédure. Prélevement du sang: durée 30s ; fréquence 3 fois max pour 8 semaines. Antibiotique: ajouté une fois à l'eau de boisson tous les trois jours pour une durée allant de 1 à 5 jours. Hébergement individuel: une fois pour 2 mois.
Impact sur les animaux
La contention cause un stress de courte durée. Prélèvement de sang et gavages causent un stress et des douleurs légères de courte durée. Certains antibiotiques peuvent causer des perturbations intestinales. L'isolement des animaux peut causer du stress.
Devenir
1872 souris seront mises à mort pour analyser la composition spatiale du microbiote intestinal.
Remplacement
Des modèles de microbiote in vitro ont été utilisés pour étudier les interactions au sein des communautés bactériennes. Cependant, certains aspects de ces interactions complexes impliquant des cellules immunitaires et non immunitaires ne peuvent être étudiés que chez l'animal.
Réduction
Un nombre minimum d'animaux sera inclus dans chaque groupe pour assurer la reproductibilité des expériences et appliquer des tests statistiques entre les différentes conditions. Les effectifs sont déterminés et les résultats analysés avec des tests statistiques adaptés.
Raffinement
Les animaux sont maintenus dans des groupes de plusieurs individus dans un environnement enrichi et des points limites stricts, spécifiques au projet, seront appliqués.
Choix des espèces
Dans l'étude des interactions hôte / microbiote, la souris est un modèle de choix, notamment car cette espèce est la plus facile à manipuler génétiquement et à obtenir en conditions germ-free (animaux sans microbiote). L'ensemble du project utilisera des souris après sevrage et âgées de 4 à 20 semaines,chez lesquelles le système digestif est arrivé à maturité.
IMPLICATION DES CANAUX IONIQUES DANS LE DEVELOPPEMENT TUMORAL ET LA MISE EN PLACE DE LA DOULEUR DANS LE CANCER DE LA PROSTATE, DU PANCREAS ET DANS LEUR TRAITEMENT
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Quatorze injections et deux chirurgies pour un même animal en deux à trois mois : 4 210 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère, toutes tuées à l'issue. Les expérimentateurs leur injectent des cellules cancéreuses sous la peau, dans le cœur, dans une veine, dans le tibia ou dans le pancréas, et certaines développent des tumeurs pendant sept mois. Le porteur décrit des douleurs abdominales, une lyse osseuse en cas de métastases et une hypersensibilité thermique et mécanique aux pattes et à la bouche provoquée par les chimiothérapies, hypersensibilité que le projet cherche précisément à reproduire pour en comprendre le mécanisme. Il emploie des souris nude de cinq semaines, immunodéficientes pour accepter les cellules humaines, et précise que les tumeurs prennent mal chez des animaux plus âgés.
Objectifs
Ce projet à pour objet l’amélioration des traitements des cancers pancréatique et prostatique. Trois objectifs distincts sont définis : (1) l’amélioration d’un traitement existant, (2) la compréhension des mécanismes de résistance aux chimiothérapies, et (3) l’identification des interactions potentielles entre effet secondaires des chimiothérapies et développement du cancer. (1) Nous avons précédemment montré le rôle in vivo de la protéine TRPV6 dans le développement tumoral et métastatique du cancer de la prostate. De plus, nous avons développé un anticorps capable de cibler spécifiquement cette protéine afin d'inhiber son activité et réduire ainsi significativement la croissance tumorale. Enfin, nous avons montré in vitro que l'inhibition simultanée de TRPV6 et d’un récepteur membranaire impliqué dans la métastase permettait de potentialiser la réduction de la croissance cellulaire de manière synergique. L’objectif de cet axe est de déterminer si l’inhibition conjointe de ces deux protéines augmente l’efficacité de notre anticorps à réduire la croissance tumorale. (2) Malgré l'efficacité des chimiothérapies actuelles, certaines cellules cancéreuses survivent et provoquent la récidive tumorale chez le patient. Un des objectifs du projet est de préciser le rôle de protéines clés dans la mise en place de cette résistance afin de pouvoir les cibler pour augmenter la réponse aux traitements. (3) Certains composés utilisés en chimiothérapie ont aussi comme effet secondaire le développement d’une neuropathie périphérique. La manière dont la chimiothérapie interagit avec le contexte cancéreux pour déclencher des douleurs neuropathiques est inconnu. L’objectif principal de cet axe est de préciser les mécanismes reliant certaines protéines connues pour être impliquées dans la thermoception et la nociception aux hypersensibilités thermiques déclenchées par la chimiothérapie dans le cadre du cancer du pancréas.
Bénéfices attendus
(1) Cet axe permettra potentiellement une amélioration significative de l'efficacité d'un traitement du cancer de la prostate par anticorps. Ces études sont cruciales pour potentialiser les effets de ce traitement sur le développement tumoral et métastatique. (2) Démontrer le rôle et l’implication de certaines protéines clés dans les mécanismes induisant la chimiorésistance dans le cancer du pancréas permettra de corréler la présence de ces protéines et de les proposer comme potentiel outil en clinique. (3) La neuropathie périphérique qui résulte des chimiothérapies d’intérêt mène chez certains patients à l’arrêt du traitement. A long terme, la prévention de ces symptômes pourrait donc permettre une meilleure prise en charge de la tumeur et une meilleure observance du traitement, menant à un taux d’échec moins important. Enfin, déterminer les mécanismes à l’origine des hypersensibilités douloureuses induites par la chimiothérapie dans un contexte de cancer permettra une meilleure sélection des molécules candidates à l’établissement de traitements visant à réduire ces douleurs chez le patient.
Procédures
Les animaux se verront injecter des cellules cancéreuses (voie souscutanée, intracardiaque, intraveineuse, intratibiale ou intrapancréatique) sous anesthésie gazeuse (environ 2-3 minutes d'anesthésie gazeuse avant l'injection des cellules qui prendra quelques secondes) afin de créer différents modèles permettant de visualiser le développement tumoral à tous les stades de la maladie. Les animaux seront par la suite traités (quelques secondes seront nécessaires pour les injections intrapéritonéales, 2 fois par semaine) avec divers composés ciblant des protéines clés afin de mesurer l'impact de ces composés sur le développement tumoral, et/ou avec des composés utilisés en chimiothérapie. Certains animaux seront injectés avec un traceur (quelques secondes nécessaires pour l'injection sous-cutanée) permettant de localiser les cellules d’intérêt. Enfin, une partie des animaux passeront des tests comportementaux d’hypersensibilité (qui peuvent durer jusque 2-3min maximum). Dans certains cas, ces 5 interventions auront lieu chez un même animal. La durée des expérimentations peut varier suivant la vitesse de développement tumoral allant jusque 3 mois maximum pour les animaux greffés directement avec des cellules cancéreuses et jusque 7 mois pour les animaux développant spontanément des tumeurs pour mimer au plus près ce qui se passe chez le patient. Au maximum, un même animal recevra 14 injections et 2 chirurgies en 2 à 3 mois.
Impact sur les animaux
Les animaux développeront des tumeurs, ce qui peut engendrer des signes de stress tels qu’une prostration ou une perte de poids. De plus, les animaux modèles de cancer du pancréas peuvent présenter des douleurs abdominales liées à ce type de tumeurs. Dans certaines procédures, ces tumeurs seront prises en charge par des chimiothérapies induisant une hypersensibilité thermique et mécanique (retrouvée principalement au niveau des pattes et de la bouche), ce qui peut constituer une autre nuisance pour l’animal. Dans le cas où des métastases osseuses apparaissent, il peut également y avoir une lyse osseuse. L’anesthésie gazeuse ne constitue qu’une nuisance légère, les souris se réveillant en quelques dizaines de secondes.
Devenir
Afin de mettre fin à la souffrance des animaux qui présenteront des tumeurs, à la fin de chaque protocole, les animaux seront euthanasiés.
Remplacement
Les caractéristiques morphologiques, physiologiques et immunologiques de la souris ne sont pas reproductibles in vitro. L’utilisation d’animaux d‘expérimentation est particulièrement pertinente dans le cadre de recherche en cancérologie reflétant ce qui se produit dans la pathologie humaine. De plus, le guidage et l’installation des cellules cancéreuses vers un organe cible comme l'os au niveau d’un organisme entier n’est pas reproductible in vitro. Enfin, il est obligatoire pour une partie du projet de regarder l'effet d'une hypersensibilité induite par des chimiothérapies dont aucun modèle n'existe in vitro.
Réduction
Un logiciel statistique a été utilisé afin de déterminer la taille des groupes nécessaires à la génération de données fiables. Afin d’observer une différence statistiquement significative entre deux groupes, entre 10 et 20 souris par groupe expérimental seront nécessaires pour ce type d’étude. Des expériences préalables ont été effectuées dans le but de déterminer la dose optimale des anticorps, ne permettant pas de réduire le nombre d’animaux. Dans certains cas, certaines souris pourront être réutilisés (notamment les souris de groupes contrôles) pour limiter le nombre d'animaux utilisés et suivant les résultats obtenus (si négatifs notamment), certains groupes ne seront pas réalisés. Egalement, pour certains protocoles nécessitant des gestes techniques précis, des entrainements seront réalisés sur des souris ayant été euthanasiés dans d'autres protocoles pour limiter le taux d'échec au moment des injections.
Raffinement
Les souris cohabiteront par groupe de 5 dans un environnement enrichi avec tunnel en papier, bâton à ronger, papier kraft et coton pour réduire le stress des animaux et aucun nouvel animal ne sera introduit dans des groupes déjà formés. L’état de bien être des souris sera évalué quotidiennement par l’observation des signes physiologiques. Afin de réduire le stress des animaux, seules les manipulations nécessaires aux différentes procédures seront réalisées par des expérimentateurs formés et expérimentés à la manipulation des animaux. La durée des manipulations ainsi que leurs fréquences seront réduites au strict minimum afin de limiter le stress associé. Des mesures spécifiques comme une surveillance accrue, des soins postopératoires ainsi que la gestion de la douleur seront prises en relation avec les procédures pour minimiser les effets indésirables sur le bien-être des animaux . Pour cela, dans les différentes procédures, une grille d’évaluation du bien-être, des points limites adaptés, un arbre décisionnel et de critères d’arrêt de souffrance sont mis en place. Pendant toute la durée des procédures, des anesthésiques et des analgésiques seront utilisés afin d’éviter la douleur pendant mais aussi après les procédures. En cas de signes graves de stress associé à un de nos points limites, les animaux seront euthanasiés.
Choix des espèces
Les souris nude sont couramment utilisées en oncologie. Elles sont immuno-déficientes, ce qui permet l’injection de cellules tumorales humaines et ainsi reproduire les tumeurs humaines in vivo. Elles ne possèdent pas de lymphocytes T (permettant d'éviter le rejet de greffe), mais les autres cellules du système immunitaire (lymphocytes B, macrophages, cellules dendritiques, cellules NK) sont présentes et ne sont pas affectées dans leurs fonctions. Les protocoles seront réalisés avec des souris âgées de 5 semaines, le développement des tumeurs humaines étant très faible chez les animaux plus âgés.
Bioréacteur pancréatique implantable
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
Quarante-cinq rats seront anesthésiés puis tués sans reprise de conscience pour qu'on leur prélève les îlots pancréatiques destinés à la greffe. 55 autres reçoivent une ou deux injections d'une molécule qui les rend diabétiques, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, et 10 servent de témoins, pour un total de 110 rats dont 90 seront tués et 20 réutilisés. Les rats diabétiques subissent 28 mesures de glycémie la première semaine, puis un suivi quotidien pendant huit semaines, une chirurgie dorsale de trente minutes pour implanter un pancréas bio-artificiel, onze prélèvements sanguins et un test de tolérance au glucose de deux heures avec treize gouttes de sang. Le porteur prévoit qu'un quart des rats ne développeront pas le diabète : ceux-là, comme les surnuméraires, sont versés aux travaux pratiques de formation du laboratoire.
Objectifs
L'objectif du projet est de déterminer si un pancréas bio-artificiel (encapsulation de cellules sécrétrices d'insuline dans une matrice de composition standardisée) améliore l'efficacité de la greffe d'îlots pancréatiques en vue de la mise en place d'essais cliniques.
Bénéfices attendus
Si les résultats sont positifs et mettent en évidence un avantage thérapeutique de la greffe d'îlots dans la matrice, nous prévoyons de proposer une suite au projet à travers la continuité de tests précliniques ainsi que des validations réglementaires en vue d’un essai clinique (first in man), pour évaluer la sécurité et la fiabilité de cette approche thérapeutique innovante. Le développement d'un tel dispositif permettrait d'améliorer considérablement la prise en charge du diabète de type I en augmentant le nombre de patients éligibles à une greffe d'ilots de Langerhans. De plus, les dispositifs testés pourraient permettre de réduire voir d'arrêter la prise d'immunosuppresseurs des patients ainsi greffés, ce qui participerait à une augmentation de leur qualité de vie et à une diminution des risques induits par ces traitement (e.g. cancers, insuffisance rénale,..).
Procédures
55 rats seront recevront 1 ou 2 injections d’une molécule les rendant diabétiques (30 sec). Afin de suivre leur glycémie et donc leur état diabétique, une goutte de sang sera prélevée de façon bi-quotidienne la première semaine puis tous les jours pendant 2 semaines, soit 28 prélèvements sanguins d’une durée de 1 minute chacun. Lors de la greffe d’îlots, des animaux considérés comme "donneurs" seront euthanasiés afin de fournir les cellules sécrétrices d'insuline aux animaux diabétiques. Les animaux diabétiques seront ensuite anesthésiés, recevront un analgésique par injection, et auront une chirurgie dorsale (30 min) pour implanter les pancréas bio-artificiels qui contiendront les cellules sécrétrices d'insuline. La glycémie continuera d'être suivie quotidiennement jusqu'au sacrifice des animaux (8 semaines post-greffe). 10 gouttes de sang seront prélevées toutes les semaines pendant 11 semaines, soit 11 prélèvements sanguins d’une durée de 3 minutes chacun. Un test de tolérance au glucose sera réalisé durant 120 minutes à 35 jours post-greffe. Cela consiste à faire ingérer du glucose par gavage oral (30 sec) puis à mesurer la glycémie à différents temps (13 gouttes de sang prélevées durant les 120 minutes du test). A l'issue de l'étude, les animaux seront anesthésiés et recevront une analgésie afin d'etre euthanasiés (durée totale de la procédure 20 minutes).
Impact sur les animaux
Les inconforts prévisibles liés à la technique d'induction du diabète sont i) le risque d’hypoglycémie pouvant survenir dans les 48h suivant l’injection de la molécule et ii) un risque d'hyperglycémie apparaissant une fois les que les animaux ont développé le diabéte de type I. De plus ce modèle d'induction du diabète est à l'origine de pertubations de la prise alimentaire qui peut entrainer une perte de poids des animaux. La greffe d'ilots en sous-cutanée peut aussi être à l'origine d'une gêne pour les animaux au niveau de l'incision dorsale, un traitement antalgique sera utilisé pour éviter cela.
Devenir
Les rats non répondant à l'injection de la molécule induisant le diabète ne seront pas considérés comme naïfs, ils permettront l'enseignement de techniques expérimentales au sein du laboratoire par et pour les personnes formées à l'expérimentation animale. Les 50 animaux ayant suivi l'étude (10 contrôles, 10 diabétiques, 10 diabétiques greffés d'îlots, 10 diabétiques greffés avec le pancréas bio-artificiel 1 et 10 diabétiques greffés avec le pancréas bio-artificiel 2) seront mis à mort à la fin de celle-ci pour prélever les organes et faire des analyses moléculaires. Les rats inclus dans la procédure d'isolement d'ilots seront euthanasiés lors du prélèvement jusqu'à l'obtention des 40 000 ilots équivalents nécessaires à cette étude. Si nous obtenons le nombre d'ilots nécessaire avant l'utilisation des 45 animaux prévus, ils seront considérés comme naïfs et permettront l'enseignement de techniques expérimentales au sein du laboratoire par et pour les personnes formées à l'expérimentation animale.
Remplacement
Les tests ont été préalablement faits sur des lignées cellulaires et îlots isolés avant l'approche in vivo. Cette étape est essentielle après le test sur les lignées et avant la clinique (îlots humains). Cela représente le modèle le plus fiable avant la clinique. Il est nécessaire de pouvoir étudier l'effet de la greffe d'îlots dans cette matrice sur un organisme entier et pas uniquement sur des cellules isolées avant l'utilisation chez l'humain.
Réduction
Pour ce projet, nous prévoyons d'utiliser 50 animaux qui nous permettrons de constituer les 5 groupes nécessaire pour tester l'efficacité de nos pancréas bio-artificiels. Chaque groupe sera constitué de 10 animaux comme cela est classiquement utilisé dans la littérature pour obtenir la puissance statistique recherchée pour détecter une restauration de la régulation de la glycémique par la greffe d’ilots. Au total ce projet nécessite l'usage de 110 rats qui correspondront à : 1) isolement d'îlots (n=45); 2) le groupe contrôle (n=10) ; 3) l'obtention des 4 groupes de rats diabétiques (n=55 pour en obtenir minimum 40, en prévoyant une efficacité de 75% de l'injection de la molécule inductrice du diabiète en rapport avec notre expérience et les données de la littérature). Grace à l'optimisation du protocole d'induction du diabète de type I l'efficacité est de 75% de réussite ce qui nous permet de réduire le nombre d'animaux 55. De plus, nous stopperons la procédure d'induction du diabète lorsque les 40 animaux nécessaires à ce projet seront atteints et les rats surnuméraires (non injectés) seront affectés à un autre projet (notamment enseignements pratiques nécessitant l'utilisation d'animaux).
Raffinement
Dans un objectif de raffinement, plusieurs mesures seront mises en place: 1) Amélioration de l’hébergement des animaux par un milieu enrichi; 2) Observation quotidienne (pesée, glycémie, comportement, aspect, détection de toute souffrance) durant toute la période d'hebergement des animaux leur état général sera évalué selon des critères précis et adaptés qui nous permettrons de determiner si les animaux atteignent des points limites gradés qui correspondent à un critère d'arret de l'étude; 3) Dans les 48h suivant les injections de la molécule inductrice du diabète nous mettrons à disposition de l'eau avec 10% de sucre pour réduire le risque d'hypoglycémie; 4) Suivi régulier de la glycémie des animaux diabétiques et injection d'une unité d'insuline rapide si celle-ci dépasse les 3g/L; 5) Change fréquent des animaux diabétiques car celui-ci augmente la diurèse (toutes les 48h ou plus si nécessaire); 6) La chirurgie sera faite sous anesthésie volatile en association à une analgésie préopératoire, du gel occulaire pour réduire le dessèchement de la cornée, et les animaux seront placés sur un tapis thermostaté afin d'éviter tout risque d'hypothermie; 8) Lors du suivi post-opératoire, les animaux seront maintenus sous lampe chaude jusqu'à leur réveil complet, de la nourriture semi-liquide sera mise à leur disposition et nous utiliserons une litière en cellulose pour plus de propreté; 9) Une analgésie pré et post-opératoire sera réalisée par injection toutes les 12h durant 48h.
Choix des espèces
Nous avons choisi d'utiliser un modèle de rats car celui-ci est classiquement utilisé pour l'isolement d'ilots pancréatiques, ainsi que pour étudier le diabète de type I. L'utilisation de ce modèle nous permettra donc de comparer nos résultats aux données de la littérature ainsi qu'aux résultats antérieurs obtenus au sein du laboratoire d'accueil. La souche de rats choisie est non-consanguine ce qui nous permettra d'étudier l'efficacité des pancréas bio-artificiels à isoler les ilots de Langerhans greffés de la réponse inflammatoire des receveurs. Enfin la souche de rats choisie est classiquement utilisée dans les projets ayant attraits à des tests de greffe ainsi que des protocoles d'études pré-cliniques ciblant les maladies métaboliques, ce qui correspond exactement à l'objectif de ce projet. Les animaux utilisés pour l'isolement des ilots de Langherans et l'induction du diabète auront un poids corporel compris en 300-350g (age: 50-60 jours) ce qui correspond a un stade post-pubertaire à partir duquel toutes les grandes fonctions de l'organisme sont matures.
Sécurité des Thérapies cellulaires par transfert de gène : preuve de concept dans des modèles cancer chez la souris
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
4 038 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des injections de cellules tumorales par voie sous-cutanée, intraveineuse, intracardiaque ou directement dans un organe après ouverture chirurgicale, puis sept à dix séances d'imagerie sous anesthésie, cinq à huit prélèvements sanguins après quatre à six heures de jeûne, et des pesées quotidiennes. Une partie est immunodéficiente, donc vulnérable aux infections, et le porteur prévoit une perte de poids pouvant dépasser 15 %. Les bénéfices annoncés pour les patients, une immunothérapie plus sûre et modulable, restent au conditionnel, quand le porteur écrit que la nature des prélèvements d'organes "ne permet pas la survie des animaux".
Objectifs
Les thérapies géniques et cellulaires représentent une avancée majeure dans le traitement de nombreuses maladies, notamment les cancers. Grâce à des technologies innovantes comme les cellules génétiquement modifiées, il devient possible de modifier certaines cellules pour qu’elles reconnaissent et éliminent des cellules malades dans l’organisme. Après des résultats prometteurs dans les cancers diffus, notamment certaines leucémies, ces approches sont désormais autorisées pour le traitement de cancers solides tels que le mélanome. Elles marquent ainsi une véritable révolution en immunothérapie. Malgré leur efficacité, ces thérapies ne sont pas sans risques. Leur action prolongée dans l’organisme et leur caractères difficilement réversible peuvent entrainer des effets secondaires graves. Le plus fréquent est une réaction immunitaire excessive, pouvant provoquer des troubles neurologiques voire dans de rares cas la formation de cancers secondaires liés aux cellules modifiées. Pour faire face à ces risques, des systèmes de sécurité sont actuellement en cours de développement. L’objectif est de pouvoir activer ou désactiver précisément ces traitements de façon ciblée dans le temps et dans le corps. Ces systèmes permettraient de mieux contrôler l’effet des thérapies géniques et cellulaires afin d’offrir des thérapies plus sûres aux patients.
Bénéfices attendus
L’immunothérapie représente une avancée majeure dans le traitement de nombreuses maladies graves, notamment certains cancers et maladies auto-immunes. Mais ce type de traitement n’est pas sans risque. En stimulant fortement les défenses du corps, il peut entrainer des réactions indésirables parfois sévères. Il devient donc essentiel de pouvoir en contrôler précisément l’intensité et la durée. Des stratégies récentes cherchent à rendre l’immunothérapie plus sûre et plus modulable. L’une d’entre elles repose sur la thérapie génique. Elle consiste à insérer un gène dans les cellules du patient à l’aide de transporteurs, appelés vecteurs souvent des virus modifiés. Ce gène agit comme un interrupteur, permettant ainsi d’activer ou de d’arrêter le traitement si des effets secondaires apparaissent. Ces systèmes offrent un véritable progrès en matière de sécurité. Avant d’être utilisés chez l’Humain, ces dispositifs doivent être testés sur des modèles biologiques complets comme la souris. Cela permet de vérifier à la fois leur efficacité et l’absence d’effets indésirables majeurs dans un organisme vivant. A terme, ce type d’approche pourrait améliorer la prise en charge de nombreux patients pour lesquels les traitements actuels restent insuffisants. C’est le cas de certains cancers très résistants, comme le cas du cancer du foie dont le taux de survie à 5 ans est d’environ 18 pour cent. En rendant ces traitements plus contrôlables, ces avancées ouvrent la voie à une immunothérapie plus personnalisée, mieux tolérée et potentiellement accessible à un plus grand nombre de patients.
Procédures
Dans ce projet de recherche, des souris sont utilisées pour évaluer l'efficacité, la distribution et la tolérance de traitements innovants dans l'organisme en conditions saines ou pathologiques. Les animaux suivent différentes étapes expérimentales. Certains reçoivent une seule injection d'un des deux produits thérapeutiques sur souris soit vigile soit anesthésiées d'une durée inférieure à 30 secondes. Pour créer des modèles tumoraux, plusieurs méthodes sont utilisées: une injection unique de cellules tumorales disséminées (sous anesthésie, 30 secondes), injection de cellules tumorales solides (1 fois, sous anesthésie, 45 secondes) ou injection directe dans un organe (1 chirurgie par souris, moins de 20 minutes, sous anesthésie générale avec une analgésie préventive et post opératoire pendant 3 jours). Les traitements expérimentaux comprennent l'injection de cellules thérapeutiques (1 fois, sous anesthésie, 30 secondes), de vecteurs viraux (1 fois, sur souris vigile, 30 secondes) et de médicaments complémentaires (1 fois par jour pendant 3 à 5 jours, sur animal vigile, 30 secondes). Le suivi de la tumeur repose sur des mesures manuelles (1 à 2 fois par semaines, 2 minutes sur animal vigile), de l'imagerie par bioluminescence (1 à 2 fois par semaine pendant 4 à 8 semaines, soit 7 à 10 fois par animal, anesthésie légère 10 minutes accompagné de l'injection d'un agent de contraste 30 secondes et de l'échographie (1 fois, 15 minutes, sous anesthésie). Les souris subissent aussi des prélèvements sanguins hebdomadaires (5 à 8 fois sur animal vigile à jeun 4 à 6heures, 30 secondes, une pesée quotidienne (contention 30 secondes) réalisée à la suite de l'implantation tumorale (de J0 à J4 soit 4 pesées) puis tous les 2 à 3 jours (soit 2 à 3 pesées par semaine) dont la fréquence est réaugmentée à un rythme quotidien si l'état général des animaux le justifie. Une observation clinique quotidienne est également maintenue tout au long du protocole. A la fin de l'étude, les animaux reçoivent une anesthésie avec une analgésie préventive (1 injection de 30 secondes, 30 minutes avant l'anesthésie) puis le prélèvement sanguin suivi de l'euthanasie est réalisé sous anesthésie en 10 minutes. Toutes les interventions sont réalisées par du personnel formé dans le respect de la réglementation avec une prise en compte du bien-être de l'animal à chaque étape.
Impact sur les animaux
(i)Nuisance physiologique. Une mise à jeun de 4 à 6 heures peut être appliquée dans le cadre des modèles développés dans ce projet et est susceptible de provoquer une sensation de faim légère. L’induction des vecteurs ainsi que la progression tumorale dans certains modèles peut entrainer une perte de poids réelle supérieure à 15%. (ii)Nuisance comportementale. Les phases de contention (pesée, injection, prélevement sanguin, mesure du volume tumoral) peuvent générer un stress ponctuel ainsi qu'une douleur légère et transitoire généralement inférieur de 30 secondes. L'anesthésie gazeuse utilisée dans certaines procédures peuvent accentuer l'anxiété et provoquer une perte transitoire de chaleur corporelle. (iii)Nuisance liée au statut immunodéficient. Les souris immunodéficientes présentent une vulnérabilité accrue aux infections. (iv)Nuisance liée au développement tumoral. Le développement tumoral peut conduire à l'apparition de lésions cutanées au point d'injection ainsi qu'à des altérations du bien-être notamment au niveau du toilettage, la mobilité ou l'alimentation. (v)Nuisance liée aux interventions chirurgicales. L'anesthésie gazeuse prolongée utilisée dans certaines procédures peut entrainer une perte transitoire de chaleur corporelle. La suture peut occasionner une réaction inflammatoire locale transitoire au niveau de la cicatrice.
Devenir
Tous les animaux inclus dans les procédures expérimentales sont euthanasiés en fin d’étude. Cette euthanasie est scientifiquement indispensable car elle permet la réalisation de prélèvements d’organes et de tissus nécessaires à l’atteinte des objectifs du projet. Plus précisément, les tumeurs sont prélevées pour des analyses histopathologiques. Le sang et la rate sont recueillis pour l’analyse phénotypique des cellules thérapeutiques administrées. Les organes sont prélevés dans leur totalité afin de permettre la validation du ciblage tissulaire spécifique des vecteurs de thérapie génique. La nature des prélèvements ne permet pas la survie des animaux. Ainsi aucun animal n’est conservé après les procédures, l’ensemble des animaux est euthanasié de manière programmée et encadrée conformément aux règles en vigueur.
Remplacement
Les thérapies géniques et cellulaires offrent des pistes très prometteuses pour soigner certaines maladies, mais elles doivent être rigoureusement contrôlées avant de pouvoir être utilisées chez l’humain. Il est notamment essentiel de vérifier si elles ciblent bien la zone souhaitée comme une tumeur ou un organe précis et de s’assurer qu’elles n’agissent pas par erreur sur d’autres parties du corps. Des premiers tests ont déjà été réalisés en laboratoire sur des cellules. Ces expérimentations ont permis d’évaluer l’expression du transgène, la viabilité cellulaire. Elles fournissent des données essentielles pour comprendre le fonctionnement initial du traitement. Cependant, ces vérifications ne peuvent pas se limiter aux expériences sur cellules. Les études réalisées chez l’animal sont indispensables pour observer la diffusion et l’action du traitement dans un organisme complet et ainsi recueillir les informations nécessaires pour juger de sa sécurité et de son efficacité avant toute application chez l’humain.
Réduction
Conformément au principe des 3R, ce projet repose sur plusieurs approches concrètes visant à réduire le nombre d’animaux utilisés tout en garantissant la robustesse scientifique. Trois principaux leviers sont mobilisés pour optimiser la conception expérimentale et limiter l’impact sur les animaux. L’étude prend en compte les 2 sexes (mâles et femelles) afin d’inclure la variable sexe dans le plan expérimental, ce qui augmente la portée statistique et réduit les biais d’interprétation. Ne pas considérer cette variable peut conduire à des résultats non reproductibles ou non généralisables. Les différences de pharmacocinétique entre les mâles et les femelles peuvent également fausser des conclusions lorsqu’elles sont extrapolées d’un sexe à l’autre. Bien que cela soit contre intuitif, l’intégration des 2 sexes apporte une valeur scientifique renforcée aux données recueillies. Grâce à l’imagerie in vivo, chaque animal est utilisé de façon optimale afin d’obtenir un maximum d’informations. Les groupes expérimentaux sont conduits en parallèle, ce qui limite le recours aux groupes témoins. Chaque individu fait l’objet d’un protocole d’analyse complet permettant de rassembler un grand nombre de données tout en réduisant le nombre total d’animaux mobilisés. Ainsi 4038 animaux sont utilisés dans le cadre de ce projet.
Raffinement
Des mesures précises et rigoureuses seront mises en œuvre pour assurer le bien-être des animaux. (i) Les points limites sont définis suivant une observation de signes cliniques dictant un arbre décisionnel. Les signes cliniques sont ceux altérant l’apparence physique, le poids et le comportement qui dictent l’intervention à tenir allant du soin à l’euthanasie. (ii) La gestion de la douleur se fait par administration d’analgésiques en cas de souffrance détectée. (iii) Le suivi rigoureux et proactif des animaux se fait par une surveillance quotidienne des animaux par un personnel qualifié, formé aux procédures, qui prend en charge conformément aux protocoles établis et à la grille de suivi garantissant une réponse rapide et adaptée. (iv) Dans un environnement enrichi, l’hébergement (de 2 à 5 individus par cage) en groupes sociaux compatibles des animaux favorise les comportements exploratoires et réduit ainsi le stress avec une période d’acclimatation de 10 jours avant les procédures. (v) L'anesthésie gazeuse utilisée pour certaines procédures provoque une perte transitoire de chaleur corporelle compensée par l'installation de l'animal sur un plateau chauffant pendant l'intervention puis par un réveil en cage thermostatée. (vi) Les souris immunodéficientes sont maintenues dans des conditions strictes d'hébergement et de manipulation afin de limiter les risques d'exposition aux agents infectieux.
Choix des espèces
La souris est un modèle de choix pour étudier la formation tumorale grâce son taux élevé de prise de greffe et à sa petite taille qui facilite la manipulation. La disponibilité de diverses lignées immunodéficientes permet d’utiliser des greffes d'une autre espèce sans risque de rejet tandis que les lignées dépourvues de poils facilitent le suivi visuel de la croissance tumorale. De plus, le vaste éventail de modèles génétiquement modifiés et la connaissance approfondie du génome murin permettent d’étudier en détail les mécanismes moléculaires du cancer. Le cycle de vie court de la souris favorise la constitution de cohortes pour garantir une bonne puissance statistique, et l’existence de nombreux protocoles standardisés simplifie la comparaison des résultats entre études. Enfin le comportement bien documenté des souris permet d’identifier rapidement les signes de souffrance évaluable assurant ainsi une prise en charge efficace. Les souris utilisées seront des jeunes adultes sexuellement matures âgées de 8 à 12 semaines. Ce choix correspond à une période où les fonctions physiologiques, notamment immunitaires et métaboliques, sont pleinement développées, tout en restant stables et homogènes d’un individu à l’autre. A cet âge, les animaux présentent également un comportement plus stable, ce qui réduit la variabilité expérimentale et les réactions excessives liées au stress. L’utilisation de cette tranche d’âge permet donc à la fois de garantir la maturité biologique, de limiter les biais comportementaux liés à l’anxiété et de favoriser la robustesse des résultats.
Evaluation non-invasive par Résonance Magnétique Nucléaire des altérations histopathologiques des muscles squelettiques dans des modèles murins
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Les expérimentateurs provoquent une lésion musculaire sur une patte arrière des souris d'un lot, et posent chez celles d'un autre lot un plâtre laissé jusqu'à un mois sur ce même membre. 120 souris au total vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, chacune passant deux à trois examens d'IRM d'environ deux heures sous anesthésie générale. Le porteur qualifie cet examen de "totalement indolore et non invasif", et décrit par ailleurs une douleur de quatre à sept jours après la lésion, une atrophie musculaire sous le plâtre, des irritations cutanées et un stress lié à la restriction des mouvements. Toutes sont tuées à la fin du dernier examen pour que leurs muscles postérieurs soient prélevés.
Objectifs
Ce projet répond à un besoin critique en médecine : disposer de mesures objectives pour suivre la progression des maladies neuromusculaires (NMDs) et fournir des indicateurs fiables pour les essais cliniques. Bien que les biopsies musculaires soient largement utilisées pour la caractérisation des NMDs, elles sont invasives, non répétables en clinique et limitées par l’hétérogénéité de l’atteinte musculaire dans ces maladies. Dans ce contexte, l’imagerie par résonance magnétique (IRM) offre un moyen non invasif d’évaluer régulièrement l’état des muscles dans leur ensemble. Plus spécifiquement, pour les études cliniques, l’IRM de la fraction de graisse est devenue un biomarqueur incontournable pour caractériser l’évolution de la dégénérescence musculaire et son remplacement par du tissu graisseux. Cependant, il existe un besoin urgent de développer une mesure plus anticipative, capable d’évaluer les modifications tissulaires précoces précédant le remplacement graisseux.
Bénéfices attendus
Les maladies neuromusculaires (NMDs) et la sarcopénie sont des affections gravement débilitantes qui impactent profondément la qualité de vie des patients et de leurs proches, tout en imposant un lourd fardeau au système de santé publique. L'absence de mesures objectives permettant de suivre la progression naturelle de ces maladies et de fournir des indicateurs fiables pour les essais cliniques freine le développement thérapeutique. Le développement d'une méthode alternative à la biopsie musculaire, capable de caractériser les altérations microstructurales des muscles dans leur intégralité et de manière répétée, représenterait une avancée significative. Une telle approche améliorerait considérablement la compréhension de la progression des maladies et renforcerait notre capacité à évaluer l'efficacité des traitements. Cette innovation mènerait à une meilleure compréhension des mécanismes sous-jacents au développement des maladies, à des stratégies thérapeutiques optimisées et, in fine, à une amélioration notable des soins et de la qualité de vie des patients.
Procédures
Trois lots de souris subiront plusieurs examens identiques d’IRM des membres postérieurs. Chaque examen a une durée maximale d’environ 2 heures. Au terme de leur dernier examen, chaque animal sera euthanasié afin de permettre des prélèvements histologiques musculaires sur les membres postérieurs. Le premier lot servira à établir les valeurs de référence et la précision des différentes métriques d’IRM et d’histologie. Les souris de ce lot subiront trois examens d’IRM espacés d’au moins une semaine. Pendant chaque examen, les souris seront anesthésiées avec un gaz afin d’éviter tout stress ou mouvement, et de garantir leur confort. Leur respiration sera surveillée en continu, et des soins seront apportés pour éviter tout dessèchement oculaire lié à l’anesthésie. Les animaux seront installés confortablement sur le dos, les pattes maintenues délicatement pour assurer des images de bonne qualité. L’examen est totalement indolore et non invasif. Il permet de collecter des données précises sur les muscles des pattes arrière, sans aucune chirurgie. Le deuxième lot de souris, réparties en six groupes, subira deux examens d’IRM. Après le premier examen, qui servira de valeur de référence (Baseline), une lésion musculaire localisée sera induite, sous anesthésie, sur l’un des membres postérieurs. Cette intervention dure moins de 15 minutes. Un analgésique prophylactique sera administré avant la lésion afin de minimiser la douleur et l’inconfort des animaux après l’intervention. Ensuite, chacun des six groupes subira le deuxième examen d’IRM à un intervalle différent après lésion (24 heures, 48 heures, 4 jours, 7 jours, 12 jours et 1 mois). Le troisième lot de souris, réparties en cinq groupes, subira également deux examens d’IRM. Après le premier examen de référence, un des membres postérieurs de chaque souris sera immobilisé à l’aide d’un plâtre, sous anesthésie. Cette intervention dure moins de 20 minutes. Ensuite, chacun des cinq groupes subira le deuxième examen d’IRM à un intervalle post-immobilisation différent (4 jours, 7 jours, 10 jours, 14 jours et 21 jours). Le plâtre sera retiré avant l’examen. De manière générale, pour les groupes soumis à une immobilisation prolongée, le plâtre sera retiré périodiquement, sous anesthésie, pour inspection, hygiène et, si nécessaire, soins du membre immobilisé, puis remis immédiatement. En cas de signes de douleur, un analgésique sera administré une fois par jour.
Impact sur les animaux
Un examen d’imagerie par resonance magnétique (IRM) in vivo nécessite l’immobilisation du sujet pendant la durée de l’examen. Dans ce projet, cela est accompli en réalisant les examens sous anesthésie générale. Cet examen est non-invasif, atraumatique et sans douleurs. La seule nuisance associée à cette procédure une légère diminution du rythme respiratoire, accompagnée d’une légère baisse de la température corporelle pendant la durée de l’examen (moins de 2 heures), attribuable à l’anesthésie. Dans un lot de souris, une lésion musculaire unilatérale sera induite sous anesthésie dans un des membres postérieurs des animaux. Cette lésion peut provoquer de la douleur et une légère réduction de la mobilité pendant les 4-7 jours suivant la lésion, avec un pic inflammatoire observé autour du 4ᵉ jour. Une régénération complète du muscle est prévue un mois après la lésion. Dans un autre lot de souris, l’immobilisation d’un des membres postérieurs à l’aide d’un plâtre entraînera une diminution modérée de la mobilité. Cette immobilisation sera réalisée sous anesthésie générale et induira un processus d’atrophie musculaire dans le membre concerné. Les souris pourraient également ressentir du stress en raison de l’inconfort causé par le plâtre et par la restriction de leurs mouvements naturels. De plus, une irritation cutanée sous le plâtre pourrait survenir.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de chaque procédure expérimentale afin de permettre des prélèvements musculaires sur les membres postérieurs pour des analyses histologiques.
Remplacement
Les techniques développées dans ce projet ont pour objectif final l’imagerie quantitative in vivo. Des processus physiologiques tels que les échanges compartimentaux (intracellulaire, interstitiel, vasculaire) et la perfusion tissulaire influencent significativement le signal de RMN et, par conséquent, le modèle biophysique à établir. À ce jour, aucun substitut synthétique ne permet de reproduire fidèlement les caractéristiques du tissu musculaire vivant, ce qui nous contraint à recourir à l’expérimentation animale dans le cadre de ce projet.
Réduction
L’imagerie par résonance magnétique (IRM) permet d’obtenir de nombreuses informations différentes sur les muscles, à partir d’un seul examen. Comme cet examen est non invasif et sans douleur, il peut être répété plusieurs fois sur le même animal sans effet nocif. Cela permet de suivre l’évolution des tissus dans le temps tout en réduisant le nombre d’animaux nécessaires à l’étude. Pour cette étude, un total de 120 animaux sera utilisé, répartis en 12 groupes de 10 souris. Ce nombre a été déterminé grâce à un calcul préalable (calcul de puissance) afin de garantir que les résultats obtenus soient fiables et statistiquement significatifs. En effet, il est important d’utiliser un nombre suffisant d’animaux pour pouvoir identifier clairement les effets étudiés, tout en respectant le principe de réduction du nombre d’animaux utilisés. Des analyses statistiques seront nécessaires pour interpréter correctement les résultats. Elles permettront notamment d’évaluer la fiabilité des mesures IRM, de déterminer si les changements observés dans les muscles sont significatifs, et de comparer les résultats obtenus par IRM avec ceux observés au microscope après prélèvement.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans des cages ventilées, de fond plat avec de la litière de contact et bénéficiant d’un environnement enrichi avec du papier absorbant et des tubes en carton pour la construction de nids. Les animaux bénéficiéront également d’une période d’acclimatation d’au moins 10 jours. Les examens IRM se dérouleront sous anesthésie générale afin de garantir l’immobilité des animaux pendant les acquisitions et de minimiser leur stress. Afin de prévenir le dessèchement de la cornée et d’assurer le bien-être des animaux pendant les examens prolongés sous anesthésie, un gel ophtalmique sera appliqué sur les yeux des souris dès l’induction de l’anesthésie. La température corporelle sera maintenue à environ 38 degrés Celsius à l’aide d’un tapis chauffant, et la fréquence respiratoire surveillée en continu. Pour le lot de souris subissant une lésion musculaire localisé, un analgésique prophylactique sera administré pour minimiser la douleur et l’inconfort post-lésion. Les animaux dont un membre postérieur est immobilisé par un plâtre seront surveillés quotidiennement. Le plâtre sera conçu de manière à laisser les orteils de la patte immobilisée visibles, permettant ainsi de détecter rapidement tout signe d’inconfort ou de complication. Une attention particulière sera portée aux signes tels qu’un grattage excessif du membre immobilisé, des irritations cutanées, des blessures dans la partie proximale du membre, ou une coloration anormale des orteils. Le plâtre sera retiré au moins une fois à chaque 7 jours, sous anesthésie, afin de garantir l’hygiène de la patte et d’évaluer son état. En cas de blessure superficielle, la zone sera désinfectée et un pansement appliqué. Si des signes de douleur sont observés, un analgésique sera administré. Les animaux seront surveillés quotidiennement par du personnel qualifié. Toute modification significative et persistante du comportement, qui puisse suggérer un signe de douleur excessive constituera un critère d’arrêt de l’expérimentation. Dans ce cas, l’euthanasie de l’animal sera réalisée conformément aux protocoles éthiques en vigueur.
Choix des espèces
En raison de leur petite taille et de la facilité avec laquelle elles peuvent être hébergées, les souris constituent un modèle animal pratique à manipuler. Le modèle murin est largement utilisé dans la recherche biomédicale et a été développé pour étudier un large éventail de pathologies humaines, en particulier les maladies Neuromusculaires. Par ailleurs, notre laboratoire a développé de nombreux outils dédiés à l’imagerie et à la spectroscopie par résonance magnétique nucléaire, spécifiquement adaptés à l’étude du muscle squelettique chez les souris. Du point de vue technique, la petite taille des souris est aussi compatible à l’étude par RMN dans des machines d’IRM considérablement plus petites et moins couteuses, même si à haut champ magnétique. Toutes les procédures seront réalisées sur des animaux adultes jeunes (12 à 16 semaines). Ce choix permet de s’affranchir des variations liées au développement/maturation tissulaire qui peuvent avoir un impact significatif sur les mesures. Cet intervalle d’âges inclut les différents points temporels décrits dans les procédures expérimentales.
Impact des médiateurs lipidiques de la résolution de l’inflammation (SPM) sur l’inflammation pulmonaire.
- Recherche appliquée
- Troubles respiratoires
- Recherche fondamentale
- Système respiratoire
Les souris qui perdent plus de 20 % de leur poids, cessent de se toiletter ou bougent à peine seront mises à mort. 360 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour prélever leurs poumons. Elles reçoivent des traitements par gavage, par injection dans la veine de la queue et par instillation de gouttes dans le nez sous anesthésie, ainsi qu'une molécule bactérienne qui déclenche une inflammation pulmonaire. Une partie appartient à la lignée Scnn1b, modifiée pour reproduire l'atteinte pulmonaire de la mucoviscidose. Le porteur écrit n'attendre "aucune douleur importante ou stress fort", et renvoie au long terme les retombées annoncées pour les patients.
Objectifs
La mucoviscidose est une maladie génétique caractérisée par une vulnérabilité à l’infection par les microbes de l’environnement qui induit une forte inflammation des poumons, dégradant progressivement cet organe et conduisant à l’insuffisance respiratoire. Une des raisons pouvant participer à la gravité de la réponse inflammatoire est une mauvaise production par ces patients de lipides aidant à résoudre l’inflammation, aussi appelés SPMs. A l’heure actuelle, nous ne comprenons pas encore pourquoi les patients produisent moins de SPMs. Nous étudierons la production de ces SPMs en mimant une infection du poumon. Nous évaluerons aussi si les SPMs peuvent être utilisés pour traiter l’inflammation. Le projet sera utilisé pour définir les protocoles permettant l’étude de ces SPMs dans le contexte d’une inflammation du poumon. Nous utiliserons ici des souris qui reproduisent des symptômes proches des patients vivant avec la mucoviscidose au niveau du poumon pour que notre modèle soit réaliste. Nous nous intéresserons aussi aux différences d’inflammation et de production des SPMs chez les souris mâles et femelles car il existe des différences de l’atteinte respiratoire entre patients et patientes encore inexpliquées. A terme ce projet servira aussi à étudier l’inflammation du poumon après avoir été exposé à la pollution de l’air.
Bénéfices attendus
Les bénéfices à court terme de ce projet sont : - le développement d’un modèle plus simple, moins contraignant et moins douloureux pour étudier l’inflammation des poumons chez la souris - l’identification de la meilleure façon d’utiliser les SPM pour traiter l’inflammation des poumons. - la compréhension du rôle du système immunitaire et des raisons pour lesquelles les souris atteintes d’une forme proche de la mucoviscidose ne produisent pas assez de SPM. - La description des différences entre animaux mâles et femelles l’inflammation du poumon - L’utilisation des connaissances collectées pour un projet de plus grande ampleur sur l’impact de la pollution de l’air sur la santé du poumon. A long terme, les résultats de cette étude pourront être utilisés pour développer de nouveau traitement de l’inflammation des poumons chez les patients vivant avec la mucoviscidose.
Procédures
Les animaux seront soumis à des administrations de traitement en solution soit par gavage, soit par injection dans la veine de la queue soit par aspiration de gouttes par le nez. Conformément aux normes éthiques en vigueur, les deux premiers traitements seront administrés sur souris éveillées, pour le dernier, les souris seront anesthésiées. Ces administrations durent moins de 30 secondes pour le gavage et l'injection dans la veine de la queue et autour de 30 secondes (moins d'une minute) pour l'aspiration de gouttes par le nez.
Impact sur les animaux
Les SPM sont des molécules produites par notre corps de façon naturelle. Elles ne sont pas toxiques et, à ce jour, aucun effet secondaire n’a été observé chez les souris quand elles en ont reçues. Nous ne prévoyons donc pas d’effets indésirables suite à l’utilisation de SPM. De plus, certaines études montrent que les SPM pourraient avoir un effet anti-douleur. Pour provoquer l’inflammation des poumons, nous administrons une solution d’une molécule produite par les bactéries. Cette molécule ne peut pas causer d’infection du poumon mais elle agit comme un signal qui alerte les défenses du corps. Le résultat est une réaction inflammatoire dans le poumon. Cela peut entraîner une perte de poids chez la souris ainsi qu’un inconfort temporaire et une diminution de l’activité. Cependant, aucune douleur importante ou stress fort n’est attendu. Les animaux seront tout de même suivis quotidiennement pour s’assurer de l’absence d’effet néfaste inattendu. Ils seront pesés et observés chaque jour pour détecter tout signe de malaise. Si nécessaire, de la nourriture humidifiée sera ajoutée dans la cage des souris pour faciliter leur alimentation et leur hydratation. Si un animal se trouve dans un état grave imprévu, celui-ci sera mis à mort pour éviter toute souffrance.
Devenir
Les animaux utilisés ici seront mis à mort à la fin des protocoles pour un prélèvement des organes et une analyse de la réponse inflammatoire dans le poumon.
Remplacement
Nous étudions ici un modèle complexe qui repose sur l’interaction entre plusieurs types de cellules, entre différents organes, et le déplacement de cellules d’un organe à un autre. Nous voulons aussi regarder des différences entre mâles et femelles. Malheureusement, à l’heure actuelle seule l’expérimentation sur des animaux vivants permet l’étude de ces différents éléments.
Réduction
Afin d’utiliser le moins d’animaux possible, nous avons lu les études préexistantes et pris en compte leurs résultats pour construire notre projet. Un certain nombre d’expériences ont aussi été effectuées au préalable sur des modèles de cellules pour sélectionner un nombre réduit de SPM à tester dans notre projet sur la souris. Enfin, une étude statistique a été menée pour choisir le nombre minimal de souris à utiliser tout en étant sûr de pouvoir observer toute différence relevante entre nos groupes de souris.
Raffinement
Les souris seront hébergées dans un environnement adapté où elles disposeront de nourriture et eau à volonté. Les éléments nécessaires pour former un nid et une maisonnette seront fourni dans la cage pour assurer le bien-être des souris. Autant que possible, les souris seront au contact d’une seule personne pour leur permettre de s’habituer à elle et de diminuer leur stress. Le personnel qui manipule les souris est formé pour assurer leur bien-être et leur éviter toute souffrance. Les animaux seront anesthésiés lorsqu'il devront recevoir des traitements par dépot de gouttes sur le nez. Au cours des expériences, les souris seront pesées et observées pour détecter tout mal-être le plus tôt possible et agir en conséquence. Ces observations sur le poids, le comportement et la mobilité des souris, permettront le calcul d'un score clinique spécifique au projet présenté en Annexe 1. Si ce score clinique est élevé les souris des mesure spécifiques au projet seront mises en oeuvre : - Si besoin (faible diminution de la mobilité, perte de poids supérieure à 10%, manque de toilettage) de la nourriture humidifiée sera ajoutée dans la cage de la souris - Si un animal se trouve dans un état grave imprévu (perte de poids supérieure à 20%, forte diminution de la mobilité, absence de toilettage) , celui-ci sera mis à mort pour éviter toute souffrance.
Choix des espèces
Le modèle murin a été choisi pour plusieurs raisons : 1. Les souris se reproduisent rapidement, ce qui permet d’avoir assez d’animaux pour l’étude en peu de temps. 2. Le fonctionnement des poumons et du système immunitaire chez la souris est proche de celui de l’humain, ce qui rend les résultats plus utiles pour la recherche médicale. 3. Notre équipe est déjà formée et expérimentée dans le travail avec les souris de laboratoire. 4. C’est l’animal pour lequel on dispose du plus grand nombre d’outils scientifiques pour étudier les tissus, l’inflammation et les SPMs. 5. Cette lignée de souris génétiquement modifiées (appelée Scnn1b) est la seule à reproduire le phénotype pulmonaire des personnes atteintes de mucoviscidose. 6. L'utilisation d'animaux de 8 semaines dans ce projet permet de s'assurer que les défenses immunitaires de l'animal sont complètement développées.
Mise en place d’un nouveau système modèle amphibien pour l’étude du développement cérébelleux
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système nerveux
Choisies pour une longévité de dix à vingt ans et une fertilité qui ne décline pas avec l'âge, 80 femelles xénopes vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Tous les quatre mois, chacune reçoit une injection hormonale dans les sacs lymphatiques, puis est maintenue en contention pendant que l'expérimentateur presse ses flancs pour faire sortir les ovocytes, un geste que le porteur décrit comme la reproduction de l'amplexus du mâle. Elles passent ensuite 48 heures seules, le temps de se vider, pour éviter que leurs congénères ne les mordent en voulant manger les œufs. Aucune n'est tuée dans ce projet : le porteur prévoit jusqu'à vingt stimulations par femelle sur cinq ans et écrit qu'elles peuvent être réutilisées jusqu'à leur fin de vie naturelle.
Objectifs
Ce projet s’intéresse à une voie de communication entre les cellules, très importante pour le développement de l’embryon, la multiplication des cellules et l’équilibre général des tissus. En particulier, l’étude se concentre sur une région spécifique du cerveau chez les vertébrés. Des recherches antérieures ont montré que des dérèglements de cette voie peuvent favoriser l’apparition de tumeurs. Récemment, l'équipe a identifié de nouveaux éléments clés qui contrôlent cette voie de signalisation. Nous avons aussi confirmé que certaines espèces de grenouilles, comme Xenopus laevis et Xenopus tropicalis, sont de bons modèles pour comprendre comment cette zone du cerveau se forme. À long terme, ces travaux pourraient aider à développer de nouveaux outils pour mieux comprendre certaines maladies génétiques humaines.
Bénéfices attendus
Certaines maladies génétiques et certains cancers, en particulier ceux qui touchent les enfants, sont liés à un mauvais fonctionnement d’un mécanisme de communication entre les cellules que nous étudions. Notre but est de créer un nouveau modèle simple et fiable pour mieux comprendre comment certaines maladies du cerveau apparaissent très tôt, dès le développement de l’embryon, ainsi que comment certains cancers, notamment les cancers pédiatriques, se forment. Grâce à ce projet, nous espérons découvrir de nouveaux éléments qui contrôlent cette voie cellulaire et mieux comprendre les erreurs qui peuvent conduire au développement de tumeurs.
Procédures
Les animaux seront soumis à une administration d’hormone sur animal vigile en contention afin de stimuler la ponte qui dure de 5 à 10 secondes et ce tous les 4 mois. 18h après l’injection, les animaux sont maintenus en contention pour récolter les ovocytes avec un maximum de 3 pontes de 10 secondes chacune. Les animaux sont ensuite maintenus en hébergement individuel durant 48h pour surveillance. Cette période permet à la femelle de se vider de ses ovocytes matures ce qui évite que ces congénères ne la mordent en voulant manger les ovocytes. Les animaux retournent ensuite dans leur groupe d’origine. Pendant une période de 5 ans les femelles seront stimulées au maximum 20 fois.
Impact sur les animaux
Nous effectuons une stimulation hormonale sur femelles vigiles en contention. Les nuisances attendues sont essentiellement de type inconfort/ stress et douleur légère et transitoire. Le stress et l'inconfort peuvent être provoqué par 1) le prélèvement de l'animal dans l'aquarium, 2) le maintien en contention qui dure de 10 à 30 secondes, 3) la récolte des ovocytes qui se fait en mimant le geste d’amplexus du mâle, i.e. en saisissant la femelle de façon à la maintenir en contention tout en dirigeant le cloaque vers une boite de pétri pour déposer les œufs. Une douleur légère et transitoire peut être induite par l'injection avec une aiguille très fine en sous-cutanée, dans les sacs lymphatiques. À noter que le stress social n'est applicable. Le Xenope est un animal poïkilotherme « à sang froid », à vie solitaire, et nourri tous les 3 jours en conditions normales
Devenir
La ponte est induite chez la femelle Xenopus adulte ayant atteint la maturité sexuelle par injection. Si le délai entre les pontes est respecté (4 mois) les animaux peuvent être stimulés à pondre sans impact négatif sur leur santé jusqu'à leur décès soit au maximum 20 fois sur une période de 5 ans. Comme la durée de vie d'une X. laevis est de l'ordre de 20 ans et celle d'un X. tropicalis de l'ordre de 10 ans, les animaux peuvent être réutilisées jusqu'à leur fin de vie naturelle.
Remplacement
Nous intervenons sur les animaux adultes dans un seul but : stimulation hormonale de l’ovulation et ponte des femelles vivantes dans le but de récolter les ovocytes qui seront ensuite fécondés in vitro pour la production des embryons. Cette méthode est la seule technique non invasive (sans chirurgie). De fait nous reproduisons le geste d'amphioxus du male qui dans la nature presse les flancs de la femelle pour faire sortir les ovocytes. Nous utilisons aussi des approches in silico et dans des cellules en culture en complément de nos approches in vivo. Il n’y a pas de méthode de substitution possible. Le vertébré tétrapode non mammifère Xenopus laevis et Xenopus tropicalis répondent idéalement aux recommandations des 3R : Remplacer, Réduire et Raffiner. Ces espèces possèdent une longévité et une période de reproduction remarquables (15-20 ans Xenopus laevis et 8-10 ans Xenopus tropicalis) ce qui en fait un excellent modèle pérenne. Les femelles peuvent être stimulées hormonalement plusieurs fois sans impact négatif sur leur santé et sans compromettre les resultats expérimentaux. Cela permet une exploration des étapes du développement qui ne pourraient pas être abordées aussi efficacement et simplement dans un modèle mammifère. Lors des périodes d'isolement aucun stress social n'est induit car le Xénope est une espèce solitaire.
Réduction
Pour réduire à son minimum le nombre d’animaux utilisés sans compromettre les objectifs du projet, nous prenons en compte que plusieurs milliers d’embryons sont obtenus par fécondation in vitro à partir d’un nombre limité d’individus adultes. Plusieurs expérimentateurs peuvent travailler simultanément, et nous optimisons l'utilisation des embryons et des femelles. Nous procédons à une veille bibliographique régulière. Quand l’expérimentation directe est irremplaçable nous utilisons le nombre minimum d'embryons en nous appuyant sur des analyses statistiques nous permettant de calculer au plus près le nombre d'animaux nécessaires à notre projet. En moyenne nous procédons à une et exceptionnellement deux séries d'injections par semaine en utilisant 3-4 femelles à chaque fois. Les femelles peuvent être induites à pondre plusieurs fois en respectant un intervalle de 4 mois entre chaque ponte, ce qui permet de restreindre le nombre d'animaux utilisés. Ainsi nous avons besoin d'un cheptel de 80 femelles (48 femelles X. laevis et 32 femelles X. tropicalis) pour une période de 5 ans. Finalement des femelles provenant de projets précédents peuvent être réutilisées ce qui contribue aussi à l'objectif de réduction.
Raffinement
Les Xenopus laevis sont maintenus dans des aquariums ayant une capacité de 60L par aquarium contenant de l’eau déchlorée, filtrée, oxygénée, à 20 degrés qui s'approchent des conditions optimales. Des sondes surveillent en temps réel température, pH et conductivité. Les aquariums sont enrichis par des tubes PVC où certains animaux aiment à se cacher, ainsi que d'aménagements intérieurs (plantes artificielles et petites billes) bien que le comportement préféré soit de rester allongé sur le fond de l'aquarium. La nourriture non consommée et les fèces sont éliminées quotidiennement. Un nettoyage des parois des aquariums est effectué tous les 15 jours. 6 à 15 animaux sont regroupés par aquarium. Aucun stress n'est relevé si le groupe est réduit ou l'individu isolé, car les individus sont solitaires chez cette espèce. Pour l’installation des Xénopes tropicalis les conditions sont similaires avec des aquariums ayant une capacité de 10L et pas plus de 8 animaux par aquarium. Lors de la réception d’animaux, les animaux sont placés dans des bacs individuels et observés pendant 2 semaines avant d’être introduits dans le circuit fermé. Ensuite, les animaux sont acclimatés pendant 2 semaines avant d’être intégrés à un protocole expérimental. Les xénopes adultes sont nourris 2 fois par semaine à satiété avec des granulés de poisson et des vers de vase et du cœur de bœuf. Ils sont prélevés à la main ou avec une épuisette, en évitant tout mouvement brusque afin de ne pas les stresser. Une grille de cotation répertorie toute anomalie et lui attribue un score pour évaluation tous les 3 jours de l'état de l'animal.
Choix des espèces
Le xénope est un vertébré tétrapode non-mammifère et un modèle important pour l’étude du développement des vertébrés. Les génomes de X. tropicalis et X. laevis sont connus et montre d’importantes similitudes avec le génome humain. Les deux espèces sont faciles à maintenir en laboratoire. Le xénope fait partie des modèles pour lesquels les approches de génomique fonctionnelle sont réalisables. Les amphibiens constituent un modèle pertinent pour l'étude du développement du cervelet et peuvent être un bon modèle pour étudier des mutations délétères chez l'homme. Nous utilisons une ligne rapportrice de la voie Wnt qui n'induit aucun phénotype dommageable. Cette lignée ne présente aucun risque de transmission, aucun danger pour les autres animaux, pour l'homme ou pour l'environnement. L'amphibien Xenopus laevis et Xenopus tropicalis possèdent une longévité et une période de reproduction remarquablement longues et la fertilité ne diminue pas avec l’âge. La période de fertilité les femelles que nous utilisons commence à 18 mois pour les femelles de X. lævis et à 1 an pour les femelles de X. tropicalis. Elles produisent des œufs jusqu'à leur mort soit 20 ans pour les femelles de X. lævis et 10 ans pour les femelles de X. tropicalis.
Evaluation de l’efficacité de molécules thérapeutiques dans le modèle expérimental de stéatose hépatique non alcoolique (NAFLD)
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
1 836 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Chacune peut recevoir jusqu'à 700 injections ou administrations de composés et subir jusqu'à 50 prélèvements de sang sur animal vigile, sans que le résumé explique d'où viennent ces plafonds. Les expérimentateurs leur provoquent une stéatose du foie par un agent chimique ou un régime gras, avec des douleurs inflammatoires que le porteur dit quantifier par un score quotidien, pour tester des candidats médicaments avant une éventuelle phase clinique. Il conclut qu'aucun modèle in vitro ni aucune modélisation informatique n'est à même de remplacer "l'animal entier".
Objectifs
La NAFLD (stéatose hépatique non alcoolique) est une maladie chronique du foie qui est due à l’accumulation anormale de graisses dans les cellules du foie. Cette maladie survient chez des patients ayant un ou plusieurs facteurs de risque parmi les suivants : surpoids ou obésité, diabète de type 2, hypertension artérielle, dyslipidémie (augmentation du cholestérol ou triglycérides) ou syndrome d‘apnée du sommeil. Elle survient également en absence d’une consommation excessive d’alcool. D’abord silencieuse, la maladie évolue défavorablement en l’absence de mesures hygiéno-diététiques rectificatives. Quand l’accumulation de graisses est trop importante au niveau du foie, cela engendre une inflammation chronique et la destruction des cellules hépatiques : c’est la NASH (stéatohépatite non alcoolique). La destruction des cellules engendre, elle, la formation de tissus cicatriciels fibreux non fonctionnels : c’est la fibrose également appelée cirrhose, à son stade ultime. Les mécanismes impliqués dans cette évolution sévère sont encore mal clarifiés. En raison de sa prévalence mondiale croissante, divers modèles animaux reflétant à la fois la physiopathologie et l’histopathologie de chaque stade de la NAFLD/NASH sont disponibles. Ceci est essentiel pour déterminer la progression de la maladie et aide également à évaluer différentes approches thérapeutiques pour le traitement de stades spécifiques de la NAFLD. Ce projet a donc pour but de tester de nouveaux candidats médicaments anti-fibrotiques et anti-inflammatoires dans un modèle de stéatose hépatique non alcoolique (NAFLD) induite par un agent chimique ou un régime alimentaire gras particulier. Nous nous attendons donc à une amélioration de la pathologie pour les groupes traités.
Bénéfices attendus
D’abord silencieuse, la maladie évolue défavorablement en l’absence de mesures hygiéno-diététiques rectificatives. Une caractéristique des maladies chroniques du foie est une inflammation persistante qui contribue à leur progression vers des stades plus sévères, et notamment l’évolution vers la fibrose et son stade ultime, la cirrhose. Le seul traitement est la transplantation de foie, le but est ici d'étudier d’autres pistes thérapeutiques. Nous nous attendons dans ce projet à une amélioration de la pathologie pour les groupes traités qui consiste à une diminution de l’inflammation ainsi que de la fibrose.
Procédures
Maximum 50 prélèvements de sang sur animaux vigiles durant l'étude et un prélèvement terminal sous anesthésie (30 secondes/prélèvement). Maximum 700 injections/administrations de composés par animal (30 secondes/injection).
Impact sur les animaux
Ce modèle induit des douleurs inflammatoires à l'animal liées au développement de la pathologie. La douleur pourra générer une perte de poids et être quantifiée par des scores attribués quotidiennement (pesée quotidienne). L’administration de traitement par injections répétées pourra provoquer de petits hématomes au niveau du site de la piqûre. La contention de l'animal ainsi que la piqure de l'aiguille pour l'injection des traitements entraînent une douleur légère, de courte durée (quelques secondes) et le produit injecté va permettre, selon l’efficacité des molécules, de réduire la maladie (douleurs inflammatoires).
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort afin d'effectuer des prélèvements qui permettront d’analyser différents paramètres immunologiques et histologiques, ainsi de valider notre modèle et d’analyser l’effet des différentes molécules testées.
Remplacement
Nous proposons dans ce projet de mettre en place un modèle d’inflammation, fibrose du foie chez la souris afin de pouvoir tester in vivo l’efficacité de nouvelles thérapies dans le cadre d’une monothérapie ou d’une combinaison thérapeutique. Ces nouvelles thérapies sont en premier lieu testées et validées sur des lignées cellulaires afin de sélectionner les doses à appliquer in vivo pour l'étude d'efficacité. Cependant, les méthodes substitutives à l’expérimentation animale ne peuvent être utilisées ici puisque nous testons des molécules candidat médicament, test nécessaire avant l’initiation d’une phase clinique. Aucun modèle expérimental in vitro ou aucune modélisation informatique n’est à même de remplacer l’animal entier pour étudier l’efficacité de molécules thérapeutiques et les interactions entre les différents acteurs cellulaires et moléculaires des réponses inflammatoires.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisé sera réduit au minimum nécessaire pour obtenir des résultats pertinents, reproductibles et statistiquement significatifs évitant ainsi de refaire plusieurs fois les mêmes expérimentations.
Raffinement
Les animaux sont observés quotidiennement pour s’assurer de leur bien-être et pour détecter la douleur au moment de l’expérimentation. De plus, si des animaux présentent des signes de souffrance au cours de l'étude, un analgésique sera administré et des croquettes humides ou de l'hydrogel seront ajoutés dans les cages. Des points limites suffisamment prédictifs et spécifiques au projet seront appliqués.
Choix des espèces
Le choix de la souris pour la réalisation des expériences envisagées se justifie par des raisons d’ordre scientifiques, pratiques et éthiques : - La souris est un animal pour lequel les outils génétiques, les anticorps spécifiques permettant la caractérisation des réponses immunitaires au niveau cellulaire/moléculaire sont les plus développés. - Notre localisation nous donne de nombreux avantages en termes d’animaleries, d’expertise en techniques d’expérimentation animale, de suivi microbiologique et vétérinaire des animaux - Animal de laboratoire le plus utilisé par la communauté scientifique internationale et pour les études précliniques, notamment dans les modèles de fibrose hépatique. Les animaux sont utilisés au stade adulte et âgés de 7 à 12 semaines à l'arrivée afin de disposer d’organes avec un processus de développement terminé et dont le système immunitaire est mature (développement thymique achevé).