Recherche fondamentale

9 132 souris vont être utilisées sur cinq ans, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit une injection sous-cutanée de cellules tumorales sous anesthésie gazeuse, puis, selon les groupes, jusqu'à cinq injections intrapéritonéales sur animal vigile ou quatre injections directement dans la tumeur, ses tumeurs étant mesurées tous les deux à trois jours. Le porteur indique que les sites d'injection peuvent s'infecter et que la croissance tumorale peut faire maigrir les souris, et justifie la mise à mort par les analyses menées sur les organes prélevés. L'objectif déclaré est de confirmer chez la souris des gènes repérés lors d'un criblage in vitro, une vérification pour laquelle il écrit qu'il n'existe "pas de modèles alternatifs" et que le recours à un "organisme entier" est une "nécessité".

Objectifs

La chimiothérapie demeure aujourd’hui le traitement de référence pour la majorité des cancers. Un nombre limité d’agents tels que les anthracyclines ou encore l’oxaliplatine ont la capacité de déclencher des signaux de stress pre-mortem qui induisent la mort cellulaire immunogène (ICD, de l’anglais « Immunogenic cell death »). Cette dernière permet la stimulation d’une réponse immunitaire antitumorale, tout en conférant une protection à long terme. Nous avons effectué une étude de criblage multi-omique in vitro qui nous a permis d’identifier des gènes associés à l’ICD, en particulier des gènes codant pour des cytokines et chimiokines. L’objectif de ce projet est de confirmer in vivo l’implication de ces gènes et de leurs voies de signalisation dans l’ICD et plus globalement dans l’immunité antitumorale et leur contribution à l’efficacité thérapeutique. Ce projet permettra de mieux comprendre les mécanismes par lesquels les chimiothérapies stimulent l’immunité antitumorale et identifiera de nouvelles cibles thérapeutiques.

Bénéfices attendus

Les molécules qui induisent la mort cellulaire immunogène sont très utilisées en clinique pour le traitement des cancers (anthracyclines, oxaliplatine, cyclophospamide, etc). Les expérimentations précliniques prévues visent à confirmer les effets antitumoraux des nouvelles cibles thérapeutiques identifiées in vitro et à approfondir notre compréhension des effets antitumoraux du système immunitaire. Ces études permettront d’explorer plus en profondeur les mécanismes sous-jacents à ce processus. De plus, nous pourrons évaluer si les voies de signalisations identifiées présentent également des propriétés immunogènes afin d’ouvrir le développement de nouvelles approches thérapeutiques pour l’immunothérapie anti-cancéreuse. Ces travaux permettront d’une part d’induire l’immunogénicité dans le cadre de traitements non inducteurs de mort immunogène et d’autre part d’améliorer l’efficacité des molécules inductrices de ce type de mort cellulaire.

Procédures

Une première partie des animaux subira une expérience de vaccination antitumorale qui impliquera 2 injections sous cutanées sous anesthésie gazeuse (3 min /souris/injection). Une seconde partie des animaux sera soumise à une expérience de croissance tumorale qui impliquera 1 injection sous cutanée sous anesthésie gazeuse (3 min /souris/injection) et 1 injection intrapéritonéale (animal vigile, 2 min/souris/injection). Une 3éme partie des souris sera soumise à une expérience de croissance tumorale qui impliquera 1 injection sous cutanée sous anesthésie gazeuse (3 min /souris/injection), 1 injection intrapéritonéale (animal vigile, 2 min/souris/injection), 4 injections intratumorales sous anesthésie gazeuse (2 min/souris/injection). La dernière partie des animaux sera soumise à une expérience de croissance tumorale qui impliquera 1 injection sous cutanée sous anesthésie gazeuse (3 min /souris/injection), 5 injections intrapéritonéales (animal vigile, 2 min/souris/injection). Tous les animaux seront manipulés brièvement (moins d’1 min) tous les 2-3 jours pour mesurer les tumeurs.

Impact sur les animaux

Certains effets indésirables peuvent être observés chez la souris lors des expérimentations, notamment la manipulation et la contention régulière peuvent leur engendrer un certain stress. De plus, lors des injections une légère douleur (équivalente à une piqure) peut survenir, éventuellement accompagnée d’une irritation au niveau du site d’injection. Les sites d’injections peuvent s’infecter. L’anesthésie peut induire un stress thermique. Par ailleurs, la croissance tumorale et l’administration de traitements peuvent entrainer une baisse ou perte d’appétit qui peut causer une perte de poids des animaux.

Devenir

Tous les animaux à la fin des procédures seront euthanasiés. Chaque procédure requiert l’injection de cellules tumorales, ce qui implique l’impossibilité de garder les souris en vie à la fin de l’expérience. De plus, des analyses seront effectuées sur tissus et organes post-mortem.

Remplacement

Nous avons effectué une étude de criblage à haut débit in vitro qui nous a permis d’identifier des gènes associés à l’implication du système immunitaire dans la morte cellulaire des cellules cancéreuses. Nous souhaitions valider ces data in vivo, car il n’y a pas de modèles alternatifs permettant d’étudier l’efficacité des traitements anticancéreux et de confirmer leur action via l’activation du système immunitaire. Il est donc essentiel d’utiliser un model reproduisant au mieux l’environnement tumoral et le fonctionnement du système immunitaire. Cela se traduit par la nécessité d’utiliser un organisme entier dans lequel les cellules et les composants du système immunitaire peuvent circuler, permettant ainsi une représentation plus fidèle des interactions biologiques complexes à l’intérieur du corps.

Réduction

Pour la réalisation de cette étude, nous utiliserons un maximum de 9132 animaux sur 5 ans. Des groupes de 15 souris seront utilisés afin de garantir une évaluation statistique robuste des effets analysés. Nous appliquerons des tests statistiques pour comparer l’effet étudié entre les groupes, pour suivre la croissance tumorale et la survie des animaux. Dans un souci de réduction du nombre des animaux contrôles, nous chercherons à regrouper les expérimentations lors que cela est possible. L’étude sera interrompue si les expériences initiales ne confirment pas l’hypothèse de travail. Plusieurs tissus seront prélevés et soumis à diverses analyses (immunologiques, histologiques ou de biologie cellulaire et moléculaire) pour extraire le maximum de données de chaque procédure.

Raffinement

Les souris seront soumises à un suivi quotidien afin d’évaluer leur niveau de stress. Pour minimiser leur stress, les souris seront logées ensemble (un maximum de 5 souris par cage), offrant un environnement social, au calme et un espace vital suffisant. Les conditions d’hébergement respecteront les normes conventionnelles et les animaux auront accès en permanence à l’alimentation et à l’eau. Un milieu enrichi adapté est prévu : dans les cages il y aura des nids et des tunnels en carton. Le comportement général des animaux sera surveillé régulièrement et leur poids sera mesuré avant le début des traitements, ainsi qu’une fois par semaine tout au long de l’expérience de croissance tumorale. Toutes les interventions seront effectuées par des personnes expérimentées et éloignées des animaux hébergés. Les manipulations seront réalisées dans le souci constant de réduire au maximum l’inconfort et la souffrance des animaux (anesthésie, tapis chauffants...). Les critères définis pour atteindre un point limite seront strictement appliqués, et les souris seront euthanasiées à la fin de l’étude ou en cas d’atteint de ces points limites préétablis.

Choix des espèces

Le choix d'utiliser la souris dans cette étude repose sur plusieurs raisons. Tout d'abord, la souris est un modèle complet et fonctionnel, offrant des similitudes intéressantes avec le système immunitaire humain, ce qui en fait un modèle utile pour cette recherche. De plus, nous connaissons bien sa génétique, ce qui facilite les études moléculaires et génétiques. Nous disposons d'installations adaptées pour ces animaux, d’une solide expertise dans les techniques d'expérimentation animale ainsi que dans le suivi vétérinaire et microbiologique. Nous utilisons des souris adultes âgées à partir de 7 semaines, car elles possèdent un organisme avec un développement complet et un système immunitaire fonctionnel.

5 040 poissons-zèbres vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués puis conservés à -80 degrés pour analyses. Les interventions ont lieu sur des larves de 48 à 72 heures : lésion du cartilage de la mâchoire, de la moelle épinière ou de la nageoire caudale, ou injection de cellules, sous anesthésie et en moins de quinze minutes. Le porteur annonce une récupération complète en cinq à six jours grâce aux capacités de régénération de l'espèce, et prévoit la mise à mort des larves trop affectées par l'intervention, le suivi allant jusqu'à trente jours pour les gènes dont la suppression tue précocement. Il présente cet usage de larves comme un moyen de "remplacer l'utilisation de modèles mammifères, en ligne directe avec les recommandations des 3R", alors que le projet en mobilise 5 040.

Objectifs

Le projet global vise à identifier les zones de notre ADN responsables des maladies génétiques qui contrôlent la locomotion. Nous cherchons notamment à découvrir les mécanismes qui poussent un tissu à dégénérer, ou qui au contraire, permettent sa réparation (c’est-à-dire sa régénération). Pour ce faire, nous supprimerons chez le poisson-zèbre, les gènes qui sont mutés chez des patients atteints de maladies neuromusculaires. Nous observerons alors comment l'absence de ces gènes peut impact les neurones, les muscles et les cartilages du poisson. Objectif 1: Découvrir les zones de l'ADN impliquées dans les maladies du système nerveux et musculaire. Objectif 2: Déterminer l'impact de ces gènes sur les mécanismes de réparation de tissus (régénération). Objectif 3: Tester des molécules potentiellement thérapeutiques sur ces modèles pour identifier de nouveaux traitements.

Bénéfices attendus

Notre projet permettra de mieux comprendre les gènes qui assurent le fonctionnement de nos neurones et de nos muscles, et plus généralement, de l’appareil locomoteur. Notre étude permettra surtout de mettre en avant les processus qui ont lieu au cœur de nos cellules, en regardant les compartiments qui sont à l'intérieur même de nos neurones ou de nos myocytes. Enfin, l'identification de nouveaux agents thérapeutiques permettra de mettre en place de nouveaux traitement pour les maladies qui affectent la capacités des patients à se déplacer.

Procédures

Les larves de 48 et 72heures post-fertilisations seront soumises à des injections cellulaires ou à des lésions des tissus locomoteurs (lésion du cartilage, de la moelle épinière ou de la nageoire caudale). Chaque intervention n'excèdera pas 15 minutes et sera effectuée sous anesthésie totale. Les procédures de lésion pourraient engendrer un défaut de locomotion transitoire qui perdurera de 2 à 3 jours avant réparation des tissus. Etant donnée les capacités régénératrices du poisson-zèbre, une récupération totale est observée entre 5 et 6 jours post-fertilisation. Au stade où la larve acquiert un comportement de chasse et de prise alimentaire, la locomotion de l’animal n’est donc plus altérée. Les différentes interventions seront effectuées sous anesthésie et les larves trop affectées par l’intervention sont mises à mort.

Impact sur les animaux

En mimant certaines pathologies humaines, la suppression ou la surexpression de nos gènes d’intérêt pourrait mener à la diminution de la locomotion de la larve, comme décrit chez les patients. Les différents modèles utilisés dans ce projet (mutants ou transgéniques), ne seront conservés au-delà de 6 jour post-fertilisation que si la prise alimentaire de l’animal n’est pas compromise. Toute apparition de point limite entrainera la mise à mort du poisson. La lésion de la moelle épinière et de la nageoire à 3 jours post-fertilisation pourraient entraîner une réduction transitoire de la locomotion chez la larve. Ce défaut ne devrait pas dépasser 6 jours post-fertilisation étant donnée les capacités de réparation tissulaire existant chez le poisson-zèbre. La lésion de la mâchoire quant à elle, ne devrait pas affecter la prise alimentaire de la larve au-delà de 6jours post-fertilisation.

Devenir

Afin de réduire au maximum le nombre de poissons utilisés dans notre étude, chaque procédure prendra fin avec la mise à mort de l'animal puis le stockage des tissus à -80°c pour des analyses ultérieures. Ceci permettra d'utiliser une même larve pour les procédures in vivo puis pour les analyses histologiques et biochimiques.

Remplacement

Afin de décrypter les pathologies qui affectent le système locomoteur, il est important d’utiliser un modèle qui modélise à la fois les systèmes nerveux, musculaires et cartilagineux, tout en reproduisant les interactions complexent qui les lient. Des modèles cellulaires seront utilisés autant que possible dans notre étude, mais nous seront contraints de faire appel à des modèles animaux pour prendre en compte l’appareil locomoteur dans son ensemble. Dans ce cadre, le modèle du Danio rerio représente la meilleure stratégie. L’utilisation de la larve de poisson-zèbre permet de remplacer l’utilisation de modèles mammifères, en ligne directe avec les recommandations des 3R. La caractérisation des nouveaux modèles de pathologies humaines proposée dans notre étude représente autant de nouveaux outils pour comprendre les désordres génétiques sans recourir aux modèles rongeurs.

Réduction

En travaillant sur le meilleur design possible pour notre étude, nous avons pu faire en sorte que chaque animal participe à plusieurs parties du protocole, via des approches non-invasives. Ainsi, nous pouvons, à partir d’une même larve, assurer le suivi de la morphologie globale de l’animal, l’analyse microscopique de ses tissus, le suivi locomoteur, puis l’étude biochimique après euthanasie des individus. Ceci permet de réduire drastiquement le nombre de larves utilisées dans le projet global.

Raffinement

Lors de notre étude, chaque procédure sera effectuée sous anesthésie, avant un retour rapide dans les conditions d'élevage. Après chaque intervention, un suivi quotidien des animaux sera effectué tout au long de l’étude. Les nourrissages manuels assurés chaque jour permettront une observation régulière de chaque individu tout au long des procédures pour détecter une altération de la nage ou de la prise alimentaire. La mise en place de points de contrôle et de critères d’arrêt bien définis permettra d’assurer le maintien des animaux dans les meilleures conditions.

Choix des espèces

Le poisson-zèbre donne accès à de nombreuses procédures non-invasives pour suivre les structures locomotrices chez l’embryon et la larve (à la fois d’un point de vue anatomique et fonctionnel). De plus, le modèle est totalement adapté aux études thérapeutiques, aux suivis microscopiques et aux approches génétiques décrits dans le projet. En outre, l’utilisation du poisson-zèbre, notamment à l’état larvaire, permet de remplacer l’utilisation de modèles mammifères. Enfin, de par sa transparence et son développement externe, le poisson-zèbre représente un modèle unique pour visualiser ce qui se passe au cœur de nos cellules, pour explorer des processus impossibles à voir chez d'autres modèles. Pour l’étude de l’appareil locomoteur, les animaux seront étudiés entre 24 heures post-fertilisation et 6 jours post-fertilisation. Ceci permet de prendre en compte la totalité du développement de la mandibule et des structures neuromusculaires, et de considérer le temps nécessaire à leur régénération. Pour les gènes présentant une potentielle létalité développementale, le suivi sera prolongé jusqu’à 30 jours, stade auquel la plus part des défauts génétiques conduisent à la mort prématurée de la larve.

Gardées en vie à l'issue du projet parce qu'elles n'ont subi aucun traitement invasif, les 40 perdrix rouges sont destinées à d'autres expérimentations. Elles sont utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, quatre tests individuels de moins de trente minutes un jour sur deux, avec une capture par l'expérimentateur qui déclenche des réponses de peur, fuite et envol. L'isolement social pendant ces tests constitue une source de stress pour ces oiseaux grégaires, ce que le porteur reconnaît en invoquant la brièveté des séances. L'objectif déclaré est d'identifier les personnalités les plus aptes à survivre après un lâcher, la perdrix rouge étant une espèce en fort déclin dont des populations captives sont relâchées chaque année en France.

Objectifs

Face à la diminution importante de la biodiversité, de nombreux programmes de conservation proposent de renforcer les populations naturelles par la mise en nature d’individus nés et élevés en captivité. Cependant, il apparait, que pour beaucoup d’entre eux, le taux de survie des individus relâchés est faible, rendant inefficaces les efforts de conservation. Ce faible taux de survie peut être expliqué notamment par une altération des comportements adaptatifs (comportements anti-prédateurs, d’exploration des ressources alimentaires, reproducteurs) chez les animaux nés en captivité. Cependant, au sein d’une même population captive, il existe une très forte variabilité comportementale entre les individus, variabilité qui permet d’identifier des personnalités animales différentes. Certains travaux montrent aujourd’hui un rôle important de ces personnalités animales dans la dynamique naturelle des populations, certaines personnalités étant impliquées dans les processus de dispersion et de colonisation de nouveaux milieux, tandis que d’autres dans le maintien sur une même aire de répartition (sédentarité). Dans ce contexte, le choix de personnalités particulières dans les programmes de repeuplement pourrait être un levier pertinent permettant d’améliorer leur réussite. Aussi, l’objectif de ce projet est de caractériser les différentes personnalités chez la perdrix rouge, espèce dont des populations captives existent et sont mises en nature chaque année en France pour des objectifs de conservation.

Bénéfices attendus

La caractérisation des différentes personnalités chez la perdrix rouge pourrait permettre d'identifier des personnalités plus favorables à la remise en nature et ainsi améliorer la réussite des programmes de repeuplement de cette espèce

Procédures

Les animaux seront uniquement soumis à des tests éthologiques de caractérisation du comportement. Les tests individuels sont au nombre de 4 et restent d'une durée inférieure à 30 minutes chaque jour. Le comportement reproducteur est observé en volière extérieur sans intervention sur l'animal.

Impact sur les animaux

Les oiseaux peuvent subir des nuisances lors de la capture puisqu’ils peuvent émettre des réponses de peur à l’approche de l’expérimentateur (fuite et envol). Cependant, le temps de capture est inférieur à 2 minutes, ceci permettant de limiter les risques de blessure de l’animal lors de ces comportements de fuite. L’isolement social lors des tests peut également être une source de stress pour ces oiseaux sociaux. Cependant, cet isolement sera d’une courte durée (moins de 30 minutes par jour et ce un jour sur deux).

Devenir

Les oiseaux n'ayant pas subi de traitements invasifs, ils seront gardés en vie d'autres expérimentations.

Remplacement

Nous travaillons sur la caractérisation des personnalités animales, nous donc devons expérimenter directement sur l’animal vivant, ce qui exclut tout type de remplacement.

Réduction

Le nombre d’animaux choisi (20 mâles et 20 femelles) permet d’avoir un effectif suffisant pour les comportementales tout en tenant compte d’un possible effet sexe.

Raffinement

Les oiseaux seront hébergés en groupes sociaux mixtes de 5 individus en volières intérieures munies de fenêtres extérieures permettant un éclairage naturel. Chaque volière intérieure sera munie d’une mangeoire et d’un abreuvoir (nourriture et eau à volonté), de litière au sol (copeaux de bois) leur permettant de faire des bains de poussière et de deux abris leur permettant de se soustraire aux perturbations environnementales. Lors de la phase de reproduction, les oiseaux seront placés en volière extérieure de 25m2 (4 couples par volière) comprenant un couvert végétal naturel, de l'alimentation et de l'eau, ainsi que des cachettes pour s'abriter des conditions climatiques. Lors des phases de tests, les oiseaux seront déplacés et manipulés par des personnes compétences et expérimentées. Les phases de tests seront limitées à 30 minutes par jour pour limiter les contraintes pour l’animal. Les oiseaux seront soignés et observés tous les jours par un personnel expérimenté (grille annexe 1). La détection de tout changement de comportement ou de blessure induira un isolement de l'individu pour l’administration de traitement .

Choix des espèces

Les perdrix rouges sont des gallinacés emblématiques des milieux ouverts du bassin méditerranéen. Leurs populations sont en fort déclin actuellement et un certain nombre de programmes de conservation vise à utiliser les populations captives pour des repeuplements. Cependant, la réussite de ces programmes reste mitigée et il convient donc de trouver de nouveaux outils pour améliorer leur efficacité. Les perdrix utilisées seront des adultes âgés de 6 mois. A cet âge le profil comportemental est stable et nous pourrons donc observer des différences interindividuelles robustes, ainsi que de potentielles différences liées au sexe.

Cinquante études sur cinq ans, commandées par des laboratoires académiques, des biotechs et des industriels du médicament : 1 500 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue, pour faire tourner un modèle de maladie inflammatoire de l'intestin. L'inflammation est déclenchée par une administration intra-rectale de TNBS dilué dans l'éthanol sous anesthésie, suivie de gavages, de prélèvements de sang et d'endoscopies par sonde caméra. Une partie des souris est immunodéficiente et porte un système immunitaire humanisé. Le porteur classe l'ensemble en souffrance modérée tout en décrivant une diarrhée pouvant être sévère, une déshydratation, une anémie, une prostration et une perforation de l'intestin.

Objectifs

La maladie inflammatoire chronique des intestins (MICI) est une pathologie caractérisée par une inflammation de la paroi du tube digestif entrainant une dégradation significative de la qualité de vie des patients. Les MICI les plus courantes sont la colite ulcéreuse (ou rectocolite hémorragique) et la maladie de Crohn. A l’heure actuelle, les mécanismes d’apparition de cette pathologie sont peu connus et aucun traitement curatif n’est disponible sur le marché. L’objectif de ce projet est de développer un modèle d’étude fiable des MICI pour permettre d’en accroitre la compréhension et d’évaluer les propriétés immunitaires, thérapeutiques et toxicologiques de molécules issues de laboratoires académiques, biotechnologiques et pharmaceutiques.

Bénéfices attendus

Les MICI sont des maladies inflammatoires. En basant notre modèle sur des souris ayant un système immunitaire humanisé, nous mettons à disposition des chercheurs un modèle permettant d'étudier les MICI et des potentiels traitements avec davantage de spécificité pour l’espèce cible de ces recherches : l’Homme.

Procédures

Administration intra-rectale sous anesthésie générale, durée de l'intervention 4 à 5 minutes. Administration des composés à visées thérapeutiques par voie enterale (gavage ou incorporation dans l'eau de boisson) ou parentérale (intraveineuse, intrapéritonéale, intramusculaire ou sous-cutanée). Leur nombre est à déterminer, leurs durées seront de 10 à 15 secondes chacune. Prélèvements sanguins pour le suivi de la pathologie et des effets des traitements selon un schéma établis par le vétérinaire et le comité de bien-être. Chaque prélèvement aura une durée de 15 à 30 secondes, environ. Insertion de sonde caméra intrarectale sous anesthésie pour analyse des intestins, 3 à 4 minutes par analyse.

Impact sur les animaux

Les MICI se caractérisent par une diarrhée pouvant être sévère et entrainer une perte de poids, une déshydratation, des coliques ou une une anémie. Des nuisances peuvent également être induites par l'injection intra-rectale de TNBS solubilisé dans l'éthanol ainsi que par les prélèvements sanguins, l'administration des composés de recherche et les effets potentiellement toxiques de ces composés à visées thérapeutiques dans un contexte préclinique ainsi que par l'endoscopie. Ces nuisances et effets indésirables peuvent se manifester, entres autres, par une perte de poids, une hypo- ou une hyperactivité, une prostration ou des difficultés à se déplacer, une perforation de l'intestin.

Devenir

Les animaux seront mis à mort en fin de procédure.

Remplacement

Il n’est à l’heure actuelle pas possible de recréer in vitro un modèle étudiant les interactions complexes qui peuvent exister entre le système immunitaire et un système digestif fonctionnel qui permettrait de reproduire les MICI tout en objectivant les effets thérapeutiques et toxicologiques de composés médicamenteux destinés à leurs traitements. Les modèles murins constituent donc une approche scientifiquement valide, robuste et indispensable au développement et à la mise à disposition de thérapies innovantes pour les patients.

Réduction

Un total de 1500 animaux est demandé pour la réalisation de ce projet sur une durée de 5 ans, permettant de réaliser 50 études afin de mettre en place le modèle et de réaliser les premières études précliniques. Chaque étude comprendra un minimum de 4 groupes (contrôle négatif, contrôlé positif, plusieurs doses ou traitements à comparer) avec 5 à 10 animaux par groupe afin d’obtenir des résultats fiables malgré la variabilité intrinsèque liée au modèle. Le nombre d’animaux utilisés dans chaque étude sera réduit au maximum en se basant sur des tests statistiques adaptés aux effets attendus de la série et sur base des données historiques collectées.

Raffinement

En début d'étude et tout en respectant la réglementation en vigueur, les souris seront hébergées préférentiellement par groupes sociaux stables composés de 5 individus. La nourriture et l’eau de boisson seront fournies ad libitum sauf si le protocole d’étude nécessite un jeûne de nourriture. La durée de ce jeûne ne pourra dépasser 6 heures par semaine. L’eau ne sera jamais retirée des cages. Des compléments alimentaires pourront être administrés suivant l’état de santé des animaux. La cage contiendra à minima une couche de litière permettant aux souris de creuser, de se cacher et de réaliser un nid, élément essentiel à leur bien-être. En outre, des enrichissements de qualité seront fournis dans chacune des cages : morceaux de bois, tunnel en carton, kraft et/ou boules de cotons. Les souris seront hébergées dans une atmosphère contrôlés en permanence. À leur entrée dans l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation de minimum 4 jours. Lors d’un changement de zone au sein de l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une nuit au minimum. Pour gérer la douleur, la souffrance et l’angoisse, nous évaluerons l’état de santé par une échelle de scores appliquée dès le premier geste invasif. Le vétérinaire aura pleine autorité pour euthanasier un animal pour raison éthique ou mettre en œuvre un traitement anti-douleur s’il/elle le juge nécessaire. Concernant les prélèvements sanguins, le volume maximal est de 200µL pour un prélèvement unique, au-delà il s’agira d’un prélèvement terminal sous anesthésie. Les fréquences sont limitées et une réhydratation est prévue pour tout prélèvement unique à partir de 8mL/kg. Les animaux n’attendront pas dans la salle d’euthanasie. Une salle d’attente est prévue à cet effet. Lorsqu’un animal rentre en salle d’euthanasie, il doit être immédiatement euthanasié. Les points limites conduisant à une euthanasie seront fonction des scores cliniques et de la perte de poids. Les administrations intra-rectales seront réalisées sous anesthésie générale à l'isoflurane et le volume d'injection ne pourra dépasser 200 μL. L’endoscopie sera réalisée sous anesthésie.

Choix des espèces

Le séquençage complet du génome de la souris a démontré la proximité phylogénétique des souris et des hommes : 90 % des gènes humains ont un équivalent chez la souris, permettant d’élaborer des approches génétiques et fonctionnelles valides. Lorsque les gènes orthologues produisent des effets différents entre souris et homme, le remplacement dans le génome du gène de la souris par son équivalent humain permet la création de lignées humanisées. Ainsi, les souris SCID (Severe Combined ImmunoDeficiency), leurs dérivées et leurs analogues, toutes immunodéficientes, ont permis le développement des modèles humanisés. Pour les souris non humanisées, les animaux seront inclus aux études à partir de l’âge minimum de 6 semaines, animaux matures au niveau de leur système immunitaire. Pour les souris humanisées, les animaux seront inclus aux études à partir de l’âge minimum de 8 semaines, première apparition des cellules immunitaires humaines dans le sang.

Privées de nourriture pendant sept jours d'affilée pour cent d'entre elles, nourries deux jours par semaine seulement pour deux cents autres, les truites arc-en-ciel de ce projet sont d'abord marquées par une puce magnétique. Elles sont 400 au total, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur ramène cette privation à une "sensation modérée de faim" pendant cinq à sept jours par semaine, et annonce qu'aucune nuisance n'est attendue pour les poissons nourris à satiété. Toutes sont tuées par une dose létale pour prélever leur muscle, l'enjeu déclaré étant de mesurer l'effet des rythmes de croissance sur les cellules souches musculaires et d'en tirer des recommandations pour les pisciculteurs.

Objectifs

En fonction de la température et de la disponibilité en eau, les pisciculteurs adaptent leurs pratiques en réduisant fortement le nourrissage pour assurer la survie des animaux et maîtriser l’impact environnemental de leur production. Ces pratiques ont pour conséquences d’altérer le rythme de croissance des animaux.

Bénéfices attendus

Dans le cadre de ce projet, nous pourrons déterminer si les rythmes de croissance au cours de la phase exponentielle de croissance affectent l'activité des cellules myogéniques et le nombre de fibres musculaires qui sont déterminantes pour le potentiel de croissance ultérieure. Par ailleurs, cette connaissance permettra de faire des recommandations aux pisciculteurs quant à la gestion des rythmes de croissance dans leur élevage.

Procédures

Après avoir été marqués à l'aide d'une puce magnétique (procédure 3, modérée), les animaux seront soumis à une restriction alimentaire (procédure 1) ou à un jeûne d'une semaine (procédure 2) afin de ralentir leur croissance. Nous utiliserons 200 poissons dans la première procédure et 100 poissons dans la deuxième (1 semaine de jeûne). Les prélèvements qui seront réalisés seront faits après euthanasie à dose létale.

Impact sur les animaux

Certains animaux vont être soit nourris 2 jours par semaine (lundi et jeudi) soit privés de nourriture pendant 7 jours maximum ce qui va engendrer une sensation modérée de faim pendant au maximum 5-7 jours par semaine. Pour les animaux nourris à 80% de la satiété et à satiété aucune nuisance n'est attendue.

Devenir

A l'issue de chaque procédure, pour réaliser des prélèvements de muscle, les animaux seront euthanasiés à dose létale par une personne compétente désignée par les responsables de projet. Les responsables du bien-être des animaux sont bien sûr informés.

Remplacement

L'objectif du projet étant de déterminer l'impact des rythmes de croissance sur la plasticité des cellules souches, cela implique nécessairement de réaliser des tests sur animaux vivants.

Réduction

Pour réduire le nombre d'animaux utilisés, nous allons utiliser des bacs avec un volume modulable pour maintenir une densité optimale (entre 5 et 20kg/m3) et un effectif de 100 poissons/bac pour éviter les comportements agressifs. Avec cette quantité, nous pouvons prélever 15 poissons à chaque prélèvement ce qui est suffisant pour atteindre les objectifs scientifiques de l'étude et détecter des différences de plasticité des cellules souches musculaires.

Raffinement

Les animaux seront élevés dans un environnement optimal pour l’espèce (photopériode, qualité d’eau, densité, enrichissement). Les paramètres physico-chimiques de l’eau (température, O2, NH4+) seront également régulièrement contrôlés. Les manipulations sont réalisées par du personnel compétent le plus rapidement possible pour limiter le stress.

Choix des espèces

La truite arc-en-ciel (Oncorhynchus mykiss) est une espèce robuste dont l’élevage, la croissance et la reproduction sont bien maîtrisés en pisciculture. Il s’agit d’une espèce d’intérêt agronomique puisqu’elle représente 95% de la production française piscicole en eau douce. Elle est par ailleurs un modèle biologique largement diffusé dans la communauté scientifique (environ 50 000 références). C’est une espèce avec une très grande plasticité de croissance. Cette espèce n'est pas incluse dans la liste des espèces identifiées comme devant provenir d’élevage ou de fournisseurs agréés. Nous allons utiliser des poissons de 5g à 250g car c'est durant cette période que la croissance est exponentielle et avec la plus grande plasticité. Par ailleurs, pour évaluer l’effet sur la qualité du produit (texture), il faut des poissons d'un poids minimal de 250g, qui correspond à la taille commerciale « portion ».

Les souris utilisées sont immunodéficientes, dépourvues de défenses efficaces au point qu'une contamination bactérienne ou virale les tuerait, ce que le porteur qualifie de phénotype dommageable. Elles sont 180, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour prélèvements post-mortem. Chacune subit jusqu'à cinq injections, dix anesthésies à l'isoflurane, quatre séances d'imagerie de bioluminescence et jusqu'à cinq prises de sang à la mandibule sur animal vigile, l'injection intramusculaire étant couplée à des décharges électriques pour faire entrer un plasmide dans le muscle. L'objectif est de transformer ce muscle en ce que le porteur appelle une "usine de production" d'anticorps, preuve de concept dont il annonce les débouchés chez les espèces domestiques, contre l'arthrite ou le psoriasis.

Objectifs

Le présent projet vise à développer, grâce à l’imagerie, une méthode permettant de faire exprimer par un muscle un anticorps ou fragment d’anticorps à partir d’un plasmide contenant leur gène. Le plasmide est injecté dans les cellules musculaires de souris afin d’induire une sécrétion à une dose supérieure ou égale à la dose minimale efficace de l’anticorps. L'objectif est donc double : 1/ mettre en place une méthode d’expression d‘anticorps par les cellules musculaires 2/ induire une expression qui soit suffisante pour être détectée dans le sang des animaux et agir sur des cibles présentes à distance des muscles sécréteurs. Ce projet fait suite à de nombreux tests cellulaires de vérification de la fonctionnalité des plasmides ADN utilisés. Sa réussite ouvrira la voie à des études plus approfondies et à visée thérapeutique chez des espèces domestiques. En bref, nous aurons une preuve de concept de l’utilisation de vecteurs ADN injectés dans les muscles des animaux, qui fonctionneront alors comme des « usines de production » d’anticorps dirigés contre des cibles. La niche d’utilisation de cette stratégie clinique concerne les maladies chroniques, dans notre cas, les maladies chroniques inflammatoires articulaires (ex : arthrite) et cutanées (ex : psoriasis ou pelade).

Bénéfices attendus

Une fois abouti, le présent projet a pour vocation de mettre en place une méthode de production de biomédicament par les cellules musculaires de souris via l’injection d’un vecteur ADN. Celle-ci ouvrira de nombreuses perspectives thérapeutiques et vétérinaires.

Procédures

Les souris de ce projet subiront au maximum : - 5 injections d’une durée total de 12 min (1 IM couplée ou non à l’électroporation, soit 10min ; 4 IP pour l’imagerie, soit 2 min) - 10 anesthésies à l’isoflurane pour une durée totale de 70 minutes (5 rasages, soit 10min ; 1 IM couplée ou non à l’électroporation, soit 10 min ; 4 imageries de bioluminescence, soit 50 minutes) - 2 à 5 prélèvements de sang sur souris vigile, soit 2 à 5min au total.

Impact sur les animaux

Les injections intramusculaires et l’application de courants électriques pour l’électroporation peuvent potentiellement induire des douleurs. Ils seront réalisés sous anesthésie générale. Une prise de sang au niveau submandibulaire sera également réalisée sur animaux vigiles dans les deux premières procédures. Les souris seront suivies grâce à nos grilles de scoring pour surveiller l’apparition de signes de souffrance tel que la perte de poids, la modification de la physiologie ou du comportement (dont la locomotion suite à l’injection intramusculaire avec ou sans électroporation). Nous utiliserons des souris immunodéficientes qui sont à phénotype dommageable car elles présentent une absence de défenses immunitaires efficaces. Si elles sont contaminées par des bactéries et/ou virus, cela entrainerait leur décès. Elles seront donc hébergées en portoir ventilé où il y a une très haute protection contre ces agents pathogènes empêchant ainsi l’expression de ce phénotype. Ce statut est également garanti durant les différentes séances d’imageries durant lesquelles des procédures strictes sont respectées (désinfection du matériel, entretien des locaux, ordre de passage des souris dans l’imageur…).

Devenir

Mise à mort de tous les animaux à la fin de chaque procédure pour prélèvements post-mortem.

Remplacement

Une première sélection des meilleurs plasmides d’expression a été réalisée en amont par nos collaborateurs par des études in vitro. L’étude de la production d’un anticorps ou d’une protéine recombinante par un tissu musculaire et sa sécrétion dans la circulation sanguine générale n’a pas de méthode alternative que l’utilisation d’animaux vivants à l’heure actuelle.

Réduction

Nos protocoles expérimentaux ont été mis en place de sorte à réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés en injectant des vecteurs exprimant des protéines bioluminescentes, qu’il est possible de suivre par imagerie de bioluminescence et par luminométrie. Le suivi par bioluminescence in vivo permettra de suivre l’expression de la luciférase au cours du temps sur un seul et même animal et d’éviter de multiplier les groupes. C’est donc un double bénéfice au niveau scientifique et au niveau de l’utilisation d’animaux. Le nombre d’animaux utilisés dans ce projet est réduit au minimum sans toutefois compromettre les objectifs. Sur 5 ans, nous prévoyons l’utilisation au maximum de 180 souris qui seront réparties ainsi : - Mise en place des protocoles de transfert de vecteur ADN au sein de notre laboratoire : 40 souris - Étude du contrôle du système immunitaire : 40 souris - Étude des méthodes de transfert du vecteur ADN dans les cellules musculaires en utilisant soit différents polymères, soit différents produits de transfection : 100 souris.

Raffinement

La modalité d'imagerie mise en œuvre est non invasive et est réalisée sous anesthésie gazeuse. Les injections intramusculaires sont également effectuées sous anesthésie gazeuse. Le matériel stérile à usage unique adapté aux rongeurs, ce qui limite le risque d’infection et la douleur infligés au cours de l'expérimentation. Enfin, les souris auront 1 semaine minimum d’acclimatation avant le début de l’expérimentation. Elles seront 2 à 6 souris maximum par cage de 530 cm² selon leur poids. Ces cages seront en portoir ventilé, ce qui empêchera l’expression du phénotype dommageable des souris immunodéficientes. Ce statut est également garanti durant les différentes séances d’imageries durant lesquelles des procédures strictes sont respectées (désinfection du matériel, entretien des locaux, ordre de passage des souris dans l’imageur…). Les souris immunocompétentes seront également hébergées en portoir ventilé. Les cages sont enrichies avec du matériel pour la fabrication d’un nid et des granulés pour ronger et jouer avec ses congénères. Elles auront un accès à l’eau et la nourriture ad libitum et un cycle jour/nuit 12h/12h pendant toute la durée de l’expérimentation. Des grilles de scoring avec des points limites prédictifs seront mis en place et le personnel assurera l’observation des animaux quotidiennement afin d'anticiper leur souffrance. Néanmoins, en cas de douleur observée en post injection du plasmide, une injection sous-cutanée d’un analgésique) sera effectuée. Une injection intramusculaire peut provoquer une douleur liée à un hématome. Pour les prises de sang, un crayon hémostatique sera appliqué à la fin du prélèvement afin d’arrêter le saignement.

Choix des espèces

Le présent projet vise à développer, grâce à l’imagerie, une méthode permettant de faire exprimer par un muscle un anticorps ou fragment d’anticorps à partir d’un plasmide contenant leur gène. La souris est une espèce animale très largement employée dans la littérature pour ce genre d’étude de par la relative faible durée des expérimentations (quelques semaines), ainsi que par la possibilité d'utiliser des techniques d'imagerie in vivo. C'est ainsi le modèle animal de choix. La méthode mise en place dans ce projet a pour vocation de faire produire notre anticorps d’intérêt dans un système complètement fonctionnel et développé. Les animaux employés seront donc adultes, entre 7 et 10 semaines au moment de l'arrivée des animaux et leur entrée dans le protocole.