Recherche fondamentale

Une pompe osmotique est implantée sous la peau ou dans une veine, en dix à vingt minutes d'opération : 768 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. L'infusion continue se poursuit ensuite sur animal éveillé, avec des prélèvements de sang répétés, puis une injection létale permet de prélever organes et tissus. Le projet est mené par une société privée qui teste ses propres vecteurs d'acheminement de médicaments vers le cerveau, à raison de six études par an et de groupes de quatre animaux. Le porteur retient la souris parce que sa physiologie est bien connue, et parce qu'à 27 ou 30 grammes elle est "particulièrement économique" en termes de posologies.

Objectifs

Ces dix dernières années, notre société et ses partenaires académiques ont réussi à identifier et développer une stratégie de vectorisation innovante, afin de proposer de l’adressage spécifique de médicaments au niveau du système nerveux central. Ce transport est réalisé à l’aide de protéines ou peptides cargos (vecteurs) qui ciblent spécifiquement les récepteurs membranaires situés aux niveaux des barrières cellulaires de l’organisme, entre sang et tissus, dans notre cas, la barrière Hématoencéphalique (BHE) du cerveau. Le succès de ces travaux et les dernières collaborations internationales ont démontré tout le potentiel de notre technologie sur le développement de nouveaux traitements contre certaines neuropathies. Cet engouement a permis de développer de nouveaux axes de recherches, notamment sur certaines maladies rares (Myopathies, lysosomales) ou chroniques liées à l’hygiène de vie (Cancers, Diabètes, obésités), devenues le fléau de ces 20 dernières années. C’est dans ce contexte que nous souhaitons relever de nouveaux défis et optimiser notre technologie pour améliorer ou prolonger l’adressage et l’effet de certains traitements. Par diverses optimisations, Il s’agira de contourner les problématiques de la pharmacologie (élimination, stabilité, immunité) et de démontrer l’apport de notre système de pompe autonome (délivrances prolongées et maîtrisées). Nous pourrons ainsi proposer de meilleures pharmacologies et optimisées pour le traitement de pathologies plus complexes ou sans traitements efficaces.

Bénéfices attendus

Nous souhaitons tester le potentiel d’action de nos vecteurs sur des administrations prolongées. Nous pourrons ainsi rechercher leurs meilleurs effets pharmacologiques pour de meilleures perspectives thérapeutiques. La modulation dans le temps et la réduction des concentrations médicamenteuses sont également des paramètres non négligeables lorsqu’il s’agit de molécules présentant certains effets secondaires, notamment lors de traitements à fortes doses efficaces.

Procédures

Une première partie de mise en place de l’étude sur animaux éveillés, une seconde sous anesthésie et anti-douleurs (chirurgie) et enfin le suivi et manipulation jusqu’à la mise à mort de l’animal en fin de cinétique. -Constitution des groupes d'animaux (éveillés). -Analgésie (éveillé) : Administration simple et unique (5 secondes) sous la peau au niveau de la nuque. - Procédure chirurgicale et implantation des pompes osmotiques : implantation en sous-cutanée (10 min) ou intraveineux (20 min). -Prélèvements sanguins intermédiaires sur animal éveillé en cours de cinétique. -Mise à mort finale pour prélèvements de tissus et organes.

Impact sur les animaux

Les possibles sources de stress, angoisse et/ou douleurs sont ici listées : - Du stress et des douleurs légères de courte durée causées par les injections et les prélèvements sur animaux vigiles. - Du stress et de l’inconfort lors des anesthésies et de possible douleurs suites aux interventions chirurgicales Le composé injecté ne devrait pas avoir d'effets indésirables sur les animaux

Devenir

Afin de réaliser l'étude de l'efficacité pharmacologique, les organes et tissus d'intérêts doivent être prélevés. Pour cela, les animaux seront tous mis à mort.

Remplacement

Afin de mener à bien notre projet, nous n’utiliserons que nos vecteurs préalablement étudiés in vitro (cellules) ainsi qu’in vivo sur des suivis pharmacologiques et de biodistributions. Ces premières séries de tests amonts ont notamment permis de contrôler le maintien de leurs efficacités directement sur leurs cibles (Récepteurs cellulaires), mais restaient insuffisantes pour prendre en compte l'intégralité des paramètres physiologiques (mécanistiques, immunitaires, métaboliques et d'éliminations). Afin de développer notre modèle pharmacologique pour l’infusion médicamenteuse, nous devrons réaliser nos études sur le petit animal de laboratoire, ici le rongeur (souris). Le choix du modèle rongeur se justifie comme étant pour l’heure le 1er modèle animal disponible se rapprochant de l’Homme pour l’étude des mécanismes physiologiques, sans trop de contraintes d’hébergement, ni de manipulations. Son utilisation sous forme de petits groupes permet d’exploiter au maximum les résultats par l’obtention de données statistiques significatives. Malheureusement, il n’existe pour le moment aucun modèle prédictif de bio-informatique associant l’ensemble des mécanismes physiologiques, capable d'apporter toutes ces réponses ou suffisamment complexe et informel tel que les organoïdes ou sphéroïdes. Dans notre cas, le principal désavantage de cette demande reste donc le recours indispensable à l’utilisation d’animaux. Il s’agit maintenant de définir à minima et au plus juste le nombre d’individus à utiliser.

Réduction

Le nombre total d’animaux sera réparti de manière équivalente pour les deux procédures d’implantations, en sous-cutanée puis en intra-veineux. Les animaux seront répartis en petits groupes de n=4 (2 mâles/2 femelles), à raison de 4 groupes tests par étude et 6 études par an, ce qui représente 96 individus/an et par procédure. C’est-à-dire pour les deux procédures, 192 animaux par an (mixité des groupes 96 mâles + 96 femelles). Il est important de noter que pour chaque espèce, ce nombre total d’animaux sera mixte à 50/50 entre mâles et femelles. En expérimentation animale nous travaillons avec des populations aléatoires de souris ou chaque animal présente des variables individuelles que nous prendrons en considération lors des tests statistiques. En fin de procédure, une liste ciblée de tissus à prélever nous évitera une utilisation abusive et inutile d’animaux. La réalisation de prélèvements sanguins intermédiaires en cours de cinétique permet d'obtenir des données précieuses sur le sang.

Raffinement

Nous porterons une attention particulière à la préparation amont de l’expérimentation. Elle regroupe l’ensemble des préparatifs, l’adaptation, le conditionnement et la stabulation des animaux, laquelle sera au minimum de 7 jours dès réception. Les opérations chirurgicales et implantations se feront sur animaux anesthésiés + anti-douleur, tandis que l’administration (infusion), continue et autonome, se fera sur animal éveillé. Le contrôle des pesées et les prélèvements intermédiaires de sang seront précis et rapides (≤ 2min) sur animaux éveillés. Tout au long de la procédure, des points limites seront systématiquement établis afin de pouvoir répondre à une situation d’urgence. En point final, une injection létale d’anesthésiques permettra une mise à mort rapide des animaux sans stress ni douleur. .

Choix des espèces

Les rongeurs représentent cette famille (d'animaux) de petite taille, facile d'utilisation et d’élevage, pratique pour les études de pharmacologies et comportementales, elle est donc idéale pour la mise en place de premières études de pharmacocinétiques (groupes de 4 individus). A l’heure actuelle, faute d’alternatives de remplacement, le modèle rongeur (souris et rat), reste le seul modèle accessible de « petit mammifère » dont la physiologie est bien connue et relativement proche de l’Homme. Par sa petite taille, Il devient également très intéressant pour la balance pharmacologie/toxicologie (bénéfices/risques) et une diminution des posologies. Les animaux seront utilisés pour réaliser des cinétiques pharmacologiques et des échantillonnages de sang et tissus. Pour notre procédure nous utiliserons des animaux dits « jeunes adultes », ayant une moyenne de 10 à 12 semaines. A cet âge, nous limitons les variations inter individus qui peuvent avoir un impact sur les mécanismes physiologiques et les modulations de l'expression de certaines protéines. Chez la souris, cet âge présente un poids moyen de 27-30g environ, et qui s’avère particulièrement économique et mois risqué en termes de posologies par rapport à des animaux plus âgés (réduction des doses/risques immunogènes).

Pour tester des inhibiteurs de canaux calciques contre la leucémie aiguë lymphoblastique et le neuroblastome, 150 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent une injection intraveineuse de cellules cancéreuses en boîte de contention, puis des molécules dans l'abdomen une fois par jour pendant cinq jours, et passent deux séances d'imagerie par semaine pendant quinze jours. Le porteur indique que les souris témoins surtout, mais aussi les souris traitées, vont développer le cancer, avec une restriction des mouvements des pattes arrière et une perte d'appétit pour la leucémie, une tumeur sous-cutanée qui progresse pour le neuroblastome. Une échelle de gravité fixe le seuil à partir duquel la souffrance doit être arrêtée, et la mise à mort intervient quand ce seuil est atteint ou quand les prélèvements l'exigent.

Objectifs

Bien que la prise en charge des patients atteints de cancer soit considérablement améliorée au cours des dernières décennies, les patients qui rechutent deviennent résistants à un certain nombre des traitements par chimiothérapies. Ces derniers reposent sur un ou une combinaison de plusieurs traitements (chirurgie, chimiothérapie, immunothérapie ou traitement ciblé). L'enjeu d'identifier l'origine et les mécanismes de cette résistance pour développer de nouvelles stratégies thérapeutiques reste aujourd'hui un objectif stratégique. Le cancer se caractérise par une survie accrue des cellules cancéreuses et une résistance à leur mort. Ces deux mécanismes sont associés à des défauts de régulation de la signalisation du calcium. Dans des études récentes, il a été mis en évidence des perturbations de la signalisation calcique dans deux types de cancer : le neuroblastome et la leucémie aiguë lymphoblastique (LAL). Par exemple dans la LAL, il a été observé une augmentation du niveau de base du calcium dans les cellules résistantes en comparaison aux cellules sensibles aux traitements. Ces études in vitro ont permis d'identifier des molécules qui sont responsables de cette dérégulation calcique pour ce type de cancer et que leur inhibition étaient efficaces pour rétablir l'équilibre calcique. Ce projet a pour objectif principal de proposer une alternative thérapeutique en utilisant des inhibiteurs ou anticorps spécifiques qui ciblent ces molécules responsables de cette dérégulation calcique dans ces cancers. Et l’objectif secondaire est de déterminer l'efficacité thérapeutique de ces anticorps ou inhibiteurs spécifiques en combinaison avec les agents pharmacologiques conventionnels utilisés en première ligne de traitement.

Bénéfices attendus

Il est attendu une efficacité des différents inhibiteurs ou modulateurs avec un effet bénéfique sur le ralentissement de la progression tumorale et, le pouvoir de ces inhibiteurs à ameliorer la sensibilité des drogues. Le but est de permettre de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques anti-cancéreuse.

Procédures

Prélèvement sanguin sur animaux anesthésiés (anesthésie générale gazeuse) : 1 prélèvement, moins de 10 secondes. Injection en intra-veineuse sur souris vigile maintenue en boite de contention : 1 injection de cellules, moins de 10 secondes par injection. Injection de molécules thérapeutiques en intra-péritonéal sur souris anesthésiée : 1 fois par jour sur 5 jours, moins de 10 secondes par injection. Suivi du développement des tumeurs sur souris anesthésiée par utilisation d'un bioimageur, acquistion du signal durant 2 minutes, 2 fois par semaine sur 15 jours.

Impact sur les animaux

Les souris contrôles surtout mais également celles traitées vont développer un cancer, leucémie ou neuroblastome. L'avancée de la maladie va conduire dans le cas de la leucémie à une restriction des mouvements des souris notamment des pattes arrière, une perte d'appétit et de poids et pour le neuroblastome une tumeur qui va progesser en sous-cutané. Une échelle de gravité des symptômes observés permet d’établir un point limite dans l’ensemble des expériences. Ces points limites permettant d’identifier le moment à partir duquel la souffrance et /ou la détresse de l’animal doit être arrêtée. Lors des 2 procédures les animaux recevront des injections et seront soumis à des prélèvements de sang, source de légère douleur liée à la piqure.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort , car point limites atteints et/ou nécessité de prélevements (sang, organes)

Remplacement

Au préalable, plusieurs screening et évaluations (efficacité, cytotoxicité, etc.) in vitro des différents traitements ont été effectués sur des lignées cellulaires. Cependant, pour se rapprocher des conditions physiologiques chez le patient, une étude de l'efficacité dans un modèle in vivo reste indispensable et incontournable avant leur utilisation en thérapeutique clinique. Le choix de la souris repose sur la connaissance du système immunitaire de cette espèce, sur l’abondance des outils d’analyse des réponses immunitaires à disposition et par sa proximité phylogénétique avec l'homme qui permet d’envisager la transposition en clinique des stratégies évaluées.

Réduction

Afin de limiter le nombre d’animaux en expérimentation, ne seront utilisés que les inhibiteurs ou modulateurs des canaux calciques ayant démontré une efficacité dans une étude de non-toxicité cellulaire in vitro (dans un modèle cellulaire préalablement validé). Le nombre d’animaux nécessaire est réduit au minimum en tenant compte de la variabilité des mesures entre les souris du même groupe permettant une analyse statistique significative. Les résultats obtenus seront analysés statistiquement. La croissance tumorale sera suivi en ayant recourt à de l'imagerie non invasive rendu possible grâce à l'utilisation de cellules tumorales bioluminescentes. Un tel suivi longitudinal sur l'animal permet une réduction du nombre d'animaux par groupe.

Raffinement

L'ensemble des expériences sera réalisé dans une animalerie agréée, statut SPF (Specific Pathogen Free) : ce statut SPF considère les principaux pathogènes chez les rongeurs et permet donc d’établir un état sanitaire pour des animaux « en bonne santé » et indemnes des principaux pathogènes. Les conditions d’hébergement sont contrôlées quotidiennement. Les souris seront élevées en communauté dans des cages avec enrichissements. Pour les animaux présentant des difficultés de locomotion, la nourriture et l’eau seront apportés directement dans la cage sous forme de gel. L’ensemble des procédures sera réalisé sous anesthésie gazeuse en respiration spontanée. Toutes les interventions sur les souris seront réalisées sous hotte à flux laminaire pour éviter tout risque d'infection. Afin de répondre au principe de raffinement les prélèvements de sang seront effectués en sub-mandibulaire sous anesthésie générale. Les volumes de sang prélevés aux différentes étapes seront réduit au strict minimum. Nous avons optimisé notre procédure en définissant des points limites permettant d’identifier le moment à partir duquel la souffrance et /ou la détresse de l’animal doit être arrêtée. Le suivi de la croissance tumorale se fera par un système d'imageur par bioluminescence, suivi longitudinal non invasif pour l'animal.

Choix des espèces

Le modèle animal le plus couramment utilisé dans le développement et dans l’évaluation thérapeutique en oncologie est la souris, en effet elle constitue un modèle préclinique implantable ou de greffe, dans lesquels la culture de cellules humaines sont greffés sur des animaux immunodéficients ou immunocompétents. Ce modèle constitue donc un outil pour des études physiopathologiques et le développement thérapeutique expérimental susceptibles d’améliorer le diagnostic, les connaissances physiopathologiques et nosologiques. Les souris utilisées seront agées au minimum de 6 semaines au début du protocole. Les tests débutent classiquement à 8 semaines de vie.

Un mois de doxycycline dans l'eau de boisson, pour éteindre un gène dans les fibres musculaires : 42 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur attend de cette délétion un déclin progressif de la fonction musculaire, sans mort prématurée ni dystrophie, et prévoit une échelle de douleur de 0 à 3 pouvant conduire à une mise à mort anticipée. La question posée relève de la biologie fondamentale, savoir si les cellules musculaires éliminent leurs noyaux par autophagie, les retombées sur les maladies musculaires et le vieillissement étant annoncées comme un impact futur. Il compte 42 souris privées du gène et 42 témoins, soit 84 animaux, quand l'effectif déclaré est de 42.

Objectifs

Dans nos cellules, les organites ne sont pas permanents et subissent des dommages constants. Ces dommages déclenchent un mécanisme de nettoyage appelé autophagie, qui permet à la cellule d'éliminer les éléments endommagés. Contrairement aux autres organites, la plupart des cellules n'ont qu'un seul noyau, qui n'est donc pas considéré comme jetable. Cependant, les cellules musculaires squelettiques ont la particularité d'avoir des centaines de noyaux, ce qui pourrait faire du noyau un organite jetable. Nos recherches antérieures ont en effet montré que les cellules musculaires éliminent constamment les noyaux préexistants. Cependant, le mécanisme à l'origine de ce processus reste inconnu. Dans ce projet, nous explorons la possibilité que l'autophagie soit impliquée en suivant les noyaux marqués dans les fibres musculaires grâce à des outils génétiques développé chez la souris.

Bénéfices attendus

Les résultats de ce projet apporteront un éclairage totalement nouveau sur la façon dont nous concevons l'homéostasie du tissu musculaire. Elles auront à leur tour un impact important sur la compréhension des maladies musculaires et du vieillissement, où de nombreux noyaux musculaires aberrants s'accumulent.

Procédures

Administration de doxycycline par voie orale dans l’eau de boisson pendant 1 mois pour induire la délétion de notre gène d’intérêt dans les myofibres.

Impact sur les animaux

La doxycycline est un antibiotique largement utilisé et son administration n'entraîne aucune gêne. La conséquence de son administration est le marquage des noyaux musculaires qui n'induit pas, non plus, de gêne. La perte de notre gène d'intérêt dans les myofibres a été signalée, dans une autre étude, comme provoquant une gêne modérée : les souris ne meurent pas prématurément et ne développent pas de dystrophie, mais elles présentent un déclin progressif de la fonction musculaire au fil du temps. Cette gêne modérée ne sera présente que chez les animaux délété du gène d'intérêt dans les myofibres après induction par la doxycycline soit 42 animaux. Les 42 animaux contrôles ne sont pas impactés, ils ne subiront aucune gêne.

Devenir

Pour parvenir à des conclusions scientifiques solides avec le nombre minimal d'animaux utilisés, nous collecterons, post mortem, tous les tissus musculaires pertinents de tous les animaux à la fin de la procédure. Par conséquent, nous ne réutiliserons pas, ne remplaçons pas et ne ferons pas adopter les animaux.

Remplacement

Notre projet porte sur la dynamique cellulaire et nécessite donc la présence de plusieurs structures cellulaires complexes. Il est important de noter qu'il n'existe actuellement aucun modèle de culture cellulaire permettant d'éliminer les noyaux musculaires préexistants (nous n'avons obtenu que récemment des données montrant que cela peut se produire chez les animaux dans notre propre équipe). Nous ne connaissons aucune méthode pour induire l'élimination des noyaux des cellules musculaires cultivées, ce que nous devrons comprendre en utilisant des modèles de souris. Enfin, nous souhaitons souligner les limites des cellules musculaires différenciées in vitro. Ces cellules sont extrêmement immatures et incomplètes car elles manquent de nombreuses caractéristiques des cellules musculaires matures : par exemple, absence de jonction muscle-neurone, absence de jonction muscle-tendon, absence de sarcomères matures, noyaux ne se déplaçant pas vers la périphérie de la cellule et se regroupant plutôt au centre de la cellule, etc. Si un chercheur étudie des mécanismes impliquant des événements de différenciation très précoces (par exemple, la sortie du cycle cellulaire, l'expression de gènes de différenciation précoce, la fusion musculaire, etc. ), les modèles in vitro existants peuvent s'avérer utiles. Cependant, pour toute question scientifique concernant des cellules musculaires entièrement matures et leurs structures (comme les nôtres), ces modèles de culture ne peuvent malheureusement pas remplacer les modèles animaux. Les modifications génétiques que nous utilisons ne sont possibles que chez la souris. Elles nous permettent d'étudier la fonction des gènes dans des conditions biologiques appropriées.

Réduction

Notre étude du renouvellement des noyaux musculaires dans le temps reprend des points temporaux déjà établis dans des études précédentes. De plus nous collecterons tous les tissus musculaires pertinents de chaque souris, ce qui réduira considérablement le nombre de souris utilisées. La puissance statistique a été utilisée pour calculer le nombre de souris nécessaire afin de déterminer si une différence statistiquement significative existe entre 2 groupes. Il a été déterminé que le nombre optimal de souris par groupe pour ce projet est de 7 femelles et 7 males afin d'obtenir une différence statistiquement significative.

Raffinement

Au cours de notre projet nous attendons un déclin progressif de la fonction musculaire au fil du temps chez les animaux délété pour notre gène d’intérêt dans les myofibres. Ce déclin sera très modéré néanmoins tout signe de douleur sera pris en charge par des mesures appropriées en fonction du niveau de douleur observé (0 à 3). Si une douleur est présente, elle sera traitée soit par l’administration d’un analgésique, soit par l’euthanasie prématurée des animaux concernés. Niveau 0 : aucune douleur, aucun inconfort détecté. Niveau 1 : douleur légère (exemple : inconfort léger au niveau d’un membre type légère boiterie), dans ce cas les souris seront contrôlées quotidiennement. Niveau 2 : la douleur est présente (exemple : douleur manifeste d’un membre entrainant un problème de déplacement), dans ce cas un analgésique sera administré à la souris. Niveau 3 : douleur intense (exemple : paralysie des membres), dans ce cas un analgésique plus puissant sera administré et les animaux seront euthanasiés prématurément si nécessaire pour éviter une douleur chronique. Les souris seront surveillées régulièrement. Le suivi de nos souris comprend une observation visuelle du comportement général (perte de poids, apathie, yeux fermés). Si des souris devaient présenter des difficultés à se déplacer et donc des difficultés à manger de la nourriture solide (croquettes), de la nourriture en gel sera placée dans la litière de la cage.

Choix des espèces

Nous utilisons des outils génétiques pour le suivi des noyaux musculaires, qui sont établis dans des modèles de souris. La lignée de souris permettant la délétion de notre gène d’intérêt, et donc de la protéine, après croisement avec une lignée exprimant la protéine Cre recombinase est également établie. La souris est donc le meilleur choix pour mener cette étude. Comme notre projet se concentre sur la régulation de la dynamique cellulaire dans les muscles matures, nous devons utiliser des souris dont le développement est terminé. Nous utiliserons donc des animaux adultes, mâles et femelles, âgés d’au moins 10 semaines.

Une injection dans le cerveau, à l'âge d'un jour, sur des souriceaux éveillés retirés de leur mère : 50 nouveau-nés vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le geste dure quinze secondes, après application d'une crème anesthésiante sur la peau du crâne. Le projet porte sur l'apprentissage de ce geste par le praticien, avec une solution colorée, la thérapie génique du syndrome de Prader-Willi restant l'objet d'un projet ultérieur. Chaque souriceau est tué deux minutes après l'injection pour que son cerveau soit prélevé et la diffusion du colorant vérifiée.

Objectifs

Nos travaux préliminaires ont permis d’identifier le rôle d’une famille de gènes dont l’absence est une cause principale du syndrome de Prader Willi. Il s'agit d'une maladie génétique rare sans traitement curatif qui réduit drastiquement l’espérance et la qualité de vie des patients - le syndrome de Prader Willi est suspecté après la naissance par des signes caractéristiques de faible tonicité, de difficulté de tétée puis des troubles de la croissance et comportementaux ; en cas de suspicion un test génétique permet de confimer ou infirmer la pathologie. Nos travaux sur cultures cellulaires ont permis de développer une molécule de thérapie génique qui semble capable d’exécuter les rôles des gènes manquants. Avant d'envisager des tests chez l'humain, il convient maintenant de tester cette thérapie sur la souris chez qui une modification génétique reproduit le syndrome de Prader Willi. Ces études sont indispensables avant d’envisager des essais chez l’humain. Pour être efficace, le traitement par notre thérapie génique doit se faire rapidement après la naissance. Cependant, du fait qu'elle ne peut être injectée dans le système sanguin, elle doit être injectée directement dans le cerveau des souris nouveau-nées. Le présent pré-projet vise à acquérir et valider dans notre structure le geste technique d’injection de solution chez la souris nouveau-née de un jour.

Bénéfices attendus

Acquisition d’un geste expérimental permettant l’injection d'une thérapie génique chez la souris nouveau-née, ce qui représente un intérêt pour les projets qui visent à la compréhension/correction de mécanismes cérébraux normaux et pathologiques.

Procédures

Une intervention : les souris subiront une injection intracrânienne à l'âge de 1 jour. Cette injection s'effectuera sur une durée de 15 secondes.

Impact sur les animaux

- Stress lié au retrait transitoire des souriceaux nouveau-nés de la portée - Stress léger maternel - Stress lié à la contention et douleur lié à l'injection intracranienne chez souriceaux nouveau-né vigile

Devenir

Deux minutes après l'injection intracrânienne, chaque nouveau-né sera mis à mort pour prélèvement du cerveau et observation de la bonne diffusion de la molécule colorée dans le cerveau.

Remplacement

Des études préalables sur modèles cellulaires ont permis de développer une thérapie génique du syndrome de Prader Willi. Il convient maintenant de l’administrer sur le souriceau nouveau-né chez qui l’efficacité du traitement sera évaluée en mesurant plusieurs paramètres biologiques et comportementaux, qui ne sont pas évaluables sur modèle non-animal. Ce pré-projet vise à acquérir et valider le geste expérimental d’administration intracranienne de cette thérapie génique chez le souriceau agé de un jour.

Réduction

Pour ce projet, il est prévu d’utiliser au maximum 50 nouveau-nés issus de 4 à 10 femelles souris. Nous estimons que deux vagues de dix nouveau-nés séparées d’au moins une journée seront nécessaires à la bonne acquisition du geste technique par le praticien. Si le rendement afin de valider le geste est de 90% dès la 2ième cohorte de 10 animaux (minimum 20 animaux en tout, vagues 1 et 2), le projet sera arrêté. Dans le cas contraire, une ou deux nouvelles vagues seront réalisées jusqu’à 50 animaux maximum avant de conclure au succès ou à l’échec de l’acquisition du geste.

Raffinement

Les mères seront hébergées avec des éléments d’enrichissement et de nidification (igloo en carton, bloc de coton) jusqu’à la mise bas, puis avec des éléments d'enrichissement classiques (buchettes; frisures de papier kraft) une fois le sevrage des nouveau-nés surnuméraires atteint. Pour les nouveau-nés utilisés, l’injection sera précédée d’une application sur la peau du crâne d'une crème anesthésiante. Dans le cas ou des juvéniles manifesteraient une agitation désordonnée continue considérée comme point limite, leur mise à mort sera réalisée sans attendre les 2 minutes de diffusion de la solution colorée.

Choix des espèces

La souris est l’animal pour lequel des modèles du syndrome de Prader Willi existent. Le développement pathologique chez la souris est proche de l’humain. Dans notre modèle animal, les animaux seront injectés dès le lendemain de leur naissance, afin de mimer le traitement précoce des patients SPW. En effet, le SPW implique des troubles neurodéveloppementaux dont les premières manifestations prennent place à la naissance.