Recherche fondamentale

Vingt souris seront utilisées uniquement pour que les expérimentateurs s'entraînent à l'injection intracardiaque à travers le thorax, geste que 260 autres subiront pour de bon. Au total 1 528 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. 1 248 d'entre elles reçoivent des cellules cancéreuses sous la peau des deux flancs, 960 un gavage quotidien pendant deux à quatre mois, et l'ensemble est pesé et mesuré deux fois par semaine jusqu'à ce que la tumeur atteigne la taille fixée d'avance. Le porteur retient la souris parce qu'elle existe en lignées immunodéficientes, donc capables d'accepter des cellules tumorales humaines sans les rejeter.

Objectifs

Environ 3% des cancers du poumon non à petites cellules présentent des mutations du récepteur MET conduisant à son activation et favorisant la croissance tumorale. Le but de notre projet est de comprendre les mécanismes moléculaires conduisant au développement de tumeur induite par des formes mutées du récepteur MET afin de pouvoir proposer des stratégies thérapeutiques basées sur ces mécanismes. Afin de mieux comprendre les mécanismes mis en jeu, nous nous sommes fixé deux objectifs. Le premier objectif est de déterminer si d’autres mutations de MET sont capables d‘induire des tumeurs similaires à celles obtenues avec la mutation spécifique que nous étudions. Pour cela, des cellules bronchiques humaines non tumorale ont été modifiées pour exprimer les formes activées de notre récepteur, ainsi qu’un panel d’autres mutations affectant ce dernier. Le second objectif est d’identifier les voies de signalisation requises pour l’induction des tumeurs par les formes activées de MET. Pour cela, l’expression d’acteurs de la signalisation de MET sera inhibée en plus de la mutation du récepteur MET. Nous avons identifié 5 acteurs de voies de signalisation à étudier et nous prévoyons d’étudier l’implication de cinq acteurs supplémentaires soit 10 cibles en tout. Dans un second temps, de façon à identifier de nouvelles stratégies thérapeutiques ciblant le récepteur MET muté, nous utiliserons dans notre modèle trois inhibiteurs de tyrosine kinase (TKI) utilisés en clinique (représentant le traitement de référence) et ciblant le récepteur MET. Nous utiliserons également des traitements ciblant les voies de signalisation en aval du récepteur MET. Ces inhibiteurs seront choisis parmi les molécules déjà en essai clinique et ciblant des voies de signalisation. Dans le cadre de ce projet et selon l’avancée de nos résultats sur les modèles cellulaires, nous prévoyons de tester 3 autres inhibiteurs supplémentaires, soit 6 inhibiteurs au total. Ces traitements seront également combinés (TKI/ Inhibiteur des voies de signalisation) afin d’évaluer leur potentiel thérapeutique dans notre modèle.

Bénéfices attendus

Le projet permettra d’une part d’identifier les mécanismes moléculaires permettant aux formes activées de MET répertoriées dans le cancer du poumon d’induire la tumorigenèse. Sur cette base, nous pourrons évaluer l’efficacité de nouveaux traitements ciblant notamment des acteurs de voies de signalisation en aval en traitement simple ou en co-traitement avec les TKI (traitement de référence). Les bénéfices pourraient donc être importants pour les patients atteints d’un cancer du poumon présentant des mutations de MET par la proposition de nouvelles stratégies thérapeutiques.

Procédures

Après l’arrivée et l’acclimatation pendant 7 jours des animaux en zone d’hébergement, l’ensemble des 1528 animaux seront identifiés par bague à l’oreille (durée : 30 secondes) puis manipulés régulièrement par l’expérimentateur avant le début des procédures afin de réduire leur stress et de les habituer à la manipulation humaine. Le projet se déroulera ensuite en 4 parties. Plusieurs étapes sont communes à l’ensemble des parties. L’ensemble des animaux (1528) recevront une anesthésie par injection (Injection : 30 secondes ; durée anesthésie : 30min). Pour les parties 1 et 3, suite à l’anesthésie, 1248 animaux recevront une injection de cellules cancéreuses au niveau des 2 flancs (durée : 2 minutes). L’ensemble des souris seront pesées 2 fois par semaine (1 minute) et la croissance des tumeurs sera mesurée 2 fois par semaine (2 minutes). De plus, et seulement dans la partie 3, 960 animaux recevront par gavage une fois par jour un traitement ou un placebo (durée 1 min) au plus tôt une semaine après l’injection des cellules et jusqu’à la fin de l’expérience (durée totale : de 2 à 4 mois). Pour les parties 2 et 4, après l’anesthésie, 260 animaux seront tondus au niveau du thorax et recevront une injection intracardiaque trans-thoracique sous anesthésie générale de cellules cancéreuses ou non. Cette injection se fera sous anesthésie (durée de l’anesthésie : 30 minutes). Pour apprentissage, 20 animaux supplémentaires subiront ce geste. Une analyse par imagerie sera réalisée une fois par semaine afin de suivre le développement des cellules tumorales. Pour cela les animaux seront anesthésiés par voie gazeuse et maintenus sous anesthésie à l’aide d’un masque (durée anesthésie : 5 à 60 min). Ils recevront ensuite l’injection d’une molécule permettant la réalisation de l’imagerie (durée : 30 secondes). De plus, et seulement dans la partie 4, 160 animaux recevront par gavage une fois par jour un traitement ou un placebo (durée 1 min) dès le lendemain de l’injection des cellules et jusqu’à la fin de l’expérience (durée totale : de 2 à 4 mois). Enfin, l’ensemble des 1528 animaux seront mis à mort lorsqu’une taille de tumeur qui aura été prédéfinie sera atteinte ou dès l’apparition du moindre signe de souffrance. Pour cela, les 1528 souris seront anesthésiées par voie gazeuse avant d’être mises à mort. La durée maximale pour chaque partie sera de 4 mois.

Impact sur les animaux

Les procédures que nous prévoyons de réaliser pourraient être à l’origine d’un stress lié à la manipulation. L’injection des cellules et/ou de la molécule pour la lecture de la bioluminescence pourrait entraîner un stress ou une douleur chez les animaux. Pour limiter le stress des animaux, ces derniers seront anesthésiés lors de ces étapes de la procédure. Aux sites où les cellules seront injectées, le développement des tumeurs ne devrait pas entraver la liberté de mouvement des souris, cependant si cette liberté était altérée, une mise à mort des animaux sera réalisée. Le suivi régulier des animaux permettra de pallier toute souffrance ou détresse ressenties par ces derniers.

Devenir

En fin de procédures, les animaux seront tous mis à mort car il est nécessaire de pouvoir étudier les organes et les tumeurs afin d’analyser le potentiel tumoral, métastatique mais également l’efficacité des traitements utilisés.

Remplacement

Avant d’initier la partie utilisant des modèles animaux de notre projet, de nombreuses études ont été réalisées sur des cellules de manière à pouvoir notamment étudier la prolifération cellulaire, la résistance à l’apoptose, la migration et la croissance sans ancrage. Seuls les mutants présentant au moins une de ces capacités sont évalués dans les modèles animaux remplaçant ainsi l’animal dans le processus de sélection des lignées d’intérêt. Cependant, la croissance tumorale implique de nombreux processus biologiques, comme la vascularisation tumorale, l’implication du microenvironnement tumoral, l’invasion des tissus voisins qui nécessitent pour leur évaluation un système biologique complexe rendant pour l’instant nécessaire l’utilisation d’animaux.

Réduction

Comme précisé précédemment, de nombreuses réponses biologiques sur des cellules ont été évaluées au préalable à l’étude sur l’animal incluant la prolifération cellulaire, la résistance à l’apoptose, la migration et la croissance sans ancrage. Seuls les mutants présentant au moins une de ces capacités sont évalués dans les modèles animaux. De plus, l’utilisation de l’imagerie pour évaluer la dissémination métastatique permet un suivi longitudinal de la dissémination évitant donc l’utilisation de plusieurs cohortes d’animaux à différents temps Pour l’évaluation de l’efficacité des traitements, les molécules sont d’abord utilisées sur les modèles cellulaires. Seules les molécules capables d’inhiber au moins une réponse seront utilisées sur le modèle animal. Les groupe d’animaux par condition ont été déterminés en fonction de nos expériences précédentes pour donner une puissance statistique suffisante en tenant compte de la variabilité entre les animaux.

Raffinement

Afin de limiter au maximum toute souffrance, stress ou angoisse des animaux, ces derniers seront hébergés selon les recommandations établies à raison de maximum 5 animaux par cage dans un environnement enrichi (maison, carré de coton, copeaux de cartons...) et dans des conditions classiques de stabulation (température régulée, cycle jour/nuit). Avant toute manipulation, les animaux seront acclimatés 7 jours dans leur salle d’hébergement. Les animaux seront manipulés avant la mise en place de l’expérimentation afin de procéder à une habituation. Lors de l’expérimentation, les animaux seront anesthésiés avant les procédures pouvant induire un stress ou une angoisse chez l’animal ainsi qu’avant la mise à mort. Une fois l’injection intracardiaque de cellules tumorales réalisée, les animaux seront suivis quotidiennement de manière à pouvoir détecter le plus rapidement possible tout signe de souffrance ou d’angoisse. Des points limites ont été définis préalablement à l’expérience et seront suivis à l’aide d’une fiche d’évaluation des signes cliniques. En cas d’atteinte des points limites, les animaux seront mis à mort selon la méthode définie. La mise à mort sera réalisée à distance des autres animaux.

Choix des espèces

Le modèle murin est un modèle de choix pour l’étude de la croissance tumorale expérimentale. Ce modèle permet notamment de disposer d’animaux immunodéficients compatibles avec l’injection de cellules tumorales humaines ainsi que d’utiliser des outils de modifications génétiques permettant le fonctionnement de notre modèle. Les injections de cellules tumorales seront réalisées comme classiquement décrit dans la littérature sur des animaux âgés de 6 à 8 semaines à la fois mâles et femelles.

Trois formulations de patchs brevetés vont être testées sur des plaies ouvertes creusées dans le dos de 40 rats, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chaque animal est opéré sous anesthésie pour l'induction de la plaie, puis endormi de nouveau deux fois par semaine pendant trois semaines au maximum pour l'observation et le renouvellement du patch. Il est ensuite isolé en cage individuelle pendant toute la durée du protocole afin qu'aucun congénère ne lui arrache son pansement, avant un prélèvement de sang terminal et la mise à mort pour analyse de la peau et des organes. La rubrique consacrée à la réduction du nombre d'animaux reprend mot pour mot celle du remplacement, et l'effectif de 40 n'y est justifié nulle part.

Objectifs

Les plaies cutanées chroniques représentent un problème de santé publique important avec en France avec près de 500 000 patients concernés. Leur prise en charge induit des coûts importants, les soins sont prolongés, le matériel est parfois coûteux, le temps infirmier nécessaire est important, les arrêts de travail et les hospitalisations sont longues. De plus, ces plaies chroniques ont toujours un retentissement majeur sur la qualité de vie du patient. Les objectifs de ce projet sont d’évaluer chez le rat l’efficacité du traitement de plaies cutanées avec de nouveaux dispositifs médicaux sous forme de patchs. 3 formulations de patchs contenant chacun un principe actif favorisant la cicatrisation et combinant une activité anti-microbienne et anti-inflammatoire seront ainsi évalués. Des études effectuées sur modèles cellulaires et modèles de peau reconstruite ont permis de démontrer des activités pro-cicatrisante, anti-microbienne et anti-inflammatoire des principes actifs sélectionnés qui composeront les 3 formulations de patchs à évaluer. Ce projet constituera la toute première évaluation in vivo sur un modèle de plaie cutanée chez le rat des ces formulations de patchs "actifs", en comparaison avec une formulation de patch neutre, dépourvu de principe actif, et avec une matrice de référence utilisée pour le traitement de plaies cutanées chez l’Homme. Les traitements débuteront dès la fin d’induction des plaies cutanées et seront effectués jusqu’à cicatrisation complète de celles-ci, avec un renouvellement des patchs 2 fois par semaine. A l’issue de l’étude, des analyses biologiques seront effectuées sur le sang, la peau cicatrisée et des organes vitaux. Les résultats de ce projet permettront de sélectionner la formulation de patch ayant la meilleure efficacité pour en poursuivre son développement préclinique et envisager par la suite un développement clinique afin de proposer une nouvelle thérapie pour le traitement de plaies cutanées chroniques.

Bénéfices attendus

La cicatrisation des plaies cutanées est un phénomène naturel de reconstruction de la barrière cutanée mais si les plaies sont mal soignées, cela peut aboutir à des complications. La cicatrisation cutanée fait intervenir différentes phases qui entrainent la disparition de la lésion et le remplacement des cellules atteintes par des cellules saines. Les plaies chroniques qui ne cicatrisent pas, les plaies chirurgicales, les ulcères du pied chez le diabétique… représentent un fardeau pour les patients, les professionnels de la santé et les systèmes de soins de santé, affectant plus de 40 millions de patients et induisant des coûts d’environ 50 milliards d’euros annuellement, et avec un taux de mortalité plus élevé que dans la population générale, pouvant atteindre jusqu’à 20% en fonction de la pathologie considérée. Il est donc très important de tester de nouvelles substances, de nouveaux pansements ou de développer de nouveaux dispositifs médicaux sur des modèles de plaies simples et chroniques représentatifs chez l’animal qui pourront être utilisés par la suite chez l’Homme et ainsi permettre d’améliorer la cicatrisation de ces plaies, surtout les plaies chroniques. Nous allons donc évaluer l’efficacité de nouveaux dispositifs médicaux expérimentaux brevetés se présentant sous forme de patchs, tout d’abord sur un modèle de plaie simple, dans la perspective de réalisation par la suite d’études d’efficacité sur des modèles de plaies chroniques et infectées ou non chez le rat sain et diabétique. Ces nouveaux dispositifs médicaux pourraient ainsi à terme, être utilisés chez l’Homme, pour le traitement de plaies cutanées chroniques qui ne cicatrisent pas ou très difficilement.

Procédures

Les 40 rats seront soumis à une procédure chirurgicale pour l’induction d’une plaie cutanée sur une région du dos, procédure effectuée sous anesthésie générale, en 10 minutes environ. Un traitement analgésique sera administré avant l’induction de la plaie cutanée puis 6 heures après celle-ci, et si nécessaire 12 voire 24 heures après. Les plaies cutanées, protégées par un pansement de couverture, seront observées, photographiées et traitées 2 fois par semaine jusqu’à cicatrisation complète, sous anesthésie générale, en 10 minutes environ. La cicatrisation complète sera obtenue en 3 semaines maximum pour l'ensemble des animaux. Un maintien des rats en cage individuelle est nécessaire après induction des plaies cutanées et traitement de celles-ci, pendant 3 semaines maximum, pour éviter qu’ils ne s’arrachent entre eux le pansement de couverture et surtout les patchs placés dans les plaies cutanées mais avec un enrichissement de leur milieu pour assurer leur bien-être. Des cages transparentes ouvertes seront utilisées pour maintenir un contact social visuel, olfactif et auditif entre les rats d’un même portoir. Un prélèvement de sang terminal sera effectué sous traitement analgésique et anesthésie générale profonde après cicatrisation complète des plaies cutanées et avant euthanasie des animaux.

Impact sur les animaux

L’induction d’une plaie cutanée peut induire une souffrance mais limitée dans le temps, souffrance qui sera limitée au maximum par la réalisation de la procédure expérimentale sous anesthésie générale et sous couverture analgésique. Le renouvellement des traitements, effectué également sous anesthésie générale de courte durée, environ 10 minutes, n’engendrera quant à lui aucune douleur. L’hébergement en cage individuelle des rats est nécessaire après induction et traitement des plaies cutanées pour éviter qu’ils ne s’arrachent entre eux le le pansement de couverture et surtout les patchs placés dans les plaies cutanées. Cet hébergement en cage individuelle des rats peut conduire à un stress par la limitation des interactions sociales directes mais cet effet sera limité par l’utilisation de cages transparentes ouvertes, permettant à chaque rat de voir, sentir et entendre au moins un de ses congénères et de maintenir ainsi une forme de contact social.

Devenir

Procédure expérimentale 1 (seule procédure expérimentale) : les 40 rats nécessaires à la réalisation de ce projet seront euthanasiés par injection intrapéritonéale d’une surdose d’euthanasique effectuée sous analgésie préalable puis anesthésie profonde, et un prélèvement de peau au large de la région cicatrisée et d’un ensemble d’organes sera effectué pour réaliser des analyses biologiques.

Remplacement

Le remplacement des expérimentations animales par des méthodes alternatives n’est pas envisageable dans le contexte de ce projet. Il n’est en effet pas possible d’utiliser des modèles in vitro ou ex vivo permettant de réaliser des traitements et un suivi sur une durée prolongée, 2 à 3 semaines selon notre expérience du modèle de plaie cutanée utilisé. D’autre part, le processus cicatriciel met en jeu des mécanismes complexes entre différents types cellulaires qu’il est pour le moment impossible à reproduire in vitro ou ex vivo (influence du microenvironnement cutané, processus inflammatoire et immunitaire, formation de nouveaux vaisseaux sanguins fonctionnels…). L’ensemble de ces facteurs complexes ne peut être appréhendé qu’in vivo sur un modèle animal.

Réduction

Le remplacement des expérimentations animales par des méthodes alternatives n’est pas envisageable dans le contexte de ce projet. Il n’est en effet pas possible d’utiliser des modèles in vitro ou ex vivo permettant de réaliser des traitements et un suivi sur une durée prolongée, 2 à 3 semaines selon notre expérience du modèle de plaie cutanée utilisé. D’autre part, le processus cicatriciel met en jeu des mécanismes complexes entre différents types cellulaires qu’il est pour le moment impossible à reproduire in vitro ou ex vivo (influence du microenvironnement cutané, processus inflammatoire et immunitaire, formation de nouveaux vaisseaux sanguins fonctionnels…). L’ensemble de ces facteurs complexes ne peut être appréhendé qu’in vivo sur un modèle animal.

Raffinement

Une attention toute particulière sera portée aux animaux lors de l’induction des plaies cutanées (analgésie pré-opératoire, maintien des conditions d’asepsie, maintien de la température corporelle) puis après réalisation de celle-ci (analgésie post-opératoire), ainsi que lors du renouvellement de chaque traitement. Les animaux seront observés quotidiennement tout au long de l’expérimentation, leur poids sera mesuré deux fois par semaine lors de chaque renouvellement de traitement et observation des plaies cutanées. Si une perte de poids supérieure à 20% par rapport au poids maximal atteint ou de plus de 10% entre 2 prises de poids est observée, ou si des signes d’infection de la plaie cutanée ou des modifications du comportement des animaux sont observés (cachexie, vocalises, convulsions…), ceux-ci seront euthanasiés dans des conditions éthiques. Les rats seront hébergés dans des cages de taille adaptée dans une animalerie maintenue en cycle de lumière inversé pour observer leur comportement pendant leur phase active et ainsi respecter leur horloge biologique (chronobiologie). Des briques en bois et du papier kraft seront placés dans chaque cage de rat comme dispositif d’enrichissement pour assurer leur bien-être, et seront remplacés lors de chaque change de litière (2 fois par semaine). L’utilisation de cages transparentes ouvertes permettra de maintenir un contact social visuel, olfactif et auditif entre les rats d’un même portoir.

Choix des espèces

Le rat est l’espèce animale la plus adaptée pour réaliser ce projet, en raison de sa taille et de celle des dispositifs médicaux qui vont être évalués, du modèle de plaie cutanée infectée validé chez le rat qui pourra être utilisé par la suite, et également en raison de sa facilité de manipulation. Les animaux seront de jeunes rats âgés de 8-9 semaines et d’un poids de 225-250 g à l’arrivée au laboratoire et de 9-10 semaines et d’un poids de 250-275 g pour la réalisation des expérimentations. Cela correspond à l’âge et au poids de rats utilisés lors de précédentes études sur ce modèle de plaie cutanée ayant donné des résultats significatifs.

576 souris sont opérées pendant une demi-heure pour se faire implanter des électrodes, puis enregistrées six heures par semaine pendant un mois afin de détecter leurs crises d'épilepsie. 1 728 souris au total vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour prélèvement du cerveau, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Porteuses d'une mutation d'un canal ionique humain, elles peuvent présenter des déformations articulaires, une faiblesse musculaire, des difficultés respiratoires, des troubles du sommeil, une constipation sévère et une léthargie qui gêne leur alimentation. Le porteur annonce que 672 d'entre elles passeront des "tests standardisés" de développement moteur et cognitif pendant six mois, sans dire lesquels.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’étudier l’effet d’une mutation d’un canal ionique (c’est-à-dire une protéine impliquée dans l’excitabilité des cellules) retrouvée chez l’Homme et qui engendre, chez les patients atteints, de graves altérations du développement du système nerveux. Ce projet se déroulera dans 2 établissements utilisateurs, nommés ci-après EU1 et EU2.

Bénéfices attendus

Les objectifs du projet sont les suivants : (1) Comprendre quels sont les mécanismes moléculaires à l’origine du syndrome CLIFAHDD (Congenital contractures of the LImbs and FAce, hypotonia, and Developmental Delay / Contractures congénitales des membres et du visage, hypotonie et retard de développement) ; (2) Déterminer le rôle du canal calcique responsable de ce syndrome dans le développement du cerveau et du cervelet. (3) Tester et vérifier l'efficacité du modèle murin comme représentation préclinique du syndrome CLIFAHDD, dans le but ultime d'évaluer des possibilités de traitement.

Procédures

Pour ce projet, nous évaluerons un total de 1728 animaux, qui seront utilisés comme suit: • 672 animaux seront évalués pour détecter, au travers de tests standardisés, des retards dans leur développement, ainsi que dans leurs capacités motrices et cognitives. Ces évaluations se dérouleront sur une période d'environ 6 mois. Pour les souris agées de moins de 21 jours, les tests sont limités à deux min par test et sont réalisés sur une plaque chauffante maintenue à 23°C. Ces tests seront réalisés dans l'EU1 • 576 animaux subiront une chirurgie d’environ 30 min afin de permettre l'enregistrement d'électroencéphalogrammes (EEG). L'EEG sera enregistré pendant environ 1 mois, avec une séance de 6 heures par semaine pour chaque animal. Ces expériences seront réalisées à l'EU1 • 480 animaux participeront à une étude longitudinale où des échographies du cerveau et du cervelet seront réalisées pour examiner les paramètres anatomiques et fonctionnels. Ces échographies seront effectuées lors de courtes séances d'acquisition, d'une durée de 15 minutes, sous anesthésie. Il est important de noter que certains des tests impliquent des procédures potentiellement stressantes pour les animaux, notamment un hébergement individuel temporaire. Néanmoins, toutes les mesures nécessaires seront prises pour assurer leur bien-être tout au long de l'étude. Cette étude longitudinale sera réalisée dans l'EU2.

Impact sur les animaux

Pour des animaux porteurs de la mutation, les symptômes présentés par les patients suggèrent qu'ils peuvent présenter des retards dans leur développement et leurs capacités cognitives, ainsi que des problèmes physiques tels que des déformations articulaires, des traits physiques inhabituels, une faiblesse musculaire, des difficultés respiratoires et de sommeil, des perturbations du rythme circadien, des crises d'épilepsie, des troubles de l'équilibre dus à une détérioration du cervelet et une constipation sévère et une importante léthargie peut également affecter leur capacité à se nourrir. Les études comportementales ainsi que les examens d'échographie sont non invasifs et indolores en eux-mêmes. Cependant, pour minimiser tout stress causé par la manipulation par les expérimentateurs, les séances d'évaluation seront précédées d'une période d'habituation à la manipulation d'au moins 5 jours. Le suivi des crises d'épilepsie à travers l'enregistrement électroencéphalographique (EEG) nécessitera une intervention chirurgicale (anesthésie, acte chirurgical, gestion de la douleur post-opératoire, risque d'infections). Toutes les précautions seront prises pour éviter toute douleur liée à la chirurgie. Après l'opération, les animaux seront hébergés individuellement pendant le temps nécessaire à la guérison ; ce temps n'excédera pas 7 jours.

Devenir

L’ensemble des animaux contribuant aux 3 procédures de ce projet seront euthanasiées. Les organes, tout particulièrement le cerveau, seront prélevés en post-mortem pour des analyses histologiques.

Remplacement

Le développement, déjà précédé d'une étape de validation in vitro, et la caractérisation d'un modèle murin sont essentiels pour étudier le syndrome CLIFAHDD. Ce modèle animal sera utilisé exclusivement pour des expériences in vivo et ex vivo (prélèvements d'organes) qui ne peuvent être effectuées sur des modèles in vitro ou via des simulations informatiques de la maladie. Pour l’instant, les conséquences fonctionnelles de la mutation du canal calcique responsable du syndrome CLIFAHDD sont examinées à travers des expériences d'électrophysiologie sur des lignées cellulaires, et des simulations informatiques seront développées pour modéliser ces conséquences sur l'excitabilité neuronale. Ces approches in vitro et in silico permettent de comprendre l'impact de la mutation au niveau cellulaire, mais elles ne peuvent pas rendre compte des effets sur l'ensemble de l'organe, en l'occurrence le cerveau, car les réseaux neuronaux établis pendant le développement cérébral ne peuvent pas être reproduits en culture ou par simulation informatique. Pour ce qui est de l’étude des caractéristiques phénotypiques telles que les problèmes de locomotion, les troubles du sommeil et les désynchronisations des rythmes circadiens, elles ne peuvent être étudiées que sur des animaux vivants.

Réduction

Le nombre d'animaux utilisés pour ce projet, estimé à 1728, a été soigneusement déterminé pour nous permettre d'atteindre nos objectifs scientifiques de manière statistiquement significative. Nous avons élaboré une stratégie de croisement optimale pour maximiser l'efficacité de nos expériences. En utilisant des individus des deux sexes, nous cherchons à réduire le nombre total d'animaux nécessaires à produire. Dans la mesure du possible, nous réaliserons les expériences comportementales (in vivo) et les analyses anatomiques, tissulaires et cellulaires sur les mêmes animaux. Pour déterminer statistiquement la taille des groupes d'animaux à tester, nous nous sommes basés sur des recherches publiées ainsi que sur l'utilisation d'un logiciel spécialisé pour évaluer statistiquement le nombre d'animaux requis. Les tailles de chaque groupe d'animaux à générer pour ce projet ont été calculées en utilisant des tests paramétriques capables de détecter des différences significatives. Cela garantit que nos résultats seront robustes et fiables, tout en minimisant le nombre d'animaux nécessaires pour mener à bien nos études.

Raffinement

Le suivi de l'état de santé des animaux sera rigoureusement respecté et effectué de manière régulière. Des critères spécifiques ont été définis pour détecter les signes de détresse (comme une perte de poids continue et excessive, une prostration, des poils ébouriffés, un arrêt de l'alimentation, etc.), et des mesures de raffinement seront mises en place pour assurer une prise en charge adaptée des animaux. Cela peut inclure l'utilisation d'analgésiques et, dans les cas les plus graves, la décision d'euthanasie. Pour minimiser le stress des animaux causé par la manipulation par les expérimentateurs, les sessions d'évaluation seront précédées d'une période d'habituation d'au moins 5 jours. En ce qui concerne les douleurs liées à la chirurgie (pour les mesures d'EEG par exemple seront réalisées sous anesthésie générales pour éviter toute souffrance associée à l'intervention. Après la chirurgie, les animaux seront hébergés individuellement pendant la période de cicatrisation, qui ne dépassera pas 7 jours.

Choix des espèces

La souris représente le modèle animal le mieux adapté pour notre recherche. Il offre en effet le meilleur moyen pour tenter de reproduire la maladie étudiée de manière contrôlée. Nous pourrons aussi examiner en détail les effets sur le cervelet, une région du cerveau qui semble particulièrement atteintes chez les patients. Grâce à ces souris, nous pouvons gérer quand et où la mutation apparaît dans les organes. Pour notre étude, nous utiliserons des souris à différents âges, de la naissance à l'âge adulte. Cela nous aidera à comprendre les conséquences développementales de l'expression de la mutation, notamment en regardant des aspects comme la taille, le poids, les caractéristiques physiques inhabituelles, les problèmes de mobilité, l’apparition de crises d’épilepsies et les troubles de l’équilibre.