Recherche fondamentale

52 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une démyélinisation focale leur est induite par injection stéréotaxique de lysolécithine, modèle de sclérose en plaques, suivie de jusqu'à cinq anesthésies générales par mois, d'amincissements du crâne et de séances d'imagerie par IRM et ultrasons. Une partie des animaux est étudiée éveillés, avec un cadre fixé en permanence au crâne, et le porteur indique que la démyélinisation reste locale sans déficit moteur, les animaux étant tués pour analyse du cerveau. Il affirme que ni les réseaux de neurones ni les organoïdes ne permettent d'évaluer le retentissement d'une démyélinisation focale.

Objectifs

La démyélinisation focale d’un faisceau de matière blanche cérébrale par une injection in situ de lysolecithine est un modèle animal de la sclérose en plaques humaine largement utilisé depuis plusieurs décennies pour disséquer les mécanismes moléculaires et cellulaires de la démyélinisation et remyélinisation. Cependant l’impact fonctionnel (la connectivité entre différentes aires cérébrales) de cette démyélinisation focale a été quasiment ignoré jusqu’à présent. Ce projet permettra de caractériser cet aspect peu étudié, en mobilisant des approches d’imagerie (IRM, ultrasons) et de comportement.

Bénéfices attendus

Les maladies démyélinisantes du système nerveux central et notamment la sclérose en plaque font parties des maladies invalidantes chez le jeune adulte. Ce projet permettra de mieux comprendre l’impact fonctionnel de la démyélinisation focale par l’utilisation de ce modèle animal. Cet aspect inexploré du modèle animal permettra ensuite de définir de marqueurs fonctionnels qui pourront servir pour évaluer de nouvelles approches thérapeutiques.

Procédures

Les animaux seront soumis à un maximum de 5 anesthésies générales sur une période d’un mois. La première sera réalisée au moment de l’injection de la substance démyélinisante (1h), la seconde pour l’examen IRM (30 min) et dans le cas où l’induction du modèle est confirmée, de l’amincissement du crâne (30 min). Une troisième anesthésie sera réalisée au cours de la première session d’imagerie ultrasonore (1h). La quatrième anesthésie sera afin de réaliser le deuxième amincissement du crâne et la dernière pour la deuxième session d’imagerie ultrasonore.

Impact sur les animaux

L’injection de la substance démyélinisante (lysophosphatidylcholine) s’effectue via une chirurgie stéréotaxique et produit une démyélinisation focale limitée au niveau du site d’injection. Cette démyélinisation locale n’entraîne pas de déficit moteur. L’amincissement du crâne est réalisé avant chacune des sessions d’imagerie fUS, afin de maximiser le signal ultrasonore. Une partie des animaux sera étudiée en condition d’éveil et dans ce cas un cadre permettant supportant la sonde ultrasonore sera fixé de manière permanente sur le crâne des animaux.

Devenir

Les animaux sont mis à mort pour prélèvement du cerveau et analyse post-mortem.

Remplacement

Le projet contient des protocoles d’imagerie in vivo (IRM, ultrasons) permettant d’étudier la connectivité entre aires cérébrales, ce qui implique l’utilisation d’animaux vivants. Ni les réseaux de neurones, ni les organoïdes cérébraux, ne permettent aujourd’hui d’évaluer le retentissement global (entre aires cérébrales) d’une démyélinisation focale (limitée à un faisceau de matière blanche). De plus, l’utilisation de l’animal vivant permet de relier les données d’imagerie à des performances en tâches comportementales, et ainsi de définir des biomarqueurs fonctionnels qui pourront ensuite être utilisés pour évaluer de nouvelles approches thérapeutiques. La sonde ultrasonore est adaptée au rongeur.

Réduction

Chaque animal sera utilisé au cours de plusieurs séances d’imagerie. Ce suivi longitudinal permet de suivre des modifications structurales et fonctionnelle sans avoir à sacrifier les animaux à intervalles donnés pour faire la même observation. Chaque animal est son propre contrôle, ce qui permet d’augmenter la puissance statistique. Un nombre minimum de 8 animaux par groupe seront nécessaire afin de permettre une puissance statistique suffisante avec une variabilité de 5 % et obtenir un résultat fiable en procédure 1. Cette estimation est basée sur les travaux les plus récents utilisant cette technique d’imagerie ultrasonore pour sonder la connectivité cérébrale par groupe. Considérant que 20% d’échecs peuvent survenir au moment de l’injection stéréotaxique (nécrose ou démyélinisation trop faible), et 20% au moment de l’amincissement du crâne, un nombre de 12 animaux par groupe, soit un total de 24 animaux sera requis pour la procédure 1. Les procédures 2 et 3 sont conditionnées à la réussite de la procédure 1 et sont envisagées comme des expérimentations pilotes sur un petit nombre d’animaux. Ainsi, pour la procédure 2, qui vise à établir la faisabilité de l’imagerie fUS chez l’animal éveillé, 10 animaux seront nécessaires au maximum. Pour la procédure 3, qui vise à tester d’autres sites d’injections du corps calleux, 6 animaux sont envisagés par site d’injection soit 18 animaux en tout. L’ensemble du projet nécessite 52 rongeurs.

Raffinement

Les animaux seront surveillés régulièrement grâce à une grille de score et des points limites adaptés après la chirurgie : perte de poids > 15 % depuis le début de la procédure ; poils très ébouriffés, posture anormale, yeux fermés, immobilité. Les actes chirurgicaux (injection stéréotaxique, amincissement du crâne) seront réalisés sous anesthésie générale avec analgésie adaptée (buprénorphine), thermorégulation continue, et hydratation intra-péritonéale. La douleur sera réduite au maximum par l’administration répétées d’analgésiques dès l’apparition de signes. En cas de signes de détresse, la procédure serait interrompue et si nécessaire, l’euthanasie serait effectuée. Les scéances d’imagerie fUS seront réalisé avec une sonde de taille adapté aux crânes des rongueurs. Les expériences chez l’animal éveillé seront précédées par une phase d’habituation afin de minimiser le stress.

Choix des espèces

L’utilisation du rat est optimale car l’organisation neurochimique du cerveau du rat est proche de celle de l’homme. Le modèle de démyélinisation focale est très bien caractérisé et maîtrisé chez cette espèce. L'imagerie ultrasonore peut être réalisée en condition optimales grâce à une sonde de taille adaptée, et de poids adapté (20g avec le cable) permettant à l'animal éveillé de rester libre de ses mouvements. Rats adultes (6-8 semaines), Crl:CD(SD) Travail sur des animaux adultes ayant un dévéloppement cérébral achevé.

20 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils subissent une chirurgie d'implantation d'électrodes dans deux régions profondes du cerveau, puis une restriction alimentaire maintenue à 90 % de leur poids pour les motiver à une tâche de labyrinthe en T récompensée par un granulé de sucre. Le porteur décrit précisément cette tâche de conflit de réponse et indique que la chirurgie et la manipulation quotidienne génèrent stress et douleur, atténués par analgésie. Il affirme qu'aucun modèle in vitro ou in silico ne peut remplacer une tâche comportementale et que l'étude ne peut être menée chez l'humain.

Objectifs

L'objectif principal de ce projet dans le domaine des Neurosciences Cognitives est de comprendre les mécanismes neuronaux sous-tendant le contrôle de l'action dans le cadre de situations ou des actions impulsives et inappropriées peuvent prendre le pas sur le comportement volontaire d’un sujet, ce qu'on appelle dans le milieu un conflit de réponses. Ce travail repose principalement sur des méthodes électrophysiologiques et comportementales pour comprendre la manière dont les rongeurs peuvent résoudre des tâches de conflit de réponses, et comment différentes régions du striatum participent à ce processus. Le striatum étant une structure profonde du cerveau que l'on sait impliqué de manière importante dans le contrôle de l'action et la motricité.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de mieux comprendre le fonctionnement de deux structures cérébrales, le striatum dorso- médian et le striatum dorso-latéral, ainsi que les processus cognitifs sous-tendant le contrôle de l'action.

Procédures

Les animaux seront soumis à un acte chirurgicale pour implanter des électrodes d'enregistrement intracérébrales. Ils seront également soumis à une tâche comportementale sur un labyrinthe en T, dans laquelle ils apprendront à se diriger vers un des deux bras du T sur la base d'un stimulus instructeur (une lumière indiquant le chemin à suivre), afin d'obtenir une récompense alimentaire (un granulé de sucre). Au total, 20 rats participeront à cette expérience qui devrait durée environ 5 mois.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus sur les animaux découlent principalement de - la restriction alimentaire tout le long du protocole comportementale: l'évolution du poids des animaux sera maintenue à une progression mensuelle de 10% tout au long du protocole à partir d'un poids initial correspondant à 90% du poids de l'animal avant le début de la restriction (pour garantir la motivation des animaux à effectuer la tâche comportementale) - la chirurgie: les animaux subiront une chirurgie pour implanter des électrodes au sein des deux structures visées (le striatum dorso- médian et le striatum dorso-latéral) - La manipulation par l'expérimentateur et la tâche comportementale: Les animaux seront manipulés quotidiennement par l'expérimentateur; le stress que cela pourrait générer sera toutefois minimisé par une habituation longue et adaptée aux besoins de chaque animaux.

Devenir

A l'issue de la procédure, les cerveaux de tous les animaux seront prélevés pour des analyses histologiques. Ces analyses sont en effet indispensables pour confirmer le bon positionnement des électrodes d'enregistrement dans les structures ciblées. Sans cela, il est impossible de s'assurer que l'activité neuronale enregistrée provient bien des deux structures qui nous intéressent.

Remplacement

La nature même des expériences ne permet pas d'envisager de remplacement. En effet, elles reposent sur une tâche comportementale que les animaux effectuent et ne peuvent pas être réalisées à partir de modèles in vitro ou in silico. Ce projet ne peut pas non plus être réalisé chez l’humain car les résolutions spatiale et temporelle étudiées nécessite l’implantation d’électrodes dans des structures cérébrales profondes.

Réduction

Le matériel d’enregistrement électrophysiologique que nous utiliserons (microdescendeurs à haute densité) permettra de réduire considérablement le nombre d'animaux nécessaires à la réalisation de ce projet en maximisant le nombre de neurones enregistrés par animal. En effet, ce système permettant de bouger verticalement la position des éléctrodes prévient la formation d'une cicatrice gliale autour de celles-ci qui pourrait empêcher l'enregistrement de l'activiter neuronale assez rapidement après implantation si le système été fixe. On peut ainsi enregistrer plus de neurones, plus longtemps, entraînant le besoin de moins d'animaux. La méthode d’implantation que nous utiliseront (électrodes placées simultanément dans les deux structures visées chez un même rat, au lieu d'utiliser deux groupes différents, un pour chaque structure) permettra également de réduire ce nombre de 50%.

Raffinement

Avant la chirurgie les rats seront hébergés dans des conditions standards avec de la litière foisonnante et un tube en plastique ou une barrette de bois comme enrichissement. L'hébergement standard prévoie également de garder les animaux en binômes permettant ainsi un enrichissement social de leur environnement. Après la chirurgie les rats implantés seront hébergés individuellement dans des cages rehaussées de 13cm pour qu'ils puissent se redresser sans que l'implant ne gêne leurs mouvements. L'enrichissement matériel de l'environnement sera toujours présent. Durant la procédure chirurgicale, l'anesthésie générale profonde sera assurée par l'association d'un agent volatil (isoflurane) et d'un dérivé morphinique (buprénorphine). La buprénorphine agira également comme un analésique puissant pendant 6h après l'injection, couvrant donc la totalité de la durée de la chirugie et sera également associé à un anti-douleur longue durée (carprophène, 24h d'action) et un analgésique local (lidocaïne) assurant ainsi une couverture analgésique optimale pendant la chirurgie. Durant la phase post-chirurgicale, l'animal aura accés à un complément alimentaire riche en eau et en nutriments (hydrogèle) en plus de sa nourriture standard ad libitum pour faciliter sa rémission. Le suivi de l'état de l'animal dans la phase post-chirurgicale sera fait deux fois par jour durant toutes la période de rémission (7 à 10 jours) et visera à évaluer le niveau de douleur et de détresse du rat. Une prise en charge analgésique sera mise en place si nécessaire. Le dégré sera adapté à l'état de l'animal pour faire disparaître toute manifestation de douleur ou de détresse. Egalement, la procédure comportementale sera précédée d'une période d'habituation à l'expérimentateur et au matériel expérimental (labyrinthe en T) visant à faire disparaître tout stress ou détresse de quelque nature que ce soit liés à la manipulation. Cette période d'habituation pourra être de durée variable en fonction des besoins des animaux. Le niveau de stress étant évalué par l'expérimentateur à chaque manipulation. Finalement, afin de maximiser le confort des animaux durant la tâche comportementale, les tests seront fait dans la pénombre.

Choix des espèces

Le rat présente de grandes capacités à la fois d'exploration de l'espace et de contrôle de l'action. Ses performances dans des labyrinthes spatiaux (tels que le labyrinthe en T) et dans des tâches de planification et de contrôle de l'action sont excellentes. De plus, une vaste littérature existe sur ces sujets, ce qui nous permettra de comparer les résultats que nous obtiendrons en utilisant une procédure comportementale innovante avec ceux déjà existants. Egalement, nos travaux antérieurs ont été réalisés chez le rat, ce qui facilite la comparaison des résultats entre eux. Finalement, il s'agira de rats à l'age adulte (3 mois au début de l'expérience). La question scientifique posée ne porte ni sur le développement ni sur le vieillissement des processus cognitifs étudiés. Des animaux jeunes adultes qui devraient avoir des capacités cognitives inchangées tout au long de l'expérience et jusqu'à sa fin sont donc les modèles les plus appropriés.

1 200 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une arthrose leur est induite par injections de collagénase dans le genou, suivies de l'injection d'agents dits sénothérapeutiques et de deux prélèvements sanguins à la queue, avant la mise à mort pour prélever l'articulation. Le porteur indique que l'injection de collagénase peut provoquer une douleur au genou, et attend des bénéfices à long terme, aucun traitement n'existant à ce jour contre l'arthrose. Sur le remplacement, il affirme que l'étude de la sénescence cellulaire dans l'arthrose ne peut se faire que sur animaux vivants.

Objectifs

Comme évoqué précédemment, l’arthrose est la maladie la plus répandue en rhumatologie. Elle consiste en une dégradation progressive du cartilage. Aucun traitement n’est disponible. Il a été montré, dans une récente étude in vitro et in vivo, chez la souris ou sur des prélèvements de patients, que la sénescence cellulaire s’accumule dans le cartilage arthrosique. Cette découverte a permis de proposer une nouvelle approche thérapeutique de l’arthrose en ciblant les cellules sénescentes par injection d’agents dits séno-thérapeutiques. Nous proposons ainsi, dans ce projet, de : 1- établir la présence de cellules sénescentes dans un modèle d’arthrose induite à la collagénase chez les souris jeunes et âgées; 2- de valider l’effet sur la sénescence induite par l’arthrose d’agents séno-thérapeutiques (molécules, anticorps ou cellules) que nous avons identifié au cours d’études in vitro dans le laboratoire.

Bénéfices attendus

Nous attendons des bénéfices à long terme, le but étant de retarder et/ou éliminer l’accumulation des cellules sénescentes articulaires qui entrainent le développement de l’arthrose.

Procédures

Procédures chirurgicales : injection intra-articulaire (2 fois avec la collagénase et 1 fois avec la molécule sénothérapeutique), le temps d'une injection + Prélévement caudal 2 fois.

Impact sur les animaux

L’injection de la collagénase en intra-articulaire peut induire une douleur au niveau du genou.

Devenir

A la fin du projet, les souris seront sacrifiées pour permettre le prélevement de l'articulation du genou.

Remplacement

L’analyse du rôle de la senescence cellulaire et de son traitement sur un modèle d'arthrose ne peut se faire que sur animaux vivants. Il n’est donc pas possible de prévoir une méthode substitutive pour répondre à la question scientifique de ce projet.

Réduction

Le nombre d’animaux a été calculé en tenant compte des pertes éventuelles lors des protocoles et en se basant sur l'expérience acquise au laboratoire en termes d'incidence de l'arthrose chez la souris et de mise en évidence d'effet significatif sur les paramètres histologiques mesurés en fin d'expérience.

Raffinement

Toutes les mesures seront prises pour réduire la souffrance des animaux. Les injections intraarticulaires se feront sous anesthésie gazeuse pour limiter au maximum la souffrance et l'angoisse infligé aux animaux. Le milieu d’hébergement sera enrichi (carrés de cellulose, copeaux de litière) et les animaux seront surveillés quotidiennement.

Choix des espèces

Le modèle murin d'arthrose induite à la collagénase présente l’avantage de reproduire fidèlement les caractéristiques cliniques observées chez l’Homme, c'est-à-dire chez le sujet jeune après le trauma articulaire ou chez le sujet âgé par une arthrose spontanée. Les animaux seront utilisés à 2 mois pour étudier la présence de cellules sénescentes en réponse à l’arthrose induite. Chez les souris de 18 mois pour étudier la présence de cellules sénescentes en réponse à une arthrose spontanée et naturelle. Sur les 2 modèles (jeunes et âgées), on va étudier l’effet de l’élimination de ces cellules sénescentes par des injections articulaires d’agents séno-thérapeutiques

280 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des injections intrapéritonéales de tamoxifène cinq jours de suite pour supprimer le gène Pk2 dans les oligodendrocytes, puis sont anesthésiées pour une perfusion terminale du cerveau. Le porteur indique que ces injections répétées sont un facteur de stress douloureux et que la délétion peut entraîner des troubles locomoteurs, voire des crises d'épilepsie. Il relie ce travail fondamental à l'autisme et à la maladie d'Alzheimer chez l'humain, mais affirme qu'aucun modèle in vitro ni informatique ne peut reproduire ces interactions cérébrales.

Objectifs

Les objectifs de ce projet sont : (1) créer deux lignées de souris dans lesquelles nous pouvons supprimer spécifiquement le gène Pk2 dans les cellules de la lignée oligodendrocytaire. (2) étudier l'effet de la délétion de Pk2 sur les cellules de la lignée oligodendrocytaire.

Bénéfices attendus

Ce projet étudiera pour la première fois le rôle du gène de polarité Pk2 spécifiquement dans les cellules de la lignée oligodendrocytaire. Nos expériences visent à comprendre le rôle de ce gène au niveau cellulaire. Chez l'homme, la déficience de Pk2 a été liée à l'autisme et des altérations de Pk2 ont été observées dans un modèle murin de la maladie d'Alzheimer. Dans l'autisme, les circuits neuronaux qui sous-tendent certains comportements sont altérés et les oligodendrocytes jouent un rôle dans la stabilisation des circuits neuronaux et la facilitation des connexions neuronales. Notre recherche contribuera donc à évaluer si les oligodendrocytes pourraient être considérés comme une cible putative dans ces pathologies.

Procédures

Les animaux recevront une injection intrapéritonéale de tamoxifène pendant 5 jours consécutifs, après es souris resteront ensuite en vie jusqu'à la fin de la période expérimentale. Pour chaque injection, l’animal sera manipulé par l’expérimentateur entre trente secondes et une minute. L'injection aura lieu pendant ce temps et durera environ 10 à 15 secondes. À la fin de l'expérience, les animaux recevront une injection intrapéritonéale pour induire une anesthésie profonde afin de réaliser une perfusion transcardiaque sous anesthésie. Dans la mesure du possible, les animaux seront anesthésiés par inhalation d'isoflurane à 3 % avant l'injection pour l'anesthésie terminale afin de réduire davantage le stress. L'induction à l'isoflurane prendra environ 3 minutes et l'injection en intrapéritonéal de l’anesthésique prendra 10 secondes. Une anesthésie profonde est obtenue dans les 5 à 10 minutes en fonction de l'induction préalable à l'isoflurane.

Impact sur les animaux

La procédure expérimentale inflige aux animaux des injections intrapéritonéales pendant 5 jours consécutifs. Il s'agit d'un facteur de stress récurrent et d'une procédure qui peut être douloureuse pour les souris. La délétion de Pk2 dans les cellules de la lignée oligodendrocytaire pourrait avoir un effet négatif sur les souris en entraînant des modifications de l'activité locomotrice et, potentiellement, le knockout pourrait conduire avec une faible probabilité à des crises d'épilepsie.

Devenir

Les souris recevront une injection intrapéritonéale de tamoxifène pour induire une invalidation génique conditionnelle. Les souris resteront ensuite en vie jusqu'à la fin de la période expérimentale. La durée maximale de la période expérimentale est définie comme étant de 8 semaines après la dernière injection (âge maximal de 100 jours ou 14 semaines). Cette période est nécessaire pour s'assurer que la délétion génétique est effective. Après un maximum de 8 semaines, nous serons en mesure d'étudier l'effet cellulaire de l’invalidation génique conditionnelle. À la fin de l'expérience, toutes les souris seront profondément anesthésiées et le cerveau sera préservé par perfusion intracardiaque de fixateur. Une analyse histologique ultérieure sera effectuée au niveau cellulaire. Cette procédure sera effectuée pour tous les animaux afin d'effectuer une analyse biologique et statistique des différentes étapes d'analyse prévues.

Remplacement

Le projet a pour but d'étudier la trajectoire développementale et de signalisation cellulaire de la lignée oligodendrocytaire dans le cerveau murin. La suppression des gènes induite par l'injection de tamoxifène est déterminée par l'âge de développement de l'animal et le stade cellulaire. Cette chronologie complexe ne peut être reproduite in vitro car les voies de signalisation putatives nécessitent des interactions intactes entre les différentes cellules du cerveau. Il n'existe aucun modèle informatique ou "in vitro" capable d'imiter ces processus biologiques tout en respectant la physiologie ; l'utilisation d'animaux est donc nécessaire pour étudier ce mécanisme biologique fondamental.

Réduction

Notre approche expérimentale nous permettra d'aborder les questions expérimentales avec les meilleures expériences possibles. Le nombre d'animaux sera réduit au minimum, tout en permettant des tests statistiques robustes et des expériences contrôle suffisantes. La production de souris sera optimisée en mettant en place un programme d'élevage qui correspond étroitement à la demande et qui est mis à jour tous les 3 mois. Nous élèverons le nombre minimum d'animaux nécessaires pour réaliser les expériences.

Raffinement

L'approche expérimentale est affinée par l'utilisation d'une délétion génétique conditionnelle qui minimise les effets indésirables sur les organes et les cellules non concernés. Ainsi, la délétion du gène Pk2 dans l'oligodendrocyte ne se produit qu'après l'injection d'un modulateur (tamoxifène). Cette injection est effectuée à des moments expérimentaux précis au cours du développement de la souris. Nous mettrons en œuvre les meilleures pratiques pour garantir le bien-être des animaux en ajoutant un enrichissement aux cages, en traitant si nécessaire les douleurs survenues, en limitant tout risque d'infection et en limitant la souffrance des animaux lorsque les objectifs expérimentaux sont atteints.

Choix des espèces

Le modèle utilisé dans ce projet est la souris. Par définition, pour nos études intégrées évaluant l’impact d’une mutation d’un gène sur le cerveau et les troubles du comportement, l'utilisation de techniques in vitro ou d'organismes d'une plus faible sensibilité neurophysiologique (invertébrés par exemple) n'est pas appropriée pour les questions auxquelles nous cherchons à répondre. En outre, la création de modèles animaux est très importante. Par conséquent, nous pensons qu'il n'existe pas de remplacement disponible qui permettrait d'atteindre les objectifs scientifiques du travail proposé. Pour le maintien de l'élevage, nous utiliserons des souris adultes de 8 semaines ou plus. L’invalidation génique chez les souris expérimentales sera induit à différents moments. Pour supprimer le gène Pk2 dans les cellules précurseurs des oligodendrocytes, des injections de tamoxifène auront lieu entre les jours postnatals 2 et 7 et entre les jours postnatals 28 et 40. Pour le ciblage des oligodendrocytes, les injections de tamoxifène auront lieu entre les jours postnatals 11 et 21 et 28 et 40. Toutes les analyses seront effectuées lorsque les souris seront âgées de 3 semaines à 14,5 semaines. L'analyse à ces différents moments est nécessaire d'un point de vue scientifique car nous analyserons le rôle de la Pk2 dans le développement des cellules de la lignée oligodendrocytaire et dans le maintien des oligodendrocytes chez l'animal adulte.

361 rongeurs, 280 souris et 81 rats, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Porteurs du défaut génétique de la maladie de stockage du glycogène de type III, ils reçoivent une injection unique d'un vecteur de thérapie génique à doses croissantes, quatre anesthésies générales, des prélèvements sanguins répétés et des tests de force musculaire, avant une mise à mort pour prélever les organes. L'objectif est de déterminer la dose efficace de cette thérapie génique en développement non clinique, en vue d'une future application chez l'humain. Le porteur affirme que le ciblage simultané de trois tissus n'est pas réalisable in vitro et que les deux espèces sont nécessaires, seul le rat reproduisant l'atteinte cardiaque.

Objectifs

La maladie de stockage du glycogène de type III (ou GSD III pour glycogen storage disease III) est une maladie génétique héréditaire rare causée par des mutations dans le gène AGL (pour amyloglucosidase glucanotransférase) qui fabrique l’enzyme débranchante du glycogène nommée GDE. Cette enzyme joue un rôle essentiel dans la transformation du glycogène, molécule de stockage composée de successions de glucose, en unité élémentaire de glucose dans les muscles et le foie. Dans la pathologie, le glycogène non décomposé s’accumule dans les muscles squelettiques et cardiaque et dans le foie, altérant leurs fonctions. L'apparition de la maladie commence dès la petite enfance et comprend l'hypoglycémie, l'hyperlipidémie (excès de graisses dans le sang) et l’élévation des taux sanguins d'enzymes hépatiques causée par la mort des cellules du foie. Au niveau du foie, les symptômes tardifs peuvent inclure une hépatomégalie (foie anormalement gros), reflétant une affection chronique (cirrhose) et, parfois, des tumeurs hépatiques non cancéreuses. Des maladies du cœur peuvent apparaitre. Les fonctions immunitaires sont altérées. Certaines personnes sont de petite taille. Aucun traitement curatif n'existe à ce jour. Notre étude vise à définir la dose efficace d’un traitement de thérapie génique ayant pour but de réintroduire un gène fonctionnel fabriquant la GDE dans les cellules hépatiques et musculaires. Un vecteur recombinant dérivé d’un virus portant le gène AGL fonctionnel sera injecté à doses croissantes dans des modèles de souris et de rats porteurs du défaut du gène agl et l'effet de la thérapie génique sera évalué au cours du temps au niveau des fonctions musculaires, cardiaques et hépatiques.

Bénéfices attendus

A court terme, les effets bénéfiques du traitement chez les souris et les rats porteurs du défaut du gène agl devraient permettre de stabiliser ou de diminuer l'accumulation de glycogène au niveau du foie et des muscles squelettiques et cardiaques, ce qui devrait entrainer une régénération des tissus, une amélioration de la masse et de la force musculaire et une amélioration de la fonction cardiaque. Ce projet de développement non clinique devrait permettre de déterminer la dose minimale efficace du traitement sur tous les organes cibles afin d'envisager, dans un second temps, une application clinique pour le traitement de la GSDIII par thérapie génique.

Procédures

Les souris et les rats recevront tous une injection intraveineuse unique de vecteur thérapeutique en début de protocole : chaque injection ne prendra pas plus de 2 minutes. Pour réaliser l’ensemble des tests et prélèvements, les souris et les rats recevront 4 anesthésies générales par voie intrapéritonéale. Chaque injection ne prendra pas plus de 2 minutes. Les souris subiront 3 mesures de test fonctionnels de suspension et de test d'agrippement et trois mesures de l'activité électrique musculaire espacées chacune de 2 mois. Chaque mesure ne prendra pas plus de 20 minutes. Les souris subiront 4 prélèvements de sang espacés de 2 mois, dont un prélèvement terminal avant l'euthanasie. Chaque mesure ne prendra pas plus de 10 minutes. Les souris subiront une mesure de force musculaire juste avant l'euthanasie. Chaque mesure ne prendra pas plus de 30 minutes. Les souris seront euthanasiées après la mesure de force musculaire et les organes prélevés pour analyses histologiques. Les rats subiront 3 mesures d’électrocardiogramme et d’échocardiogramme. Chaque mesure ne prendra pas plus de 30 minutes. Les rats subiront 4 prélèvements de sang espacés de 2 mois, dont un prélèvement terminal avant l'euthanasie. Chaque mesure ne prendra pas plus de 10 minutes. Les rats subiront une mesure de force musculaire juste avant l'euthanasie. Chaque mesure ne prendra pas plus de 30 minutes. Les rats seront euthanasiés après la mesure de force musculaire et les organes prélevés pour analyses histologiques.

Impact sur les animaux

Les animaux seront soumis à des périodes de jeûne contrôlé de 4 heures avant les prélèvements sanguins, ce qui pourraient entrainer une sensation de faim, de stress et une hypoglycémie. Ils seront maintenus en contention manuelle ou dans une boite à contention pour les injections intraveineuses, ce qui pourrait entrainer un stress. Certains actes d’évaluation fonctionnelle seront réalisés sous anesthésie gazeuse, ce qui pourrait entrainer une confusion de l’animal au réveil en cas de surdosage. Des douleurs locales pourraient être ressenties au moment du prélèvement d’un petit morceau de queue ou d’oreille (acte réalisé pour l’identification des animaux), au moment des injections intraveineuses du produit thérapeutique, des injections intra-péritonéales d’anesthésique, des injections sous-cutanées d’analgésique, ainsi qu’un moment des prélèvements de sang par voie sous-mandibulaire. Des lésions locales de type inflammatoire accompagnées de douleurs localisées pourraient être causées par la pose d’électrodes transcutanés au moment de la mesure de l’activité électrique du muscle ou lors de certains tests de mesure de la fonction musculaire réalisés sur animal éveillé, notamment si un animal présente des blessures aux griffes ou aux pattes au moment du test. Toutes les nuisances possibles sont localisées et réversibles, ce qui constitue pour l’animal un niveau global de contrainte modérée.

Devenir

P1 et P2: Euthanasie. P3: toutes les souris hétérozygotes seront euthanasiées, toutes les souris homozygotes seront utilisées dans la procédure 1, une partie des souris wild-type sera utilisée dans la procédure 1 (14 souris) et le reste des souris wild-type sera euthanasié (56 souris).

Remplacement

Le projet consiste à mesurer l'effet thérapeutique du transfert génétique du gène agl au niveau du foie, du cœur et des différents muscles squelettiques: ce test n'est pas réalisable dans les modèles cellulaires car il est impossible de cibler trois tissus simultanément in vitro et d’étudier la biodistribution relative de notre molécule thérapeutique entre les différents organes cibles. L'utilisation d’animaux ne peut donc pas être remplacée dans notre projet.

Réduction

Afin de respecter le principe de réduction du nombre de souris, nos prévisions d'effectifs sont basées sur des calculs de statistiques prédictives visant à observer une amélioration de la fonction musculaire dans les 2 modèles murins utilisés (souris et rats). Ces calculs permettent de prévoir un effectif de 7 souris et de 8 rats par groupe et par sexe, les deux sexes devant être inclus dans les études de recherche de dose thérapeutique afin de prendre en compte une éventuelle variabilité des effets liée au sexe (soit 14 et 16 individus par groupe pour les souris et les rats, respectivement). Pour les études réalisées sur les souris, 4 doses seront testées en parallèles d’un témoin non traité et d’un groupe de référence d’animaux en bonne santé, et 3 doses seront utilisées pour les études réalisées sur les rats avec les mêmes groupes témoins, soit un total de 84 souris et de 80 rats pour l’ensemble de l’étude.

Raffinement

Les souris et les rats étant des animaux sociaux, aucun animal ne sera isolé dans une cage, sauf si des traitements spécifiques s'avéraient nécessaires. Les animaux recevront une injection unique du traitement par veine caudale, et subiront 3 prélèvements de sang au cours des 4 mois du protocole (un avant le traitement et un tous les deux mois). Ces prélèvements seront réalisés au niveau d'une veine du museau sur animaux vigiles maintenus en contention (souris) ou sous anesthésie gazeuse (rats). Les animaux subiront également un prélèvement de sang d’un volume plus important au moment de l’euthanasie, par prélèvement au niveau du sinus rétro-orbital, sous anesthésie générale. Au cours du protocole, tous les animaux seront soumis à différents tests fonctionnels permettant de mesurer l’effet du traitement au niveau des muscles squelettiques (souris et rat) et du cœur (rats seulement). Les tests douloureux seront réalisés soit sous anesthésie gazeuse, soit sous anesthésie générale et un antalgique fort sera administré par voie sous cutanée avant de le réaliser. Le même antalgique sera également administré pendant les 48 heures qui suivront la fin de certains tests. Tous les tests fonctionnels seront effectués dans une salle dédiée isolée du lieu d'hébergement, dans un environnement calme. Les animaux seront également pesés deux fois par semaine pendant tout le protocole afin de détecter le moindre signe de souffrance.

Choix des espèces

Les rongeurs sont les modèles les plus couramment utilisés par la communauté scientifique du domaine pour estimer l'efficacité d'approches thérapeutiques sur les pathologies génétiques. Le modèle de souris de la GSDIII permet une évaluation fonctionnelle très complète de différents groupes musculaires, mais ne reproduit pas l’atteinte cardiaque des individus affectés par la GSDIII. Le rat est le seul modèle reproduisant cet aspect de la pathologie. L'utilisation des deux modèles de GSDIII permettra de valider l’effet du traitement sur l’ensemble des organes affectés par la pathologie. Les souris et les rats seront de jeunes adultes âgés de 4 mois au moment du traitement et de 8 mois à la fin du protocole. La caractérisation préalable des deux modèles a permis de déterminer que la pathologie sera déjà présente au moment du traitement, ce qui permettra de tester l’effet de réversion de la pathologie, et non pas sa simple prévention. Ce choix permet de se rapprocher au plus juste de la pathologie humaine, qui sera traitée majoritairement après l’apparition des symptômes.

256 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des lignées génétiquement modifiées privées de gènes clés du métabolisme sont créées, puis soumises à des prélèvements sanguins répétés, à des tests de tolérance au glucose après jeûne et à une diète cétogène presque totalement dépourvue de sucres, avant une mise à mort pour prélever les organes. L'objectif est de mesurer les contributions respectives du foie et du rein dans la production des corps cétoniques, avec une visée translationnelle vers l'usage humain de la diète cétogène. Le porteur affirme que l'étude des délétions géniques tissu-spécifiques n'est faisable que sur des souris.

Objectifs

Le projet a pour objectif de déterminer les contributions relatives foie et des reins dans la production des corps cétoniques lors d’une administration d’une diète cétogène. Pour pouvoir déterminer les contributions des deux organes à la foi dans l’anabolisme (synthèse) des corps cétoniques (par les deux organes) et dans le catabolisme (utilisation) par le foie, les enzymes clé pour la synthèse (HMGCS2) et l’utilisation (OXCT1) des corps cétoniques seront deletée dans le foie ou les reins (OXCT1) et dans le rein (SCOT1) pour générer de lignées knock out tissues spécifiques. La génération des lignées de souris constitue le premier objectif du projet. Le deuxième objectif est d’étudies le métabolisme de ces lignées de souries pendant une diète contrôle, enrichie en gras et sucres et cétogène.

Bénéfices attendus

Le projet présenté vise à améliorer les connaissances scientifiques sur le métabolisme des corps cétoniques. Dans les humaines, la diète cétogène est utilisé dans des conditions cliniques particulières come approche nutritionnel reconnu (épilepsie) ou dans des études exploratoires (certains types de cancer, ou comme diète avant une chirurgie bariatrique). Notre projet pourra apporter des nouveaux acquis scientifiques utiles dans ce contexte translationnelle vers l’utilisation de la diète cétogène dans l’homme.

Procédures

L'intervention principale sur les animaux consistera dans des prélèvements sanguins et prélèvement de queue pour génotypage. La prise de la glycémie chaque deux semaines (7 fois pendant le protocole nutritionnel) sera faite à l'état vigil après 6 heures de jeûne. Une ponction de la veine caudale (4-5 microlitres de sang) permettra de mesurer la glycémie au glucomètre. La tolérance au glucose sera évalué à 8 et 16 semaines (2 fois pendant le protocole nutritionnel) à l'état vigil après 6 heures de jeûne, suite à une injection intra-péritonéale de glucose 2mg/g du poids de la souris. Pour cela, des ponctions de la veine caudale (4-5 microlitres de sang) seront effectués à l'extrémité de la queue aux temps 15, 30, 45, 60, 90 et 120 minutes, afin de suivre la courbe de la glycémie et de l'insulinémie. L'incision de la queue sera réalisée au temps t0, puis les prélèvements suivants seront effectués par simple grattage du caillot sanguin. Lors des prélèvements d'un fragment minime de queue pour le génotypage l’utilisation d’une crème anesthésiante à la lidocaïne sera envisagée afin de minimiser toute douleur et/ou souffrance associée au prélèvement.

Impact sur les animaux

Par rapport aux données de la littérature sur les souris sauvages (wild-type), les protocoles d’alimentation cétogène présentés dans ce projet ne devraient pas être susceptibles de générer des effets indésirables. Néanmoins, si l’administration de la diète cétogène (presque totalement dépourvue en sucres) devrait générer de la souffrance (inappétence, perte de poids, troubles comportementales), notamment dans les lignées transgéniques, le protocole sera terminé et les souris retournées à la diète standard avant mise à mort. La génération de souris transgéniques pourrait aussi engendrer un phénotype dommageable. Celui-ci pourrait consister dans des effets sur les paramètres métaboliques qui pourraient être manifestes à la naissance tels que hypo or hyperglycémie ou cétoacidose. Pour déceler ces événements, si les nouveaux nés montreront des signes de souffrance, la glycémie et cétonemie seront mesurées avec le kit Nova pro glu/ket qui mesure la glycémie et cétonemie de façon simultanée. Si avérées, ces évènements mèneront à l’arrêt de la génération de la ligne transgénique.

Devenir

Les protocoles se termineront avec une prise de sang retroorbitale (après anesthesie), et mise a mort par dislocation cervicale pour pouvor recuperer differents organes et tissues. La necessité de faire les analyses biochimiques justifie la mise à mort et recuperation de ces tissus et organes.

Remplacement

L’utilisation d’animaux est essentielle pour la réalisation du projet car il requiert l’analyse des effets des diètes au niveau de l’organisme et, d’un point de vue mécanistique, l’étude des Knock-outs tissue-spécifiques pour les gènes Oxct-1 et HMGCS2 ne peut être faisable que sur des souris.

Réduction

Notre stratégie de réduction, tout en restant dans de limites imposée par la nécessité d’obtenir une puissance statistique satisfaisant, nous permet d’avancer une demande d’utilisation de 256 souris au maximal.

Raffinement

Dans ce projet nous essayerons de raffiner et optimiser les procédures expérimentation pour réduire au maximum l’inconfort et les stress subie par les animaux. En plus, les protocoles ont été prévus de façon d’obtenir le plus d’informations possible de chaque animal en imposant, en même temps, le "moindre coût" en terme de mal être des animaux. Le raffinement dans le protocole expérimentale s’applique tout au long de la vie des animaux, et en particulier pendant la durée des protocoles nutritionnels. Pour satisfaire les conditions de raffinement, nous planifierons les protocoles de façon à éviter des perturbations susceptibles de procurer le stress de l’animal. De plus, les recours à l’anesthésie/analgésie est prévu pour les prises de sang et nous utiliserons des procédures d’euthanasie appropriées (dislocation cervicale) et sous anesthésie. Ces procédures de raffinements nous permettront aussi de générer des résultats de meilleure qualité et d’exploiter au mieux les résultats obtenus lors de l’expérimentation.

Choix des espèces

Comme notre projet est à l’interface entre le métabolisme et la signalisation cellulaire, le recours au model murin nous permettra i) dans les études nutritionnelles sur les souris wild-type d’obtenir des données nouvelles et originales dans le contexte de la grande quantité de littérature décrivant les effets d’une diète obésogène sur les souris et ii) en ce que concerne les études mécanistiques en utilisant les modèles KO, tissue-spécifiques, d'éclaircir les métabolisme des corps cétoniques et des effets bénéfiques potentielles de la diète cétogène. L’intervention nutritionnelle (diète contrôle, hypercalorique, cétogène) débutera chez des souris âgées de 5 semaines et se poursuivra pendant 16 semaines consécutives. Il est important que le protocole nutritionnel débute peu de temps après le sevrage pour maximiser les effets métaboliques. La présence de troubles métaboliques (hyperglycémie, intolérance au glucose …) chez la souris sous diète hypercalorique/hyperglycémique après 8 semaines de régime est connue, permettant de valider les potentiels effets bénéfiques d'une diète cétogène administée après les 8 semaines de diète hypercalorique/hyperglycémique. A la fin du protocole, les souris seront âgées de 21 semaines.

3 000 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des rats spontanément hypertendus servent de modèle du trouble de l'attention avec hyperactivité, testés jeunes entre trois et six semaines pour se rapprocher de l'enfant, placés seuls dans une enceinte pendant 150 minutes après administration d'un composé, puis tués pour prélever sang et cerveau. L'effectif est important et les procédures sont décrites brièvement. Le porteur affirme qu'aucune méthode alternative n'existe pour évaluer le TDAH et que le recours à l'animal de laboratoire est "nécessaire".

Objectifs

Le trouble d'hyperactivité avec déficit de l'attention (TDAH) est un trouble complexe du développement cérébral caractérisé par l'hyperactivité/l'impulsivité et l'inattention. Cette affection touche principalement les enfants et les adolescents, mais elle peut également perdurer à l'âge adulte. Les rats SHR sont des rats spontanément hypertendus présentant une hyperactivité locomotrice et qui sont considérés comme un modèle animal validé du TDAH. Les rats WIstar Kyoto (WKY) servent de souche témoin. L’objectif de la présente étude est d’examiner l’effet d’un composé sur l’hyperactivité des rats SHR dans un test d’activité locomotrice spontanée. Ce modèle animal est un outil précieux pour étudier les mécanismes moléculaires, cellulaires et comportementaux ainsi que le développement neuronal mis en jeu dans le TDAH.

Bénéfices attendus

A ce jour, il n’existe aucun traitement curatif, seul des médicaments modulant les transmissions aminergiques tels ques les psychostimulants (ex :Méthylphénidate) et non psychostimulants (ex : Atomoxétine) sont utilisés actuellement comme pharmacothérapies. Ces médicaments augmentent les transmissions dopaminergiques et noradrénergiques; ces systèmes de neurotransmission sont les cibles privilégiées dans la recherche de nouveaux traitements. De nombreuses recherches sur ce trouble, utilisant des approches génétiques, pharmacologiques et de neuro-imagerie, ont été réalisées. Plusieurs modèles animaux de TDAH tels que : le rat spontanément hypertendu (SHR) ou les souris knock-out DAT, ont également été utilisés. Ces modèles animaux sont donc des outils précieux pour étudier les mécanismes moléculaires, cellulaires et comportementaux du TDAH.

Procédures

La collecte de sang et le prélèvement de cerveau sont des demandes fréquentes dans les études de recherche préclinique. Ils permettent de réaliser des mesures de paramètres biochimiques. Les différents prélèvements (sang + cerveau) sont effectués à la fin du test comportemental ; juste avant la mise à mort de l’animal.

Impact sur les animaux

1) L’un des modèles animaux du TDAH les plus utilisés est le rat spontanément hypertendus (SHR) et la souche témoin du rat SHR, le rat Normotendu Wistar Kyoto (WKY). Le rat SHR montre des niveaux élevés d’hyperactivité et d’impulsivité ; ces traits sont présents avant que le rat SHR ne développe une hypertension à l’âge adulte, c’est-à-dire vers l’âge de 7- 8 semaines. Dans ce projet, l’âge des animaux est compris entre 3 à 6 semaines au moment du test ; étant donné que le TDAH affecte principalement les enfants/adolescents, il est plus pertinent d’étudier les psychostimulants/molécules candidats sur des animaux juvéniles. Par conséquent, les animaux de ce projet n’ont pas encore développé l’hypertension spontanée. 2) Le test consiste à placer les animaux individuellement dans une enceinte et à les laisser se déplacer librement pendant une période de 150 minutes comprenant une première période d’habituation de 30 minutes et une deuxième période de test de 120 minutes. 3) Les administrations sont réalisées une seule fois avant le test à un intervalle de 2 semaines. Le mode et le nombre d’administrations des solutions sont déterminés en fonction des caractéristiques pharmacologiques des produits. La voie orale (gavage) est généralement privilégiée pour administrer le ou les produits étudiés parce que c’est celle qui sera prescrite chez l’homme. Le cas échéant (produit destiné à être administré par d’autres voies chez l’homme, ou biodisponibilité nécessitant un autre mode d’administration) les voies intrapéritonéales, sous cutanée ou intraveineuse peuvent être choisies L’administration de nouveaux candidats médicaments peut entraîner certains effets indésirables tels que les crampes abdominales ou la sédation qui peuvent apparaître après administration. Ainsi pour vérifier une éventuelle toxicité et en limiter les risques, les animaux sont suivis après injection. L’état général des animaux est évalué selon notre grille de surveillance pour détecter des signes éventuels de douleurs. De ce fait, si un animal atteint, à un moment donné de l'expérience, un de ces points limites définis, il sera immédiatement mis à mort.

Devenir

Pour des mesures de paramètres biochimiques, les animaux seront soumis à la fin de l’étude à un prélèvement sanguin et de cerveau.

Remplacement

A ce jour, il n’existe pas de méthodes alternatives pour évaluer TDAH. Le recours à l’animal de laboratoire s’avère donc nécessaire.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés pour chaque étude est fonction du nombre de groupes et du nombre d’animaux par groupe nécessaire pour l’obtention de résultats statistiquement exploitables. Il correspond généralement à ce qui est classiquement utilisé en expérimentation animale. Les données sont présentées en moyenne ± SEM. La différence entre les groupes est évaluée à l'aide de tests paramétriques : t de Student et de l'analyse de la variance (ANOVA). Une valeur de p < 0,05 est considérée comme statistiquement significative. NB : Les tests paramétriques sont utilisés en première intention car présentant une puissance statistique supérieure aux tests non paramétriques c’est-à-dire permettant la mise en évidence d’une différence avec des effectifs plus faibles. Ces analyses statistiques ont montré qu’un nombre de 10 animaux par groupe est nécessaire pour l’obtention de résultats fiables et reproductibles.

Raffinement

►1) Les animaux sont hébergés selon les normes d’hébergement (annexe II de l’arrêté relatif à l’agrément des EU). Les rats seront hébergés collectivement. Les cages comporteront une litière de sciure, des matériaux de nidification adéquats, ainsi que des blocs à ronger... ► 2) Les animaux seront pesés et leur état général évalué quotidiennement selon notre grille de surveillance pour détecter des signes éventuels de douleurs. De ce fait, si un animal atteint à un moment donné de l'expérience, un de ces points limites définis, il sera immédiatement mis à mort.

Choix des espèces

Les animaux utilisés dans ce projet sont : les rats spontanément hypertendus (SHR) et la souche témoin du rat SHR, le rat Normotendu Wistar Kyoto (WKY). Les rats SHR présentent des déficits d'attention soutenue, d'impulsivité motrice et d'hyperactivité dans un nouvel environnement. De plus, ils présentent une signalisation DA réduite et une expression accrue du transporteur DA (DAT), similaire aux patients atteints de TDAH. De même, le méthylphénidate (MPH) corrige les déficiences attentionnelles et motrices chez les rats SHR, apportant un soutien supplémentaire aux rats SHR en tant que modèle de TDAH humain. 3-6 semaines au moment du test. Etant donné que le TDAH affecte principalement les enfants/adolescents, il est pertinent d’étudier les psychostimulants/molécules candidats sur des animaux juvéniles.

3 912 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une dystonie cervicale, l'équivalent d'un torticolis spasmodique, leur est provoquée par micro-injection intracérébrale de DTG dans le noyau rouge après pose d'un guide-canule sous chirurgie stéréotaxique, puis des molécules d'un donneur d'ordre sont testées avant une perfusion au paraformaldéhyde. L'effectif est important pour une étude comportementale, et le projet relève d'une prestation pour un client industriel. Le porteur affirme qu'aucun modèle alternatif de dystonie cervicale n'existe et que la démonstration se fait sur un "organisme vivant entier".

Objectifs

La dystonie cervicale, également appelée torticolis spasmodique, est un trouble du mouvement neurologique caractérisé par des contractions musculaires continues ou intermittentes qui provoquent des mouvements répétitifs anormaux, souvent douloureux, du cou et de la tête. Les mouvements peuvent entraîner une torsion de la tête et du cou (torticolis) ou une traction vers l'avant (antécollis), vers l'arrière (rétrocollis) ou latéralement (latérocollis). Certains peuvent avoir une combinaison de ces mouvements. En outre, les symptômes peuvent varier dans le temps et selon les individus. Les symptômes commencent généralement progressivement. Ils peuvent s'aggraver et atteindre un plateau. Le stress ou l'excitation peuvent aggraver les symptômes. De plus, certaines positions physiques peuvent activer les symptômes. Des études comportementales et biochimiques ont montré que les récepteurs σ sont impliqués dans la régulation du mouvement et de la posture. Ces récepteurs σ sont concentrés dans des structures cérébrales, telles que le noyau rouge et la substantia nigra. L’objectif de cette étude est de mettre en œuvre le modèle de dystonie cervicale chez le rat et par la suite de tester les molécules du donneur d’ordre pour étudier leur potentiel effet sur les récepteurs σ : soit en induisant, par eux-mêmes, des dystonies cervicales (effet agoniste sur les récepteurs σ2) soit en inhibant les dystonies cervicales induites par l’administration de DTG, un agoniste σ2, (effet antagoniste sur les récepteurs σ2).

Bénéfices attendus

La dystonie cervicale, également appelée torticolis spasmodique, est un trouble du mouvement neurologique caractérisé par des contractions musculaires continues ou intermittentes qui provoquent des mouvements répétitifs anormaux, du cou et de la tête. Les mouvements peuvent entraîner une torsion de la tête et du cou (torticolis) ou une traction vers l'avant (antécollis), vers l'arrière (rétrocollis) ou latéralement (latérocollis). Certains peuvent avoir une combinaison de ces mouvements. En outre, les symptômes peuvent varier dans le temps et selon les individus. Les symptômes commencent généralement progressivement. Ils peuvent s'aggraver et atteindre un plateau. Le stress ou l'excitation peuvent aggraver les symptômes. De plus, certaines positions physiques peuvent activer les symptômes. Ce modèle est utile pour tester le potentiel agoniste ou antagoniste des récepteurs σ2 de molécules induisant des dystonies cervicales.

Procédures

Le but de cette étude est de mettre en œuvre le modèle de dystonie cervicale chez le rat et ainsi permettre le développement de différentes molécules. Une micro-injection intracérébrale dans le noyau rouge de 1,3-di- (2-tolyl) guanidine (DTG), qui est un agoniste des récepteurs σ 1 et σ 2, est réalisée pour induire une dystonie du cou chez le rat. A la fin de l’étude, pour vérifier le site d’injection, les animaux sont perfusés au paraformaldehyde (PFA) et des coupes histologiques sont réalisées par la suite.

Impact sur les animaux

•1- Chirurgie -Les rats sont anesthésiés avec de l’isoflurane et placés dans un appareil stéréotaxique. Un guide canule (tubes en acier inoxydable de calibre 24) est implantée verticalement à 1.00 mm au-dessus du noyau rouge •2- Administration -Les administrations sont réalisées une seule fois avant le test. Lors de l’administration d’un nouvel agent thérapeutique, différents effets indésirables peuvent être observés : inconfort dû à l’injection, des effets secondaires dus aux produits (comme la sédation par exemple)

Devenir

Pour vérifier le site d’injection au niveau du cerveau, les animaux seront perfusés au paraformaldehyde (PFA) à la fin de l’étude.

Remplacement

L’étude du comportement animal est une étape essentielle dans le développement des médicaments actifs sur le système nerveux. L’effet de molécules sur le comportement est la conséquence de leur action au niveau de l’ensemble de l’organisme et en particulier sur le système nerveux. La mise en évidence de ces effets est réalisée sur un organisme vivant entier. Pour être valide, un modèle alternatif devrait prendre en compte l’ensemble des phénomènes pharmacologiques, biochimiques et physiologiques qui ont lieu chez l’animal. A ce jour, aucun test in vitro ou modèle informatique ne permet de rendre compte de l’ensemble de ces phénomènes et en particulier ceux qui conditionnent le comportement. Les tests utilisés pour les études comportementales ne peuvent pas donc être remplacés par des méthodes alternatives. Pour le présent projet : il n’existe aucun modèle de dystonie cervicale alternatif à l’animal.

Réduction

Le nombre total d’animaux utilisés pour une étude est fonction du nombre de groupes et du nombre d’animaux par groupe nécessaire pour l’obtention de résultats statistiquement interprétables. • Justification du nombre de groupes: 1) Le groupe témoin est nécessaire à chaque expérience 2) Le groupe DTG est nécessaire pour valider l’expérience et pour comparer l’efficacité du produit testé 3) Il est généralement nécessaire de tester le produit à trois doses pour mesurer la relation dose-effet mais un nombre de doses inférieur ou supérieur peut être justifié en fonction de l’état de connaissance du produit. L’effet attendu du produit testé est une diminution de déviation de torsion de la tête par rapport au plan horizontal. Le DTG est administré en intracérébrale. Selon les études, le produit testé et son placebo sont administrés en intracérébrale ou par voies orale (gavage), intrapéritonéale, sous-cutané, intraveineuse ou intranasale. • Justification du nombre d’animaux par groupe. Compte tenu de la variabilité interindividuelle des variables mesurées dans ce test, ce nombre a été fixé à 12 animaux par groupe. L’utilisation d’un nombre inférieur d’animaux a une probabilité importante d’entraîner la non-validité de l’étude, conduisant à la refaire, et par conséquent à utiliser un nombre d’animaux plus élevé. Les données sont présentées en moyenne et d’erreurs standard de la moyenne (SEM). La différence entre les groupes est évaluée à l'aide de tests paramétriques : t de Student et de l'analyse de la variance (ANOVA). Une valeur de p ≤ 0,05 est considérée comme statistiquement significative. NB : Les tests paramétriques sont utilisés en première intention car présentant une puissance statistique supérieure aux tests non paramétriques c’est-à-dire permettant la mise en évidence d’une différence avec des effectifs plus faibles.

Raffinement

Nous portons une attention particulière au raffinement des conditions d’hébergement (enrichissement du milieu, soin aux animaux) et d’expérimentation (méthode de manipulation, durée du test), afin d’assurer à nos animaux des conditions de vie les meilleures possibles. Les animaux reçoivent trente minutes, avant l’acte chirurgical, une administration en sous-cutanée d’un analgésique (Opiacés ou AINS). Après la chirurgie, les animaux reçoivent 1 ml de solution de lactate Ringer en sous-cutanée et ils sont placés individuellement. Une coupelle contenant du « Gel Diet Energy » (Safe) mélangé à de la nourriture mouillée est déposée sur le sol de la cage pour stimuler l’appétit et la mobilité gastro-intestinale de l’animal. 24h post-opératoire, les animaux reçoivent une administration en sous-cutanée ou voie orale (per os) d’analgésique (Opiacés ou AINS). Ils sont pesés et leur état général est évalué selon notre grille de surveillance pour détecter tous signes éventuels de douleurs. De ce fait, si un animal atteint à un moment donné de l'expérience, un de ces points limites définis, il sera immédiatement mis à mort.

Choix des espèces

Les rongeurs sont des modèles simples à élever et leur reproduction est relativement bien contrôlée. Dans le cas de ce projet, la proximité clinique entre le modèle animal et la maladie humaine fait de celui-ci le modèle le plus fiable pour étudier l’effet des traitements sur cette maladie dans toute sa complexité. La lignée de rat utilisée est : Wistar 7 semaines au moment de la chirurgie. Les molécules développées sont destinées à des patients adultes.