Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Multisystémique
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système cardiaque
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
- Système respiratoire
- Système urogénital
Synchronisation de la gamétogenèse pour études en biologie de la reproduction
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système urogénital
Mises à mort une à cinq jours après une stimulation hormonale pour prélever leurs ovules et leurs embryons, ou tuées pour récupérer testicules et spermatozoïdes, 3 420 souris vont être utilisées dans des procédures classées légères. Les femelles adultes reçoivent deux injections d'hormones à 48 heures d'intervalle, les souriceaux mâles un traitement oral quotidien pendant sept jours suivi d'une injection. Le porteur revendique la souris comme "modèle de choix", ses régulations épigénétiques étant "bien conservées" avec l'humain. La finalité déclarée, comprendre le déclin de la fertilité humaine, reste générale, quand le prélèvement des gamètes impose la mise à mort de chaque animal.
Objectifs
Nous cherchons à comprendre comment l’épigénétique régule la fertilité. L’épigénétique correspond à de petites marques chimiques naturelles, déposées sur l’ADN ou sur les histones, les protéines autour desquelles l’ADN s’enroule. Ces marques déterminent si un gène est allumé ou éteint. Elles jouent donc un rôle central dans l’identité des cellules et leur bon développement. Les cellules reproductrices ou gamètes —les ovules et spermatozoïdes— possèdent des profils épigénétiques uniques, indispensables pour qu’ils accomplissent correctement leur rôle lors de la fécondation. Dans un contexte de baisse de la fertilité humaine, liée à l’exposition croissante à certains polluants, il devient essentiel de comprendre quand ces marques se forment lors du processus développemental qui conduit à la production de gamètes (gamétogenèse), où elles se placent dans le génome, comment elles sont établies et pourquoi elles influencent la qualité des gamètes ainsi que le développement de l’embryon après fécondation. En conclusion, notre étude a le potentiel de mieux comprendre l’origine des infertilités chez la femme et l’homme, dont l’incidence augmente dans les pays industrialisés.
Bénéfices attendus
La souris, espèce Mammifère, est le modèle de choix pour des expériences relatives au domaine de la biologie de la reproduction, domaine dont relève nos projets de recherche. La gamétogenèse et les régulations épigénétiques qui l’accompagnent sont bien conservées entre la Souris et l’Homme, ce qui nous permet d’appliquer directement les connaissances obtenues par l’étude de cet animal à la reproduction humaine. De plus, nous utilisons une collection de modèles de souris génétiquement modifiées qui nous permettent de comprendre comment et pourquoi les marques épigénétiques sont indispensables à la production d’ovules et de spermatozoïdes et pour la fertilité. Cette recherche a un intérêt direct pour appréhender les origines, génétiques et environnementales, du déclin actuel de la fertilité humaine.
Procédures
Dans un premier lot, les souris femelles adultes vigiles sont soumises à deux injections successives d’hormones, avec une durée de 48h entre l’injection de chacune des hormones. Les femelles sont mises à mort entre 1 et 5 jours après la dernière injection d’hormones. Dans un deuxième lot, un traitement est administré oralement aux souriceaux mâles dès leur naissance. Ce produit, mélangé à de la gomme alimentaire, est fourni à l’aide d’une pipette souple une fois par jour pendant 7 jours. Puis, les souriceaux reçoivent un second traitement (injection unique sur animal vigile).
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues après les injections sont des douleurs liées à la piqûre elle-même, et sont de courte durée. Les produits injectés n’ont pas d’effet douloureux en eux-mêmes ou d’autre effet néfaste sur l’animal. Il en est de même pour l’administration orale aux souriceaux. Les nuisances sont principalement dues à la contention de l’animal et sont aussi d’une durée de quelques secondes. Le produit en lui-même n’est pas toxique et n’entraine pas d’effet secondaire.
Devenir
Il est nécessaire de mettre à mort les femelles superovulées pour recueillir les ovules, et les embryons après fécondation. Il est aussi nécessaire de mettre à mort les mâles synchronisés pour récupération des testicules et des spermatozoïdes
Remplacement
Les toutes premières étapes de la gamétogenèse peuvent être modélisées in vitro, reproduisant de manière assez conforme ce qui se passe au tout début du développement embryonnaire (jours 6-10 de gestation chez la souris). Notre laboratoire utilise ce type d’approches, pour étudier le développement très précoce. Cependant, les conditions de culture cellulaire ne permettent pas de reproduire l’ensemble de la gamétogenèse dans une boîte de culture, jusqu’à la production finale d’ovules et de spermatozoïdes matures, capables de réaliser le processus de fécondation. La gamétogenèse est en effet un processus de différenciation très complexe - qui dépend de signaux présents dans le testicule ou l’ovaire - dont la chimie et la cinétique de production ne sont pas totalement connues et qui ne peut être mimé de manière efficace et reproductible dans une boîte de culture.
Réduction
La finalité même des procédures ici présentées est de réduire le nombre d’animaux utilisés, en augmentant le rendement de production des gamètes, spermatozoïdes chez les mâles et ovules chez les femelles. Nous avons de plus raffiné nos procédures expérimentales pour réduire le nombre de gamètes utilisés par expérience et réduire ainsi le nombre de souris.
Raffinement
Les injections d’hormones et l’administration orale sont des procédures peu douloureuses et ne nécessitent pas d’anesthésie. De plus, les produits administrés ne sont pas toxiques et n’entrainent pas d’effet secondaire délétère. Une grille de score est mise en place afin d’évaluer de façon objective l’état des animaux et proposer une réponse adaptée.
Choix des espèces
La gamétogenèse et les régulations épigénétiques qui l’accompagnent présentent chez les mammifères des caractéristiques uniques, absentes chez des espèces comme la mouche ou le poisson zèbre. En revanche, ces processus sont fortement conservés entre la souris et l’être humain, ce qui fait de la souris un modèle privilégié pour étudier la biologie de la reproduction. Les connaissances obtenues chez cet animal peuvent ainsi être transposées plus directement à l’Homme. Pour le protocole de superovulation en vue de collecter les ovules matures, nous utilisons des jeunes femelles adultes, âgées de 5 à 8 semaines. C’est à cette période que les femelles sont les plus réceptives à l’injection d’hormones.. Pour le protocole de synchronisation de la spermatogenèse, nous utilisons des mâles jeunes non sevrés (entre 2 jours et 3 semaines post-naissance). Pour obtenir des populations de cellules homogènes, il est nécessaire d’induire la synchronisation dès le premier cycle de spermatogenèse, qui commence à la naissance.
Utilisation du microbiote intestinal sur modèle murin femelle comme intervention thérapeutique dans la Maladie de Charcot.
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système nerveux
Gavées quotidiennement pendant sept jours, soumises à des tests moteurs, des prélèvements sanguins sous anesthésie et des examens d'imagerie avec traceur radioactif, 240 souris femelles vont être utilisées dans des procédures dont la moitié classées sévères. Elles développent une forme de la maladie de Charcot, avec perte de poids et parfois mort prématurée. Le porteur affirme, en s'appuyant sur la littérature, que ces modèles ne ressentent aucune douleur, alors qu'il classe 120 des 240 souris en souffrance sévère. Toutes sont tuées en fin d'étude pour prélever cerveau, moelle épinière, intestin et muscle.
Objectifs
La maladie de Charcot est une maladie neurodégénerative grave qui touche progressivement les neurones responsables des mouvements. Avec le temps, elle entraîne une perte de la force musculaire et de la mobilité. À ce jour, il n’existe pas de traitement permettant de stopper l’évolution de la maladie. Cette maladie ne concerne pas uniquement le cerveau et la moelle épinière : elle s’accompagne aussi de dérèglements du système immunitaire, du métabolisme et de la gestion de l’énergie par l’organisme. De plus en plus d’études montrent que les bactéries présentes naturellement dans l’intestin, appelées microbiote intestinal, jouent un rôle important dans la santé globale. Elles participent notamment à la digestion, au bon fonctionnement du système immunitaire et à la communication entre l’intestin et le cerveau. Des modifications de ce microbiote ont été observées chez les patients atteints de maladie de Charcot, suggérant qu’il pourrait influencer l’évolution de la maladie. Ce projet a pour objectif d’étudier si le transfert de microbiote intestinal provenant de souris jeunes et en bonne santé peut avoir un effet bénéfique dans des modèles de souris atteintes d’une forme de la maladie de Charcot. L’idée est de rééquilibrer le microbiote intestinal afin d’agir indirectement sur les mécanismes impliqués dans la maladie, comme l’inflammation et les troubles du métabolisme. Nous faisons l’hypothèse qu’en restaurant un microbiote plus équilibré, il serait possible de réduire l’inflammation, d’améliorer certaines fonctions de l’organisme et de ralentir la progression de la maladie. Pour cela, les souris seront suivies dans le temps afin d’évaluer leur comportement, leur motricité et différents paramètres biologiques. L’utilisation de plusieurs modèles de souris (3 au total) permettra également de mieux comprendre pourquoi la maladie de Charcot se manifeste différemment d’un individu à l’autre, et d’identifier des mécanismes communs reliant le microbiote intestinal, le métabolisme et la dégénérescence du système nerveux.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra, pour la première fois, de suivre dans le temps les effets d’un transfert de microbiote intestinal chez des souris modèles de la maladie de Charcot. Cela permettra d’améliorer la compréhension des mécanismes impliques dans cette maladie. L’étude s’intéressera à plusieurs aspects de la maladie, notamment l’évolution du microbiote intestinal, le fonctionnement du métabolisme, les réactions inflammatoires, les capacités motrices et le comportement des animaux, ainsi que les altérations observées dans le système nerveux. En combinant ces différentes observations, les résultats attendus permettront de mieux comprendre comment l’intestin et le cerveau communiquent entre eux dans le contexte de la maladie de Charcot, et comment un rééquilibrage du microbiote intestinal pourrait influencer l’évolution de la maladie. L’utilisation de plusieurs modèles de souris représentant différentes formes de la maladie de Charcot permettra également de prendre en compte la diversité de la maladie. Cette approche aidera à comprendre pourquoi les symptômes et la progression de la maladie de Charcot peuvent varier d’un individu à l’autre, et à identifier des mécanismes communs pouvant être ciblés par de futures stratégies thérapeutiques. À terme, ce projet pourrait ouvrir la voie à de nouvelles stratégies thérapeutiques basées sur l’utilisation du microbiote intestinal, en complément des traitements existants. Il contribuera ainsi au développement de pistes de recherche innovantes susceptibles d’améliorer la prise en charge future des patients atteints de maladie de Charcot.
Procédures
Les souris utilisées développent spontanément une maladie neurodégénérative. D'après les connaissances scientifiques actuelles, cette affection n'est pas associée à une douleur chez l'animal. Au cours du projet (environ 12 semaines par groupe), les animaux feront l'objet de différentes interventions : génotypage, administration de traitements, suivi régulier, prélèvements et examens d'imagerie. Administration du traitement : toutes les souris recevront soit un transfert de microbiote intestinal, soit un traitement contrôle, donné par la bouche à l'aide d'une sonde souple adaptée. Cette intervention sera réalisée une fois par jour pendant 7 jours consécutifs et durera environ 1 à 2 minutes par animal. Elle sera effectuée sur des animaux éveillés (240 souris). Suivi et observations : les animaux seront pesés une fois par semaine. Des tests permettant d'évaluer leurs capacités motrices et leur comportement seront réalisés toutes les deux semaines. Chaque session durera environ 30 à 45 minutes par souris, avec des périodes de repos. Ces observations concernent 216 souris suivies dans le temps. Prélèvements sanguins : de petits volumes de sang seront prélevés une fois par mois, avec un maximum de trois prélèvements par animal. Une courte anesthésie gazeuse sera réalisée avant chaque prélèvement, d'une durée d'environ 4 minutes. Le prélèvement lui-même durera 2 à 3 minutes. Ces procédures concernent 216 souris. Examens d'imagerie : chaque souris bénéficiera de deux examens, au début et à la fin de l'étude. Ces examens nécessitent l'administration de substances permettant de visualiser certaines fonctions du cerveau. Une injection sera réalisée sur animal éveillé, et une autre sous anesthésie. Chaque session durera environ 40 minutes, incluant l'anesthésie et le réveil. Ces examens concernent 216 souris. Fin de l'étude : les animaux seront euthanasiés de manière encadrée par une administration de produit anesthésiant à forte dose, puis des prélèvements d'organes seront réalisés.
Impact sur les animaux
Les modèles de souris utilisés développent spontanément un phénotype neurodégénératif mais il est établi et largement reportée dans la littérature qu’aucune douleur n’est ressentie par les animaux. Une perte de poids et un dysfonctionnement intestinal pouvant entraîner un décès prématuré pourront être observé dans l’un des modèles. Les nuisances liées aux procédures expérimentales sont les suivantes : • Gavage oral : légère gêne ou stress pendant la manipulation et risque d’une légère inflammation de l’œsophage transitoire (quelques minutes) • Imagerie : stress lié à la manipulation et à l’induction de l’anesthésie. De plus, légère douleur ou inconfort au site d’injection du traceur radioactif et possible formation d’un hématome suite à l’injection du traceur radioactif ciblant la neuroinflammation. • Prélèvements sanguins : douleur ou risque d’hématome selon le site (veine sublinguale) et un possible stress temporaire peut être engendré lors des contentions. • Tests comportementaux et moteurs : stress lié à la manipulation et aux contraintes physiques. Les animaux seront habitués aux manipulations pour réduire le stress.
Devenir
A la fin de la procédure, toutes les souris seront mises à mort afin de permettre le prélèvement d’organes (cerveau, moelle épinière, intestin, muscle) nécessaires aux analyses finales.
Remplacement
Les méthodes alternatives réalisées en laboratoire, sans utilisation d’animaux, ne permettent pas d’étudier le fonctionnement de l’organisme dans son ensemble. Or, la maladie de Charcot ne concerne pas uniquement le système nerveux : elle s’accompagne aussi de modifications au niveau de l’intestin, du métabolisme et du système immunitaire. Des travaux scientifiques antérieurs, menés par notre équipe et par d’autres, ont montré que cette maladie est associée à un déséquilibre des bactéries présentes dans l’intestin, ainsi qu’à des perturbations du fonctionnement global de l’organisme et à une inflammation. Ces phénomènes reposent sur des interactions complexes entre plusieurs organes, avec des échanges permanents entre l’intestin, le cerveau et le reste du corps. Ces interactions ne peuvent pas être reproduites dans des modèles simplifiés en laboratoire, comme des cultures de cellules. De plus, l’approche utilisée dans ce projet consiste à transférer l’ensemble des bactéries intestinales d’un individu à un autre. Cette méthode entraîne des modifications globales et naturelles de l’équilibre des bactéries intestinales. Un tel processus ne peut pas être reproduit en laboratoire, ni en utilisant uniquement des bactéries isolées. L’utilisation de souris est donc nécessaire pour étudier l’impact de ces modifications à l’échelle de l’organisme entier. Ce modèle permet d’observer simultanément les effets sur le cerveau, l’intestin et les autres fonctions de l’organisme, ce qui est indispensable pour comprendre comment ces différents éléments interagissent et influencent l’évolution de la maladie.
Réduction
Le nombre d’animaux a été soigneusement déterminé afin d’en utiliser le moins possible tout en garantissant des résultats fiables. Sur la base d’études scientifiques antérieures portant sur la maladie de Charcot, un effectif de 12 souris par groupe est considéré comme suffisant pour mettre en évidence des différences pertinentes entre les groupes étudiés. Des méthodes statistiques adaptées seront utilisées pour analyser les résultats et vérifier leur fiabilité. À cet effectif s’ajoutent 3 souris par groupe, qui seront utilisées uniquement au début de l’étude afin de vérifier que le transfert des bactéries intestinales a bien fonctionné. Ces animaux ne seront pas suivis sur la durée. En raison des différences possibles entre les animaux et du risque de décès prématuré lié à la maladie, le nombre de souris par groupe est porté à 20. Cela permet de conserver un nombre suffisant d’animaux jusqu’à la fin de l’étude, sans avoir à utiliser de nouveaux groupes. Pour chacune des trois lignées de souris étudiées, quatre groupes seront constitués : des souris malades recevant le transfert de bactéries intestinales, des souris malades recevant un traitement contrôle, des souris saines recevant le transfert, et des souris saines recevant le traitement contrôle. Chaque groupe comprendra 20 souris, soit un total de 240 animaux pour l’ensemble du projet. Le nombre total d’animaux est également réduit grâce au suivi des mêmes souris tout au long de l’étude. Plusieurs types de mesures (comportement, analyses biologiques et examens d’imagerie) seront réalisés sur un même animal. Cette approche permet d’obtenir un grand nombre d’informations sans multiplier les groupes d’animaux, et contribue ainsi à limiter leur utilisation.
Raffinement
Tous les animaux bénéficieront d’une période d’acclimatation d’au moins 10 jours avant le début de l’étude. Durant cette période, ils seront habitués à la manipulation afin de réduire leur stress : ils seront pris doucement dans les mains, caressés et autorisés à se déplacer librement. Plusieurs mesures seront mises en place pour limiter la souffrance et améliorer leur bien-être. Les animaux seront hébergés en groupe avec des éléments d’enrichissement dans leur environnement. Une alimentation adaptée sera fournie. Certaines souris pouvant présenter des troubles digestifs recevront une nourriture sous forme gélifiée dès les premiers stades de la maladie afin de prévenir les complications. Pour tous les animaux, cette alimentation sera également proposée dès les premiers signes de maladie afin de limiter la perte de poids. Ils y seront habitués progressivement en la recevant comme une récompense. En cas de difficultés à se déplacer, la nourriture sera placée directement dans la cage pour en faciliter l’accès. Les animaux seront également habitués aux différentes manipulations nécessaires aux procédures, notamment à être pris en main et placés dans les dispositifs utilisés pour l’anesthésie. Leur état de santé sera surveillé régulièrement (trois fois par semaine) à l’aide d’une grille d’évaluation et par la mesure de leur poids. En cas de douleur ou de blessure, un traitement antidouleur sera administré et les soins nécessaires seront réalisés. Les prélèvements sanguins seront effectués sous une courte anesthésie afin de limiter l’inconfort. Des critères précis permettront d’identifier rapidement toute dégradation de l’état de santé. En cas de signes de mal-être, une surveillance renforcée sera mise en place. Si l’état de l’animal ne s’améliore pas rapidement ou devient sévère, il sera euthanasié de manière encadrée afin d’éviter toute souffrance. Certains critères incluent notamment une perte de poids importante ou des difficultés à se redresser. Lors des examens d’imagerie, les animaux seront anesthésiés. Leur respiration et leur température seront surveillées en continu et une protection des yeux sera assurée.
Choix des espèces
Il existe peu de modèles animaux permettant d’étudier la maladie de Charcot dans des conditions adaptées à ce projet. Trois lignées de souris ont été sélectionnées car elles développent la maladie de manière progressive, ce qui permet un suivi dans le temps sur les mêmes animaux. Ces modèles présentent également des différences importantes, notamment dans la vitesse d’évolution de la maladie, les mécanismes biologiques impliqués et les symptômes observés, y compris au niveau digestif. Ces différences sont essentielles pour mieux représenter la diversité de la maladie observée chez les patients. Elles permettent d’étudier comment une modification des bactéries intestinales peut influencer l’évolution de la maladie dans différents contextes. Les méthodes alternatives réalisées en laboratoire, sans animaux, ne permettent pas de reproduire les interactions complexes entre l’intestin, le système nerveux, le métabolisme et l’inflammation à l’échelle de l’organisme entier. L’utilisation de ces modèles animaux est donc nécessaire pour répondre aux objectifs du projet. Les souris utilisées seront des femelles adultes. Pour les trois lignées étudiées, le début de l’étude correspond à une phase où les animaux ne présentent pas encore de signes visibles de la maladie. Cela permet d’observer l’apparition et la progression des symptômes au cours du temps. Les mêmes animaux seront suivis tout au long de l’étude afin de limiter le nombre total d’animaux utilisés et d’obtenir des données complètes sur l’évolution de la maladie.
Utilisation d’anticorps monoclonaux spécifiques pour améliorer la réponse aux immunothérapies
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Pour tester si des anticorps ciblant certaines bactéries améliorent la réponse à l'immunothérapie, 3 008 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Greffées d'une tumeur, elles reçoivent des immunothérapies, des injections par plusieurs voies et jusqu'à six gavages, la croissance tumorale pouvant provoquer une douleur locale modérée et une perte de poids. Le porteur affirme que seul un organisme entier au système immunitaire proche de l'humain permet d'étudier ces interactions. Un suivi trois fois par semaine et des points limites encadrent la mise à mort des animaux dont l'état se dégrade.
Objectifs
L’immunothérapie, utilisée seule ou avec d’autres médicaments qui attaquent directement les cellules cancéreuses ou empêchent la tumeur de se développer, est aujourd’hui un traitement clé pour les personnes atteintes de cancer. Même si ces traitements combinés apportent des bénéfices importants, beaucoup de patients ayant un cancer avancé ou ayant déjà fait des métastases ne répondent toujours pas bien au traitement. La plupart des cancers qui réagissent aux traitements d’immunothérapie (comme ceux du poumon, de la tête et du cou, de la vessie, de l’œsophage ou du côlon) se développent dans des zones du corps où vivent naturellement des microbes, comme la peau ou les muqueuses. Ces microbes — bactéries ou champignons — ne causent pas directement le cancer, mais lorsqu’ils se retrouvent à l’intérieur de la tumeur, ils peuvent créer un environnement qui aide le cancer à évoluer ou à se propager. On sait aussi que les patients atteints de cancer présentent souvent un déséquilibre dans leur microbiote intestinal (la population de microbes vivant dans l’intestin). Leur système immunitaire répond moins bien à certains microbes liés au cancer, comparé à celui de personnes en bonne santé. Notre objectif est de montrer que différentes stratégies pourraient aider les patients traités par immunothérapie : • ajouter des anticorps capables de neutraliser ou de détruire les microbes associés aux tumeurs, • ou encore vacciner les patients contre ces microbes. Ces approches pourraient améliorer la réponse aux immunothérapies et donc le traitement du cancer.
Bénéfices attendus
Nous voulons montrer qu’il est possible d’utiliser des anticorps spécialement conçus pour cibler certaines bactéries afin d’aider les patients à mieux répondre aux immunothérapies contre le cancer. Nous pensons que le fait d’apporter directement au patient des anticorps capables de neutraliser ou détruire ces microbes liés au cancer — que ce soit sous forme d’anticorps seuls, ou même grâce à une vaccination contre ces microbes — pourrait transformer la manière dont on traite les cancers avec l’immunothérapie. Ce projet servira à prouver que ces méthodes peuvent fonctionner et permettra de développer ces nouvelles pistes de traitement.
Procédures
Injection de tumeurs (1 fois par procédure), injections d’immunothérapies (3 fois par procédure à 2 jours d’intervalle), injections en intra-veineuse, en intrapéritonéal ou en sous cutané (1 ou 2 fois par procédure), gavages (jusqu’à 6 par procédure, sur des temps d’intervalles entre deux gavages allant de 20 minutes à plusieurs jours/semaines). Chacune de ces interventions dure moins d'une minute.
Impact sur les animaux
Les animaux pourront subir un stress lié à la manipulation. Les gavages peuvent provoquer une contrainte transitoire et légère lors du geste en lui-même. La croissance d’une tumeur peut entrainer une gêne locale et une douleur locale modérée. Les traitements et la tumeur peuvent entraîner une perte de poids modérée.
Devenir
Les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure afin de pouvoir réaliser nos analyses.
Remplacement
Pour réaliser ce projet, l’usage d’animaux vivants est indispensable. En effet, seul un organisme complet permet d’observer l’ensemble des réactions du corps face au cancer et aux immunothérapies, notamment lorsque le microbiote intestinal est déséquilibré. Ces interactions complexes entre les organes, le système immunitaire, la tumeur et les microbes ne peuvent pas être reproduites en laboratoire. Les organoïdes, par exemple, ne recréent qu’un seul tissu ou un seul organe. Ils ne permettent donc pas d’étudier l’effet d’un traitement donné par voie orale ou injecté dans le sang sur différents organes en même temps. Or, dans ce projet, nous cherchons à comprendre comment les anticorps influencent : • la composition du microbiote intestinal, • les microbes présents dans la tumeur, • le fonctionnement du système immunitaire, • et la croissance de la tumeur. Toutes ces informations ne peuvent être obtenues qu’en étudiant un organisme entier avec un système immunitaire complet et proche de celui de l’être humain, comme la souris.
Réduction
Dans cette étude, nous ferons tout notre possible pour regrouper les expériences afin de limiter le nombre d’animaux utilisés comme groupes témoins. Ensuite, le projet est organisé en plusieurs étapes successives : si une de ces étapes montre que notre hypothèse est fausse, l’étude sera immédiatement arrêtée, ce qui permettra de réduire encore davantage le nombre de souris utilisées. Le nombre d’animaux est strictement encadré pour respecter la règle des 3R (Réduire, Raffiner, Remplacer). Grâce aux travaux précédents menés dans notre laboratoire, nous avons déterminé le nombre d'animaux nécessaire et suffisant par calcul statistique réalisé pour garantir un nombre minimum d’animaux tout en obtenant des résultats fiables. Les doses d’immunothérapie, d'antibiotiques et de bactéries utilisées dans nos expériences ont déjà été établies et validées par notre laboratoire. Si une procédure doit être arrêtée tôt parce que le microbiote intestinal d’une souris ne correspond pas aux critères nécessaires — et tant qu’aucune manipulation n’a encore été faite pouvant modifier son système immunitaire — la souris pourra être réutilisée dans une autre partie du projet afin de réduire le nombre d'animaux utilisés.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans le respect de leur bien-être : stabulation conventionnelle, régime alimentaire normal et de l’eau ad libitum, ainsi qu’un enrichissement adapté. Les animaux seront acclimatés pendant une semaine avant le début de l’expérimentation. La surveillance régulière ainsi que la mesure de la surface tumorale et la prise de poids (3x/semaine) permettront le suivi des animaux (prostration, auto-agressions, perte de poids, animal froid) et l’éventuelle mise en place de traitements analgésiques (buprémorphine, NaCl pour réhydratation) ou l’euthanasie si nécessaire.
Choix des espèces
La génétique de la souris est proche de celle de l'Homme et bien décrite au niveau de la littérature scientifique, ce qui rend comparable les voies de signalisation immunologiques des tumeurs entre l'Homme et la souris. Notre centre de recherche utilise principalement des souris, ce qui offre de nombreux avantages en termes d'élevage, d'animalerie, d'expertise en techniques d'expérimentation animale ainsi que le suivi microbiologique et vétérinaire des animaux. Aussi, les modèles de tumeur existants sont issus de lignées cellulaires murines et leur implantation dans la souris est indispensable pour étudier l'immunité, l'effet des traitements sur la réponse anti-tumorale dans leur globalité et l'immunité intestinale. Toutes ces raisons scientifiques, pratiques et éthiques font de la souris un animal indispensable dans la réalisation de ce projet. Nous utiliserons des animaux à maturité sexuelle, entre 7 et 8 semaines, ce qui nous permettra d'étudier le système immunitaire à un stade de développement optimal et fonctionnel.
Etude de l’impact du microbiote sur les interactions hôte / agent pathogène infectieux viraux et bactériens
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
3 600 poissons zèbres vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance allant de léger à sévère pour 2 000 d'entre eux, tous tués à l'issue pour prélever leurs organes. Ils sont infectés par bain pendant deux à cinq heures, ce qui peut provoquer nécroses, lésions vasculaires et nage erratique. Le projet étudie comment le microbiote intestinal protège le poisson contre les infections virales et bactériennes. Le porteur présente le poisson zèbre comme un modèle qui "permet de remplacer en partie les modèles mammifères", tout en soumettant 3 600 individus à l'infection expérimentale.
Objectifs
L’étude des maladies infectieuses chez le poisson zèbre consiste à caractériser (1) les microbes qui causant des maladies infectieuses, (2) les bactéries naturellement associées au poisson (son microbiote), et leurs interactions. Pour comprendre les maladies infectieuses et leurs mécanismes, on les reproduit au laboratoire. Ceci permet d’étudier les signes cliniques et la mortalité induite, et de comparer les stratégies des microbes causant des maladies en aquaculture, ou affectant la santé humaine. Le microbiote joue un rôle très important pour protéger le poisson contre les infections, en induisant une résistance à la colonisation. Cette protection s’exerce via la compétition pour les ressources, la stimulation du système immunitaire et les interactions complexes au sein des communautés microbiennes. Cependant ces mécanismes restent mal compris. Les recherches menées sur des poissons zèbres « gnotobiotiques », c’est-à-dire à microbiote contrôlé, ont mis en évidence son influence sur la sensibilité aux infections, le développement immunitaire et les réponses inflammatoires. Ces études concernent surtout les stades larvaires, laissant encore peu explorés les effets aux stades juvénile et adulte, alors que la composition du microbiote évolue au cours du développement. Les modèles « gnotobiotiques » s’imposent donc comme des outils essentiels pour étudier les interactions entre l’hôte, son microbiote et les agents pathogènes. L’importance de ces interactions est soulignée par l’usage du poisson zèbre comme modèle en biologie du développement, infectiologie, neurologie et cardiologie. Comprendre les interactions microbiome–hôte permettrait une meilleure standardisation des modèles d’étude. Des modèles de poisson zèbre gnotobiotique existent déjà, couvrant les quatre premières semaines de vie du poisson, potentiellement jusqu’au stade jeune adulte. Divers modèles d’infection ont été standardisés. Les infections par balnéation reproduisent les voies naturelles d’infection des pathogènes étudiés et seront dans ce projet combinées à des prélèvements biologiques post-mortem. Ce projet vise à : (1) caractériser l’impact du microbiote sur les infections virales et bactériennes, (2) analyser les mécanismes des réponses immunitaires chez des poissons à flore contrôlée, et (3) évaluer l’influence du microbiome sur le développement du système immunitaire.
Bénéfices attendus
Les résultats attendus en fin de projet sont les suivants : - Compréhension de l’impact du microbiome sur la sensibilité aux infections - Compréhension des mécanismes des réponses immunitaires des poissons à flore contrôlée lors de ces infections - Compréhension de l’impact du microbiome sur le développement de l’immunité du poisson-zèbre. Ces éléments sont essentiels pour le développement du modèle poisson zèbre en infectiologie, qui permet de remplacer en partie les modèles mammifères. Le modèle poisson zèbre gnotobiotique peut offrir un contexte expérimental particulièrement pertinent pour modéliser les interactions entre le microbiote et l’hôte et leur impact sur les infections, à la fois chez l’homme (dans le cadre d’approches « One health ») et chez les poissons d’élevage. La prévention des pathologies est un élément essentiel du développement d’une aquaculture plus « durable ».
Procédures
Les immunisations ou infections expérimentales sont réalisées sur poissons vigiles par bain et impliquent une séance de 1 heure (immunisation) - éventuellement réalisée de nouveau une seconde fois si rappel nécessaire- ou 2 à 5 heures (infections)
Impact sur les animaux
Les manipulations ainsi que la mise à jeun 24 heures avant l’infection peuvent engendrer un stress. L’infection peut conduire chez certains individus à une perte d’appétit, un excès d’excrétion de fèces, une nécrose au point d’injection, différentes lésions en particulier vasculaires, et une nage erratique.
Devenir
Les poissons de ce projet encore en vie en fin d’expérience seront euthanasiés pour prélèvement d’organes.
Remplacement
Il n’existe pas de modèles cellulaires permettant d’étudier les réponses immunitaires systémiques des poissons. La compréhension des processus infectieux, la quantification des réponses immunitaires à l’échelle de l’organisme entier et en particulier la protection induite par les vaccins/immunostimulants, les migrations des globules blancs responsables de la protection et de la mémoire immunitaire, plus généralement la compréhension des interactions hôte-agent infectieux nécessitent de soumettre l’animal à une immunisation ou à une infection expérimentale. Le projet associé à cette DAP chez le poisson zèbre ne peut donc être réalisé avec des méthodes alternatives. Seul un animal ayant un système immunitaire adaptatif permet d’évaluer l’induction d’une réponse spécifique de l’antigène par globules blancs, ou un état de résistance lors d’une épreuve d’infection expérimentale.
Réduction
La taille des groupes (50 individus) a été fixée pour permettre à la fois d’évaluer des taux de survie ou de protection et de réaliser les échantillonnages pertinents sur un nombre suffisant d’individus dans le contexte très particulier des poissons zèbres gnotobiotiques sur lesquels nous avons très peu de recul à ce stade. Cette étude permettra précisément de réduire le nombre d’animaux utilisés dans les projets à venir.
Raffinement
Le stress lié à la manipulation est compensé par anesthésie jusqu’à sédation pour une durée < 2 min. Tout au long de leur vie, les poissons sont élevés dans les meilleures conditions possibles. Ils sont nourris 2 fois par jour. Ils sont toujours en présence de congénères. Sous les aquariums, nous positionnerons un poster imitation « substrat ». Les animaux sont observés au moins deux fois par jour. Les individus atteignant le point limite défini dans le projet sont sortis du protocole et euthanasiés.
Choix des espèces
Le poisson-zèbre est un modèle d’étude important des relations hôte-pathogène. La disponibilité de poissons zèbres gnotobiotiques est essentielle pour réaliser les recherches décrites ici. Des outils de manipulations de l’expression des gènes, de nombreux mutants, et la séquence complète du génome de cette espèce concourent aussi à son succès. De nombreux modèles de maladies humaines ont été développés chez le poisson-zèbre, non seulement chez la “larve” ou le jeune alevin, mais aussi aux stades plus tardifs ; le poisson-zèbre au stade adulte a été en particulier utilisé pour l’étude des relations entre les mycobactéries et leur hôte. Le modèle poisson zèbre est aussi un modèle de criblage de drogues. Il est donc important de comprendre les mécanismes et modalités des réponses immunitaires innées et adaptatives dirigées contre des agents infectieux, dans ce modèle. Dans ce projet, les poissons seront utilisés entre jour 6 post éclosion et 6 mois. Le modèle gnotobiotique a été caractérisé entre 6 et 28 jours post-éclosion. Des expériences seront aussi réalisées à des stades postérieurs, jusqu’à 6 mois afin d’examiner des poissons dont le système immunitaire adaptatif est complètement mature.
Gestion du phénotype dommageable d’arthrite lors de l’élevage de lignées murines
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système musculosquelettique
Élevées pour développer spontanément une arthrite inflammatoire, 1 200 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Une partie est génotypée par poinçonnage de l'oreille sur animal vigile, sans anesthésie mentionnée. Le porteur décrit une inflammation articulaire apparaissant vers huit à dix semaines, avec un gonflement des pattes pouvant affecter la mobilité. Sur les 1 200 animaux, 900 sont expédiés vers un autre établissement pour y être utilisés, 300 servent à l'élevage et sont tués avant vingt semaines pour limiter l'aggravation de la maladie avec l'âge.
Objectifs
Ce projet décrit une procédure de l'élevage avec la prise en charge des animaux d’une lignée de souris développant progressivement une arthrite inflammatoire. Ces souris sont un modèle d’inflammation articulaire qui est causée par un mélange de facteurs génétiques, environnementaux et liés aux microbes présents dans l’intestin. Normalement, le corps produit une molécule inhibant l’interleukine 1 qui va limiter l’inflammation. Mais chez ces souris, cette molécule est absente, ce qui entraîne une inflammation excessive qui va notamment toucher les articulations. De plus, des éléments comme certains additifs alimentaires ou les antibiotiques ou les bactéries situées dans l’intestin que l’on appelle microbiote intestinal peuvent aggraver cette inflammation. L’objectif de cet élevage est de produire des animaux reproduisant la maladie observée chez l'homme. Ces animaux seront par la suite utilisés dans des projets de recherche afin d'étudier l’arthrite inflammatoire et, à terme, aider à la recherche sur cette maladie chez l’homme qui représente 1 million de patients en France.
Bénéfices attendus
Ce projet va permettre à l'équipe de recherche et à leurs partenaires d’avoir les souris nécessaires pour mener leurs études sur l’arthrite inflammatoire. A long terme, ces souris aideront les chercheurs à : mieux comprendre l’arthrite, identifier des marqueurs pour mieux la diagnostiquer, trouver de nouvelles façons de traiter cette maladie, tester de nouveaux médicaments anti-inflammatoires et évaluer leur efficacité par rapport aux traitements déjà disponibles pour les patients atteints d’arthrite.
Procédures
Afin de réaliser le génotypage, un poinçonnage de l’oreille sera effectué après l’âge de 14 jours. Cette méthode consiste à prélever sur animaux vigiles un petit échantillon de tissu (environ 2 mm de diamètre) sur la périphérie du pavillon de l’oreille où le tissu est le plus mince, à l’aide d’un poinçon. Cette intervention n’est réalisée qu’une fois par animal et dure moins de 30 secondes. Seulement certains animaux utilisés pour les croisements seront génotypés.
Impact sur les animaux
Les souris qui n’expriment pas le récepteur inhibant la molécule de l’inflammation interleukine 1 peuvent, pour certaines, développer spontanément une inflammation articulaire à partir de l'âge de 5 semaines. Cependant, les observations récentes de l’équipe de recherche démontrent un âge plus tardif pour l’apparition de l’arthrite, vers 8-10 semaines. Il s’agit de symptômes comme une rougeur ou un gonflement des articulations. Lorsque l’atteinte est sévère, elle peut se manifester par un gonflement des pattes qui peut affecter la mobilité de la souris. Selon les observations antérieures, ces souris ne développent que très peu de signes généraux et leur mobilité est peu affectée. Les souris reproductrices pourraient ressentir une légère nuisance due au prélèvement effectué pour le génotypage (douleur légère de courte durée).
Devenir
Une partie des animaux sera expédiée en début ou avant l’expression du phénotype dommageable et utilisée dans des projets de l’équipe de recherche dans un autre établissement utilisateur (900 animaux pour l’expérimentation en 5 ans). Une autre partie des animaux sera utilisée pour l’élevage dans notre établissement (300 animaux pour l’élevage en 5 ans). Les animaux utilisés pour l’élevage seront mis à mort avant 20 semaines, pour limiter l’évolution du phénotype dommageable avec l’âge. Les animaux ayant atteint les points limites selon la grille d’évaluation du bien-être animal seront mis à mort.
Remplacement
L'utilisation d'animaux de laboratoire est nécessaire car le projet étudie l’arthrite, qui est une maladie complexe multifactorielle faisant intervenir différents facteurs (le système immunitaire, les bactéries situées dans l’intestin que l’on appelle microbiote intestinal, le patrimoine génétique et l’environnement), différents organes et la présence d’une inflammation à la fois chronique locale (articulation) et systémique. Par ailleurs, l’utilisation d’un modèle mammifère vertébré est nécessaire, car les organes impliqués dans la physiopathologie de l’arthrite (notamment le système immunitaire, l’intestin, les articulations et les tissus lymphoïdes associés) présentent des différences anatomiques, physiologiques et immunologiques importantes chez les espèces non mammifères, limitant leur pertinence translationnelle pour l’étude de cette pathologie humaine. Afin d'étudier l'interaction entre l’environnement, le microbiote intestinal et le génome de l'hôte, l'utilisation de souris de laboratoire est appropriée. Enfin, actuellement, il est impossible de mimer ce dialogue complexe entre les différents compartiments et organes par l'utilisation de méthodes alternatives (par exemple, modèles cellulaires).
Réduction
Un nombre total de 1200 animaux au phénotype dommageable est nécessaire et comprend les animaux pour l’élevage et les animaux nécessaires pour l’expérimentation pour les projets scientifiques associés. La production des animaux sera planifiée et suivie par l’expérimentateur et les zootechniciens de l’établissement utilisateur afin de limiter le nombre d’animaux générés au strict nécessaire pour les besoins expérimentaux et l’élevage. Le nombre de reproducteurs et la durée d’accouplements seront définies en amont de la mise en place des croisements. Ces paramètres seront définis en fonction des objectifs et des différentes caractéristiques connues des lignées (taille de portées, viabilité, phénotype, etc.). L'élevage sera suivi via le fichier de l'élevage. En fin de projet expérimental, le modèle pourra être cryoarchivé dans notre établissement.
Raffinement
Tous les animaux mutés de manière homozygote pour la modification génétique et susceptibles de développer le phénotype dommageable à partir de 5 semaines seront suivis à partir de 4 semaines et ce jusqu'à leur envoi avant 8 semaines vers l’établissement où sera réalisée l’expérimentation (ou leur mise à mort) : une évaluation du bien-être animal sera réalisée en prenant en compte l'arthrite, la sensibilité articulaire, l'aspect général, le comportement et la mobilité de l’animal. En fonction de l’état de l’animal, des mesures de raffinement seront mises en place selon les conseils de la vétérinaire et/ou la SBEA (disponibilité de la nourriture directement dans la cage, mise à disposition d’une solution de réhydratation gélifiée, augmentation de la fréquence du suivi, application d'un antiseptique). Les points limites précoces et spécifiques pour les signes cliniques de l’arthrite ont été définis. Si, malgré le raffinement mis en place, un point limite est atteint, l’animal sera immédiatement mis à mort. Dans le cas où les animaux homozygotes ne sont pas transférés pour l’expérimentation, ces derniers seront utilisés pour l’élevage et mis à mort avant 20 semaines (pour limiter les nuisances liées à la progression de l’arthrite avec l’âge).
Choix des espèces
Les souris sont souvent utilisées pour étudier l’arthrite, car elles permettent de mieux comprendre les liens entre l’alimentation, l’environnement, les microbes intestinaux et l’articulation elle-même. Dans ce projet, nous utilisons une lignée de souris qui ne produit pas une protéine clé entraînant ainsi une inflammation articulaire ressemblant à une arthrite chez l’humain. Ce modèle génétique de la maladie n’existe que chez la souris. Les souris seront utilisées pour les croisements dès l’âge de 7-8 semaines (maturité sexuelle) et ce jusqu’à 20 semaines, pour limiter l’expression du phénotype dommageable qui progresse avec l’âge. Le phénotype dommageable d’arthrite est susceptible d'apparaître à partir de l'âge de 5 semaines, mais dans l’élevage de l’EU du chercheur ne se manifeste pas avant 8-10 semaines. Les animaux envoyés pour expérimentation auront ainsi un âge de 5-8 semaines pour limiter et potentiellement éviter l’expression du phénotype dommageable avant l’envoi.
Effet du microenvironnement immunitaire sur les cellules pulmonaires en cours de reprogrammation In vivo.
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
104 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour étudier leurs poumons, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des inhalations intranasales sous anesthésie, des particules virales et des injections abdominales répétées destinées à supprimer certaines cellules immunitaires. Le projet cherche à lever un frein immunitaire empêchant les cellules du poumon de se reprogrammer. Les applications en médecine régénérative, jusqu'au cœur ou au foie, sont annoncées à terme, quand les inhalations et les injections répétées, elles, sont immédiates.
Objectifs
Durant le développement, une cellule souche est capable de se spécialiser en n’importe quelle autre cellule différenciée et mature ayant une fonction définie. Cet état de différenciation est réversible et cela a été montré récemment notamment grâce à des travaux démontrant la possibilité de reprogrammer une cellule différenciée en une cellule souche en utilisant des gènes particuliers. Diverses études ont montré que cette reprogrammation cellulaire ne fonctionnait pas systématiquement dans tous les tissus à cause de la présence de certains freins. Parmi ces tissus, le poumon semble contenir un frein qui empêche ses cellules de se reprogrammer, même s’il est connu comme ayant la capacité de se régénérer. De ce fait, le but est d’identifier ce frein puis de le lever afin de comprendre le processus de reprogrammation cellulaire dans le poumon. Des études préliminaires nous ont permis d’identifier le système immunitaire comme frein potentiel à cette reprogrammation cellulaire dans le poumon. Dans ce contexte, nous souhaiterions étudier l’interaction entre la reprogrammation cellulaire du tissu pulmonaire avec le système immunitaire.
Bénéfices attendus
La reprogrammation cellulaire d’un tissu peut avoir lieu sous certaines conditions en levant certaines barrières responsables du blocage de la reprogrammation. Nous souhaiterions donc approfondir notre étude dans un modèle de souris où nous allons supprimer certaines cellules du système immunitaire et étudier le chemin des cellules en cours de reprogrammation dans le poumon. Les connaissances issues de ce travail pourraient, à terme, contribuer au développement de nouvelles approches en médecine régénérative, visant à favoriser la réparation des tissus endommagés. Ces avancées pourraient avoir des retombées plus larges, au-delà du poumon, pour améliorer les stratégies de régénération d’autres organes et soutenir la recherche de traitements innovants pour des maladies aujourd’hui difficiles à soigner telles que les insuffisances cardiaques ou hépatiques.
Procédures
Les animaux seront tout d’abord, au jour 0, soumis à une anesthésie et à une inhalation par voie intra-nasale d’un composé qui va permettre la déplétion de cellules immunitaires dans le poumon. Pour l’anesthésie et l’inhalation, la procédure totale dure environ 4 minutes (2 minutes d’anesthésie, 2 minutes d’administration par inhalation et réveil). Au jour 3, les animaux sous anesthésie inhalent des particules virales, et recevront une injection au niveau de l'abdomen d’un composé déplétant les cellules immunitaires qui se trouvent dans la circulation sanguine. Le geste dure environ 4 minutes (2 minutes d’anesthésie, 2 minutes inhalation). L’injection au niveau de l'abdomen se fera en 15 secondes en maintenant la souris, déjà anesthésiée, en contention sur le dos (geste maitrisé dans notre laboratoire). Pour la totalité de la procédure, l’inhalation intra-nasale sera réalisée 2 fois, au jour 0 et au jour 3. L’injection dans l'abdomen sera, quant à elle, réalisée trois fois : au jour 3 sur souris anesthésiées, au jour 6 et 9 sur souris vigiles.
Impact sur les animaux
Un saignement, une irritation et ou un grattage excessif de la région nasale peuvent apparaitre à la suite de l’administration intra-nasale. Pour effectuer l’injection intrapéritonéale, la souris sera maintenue sur le dos grâce à une contention. Ce geste causera un stress temporaire chez l’animal. Les effets indésirables liés à l’injection au niveau de l'abdomen sont limités au site d’injection. En effet, l’apparition de rougeur, d’une nécrose ou d’un saignement est possible.
Devenir
Les animaux seront mis à mort puisqu'il est nécessaire d'étudier leurs poumons.
Remplacement
Afin d’étudier l’impact du système immunitaire dans la reprogrammation des cellules du poumon, nous sommes dans l’obligation de recourir à un modèle animal. Des études in vitro faites dans notre laboratoire n’ont pas permis de valider notre hypothèse car il ne nous est pas possible de récapituler le système immunitaire in vitro. Dans un but de mener des études plus approfondies et pour se rapprocher de la médecine régénérative (discipline permettant de réparer ou remplacer les tissus abimés grâce à des cellules souches) il nous est indispensable de passer à des modèles in vivo.
Réduction
Les effectifs définis dans ce protocole ont été déterminés grâce à un logiciel tenant compte des exigences statistiques nécessaires à l’exploitation des résultats. Afin de limiter le nombre nécessaire de souris, nous avons réduit au maximum le nombre de souris utilisées (26 par lot et nous aurons 4 lots de souris) dans notre procédure sans en compromettre l’interprétation et la puissance statistique des analyses.
Raffinement
Les animaux seront suivis quotidiennement sur les 4 jours suivant l’administration par voie intra-nasale et intrapéritonéale afin d’identifier toute complication liée au mode d’inoculation (gonflement de la trachée/région du cou). Les animaux seront par la suite observés 2 fois dans la semaine afin d’identifier tout signe potentiel de mal-être ou de souffrance. Nous avons défini une série de points limites (Grille de score) conduisant à l’arrêt de nos protocoles et à la mise à mort immédiate des souris concernées. Notre procédure implique l’ingestion d’un médicament dans de l’eau de boisson. Au vu du goût amer de ce médicament, du glucose est rajouté dans l’eau afin d’en augmenter l’appétence.
Choix des espèces
La souris est l’espèce animale la plus pertinente du fait de l’existence de modèles génétiquement modifiés bien caractérisés qui permettent d’étudier la reprogrammation cellulaire à l’échelle de l’organisme. Nous utiliserons des souris entre l’âge de 6 et 8 semaines car c’est à cet âge que le geste de l’administration par voie intra-nasale fonctionne le mieux. Technique ayant été validée lors d’un projet antérieur.
Rôle de la détection des pathogènes dans les différences liées au sexe au cours du vieillissement chez la souris.
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Élevées jusqu'à dix-huit mois pour étudier le vieillissement immunitaire, 1 000 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance léger. Elles reçoivent jusqu'à deux injections et des prélèvements sanguins sur animal vigile. Le porteur affirme qu'aucun modèle ne reproduit l'évolution du système immunitaire avec l'âge, rendant la souris "indispensable". En fin d'étude, 940 souris sont tuées pour prélèvements, 60 réutilisées dans d'autres projets.
Objectifs
Au cours du vieillissement le système immunitaire s’affaiblit et fonctionne moins bien. Chez la souris une inflammation persistante associée à des changements du microbiote contribue à cet affaiblissement. Ce phénomène est différent entre les mâles et les femelles. Certaines molécules du système immunitaire permettent de détecter la présence d’agents pathogènes et de déclencher une inflammation. Une activation excessive de ces mécanismes pourrait entretenir cette inflammation au cours du vieillissement. L’objectif de ce projet est d’étudier si ces mécanismes fonctionnent différemment entre mâles et femelles et s’ils peuvent expliquer les différences observées le vieillissement du système immunitaire.
Bénéfices attendus
Ce projet permettrait de mieux comprendre comment certains mécanismes du système immunitaire, impliqués dans la détection des agents pathogènes, participent à l’installation d’une inflammation persistante avec l’âge. Il pourrait également expliquer pourquoi le vieillissement du système immunitaire diffère entre les mâles et les femelles. Ces travaux pourraient ainsi ouvrir la voie à de nouvelles approches thérapeutiques visant à mieux contrôler l’inflammation et favoriser un vieillissement en meilleure santé.
Procédures
Des animaux recevront au maximum 2 injections (1min/sur animal vigile). Certains animaux feront l’objet d’un prélèvement de sang (1min/sur animal vigile).
Impact sur les animaux
L’injection peut entraîner un stress et une douleur légère de courte durée. La stimulation des mécanismes de détection des pathogènes peut induire une réponse inflammatoire modérée. Le prélèvement sanguin peut entraîner un stress et une douleur légère de courte durée.
Devenir
940 animaux seront mis à mort afin de récupérer tous les prélèvements nécessaires à l’étude de l’affaiblissement du système immunitaire. Les 60 animaux n’ayant subi qu’un seul prélèvement de sang seront réutilisés dans d’autres projets.
Remplacement
Ce projet a pour objectif d’étudier comment certains mécanismes du système immunitaire, impliqués dans la détection des pathogènes, influencent la production de molécules de l’inflammation, et comment ils participent à l’affaiblissement des défenses immunitaires avec l’âge, en fonction du sexe. Ces mécanismes impliquent des interactions complexes entre différents types de cellules et organes de l’organisme. Il n’existe pas de modèles capables de reproduire ces interactions ni l’évolution du système immunitaire au cours du vieillissement. L’utilisation d’un modèle animal constitue une approche indispensable pour répondre aux questions posées.
Réduction
Le nombre d’animaux impliqué a été réduit au minimum nécessaire pour obtenir des données reproductibles tout en s’assurant d’une interprétation statistique fiable. Les résultats seront analysés à l’aide de tests statistiques adaptés. Certaines souris seront gardées en vie pour une réutilisation dans d’autres projets.
Raffinement
Les animaux seront maintenus dans des groupes de plusieurs individus dans un environnement enrichi. Ils seront sous surveillance quotidienne de la part de l’équipe professionnelle de zootechnie et un suivi de la part de l’équipe scientifique sera mis en place en prenant en compte les points limites établis. Si, au vu des critères, un animal est en mal-être, il sera mis à mort.
Choix des espèces
La souris est le modèle de référence dans l’étude du système immunitaire. En effet, de nombreux mécanismes biologiques sont similaires entre souris et homme, permettant une extrapolation des résultats obtenus. Enfin, la disponibilité de données bibliographiques importantes sur la physiopathologie de la souris est un atout important dans l'analyse et l'interprétation des travaux de recherche sur ce modèle animal. Une partie des souris utilisées auront entre 2 et 3 mois car à cet âge le système immunitaire est mature. Les souris en vieillissement seront utilisées à 12 mois qui est un âge avancé pour évaluer l’affaiblissement du système immunitaire puis à 18 mois avant que les souris ne développent des maladies liées à l’âge.
Interactions corps-cerveau dans l’épilepsie
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Un status epilepticus de trente minutes auquel environ un quart des rats ne survivent pas, puis une chirurgie d'implantation d'électrodes de deux à quatre heures: 350 rats vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère, tous tués à l'issue pour prélever leur cerveau. La crise est provoquée sans anesthésie, impossible à ce stade, et peut entraîner une perte de poids allant jusqu'à 30 %. Le projet étudie comment les rythmes du cœur, de la respiration et de l'estomac influencent les crises d'épilepsie. Un quart des rats meurent dès l'induction, les survivants étant tués en fin de protocole pour prélever leur cerveau.
Objectifs
Ce projet de recherche fondamentale cherche à mieux comprendre les liens entre les rythmes du corps — comme le rythme cardiaque, la respiration ou les contractions de l’estomac — et l’activité du cerveau, à la fois dans des conditions normales et dans le cas de l’épilepsie. Nous savons aujourd’hui que le cerveau n’agit pas de manière isolée : il influence les organes du corps, mais ces derniers envoient aussi des signaux rythmiques qui modifient l’activité cérébrale. Ces échanges constants pourraient jouer un rôle important dans le déclenchement ou la modulation des crises d’épilepsie. L’épilepsie est l’une des maladies neurologiques les plus fréquentes au monde, touchant environ 50 millions de personnes (dont près de 600 000 en France). Malgré les traitements existants, environ 30 % des patients restent résistants aux médicaments, et ce chiffre n’a pas évolué depuis plus d’un demi-siècle. Notre projet vise donc à mieux comprendre comment les rythmes corporels peuvent influencer l’activité cérébrale dans le contexte de l’épilepsie. Pour cela, nous utiliserons un modèle animal reproduisant fidèlement plusieurs caractéristiques de la maladie. Nous chercherons à identifier quels paramètres physiologiques (rythmes du cœur, de la respiration, de l’estomac) ont un effet direct sur l’excitabilité du cerveau, sur l’apparition des décharges épileptiques, et sur les déficits cognitifs (mémoire altérée) associés à l’épilepsie. En comparant les résultats obtenus entre animaux sains et épileptiques, nous avons pour but de : - identifier les mécanismes à l’origine des crises ; - repérer des signaux corporels pouvant annoncer ou favoriser les épisodes épileptiques ; - proposer à terme de nouvelles pistes pour mieux prévenir ou traiter la maladie. Ce projet est essentiel pour faire progresser la compréhension de l’épilepsie et, à plus long terme, pour améliorer la qualité de vie des personnes concernées. Il représente un enjeu majeur de santé publique, compte tenu de la forte prévalence de la maladie et du manque actuel de traitements efficaces.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra, à court terme, de mieux comprendre comment les rythmes du corps (comme ceux du cœur, de l’estomac et de la respiration) interagissent avec les réseaux neuronaux impliqués dans la genèse et la propagation des crises d’épilepsie. En enregistrant simultanément l’activité cérébrale et celle des organes internes, nous pourrons explorer de façon inédite les mécanismes globaux qui relient le corps et le cerveau. Ces connaissances fondamentales combleront un vide important dans la compréhension des bases biologiques de l’épilepsie. À plus long terme, les résultats obtenus pourraient avoir des retombées importantes pour la santé humaine. En identifiant les paramètres corporels capables d’influencer l’activité cérébrale, nous pourrions repérer des marqueurs précoces ou prédictifs de l’épilepsie, permettant d’anticiper ou de mieux prévenir les crises. Ces découvertes pourraient aussi ouvrir la voie à de nouvelles approches thérapeutiques, par exemple en ciblant certaines fonctions physiologiques (respiration, rythme cardiaque, activité gastrique) pour moduler l’excitabilité cérébrale sans recourir exclusivement aux médicaments. Ce projet se situe ainsi à la croisée de la recherche fondamentale et de la santé publique. Il contribuera à une meilleure compréhension du fonctionnement global du cerveau dans son environnement corporel et offrira de nouvelles perspectives pour améliorer la qualité de vie des personnes atteintes d’épilepsie, en particulier celles pour lesquelles les traitements actuels restent inefficaces.
Procédures
Induction du modèle d'épilepsie induit un status epilepticus durant 30 minutes (stoppé par une injection de Valium) et une chirurgie, 2 à 4 heures, sera réalisée sous anesthésie générale
Impact sur les animaux
Le modèle d’épilepsie généralisée utilisé dans ce projet peut entraîner certains effets indésirables chez les animaux. Environ 25 % d’entre eux ne survivent pas à la phase initiale d’induction du modèle, au cours de laquelle une crise prolongée (appelée status epilepticus) est provoquée pour reproduire les caractéristiques de la maladie humaine. Cette phase est rapidement interrompue par une injection de diazépam afin de limiter sa durée et d’éviter toute souffrance inutile. L’anesthésie n’est pas possible à ce stade, car elle interfère avec le produit la pilocarpine et ne permet pas l’établissement de l’épilepsie. Toutefois, une prémédication par scopolamine permet de réduire les effets périphériques indésirables de ce traitement. Les animaux peuvent présenter une perte de poids temporaire (jusqu’à 30 %), ainsi qu’une légère déshydratation dans les deux jours suivant le status epilepticus, mais ces effets se résorbent rapidement surtout avec le soin apporté. L’implantation des électrodes nécessaires à l’enregistrement de l’activité cérébrale et corporelle est une intervention chirurgicale invasive, réalisée sous anesthésie générale. Un protocole complet de soins est appliqué avant, pendant et après la chirurgie pour prévenir toute douleur ou inconfort. L’équipe porteuse du projet possède plus de vingt ans d’expérience dans ce type de procédures, ce qui garantit un haut niveau de maîtrise technique et de suivi post-opératoire. Les animaux sont surveillés individuellement, et la cicatrisation est généralement rapide : ils peuvent reprendre une activité normale et participer aux enregistrements environ une semaine après l’intervention. Les tests comportementaux utilisés pour évaluer les fonctions cognitives sont non invasifs et conçus pour utiliser le comportement naturel d’exploration du rat. Par exemple, les animaux explorent librement des environnements où la position ou la nature d’objets change, ou se déplacent dans un petit labyrinthe en choisissant entre deux trajets. Une phase initiale d’habituation permet de pallier au stress lié aux manipulations et à l’environnement expérimental, afin de garantir à la fois le bien-être des animaux et la fiabilité des données recueillies. Ainsi, toutes les procédures ont été conçues pour limiter au maximum la douleur, le stress et l’inconfort des animaux, tout en assurant la validité scientifique du modèle et la qualité des résultats obtenus.
Devenir
En fin de chaque procédure, tous les animaux sont euthanasiés afin de collecter les cerveaux pour des analyses anatomiques
Remplacement
Le caractère méconnu du fonctionnement cérébral implique que ce projet ne peut pas se passer de l'utilisation d'animaux afin d'en déterminer les mécanismes. Il n’existe pas de méthode alternative à l’expérimentation animale pour réaliser ce travail visant à décrypter les mécanismes sous-tendant l’épilepsie. Ce projet utilise des rats comme modèle animal, qui est l'espèce la plus pertinente car de nombreuses études montrent que les régions cérébrales impliquées dans l’épilepsie sont conservées entre les rongeurs et l’humain. Les résultats de notre étude permettront de mieux extrapoler les mécanismes chez l’humain et ouvrir potentiellement la voie à de nouvelles pistes thérapeutiques.
Réduction
Compte tenu du caractère individuel de l’épilepsie, chaque rat est une unité expérimentale Le caractère méconnu des mécanismes de l’épilepsie et des relations corps-cerveau ne permet pas d'estimer un effet donc nous ne pouvons pas utiliser un test de puissance. Compte tenu de la variabilité biologique inter-individuelle, nous envisageons initialement de petites cohortes de rats par condition. Lorsque chaque condition comptera au moins huit animaux, nous comparerons les résultats relatifs aux paramètres étudiés entre groupes à l’aide de méthodes statistiques adaptées afin d’identifier les différences réellement significatives. Ces méthodes permettront aussi de limiter la taille de la population une fois ces différences atteintes entre deux populations.
Raffinement
Ce projet propose des méthodes pertinentes pour réduire la douleur, la souffrance et l'angoisse chez les animaux. Nous avons mis en place des points limites adaptés et suffisamment précoces dans la procédure (interventions chirurgicales avec analgésie pré, péri et post opératoire) et une réponse rapide (suivi post-opératoire, analgésie, suivi quotidien des animaux jusqu’à leur mort). Les actes invasifs seront pratiqués sous anesthésie générale (sévoflurane ou association kétamine-xylazine) accompagnée d’une analgésie (buprénorphine et méloxicam). Après chaque intervention, chaque rat sera hydraté avec une injection en sous cutané de 2ml de NaCl 0.9% et réchauffé avec une lampe IR jusqu’au réveil. Des croquettes ramollies dans de l’eau avec du sucre seront placées dans les cages afin de réduire la perte de poids et faciliter la convalescence les 2 premiers jours post opératoires et aussi post status epilepticus. Leur poids ainsi que différentes variables physiologiques seront surveillés quotidiennement lors d’un examen clinique afin de pallier quelconques signes de douleur ou de souffrance. Selon les observations, un protocole prévoit une action curative pouvant impliquer l’utilisation d’antalgiques (AINS ou opioïde). Nous surveillerons l’atteinte de points limites en proposant une médication et prise en charge adaptée, associée à une sortie temporaire du protocole si besoin le temps de la récupération, ou bien l’euthanasie après sédation dans le cas de point limite ultime. Le bien-être animal est aussi privilégié au niveau des conditions d'hébergement (animaux à plusieurs dans de grandes cages, eau et nourriture ad libitum, enrichissement avec nid végétal, tubes en cartons et divers objets) et de la manipulation des animaux (temps important de socialisation entre l'expérimentateur et chaque animal) pour minimiser le stress et être au plus près du comportement naturel de l'espèce animale.
Choix des espèces
Ce projet utilise des rats comme modèle expérimental, car il s’agit de l’espèce de référence pour l’étude des mécanismes de l’épilepsie et des comorbidités, comme les troubles de la mémoire. Les régions cérébrales impliquées sont en grande partie similaires chez le rat et chez l’humain, ce qui en fait un modèle pertinent pour comprendre le fonctionnement et dysfonctionnement du cerveau. Par leur nature curieuse et leurs capacités d’exploration innées, les rats sont particulièrement adaptés aux études portant sur la mémoire. De plus, il s’agit d’une espèce facile à élever et à héberger, disponible à coût raisonnable, ce qui en fait un choix approprié pour ce type de recherche. Nous étudions le fonctionnement et dysfonctionnement du cerveau de rats dont le développement est achevé, donc nous utilisons des rats adultes âgés de 6 semaines à quelques mois.
Etude de l’effet des anesthésiants sur le fonctionnement des mitochondries de différents tissus du bar européen
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
Pêchés puis décapités sans anesthésie, leur cerveau restant actif plusieurs secondes, 120 bars européens sont tués dans des procédures classées sans réveil. Le projet vise précisément à déterminer si anesthésier les poissons avant la mise à mort fausse la mesure du fonctionnement de leurs mitochondries. Le porteur présente ce travail comme une avancée pour le bien-être des animaux non-humains, tout en infligeant à ces 120 individus la décapitation à vif qu'il dit vouloir remettre en cause. Les tissus sont prélevés aussitôt après la mise à mort.
Objectifs
Cette demande d’autorisation de projet est en lien avec des échanges avec les membres du comité sur un précédent projet concernant les méthodes de mises à mort et le bien-être animal. Dans ce projet, nous évaluerons l’impact d’un anesthésiant sur le fonctionnement des mitochondries de plusieurs tissus d’une espèce de poisson, le bar européen. L’objectif du projet est de déterminer si un animal peut être exposé à un anesthésiant avant le prélèvement de tissus sans altérer la mesure de mitochondries. Celles-ci, appelées « centrales énergétiques » sont des organites présents dans presque toutes les cellules eucaryotes et elles produisent l'énergie dont a besoin la cellule pour son fonctionnement. Si les anesthésiants ont des effets sur les mitochondries des tissus d’intérêts, cela apportera des données solides pour adapter la méthode de mise à mort à notre problématique scientifique. Notre projet justifiera l’arrêt de ce type de méthode de mise à mort. Le modèle bar est choisi pour cette étude car il est le modèle sur lequel notre laboratoire travaille principalement. En parallèle, d’autres laboratoires internationaux réaliseront un projet similaire mais sur d’autres espèces et avec leur propre demande d’autorisation de projet. Les données de ce projet, ainsi que celles des autres projets, nous fourniront des réponses qui permettront soit d’améliorer le bien-être des animaux (anesthésie avant mise à mort), soit d’augmenter la qualité des données scientifiques collectées si nous démontrons que l’anesthésiant perturbe le fonctionnement des mitochondries.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’acquérir des connaissances sur l’effet des anesthésiants chimiques et gazeux sur le fonctionnement des mitochondries. Si les anesthésiants n’ont pas d’effet sur les mitochondries des tissus d’intérêts, cela apportera des données solides pour que les animaux soient anesthésiés avant la mise à mort. Cela permettra de réduire la souffrance des animaux, surtout lorsque la décapitation est la seule méthode pour valider la mort (e.g. lorsque le cerveau est prélevé). Si les anesthésiants ont des effets sur les mitochondries des tissus d’intérêts, cela apportera des données solides pour que les animaux ne soient pas anesthésiés avant la mise à mort. Les anesthésiants peuvent également avoir des effets différents selon les tissus des poissons. Un autre résultat possible de notre étude peut être que l’anesthésie au gaz, qui consiste à appauvrir l’eau en oxygène, n’ait pas d’effet sur le fonctionnement mitochondrial et s’avère une meilleure méthode d’anesthésie que les anesthésiants chimiques comme la benzocaïne. L’anesthésie au gaz est à ce jour peu utilisée en recherche, car peu connue, mais peut devenir une méthode alternative à l’anesthésie dans le contexte des recherches sur le fonctionnement mitochondrial. Dans tous les cas, le bénéfice attendu de ce projet est une diminution de la souffrance des animaux en utilisant les anesthésiants avant la mise à mort, ou une amélioration de la qualité des données acquises.
Procédures
Chaque poisson aura 1 à 2 pêches sans anesthésie (de leur bac d’élevage au seau de transport et sortie du seau pour mise à mort). Une pêche dure moins d’une minute.
Impact sur les animaux
Capture dans le bac d’élevage : stress lors de la pêche (< 1min, intensité légère). Pêche du seau + Décapitation sans anesthésie : souffrance de l’animal dont le cerveau reste actif plusieurs secondes post-décapitation (< 20 sec, intensité modérée).
Devenir
Mise à mort pour prélèvement des tissus pour la mesure du fonctionnement mitochondrial.
Remplacement
Le modèle biologique ne peut pas être remplacé. La diffusion des anesthésiants dans le système circulatoire et dans tous les tissus des poissons ne peut être pertinente que sur un animal vivant.
Réduction
Il s’agit d’une étude pilote, il n’y a pas d’étude statistique réalisée pour définir le nombre d’animaux. Le nombre d’animaux a été déterminé à partir d’une étude publiée en 2023 par Barnes et al dans Fishes sur les effets de anesthésiants (la tricaïne) sur les mitochondries de l’épinoche à 3 épines. La réduction du nombre de poissons sera assurée en prélevant 2 tissus simultanément sur un même individu.
Raffinement
Le raffinement sera réalisé par : - une capture rapide du poisson dans son bac d’élevage - une pêche rapide réalisée avec une épuisette adaptée dans le seau de transport - hors de l’eau, la pose de l’animal sur une éponge humide - hors de l’eau, les yeux recouverts d’un linge humide
Choix des espèces
Le bar européen est une espèce largement utilisé en recherche et il est pertinent d’évaluer l’effet des anesthésiants sur leur physiologie. Juvénile – entre 50 g et 300 g. Cette taille est celle que nous étudions sur les études du fonctionnement des mitochondries de bar au sein de notre laboratoire.
Etude de la mémoire inflammatoire de la peau chez la souris
- Recherche fondamentale
- Organes sensoriels
- Système immunitaire
Surveillées par une grille de score qui déclenche leur mise à mort si un seuil est atteint, 1 860 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Elles subissent une à deux chirurgies de la peau sous anesthésie, des changements de pansement sous anesthésie une à deux fois par semaine pendant vingt jours, des gavages et une injection. Le projet cherche à savoir si une blessure cutanée laisse une mémoire inflammatoire modifiant la cicatrisation. Le porteur affirme que la dynamique du tissu cutané et des cellules immunitaires ne peut être reproduite sans un "organisme entier".
Objectifs
La mémoire immunologique permet au système immunitaire de réagir plus efficacement à des agents pathogènes spécifiques lors d'une seconde rencontre. Un autre type de mémoire existe dans certaines cellules immunitaires : la « mémoire inflammatoire », qui permet une réponse amplifiée lors d'une exposition ultérieure à un agent pathogène différent de l’agent pathogène initial. On ignore encore si ce type de mémoire se développe également suite à une inflammation provoquée par une blessure en l'absence de l’agent pathogène. Dans le cadre de ce projet, nous explorerons cette question au niveau cutané, à l'aide d'un modèle de plaie de la peau. Nous nous intéresserons plus particulièrement à l'impact potentiel de ce phénomène sur l'efficacité de la cicatrisation.
Bénéfices attendus
Ce projet de recherche permettra de mieux comprendre l'impact de cette « mémoire inflammatoire » sur les maladies de la peau. À plus long terme, les résultats de ce projet devraient également ouvrir de nouvelles perspectives pour le traitement des plaies chroniques et des lésions cutanées d'origine immunitaire.
Procédures
Les animaux subiront une chirurgie de la peau sous anesthésie une seule fois ou deux fois (durée 15 min). Pour les animaux qui seront suivis au cours du temps, le pansement sera changé sous anesthésie 1-2 fois par semaine pendant 20 jours (durée 3 min). Des gavages (2 jours consécutifs, 5 secondes) et des injections (1 fois, 2 secondes) seront réalisés sur animaux vigiles.
Impact sur les animaux
Les animaux subiront une chirurgie de la peau, avec une douleur modérée. Les nuisances attendues sont : stress de l'anesthésie, risque d'hypothermie, douleur liée à une blessure cutanée et risque d'infection de la plaie. Le pansement sera changé sous anesthésie 1-2 fois par semaine pendant 2 semaines, les nuisances attendues sont : stress de l'anesthésie, risque d'hypothermie. Les animaux subiront un gavage. Les nuisances attendues sont : stress lié au gavage. Les animaux subiront également une injection. Les nuisances attendues sont : stress lié à la préhension et douleur légère liée à la piqure.
Devenir
Aucun animal ne sera maintenu en vie. Les animaux seront mis à mort à la fin du suivi ou pour des analyses post-mortem.
Remplacement
La dynamique du tissu cutané, des cellules immunitaires qu’il abrite ainsi que les interactions et le recrutement potentiel de cellules d’autres organes sont des conditions qui ne peuvent pas être adéquatement reproduites sans un organisme entier. De plus, le système immunitaire est un système dynamique dont les acteurs évoluent entre différentes localisations au sein de l’organisme selon des flux très précis. Enfin, certaines populations cellulaires du système immunitaire se spécialisent particulièrement en fonction de leur localisation, en particulier dans la peau. Ni les modélisations mathématiques, ni les systèmes cellulaires ne permettent de reproduire cela, ceci nous oblige donc à utiliser des animaux afin de comprendre les interactions cellulaires régulant les réponses immunitaires et inflammatoires dans la peau. Des expériences sur organismes vivants sont donc nécessaires pour compléter les découvertes obtenues sur cellule. De plus, l’utilisation de modèle animal reste indispensable pour pouvoir aborder la phase d’application de nos découvertes en clinique.
Réduction
Le nombre de souris à utiliser a été calculé à l’aide d'un logiciel statistique, pour obéir aux minima nécessaires à des analyses statistiques valides, condition nécessaire pour une interprétation biologique des résultats. Les effectifs sont déterminés et les résultats analysés avec des tests statistiques adaptés.
Raffinement
Les animaux seront maintenus dans des groupes de plusieurs individus dans un environnement enrichi. Dans le cadre du modèle de blessure cutanée, les animaux sont anesthésiés et un analgésique est administré lors de la chirurgie. Des pansements adaptés sont utilisés (compresse stérile, pansement semi-occlusif et bandage de contention). Les animaux seront surveillés et suivis avec la mise en place d’une grille de score et des points limites adaptés.
Choix des espèces
La souris est le modèle de choix car la physiologie de la souris est proche de celle de l’Homme. D’autre part les mécanismes immunitaires sont bien caractérisés chez la souris, ce qui en fait un modèle particulièrement adapté pour étudier les cellules immunitaires. La connaissance complète du génome de la souris permet d’utiliser de nombreux outils bien caractérisés, ce qui sera particulièrement pertinent dans le cadre de ce projet. Les souris seront utilisées à l'âge adulte (de 8 à 12 semaines) afin que les souris aient fini leur croissance, et que les résultats ne soient pas affectés à cause de modifications dues à un âge trop avancé des animaux.
Métabolisme et progression tumorale
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Greffées d'une tumeur sous anesthésie, mesurées au pied à coulisse une à deux fois par semaine, gavées jusqu'à quarante fois, suivies par imagerie: 730 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Une partie reçoit des fragments de tumeurs humaines, ce qui suppose des animaux immunodéficients, et subit une chirurgie supplémentaire. Le projet teste des inhibiteurs du métabolisme des cellules cancéreuses de la peau, seuls ou combinés, pour freiner la croissance tumorale. Les traitements plus efficaces sont espérés à moyen et long terme, quand la greffe et les gavages répétés, eux, sont immédiats.
Objectifs
L’objectif de ce projet est de mieux comprendre comment se développent certains cancers de la peau appelés carcinomes épidermoïdes cutanés, afin d’identifier de nouvelles possibilités de traitement. Les cellules cancéreuses ont besoin de beaucoup d’énergie et de nutriments pour se multiplier rapidement. Pour y parvenir, elles modifient leur fonctionnement interne et utilisent différemment les ressources disponibles dans l’organisme. Cette capacité d’adaptation leur permet de continuer à croître et parfois de résister aux traitements existants. Notre travail vise à identifier ces mécanismes d’adaptation et à déterminer s’il est possible de les bloquer à l’aide de médicaments ciblant spécifiquement le métabolisme des cellules tumorales.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de mieux comprendre comment certains cancers de la peau se développent et progressent. En particulier, il vise à étudier la manière dont les cellules cancéreuses produisent et recyclent les éléments indispensables à leur multiplication. Nous testerons différentes stratégies thérapeutiques, administrées seules ou en association, afin d’évaluer leur capacité à freiner la croissance tumorale. Ces essais seront réalisés dans des modèles reproduisant au mieux les conditions réelles d’une tumeur dans l’organisme, incluant son environnement, sa vascularisation et ses interactions avec les tissus voisins. Les résultats attendus permettront d’identifier des approches thérapeutiques potentiellement plus efficaces, en ciblant spécifiquement les mécanismes essentiels à la survie des cellules tumorales. À moyen et long terme, ce projet pourrait contribuer au développement de nouveaux traitements pour les cancers de la peau, avec l’objectif d’améliorer la prise en charge des patients tout en limitant les risques de résistance aux thérapies
Procédures
Les animaux anesthésiés subiront une greffe de cellules tumorales (1 fois, 5 min,sur 360 animaux), ou de fragments tumoraux humains (1 fois, 15 minutes, sur 370 animaux) . Croissance tumorale sur animaux vigiles par mesure au pied à coulisse , à raison de 1 à 2 fois par semaine en fonction de la croissance tumorale. 1 minute, 8 à 10 fois par animal, 730 animaux. Toutefois, le nombre de mesure ne peut être déterminée avec précision a priori, car elle dépend de variables tels que la prise de greffe, la cinétique de croissance tumorale, l’atteinte d’un volume tumoral suffisant pour la poursuite des expérimentations ou l’atteinte des critères d’arrêt. Suivie de la croissance par imagerie sous anesthesie ,20 minutes par animal, 3 fois sur 240 animaux, et 7 fois sur 120 animaux. Administration des traitements par gavage oral sur animaux vigiles, 40 fois par animal, 1 minute, sur 660 animaux. Avant chaque imagerie, une injection intrapéritonéale sur animal vigile (1 min, 3 fois sur 240 animaux, 7 fois sur 120 animaux. Intervention Chirurgical sur animaux anesthesiés (15 min, 1 fois, 120 animaux).
Impact sur les animaux
L’induction et la manipulation peuvent entraîner un stress léger transitoire. La croissance tumorale peut provoquer une gêne locale en fin d'experimentation. Les traitements administrés quotidiennement par voie oral peuvent induire un stress et comporte dans de trés rares cas un risque d’irritation œsophagienne, de fausse route ou de perte de poids en cas de complication. Les inhibiteurs métaboliques utilisés peuvent entraîner des effets généraux modérés tels qu’une perte de poids, une altération transitoire de l’état général ou des troubles digestifs. À l’issue du traitement, la chirurgie peut entraîner une douleur post-opératoire transitoire ainsi qu’un risque limité d’infection ou de retard de cicatrisation. Les injections peuvent induire une gêne transitoire.Dans de rares cas, la présence de micrométastases non détectées au moment du suivi tumoral ne peut être totalement exclue et pourrait conduire à l’apparition secondaire de foyers tumoraux
Devenir
Mise à mort pour analyse post mortem des tumeurs.
Remplacement
Des approches in vitro ont été utilisées en amont du projet afin d’identifier et de caractériser les cibles métaboliques étudiées, ainsi que pour évaluer l’efficacité des inhibiteurs seuls ou en combinaison sur la prolifération et la viabilité cellulaire. Cependant, ces modèles ne permettent pas de reproduire la complexité d’un organisme entier, notamment les interactions avec le microenvironnement tumoral, la vascularisation, la biodistribution des molécules, la pharmacocinétique. À ce jour, aucun modèle alternatif in vitro ou ex vivo ne permet d’évaluer de manière intégrée l’efficacité antitumorale, la tolérance et la dynamique de progression tumorale ou métastatique. Le recours aux modèles de xénogreffes constitue donc une étape indispensable pour valider in vivo les stratégies thérapeutiques proposées.
Réduction
Le nombre d’animaux à été determiné en utilisant un test de puissance et des tests statistiques seront utilisés post expérimentation pour évaluer la significativité des résultats.L’approche expérimentale est séquentielle. Les premières études seront réalisées sur les lignées cellulaires avec un ou deux inhibiteurs. Le recours aux xénogreffes dérivées de patients et à l’ajout d’un troisième inhibiteur ne sera envisagé qu’en cas de résultats antitumoraux significatifs. Cette approche permet de limiter l’utilisation d’animaux supplémentaires si les premières combinaisons s’avèrent inefficaces. Le suivi longitudinal par mesures répétées et par imagerie bioluminescente permet de diminuer le nombre d 'animaux par groupe.
Raffinement
Toutes les manipulations invasives seront réalisées sous anesthésie générale à l’isoflurane. Les animaux seront installés sur tapis chauffant thermostatable pendant toute la durée des procédures et jusqu’au réveil complet afin de prévenir l’hypothermie. Une analgésie préventive sera administrée avant toute intervention chirurgicale. L'imagerie par bioluminescence seront réalisées sous anesthésie et espacées dans le temps afin de limiter le stress lié aux manipulations répétées. Des points limites prédéfinis seront appliqués afin d’éviter toute souffrance excessive. En cas d’atteinte d’un point limite, des mesures conservatoires seront immédiatement mises en place. Un arbre décisionnel interne sera appliqué par le personnel formé, permettant de décider de la poursuite, de l’adaptation du traitement ou de l’euthanasie en fonction de l’évaluation clinique quotidienne. L’ensemble des procédures est conçu conformément aux principes de raffinement et aux bonnes pratiques de bien-être animal, afin de limiter au maximum la douleur, le stress et l’inconfort.
Choix des espèces
La souris (Mus musculus) est le modèle le plus approprié pour ce projet pour plusieurs raisons : La souris permet de recréer un environnement physiologique proche de celui des mammifères, notamment en termes d’absorption digestive, de métabolisme des médicaments, ainsi que de la manière dont les médicaments sont absorbés, circulent dans l’organisme, sont transformés puis éliminés. Elle permet également de reproduire le microenvironnement tumoral. De plus, la greffe de cellules tumorales humaines nécessite l'utilisation d'animaux immunodéficients. Les souris seront incluses dans les protocoles expérimentaux à l’âge de 8 à 10 semaines, soit l’équivalent de l’âge adulte chez la souris, afin que l’étude reflète au mieux le développement et le traitement du cancer chez l’adulte
Rôle de la puberté et des hormones sexuelles chez les mâles et les femelles dans l’implication du système endocannabinoïde dans les effets d’une alimentation obésogène sur la mémoire
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système nerveux
2 366 souris vont être utilisées sur cinq ans, toutes tuées à l'issue pour prélever leur cerveau, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, chacune soumise à quatre tests de mémoire, à des injections et parfois à l'ablation des glandes génitales. Nourries douze à quinze semaines d'un régime obésogène dès le sevrage, une partie subit une ou deux chirurgies sous anesthésie, puis une imagerie de la masse grasse en fin d'expérience. Le projet vise à comprendre le rôle des hormones sexuelles dans les troubles de mémoire liés à l'obésité, chez les mâles comme chez les femelles. Les stratégies thérapeutiques évoquées restent lointaines, quand la stérilisation et la mise à mort des 2 366 individus sont, elles, programmées.
Objectifs
L'obésité, en tant que défi de santé publique, réduit l'espérance de vie en raison des pathologies qu'elle favorise (hypertension, cancers, diabètes, etc.). Elle est également associée à des troubles de la mémoire, ce qui est particulièrement préoccupant durant l’enfance et l’adolescence, des périodes clés pour la maturation de structures cérébrales essentielles à la mémoire. Chez la souris, la consommation d'une nourriture riche en lipides pendant l'adolescence, en plus d'entrainer une prise de poids excessive, altère les capacités de mémoire en impliquant des mécanismes spécifiques dans certaines régions du cerveau. La majorité des travaux scientifiques ont été réalisés chez des mâles, alors que, chez l’humain, l’obésité touche de manière comparable les deux sexes. Afin de mieux transposer ces résultats, des études ont également été menées chez des femelles. Comme chez les mâles, la nourriture riche en lipides, à l’adolescence, a des effets négatifs sur la mémoire. Toutefois, les mécanismes impliqués semblent différer selon le sexe. L’objectif de ce projet est donc d’identifier le rôle des hormones sexuelles dans les altérations de la mémoire induites par un régime riche en lipides, chez les mâles comme chez les femelles.
Bénéfices attendus
A court terme, ce projet devrait produire des données expérimentales sur l'évaluation de la mémoire dans différentes conditions expérimentales (régime, age, sexe, traitement) chez la souris. Les résultats issus de ce projet devraient être accessibles à moyen terme, à l’issue de l’analyse complète des données et de leur diffusion via des publications scientifiques et des communications dans des congrès spécialisés. Et à plus long terme, ces expériences devraient permettre une meilleure compréhension des mécanismes à la base des effets délétères d'une nourriture hyperlipidique sur le cerveau et la mémoire en fonction du sexe et le rôle des hormones sexuelles, afin d'envisager potentiellement des stratégies thérapeutiques, puisque le surpoids concerne 47 % des français adultes et 17% des français souffrent d'obésité.
Procédures
Tous les animaux subiront, à au moins 48h d’intervalle, quatre tests comportementaux afin d'évaluer leur mémoire. Chaque étape de ces tests dure 10 minutes. Une partie des animaux subira lors de ces tests comportemantaux des injections périphériques ou locales. Une partie des animaux subira une fois un jeune de 5h préalablement aux mesures métaboliques (7 prélèvements sanguins sur une durée de 2 h). Une partie des animaux subira une ou deux interventions chirurgicales réalisées sous anesthésie gazeuse et en présence d'antalgique et d'anti-inflammatoire. Ces interventions durent entre 20 et 45 minutes avec une phase de réveil entre 5 et 20 minutes. Tous les animaux subiront en fin d’expérimentation, une seule analyse en imagerie d’une durée de 2 min afin d’évaluer la répartition de leur masse grasse/masse maigre et un seul prélèvement sanguin.
Impact sur les animaux
L’alimentation obésogène donnée pendant 12 à 15 semaines entraîne un surpoids qui reste non délétère chez des animaux jeunes comme ceux utilisés dans notre étude. Outre la sterilité induite par le retrait des glandes génitales, il n'y a que peu d’effets secondaires notables. Les tests de comportement, ainsi que les injections peuvent induire un stress qui sera limité par une habituation à la manipulation et à l'injection avant expérimentation et limitée par la maitrise des expérimentateurs. Les prélèvements durant le test de tolérance au glucose pourront engendrer une légère douleur aux animaux. Les chirurgies pourraient entraîner dans les 48h suivant l’opération une douleur et un stress se traduisant par une perte de poids.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort en vue de récupérer leurs cerveaux pour des analyses post mortem.
Remplacement
L’étude intégrée des effets de la nutrition sur des aspects comportementaux et du fonctionnement cérébral est permise grâce à l’utilisation du modèle de rongeur soumis à de la nourriture obésogène et il n’est pas possible de le remplacer par des approches cellulaires sur des modèles in vitro ou in silico.
Réduction
Tous les efforts seront faits pour réduire le nombre d'animaux en effectuant plusieurs tests comportementaux chez les mêmes individus plutôt que des groupes différents. De plus, le nombre d’animaux sera réduit au mieux pour obtenir des résultats concluants lors de nos comparaisons statistiques. Pour réduire le nombre d’animaux transgéniques produits, les besoins expérimentaux seront planifiés et les stratégies de croisement optimisées par l'utilisation de reproducteurs génotypés. Cela représente un total de 2366 animaux (1183 males et 1183 femelles) sur 5 ans.
Raffinement
Des critères objectifs d’arrêt des souffrances des animaux sont définis afin d’encadrer de manière objective et graduée les décisions visant à prévenir toute souffrance excessive. Les chirurgies seront réalisées sous anesthésie générale avec administration d’antalgiques en pré-, péri et post-opératoire pour limiter la douleur. Toutes les précautions d'asepsie et de confort seront prises pour limiter l'inconfort des animaux. Les jours suivant la chirurgie, les animaux sont surveillés attentivement une fois par jour pour s’assurer de leur bon rétablissement. Avec la mise en place de points limites, si un animal présente une anomalie il sera immédiatement isolé, surveillé et soigné pendant 3 jours jusqu’à amélioration. Si il n'y a pas d'amélioration et après avis de la cellule bien être et de l'avis du vétérinaire désigné, les animaux seront mis à mort. Si il y amélioration et durant les mois suivant la chirurgie, les animaux seront pesés 1 fois par semaine et un suivi avec des critères objectifs est mis en place. S’il n’y a aucun signe de mal-être chez l’animal, il passera en phase comportementale, qui sera optimisée pour durer le moins de temps possible. Une période d’habituation des souris à l'expérimentateur sera mise en place avant les taches comportementales afin de réduire le stress lié aux manipulations et aux procédures, contribuant ainsi à améliorer leur bien-être et la fiabilité des données recueillies. Les souris seront remises avec leurs congénères entre chaque phase de test. Les injections pharmacologiques seront réalisées de sorte à limiter les interventions sur l’animal.
Choix des espèces
L'espèce animale utilisée dans ce projet est la souris. Ce choix s’explique par la possibilité de modifier de façon précise le fonctionnement de certains éléments du cerveau chez cet animal. Ce sont des animaux sur lesquels les traitements nutritionnels et l'induction de l'obésité sont faciles à conduire et notre équipe dispose d’une expérience de longue date pour conduire des approches nutritionnelles chez cette espèce. Le modèle de rongeurs soumis à des régimes obésogènes permet l’étude intégrée de la nutrition sur des aspects comportementaux et de fonctionnement cérébral qu’il n’est pas possible de remplacer par des approches cellulaires. Les chirurgies et les tests comportementaux, maîtrisés sur cette espèce dans notre laboratoire, sont facilement mis en œuvre et permettent d’évaluer chez l’animal vigile les dimensions cognitives et émotionnelles, qui sont une nécessité expérimentale pour évaluer la réalité physiologique de nos résultats. Les souris seront exposées au régime hyperlipidique ou contrôle dès le sevrage (3 semaines) et pendant 12 semaines. Cette exposition commence dès le sevrage (jusqu’à l'âge adulte) afin de couvrir la période de l'adolescence. Certains animaux subiront une chirugie, une partie à l’âge de 4 semaines (pré adolescence) et une autre partie à l’âge adulte (8 semaines). Les taches comportementales seront réalisées à l'age adulte entre 15 et 18 semaines.