Recherche fondamentale

1 992 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent une injection de vecteurs viraux sous anesthésie, subissent un stress de contention d'une heure que le porteur déclare ne pas pouvoir limiter, et passent des tests évaluant leurs capacités motrices et sensorielles avant la mise à mort pour prélever leurs structures cérébrales. L'objectif est de valider in vivo une approche censée protéger les neurones dans la maladie de Huntington, déjà testée sur cellules. Le porteur affirme que la souris est un modèle approprié du fait de sa similitude avec le cerveau humain.

Objectifs

La maladie de Huntington est une maladie neurodégénérative rare d'origine génétique (18 000 personnes atteintes en France et environ 300 000 dans le monde). Elle se caractérise par l'apparition de symptômes moteurs et psychiques, conduisant à une dégradation de l'état général des patients (amaigrissement, fonte musculaire, fatigue, douleurs et déformations articulaires, puis inexorablement à la mort). Aujourd'hui, il n'existe pas de traitement efficace pour prévenir ou retarder l'évolution de cette maladie. L'objectif de ce projet est d'étudier in vivo une approche thérapeutique validée in vitro contre la maladie de Huntington. Cette approche thérapeutique vise à protéger les neurones contre des perturbations métaboliques.

Bénéfices attendus

Actuellement, aucun traitement n'est efficace pour prévenir ou retarder la progression de la maladie de Huntington. L'objectif du projet est d'étudier une nouvelle approche thérapeutique axée sur une perturbation métabolique, qui pourrait retarder la progression de la maladie. Un outil a récemment été développé pour tester cette approche sur des cellules et valider son effet bénéfique. Ces résultats prometteurs doivent maintenant être validés sur des animaux en vue de proposer de nouveaux traitements aux patients atteints de cette maladie.

Procédures

Les animaux seront anesthésiés une seule fois pendant 5 minutes le temps d'injecter les vecteurs viraux (durée de l'injection 30 secondes). Les souris seront soumises à un stress de contention de 1heure pour induire une perturbation métabolique. Les souris participeront également à des tests comportementaux afin d'évaluer leurs capacités motrices et sensorielles impactées par le modèle de la maladie de Huntington. Ces tests dureront de 1 à 30 minutes et ne seront effectués qu'une seule fois.

Impact sur les animaux

Nous pouvons identifier un seul effet indésirable attendu sur les animaux: l'induction du stress de contention d'une heure. Ce stress est modéré et nous ne pouvons pas le limiter. Immédiatement après le stress, les animaux seront soit mises à mort pour des études métaboliques, soit utilisés pour des tests comportementaux. Nous n'attendons pas d'effets indésirables pour les tests comportementaux, ni pour les injections avec les vecteurs viraux.

Devenir

Tous les animaux seront mises à mort à la fin de chaque procédure afin de récupérer les structures cérébrales d'intérêt. Les animaux ne peuvent donc pas être réutilisés.

Remplacement

Nous avons identifié in vitro une approche thérapeutique de la maladie de Huntington qui vise à protéger les neurones des perturbations métaboliques, et nous devons maintenant valider ces résultats in vivo. La souris est un modèle approprié pour l'étude in vivo de l'organisation du cerveau, compte tenu de sa similitude avec celle de l'homme et de l'existence chez cette espèce de données préalables sur le fonctionnement des voies métaboliques.

Réduction

Plusieurs mesures sont appliquées pour réduire le nombre d'animaux utilisés dans ce projet. Grâce à une approche statistique, le nombre d'animaux sera limité au minimum nécessaire par groupe sans compromettre les objectifs du projet.

Raffinement

- Les animaux seront élevés dans des conditions répondant aux critères relatifs aux soins et à l’hébergement des animaux de l’Annexe II du 1er février 2013 de l’arrêté fixant les conditions d’agrément, limitant ainsi les angoisses qui pourraient être induites par l’environnement. Ainsi, les animaux seront hébergés dans un environnement contrôlé avec accès ad libitum à l’eau et à la nourriture et présence d’enrichissements dans les cages. Les conditions d'hébergement vont être identiques et homogènes pour tous les groupes (y compris les mettre dans la même pièce). - L’état de santé des animaux sera surveillé tout au long des procedures. Des échelles de cotation de la souffrance basées sur des signes indicatifs de gêne et de douleur seront utilisées afin d’évaluer l’état général de chaque animal et de définir les points limites, permettant ainsi de prendre le plus rapidement possible les mesures nécessaires pour préserver le bien-être de l’animal.

Choix des espèces

Compte tenu de la similitude de son anatomie avec celle de l'homme, la souris est un modèle de choix pour l'étude de la maladie de Huntington. L'étude se concentre sur les réseaux matures, ce qui implique le stade adulte des individus. L'objectif du projet est de tester une nouvelle approche thérapeutique pour retarder la progression de la maladie. Les injections seront effectuées à l'âge de 4 à 8 semaines, un stade précoce avant le développement de la maladie, et après 3 à 4 mois, nous effectuerons des tests comportementaux pour suivre l'évolution de cette pathologie.

92 xénopes femelles vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque femelle subit une ou plusieurs ovariectomies partielles par laparotomie sous anesthésie, jusqu'à trois fois avec six mois de repos entre chaque, avant d'être tuée une fois ses ovaires entièrement prélevés, le tout étalé sur cinq ans. Les ovocytes prélevés servent à étudier in vitro les mécanismes de la division méiotique, une recherche fondamentale sur le cycle cellulaire. Le porteur affirme qu'aucune cellule ne se différencie en ovocyte in vitro et que l'animal ne peut donc pas être remplacé.

Objectifs

Le développement, la croissance et la reproduction des organismes vivants sont assurés par la division de leurs cellules. Les cellules somatiques en prolifération se divisent par la mitose. Les cellules germinales mâles et femelles, ovocytes et spermatozoïdes, se divisent par une division particulière, la méiose, qui consiste en la succession de deux divisions, la méiose I et la méiose II, sans duplication de l’information génétique. Ce processus réduit de moitié l’information génétique parentale et permet de former un nouvel individu à la fécondation par la fusion des gamètes mâle et femelle. Chez la femelle, la formation d’un ovocyte fécondable se fait dans l’ovaire lors de l’ovogénèse. Les ovocytes prolifèrent, débutent la méiose puis se bloquent en début de méiose I (Prophase I). Ils subissent alors une phase de croissance pour accumuler les acteurs développement embryonnaire et acquérir la capacité à reprendre la méiose. Au moment de l'ovulation, les ovocytes qui ont finalisé leur croissance, les stades VI chez le xénope, reprennent la méiose en réponse à une hormone, la progestérone. Ils progressent alors jusqu’en métaphase de méiose II (métaphase II) et se bloquent à ce stade pour attendre la fécondation chez les vertébrés. La progression de la prophase à la métaphase II est la dernière étape de l’ovogénèse et est fondamentale pour la reproduction sexuée. Le but de ce projet est d’élucider les mécanismes moléculaires qui régulent la méiose femelle et qui permettent donc la formation d'embryon viable après fécondation. Pour cela, nous utilisons comme modèle expérimental l’ovocyte d’un amphibien, le xénope. Les régulations méiotiques sont conservées avec les mammifères. Les ovaires de cette espèce contiennent des milliers d'ovocytes à tous les stades de l'ovogénèse. Ils sont collectés par laparotomie puis mis en culture pour analyser la méiose femelle in vitro. Notre projet est ainsi au cœur du domaine de la reproduction sexuée, du cycle cellulaire et de la fertilité chez les vertébrés. Pour ce projet, 92 animaux seront utilisés dans le respect de la règle des 3Rs.

Bénéfices attendus

L'ovocyte est un modèle de référence pour l'étude de la division cellulaire. Les découvertes de ce projet bénéficieront à la communauté scientifique internationale qui étudie la reproduction sexuée sur le court-terme. Les régulations de la méiose femelle sont conservées entre vertébrés, y compris chez les mammifères. La dérégulation des complexes Cdk1 et des Cyclines est associée à des problèmes de stérilité chez la femme. En ce sens, notre recherche pourrait avoir des retombées dans le domaine de la procréation médicalement assistée en élucidant les mécanismes de formation d’un ovocyte parfaitement fonctionnel sans lequel il n'y a pas de reproduction. A plus long terme, notre projet bénéficiera également à la communauté scientifique internationale qui travaille sur le contrôle de la division cellulaire. En effet, la méiose femelle partage des acteurs et des mécanismes communs avec ceux de la mitose, le mode de division qui assure le renouvellement des tissus et des organes. Si dérégulées, la kinase Cdk1 et les Cyclines conduisent à une prolifération cellulaire anarchique à l’origine de processus cancéreux dans l'espèce humaine. Notre recherche pourrait ainsi avoir des retombées dans le domaine du cycle cellulaire et révéler des mécanismes insoupçonnés de contrôle de la division méiotique et mitotique.

Procédures

Le prélèvement de lobes ovariens (laparotomie) est effectuée par une opération chirurgicale de quelques minutes, maitrisée depuis plus de 20 ans. Elle est réalisée sous anesthésie générale. Un animal est opéré toutes les semaines (43/an). Les ovaires de Xénope ayant la capacité de régénérer les ovocytes, les femelles peuvent être opérées jusqu'à 3 fois, avec une période de repos de 6 mois entre chaque chirurgie. Un total de 92 animaux sera utilisé sur 5 ans.

Impact sur les animaux

Chaque xénope sera soumis à une ovariectomie partielle sous anesthésie générale pour une durée totale de 30 minutes. L’anesthésie n’a que peu d’effets indésirables et les animaux sont surveillés pendant toute la procédure. Pendant l'ovariectomie, les risques d’infection sont très faibles. Les instruments utilisés sont stériles et à usage unique. La chirurgie pouvant induire de la douleur post-opératoire de quelques jours, l’animal est isolé dans un aquarium et surveillé quotidiennement, y compris le week-end, pour s’assurer de son bien-être et de sa bonne cicatrisation pendant 14 jorus. Si l’animal montre des signes de souffrance (difficultés à nager ou à manger, comportement d’évitement) ou une mauvaise cicatrisation (nécrose, gonflement, hyperinflammation), il sera mis à mort.

Devenir

Les animaux sont mis à mort une fois que la totalité des ovaires est prélevée.

Remplacement

Notre équipe de recherche fondamentale étudie la méiose de l’ovocyte de vertébré en utilisant comme modèle expérimental, Xenopus laevis. Cette étude est élargie à celle plus générale des mécanismes de contrôle du cycle cellulaire des eucaryotes. Notre matériel de base est donc l’ovocyte. Chez les vertébrés, les ovocytes reprennent la méiose au moment de l’ovulation et se divisent dans le tractus génital de la femelle, ce qui les rend difficile d'accès. Enfin, aucune cellule ne se différencie en ovocyte in vitro. Nous sommes donc amenés à prélever et à cultiver in vitro des ovocytes de Xénope de la prophase à la métaphase II pour étudier les différents stades de la méiose femelle. L’animal ne peut donc pas être remplacé dans le cadre de notre projet et requière l’utilisation d’animaux vivants.

Réduction

Dans le respect de la règle des 3Rs et afin de réduire le nombre d’animaux utilisés, l'ovariectomie partielle (laparotomie) est planifiée chaque semaine et coordonnée avec l’ensemble des membres de l’équipe. Une veille bibliographique hebdomadaire est également conduite pour ne pas reproduire des expériences déjà réalisées. Les femelles Xénope peuvent être opérées plusieurs fois en respectant une phase de repos de 6 mois entre chaque chirurgie pour que l'ovaire renouvelle son stock d’ovocytes bloqués en prophase, et cela pendant plusieurs années. Cela permet de réduire le nombre d'animaux utilisés. Le nombre d’animaux a été réduit au minimum nécessaire pour atteindre les objectifs du projet et un total de 92 animaux sera utilisé sur 5 ans.

Raffinement

A leur arrivée, les animaux sont acclimatés à leur nouvel environnement pendant 2 semaines. Les femelles sont surveillées tous les jours, week-end inclus, et sont maintenues dans des conditions d'hébergement parfaitement adaptées à leur bien-être (cycles jour/nuit de 12h, 19°C, eau déchlorée, filtrée et renouvelée en totalité deux fois par semaine). Leur milieu est enrichi dans les aquariums par la présence de nénuphars en plastique et de gouttières de PVC de taille différente et adaptées à la taille des animaux, ce qui leur permet de s'isoler et de se cacher. La procédure expérimentale se déroule sous anesthésie générale et l’euthanasie. elles sont pratiquées au sein de l’animalerie dans une pièce dédiée à l'expérimentation afin de ne pas stresser les animaux hébergés. L'état de santé des animaux est surveillé pour intervenir dès le moindre signe de souffrance. Une grille de score et l'utilisation de points limites adaptés (mauvaix état de la peau, desquamation, amaigrissement excessif, défauts de nage, blessure) sont prévus afin de prendre en compte d'éventuels effets inattendus et de décider de la mise à mort de l'animal.

Choix des espèces

L’ovocyte de Xénope est un modèle employé depuis des décennies pour analyser les mécanismes biochimiques qui régulent le cycle cellulaire et la division. Chaque ovaire contient des milliers d’ovocytes. Les ovocytes collectés sont de très grande taille (1.2 mm de diamètre) et sont manipulés individuellement pour réaliser des expériences de gain et de perte de fonction par micro-injection. Ils sont très riches en protéines pour des approches de biochimie sur cellule unique ou large échelle. Ce modèle est donc particulièrement adapté à notre thématique de recherche. De plus, les résultats ne peuvent être obtenus qu’à partir d’ovocytes bloqués en prophase qui sont localisés dans l'ovaire. Seules les femelles adultes ayant atteint leur maturité sexuelle (2 ans) sont utilisées afin d’obtenir les ovocytes bloqués en prophase de stade VI, seuls capables de réaliser la méiose femelle in vitro.

1 310 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des femelles gestantes reçoivent chaque matin pendant six jours une injection d'alcool, et le cerveau de leur descendance est examiné par imagerie sous anesthésie sans analgésie, à trois semaines puis à six mois, avant la mort pour prélèvement du cerveau. Le porteur décrit un stress modéré et passager chez les mères et reconnaît que les nuisances fines chez les petits ne sont pas connues. Il vise à comprendre les effets de l'alcoolisation fœtale et affirme qu'un cerveau entier et en fonctionnement ne se reproduit ni in vitro ni in silico.

Objectifs

L'exposition prénatale à l'alcool (éthanol-EtOH) peut modifier les trajectoires de développement du cerveau et des déficits cognitifs, de la mémoire et du comportement. Ces symptômes induits par la consommation d'alcool de la mère pendant la grossesse sont regroupés sous le terme de troubles du spectre de l'alcoolisation fœtale (TSAF). Les TSAF sont la principale cause de retard mental non génétique dans le monde occidental. En France, 7 000 à 10 000 enfants naissent chaque année avec un TSAF, repésentant un coût sociétal estimé à 10 milliards d'euros par an. Bien que des efforts considérables aient été faits pour mieux comprendre les effets de l'exposition à l'alcool sur le développement, des questions restent en suspens. Ce projet à pour objectif de mieux comprendre les effets de l'alcool sur le développement et le fonctionnement du cerveau.

Bénéfices attendus

En comprenant mieux les effets de l'alcool sur le développement du cerveau, ce projet pourriat permettre d'envisager des traitements à plus long terme chez les enfants souffrants de troubles du spectre de l'alcoolisation fœtale .

Procédures

L'alcoolisation des mères gestantes est réalisé en fin de gestation. Pratiquement, une injection sous cutanée d'éthanol ou de solution saline (contrôle) est administrée chaque matin à des femelles gestantes pendant 6 jours de suite. Celle-ci est réalisée sous la peau dans la base du cou durant une seconde, chez des animaux vigiles. la durée de l'acte est de moins d'une minute. Le volume d’alcool injecté est quotidiennement calculé selon le poids de chaque souris gestante. Afin de mieux comprendre l'impact de l'alcool sur les développement et la physiologie du cerveau, le cerveau des souriceaux issues des mères alcoolisées sont étudiés, sous anesthésie, par une technique d'imagerie biomédicale non invasive d'une durée de 1H30 maximum. Nous ne pouvons pas réaliser l'injection d'une molécule d’analgésie car cela interfère avec les paramètres d’imagerie. Cette procédure d'imagerie est réalisée qu'une seule fois aux stades P21 et 6 mois.

Impact sur les animaux

L'injection d'alcool chez les mères par une simple piqure provoque un stress modéré et passager. Les effets de l'acool sont égalements passsagers et ne durent qu'une dizaine de minutes. L'etude du cerveau par imagerie biomédicale chez les souriceaux et réalisé sous anesthésie générale et n'induit donc aucun effet indésirable chez les animaux. Concernant les souriceaux issus de mères alcoolisées, aucun effet indésirable (stress, perte de poids, alimentation) n'est percevable ou mesurable. Aux doses utilisées, les nuisances subtiles ne sont pas connues. C’est au niveau du cerveau que nous nous attendons éventuellement à des modifications très fines qui pourraient être révélées par imagerie.

Devenir

Pour l'ensemble des analyses, tous les animaux seront euthanasiés par des procédures adéquates et réalisées par du personnel compétent. Les prélèvements de cerveaux, réalisés après euthanasie des souris, permettront d'étudier de manière approfondie plusieurs mécanismes physiologiques qui sont importants pour le développement du cerveau. L'ensemble des études permettra de mieux comprendre les effets de l'alcoolisation sur la physiologie cérébale de la descendance et de trouver des pistes thérapeutiques pour la protection du cerveau en développement suite à l'alcoolisation maternelle.

Remplacement

Notre étude s’intéresse à des caractéristiques du cerveau en activité, entier et fonctionnel, qu’il est par conséquent impossible de reproduire ex vivo (i.e., en-dehors de l'organisme), in vitro (i.e., en milieu artificiel) ou in silico (i.e., par des modèles informatiques).

Réduction

Nous avons réduit le nombre de souris utilisées au minimum nécessaire et suffisant pour valider scientifiquement notre étude du point de vue de l’analyse statistique

Raffinement

Les mères et les souriceaux sont hébergés dans des cages enrichies en essuie-tout pour qu’elles puissent y faire leur nid. Une surveillance visuelle quotidienne et un suivi clinique (3 fois par semaine) seront réalisés dans le calme pour limiter au maximum le stress des animaux. Pendant les protocoles nécessaires pour étudier le cerveau, les animaux seront anesthésiés et surveillés. Nous ne pouvons pas réaliser l'injection d'une molécule d’analgésie car cela interfère avec les paramètres d’imagerie. Les animaux sont suivis avec une grille d'évaluation du score clinique. Des points limites prédictifs bien définis permettent d'éviter toute souffrance animale. Si l’un de ces points limites est atteint, les animaux concernés seront euthanasiés selon les méthodes réglementaires.

Choix des espèces

Le modèle souris est modèle de choix pour ces études car il possède beaucoup de caratéristiques communes avec le développement humain. Le cerveau des souris présente également de nombreuses caratéristiques communes avec la physiologie du cerveau humain. Les stades de développement choisis dans cette étude chez la souris à E17/E19 correspondent au stade gestationnel de 20 semaines chez l'humain, à P0 au stade gestationnel de 23 semaines chez l'humain, à P21 à l'âge de 15 ans chez l'humain et à P180 à l'âge de 35 ans chez l'homme. L'étude de l'exposition périnatale à l'alcool sur l'animal nouveau-né et au cours du développement cérébral jusqu'à l'âge adulte est nécessaire pour optimiser la recherche de nouveaux outils thérapeutiques. Les âges de développement choisis dans cette étude chez la souris correspondent à différents stades de développement chez l'homme (foetus, adolescent, adulte).

12 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. On leur crée des plaies dans le dos pour y implanter sous la peau quatre échantillons d'une matrice d'œsophage d'origine porcine, avant de les tuer à sept ou vingt-huit jours pour analyser la réaction des tissus. Le porteur décrit une chirurgie de quinze à vingt minutes avec traitement antidouleur et des démangeaisons possibles à la plaie. Il teste la tolérance d'un futur substitut d'œsophage et affirme que la réaction immunitaire ne s'apprécie que sur un être vivant.

Objectifs

Les chirurgies pour la reconstruction de l’œsophage suite à l’ablation de l’organe chez des patients atteints de pathologies ou victimes de traumatisme sont reconnues unanimement comme très insatisfaisantes par la communauté médicale. En effet, les complications post-opératoires sont nombreuses. C’est pourquoi, le développement d’une matrice biologique œsophagienne présente de nombreux avantages afin de répondre aux besoins cliniques actuels. La disponibilité des greffons œsophagiens humains étant limitée, le porcin est le modèle animal choisi afin de développer notre matrice. Avant son implantation chez l’homme, cette matrice biologique œsophagienne doit être testée pour vérifier sa capacité à s’intégrer sans être rejetée et sans dégrader son environnement. Ces données doivent être étayées par des données scientifiques qui ne peuvent pas être obtenues in-vitro, c’est-à-dire en dehors de l’organisme vivant. C’est pourquoi, il est nécessaire d’exposer la matrice à un mammifère vivant afin d’évaluer son acceptation dans un environnement physiologique. Il sera possible d’évaluer ces critères selon des méthodes ex-vivo en laboratoires, permettant d’étudier la structure des tissus d’un point de vue microscopique. L’objectif principal de cette étude est de tester l’hypothèse selon laquelle une matrice œsophagienne décellularisée engendre une réaction inflammatoire compatible avec son environnement physiologique.

Bénéfices attendus

Ce projet doit permettre de montrer que l’utilisation d’une matrice biologique en tant que substitut d’œsophage est acceptable en termes de tolérance en regard de la thérapie actuelle, lourde et source de complications post-opératoires, ayant pour conséquence une mauvaise qualité de vie pour les patients.

Procédures

Les animaux seront soumis à la procédure chirurgicale suivante : - création des plaies cutanées au niveau de la zone dorsale - implantation des matériaux en sous-cutané. Les animaux recevront un nombre de 4 échantillons, espacés de minimum 1 cm, selon les recommandations de la norme ISO 10993-6. Cette norme spécifie les méthodes d'essai pour l'évaluation des effets locaux après une implantation de biomatériaux destinés à être utilisés dans des dispositifs médicaux - fermeture des plaies. Le temps de chirurgie est estimé à 15-20mn par animal. A cela, ajouter le temps d’anesthésie et de réveil de l’animal (ce temps est variable selon les individus). Pour gérer une éventuelle douleur, nous utiliserons un dérivé morphinique, la buprénorphine durant les 48 heures après l’opération. Le groupe 1 sera euthanasié après 7 jours d’implantation, et le groupe 2 sera euthanasié après 28 jours.

Impact sur les animaux

L’expérimentation implique la réalisation de la plaie , la pose de la matrice dans la poche, refermée avec une suture. La réaction à la chirurgie pourra provoquer des démangeaisons au niveau de la plaie cutanée.

Devenir

A l’issue de la procédure, les animaux sont réveillés et suivis cliniquement. Les animaux sont euthanasiés à 7 jours (Groupe 1) et 28 jours (Groupe 2) pour explanter la peau en vue des analyses de la réaction inflammatoire et de la cicatrisation.

Remplacement

Des tests in-vitro, c’est-à-dire en dehors de l’organisme vivant, ont été réalisés préalablement sur les matrices biologiques d’origine porcine, selon la norme ISO 10993-5 concernant l’évaluation biologique des dispositifs médicaux. Néanmoins, en raison des interactions complexes entre l'hôte et la matrice, ces systèmes ne peuvent pas reproduire de façon fidèle les conditions d’intégration ou de rejet de la matrice. La confirmation de la bonne intégration de la matrice étant indispensable avant son implantation chez l’homme, il est donc nécessaire de disposer de modèles animaux pour évaluer la réaction immunitaire qui ne peut être appréciée que sur l’être vivant, disposant d’un système immunitaire compétent Cette évaluation est faite sur des échantillons biologiques extraits de l’animal, après sa mise à mort.

Réduction

Cette étude comportera 12 rats (dont 2 en cas de mort prématurée lors du déroulé de l’étude) répartis en 2 groupes, G1 (7 jours d’implantation) et G2 (28 jours d’implantation). Chaque rat recevra 4 échantillons, ce qui fera n=12 échantillons/temps pour chaque condition selon les recommandations de la norme ISO 10993-6. En effet, la norme précise l’utilisation d’au moins trois animaux pour chaque matrice et suffisamment de sites pour obtenir un total de 10 échantillons d'essai et de 10 échantillons de contrôle pour chaque matrice et chaque période d'implantation. Le nombre de rats fixé comprend des animaux supplémentaires dans le but de conserver un nombre d’animaux et d’échantillons suffisant à l’issue du protocole, dans le cas d’éventuelles complications. Cela permettra à l'étude de s'aligner sur l'approche 3R (replace, reduce, refine) de l'expérimentation animale, réduisant ainsi le nombre d'animaux et le nombre de procédures d'expérimentation animale, en tenant compte de la recommandation ISO 10993-6.

Raffinement

- Un personnel qualifié sera mobilisé autour des animaux avant, après et pendant les interventions. Le chirurgien est chevronné. - Tous les individus seront acclimatés à leur environnement 7 jours avant l’intervention. Cela permet de réduire le stress des animaux le jour de l’implantation. - Les conditions expérimentales ne provoquent pas de contraintes pouvant affecter le bien-être des animaux : pas de diminution de la qualité de l’environnement de l’animal, pas de diminution de la socialisation, accès normal à l’eau et à l’aliment et respect des comportements normaux. - L’hébergement est réalisé en cages ventilées. Ces cages sont stérilisées. L’environnement de l’animal est adapté. S’il y a nécessité d’isoler les animaux, ce que nous éviterons au maximum, l’environnement des animaux sera enrichi (maison). - Pendant l'opération, les cages seront amenées les unes après les autres dans la salle de chirurgie qui est séparée de la zone d'hébergement des animaux afin d'éviter toute source de stress par contact visuel, olfactif et sonore des animaux opérés et des animaux à opérer. - Des protocoles précis de prémédications permettant la diminution de la douleur, l’anesthésie de l’animal et de sa mise à mort sont mis en place. Un traitement anti-douleur avant, pendant et après l’opération est mise en place à l’aide d’une injection de buprénorphine sous la peau de l’animal. - Pour gérer une éventuelle douleur, nous utiliserons un dérivé morphinique en sous cutané, durant les 48 heures après l’opération.

Choix des espèces

Cette étude ne peut en effet être réalisée directement chez le patient mais permet d’évaluer la capacité de l’étude à être transposable à une implantation chez l’homme car elle est réalisée chez le mammifère. L’utilisation du rat permet de répondre à un certain nombre de questions et d’être prédictif des résultats chez l’homme En effet, le modèle animal cherche à répliquer l’environnement biologique ainsi que la réponse biologique. Les réactions immunitaires et inflammatoires du rat sont similaires et transposables à l’homme. Ces données sont validées dans la littérature faisant du rat l’espèce de choix pour cette étude. Les rats seront âgés de 10 semaines et pèseront environ 250gr. Tous les rats auront le même âge pour une meilleure comparaison des résultats mais également pour que la taille de la plaie soit proportionnelle à la taille des rats. Des rats âgés de 10 semaines sont choisis afin qu'ils aient atteint une taille adulte pour diminuer les risques à la suite de l’anesthésie et pour faciliter l'intervention chirurgicale. De plus, le stade de développement devra permettre une cicatrisation optimale grâce à la qualité des tissus.