Oncologie

Déjà présents dans les installations du laboratoire, 20 poissons Astyanax mexicanus adultes, dix mâles et dix femelles, vont être génotypés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Sous anesthésie, un morceau de nageoire caudale leur est prélevé et un marquage à l'élastomère leur est posé, avec un isolement de moins de 24 heures. Aucun n'est tué : les vingt sont élevés et reproduits pour constituer des lignées avec et sans le chromosome surnuméraire qui semble déterminer le sexe. Le porteur affirme que ce chromosome est trop propre à l'espèce pour être étudié chez le poisson zèbre et que la culture cellulaire ne rendrait pas compte des stades de développement.

Objectifs

La détermination du sexe reste une question centrale en biologie, et les poissons sont des modèles particulièrement intéressant dans ce contexte, en raison de la grande diversité de leurs mécanismes de détermination du sexe, souvent liés à des changements de leurs chromosomes sexuels. Les chromosomes B, sont des chromosomes surnuméraires et accessoires qui peuvent être impliqués dans divers processus biologiques dont la détermination du sexe. Chez la population d’Astyanax mexicanus de de surface, il existe un chromosome B qui contient un gène majeur déterminant du sexe. Cependant on a observé des mâles avec et sans chromosome B ains que de rares femelles avec un chromosome B. L'objectif de cette partie du projet est d'effectuer un génotypage des animaux présents dans nos installations afin de réaliser des lignées spécifiques pour comprendre le rôle de ce chromosome dans le déterminisme sexuel de cette espèce.

Bénéfices attendus

La création de ces lignées permet d'avoir des poissons modèles pour étudier le rôle te les mécanismes de transmission des chromosomes B.

Procédures

Nous prélèverons un morceau de nageoire caudale et marquerons à l'élastomère sous anesthésie sur 20 poissons géniteurs.

Impact sur les animaux

Les procédures de biospsie, de marquage et d’isolement (

Devenir

Les 20 animaux génotypés seront élevés et reproduits pour générer les lignées souhaitées.

Remplacement

La présence du chromosome B est très espèce spécifique et ne peut être étudié sur des poissons modèles type zebra fish. De plus le système de déterminisme du sexe chez les poissons par un chromosome B met en jeu des mécanismes complexes et encore inconnus. L’étude de ces systèmes en modèle in vitro par culture cellulaire ne prendrait pas en compte l’interaction des différents types cellulaires ni les différents stades de développement lors de la maturation et n’est pas pertinent dans le cadre de notre étude.

Réduction

Sur 20 animaux qui seront génotypés nous avons 10 mâles et 10 femelles ce qui constitue le minimum pour réaliser une fécondation et pour avoir les génotypes attendus.

Raffinement

Les animaux sont élevés dans les conditions optimales de l’espèce (température, photopériode, qualité d’eau, densité). Les enrichissements faits de plantes artificielles seront aussi installés dans les aquariums. Les manipulations des animaux comme la manipulation pour la biopsie de la nageoire, le marquage ou la mise en balnéation seront réalisées par du personnel compétant, sous anesthésie et le plus rapidement pour limiter le stress dû à la préhension. Le comportement des animaux sera observé quotidiennement par des zootechniciens en suivant la grille Bien Être Animal qui permet de déterminer les points limites qui mèneraient à l’arrêt de l’expérimentation.

Choix des espèces

Les espèces et populations de poissons du groupe Astyanax seront utilisées comme espèces modèles dans cette étude du fait que les mâles possèdent un chromosome B qui, d’après des études préliminaires, semblent liées au sexe. De plus les Astyanax possèdent des qualités de poisson modèle (génome entièrement séquencé, petite taille, temps de génération réduit (maturation à 6 mois), reproduction toutes les 2 semaines, fécondation in vitro possible). Les 20 poissons de cette procédure seront utilisés à l'âge adulte et à maturité sexuelle pour réaliser des reproductions.

Pour valider un substitut de peau fabriqué avec des cellules modifiées afin d'échapper au rejet, 140 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal est anesthésié, un morceau de peau du dos lui est retiré et le substitut greffé, pour une chirurgie d'environ quinze minutes. Le porteur indique que l'opération peut provoquer une douleur et une perte de poids pendant trois à quatre jours, et que l'isolement en cage individuelle quatre jours avant l'expérience induit un stress. Toutes sont tuées pour prélever la peau en cours de cicatrisation, les observations visuelles de la plaie ne suffisant pas, selon lui, à conclure sur l'efficacité du substitut.

Objectifs

En raison de sa fonction protectrice, la peau est un organe indispensable à la survie de l’organisme. Lors d’agressions importantes, telles qu’une brûlure du troisième degré, la peau n’est plus capable de cicatriser spontanément et induit un déséquilibre parfois mortel. La prise en charge des victimes de brûlures sévères se base aujourd’hui sur l’utilisation de substituts cutanés préparés avec les cellules du patient. Cependant, la disponibilité limitée de cellules saines du patient et le long procédé de fabrication peut mettre en jeu la vie du patient. Une des solutions envisagée pour pallier au problème de disponibilité de cellules saines et limiter les temps d’attente est d’utiliser les cellules d’une autre personne saine. La contrainte alors rencontrée est le phénomène de rejet. Pour contrer cela, il est possible d’utiliser les propriétés de tolérance immunitaire d’une molécule centrale dans la protection du foetus contre le rejet par le système immunitaire maternel. En se basant sur cette stratégie, nous avons développé une méthode permettant de modifier des cellules de peau de manière à permettre une production contrôlable de cette molécule. L’objectif de ce projet est maintenant de valider la capacité de notre substitut cutané immunotoléré, préparé dans des conditions correspondant aux exigences réglementaires d’un médicament, à reformer une peau fonctionnelle après greffe.

Bénéfices attendus

Ce projet va permettre de sélectionner un milieu de culture chimiquement défini répondant aux exigences règlementaires d’un médicament et de valider la capacité du substitut immunotoléré à favoriser d’une bonne prise de greffe, la maturation de la peau et son auto-renouvèlement. Cette étape permettra une avancée significative vers la conception de nouveaux substituts cutanés immunotolérés pouvant servir de bio-pansements lors de greffes de peaux chez l’Homme (ex : grands brulés). En d’autre terme, ce projet a pour objectifs, à court et moyen termes de sélectionner les conditions optimales de culture de substituts cutanés universels pour, à plus long terme, développer le traitement des grands brulés en proposant un accès plus rapide et universel à des greffons tissulaires pour des patients chez qui l’autogreffe est limitée voire même impossible.

Procédures

Les animaux, sous anesthésie générale, seront soumis à l’enlèvement d’un morceau de peau et une greffe d’un substitut cutanée sur le dos pour une durée moyenne de chirurgie de 15 minutes par souris.

Impact sur les animaux

La nécessité d’isoler les animaux le temps de la procédure et la greffe d’un substitut de peau peuvent induire un stress. L’anesthésie peut provoquer chez les animaux une légère baisse d’activité au réveil pendant une ½ journée. La chirurgie peut provoquer une douleur et une légère perte de poids pendant 3 à 4 jours.

Devenir

L'euthanasie de tous les animaux inclus dans l’étude est nécessaire pour prélever la peau en cours de cicatrisation et réaliser les analyses qui viendront compléter les observations visuelles de la plaie et permettre de conclure à l’efficacité du substitut cutanée. .

Remplacement

Malgré l’existence de modèles d’études de réparation cutanée impliquant des cultures de cellules et des reconstructions de substituts cutanés en 3D, les mécanismes physiopathologiques mis en jeu lors d’une greffe, de sa maturation et des processus de cicatrisation ne peuvent être répliqués en laboratoire. Par exemple, les modèles de cicatrisation ex vivo qui reproduisent plus fidèlement l’environnement structurel et moléculaire de la peau sont eux limités par l’absence de mécanismes de coagulation, d’inflammation et de réponse métabolique. Le remplacement par des modèles in vitro ou ex vivo n’est ainsi pas possible ici car seul un modèle animal permet de rendre compte de la complexité de la réparation tissulaire, notamment des effets physiopathologiques de la possible réponse inflammatoire à la suite d’une xenogreffe, permettant ainsi d’atteindre les objectifs du projet.

Réduction

Pour limiter le nombre d’animaux utilisés, des premières études in vitro de culture cellulaire 2D et 3D ont été effectuées pour valider la non toxicité et la fonctionnalité biologique de la peau greffée préparée dans différents milieux de culture. Des tests statistiques prédictifs du nombre nécessaire d’animaux pour atteindre une différence significative ont été utilisés pour chaque procédure. Des calculs de puissance préalables ont été effectués pour prédéterminer la taille de l'échantillon à l'aide d'un logiciel en accès libre et sur la base d'expériences antérieures avec des modèles de cicatrisation similaires.

Raffinement

Tout le long du projet, les animaux auront un accès sans restriction à la nourriture et à la boisson. Pour réduire au maximum le stress lié à l’isolement et que ce dernier n’influence pas les résultats de l’étude, les souris seront acclimatées 3 jours à l’environnement de l’animalerie puis hébergées dans des cages séparées 4 jours avant le début de l’expérimentation, en mélangeant une petite poignée de la litière précédente à la nouvelle litière lors du nettoyage des cages. Pour réduire au maximum le stress lié à l’isolement et que ce dernier n’influence pas les résultats de l’étude, les souris seront acclimatées 3 jours à l’environnement de l’animalerie puis hébergées dans des cages séparées 4 jours avant le début de l’expérimentation dans des cages en conditions standard d’animalerie, avec un accès sans restriction à la nourriture et à la boisson. Le choix de la durée d’adaptation et d’isolement des souris est justifié par l’étude de la réaction immunitaire au greffon. Ainsi, la production de cytokines due au stress pourrait interférer avec notre étude, c’est pourquoi les souris doivent être adaptées à leur environnement afin de ne pas créer de biais supplémentaire. Par ailleurs, la durée d’adaptation a été réduite au maximum afin que la totalité de l’étude dure 21 jours. Le bien-être des animaux sera assuré par l’utilisation de moyens d’enrichissement du milieu de vie des animaux, par une visite quotidienne et un suivi analgésique avant, pendant et après les chirurgies. Une analgésie multimodale sera attribuée aux animaux associant du paracétamol quotidiennement (dans l’eau de boisson) pour une durée minimale de sept jours post-chirurgie (puis en fonction du comportement de l’animal) et un anti douleur en injection, 2 fois par jour pendant les 3 premiers jours après la chirurgie (puis en fonction du comportement de l’animal). Pour pallier l’éventuelle perte de poids, des gelées enrichies sont données aux animaux quotidiennement. Une grille de suivi des animaux est mise en place et des points limites ont été définis afin de réduire la souffrance animale. L’ensemble des effets indésirables sont pris en compte lors d’examens cliniques journaliers des animaux permettant la mise en place de traitements ou le cas échéants la mise à mort des animaux si les points limites sont atteints.

Choix des espèces

Nous avons choisi l’espèce souris car c’est un modèle largement décrit dans la littérature en ce qui concerne l’excision cutanée et l’évaluation de la greffe et la cicatrisation. De plus, la manipulation de cette espèce et de cette technique de chirurgie sont bien maîtrisées au sein du laboratoire. De plus, ce choix vise à standardiser ce modèle de greffe cutanée au sein du consortium expérimental du programme sur différents sites. Les souris seront utilisées au stade du jeune adulte (8 semaines). Un compromis a été effectué pour utiliser des souris à un stade du développement suffisamment avancé pour s’affranchir du cycle de croissance des souris (pouvant entrer en jeu dans les processus de greffe et de cicatrisation) mais suffisamment jeunes pour s’affranchir des processus de vieillissement de la souris.

Sept prélèvements sanguins sur animal vigile, des injections dans l'orbite de l'œil et 72 heures d'isolement dans une cage métabolique de 500 cm2 : 2 184 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Elles sont soumises à des régimes hypercaloriques ou déficients en méthionine et en choline pour provoquer une maladie du foie, avec des jeûnes de 8 à 16 heures et des tests de tolérance au glucose. L'objectif déclaré est de comprendre comment les plaquettes sanguines régulent l'installation des maladies hépatiques métaboliques, les retombées thérapeutiques restant énoncées au futur. Le résumé annonce "plusieurs injections successives par souris" sans nommer les substances injectées ni en donner le nombre, et qualifie les perturbations du métabolisme hépatique de "non dommageable pour la souris".

Objectifs

Les maladies hépatiques métaboliques sont des conséquences hépatiques du syndrome métabolique. Elles peuvent rester asymptomatiques mais aussi évoluer vers une cirrhose et un cancer du foie avec un taux de survie de 10% sur 5 ans.Les maladies hépatiques métaboliques représentent un problème majeur de santé publique à l’échelon mondial. L'organisation mondiale de la santé les catégorise actuellement comme la cause numéro une des maladies hépatiques dans les pays occidentaux. Même si les maladies métaboliques hépatiques sont étroitement liées à l’obésité et au syndrome métabolique, les causes des maladies métaboliques hépatiques ne sont pas les mêmes chez tous les patients et demeurent actuellement en grande partie non élucidée, ce qui complique la prévention et la prise en charge de ces maladies. Comment les plaquettes sanguines et leur vésicules extra-cellulaires, acteurs clés du maintien de l’intégrité vasculaire, peuvent réguler l’installation des maladies métaboliques hépatiques est une question très intéressante et novatrice et aborde un problème médical important sous un angle à la fois moléculaire et de physiopathologie intégrée. Le projet se déroule dans deux Établissements Utilisateurs.

Bénéfices attendus

Ces résultats devraient permettre de mieux appréhender le rôle et l’impact des plaquettes dans les maladies métaboliques hépatiques et ses conséquences. Ces résultats apporteront donc des informations à la fois fondamentales dans la connaissance de la physiopathologie hépatique et aideront à évaluer l’intérêt thérapeutique de cibler les plaquettes pour prévenir les maladies métaboliques du foie.

Procédures

La souris sera soumise à différents régimes alimentaires (hypercalorique et/ou déficients en méthionine ou/et choline) (réalisé dans l'Etablissement Utilisateur (EU) 1/2). La souris sera mise à jeun (8h ou 16h) pour les tests de tolérance (réalisé dans EU 1/2). La souris sera soumise à des procédures avec des injections sur souris vigiles ou anesthésiées (plusieurs injections successives par souris de quelques secondes) (réalisé dans EU 1/2). Sept prélèvements sanguins de 30 secondes sur souris vigile (réalisé dans EU1/2) et une prise de sang terminale sur la souris anesthésiée (d’une durée environ de 2 min) seront réalisées (réalisé dans EU1/2 ou 2/2 en fonction de l’expérimentation réalisée avec le sang et les organes prélevés). Pour l'évaluation du métabolisme in vivo, la souris sera isolée individuellement en cage métabolique d’une surface de 500cm2 sur une durée de 72h (réalisé dans EU 1/2). Pour l'évaluation de la structure et perméabilité des vaisseaux sanguin : une seule injection (injection d'une durée de quelques secondes) sera réalisée sur la souris anesthésiée suivie de la mise à mort de la souris 30 minutes après suite à une anesthésie générale et antalgie locale et une perfusion intra-cardiaque (EU 2/2).

Impact sur les animaux

La mise en régime hyperlipidique de la souris induit : une prise de poids pour la souris et des perturbations du métabolisme hépatique non dommageable pour la souris. Les actions suivantes vont induire un stress modéré et un inconfort des animaux : injections intra-orbitaire et intra-péritonéale (durée : 30 sec), mise en isolation de 72h pour les mesures de calorimétrie indirecte, test de tolérance (induction d’hyerglécemie et d’hypoglycémie et prise de sang) (durée 2h).

Devenir

La souris sera euthanasiée suite à un prélèvement sanguin terminal à la veine cave ou suite à l’isolement dans les cages métaboliques de 72h qui ne permettra pas de réaliser en suivant d’autres mesures métaboliques.

Remplacement

Les effets pléiotropes dans un contexte d’hémostase et thrombose et de maladies métaboliques hépatiques font intervenir des fonctions et types cellulaires multiples dans l’organisme non modélisables à ce jour par des approches in vitro. Le recours à l’expérimentation animale est donc l’unique approche permettant de comprendre les impacts physiopathologiques dans un contexte intégré.

Réduction

Plusieurs résultats seront obtenus avec un seul animal. Nous limiterons aux seules expériences considérées comme absolument indispensables. Nous utiliserons 6 à 8 animaux par groupe en fonction de la procédure (nombre minimum nécessaire déjà défini par des expériences déjà réalisées au laboratoire). Ce nombre a été estimé en fonction des tests statistiques qui seront utilisés. Les paramètres évalués seront analysés par une analyse de variance.

Raffinement

Le suivi des souris sera réalisé 2 fois par jour par les zootechniciens et l’expérimentateur et un calcul de score général sera réalisé. En fonction du score général, une surveillance accrue est nécessaire. De l’aliment hydraté sera mis à disposition dans la cage. Du papier sopalin, du carton et/ou des cubes de bois seront rajoutés dans la cage. Des soins/désinfections seront prodigués à la souris. La souris peut être aussi momentanément séparée de ces congénères. Si l'animal atteint le point limite : mise à mort par l’expérimentateur ou par le service de zootechnie. Toutes les procédures invasives utilisent des analgésiques généraux ou locaux. Certains animaux seront transportés à pied selon un tracé bien défini de 5 minutes dans leur cage d’origine placée dans des sacs isotherme de transports à raison de 2 cages par sac de transport. Ceci permet de réduire le stress des animaux car dans l’obscurité et à une température contrôlée. Tout animal faible ou malade ne sera pas transporté et mis à mort avant transport par dislocation cervicale. Les animaux sont ensuite placés dans la salle d’expérimentaion pour une acclimation de 2 h avant l’expérimentation.

Choix des espèces

Nous utilisons des modèles murins car nous disposons de modèles de souris génétiquement modifiées ainsi que d'outils pharmacologiques commercialement disponibles et couramment utilisés pour modifier le compte plaquettaire chez la souris. Les modèles de drosophiles ou de poissons zèbres ne sont pas utilisables dans le contexte de ce projet de recherche car les plaquettes sanguines sont phénotypiquement et mecanistiquement très différentes de celles de l'Homme, ce qui n'est pas le cas chez les rongeurs. Nous utiliserons des souris de 10 à 12 semaines (âge adulte, système cardiovasculaire et métabolique mature).

Enfermées quatre jours dans des cages de 330 cm² sans possibilité de se suspendre, des souris reçoivent des chimiothérapies utilisées contre le cancer du sein, par injections espacées d'une à trois semaines. 320 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour prélèvements de tissus, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles passent des tests de force et de fonction musculaire ainsi que des tests d'effort maximal de dix à vingt minutes, avant et après le traitement. Le porteur décrit la réduction de l'espace comme une "altération mineure du bien-être animal" à "faible nuisance physiologique", alors que le projet l'organise pour aggraver la fonte musculaire provoquée par la chimiothérapie.

Objectifs

La chimiothérapie utilisée pour traiter le cancer du sein précoce entraîne de nombreux effets secondaires sur le muscle squelettique, affectant à la fois sa quantité et sa qualité. Les patientes traitées présentent diverses altérations musculaires, comme une atrophie, qui contribuent à la diminution des capacités fonctionnelles. Ces altérations, observées après un traitement par chimiothérapie, varient en fonction de la molécule utilisée. Par ailleurs, la réduction de l’activité physique, fréquemment observée chez les patientes, aggrave probablement ces altérations musculaires. En effet, la diminution des contraintes mécaniques et métaboliques exercées sur les muscles entraîne des effets similaires à ceux induits par la chimiothérapie. L'interaction entre ces deux facteurs reste difficile à dissocier chez la patiente, ce qui justifie l’utilisation d’un modèle animal. À l'inverse, l’exercice, qui augmente les stimuli mécaniques et métaboliques, pourrait prévenir ces altérations, bien que ces bénéfices n’aient été observés que chez des sujets sains avec des preuves scientifiques robustes. Cependant, les effets aigus, chroniques et différés de l'exercice dans le contexte de l'atrophie musculaire induite par la chimiothérapie demeurent largement méconnus. Ce projet a pour objectif d'étudier, dans un modèle murin, l'impact de la modulation de l’activité physique sur l’atrophie musculaire induite par la chimiothérapie. L’étude 1 caractérisera les effets combinés de la réduction de l’activité physique et des chimiothérapies sur les altérations musculaires, tandis que l’étude 2 explorera les effets aigus, chroniques et différés de l’exercice sur ces altérations. MODIFICATION : PLUS PRECISEMENT, LE TURNOVER PROTEIQUE, QUI COMPREND LA SYNTHESE ET LA DEGRADATION PROTEIQUE), SERONT ETUDIES AFIN D’AVOIR DE COMPRENDRE LES MECANISMES QUI REGULENT LA MASSE MUSCULAIRE.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus de ce projet sont multiples au niveau fondamental et au niveau de l’application clinique possible. Tout d’abord, la caractérisation de l’interaction entre la réduction du niveau d’activité physique et la chimiothérapie sur les altérations musculaires permettra de proposer un modèle murin plus proche de la réalité clinique. En effet, étant donné que les patientes atteintes d’un cancer du sein ont une réduction de leur niveau d’activité physique après l’administration de chimiothérapie, il est probable que cette réduction, induite dans le modèle murin, exacerbe les effets de la chimiothérapie sur le tissu musculaire. D’autre part, l’étude des effets aigus, chroniques et différés de l’exercice permettra d’un point de vue fondamental de caractériser les voies de signalisation cellulaires sous-jacentes et d’un point de vue clinique d’adapter la prise en charge des patientes. En effet, nous pensons que de manière aigue, l’exercice pourrait prévenir une partie des altérations musculaires. Si nous montrons ces bénéfices, cela aboutira à une preuve de concept et un changement de prise en charge clinique. Il sera alors recommandé de pratiquer de l’exercice juste avant l’administration de chaque dose de chimiothérapie. Enfin, la caractérisation des effets différés de l’exercice et de la chimiothérapie permettra d’indiquer aux patientes si la pratique d’exercice spécifique doit se poursuivre au-delà du traitement.

Procédures

Dans le cadre de ce projet, nous allons administrer des traitements de chimiothérapies. Pour l'étude avec administration aigu : une injection sur animal vigile, d'une durée de quelques secondes, sera effectuée sur les animaux. Lorsque les chimiothérapies seront administrées par injection de manière chronique, celles-ci seront espacées de 1 à 3 semaines selon le type de molécule administrée. Pour répondre aux questions scientifiques, les souris de l’étude avec administration aigue seront placées dans des cages individuelles, tandis que celles du groupe "réduction d’activité" seront hébergées dans des cages de dimensions réduites (330 cm², sans possibilité de suspension). la durée de ce maintien cage individuelle avec ou non réduction de la surface au sol disponible sera de 4 jours. Deux tests de force et de fonction musculaire seront réalisés, pour une durée inférieure à 5 minutes. Ces tests seront effectués avant et 4 jours après l’administration de la chimiothérapie dans le cadre des expérimentations aiguës, ou avant et après l’ensemble du traitement par chimiothérapie pour les expérimentations chroniques et différées. Dans le cadre des expérimentations chroniques et différées, des tests d’effort maximaux seront réalisés, d’une durée de 10 à 20 minutes, avant et après l’ensemble du traitement par chimiothérapie. MODIFICATION : POUR L’ENSEMBLE DES EXPERIMENTATIONS, UNE INJECTION D'UNE MOLECULE PERMETTANT DE MESURER LES FLUX DE PROTEINES DE 1 A 2 SECONDES SERA REALISEE SUR ANIMAL VIGILE.

Impact sur les animaux

Dans le cadre de ce projet, l'administration des chimiothérapies entraîne une douleur légère à modérée au site d'injection, de courte durée MODIFICATION : ET PEUT ENTRAINER DES PERTES DE POIDS. La répétition des injections, bien qu’alternées entre les côtés injectés et espacées d’au minimum 1 semaine, pourrait induire une légère induration locale et un stress modéré lié à la contention, d’intensité croissante avec le nombre de manipulations. Les manipulations répétées pour les séances d’exercice et les évaluations (force, fonction musculaire et vitesse maximale à l'exercice) induisent un stress modéré, de durée variable selon la fréquence des manipulations. Dans l’étude 1, le placement des animaux dans des cages individuelles pendant une courte durée entraîne une altération mineure du bien-être animal, sans impact significatif sur l’anxiété ou les capacités cognitives. Le placement en cage individuelle sera limité à 4 jours, réduisant ainsi son impact potentiel. Pour le groupe de réduction d’activité, le placement dans des cages de dimensions réduites (330 cm² sans possibilité de suspension) entraîne une réduction des opportunités de mouvement, avec une faible nuisance physiologique et une intensité limitée sur le bien-être, en accord avec les études précédentes.

Devenir

A la fin des procédures, les animaux seront mis à mort afin de réaliser des prélèvements tissulaires post-mortem nécessaires aux analyses prévues.

Remplacement

Pour comprendre le rôle de la modulation du niveau d’activité physique dans le déconditionnement musculaire induit par la chimiothérapie, le recours à un organisme entier est nécessaire. En effet, il n’existe pas à ce jour un modèle in vitro permettant de réduire le niveau d’activité physique et les modèles d’électrostimulation utilisés pour mimer l’exercice sont incomplets. De plus, pour comprendre les aspects fonctionnels (force et fonction musculaire), le recours à un modèle in vivo est nécessaire.

Réduction

L'équipe de recherche bénéficie de l’expérience et de l’expertise nécessaire pour permettre la mise en place d’expérimentations de qualité avec un nombre de souris réduit au minimum mais suffisant pour les analyses statistiques. Pour rappel, l’étude 1 vise à caractériser la contribution de la réduction du niveau d’activité physique dans le déconditionnement musculaire induit par une administration de chimiothérapie. Pour calculer mathématiquement le nombre d'animaux par groupe, le critère de jugement principal sest basé sur le degré d’atrophie mesuré au niveau histologique par la surface de section des fibres musculaires encore appelé taille de l'effet. Sur la base de la littérature, la chimiothérapie peut en moyenne induire une atrophie de 17, 9%. Les résultats obtenus seront comparés grâce à des analyses statistiques adaptées permettant de mettre en évidence l'effet de la réduction d'activité physique sur l'atrophie induite par la chimiothérapie.

Raffinement

Les procédures expérimentales prévues dans ce projet sont maitrisées. Le bien-être des animaux sera constamment surveillé, et toute modification du comportement, telle que la manifestation de souffrance ou d'angoisse, sera immédiatement rapportée aux responsables de la structure du bien-être animal (SBEA) pour mettre en place les mesures correctives nécessaires. En cas de signes de douleurs, un avis au vétérinaire sera demandé.Avant le début des procédures, les animaux seront habitués aux conditions environnementales et manipulés pour les habituer aux expérimentateurs ainsi qu'à la contention nécessaire à la réalisation des injections. Pour enrichir l’environnement des souris, les cages seront équipées de matériaux et d'objets adaptés pour leur permettre de nidifier et ronger. Les souris seront maintenues en groupes sociaux et, pour une des études, individualisées uniquement lorsque cela sera nécessaire pour atteindre les objectifs et la durée du placement en cage individuelle sera de durée très limitée (4j). Nous observerons attentivement la locomotion des souris afin de détecter tout signe de boitement ou de difficulté à se déplacer, ce qui pourrait indiquer des effets secondaires inattendus de la chimiothérapie. En parallèle, nous évaluerons régulièrement l'aspect général des animaux, incluant leur posture, leur tonus musculaire, leur comportement dans la cage, l'état de leur pelage et leur poids corporel via des grilles de scoring pour lesquelles des mesures correctives ainsi que des points limites ont été définies pour interrompre les procédures et limiter la souffrance animale. Pour exemples, en cas de signes de faiblesse musculaire, affectant potentiellement leur capacité à s'alimenter ou à se mouvoir, nous fournirons de la nourriture en gel en complément de leur régime alimentaire standard. Une réhydratation sous-cutanée pourra également être mise en place.

Choix des espèces

L’utilisation de modèles cellulaires est impossible pour comprendre le rôle de la modulation du niveau d’activité dans le déconditionnement musculaire induit par la chimiothérapie. Nous avons choisi de travailler sur la souris, animal pour lequel nous disposons de tous les outils nécessaires pour mener à bien cette étude. La souris présente un intérêt particulier du fait de sa facilité de manipulation, mais aussi de la similarité avec l’Homme (99% d’identité de gènes avec l’Homme), tant au niveau histologique et cellulaire qu’au niveau du type de réponses aux traitements. L’objectif de ce projet est de comprendre le rôle de la modulation du niveau d’activité physique sur le déconditionnement musculaire induit par la chimiothérapie utilisée chez les patientes atteintes d’un cancer du sein. Ainsi, pour se rapprocher de la réalité clinique, nous travaillerons sur des souris adultes (8 mois post natal environ). En effet, dans nos études cliniques, aucune patiente n’était âgée de moins de 26 ans. Conformément aux équivalences entre âge souris/humain, une souris de 8 mois correspond à un humain d’âge moyen.

Réutilisées d'une procédure à la suivante à six mois d'intervalle, 200 xénopes vont être exploitées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, sans qu'aucune mise à mort ne soit déclarée à l'issue. Les femelles subissent des ovariectomies, répétées sur le même individu une fois les ovaires régénérés, ou jusqu'à trois injections d'hormone chorionique gonadotrope pour être forcées à pondre, et les mâles sont prélevés de leurs testicules. Le porteur décrit pourtant trois groupes de 140 femelles, 60 femelles et 60 mâles, soit 260 individus pour 200 déclarés. Il présente le xénope comme un "modèle alternatif" qui réduit le nombre de "vertébrés supérieurs" utilisés, dans un projet dont les points limites vont de la torpeur à l'érosion des doigts jusqu'à l'os et aux saignements des yeux.

Objectifs

Les cellules répondent aux stimuli en déclenchant des réseaux de signalisation qui définissent des propriétés permettant le développement précoce. Les stress externes (exemples : les métaux lourds, les médicaments chimiothérapeutiques) dérèglent la division cellulaire et la décision du destin cellulaire, favorisant des défauts de développement et diverses maladies. L'objectif central de cette recherche est de démêler les voies de signalisation critiques impliquées dans la méiose, la mitose et l'embryogenèse. Les travaux de recherche se concentrent sur l'interaction entre ces réseaux de signalisation et les ajout de sucres ou de fixation de sucres sur des molécules clefs. En utilisant Xenopus laevis comme modèle principal, le projet vise à identifier les principales cibles moléculaires et à déchiffrer les mécanismes d'action associés aux dérégulations conduisant à l'infertilité et à des pathologies telles que les parasitoses ou les cancers.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus concernent principalement la compréhension fondamentale des mécanismes cellulaires impliqués dans le développement et la reproduction, avec des retombées potentielles pour la recherche médicale et la santé humaine. Les résultats pourraient ainsi contribuer à la lutte contre l’infertilité, les maladies parasitaires et certains cancers.

Procédures

Nos procédures impliquent : - le prélèvement des ovaires ; - l'induction de l'ovulation par injection d'hormone chorionique gonadotrope, - la manipulation d'embryons obtenus par fécondation externe : les ovocytes sont obtenus par ponte (stimulation par injection d’hormone chorionique gonadotrope) et les spermatozoïdes sont obtenus après prélèvement des testicules. Les animaux ayant été injecté pour stimulation de la ponte ovarienne et les anmiaux subissant l'ovariectomie ne sont pas les mêmes.

Impact sur les animaux

Les injections sous-cutanées entraînent des douleurs légères de courte durée et ne provoquent pas d’effets indésirables notables à long terme. Les risques associés aux procédures chirurgicales seront évalués quotidiennement : torpeur, perte rapide de poids, tension de l’abdomen et gonflement, hémorragies cutanées. 

Devenir

La réalisation de l'induction par injection d'hormone chorionique gonadotrope peut être répétée, pour stimuler chez un même individu (6 mois d'intervalle, au minimum, et ce afin de permettre la régénération des ovaires). 3 stimulations sont considérés, au maximum, et dans l'optique de réduire le nombre des animaux utilisés. Les femelles ayant subi 3 prélèvements et 3 injections sont considérés peuvent être de nouveau considérées pour une procédure d'ovariectomie ou d'injection hormonale, en fonction de leur état et dans une perspective de réduction du nombre d'animaux utilisés. La décision est prise par le responsable du projet, en concertation avec les membres du SBEA.

Remplacement

Les cellules d’un organisme en développement partagent de nombreux points communs. Tandis que les cellules normales sont sédentaires, différenciées et se divisent peu, les cellules d’un organisme en développement prolifèrent rapidement (prolifération), se déplacent (migration) et possèdent la capacité à se différencier dans de nombreux types cellulaires (différenciation). Les limites inhérentes aux systèmes in vitro ne leur permet pas de récapituler de manière adéquate les événements moléculaires complexes qui se produisent durant le développement embryonnaire d’un animal vivant : prolifération, différenciation et migration cellulaires.

Réduction

3 groupes sont prévus : - 1 groupe pour les ovariectomies, composé de 140 femelles. Afin de réduire le nombre d'animaux utilisés, l'ovariectomie peut être répétée sur un même individu, après une intervalle d'au minimum six mois. - 1 groupe pour les inductions d'ovulation, composé de 60 femelles. Chaque femelle peut être stimulée 3 fois, à des intervalles de 6 mois, et ce afin de réduire le nombre d'animaux utilisés. - 1 groupe pour le prélèvements des testicules, où 60 mâles sont nécessaires si l'on considère que chaque prélèvement sert à la réalisation de 4 fécondations in vitro. En conclusion, par année seront réalisées (1) au minimum 30 ovariectomies (60 maximum pour les années 2 à 5, en considérant le prélèvement chez des animaux déjà opérés une fois ; le total du nombre d'ovariectomie se portera donc à 30 pour la première année et 60 maximum chaque année suivante année 1), et (2) au maximum 48 fécondations in vitro (le prélèvement des testicules chez les mâles constituera le facteur limitant du nombre possible de fécondation). Les nombres d'animaux enrôlés dans les deux premiers groupes tiennent compte d'un pourcentage d'animaux qui ne donneront pas de pontes correctes. Ce modèle "alternatif " aux mammifères permet de raffiner les expérimentations qui pourront être faites sur des modèles de vertébrés inférieurs, et réduire ainsi le nombre de vertébrés supérieurs utilisés à des fins d’expérimentation animale. Les résultats obtenus dans ces modèles sont transposables chez les mammifères, dans la mesure où les mécanismes étudiés sont hautement conservés au cours de l'évolution. L'utilisation des amphibiens s'inscrit dans une démarche visant à diminuer le nombre de mammifères impliqués en expérimentation animale, et à diminuer le nombre d'animaux.

Raffinement

Les points limites sont définis chez les amphibiens, comme indiqués ci-dessous: - Postures d’effondrement, reconnaissables à l’exposition vers l’extérieur de la partie interne de la palmure des pattes postérieures - Perte rapide de poids, visible grâce à la formation de groupes d’animaux de tailles comparables voire identiques du cloaque ou rostre. - Torpeur et absence de réaction lorsque les animaux sont légèrement pincés - Abdomen tendu et gonflement - Hémorragies cutanées - Érosion des doigts avec les os effleurant la peau - Usure des mâchoires - Perforations de la peau sur la partie dorsale. - Saignements au niveau des yeux et des membranes. En présence d’un de ces points limites, l’euthanasie est considérée .

Choix des espèces

Les cellules d’un organisme en développement partagent de nombreux points communs. Tandis que les cellules normales sont sédentaires, différenciées et se divisent peu, les cellules d’un organisme en développement prolifèrent rapidement (prolifération), se déplacent (migration) et possèdent la capacité à se différencier dans de nombreux types cellulaires (différenciation). Les limites inhérentes aux systèmes in vitro ne leur permet pas de récapituler de manière adéquate les événements moléculaires complexes qui se produisent durant le développement embryonnaire d’un animal vivant : prolifération, différenciation et migration cellulaires. L’espèce Xenopus constitue un modèle largement caractérisé et établi pour l’étude des événements du développement embryonnaire depuis près d’un siècle. Les ovocytes, des œufs et les embryons de ces espèces offrent de nombreux avantages : développement externe, fortes concentrations de protéines, synchronisation physiologique, fortes capacités de synthèse protéique et forte conservation des mécanismes moléculaires de contrôle du cycle cellulaire. Ce modèle animal s’impose également comme un modèle de choix dans les approches de criblage pharmacologique ou toxicologiques. Ce modèle alternatif permet de raffiner les expérimentations qui pourront être faites sur des modèles de vertébrés inférieurs, et réduire ainsi le nombre de vertébrés supérieurs utilisés à des fins d’expérimentation animale. La régénération des ovaires chez cette espèce permet de réduire le nombre d'animaux femelles utilisés dans le protocole. Des individus des deux sexes sont nécessaires pour obtenir des oeufs fécondés et des embryons précoces.

Un trou est percé dans le crâne de chaque souris à l'aide d'un scalpel circulaire, au cours d'une opération de dix minutes sous anesthésie. 50 souris vont être utilisées ainsi, toutes tuées à l'issue pour prélever les tissus, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, avec trois passages au micro-scanner. Il s'agit de comparer la réparation osseuse obtenue avec des hydrogels de collagène enrichis en verre bioactif, associés ou non à des cellules souches de pulpe dentaire ou de gencive. Le porteur annonce des douleurs modérées pendant environ trois jours après l'opération et un taux d'échec de 4 % dû à l'anesthésie, dans une intervention qu'il décrit comme bien maîtrisée au laboratoire.

Objectifs

La partie du crâne et du visage peut subir des pertes de tissu osseux à cause de traumatismes, de cancers ou de malformations présentes dès la naissance. Ces pertes de tissu peuvent entraîner des problèmes à la fois physiques et psychologiques, ce qui affecte la qualité de vie des personnes touchées. Les traitements actuels pour réparer ces pertes sont souvent invasifs et ont un taux d'échec élevé. Il est donc crucial de développer de nouvelles solutions thérapeutiques. Les recherches récentes se concentrent sur des biomatériaux innovants, qui peuvent contenir ou non des cellules capables de former de l'os. Par exemple, des hydrogels à base de collagène, contenant des cellules souches de pulpe dentaire, ont montré leur capacité à favoriser la réparation osseuse dans des modèles de défauts osseux du crâne chez les rongeurs. De plus, des cellules souches provenant des gencives ont démontré, en laboratoire, leur capacité à se transformer en cellules osseuses. Ces cellules sont facilement accessibles sans causer de traumatismes, ce qui les rend très intéressantes pour des applications cliniques. Par ailleurs, les verres bioactifs sont des biomatériaux particulièrement utiles grâce à leurs effets stimulants sur la croissance osseuse et leurs propriétés antimicrobiennes. Des études précliniques ont montré que ces verres ont un potentiel prometteur pour réparer des défauts osseux, bien que leurs mécanismes d'action ne soient pas encore totalement compris. Dans ce contexte, les objectifs de ce projet sont d'analyser, dans un modèle de défaut osseux chez la souris, la capacité de réparation osseuse des hydrogels de collagène enrichis en verre bioactif, associés ou non à des cellules souches de pulpe dentaire ou de gencives. L'objectif est de mieux comprendre leurs mécanismes d'action au niveau cellulaire et moléculaire. À terme, ce projet vise à établir les bases de traitements régénératifs plus efficaces et accessibles pour la réparation osseuse de grands défauts crânio-faciaux.

Bénéfices attendus

Ce projet devrait apporter des informations essentielles sur l'utilisation de gels à base de collagène contenant des cellules souches de la bouche et/ou enrichis en verre bioactif pour traiter de grandes pertes osseuses au niveau du crâne et du visage. Il permettra d'acquérir de nouvelles connaissances sur la rapidité et l'efficacité de la réparation des os grâce à ces gels modifiés. De plus, il aidera à mieux comprendre le rôle des différentes cellules impliquées dans la régénération du tissu osseux.

Procédures

Chaque souris subira une opération de 10 minutes pour créer un défaut dans le crâne. L'intervention consiste à inciser la peau du crane puis à réaliser un trou au niveau de l'os du crane à l'aide d'un scapel circulaire de taille standardisé. De plus, chaque souris passera trois examens d'imagerie par micro-scanner, chaque examen durant 3 minutes. Aucun préléevement n'est envisagé sur animal vivant.

Impact sur les animaux

Un risque de baisse de température pendant l'anesthésie, que ce soit par injection sous la peau, dans le ventre ou par gaz. Un peu de stress et une légère douleur de courte durée à cause des piqûres et de l'anesthésie gazeuse. Des douleurs modérées après l'opération pendant environ 3 jours.

Devenir

À la fin de l'expérience, tous les animaux sont euthanasiés par une méthode rapide et indolore. Cela permet de récupérer les tissus nécessaires pour les recherches.

Remplacement

La capacité des cellules souches issues de la bouche à supporter la réparation osseuses et à réagir aux différents biomatériaux a été préalablement validée au laboratoire. Cependant, pour étudier comment ces cellules réagissent dans un environnement plus proche du corps humain, il est nécessaire d'utiliser des modèles animaux comme les souris. Pour l'instant, il n'existe pas de méthodes en laboratoire ou par ordinateur qui puissent reproduire fidèlement les interactions complexes qui se produisent dans un organisme vivant.

Réduction

Nous utilisons des souris de la même famille génétique, ce qui signifie qu'elles sont presque identiques génétiquement. Cela permet d'avoir des résultats plus cohérents et de réduire le nombre de souris nécessaires pour nos études sur les cellules de la pulpe dentaire et des gencives. Une étude a montré que 6 souris suffisent pour voir une différence significative dans nos résultats, soit 12 souris si on inclut des mâles et des femelles. Ces chiffres sont en accord avec nos résultats précédents. De plus, cette opération est bien maîtrisée dans notre laboratoire, avec un très faible taux d'échec (environ 4 %), principalement dû à des complications liées à l'anesthésie.

Raffinement

• Avant la chirurgie, chaque souris reçoit un antidouleur. • Après l’opération, les animaux sont placés au chaud, surveillés jusqu’à leur réveil, puis logés en groupe dans un environnement confortable et enrichi. • Un traitement antidouleur est poursuivi pendant 3 jours, avec une surveillance quotidienne renforcée pendant une semaine. • Une grille d’évaluation permet d’identifier les signes de douleur ou de détresse.

Choix des espèces

La souris est une espèce de laboratoire classiquement utilisée pour l’étude du tissu osseux en raison de la similitude de son tissu osseux avec celui de l’homme. Le modèle du défaut critique de la calvaria de réparation osseuse est classiquement décrit das la littérature et parfaitement dominé au laboratoire. De nombreux outils d’analyses sont donc disponibles et adaptés à ce modèle. Les animaux utilisés sont de jeunes adultes de 8 semaines. Ce stade de développement est optimal comme démontré par nos expériences antérieures et la littérature pour une bonne capacité de réparation/régénération tissulaire.

244 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et chacune subit deux opérations avant la chirurgie terminale. La première implante des cellules de gliome dans le cerveau sous anesthésie et cadre stéréotaxique, la seconde place une pompe osmotique dans l'abdomen. 96 animaux reçoivent en plus une immunothérapie injectée dans l'abdomen à l'état vigile et une séance de radiothérapie sous anesthésie. Le porteur attend une perte de poids, de motricité et de sensibilité chez les souris qui développent un glioblastome, et résume le bénéfice espéré en une phrase, "une amélioration des stratégies thérapeutiques innovantes".

Objectifs

Le glioblastome demeure une tumeur incurable présentant des caractéristiques propres participant à la résistance aux thérapies actuelles. Parmi ces caractéristiques, l’hypoxie qui correspond à une diminution de la concentration en oxygène est un facteur identifié de mauvais pronostic. L’objectif de notre étude est d’évaluer les effets d’une molécule vasodilatatrice ayant pour objet de réduire l’hypoxie intratumorale sur l’efficacité des traitements antitumoraux, ici la radiothérapie et les immunothérapies. L'étude a les objectifs spécifiques suivants : • Déterminer l'effet de la molécule vasodilatatrice en accompagnement d’une immunothérapie sur l'hypoxie tumorale et la réponse immunitaire. • Déterminer l'efficacité in vivo de la molécule vasodilatatrice en présence d’immunothérapie en tant que composé candidat dans un modèle de xénogreffes murin de glioblastome humain, déterminée par la survie des animaux et la charge tumorale. • Déterminer la cinétique des changements aigus de l’hypoxie in vivo induits par la molécule vasodilatatrice en présence de radiothérapie dans un modèle de xénogreffes murin de glioblastome humain

Bénéfices attendus

Le bénéfice attendu est une amélioration des stratégies thérapeutiques innovantes sur le glioblastome (IT+RT)

Procédures

Les animaux sont soumis à plusieurs types d’interventions : - Chirurgie (implantation cérébrale de cellules tumorales sous anesthésie générale) : 30 minutes maximum par animal, réalisée une seule fois sur chaque animal, 244 animaux sont concernés. - Implantation de pompes osmotiques en intrapéritonéal : 15 minutes maximum par animal, réalisée une seule fois sur chaque animal, 244 animaux sont concernés. - Injection intrapéritonéale de l’immunothérapie (animal vigile) : 3 fois tous les 3 jours à partir de J6 ; 5 minutes maximum par animal, 96 animaux sont concernés. - Irradiation (sous anesthésie générale) : 1 séance de radiothérapie : 10 minutes maximum par animal, 96 animaux sont concernés.- Imagerie IRM pour suivi de croissance tumorale - Chirurgie terminale sous anesthésie : 1 fois avant la mise à mort pour tous les animaux ; 10 minutes maximum par animal, tous les animaux sont concernés.

Impact sur les animaux

Suivant l’expérience du laboratoire, nous nous attendons à avoir une perte de poids, de motricité et de sensibilité chez les animaux développant de glioblastomes. La procédure chirurgicale pour l’établissement du modèle de tumeur cérébrale peut induire des douleurs modérées. Les séances fractionnées de radiothérapie et les séances d’imagerie (IRM) n’induisent pas en elles-mêmes de douleurs, de perte de poids ou de comportement anormal. L’injection de traitements en eux-mêmes ne provoquent pas de douleurs, de perte de poids ou de comportement anormal.

Devenir

A la fin de chaque procédure, les animaux sont mis à mort dans le but de récupérer différents organes pour analyses post-mortem.

Remplacement

Les tumeurs sont connues pour être multi-compartimentales, c'est-à-dire qu’au-delà du simple compartiment de la cellule tumorale existent la vascularisation, l’hypoxie et l’inflammation qui influent fortement sur la croissance tumorale et la réponse aux traitements comme la radiothérapie. L’utilisation de modèles in vivo permet d’intégrer ces différentes composantes, indispensables à la compréhension des mécanismes de développement tumoral et de réponses aux différents traitements. Dans ce projet, nous nous intéressons aux phénomènes de vasodilatation, impossibles à appréhender in vitro.

Réduction

L’utilisation des méthodes d’imagerie non invasives se conforme à la réglementation en vigueur dans le respect de la réduction du nombre d’animaux car elles permettent de suivre à différents temps l’évolution de la tumeur chez le même animal sans nécessité d’euthanasier plusieurs animaux à chacun des temps. Chaque animal est, dans ce cas, son propre contrôle et permet de réduire le nombre total d’animaux nécessaires pour l’étude. Afin de pouvoir réaliser des analyses statistiques, nous estimons qu’au minimum, 12 animaux par groupe au départ sont nécessaires afin de réaliser des tests statistiques puissants, et ainsi comparer les effets des différents traitements et ce, en fonction du temps. Ces 12 animaux sont calculés sur la base d’un test de puissance connaissant la variabilité intrinsèque des modèles tumoraux (environ 25%) basés sur nos travaux antérieurs. Il est important de noter ici que le nombre d’animaux calculé est un nombre maximal. Grâce notamment aux études en imageries qui sont quantitatives, nous réaliserons des analyses séquentielles. Ainsi, les expériences seront réalisées par plusieurs lots et si les seuils statistiques sont atteints alors le protocole sera stoppé.

Raffinement

A leur arrivée, les animaux seront placés en groupe sociaux dans des cages standards répondant aux normes européennes. Ils bénéficieront d’un temps d’adaptation (au minimum 7jours) avant toute expérimentation et bénéficieront également d’enrichissement (roue d’activité, stimulation sensorielle par différents objets). Les animaux seront surveillés de leur arrivée à la fin du protocole par un personnel compétent afin de déterminer leur état (poids, apparence physique) et la mise en place, si nécessaire, de mesures afin d’améliorer le bien-être animal. Cette évaluation sera réalisée quotidiennement pendant les phases critiques (implantation, irradiation) et 3 fois par semaine par la suite. Une évaluation des éventuelles douleurs de l’animal est faite grâce à une observation de l’expression faciale. Si « un signe évident de douleur 2 » est atteint sans que pour autant les points limites entrainant la mise à mort ne soient atteints, une couverture analgésique sera mise en place par une injection quotidienne. Enfin, les différents protocoles ont été pensés de manière à limiter au maximum la souffrance animale par l’administration d’agents analgésiques et anesthésiques appropriés et par le choix de points limites cohérents. . Les analgésies générales sont faites par injection sous cutanée et des anesthésies locales sont réalisées par application de gel (sur la peau avant incision et sur les barres d’oreille avant placement dans le cadre stéréotaxique). Lors des implantations chirurgicales, un gel est appliquée sur les yeux de l’animal afin d’éviter leur asséchement. Pour remédier à la perte de poids, les souris disposeront de croquettes humidifiées dans le fond de la cage ainsi que du complément alimentaire si nécessaire.

Choix des espèces

Les modèles tumoraux in vivo sont indispensables pour récapituler au mieux l’environnement inflammatoire des tumeurs qui se développent chez les patients. Nous utiliserons des souris immunocompétentes car ces souris présentent toutes les populations de cellules immunitaires et parce que le modèle de tumeur cérébrale utilisé repose sur l’implantation de cellules de gliome, développées depuis cette souche. De plus, pour cette espèce et pour les cellules étudiées, tous les outils de caractérisation en cytométrie en flux sont déjà validés dans la littérature et dans notre laboratoire. L’ensemble des animaux utilisés dans cette étude seront de jeunes adultes, âgés de 8 à 12 semaines en début de protocole. Cela permettra le développement de tumeurs plus reproductibles. De plus, à ce stade, le cerveau est mature et il est possible de suivre l’évolution des animaux sur des temps longs. Cet âge leur confère également une résistance aux protocoles expérimentaux utilisés.

1 556 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. 1 056 d'entre elles reçoivent une injection de cellules cancéreuses dans les deux flancs, 864 un traitement ou un placebo par gavage quotidien pendant quatre mois, et 480 une injection de cellules directement dans le cœur sous anesthésie gazeuse, suivie d'une lecture hebdomadaire de bioluminescence. Vingt animaux supplémentaires subissent l'injection intracardiaque au seul titre de l'apprentissage du geste. La mise à mort intervient dès qu'une taille de tumeur prédéfinie est atteinte ou que la dissémination devient trop importante, pour prélever organes et tumeurs, et le porteur affirme que la vascularisation et le micro-environnement tumoral réclament un "système biologique complexe" rendant "pour l'instant nécessaire l'utilisation d'animaux".

Objectifs

Le cancer du poumon est responsable de plus de 30 000 décès par an en France. La découverte de modifications génétiques fondamentales à l'origine de la survenue d'un certain type de cancer du poumon a permis une médecine de précision basée sur l’utilisation d'inhibiteurs d'activité enzymatique spécifique. Nous étudions plus particulièrement un récepteur présentant cette activité dont le dysfonctionnement est impliqué dans les cancers bronchiques, rénaux ou gastriques. Des inhibiteurs de l'activité de ce récepteur et des anticorps spécifiques dirigés contre ce dernier ont été développés. Plusieurs inhibiteurs ciblés de ce récepteur sont à ce jour cliniquement validés pour les patients atteints d’un cancer bronchique présentant un dysfonctionnement du récepteur favorisant la survie des cellules cancéreuses. Cependant, l’efficacité de ces traitements est restreinte avec des taux de réponse inférieurs à 50% et une durée de réponse moyenne de moins d'un an. Les causes de cette faible activité sont encore inconnues mais soulignent l’importance de mieux caractériser: -les mécanismes responsables de la survie des cellules cancéreuses suite au dysfonctionnement de notre récepteur -les caractéristiques des patients (marqueurs biologiques de sensibilité et mécanismes de résistance aux thérapies). La mutation génétique que nous étudions au niveau du récepteur d'intérêt montre une dépendance maintenue de ce dernier à sa molécule activatrice et il semble nécessiter un contexte spécifique pour initier le développement de la tumeur. De plus, chez les patients présentant un cancer du poumon avec un dysfonctionnement de notre récepteur d'intérêt, il a été identifié d'autres altérations génétiques additionnelles qui pourraient être à l’origine des échecs thérapeutiques. Dans ce contexte, nos objectifs sont de -caractériser le potentiel de survie des cellules cancéreuses lorsque le récepteur d'intérêt présente une mutation et comprendre le rôle de la molécule activatrice associée à ce récepteur dans ce cas de figure, -définir l’impact des 2ndes altérations génétiques identifiées chez les patients sur le développement tumoral et la dissémination métastatique dépendante du récepteur, (3) évaluer l’efficacité des traitements ciblant spécifiquement notre récepteur en fonction du contexte des mutations additionnelles, (4) rechercher les thérapies innovantes ou combinaisons thérapeutiques les plus efficaces basées sur les différents résultats obtenus dans notre étude

Bénéfices attendus

Nos travaux permettront de mieux comprendre les processus de transformation de cellules saines en cellules cancéreuses dans les cancers du poumon. Ils conduiront ainsi à identifier les patients pouvant tirer le plus grand bénéfice d’un traitement uniquement par inhibiteur spécifique du récepteur que nous étudions dans ce projet et d’éviter d’exposer les autres à un traitement inutile et potentiellement toxique. Pour les patients qui ne relèvent pas d’une thérapie n'utilisant qu'une seule molécule ou un seul anticorps spécifique, nos travaux permettront d'identifier des molécules efficaces pour une utilisation de combinaisons thérapeutiques ou d’inhibiteurs innovants. Ainsi, ce projet aidera à l’amélioration de la prise en charge des patients atteints de cancer du poumon.

Procédures

Le projet se déroulera en 4 parties. Plusieurs étapes sont communes à l’ensemble des parties. Pour les parties 1, 2 et 3, l’ensemble des animaux (1056) recevront une injection de cellules cancéreuses au niveau des 2 flancs (durée : 2 minutes). Toutes les souris seront pesées 2 fois par semaine (1 minute) et la croissance des tumeurs sera mesurée 2 fois par semaine (2 minutes). Dans les parties 2 et 3, 864 animaux recevront un traitement ou un placebo par gavage (une fois par jour, durée 1 min) et/ou par injection (1 à 2 fois par semaine, 1min) dès qu'un certain volume tumoral aura été atteint et jusqu’à la fin de l’expérience (durée totale maximale : 4 mois). Pour la partie 4, après une anesthésie gazeuse (durée 20 à 30 min), 480 animaux seront tondus au niveau du torse et recevront une injection intracardiaque de cellules cancéreuses. Cette injection se fera sans chirurgie. Pour apprentissage, 20 animaux supplémentaires subiront ce geste. Une fois les injections réalisées, l’état des souris sera contrôlé et les animaux seront pesés 2 fois par semaine (1 minute). Une lecture de bioluminescence sera réalisée une fois par semaine afin de suivre le développement des cellules tumorales. Pour cela les animaux seront anesthésiés par voie gazeuse et maintenus sous anesthésie à l’aide d’un masque (durée anesthésie : 5 à 60 min). Ils recevront ensuite l’injection d’une molécule permettant la lecture de la bioluminescence (durée : 30 secondes). Les 480 animaux recevront également un traitement ou un placebo par gavage (une fois par jour, durée 1 min) et/ou par injection (1 à 2 fois par semaine, 1min) 48h après l'injection des cellules et jusqu’à la fin de l’expérience (durée totale : 3 mois). Enfin, l’ensemble des 1556 animaux seront mis à mort lorsqu’une taille de tumeur qui aura été prédéfinie sera atteinte ou lorsque la dissémination métastatique sera trop importante ou dès l’apparition du moindre signe de souffrance. Pour cela, les 1556 souris seront anesthésiées par voie gazeuse ou par injection avant d’être mises à mort.

Impact sur les animaux

Les procédures que nous prévoyons de réaliser pourraient être à l’origine d’un stress lié à la manipulation. L’injection des cellules et/ou de la molécule pour la lecture de la bioluminescence pourrait entraîner un stress ou une douleur chez les animaux. Pour limiter le stress des animaux, ces derniers seront anesthésiés lors de ces étapes de la procédure. Aux sites où les cellules seront injectées, le développement des tumeurs ne devrait pas entraver la liberté de mouvement des souris, cependant si cette liberté était altérée, une mise à mort des animaux sera réalisée.

Devenir

En fin de procédures, les animaux seront tous mis à mort car il est nécessaire de pouvoir étudier les organes et les tumeurs afin d’analyser le potentiel tumoral, métastatique mais également l’efficacité des traitements utilisés.

Remplacement

Avant d’initier la partie utilisant des modèles animaux de notre projet, de nombreuses études ont été réalisées sur des cellules de manière à pouvoir notamment étudier la prolifération cellulaire, la résistance à l’apoptose, la migration et la croissance sans ancrage des lignées que nous souhaitons étudier. L’évaluation des thérapies sera réalisée sur des cultures cellulaires en 3 dimensions afin de mieux représenter l’environnement et l’architecture complexes des tumeurs. Seuls les mutants présentant l’augmentation d’au moins une de ces capacités sont évalués dans les modèles animaux remplaçant ainsi l’animal dans le processus de sélection des lignées d’intérêt. Cependant, le modèle en 3 dimensions ne peut pas reproduire la complexité et la pathophysiologie des tumeurs in vivo, la croissance tumorale implique de nombreux processus biologiques comme la vascularisation tumorale, l’implication du micro-environnement tumoral, l’invasion des tissus voisins qui nécessitent pour leur évaluation un système biologique complexe rendant pour l’instant nécessaire l’utilisation d’animaux.

Réduction

Comme précisé précédemment, de nombreuses réponses biologiques dans les cellules ont été évaluées en 2D et 3D au préalable à l’étude dans des modèles animaux incluant la prolifération cellulaire, la résistance à l’apoptose, la migration et la croissance sans ancrage. Seules les lignées porteuses d’une mutation conférant des capacités favorisant le développement de tumeurs, soit une réduction de sensibilité aux inhibiteurs de MET, seront évalués dans les modèles utilisant des animaux. De plus, l’utilisation de l’imagerie pour évaluer la dissémination métastatique permet un suivi longitudinal de la dissémination évitant donc l’utilisation de plusieurs cohortes d’animaux à différents temps Pour l’évaluation de l’efficacité des traitements, les molécules sont d’abord utilisées sur les modèles de cellules. Seules les molécules capables d’inhiber au moins une réponse seront utilisées sur le modèle animal. Quand la conception de la procédure le permettra et afin de réduire au maximum le nombre d’animaux, la lignée cellulaire parentale injectée sera comparée à plusieurs de ses dérivées co-altérées. Les groupes d’animaux par condition ont été déterminés en fonction de nos expériences précédentes pour donner une puissance statistique suffisante en tenant compte de la variabilité entre les animaux. Ainsi, nous avons réduit le nombre d'animaux au minimum nécessaire sans altérer la robustesse de nos résultats.

Raffinement

Afin de limiter au maximum toute souffrance, stress ou angoisse des animaux, ces derniers seront hébergés selon les recommandations établies dans un environnement enrichi (maison, carré de coton, copeaux de cartons...) et dans des conditions classiques de stabulation (température régulée, cycle jour/nuit). Les animaux seront manipulés avant la mise en place de l’expérimentation afin de procéder à une habituation. Lors de l’expérimentation, les animaux seront anesthésiés avant les procédures pouvant induire un stress ou une angoisse chez l’animal ainsi qu’avant la mise à mort. Une fois l’injection intracardiaque de cellules tumorales réalisée, les animaux seront suivis quotidiennement de manière à pouvoir détecter le plus rapidement possible tout signe de souffrance ou d’angoisse. Des points limites ont été définis préalablement à l’expérience et seront suivis à l’aide d’une fiche d’évaluation des signes cliniques. En cas d’atteinte des points limites ou à leur approche, les animaux seront mis à mort selon la méthode définie. La mise à mort sera réalisée à distance des autres animaux.

Choix des espèces

Le modèle murin est un modèle de choix pour l’étude de la croissance tumorale expérimentale. Ce modèle permet notamment de disposer d’animaux immunodéficients compatibles avec l’injection de cellules tumorales humaines ainsi que d'utiliser des outils de modification génétique permettant le fonctionnement de notre modèle. Les injections de cellules tumorales seront réalisées comme classiquement décrit dans la littérature sur des animaux âgés de 6 à 8 semaines à la fois mâles et femelles.

Une injection dans le cervelet suivie d'une électroporation, chez des souriceaux de sept à quatorze jours : 345 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. 120 d'entre elles reçoivent en plus des injections dans l'abdomen deux fois par jour, répétées jusqu'à quatorze fois selon le stade étudié. Le porteur veut comprendre comment se développent les cellules granulaires du cervelet, qui représentent la moitié des neurones du cerveau, et rattache ce travail à l'ataxie, à l'autisme et aux tumeurs cérébrales de l'enfant. Toutes sont tuées pour des études histologiques, et 90 souris de plus, écartées faute du bon génotype, sont soit mises en accouplement soit tuées et prélevées.

Objectifs

Le cerveau se construit étape par étape : les cellules nerveuses se multiplient, se déplacent (migration), puis créent des connexions entre elles. Parmi ces cellules, on retrouve les cellules granulaires, très nombreuses dans une zone du cerveau appelée le cervelet, et qui représentent à elles seules la moitié des neurones du cerveau. Le cervelet joue un rôle important dans les mouvements, l’équilibre, mais aussi dans certaines fonctions comme le langage ou l’attention. Quand les cellules granulaires ou leurs connexions ne se développent pas correctement, cela peut entraîner des troubles comme l’ataxie (difficultés à coordonner les mouvements), l’autisme, ou certaines tumeurs cérébrales chez les enfants. Pourtant, on ne comprend pas encore bien comment ces cellules apparaissent et se développent. Nous proposons donc d’étudier la dynamique de développement des cellules granulaires et de leurs connexions neuronales en utilisant le modèle murin (souris normale ou génétiquement altérées sans phénotype dommageable), dont le développement des cellules granulaires est semblable à celui observé chez l’homme. Afin de visualiser les cellules granulaires et/ou de moduler ou suivre leur activité neuronale, nous utiliserons la méthode d’électroporation permettant l'introduction ciblée de matériel génétique dans des cellules spécifiques du cerveau en développement.

Bénéfices attendus

A court terme, ce projet devrait permettre d'apporter un éclairage nouveau sur le rôle de l’activité neuronale des cellules granulaires sur leur développement et la maturation de leur connexions neuronales, processus développementaux essentiels pour le fonctionnement du cervelet et liés à des maladies du cervelet telles que l’ataxie, l’autisme ou même des cancers pédiatriques. De même, à travers ce projet, nous determinerons le rôle encore inconnu d'une protéine candidate dans le développement des cellules granulaires, plus précisément dans leur migration. À long terme, ces connaissances permettront de mieux comprendre ces maladies, ce qui permettra d’améliorer les propositions de traitements qui sont pour l’heure très peu efficaces.

Procédures

Pour ce projet, un type d’intervention invasive est prévue chez les souriceaux: une injection intracérébrale dans le cervelet sous anesthésie générale, immédiatement suivie d'une électroporation. Cette intervention n’est réalisée qu’une seule fois (durée : 20 min maximum) pour tous les animaux de la procédure (total 345). Un lot de 120 animaux recevra des injections intrapéritonéales, deux fois par jour répétées entre 1 et 14 fois selon le stade de développement étudié. Cette injection génère un léger inconfort et ne nécessite pas d’anesthésie, elle dure moins de 30 secondes. L’euthanasie des animaux sera réalisée sous anesthésie générale par injection d’un euthanasiant. Elle concerne l’ensemble des animaux expérimentés soit 345 (durée : 15 min par animal).

Impact sur les animaux

L’incision de la peau lors de l’injection intracérébrale peut induire une douleur modérée et une irritation de la peau le premier jour après la manipulation. Les injections intrapéritonéales deux fois par jour peuvent induire un stress et une légère douleur de courte durée, ainsi qu’une légère sensibilisation de la peau, le site d’injection sera alterné entre droite et gauche afin de diminuer cet effet.

Devenir

Les animaux sont euthanasiés à la fin de la procédure pour des études histologiques. Les 90 souris non utilisées dans le projet car n’ayant pas le génotype souhaité seront soit mises en accouplement pour le maintien de la lignée, soit euthanasiées par une méthode règlementaire et prélevées pour analyse post-mortem .

Remplacement

L’expérimentation animale sur un modèle murin est essentielle pour nous, car aucun système in vitro ne permet de recréer les multiples interactions cellulaires d’un système complexe en développement. La culture cellulaire, bien adaptée aux cellules granulaires, ne permet ni d’étudier leur migration qui s'effectue de manière multidirectionnelle dans les 3 dimensions du cervelet, ni d’analyser la morphologie très particulière (en T) de leurs axones. Cependant, des études préliminaires ont été réaliséees : des cultures cellulaires ont permis de valider les plasmides utilisés ; et les électroporations ont été testées sur des tissus ex vivo afin de confirmer l’entrée du plasmide dans la population neuronale ciblée, ainsi que la présence des molécules dans ces neurones dès 24h après l’électroporation.

Réduction

Le projet est conçu pour limiter le nombre de souris au minimum dans la limite de ce qui est permis pour obtenir des résultats statistiquement et scientifiquement valides en prenant en compte la nécessité d’avoir plusieurs échantillons et de reproduire les résultats de manière indépendante pour éviter les différences dues à la variabilité biologique (sexe, caractéristiques génétiques…), à la variabilité environnementale (différence liée à la vie avec la mère). Nous réaliserons des tests statistiques adaptés aux petits échantillons et utiliserons des outils informatiques pour calculer la puissance de nos tests. Après sevrage des souriceaux, les mères peuvent continuer à être utilisées pour de nouveaux accouplements dans notre animalerie.

Raffinement

Les élevages sont effectués en groupe avec enrichissement de l’environnement et toutes les précautions sont assurées afin de respecter au mieux le bien-être animal. Les animaux subissant des interventions feront l'objet d'une surveillance accrue pendant l'intervention et les jours suivants. Pour chaque intervention pouvant générer de l’inconfort ou de la souffrance, une grille de score a été établie, permettant la mise en place précoce de soin des animaux, évitant leur euthanasie. Pour tout protocole nécessitant une anesthésie, des anesthésiques locaux sont également administrés pour limiter toute souffrance à l’animal après son du réveil. De plus, une attention particulière est portée à la stérilité de tous les instruments et au respect des bonnes pratiques de stérilité pour éviter toute infection. Le personnel est formé sur l’ensemble de la prise en charge des animaux.

Choix des espèces

Les souris sont devenues des modèles de choix pour l’étude des mécanismes moléculaires régulant les grandes fonctions biologiques. En effet, elles permettent l’analyse de mécanismes et des conséquences de leurs perturbations à différents niveaux : comportemental, physiologique et moléculaire. Les processus de développement du système nerveux central des souris étant similaire à ceux de l’homme, l’étude chez les souris permet également de créer des modèles d’étude des pathologies humaines. Notre projet concerne le développement des circuits du cervet, qui se déroulent principalement pendant les premières semaines après la naissance. Les animaux seront utilisés à 3 stades développementaux après la naissance correspondant à des moments clés du développement cérébelleux (tels que le pic de prolifération cellulaire à 7 jours de vie, la migration à 11 jours et la formation des connexions neuronales à 14 jours).