Multisystémique

40 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, trente d'entre elles nourries pendant trente-huit semaines avec un régime riche en graisses et en cholestérol pour les rendre obèses. Vingt subissent un jeûne nocturne allant jusqu'à quinze heures, puis une injection de glucose et six prélèvements sanguins à la queue en deux heures, sur animal conscient. Le porteur écrit que ces souris prendront du poids et deviendront moins actives à cause de l'obésité, et qu'elles pourront ressentir la faim pendant le jeûne. Le bénéfice annoncé, un traitement contre la fibrose du foie, reste au futur, tandis que les tissus prélevés après la mise à mort alimenteront aussi d'autres projets de l'équipe sur l'obésité, le prédiabète et les atteintes cardiaques et rénales.

Objectifs

Les maladies chroniques du foie représentent un enjeu majeur de santé publique à l’échelle mondiale. Parmi ces maladies, la stéatose hépatique non alcoolique, qui correspond à une cirrhose du foie sans consommation d’alcool, est en forte progression à cause de l’augmentation de l’obésité ou encore du diabète de type 2. Dans cette maladie, il y a une accumulation importante de graisses dans les cellules du foie ,ce qui entraine une cicatrisation du foie appelée fibrose hépatique. Cette fibrose va rigidifier des parties du foie conduisant progressivement à une perte de fonction du foie et pouvant évoluer vers une insuffisance hépatique terminale. De plus, la fibrose hépatique chronique peut être responsable du développement de cancer du foie, ce qui accentue la gravité de cette pathologie. La stéatose hépatique non alcoolique est souvent diagnostiquée à un stade avancé, lorsque les lésions dans le foie sont déjà présentes. A l’heure actuelle il n’existe aucun traitement efficace pour inverser ou ralentir cette fibrose. Le développement de traitements efficaces contre la fibrose étant un enjeu majeur en santé, l’objectif principal de ce projet est de tester chez la souris un nouveau composé pour traiter la stéatose hépatique non alcoolique.

Bénéfices attendus

Le principal bénéfice attendu du projet est le développement d’un traitement efficace pour lutter contre la progression de la fibrose hépatique. De plus ce projet permettra de mieux connaitre les mécanismes biologiques encore mal connus responsables du développement de la maladie.

Procédures

Pendant 38 semaines, 30 souris seront nourries avec un régime riche en graisses et cholestérol pour les rendre obèses et 10 souris recevront un régime standard. Pour tester la glycémie au cours du régime, 20 souris parmi les 40 souris du projet seront mis à jeun sur la nuit (maximum 15h). Le lendemain, une injection de glucose (moins de 20 secondes) sera réalisée sur l'animal conscient et des prélèvements de sang se feront au niveau de la queue. Les prélèvements seront réalisés sur un temps court (durée inférieure à 2 minute) et de façon répétée en 6 fois sur une période de 2h dans la même journée. Un autre prélèvement sanguin au niveau de la queue (une seule prise) sur la totalité des 40 souris sera réalisé 11 semaines plus tard.

Impact sur les animaux

Les souris qui recevront sur 38 semaines le régime riche en graisses et cholestérol vont prendre du poids et devenir un peu moins actives à cause de l'obésité. Durant la période de jeûne de 14-15h sur la nuit, les souris privées de nourriture pourront ressentir une sensation de faim. Lors de l’injection de glucose, le passage de l’aiguille de petite taille au travers de la peau sera de très courte durée (moins de 20 secondes) et entrainera un inconfort chez les souris. Des prélèvements sanguins à la queue seront pratiqués sur animaux conscients après 16 et 27 semaines de régime. Ces prélèvements bien que rapides (durée < 2 minutes) sont susceptibles d’induire un stress et une légère douleur.

Devenir

Après les 38 semaines de régime, tous les animaux seront mis à mort par une méthode d'euthanasie réglementaire pour prélever les tissus et le sang. L'analyse de ces prélèvements nous permettra de mieux comprendre les mécanismes de développement dans le foie de la fibrose et d'identifier les cibles thérapeutiques de notre composé.

Remplacement

ll n’existe pas de modèle in vitro permettant de reproduire de manière fiable l’environnement in vivo que l'on retrouve dans un organisme vivant et dans lequel plusieurs types de cellules interagissent entre elles et participent au développement de la fibrose . De plus, cette maladie se développe lorsqu’il y a des problèmes métaboliques (ex hausse de la glycémie) dans l’organisme entier suralimenté, ce qui justifie l’utilisation d’animaux. Enfin il n’existe pas de méthode alternative n’utilisant pas l’animal de laboratoire pour tester l’efficacité d’un composé sur la fibrose hépatique.

Réduction

Le nombre total de souris a été calculé pour avoir un effet statistique significatif sur les paramètres étudiés. A la fin de l’étude, des tissus autres que le foie pourront être prélevés chez les animaux et utilisés dans le cadre de différents projets dans notre équipe en lien avec d’autres maladies étudiées dans notre laboratoire (obésité, pré-diabète, atteintes cardiaques, rénales). Pour l’analyse des données recueillies lors des différentes expériences nous appliquerons les tests statistiques appropriés en utilisant un logiciel d'analyse.

Raffinement

Les souris seront surveillées quotidiennement et la litière des cages sera plus fréquemment changée. Les procédures expérimentales seront réalisées par du personnel expérimenté. Pour diminuer le stress lors des prélèvements de sang, les animaux seront habitués au mesure de contention quelques semaines avant la prise de sang. Pour éviter d’avoir recours au gavage source de stress, le traitement sera administré quotidiennement (5 jours sur 7) dans de la nourriture constituée de beurre de cacahuète pour l’appétence. Le traitement avec le composé a déjà été administré chez le rongeur (rat et souris) dans de précédents travaux sans entrainer d’effets indésirables

Choix des espèces

Les souris utilisées dans ce projet sont très sensibles au régime riche en graisses et développe une obésité et une stéatose hépatique non alcoolique similaire à la maladie humaine. Les souris utilisées seront de jeunes mâles âgés de 5 à 6 semaines car la plupart des études sur le modèle murin pour étudier cette maladie sur une longue période utilisent de jeunes souris adultes. Ainsi, grâce aux nombreuses études scientifiques publiées, de nombreuses informations sur la souris sont disponibles et permettront de mieux comparer les résultats obtenus dans ce projet.

Caractériser la pharmacocinétique de produits en vue d'une autorisation de mise sur le marché : 72 furets vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à la fin pour quantifier ces produits dans leurs organes. Chaque animal reçoit jusqu'à trois administrations, par voie intraveineuse, intratrachéale, intranasale ou orale, puis subit jusqu'à vingt prélèvements sanguins sous anesthésie sur cinq mois et jusqu'à cinq lavages broncho-alvéolaires de vingt minutes. Les furets sont mis à jeun deux à cinq heures avant chaque anesthésie pour limiter les vomissements. Le porteur justifie l'espèce par sa proximité pulmonaire avec l'humain et par la recommandation de tester sur un rongeur et un non-rongeur, et résume les bénéfices attendus en une phrase, contribuer au développement et "éventuellement" à la mise sur le marché de nouveaux produits.

Objectifs

L’autorisation de mise sur le marché (AMM) d’un produit (médicament, agent de contraste…) nécessite au préalable de caractériser notamment sa pharmacocinétique (PK) et sa pharmacodynamique (PD). La pharmacocinétique consiste à évaluer l’absorption, la diffusion, la métabolisation et l’excrétion du produit par l’organisme. Elle permet notamment d’améliorer les dosages et la posologie du produit par l’étude de sa concentration sanguine au cours du temps. Elle permet également de déterminer les voies d’administrations optimales selon la métabolisation du produit dans l’organisme. La pharmacodynamique consiste quant à elle à évaluer les effets du produit sur l’organisme. Ce projet a pour objectif de caractériser la pharmacocinétique et la pharmacodynamique de produits après administration chez le furet.

Bénéfices attendus

Ce projet contribuera au développement et éventuellement à la mise sur le marché de nouveaux produits.

Procédures

Les animaux recevront une injection de produit en dose unique ou répétée (maximum 3 administrations) par voie intraveineuse, sous-cutanée, intramusculaire, intrapéritonéale, intratrachéale, intranasale ou pers os. Ces administrations seront réalisées en moins de 1 minute sur animaux vigiles ou en environ 10 minutes sur animaux anesthésiés. Des prélèvements sanguins seront réalisés sur animaux anesthésiés au maximum 8 fois pour des études courtes (moins de 2 semaines) et au maximum 20 fois pour des étude longues (5 mois). Un prélèvement s’effectue en moyenne en 1 à 2 minutes soit 10 minutes au total en comprenant le temps d’anesthésie volatile. Des lavages broncho-alvéolaires pourront être réalisés sur animaux anesthésiés au maximum 5 fois. Ces lavages s’effectuent en moyenne en 20 minutes avec le temps d’anesthésie. L’ensemble des prélèvements seront réalisés autant que possible lors d’une même anesthésie. Pour limiter le risque de vomissements, les animaux seront mis à jeun entre 2 et 5h avant chaque anesthésie.

Impact sur les animaux

Les animaux seront manipulés régulièrement pour différents actes avec ou sans anesthésie susceptibles d’induire un stress : pesées, suivi clinique, mise à jeun, administration des produits, prélèvements de sang et lavages broncho-alvéolaire. Les animaux pourront présenter des réactions différentes selon les produits testés et selon les voies d’administration, pouvant entrainer l’apparition de signes cliniques (risque de pertes de poids liées aux éventuelles anesthésies répétées, inflammation locale des sites d’injection).

Devenir

L’ensemble des animaux seront euthanasiés afin de réaliser des prélèvements d’organes dans le but de réaliser la quantification ex-vivo des produits par différentes analyses.

Remplacement

Le recours à l’expérimentation animale est nécessaire afin de pouvoir caractériser la pharmacocinétique et notamment la biodistribution d’un produit dans un organisme entier vivant (modélisation d’une situation clinique). Actuellement, il n’existe pas de méthode alternative permettant de modéliser de manière fiable la biodistribution d’un produit dans un organisme vivant.

Réduction

Cette étude a fait l’objet d’une réflexion étayée par des connaissances statistiques et des données de la littérature scientifique afin de réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés. Toutefois, pour obtenir des résultats statistiquement exploitables permettant d’évaluer la biodistribution du traitement testé, des groupes de minimum 6 animaux seront utilisés. Si nécessaire, lors de phases amont, des études pilotes pourront être réalisées sur un nombre limité d’animaux (3 par groupe minimum). Afin de limiter le nombre d’animaux utilisé lors de ce projet, les analyses seront réalisées également en amont de l’administration des produits afin que chaque animal soit son propre contrôle.

Raffinement

Une période d’acclimatation de 2 semaines minimum sera respectée durant laquelle une période d’habituation pourra être mise en place si nécessaire. Cette phase consiste à caresser, porter et faire rentrer les animaux dans la boîte d’induction d’anesthésie qui sera ensuite utilisée lors des anesthésies pour les actes techniques. Les 3 premiers jours, les animaux ne seront pas stimulés pour s’habituer aux locaux et au personnel. Avant le démarrage de l’étude, le vétérinaire assurera une visite de contrôle clinique. Les animaux seront hébergés en groupes avec des enrichissements et appropriés à leurs besoins (distinction stricte entre les aires de repos avec des panières et linges permettant la nidation et des zones où ils pourront faire leurs besoins). Des hamacs comme aires de repos en hauteur et des jeux comme des balles avec des clochettes à l’intérieur, des hochets avec des objets à l’intérieur émettant du bruit à la manipulation, des tubes PVC organisés en un réseau à sorties multiples et servant également de cachettes pour les furets seront ajoutés au parc ou cages d’hébergement. Une alternance des jouets pour stimuler l’intérêt des animaux sera respectée afin d’éviter l’ennui. Un temps de jeux quotidiens (hors weekend et jours fériés) de 15 à 30 minutes avec les animaliers, en particulier ceux réalisant les soins quotidiens des animaux, sera également respecté pour habituer progressivement les animaux au contact humain et diminuer le stress lors des manipulations. Les animaux seront observés quotidiennement et ce depuis leur arrivée jusqu’à leur euthanasie. De plus, durant l’étude, le poids des animaux sera mesuré régulièrement (a minima une fois par semaine), accompagné d’un suivi clinique plus précis basée sur une grille de scoring (comportement général, écoulements nasaux et oculaires, aspect du pelage, difficultés respiratoires, aspect des muqueuses). En cas d’apparition de signes cliniques anormaux, des examens cliniques approfondis pourront également être réalisés par un vétérinaire responsable du suivi. Les signes cliniques observés seront pris en charge (injection de fluides, analgésiques, antibiotiques, etc…) dans la mesure où les actions n’interfèrent pas avec les produits injectés. Enfin, le personnel réalisant les actes sera habilité, formé et expérimenté.

Choix des espèces

Le modèle furet a été choisi car il constitue un modèle plus proche de l’homme que la souris à la fois sur le plan anatomique et au niveau physiologique et particulièrement pulmonaire. Cela en fait une espèce particulièrement pertinente pour l’étude de composés à visée thérapeutique ciblant les maladies respiratoires, permettant une meilleure transposition des résultats précliniques vers l’homme. De plus, il est souvent utilisé comme modèle préclinique intermédiaire permettant de conforter des résultats préliminaires obtenus en modèle souris qui est souvent un prérequis des agences réglementaires pour mieux prédire la biodistribution humaine et évitant ainsi le recours aux primates non-humains. Il est également fortement recommandé de réaliser les études de PK/PD sur deux espèces : rongeur et non-rongeur. Par ailleurs, ce modèle a l’avantage d’être plus grand qu’une souris permettant ainsi de réaliser des prélèvements tels que les prélèvements sanguins de façon plus fréquentes et en plus grandes quantités. Les animaux sélectionnés pour ce projet seront âgés au minimum de 3 mois correspondant au début du stade adulte.

4 768 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des métabolites bactériens par gavage jusqu'à une fois par jour pendant six semaines, ou par injection sous-cutanée jusqu'à huit semaines, avec un risque d'irritation locale, de perte de poils et de fausse route. Suivent des tests de sociabilité, de comportements répétitifs et d'anxiété, dont le test du champ ouvert, et des évaluations de la physiologie intestinale allant jusqu'à six heures, pour reproduire chez la souris des traits associés à l'autisme. Le porteur écarte le rat au motif qu'il est plus grand, a besoin de plus d'espace et "ne convient pas à la taille de notre animalerie, surtout avec le nombre important d'animaux prévus".

Objectifs

Les troubles du neurodéveloppement, comme les troubles du spectre de l’autisme (TSA), concernent environ 1 % de la population mondiale. Ces troubles se manifestent par des difficultés d’interaction sociale, des comportements répétitifs, mais aussi par des troubles associés comme l’anxiété ou l’hyperactivité. Les patients atteint de la maladie présentent également des problèmes digestifs (constipation, diarrhée, douleurs abdominales), souvent associés à un déséquilibre de leur flore intestinale. Les causes exactes des TSA restent mal comprises, mais de plus en plus de travaux suggèrent un lien entre le cerveau, l’intestin et les milliards de microbes qui le peuplent : le microbiote intestinal. Le microbiote intestinal aide à réguler nos défenses immunitaires, notre digestion, et même à communiquer avec le cerveau, notamment grâce à certaines petites molécules produites par les bactéries intestinales- appelées métabolites. Chez les patients autistes, plusieurs études ont observé des anomalies dans certains métabolites présents dans leur corps. Par exemple, des métabolites issus de la dégradation par le microbiote intestinal d’un acide aminé appelé phénylalanine, sont retrouvés en quantité plus élevée dans les urines et le sang des patients. Le but de ce projet est d’identifier des métabolites capables de déclencher chez la souris des altérations du comportement (sociabilité, comportements répétitifs, anxiété) et/ou des troubles gastro-intestinaux (transit, perméabilité, inflammation), et d’explorer leur mode d’action, notamment par des approches pharmacologiques ciblant le système nerveux. Nous testerons également l’effet de traitements ciblant le microbiote, susceptibles de contrebalancer ces effets. Nous utiliserons un modèle murin, permettant la manipulation de nombreux outils génétiques, une bonne reproductibilité et une forte sensibilité aux variations du microbiote. Néanmoins, ce modèle ne reflète pas toute la complexité des TSA humains (cognition, langage) et les différences interespèces limitent l’extrapolation. Ce projet générera donc des données utiles pour guider de futures recherches cliniques.

Bénéfices attendus

Cette étude est conçue pour générer des connaissances fondamentales qui pourront être utiles pour la recherche chez l’humain. Elle permettra de mieux comprendre les mécanismes biologiques impliqués dans les TSA, en particulier le rôle du microbiote intestinal. Ce projet contribuera à identifier de nouvelles pistes thérapeutiques ciblant le microbiote, et à tester leur efficacité dans des modèles animaux avant de les envisager pour une application chez l’humain, en vue d’améliorer la santé et la qualité de vie des personnes autistes. Ces résultats seront accessibles à court terme, à l’issue des différentes étapes expérimentales, c’est-à-dire dans les 2 à 3 ans suivant le début du projet. En revanche, leur application en santé humaine nécessitera des étapes supplémentaires, notamment des validations dans d’autres modèles expérimentaux, puis des essais cliniques. Ainsi, même si ce projet contribue à poser les bases de futures approches thérapeutiques, une application concrète chez l’humain ne pourra être envisagée qu’à moyen ou long terme.

Procédures

Identification par injection de puce : durée 10s ; fréquence une seule fois dans la vie de l’animal. • Test de comportements évaluant le phénotype social : durée 4min30s, 10min, 12min, 25min et 72h en fonction des tests ; fréquence une seule fois dans la vie de l’animal. • Tests de comportements évaluant les comportements répétitifs : durée 5 à 10min en fonction des tests ; fréquence une seule fois dans la vie de l’animal. • Tests de comportements évaluant l’anxiété : durée 5min, 6min et 10min en fonction des tests ; fréquence une seule fois dans la vie de l’animal. • Evaluation de la physiologie intestinale : durée 60min, 90min et 6h en fonction des tests ; fréquence une seule fois dans la vie de l’animal. • Prélèvement sanguin après incision de l’extrémité de la queue : durée 10min ; fréquence une seule fois dans la vie de l’animal. • Gavage : durée 5s ; fréquence allant d’une seule fois à une fois par jour pendant 6 semaines en fonction de la procédure. • Injections : durée 5s ; fréquence une seule fois à une fois par jour pendant 4 à 8 semaines en fonction de la procédure. • Anesthésie gazeuse : durée 10 min ; fréquence 1 fois sur la procédure.

Impact sur les animaux

Certains des métabolites administrés pourraient impacter le métabolisme ou provoquer des troubles digestifs chez les souris, comme de la constipation, de la diarrhée, ou un inconfort intestinal (ballonnements, douleurs abdominales). Ces effets seront surveillés par l’observation du comportement des animaux, leur poids et leur consommation d’eau et de nourriture. Les substances seront parfois administrées par gavage, une méthode qui peut engendrer un stress temporaire et/ou une légère irritation de l’œsophage, mais la réalisation du geste par du personnel formé limite l’inconfort. Il est à noter que lorsque pratiqué quotidiennement, ce geste est susceptible entraîner un stress modéré lié à la contention répétée des animaux pour chaque gavage, bien que celui-ci tende à diminuer avec l’habituation. L’administration quotidienne de substances sous la peau, au niveau de la nuque, peut entraîner de la même manière, un stress modéré lié à la contention répétée des animaux. Une irritation locale, une perte de poil et une modification de la peau sont susceptible d’apparaitre au site d’injection. Certains des tests comportementaux prévus dans les procédures sont générateurs d’un inconfort faible à moyen mais de courte durée (comme le test du champ ouvert qui évalue les comportements anxieux) et n’induisent pas de douleur ni de signes caractéristiques de mal-être chez la souris (perte de poids, prostration, poil hirsute, absence de toilettage ...). Enfin, un petit prélèvement de sang sera effectué en coupant l’extrémité de la queue. Cette méthode entraîne un léger saignement, rapidement stoppé par une pression douce (hémostase), et ne laisse pas de séquelle à long terme.

Devenir

À l’issue de chaque procédure, les animaux seront sacrifiés afin de permettre le prélèvement d’organes nécessaires à la réalisation d’analyses biologiques. Ces analyses sont indispensables pour approfondir la compréhension des mécanismes impliqués dans notre contexte d’étude.

Remplacement

Dans le cadre de ce projet, des alternatives non animales pourraient apporter des informations précieuses mais aucune ne permet actuellement de reproduire la complexité du microbiote ni ses interactions avec le système digestif et le système nerveux et l’impact sur la cognition. Par exemple, l’utilisation de cultures cellulaires intestinales permet d'étudier la perméabilité intestinale et l’inflammation mais s’affranchit de la complexité du microbiote et de ses interactions avec le système immunitaire ou nerveux. Les cultures de cellules neuronales ne permettent pas d'étudier les circuits neuronaux fonctionnels ni les comportements associés. L’utilisation de modèles informatiques (in silico) permettrait de simuler des voies de signalisation, des paramètres d'absorption intestinale, ou la distribution des métabolites dans l’organisme. Néanmoins, ces modèles dépendent fortement de données expérimentales préexistantes et sont incapables de prédire des effets émergents à l’échelle comportementale.

Réduction

Pour garantir l’obtention de résultats fiables et statistiquement exploitables, nous avons défini des tailles d’échantillons optimales à l’aide de calculs de puissance réalisés avec un logiciel dédié. Ces calculs ont permis de déterminer qu’un effectif de 12 animaux par groupe est suffisant pour détecter des effets de taille moyenne avec les tests statistiques les plus adaptés à nos données, tout en limitant le nombre total d’animaux utilisés. Par ailleurs, nous intégrerons à la fois des mâles et des femelles dans notre étude, ce qui permet de couvrir les deux sexes dans une même expérimentation, réduisant ainsi le nombre global d’animaux nécessaires. L’ensemble des résultats sera analysé à l’aide de logiciels statistiques spécialisés. Au total, 4768 animaux sont requis pour l’ensemble du projet, ce chiffre ayant été réduit au strict nécessaire en respectant les principes de la règle des 3R.

Raffinement

Les animaux seront hébergés par groupes d’au moins quatre, dans des conditions contrôlées (température, humidité) et surveillés quotidiennement par les expérimentateurs. La plupart des procédures n’induiront qu’un inconfort léger et bref. Celles pouvant affecter le bien-être feront l’objet d’un suivi renforcé basé sur une grille de score permettant d’identifier toute souffrance et d’appliquer des points limites précoces. Pour limiter stress et douleur, les gavages répétés seront effectués avec des canules souples à bout rond de sorte à limiter au maximum une irritation de l'oesophage, et les animaux seront habitués avant au geste de contention et à l'introduction d'un cône dans la cavité bucale. En cas de fausse route,l'animal recevra un analgésique injectable toutes les 8–12 h. Si les signes de détresse (difficultés respiratoires, prostation) apparaissent ou persistent 24h après, l'animal sera euthanasié. Les injections seront réalisées en alternant les sites et avec des aiguilles fines. En cas d’inflammation locale, le site sera surveillé et traité si besoin. Les prélèvements sanguins seront effectués par incision de l’extrémité de la queue, méthode permettant de collecter rapidement du sang sans anesthésie et avec un stress minimal. En cas de saignement prolongé, une compresse stérile sera appliquée, et un stylet hémostatique utilisé si nécessaire. Les animaux seront systématiquement surveillés après le prélèvement. Les tests comportementaux seront précédés d’habituation aux dispositifs expérimentaux ; les sessions seront espacées pour favoriser la récupération et réalisées dans un environnement calme par les mêmes expérimentateurs autant que possible. Les procédures nécessitant une anesthésie seront conduites avec soin : le puçage se fera sous anésthésie gazeuse, assurant une intervention rapide et indolore ; avant les prélèvements d’organes, une analgésie préventive injectable sera administrée 30 min avant l’anesthésie générale injectable. Une surveillance clinique renforcée sera assurée tout au long de l’étude. Les points limites incluent : perte de poids > 20 %, altération de l’état général, troubles locomoteurs, blessures persistantes, refus de s’alimenter ou stress prolongé. Tout animal présentant ces signes sera examiné et, sans amélioration rapide, retiré de l’étude et euthanasié conformément aux recommandations.

Choix des espèces

L’autisme entraîne des troubles du comportement importants, et ces troubles peuvent être reproduits chez le rongeur grâce à des séries de tests comportementaux adaptés aussi bien aux jeunes souris qu’aux adultes. La souris est un modèle particulièrement pertinent car son système nerveux et son développement cérébral partagent de nombreuses similitudes avec ceux des humains, ce qui n’est pas aussi bien le cas chez d’autres espèces comme le poisson. En outre, la physiologie intestinale, notamment la perméabilité et la motilité de l’intestin et du côlon, ne peut être étudiée que chez un animal vivant, et la souris offre un bon compromis entre complexité biologique et faisabilité expérimentale. Notre institut a une animalerie avec des rats et des souris, mais les rats sont plus grands et ont besoin de plus d’espace, ce qui ne convient pas à la taille de notre animalerie, surtout avec le nombre important d’animaux prévus. Puisque notre projet porte sur les effets des métabolites produits par les microbes sur le développement du cerveau, nous avons choisi d’étudier les souris à des stades où leur système nerveux garde une certaine capacité d’adaptation, notamment à l’adolescence (vers 4 semaines), ainsi que pendant la gestation, afin de mieux comprendre comment l’exposition précoce influence le développement ultérieur. Ces choix permettent d’étudier les mécanismes liés aux troubles du neurodéveloppement dans un modèle fiable, pertinent et bien caractérisé, indispensable pour développer des traitements adaptés.

244 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et chacune subit deux opérations avant la chirurgie terminale. La première implante des cellules de gliome dans le cerveau sous anesthésie et cadre stéréotaxique, la seconde place une pompe osmotique dans l'abdomen. 96 animaux reçoivent en plus une immunothérapie injectée dans l'abdomen à l'état vigile et une séance de radiothérapie sous anesthésie. Le porteur attend une perte de poids, de motricité et de sensibilité chez les souris qui développent un glioblastome, et résume le bénéfice espéré en une phrase, "une amélioration des stratégies thérapeutiques innovantes".

Objectifs

Le glioblastome demeure une tumeur incurable présentant des caractéristiques propres participant à la résistance aux thérapies actuelles. Parmi ces caractéristiques, l’hypoxie qui correspond à une diminution de la concentration en oxygène est un facteur identifié de mauvais pronostic. L’objectif de notre étude est d’évaluer les effets d’une molécule vasodilatatrice ayant pour objet de réduire l’hypoxie intratumorale sur l’efficacité des traitements antitumoraux, ici la radiothérapie et les immunothérapies. L'étude a les objectifs spécifiques suivants : • Déterminer l'effet de la molécule vasodilatatrice en accompagnement d’une immunothérapie sur l'hypoxie tumorale et la réponse immunitaire. • Déterminer l'efficacité in vivo de la molécule vasodilatatrice en présence d’immunothérapie en tant que composé candidat dans un modèle de xénogreffes murin de glioblastome humain, déterminée par la survie des animaux et la charge tumorale. • Déterminer la cinétique des changements aigus de l’hypoxie in vivo induits par la molécule vasodilatatrice en présence de radiothérapie dans un modèle de xénogreffes murin de glioblastome humain

Bénéfices attendus

Le bénéfice attendu est une amélioration des stratégies thérapeutiques innovantes sur le glioblastome (IT+RT)

Procédures

Les animaux sont soumis à plusieurs types d’interventions : - Chirurgie (implantation cérébrale de cellules tumorales sous anesthésie générale) : 30 minutes maximum par animal, réalisée une seule fois sur chaque animal, 244 animaux sont concernés. - Implantation de pompes osmotiques en intrapéritonéal : 15 minutes maximum par animal, réalisée une seule fois sur chaque animal, 244 animaux sont concernés. - Injection intrapéritonéale de l’immunothérapie (animal vigile) : 3 fois tous les 3 jours à partir de J6 ; 5 minutes maximum par animal, 96 animaux sont concernés. - Irradiation (sous anesthésie générale) : 1 séance de radiothérapie : 10 minutes maximum par animal, 96 animaux sont concernés.- Imagerie IRM pour suivi de croissance tumorale - Chirurgie terminale sous anesthésie : 1 fois avant la mise à mort pour tous les animaux ; 10 minutes maximum par animal, tous les animaux sont concernés.

Impact sur les animaux

Suivant l’expérience du laboratoire, nous nous attendons à avoir une perte de poids, de motricité et de sensibilité chez les animaux développant de glioblastomes. La procédure chirurgicale pour l’établissement du modèle de tumeur cérébrale peut induire des douleurs modérées. Les séances fractionnées de radiothérapie et les séances d’imagerie (IRM) n’induisent pas en elles-mêmes de douleurs, de perte de poids ou de comportement anormal. L’injection de traitements en eux-mêmes ne provoquent pas de douleurs, de perte de poids ou de comportement anormal.

Devenir

A la fin de chaque procédure, les animaux sont mis à mort dans le but de récupérer différents organes pour analyses post-mortem.

Remplacement

Les tumeurs sont connues pour être multi-compartimentales, c'est-à-dire qu’au-delà du simple compartiment de la cellule tumorale existent la vascularisation, l’hypoxie et l’inflammation qui influent fortement sur la croissance tumorale et la réponse aux traitements comme la radiothérapie. L’utilisation de modèles in vivo permet d’intégrer ces différentes composantes, indispensables à la compréhension des mécanismes de développement tumoral et de réponses aux différents traitements. Dans ce projet, nous nous intéressons aux phénomènes de vasodilatation, impossibles à appréhender in vitro.

Réduction

L’utilisation des méthodes d’imagerie non invasives se conforme à la réglementation en vigueur dans le respect de la réduction du nombre d’animaux car elles permettent de suivre à différents temps l’évolution de la tumeur chez le même animal sans nécessité d’euthanasier plusieurs animaux à chacun des temps. Chaque animal est, dans ce cas, son propre contrôle et permet de réduire le nombre total d’animaux nécessaires pour l’étude. Afin de pouvoir réaliser des analyses statistiques, nous estimons qu’au minimum, 12 animaux par groupe au départ sont nécessaires afin de réaliser des tests statistiques puissants, et ainsi comparer les effets des différents traitements et ce, en fonction du temps. Ces 12 animaux sont calculés sur la base d’un test de puissance connaissant la variabilité intrinsèque des modèles tumoraux (environ 25%) basés sur nos travaux antérieurs. Il est important de noter ici que le nombre d’animaux calculé est un nombre maximal. Grâce notamment aux études en imageries qui sont quantitatives, nous réaliserons des analyses séquentielles. Ainsi, les expériences seront réalisées par plusieurs lots et si les seuils statistiques sont atteints alors le protocole sera stoppé.

Raffinement

A leur arrivée, les animaux seront placés en groupe sociaux dans des cages standards répondant aux normes européennes. Ils bénéficieront d’un temps d’adaptation (au minimum 7jours) avant toute expérimentation et bénéficieront également d’enrichissement (roue d’activité, stimulation sensorielle par différents objets). Les animaux seront surveillés de leur arrivée à la fin du protocole par un personnel compétent afin de déterminer leur état (poids, apparence physique) et la mise en place, si nécessaire, de mesures afin d’améliorer le bien-être animal. Cette évaluation sera réalisée quotidiennement pendant les phases critiques (implantation, irradiation) et 3 fois par semaine par la suite. Une évaluation des éventuelles douleurs de l’animal est faite grâce à une observation de l’expression faciale. Si « un signe évident de douleur 2 » est atteint sans que pour autant les points limites entrainant la mise à mort ne soient atteints, une couverture analgésique sera mise en place par une injection quotidienne. Enfin, les différents protocoles ont été pensés de manière à limiter au maximum la souffrance animale par l’administration d’agents analgésiques et anesthésiques appropriés et par le choix de points limites cohérents. . Les analgésies générales sont faites par injection sous cutanée et des anesthésies locales sont réalisées par application de gel (sur la peau avant incision et sur les barres d’oreille avant placement dans le cadre stéréotaxique). Lors des implantations chirurgicales, un gel est appliquée sur les yeux de l’animal afin d’éviter leur asséchement. Pour remédier à la perte de poids, les souris disposeront de croquettes humidifiées dans le fond de la cage ainsi que du complément alimentaire si nécessaire.

Choix des espèces

Les modèles tumoraux in vivo sont indispensables pour récapituler au mieux l’environnement inflammatoire des tumeurs qui se développent chez les patients. Nous utiliserons des souris immunocompétentes car ces souris présentent toutes les populations de cellules immunitaires et parce que le modèle de tumeur cérébrale utilisé repose sur l’implantation de cellules de gliome, développées depuis cette souche. De plus, pour cette espèce et pour les cellules étudiées, tous les outils de caractérisation en cytométrie en flux sont déjà validés dans la littérature et dans notre laboratoire. L’ensemble des animaux utilisés dans cette étude seront de jeunes adultes, âgés de 8 à 12 semaines en début de protocole. Cela permettra le développement de tumeurs plus reproductibles. De plus, à ce stade, le cerveau est mature et il est possible de suivre l’évolution des animaux sur des temps longs. Cet âge leur confère également une résistance aux protocoles expérimentaux utilisés.

1 214 souris vont être utilisées, chacune recevant jusqu'à 24 injections dans l'abdomen et 40 gavages sur deux mois, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. S'y ajoutent deux instillations dans la gorge sous anesthésie, un prélèvement sanguin, une séance d'imagerie, un acte chirurgical et des transports entre trois établissements. Le porteur indique que le modèle peut provoquer des atteintes cutanées à partir de quatorze semaines, puis une perte de poids et une mobilité réduite, pour étudier une sclérodermie déclenchée par la silice. Toutes sont tuées afin de prélever sang, poumon, rate et peau, une partie l'étant simplement faute de porter le génotype recherché.

Objectifs

La sclérodermie est une maladie rare du tissu soutenant les organes et des petites artères dont la principale caractéristique est un durcissement (fibrose) de la peau et des organes internes. Les atteintes pulmonaires constituent les complications potentiellement graves de la sclerodermie. Les artères allant du cœur aux poumons peuvent également être affectées ce qui entraîne une hypertension artérielle pulmonaire. La fibrose est la conséquence d’une réaction inflammatoire inadaptée, il existe en effet une activation anormale du système immunitaire. Les causes de cette maladie sont favorisées par des facteurs de l’environnement. La silice a été reconnue comme responsable du déclenchement de la maladie. Notre projet a pour but de bloquer, par une approche thérapeutique, les molécules engagées dans l’activation des cellules et d’explorer l'impact des contaminants environnementaux sur la gravité de la maladie.

Bénéfices attendus

A terme, les résultats de ce projet permettront d'éclairer notre compréhension sur les mécanismes mis en jeu dans le développement de la maladie. Ces données nous permettront d'identifier de nouveaux candidats médicaments dans cette maladie capables de prévenir ou freiner le développement des atteintes potentiellement mortelles chez les patients.

Procédures

Le projet se déroulera dans 3 établissements utilisateurs : l’élevage et traitement dans l’établissement 1, l’imagerie dans l’établissement 2, la chirurgie dans l’établissement 3. Les animaux vigiles seront soumis à : 1) contention et injections intrapéritonéales tous les 2 jours pendant 2 mois, au total 24 injections d’une durée de 20 secondes 2) contention et gavage 5 jours consécutifs pendant 2 mois, au total 40 gavages d’une durée de 20 secondes, 3) injection intraveineuse caudale réalisée 2 fois d'une durée de 40 secondes. Les animaux anesthésiés seront soumis à : 1) Instillations oro-pharyngées réalisée 2 fois sous anesthésie générale en 2 minutes 2) prélèvement sanguin unique sous anesthésie générale en 30s 3) imagerie unique sous anesthésie générale en 5 minutes 4) acte chirurgical unique sous anesthésie générale en 15 minutes.

Impact sur les animaux

Le modèle va induire à partir de 14 semaines des potentielles atteintes cutanées. A partir de 17 semaines, une perte de poids et une mobilité réduite pourraient être observées. le gavage va induire une irritation potentielle et du stress, les injections intrapéritonéales et intraveineuses vont induire du stress et une douleur légère de courte durée. L’instillation oropharyngée va induire du stress. La chirurgie pourra induire une douleur. Les transports des souris entre les 3 sites utilisateurs vont induire du stress aux souris.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés pour prélèvement de tissus spécifiques : sang, poumon, rate, peau, afin de réaliser une évaluation approfondie de l’atteinte pulmonaire et de l’hypertension artérielle pulmonaire par différentes techniques. Une partie des animaux seront euthanasiés car sans génotype d'intérêt.

Remplacement

Les cellules spécifiques du système immunitaire ont été traitées avec les différentes molécules thérapeutiques et ont montré leur intérêt dans des expérimentations in vitro. Néanmoins, ces expériences de cultures cellulaires ne permettent pas de recréer les interactions entre les différentes cellules de l’organisme. Ainsi l'expérimentation animale est un élément clé de ce projet.

Réduction

Un nombre minimum d'animaux nécessaires, déterminé par une analyse de puissance statistique, sera inclus dans chaque groupe. Les résultats seront analysés avec des tests statistiques adaptés.

Raffinement

Nous nous efforcerons quotidiennement de garantir le bien-être des animaux grâce à une surveillance attentive et des soins adaptés. Les traitements débutent à un stade précoce avant l’apparition des premiers signes cliniques. Les animaux sont maintenus dans des groupes de plusieurs individus dans un environnement enrichi. Une surveillance régulière et une application de points limites stricts et spécifiques au projet permettra de garantir le bien-être des animaux. Une grille de score sera utilisée et des actions réalisées en cas d’atteintes, L’instillation oropharyngée a été choisie car elle est moins invasive et moins douloureuse qu’une chirurgie, elle sera réalisée sous anesthésie générale. Des anesthétiques seront utilisés pour le prélèvement sanguin. L’imagerie sera réalisée sous anesthésie générale. La chirurgie sera réalisée sur souris ayant reçu un analgésique, puis une anesthésie générale. Les souris seront transférées dans des cages de transport agrées, bords opaques, sans visibilité de l’extérieur.

Choix des espèces

La souris est le modèle de choix pour les études de processus inflammatoire. Seule cette espèce possède une lignée transgénique permettant l’étude de la fibrose et de l'hypertension pulmonaire avec une séquence temporelle identique à celle de la maladie humaine. Les souris jeunes adultes seront mises en accouplement à 8 semaines. Les souris génétiquement modifiées et les souris contrôles seront âgées soit de 6 à 14 semaines pour l’administration de traitement.

À huit semaines, 48 souris passent à un régime hypercalorique pour 21 semaines, qui les rend diabétiques vers la seizième. À vingt semaines, elles reçoivent une injection quotidienne pendant cinq jours pour bloquer une voie de production du glucose par le foie. Suivent deux tests de glycémie sous contention, quatorze prélèvements de sang à la queue, une mesure de composition corporelle et 72 heures seules en cage métabolique, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un dernier prélèvement de sang après six heures de jeûne, puis la mise à mort immédiate, pour prélever les tissus sensibles à l'insuline.

Objectifs

L’obésité et le diabète sont actuellement reconnus comme des épidémies mondiales et nécessitent de proposer de nouvelles stratégies de traitement. Diminuer la production de sucre (glucose) par le foie est une stratégie efficace de traitement du diabète de type 2. Cependant, les médicaments utilisés et prescrits en première intention induisent des effets secondaires et ne peuvent pas être utilisés par l’ensemble des patients. La production de sucre par le foie dépend de deux mécanismes : une sortie dans le sang par un transporteur et une sortie par des vésicules. L’inhibition de la production de glucose par les vésicules permet de protéger du développement du diabète. L’objectif de ce projet réalisé dans deux établissements utilisateurs (EU1 et EU2) est de déterminer si l’inhibition de la production de glucose par les vésicules permet de traiter le diabète de type 2, une fois qu’il est installé. L’inhibition de cette production de glucose spécifique sera réalisée grâce à des souris génétiquement modifiées.

Bénéfices attendus

Cette étude nous permettra de déterminer si l’inhibition de la production de glucose par des vésicules dans le foie est efficace pour traiter le diabète de type 2, lorsqu’il est induit par un régime hypercalorique chez la souris. Ces résultats permettront de mettre en évidence une nouvelle stratégie de traitement du diabète de type 2 et ouvriront la voie au développement de nouveaux traitements efficaces, et présentant potentiellement moins d’effets secondaires que les médicaments actuels.

Procédures

Toutes les souris : - seront soumises à un régime hypercalorique dès l’âge de 8 semaines et pendant 21 semaines. Ce régime est connu pour induire un état diabétique à partir de la 16ième semaine de régime chez des souris témoins (EU1 + EU2). - recevront une injection tous les jours pendant 5 jours (quelques secondes par souris) pour inhiber la voie de production vésiculaire de glucose par le foie (EU1). - subiront 2 tests pour analyser la régulation de leur glycémie pendant 2h après l’injection de glucose ou d’insuline (injections réalisées en 20 à 30 secondes chez la souris maintenues en contention) chez des animaux mis à jeun pendant 6h (EU1). Pour chaque test, 7 prélèvements de sang seront réalisés à l’extrémité de la queue en 15 secondes à 1 min maximum sur des souris libres de mouvement. Une seule incision de l’extrémité de la queue sera réalisée avant le premier prélèvement de sang. - seront soumises à mesure de la composition corporelle par un analyseur dédié (EU2). Cette mesure sera réalisée chez l’animal éveillé mais maintenu immobile. Elle est rapide (2 minutes) et non invasive, - seront isolées pendant 72h dans des cages spécifiques pour mesurer leur dépense énergétique (EU2). On mesurera leurs échanges gazeux (respiration), leur prise alimentaire et hydrique et leur activité physique. Cette mesure se fait de manière non-invasive. En fin d’expérience, une prise de sang terminale sera faite rapidement (en moins de 15-20 secondes) après une mise à jeun pendant 6h (EU1). L’animal sera mis à mort immédiatement après la prise de sang pour permettre le prélèvement de certains organes, qui seront ensuite étudiés en laboratoire (EU1).

Impact sur les animaux

Les effets indésirables prévus sur les animaux sont : - un léger stress lors de leurs immobilisations nécessaires pour la réalisation de certains gestes (biopsie, injections), - une légère douleur lors des injections - une possible inflammation localisée au niveau de la zone d’injection - une soif augmentée, une envie fréquente d’uriner, de la fatigue, et éventuellement le développement d’un état légèrement anxieux, symptômes précoces liés au développement du diabète. - une douleur lors de l’incision de l’extrémité de la queue - les symptômes liés à une hypoglycémie liée à l’injection d’insuline, c’est-à-dire une baisse de leur activation jusqu’à leur prostration, un mal-être, voir des convulsions et un coma si l’hypoglycémie est sévère. -un stress léger dû à la privation de nourriture pendant 6h. - un stress lié à l’immobilisation pour la mesure de la composition corporelle et pendant l’isolement de 72h pour la dépense énergétique

Devenir

Les animaux seront mis à mort pour prélèvements d’organes afin d’analyser si l’amélioration de l’état diabétique est observée dans les différents tissus sensibles à l’insuline.

Remplacement

L’objectif de cette étude est d’évaluer l’impact de la modification d’une fonction hépatique sur la physiologie de l’organisme entier. Cette réponse physiologique dépend de plusieurs dialogues inter-organes complexes (entre le foie, les reins, l’intestin, les muscles, le cerveau) qui ne peuvent actuellement pas être reproduits par des modèles cellulaires ou virtuels.

Réduction

Le nombre de souris nécessaire pour observer une amélioration de la réponse à l’apport important (bolus) de glucose, qui est affectée chez les patients diabétiques de type 2, est le paramètre pris en compte pour calculer le nombre d’individus nécessaire. Ce nombre a été calculé au plus juste par des méthodes statistiques et à partir des résultats d’études précédentes : soit un maximum de 12 individus par groupe. Cette étude sera réalisée en comparant des souris témoins (sans modification de leurs gènes), qui développent un diabète lorsqu’elles sont nourries avec un régime hypercalorique, et des souris modifiées génétiquement dont la production de glucose par le foie est réduite de moitié. L’étude sera réalisée chez des mâles et chez des femelles. Au total, ce projet nécessitera 48 souris (24 mâles et 24 femelles).

Raffinement

- Pour éviter les inflammations des organes causées par les injections dans l’abdomen, la modification génique sera réalisée par une injection d’un produit sous la peau à différents endroits. - La préhension des souris sera réalisée par transfert à l’aide d’un tunnel pour réduire le stress. - Pour les mesures répétées de la glycémie, une petite incision de l’extrémité de la queue sera réalisée après application d’une pommade anesthésiante. Le sang sera ensuite prélevé sans autre incision en grattant la croute et en massant la queue pour éviter toute autre incision. Les volumes de sang prélevés resteront très limités conformément aux recommandations internationales sur le bien-être animal. - Afin de limiter l’état légèrement anxieux développé par les souris rendues diabétiques, leur hébergement sera très enrichi pour leur permettre de s’isoler, de se cacher. - Le changement de la litière et la surveillance de leur consommation d’eau seront plus fréquents après 16 semaines de régime hypercalorique. - Le stress lié à l’isolement pour la mesure du métabolisme énergétique sera atténué en plaçant de la litière souillée de la cage d’origine des souris et par l’ajout d’un tube leur permettant de se cacher. Une période de découverte de ce nouvel environnement sera réalisée pendant 3 h, puis une période d’acclimatation de 24h précédera les mesures. - Les animaux seront pesés toutes les semaines et seront observés pour détecter tout signe de mal-être, souffrance, lésions ou de détérioration de l’état de santé général avec la mise en place de points limites précoces. Les souris seront euthanasiées soit à la fin de l’étude ou plus tôt si leur état de santé se dégrade, afin de prélever différents organes pour des analyses moléculaires.

Choix des espèces

Nous avons choisi d’utiliser la souris pour notre projet de recherche car, contrairement à d’autres espèces comme le poisson, elle possède des mécanismes de régulation de la glycémie similaires à ceux de l’être humain. De plus, il est possible dans cette espèce de désactiver précisément un gène important dans le foie grâce à des techniques génétiques avancées. Enfin, les outils d’analyses moléculaires, comme des anticorps, spécifiques de la souris sont disponibles en laboratoire. Le modèle de souris génétiquement modifié est unique et original car il permet de réduire de moitié la production de glucose par le foie. Les manipulations sur les souris seront limitées et réalisées à différents âges : La biopsie de tissu pour caractériser les gènes des souris sera réalisée chez les nouveau-nés âgés de 7-10 jours. Les souris seront nourries avec un régime hypercalorique à l’âge adulte (8 semaines) pendant 8 semaines pour induire un état prédiabétique. La modification génique sera induite à ce stade (20 semaines), et son impact sera mesurée par différentes approches métaboliques nécessitant environ 9 semaines avant la mise à mort des souris.

Rendues diabétiques par 21 semaines de régime hypercalorique, 48 souris reçoivent des injections d'insuline dont le porteur indique qu'elles peuvent provoquer prostration, convulsions et coma. Elles subissent aussi quatorze prélèvements de sang à l'extrémité de la queue, une mesure de composition corporelle sous contention et 72 heures d'isolement en cage métabolique, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, réparties entre deux établissements. Le porteur qualifie ces deux dernières mesures de non invasives, tout en listant le stress qu'elles causent. Les 48 souris sont tuées après un dernier prélèvement de sang, pour prélever les tissus sensibles à l'insuline et vérifier si l'état diabétique s'améliore.

Objectifs

L’obésité et le diabète sont actuellement reconnus comme des épidémies mondiales et nécessitent de proposer de nouvelles stratégies de traitement. Diminuer la production de sucre (glucose) par le foie est une stratégie efficace de traitement du diabète de type 2. Cependant, les médicaments utilisés et prescrits en première intention induisent des effets secondaires et ne peuvent pas être utilisés par l’ensemble des patients. La production de sucre par le foie dépend de deux mécanismes : une sortie dans le sang par un transporteur et une sortie par des vésicules. L’inhibition de la production de glucose par les vésicules permet de protéger du développement du diabète. L’objectif de ce projet réalisé dans deux établissements utilisateurs (EU1 et EU2) est de déterminer si l’inhibition de la production de glucose par les vésicules permet de traiter le diabète de type 2, une fois qu’il est installé. L’inhibition de cette production de glucose spécifique sera réalisée grâce à des souris génétiquement modifiées.

Bénéfices attendus

Cette étude nous permettra de déterminer si l’inhibition de la production de glucose par des vésicules dans le foie est efficace pour traiter le diabète de type 2, lorsqu’il est induit par un régime hypercalorique chez la souris. Ces résultats permettront de mettre en évidence une nouvelle stratégie de traitement du diabète de type 2 et ouvriront la voie au développement de nouveaux traitements efficaces, et présentant potentiellement moins d’effets secondaires que les médicaments actuels.

Procédures

Toutes les souris : - seront soumises à un régime hypercalorique dès l’âge de 8 semaines et pendant 21 semaines (EU1 + EU2). Ce régime est connu pour induire un état diabétique à partir de la 16ième semaine de régime chez des souris témoins. - recevront une injection tous les jours pendant 5 jours (quelques secondes par souris) pour inhiber la voie de production vésiculaire de glucose par le foie (EU1). - subiront 2 tests pour analyser la régulation de leur glycémie pendant 2h après l’injection de glucose ou d’insuline (injections réalisées en 20 à 30 secondes chez la souris maintenues en contention) chez des animaux mis à jeun pendant 6h (EU1). Pour chaque test, 7 prélèvements de sang seront réalisés à l’extrémité de la queue en 15 secondes à 1 min maximum sur des souris libres de mouvement. Une seule incision de l’extrémité de la queue sera réalisée avant le premier prélèvement de sang. - seront soumises à mesure de la composition corporelle par un analyseur dédié (EU2). Cette mesure sera réalisée chez l’animal éveillé mais maintenu immobile. Elle est rapide (2 minutes) et non invasive, - seront isolées pendant 72h dans des cages spécifiques pour mesurer leur dépense énergétique (EU2). On mesurera leurs échanges gazeux (respiration), leur prise alimentaire et hydrique et leur activité physique. Cette mesure se fait de manière non-invasive. En fin d’expérience, une prise de sang terminale sera faite rapidement (en moins de 15-20 secondes) après une mise à jeun pendant 6h (EU1). L’animal sera mis à mort immédiatement après la prise de sang pour permettre le prélèvement de certains organes, qui seront ensuite étudiés en laboratoire (EU1).

Impact sur les animaux

Les effets indésirables prévus sur les animaux sont : - un léger stress lors de leurs immobilisations nécessaires pour la réalisation de certains gestes (biopsie, injections), - une légère douleur lors des injections - une possible inflammation localisée au niveau de la zone d’injection - une soif augmentée, une envie fréquente d’uriner, de la fatigue, et éventuellement le développement d’un état légèrement anxieux, symptômes précoces liés au développement du diabète. - une douleur lors de l’incision de l’extrémité de la queue - les symptômes liés à une hypoglycémie liée à l’injection d’insuline, c’est-à-dire une baisse de leur activation jusqu’à leur prostration, un mal-être, voir des convulsions et un coma si l’hypoglycémie est sévère. -un stress léger dû à la privation de nourriture pendant 6h. - un stress lié à l’immobilisation pour la mesure de la composition corporelle et pendant l’isolement de 72h pour la dépense énergétique

Devenir

Les animaux seront mis à mort pour prélèvements d’organes afin d’analyser si l’amélioration de l’état diabétique est observée dans les différents tissus sensibles à l’insuline.

Remplacement

L’objectif de cette étude est d’évaluer l’impact de la modification d’une fonction hépatique sur la physiologie de l’organisme entier. Cette réponse physiologique dépend de plusieurs dialogues inter-organes complexes (entre le foie, les reins, l’intestin, les muscles, le cerveau) qui ne peuvent actuellement pas être reproduits par des modèles cellulaires ou virtuels.

Réduction

Le nombre de souris nécessaire pour observer une amélioration de la réponse à l’apport important (bolus) de glucose, qui est affectée chez les patients diabétiques de type 2, est le paramètre pris en compte pour calculer le nombre d’individus nécessaire. Ce nombre a été calculé au plus juste par des méthodes statistiques et à partir des résultats d’études précédentes : soit un maximum de 12 individus par groupe. Cette étude sera réalisée en comparant des souris témoins (sans modification de leurs gènes), qui développent un diabète lorsqu’elles sont nourries avec un régime hypercalorique, et des souris modifiées génétiquement dont la production de glucose par le foie est réduite de moitié. L’étude sera réalisée chez des mâles et chez des femelles. Au total, ce projet nécessitera 48 souris (24 mâles et 24 femelles).

Raffinement

- Pour éviter les inflammations des organes causées par les injections dans l’abdomen, la modification génique sera réalisée par une injection d’un produit sous la peau à différents endroits. - La préhension des souris sera réalisée par transfert à l’aide d’un tunnel pour réduire le stress. - Pour les mesures répétées de la glycémie, une petite incision de l’extrémité de la queue sera réalisée après application d’une pommade anesthésiante. Le sang sera ensuite prélevé sans autre incision en grattant la croute et en massant la queue pour éviter toute autre incision. Les volumes de sang prélevés resteront très limités conformément aux recommandations internationales sur le bien-être animal. - Afin de limiter l’état légèrement anxieux développé par les souris rendues diabétiques, leur hébergement sera très enrichi pour leur permettre de s’isoler, de se cacher. - Le changement de la litière et la surveillance de leur consommation d’eau seront plus fréquents après 16 semaines de régime hypercalorique. - Le stress lié à l’isolement pour la mesure du métabolisme énergétique sera atténué en plaçant de la litière souillée de la cage d’origine des souris et par l’ajout d’un tube leur permettant de se cacher. Une période de découverte de ce nouvel environnement sera réalisée pendant 3 h, puis une période d’acclimatation de 24h précédera les mesures. - Les animaux seront pesés toutes les semaines et seront observés pour détecter tout signe de mal-être, souffrance, lésions ou de détérioration de l’état de santé général avec la mise en place de points limites précoces. Les souris seront euthanasiées soit à la fin de l’étude ou plus tôt si leur état de santé se dégrade, afin de prélever différents organes pour des analyses moléculaires.

Choix des espèces

Nous avons choisi d’utiliser la souris pour notre projet de recherche car, contrairement à d’autres espèces comme le poisson, elle possède des mécanismes de régulation de la glycémie similaires à ceux de l’être humain. De plus, il est possible dans cette espèce de désactiver précisément un gène important dans le foie grâce à des techniques génétiques avancées. Enfin, les outils d’analyses moléculaires, comme des anticorps, spécifiques de la souris sont disponibles en laboratoire. Le modèle de souris génétiquement modifié est unique et original car il permet de réduire de moitié la production de glucose par le foie. Les manipulations sur les souris seront limitées et réalisées à différents âges : La biopsie de tissu pour caractériser les gènes des souris sera réalisée chez les nouveau-nés âgés de 7-10 jours. Les souris seront nourries avec un régime hypercalorique à l’âge adulte (8 semaines) pendant 8 semaines pour induire un état prédiabétique. La modification génique sera induite à ce stade (20 semaines), et son impact sera mesurée par différentes approches métaboliques nécessitant environ 9 semaines avant la mise à mort des souris.