Système cardiaque

108 souris génétiquement modifiées vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures classées sans réveil. Le porteur décrit pourtant des coupures répétées du bout de la queue sous anesthésie gazeuse et des prélèvements sanguins étalés sur plus de dix jours, pour mesurer le temps de saignement lié à une mutation de STIM1. Il indique que cette mutation provoque un déficit entraînant la mort à partir de 32 semaines, les procédures étant menées avant 20 semaines. Il présente le recours à la souris comme "irremplaçable", faute d'inhibiteurs pharmacologiques.

Objectifs

Les plaquettes sont des acteurs essentiels du maintien de l’intégrité vasculaire. Elles sont les premiers éléments cellulaires à intervenir dans l’arrêt du saignement lors d’une blessure vasculaire en participant à la formation d’un thrombus, ceci constituant l’hémostase physiologique dite primaire. Des problèmes de saignements plus ou moins graves peuvent être dus à des défauts de production et de fonctions plaquettaire. La mutation gain de fonction de la protéine STIM1 R304W/+est associée à une anomalie de l'homeostasie calcique intra-cellulaire dont les conséquences sont une modification de la production et de la fonctionalité des plaquettes. Notre étude vise à décrypter les mécanismes moléculaires et cellulaires permettant de comprendre le phénotype hémorragique dû à cette mutation de STIM1.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d'un point de vue fondamental de caractériser les mécanismes moléculaires et cellulaires du role de STIM1 dans la production et la fonction plaquettaire. D'un point de vue clinique, ce projet permettra de comprendre l'évolution de la maladie hémorragique chez l'homme.

Procédures

Une coupure (de 3 secondes) de 3 mm du bout de la queue de la souris anesthésiée par injection IP (intra-péritonéale) est réalisée. Le temps d'arrêt de saignement (évalué à 50μl maximum de sang avant l’arrêt du saignement) sera évalué jusqu’à 20 minutes maximum. 10 jours après, un prélèvement sanguin est réalisé au niveau de la veine cave inférieure après anesthésie par injection IP . La prise de sang dure 1-2 minutes et un volume de sang de 800 à 1000 μl est prélevé. La souris est anesthésiée par anesthésie gazeuse et injectée en IP avec un anti-douleur pour un prélèvement sanguin à la queue (environ 30μl, durée de 1 minute) suite à une coupure de 1 mm (de 3 secondes). Nous réalisons ensuite une injection IP du composé d’intérêt inoffensif et non irritant. Six prélèvements sanguins à la queue (environ 30μl, durée de 1 minute), suite à une coupure de 1 mm (durée de 3 secondes) est réalisé après anesthésie gazeuse et injection d’un anti-douleur sur une durée de 280h. 10 jours après, un prélèvement sanguin est réalisé comme décrit plus haut. Une injection d’un composé inoffensif et non-irritant est réalisée en intra-veineux pendant 10 secondes sur souris anesthésiée par anesthésie gazeuse. 1 heure après l’injection, puis toutes les 24 heures pendant 4 jours, un prélèvement sanguin à la queue (environ 30μl, durée de 1 minute) par coupure de 1 mm (durée de 3 secondes), est réalisé sur l’animal sous anesthésie gazeuse et injecté en intra-péritonéal avec un anti-douleur. 10 jours après, un prélèvement sanguin est réalisé comme décrit plus haut.

Impact sur les animaux

Le modèle murin génétiquement modifié STIM1 R304W/+ qui mime la pathologie humaine présente un déficit musculaire et hématologique qui entraine la mort à partir de 32 semaines de vie. Cependant toutes les procédures expérimentales seront réalisées avant 20 semaines. Pour les procédures expérimentales sur animaux vivants, les composés injectés ne sont pas irritables ou/et délétères (anesthésiques, anti-douleurs et anticorps). Les produits injectés ont déjà été utilisés par différents laboratoires, dont le nôtre, et n'ont montré aucun effet indésirable. Ces injections n'induisent qu'une légère douleur au moment de la piqûre et un stress qui ne durent que 5 à 10 secondes.

Devenir

A la fin de chaque procédure, les animaux sont mis à mort car toutes les procédures nécessitent des prélèvements de sang et/ou d'organes.

Remplacement

Le recours au modèle murin est irremplaçable pour le déroulement de ce projet pour deux raisons majeures : (i) la complexicité des mécanismes mis en jeu dans un contexte physiopathologique intégré d’hémostase et thrombose non modélisable par des approches in vitro et (ii) l'utilisation de modèles murins génétiquement modifiés.

Réduction

Le nombre d’animaux sera réduit au maximum : en suivant des protocoles expérimentaux déjà établis dans le laboratoire, en tenant compte d’expériences déjà réalisées dans l’équipe qui nous ont montré que nous pouvons obtenir des résultats statistiquement corrects en faisant des groupes de 12 souris pour chaque procédure réalisée. Nous nous limiterons aux seules expériences considérées comme absolument indispensables en évitant la répétition d’études antérieures déjà réalisées et/ou publiées et en fonction des résultats obtenus au cours des différentes procédures expérimentales. Nous obtiendrons dans un premier temps des résultats préliminaires sur 1 lot de 4 animaux nous permettant de définir s'il peut exister des différences statistiquement quantifiables entre les différents groupes, qui si elles existent, seront statistiquement affinées avec des groupes de 12 souris par procédure. L'approche statistique permettra d'analyser les différences obtenues entre groupes.

Raffinement

Les souris ont un accès illimité à la nourriture et boisson avec du papier sopalin, du carton et/ou des cubes de bois dans la cage. Une observation quotidienne des souris est réalisée par les zootechniciens ou les responsables du projet en terme de comportement général (prostration, activité anormale, isolement) et d'apparence (poils hérissés, plaies/blessures, amaigrissement anormal). Toutes les personnes impliquées dans ce projet (zootechniciens et les responsables de projet) sont formées et qualifiées au respect des conditions du bien-etre animal et diplômées en expérimentation animale. Toutes les procédures expérimentales se font sur souris anesthésiées et analgésiées sauf pour les injections intrapéritonéales qui sont des gestes rapides de moins de 10 secondes sur animaux vigiles. Un contrôle permanent de l'état d'anesthésie des souris sera réalisé par les expérimentateurs tout au long de la procédure. Tout au long des procédures, les animaux seront surveillés par les zootechniciens et les expérimentateurs. En cas de blessure, l'animal sera isolé et la blessure sera nettoyée 2 fois par jour pour favoriser une cicatrisation propre. Une mise à mort rapide de la naissance à la mort ou lors d'une procédure expérimentale sera effectuée si l'animal atteint le score de 6 par addition des scores suivants : Plaies / Blessures soignables (10 mm ou non soignables : 3, Apparence : manque de toilettage : 1, Apparence : pelage terne et poils hérissés : 2, Perte de poids 20% : 3, Comportement : réaction légèrement exagérée ou moins mobile ou comportement répétitif léger : 1, Comportement : réaction modérément exagérée ou mobilité limitée ou comportement répétitif modéré : 2, Comportement : réaction violente ou immobilité>24h ou comportement répétitif excessif : 3.

Choix des espèces

Nous utilisons des souris car les mécanismes d’hémostase et thrombose sont transposables à l'homme mais aussi car nous disposons de modèles murins génétiquement modifiés invalidés pour nos protéines d'intérêt car il n'existe pas à ce jour d'inhibiteurs pharmacologiques. Stade adulte de 8 à 20 semaines car de part et d'autre de cette fourchette d'âge les réponses fonctionelles en hémostase et thrombose peuvent être modifiées.

15 cochons vont être utilisés, opérés sous anesthésie générale et tués avant tout réveil. On leur ouvre le thorax par sternotomie, on ligature une artère coronaire pour provoquer un infarctus, on implante un dispositif lumineux dans le ventricule gauche, avec suivi par IRM et huit prélèvements sanguins sur cinq heures. Le projet teste ce dispositif de photobiomodulation censé limiter les lésions de reperfusion, les retombées pour les patients étant renvoyées à un éventuel essai clinique ultérieur. Le porteur décrit le porc comme le "modèle le plus pertinent à l'heure actuelle" pour la circulation coronaire humaine.

Objectifs

L'infarctus du myocarde se définit comme la nécrose d'une partie du muscle cardiaque, lorsque cette zone n'est plus irriguée par les artères coronaires qui lui apportent l'oxygène véhiculé par le sang. La prise en charge de l’infarctus du myocarde consiste à rétablir le flux sanguin en débouchant l’artère le plus rapidement possible après le début des symptômes. Bien que cette reperfusion soit obligatoire pour la survie du patient, elle engendre par elle-même des répercussions que l’on associe aux problèmes d’ischémie/reperfusion qui peuvent induire des phénomènes de mort tissulaire jusqu’à plusieurs jours après la reperfusion. La thérapie par Photobiomodulation (PBM) se définit comme une irradiation lumineuse athermique et non ionisante aux longueurs d’ondes visible et proche infrarouge, notamment, pour stimuler la consommation d’oxygène en phase d’hypoxie ou stimuler la réponse cellulaire et tissulaire afin d’améliorer la cicatrisation des tissus et en réduire l’inflammation. Ainsi nous souhaitons démontrer l’efficacité de la thérapie par PBM in situ sur le tissu myocardique ischémique à réduire significativement la perte de la fonction myocardique après reperfusion. L’objectif de cette étude préclinique est d’évaluer la sécurité, la performance et l’efficacité d’un dispositif médical innovant permettant le traitement en phase aiguë de l’ischémie/reperfusion cardiaque par la PBM sur un modèle de porc de taille réduite sur lequel nous induirons une ischémie cardiaque suivie d’une reperfusion de la coronaire. De façon générale, le porc possède une physiologie coronaire et cardiaque très semblable à l’homme. Cette vascularisation est très intéressante pour les travaux sur les maladies coronariennes et fait du porc le modèle le plus pertinent à l’heure actuelle pour ce domaine particulier. La mise au point du modèle expérimental porcin d’ischémie-reperfusion en phase aiguë a été réalisée dans le cadre d’une étude ultérieure qui nous a permis de caractériser par IRM les dommages cardiaques consécutifs à une lésion d’ischémie-reperfusion. Pour ce projet, un total de 15 porcs seront utilisés. Les animaux seront profondément endormis sous anesthésie générale, avec une prise en charge de la douleur due à la chirurgie. A l’issue du protocole, l’animal, toujours placé sous anesthésie générale, sera euthanasié et du matériel biologique (sang, organes, tissus) seront prélevés pour analyse.

Bénéfices attendus

Ce projet nous permettra d’obtenir des preuves de concept d’efficacité de notre traitement par PBM dans un modèle d’ischémie-reperfusion cardiaque en phase aiguë. Nous voulons développer un produit qui permet d’irradier le cœur in situ pour permettre à la technologie de traitement par PBM de pallier significativement les effets de la reperfusion lors de la prise en charge de l’infarctus aigu du myocarde. Sur la base des résultats obtenus, nous pourrons soumettre une étude préclinique d’efficacité en phase chronique et dans les circonstances de non-risques potentiels (sécurité, performance et efficacité du dispositif médical), un essai pilote d’étude clinique sera proposé afin d’évaluer notre traitement par PBM chez des patients présentant une ischémie cardiaque. Cette nouvelle approche thérapeutique réduira significativement les lésions et la perte de la fonction cardiaque suite aux phénomènes délétères de la reperfusion suivant ischémie.

Procédures

La procédure est sans réveil et sera réalisée sous anesthésie générale durant toute la procédure. Les animaux seront prémédiqués, intubés et anesthésiés (mélange halogéné + O2 + air) durant toute l’intervention. L’oxymétrie sera contrôlée par un capteur approprié qui vérifiera la saturation en oxygène. En début d’intervention, les porcs seront sous un mélange O2 (à 0,5 l/min) et air à (0,5 l/min) afin d’obtenir une FiO2 autour de 52%. Cette anesthésie permettra à l’animal d’être en anesthésie profonde et sans souffrance. - La procédure chirurgicale (sternotomie, ligature de l’IVA, mise en place du dispositif médical dans le ventricule gauche) sera réalisée sur tous les animaux, 1 seule fois, avec un suivi pendant 5h de la procédure, puis sacrifice (animal toujours placé sous AG) - Le suivi par imagerie IRM sera réalisé sur tous les animaux sous AG durant les 5 h de procédure - Prélèvements sanguins (via le cathéter veineux central) sur tous les animaux, 8 fois, durant les 5h de procédure. - Prélèvements des tissus et organes au sacrifice.

Impact sur les animaux

Cette procédure en phase aiguë est sans réveil. Tous les animaux seront placés sous anesthésie générale durant toute la procédure, avec une prise en charge de la douleur. Les effets indésirables attendus pourraient survenir lors de la phase d’ischémie cardiaque et lors de la phase de reperfusion : une trop forte instabilité hémodynamique pourrait entraîner des arythmies et des fibrillations ventriculaires. Des manœuvres de réanimation (massages cardiaques et défibrillation par électrochocs) ainsi qu’une médication appropriée (anti-arythmiques, adrénaline) sont prévues afin de minimiser les risques. Cependant, nous ne pouvons pas exclure un décès de l’animal qui sera prononcé après 50 minutes de réanimation non efficace.

Devenir

A l’issue de la procédure, tous les animaux (toujours placés sous anesthésie générale) seront sacrifiés par injection veineuse de Doléthal® afin de prélever les tissus (veine jugulaire) et organes (cœur, poumons) qui seront observés macroscopiquement lors de l’explantation. Ces échantillons seront ultérieurement étudiés par analyse histologique afin de nous permettre d’observer d’éventuelles lésions tissulaires, de quantifier la zone à risque et d’évaluer ainsi la sécurité de notre dispositif médical implanté in vivo.

Remplacement

Les effets de la PBM ont été testés au préalable sur des cellules cardiaques en cultures et sur des embryons de poulet. Notre dispositif médical nécessite aujourd’hui une évaluation dans un modèle préclinique de taille humaine (porc) avant le passage chez l’homme.

Réduction

Pour cette étude, le nombre total d'animaux a été réduit au maximum à 15 individus traités par PBM ; cet effectif permettra de réaliser une comparaison statistique avec les résultats du groupe témoin obtenus lors d’une étude précédente. Après expérimentation, du matériel biologique (organes, tissus) pourra être prélevé. Ces prélèvements pourront éventuellement servir pour les besoins d’autres études non liées à ce protocole, sans utiliser d’animaux supplémentaires.

Raffinement

Pour réduire le mal être de l’animal lors de nos interventions : - les animaux seront placés sous anesthésie générale pendant toute la procédure, avec une prise en charge de la douleur - L’entrée des porcs dans la structure expérimentale est programmée de façon à fournir aux animaux un environnement optimum (mise en loge d’expérimentation collective au minimum 7 jours avant l’intervention…). Les porcs sont hébergés dans les conditions adaptées à leur espèce, logés sur copeaux, en groupe sociaux avec jeux à leur disposition. Un suivi quotidien leur est apporté. Un vétérinaire assure le suivi sanitaire. - Lors du transfert du site d’hébergement au site d’expérimentation, les animaux seront tranquillisés par une injection en IM de Stresnil®. - Pour la mise à mort, l’animal est toujours placé sous anesthésie générale avant induction d’une surcharge de Doléthal®.

Choix des espèces

L’espèce animale choisie pour notre étude est le porc adulte de taille réduite (lignée FBM, âgés de 12-20 mois, 55-70kg) qui présente une taille adulte pertinente pour tester notre dispositif à taille réelle et une anatomie vasculaire suffisamment proche de l’homme pour en faire un modèle satisfaisant d’essai préclinique. Ces porcs de taille réduite permettent de travailler sur des porcs adultes représentatifs de l’âge où surviennent les pathologies d’intérêt chez l’homme. Souvent les autres groupes travaillent sur des porcs charcutiers pris à un âge très jeune pour avoir un poids manipulable mais leur réactivité tissulaire et en particulier vasculaire relève plus de la pédiatrie et n’est absolument pas prédictive de ce qui se passe chez l’homme adulte. …. Nous utiliserons des porcs adultes de taille réduite, d’âge supérieur à 1 an, de sexe mâle (castré) ou femelle, ayant un poids compris entre 55 et 70 kg. L’éleveur est le fournisseur exclusif de cette souche de porcs (lignée FBM). Nous avons des données expérimentales importantes sur ce type d’expérimentation, nous permettant de limiter le nombre d’animaux à utiliser dans de nouveaux protocoles sans réveil de l’animal. Les résultats obtenus sur les animaux de cet âge sont convaincants et suffisants dans nos études. Ce modèle animal nous permet : - De travailler sur des animaux représentatifs de l’âge où surviennent les pathologies chez l’homme. - D’utiliser notre dispositif médical en taille réelle. - De transposer les connaissances acquises vers une utilisation clinique humaine.

60 rats Wistar mâles vont être utilisés, opérés sous anesthésie et tués avant tout réveil. Chacun subit une cathétérisation de l'artère carotide d'une dizaine de minutes pour relever des valeurs hémodynamiques, avant un prélèvement de sang et d'organes. Le projet compare l'effet de différents anesthésiants sur l'homéostasie et sur une modification protéique, l'O-GlcNAcylation, avec pour horizon annoncé l'amélioration des conditions d'anesthésie. Le porteur affirme que l'usage de modèles in vitro "n'est pas envisageable", rendant selon lui l'animal "indispensable".

Objectifs

Les objectifs du projet sont de 1) comprendre l’impact de l’anesthésie sur l’homéostasie et sur les niveaux d’O-GlcNAcylation mais également 2) comprendre l’impact de l’O-GlcNAcylation sur l’homéostasie. Tout ceci s’intègre dans le but d’améliorer les conditions d’anesthésie.

Bénéfices attendus

Les résultats attendus sont que les anesthésiants n’impact pas tous de la même façon l’homéostasie et les niveaux d’O-GlcNAcylation et que la modification post traductionnelle limite la chute de pression artérielle associée à l’anesthésie. Ces éléments permettraient d’améliorer les connaissances scientifiques mais pourraient également être une avancée dans le domaine clinique.

Procédures

Les animaux subissent 1 unique procédure chirurgicale. Cette procédure permet d’avoir accès aux valeurs hémodynamiques de l’animal via cathétérisation de l’artère carotide. Cette procédure dure environ 10 minutes (sur la base des expériences précédemment menées).

Impact sur les animaux

Aucun geste douloureux ne sera réalisé au cours de cette étude. Tout au long de l’étude, les animaux seront sous couvertures anesthésiques. La procédure chirurgicale sera effectuée sous couverture anesthésique et analgésique et durera au maximum 10 minutes. Elle sera suivie du sacrifice de l’animal.

Devenir

A la fin de la procédure (procédure sans réveil), l’ensemble des animaux seront sacrifiés. En effet, à la fin de cette procédure, le sang et les organes seront prélevés pour effectuer des analyses.

Remplacement

L’anesthésie est une procédure utilisée couramment dans le milieu hospitalier. Afin de représenter au mieux les impacts de l’anesthésie, l’usage de modèles in vitro n’est pas envisageable, rendant l’utilisation d’animaux indispensable pour mieux comprendre le lien entre anesthésie, homéostasie et O-GlcNAcylation.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés est réduit au minimum tout en ayant des données statistiques assez puissantes (dans la mesure du possible les tests seront réalisés en aveugle, afin d’augmenter la puissance de l’étude). Enfin, lorsque c’est possible, plusieurs investigations seront réalisées sur les mêmes animaux, afin de limiter la multiplication de groupes expérimentaux et d’animaux nécessaires.

Raffinement

Afin de raffiner le modèle, les animaux seront sous constante surveillance par les manipulateurs sur toute la durée de l’étude et des points limites adaptés seront établis. Les animaux seront constamment anesthésiés et sous surveillance des manipulateurs. Aucun geste douloureux ne sera réalisé. En fin de procédure, l’artère carotide de l’animal sera cannulée afin d’avoir accès aux valeurs hémodynamiques (pression artérielle, fréquence cardiaque). Ce geste, rapide et maîtrisé par les manipulateurs ne sera pas prolongée (maximum de 10 minutes) et aura lieu avant le sacrifice de l’animal. Cependant, plusieurs points limites adaptés sont applicables : - si la respiration de l’animal est anormale (rythme respiratoire trop faible ou trop fort, anomalies dans la respiration, « convulsion »), l’anesthésie sera immédiatement stoppée, l’animal replacé dans sa cage et utilisé ultérieurement pour le projet dans un délai minimal de 2 jours. - si l’animal présente des signes de douleur lors de la cannulation, l’anesthésie sera immédiatement renforcée comme suit : le sévoflurane sera augmenté de 4% à 4,5% voire 5% si les signes de douleur persistent. Aucune modification du débit. L’isoflurane sera augmenté 2,5% à 3% voire 3,5% si les signes de douleur persistent. Aucune modification du débit. Ajout d’une demi dose de kétamine/xylazine (50mg/kg-5mg/kg-1mL/kg). - si l’animal présente des signes de douleur lors des prélèvements (notamment pour le freeze-clampage du cœur), l’anesthésie sera immédiatement renforcée comme suit : le sévoflurane sera augmenté de 4% à 4,5% voire 5% si les signes de douleur persistent. Aucune modification du débit. L’isoflurane sera augmenté 2,5% à 3% voire 3,5% si les signes de douleur persistent. Aucune modification du débit. Ajout d’une demi dose de kétamine/xylazine (50mg/kg-5mg/kg-1mL/kg).

Choix des espèces

Ce modèle est l’un des modèles les plus utilisés en recherche. De plus, notre équipe possède une expertise sur ce modèle animal et sur l’ensemble des procédures associées. Les rats utilisés sont des Wistar mâles âgés de 12 semaines, âge standard pour ces manipulations. La taille des animaux permet de réaliser plusieurs analyses sur un même animal et donc de limiter le nombre d’animaux utilisés. Les effectifs sont choisis pour avoir une puissance statistique suffisante pour conclure sur nos résultats. Ils sont choisis sur la base des tests statistiques utilisés et de l'expérience de ce modèle, permettant de réduire le nombre d'animaux. 12 semaines, c’est un âge standard pour ce genre de manipulation.

1300 cochons et 1300 moutons vont etre utilises dans des procedures menees sous anesthesie, les animaux etant tues avant tout reveil. Chaque animal subit une ouverture de la cage thoracique pour prelever le coeur, l'objectif etant de fournir a des equipes de recherche du materiel cardiaque pour leurs travaux ex vivo et in vitro. Le porteur indique que l'intervention peut provoquer une hemorragie, des troubles du rythme cardiaque ou une hypothermie, et decrit une mutualisation des prelevements entre equipes pour reduire le nombre d'animaux. Il affirme que le modele animal reste "necessaire" et que le porc et le mouton sont "les modeles les plus pertinents pour l'homme".

Objectifs

Ce projet vise à mieux comprendre et à caractériser le fonctionnement du cœur, que ce soit à l’échelle de l’organe, du tissu, de la cellule ou de la molécule. Dans ce cadre, le projet a pour objectif de fournir aux équipes de chercheurs des prélèvements cardiaques, tissus et organes, essentiels pour l'obtention de matériel biologique d'intérêt. Ceci permettra de mener à bien les études ex-vivo et in-vitro qui en découlent. La demande d'autorisation de projet définit et décrit des méthodes spéficiques de prélèvements pour l'obtention d'organes ou de tissus satisfaisants aux critères scientifiques et techniques des études qui en découlent.

Bénéfices attendus

Les prélèvements qui seront réalisés dans le cadre de ce projet serviront à accroître les connaissances et les informations pour mieux prévenir, diagnostiquer et soigner les maladies du rythme cardiaque. Plusieurs équipes de recherche nécessitent pour leurs travaux ex-vivo et in-vitro des prélèvements issus du cœur d’un gros animal. Par exemple, pour l'étude sur organe entier, pour l'étude tissulaire, cellulaire et de bioénergétique, pour l'étude de faisabilité de méthodes non-invasives, pour le recueil de données physiologiques etc...

Procédures

La procédure est réalisée sous anesthésie avec une couverture d'analgésie adaptée. Une opération chirurgicale sera réalisée afin de permettre l’accès au cœur (thoracotomie). Le cœur sera préparé au prélèvement. L’ensemble de ces deux étapes durent environ 15-20 minutes. Un prélèvement sanguin peut être réalisé (30-40 minutes).

Impact sur les animaux

L’injection initiale pour induire anesthésie sur animal vigile peut engendrer un stress ainis qu’une douleur légère (piqûre). Lors de l’intervention, les effets indésirables suivants : hémorragie, trouble du rythme cardiaque, hypothermie peuvent être constatés.

Devenir

La procédure consiste au prélèvement cardiaque, dans ce cadre elle est sans réveil pour l'animal.

Remplacement

Le modèle animal reste à ce jour nécessaire pour étudier les mécanismes des troubles du rythme cardiaque. L’obtention de ces données est impossible chez les patients. Les approches de modélisation et de simulation informatiques permettent d’appréhender certains mécanismes, mais la pertinence des résultats dépend directement de l’acquisition de données cliniques ou animales. Les données cliniques sont utiles pour comprendre les mécanismes des troubles du rythme mais des études ex-vivo et in-vitro sont nécessaires et ne peuvent pas être appliquées à l’Homme à l’heure actuelle. Les méthodes ex-vivo et in-vitro sont en effet destructives et l’obtention d’échantillons requiert une chirurgie invasive. Les modèles utilisés (porcin et ovin) sont les modèles les plus pertinents pour l’homme (pour des raisons anatomiques, métaboliques et de conduction du signal électrique). Le modèle animal dans cette étude ne peut donc pas être remplacé par d'autres méthodes alternatives. Les données obtenues à partir des études sur les modèles animaux alimenteront les modèles numériques et participeront ainsi au remplacement et à la réduction du nombre d’animaux utilisés dans de prochaines études, ainsi qu’à leur raffinement.

Réduction

Le nombre d’animaux est réduit au maximum : les équipes travaillant sur différentes structures cardiaques se coordonnent et mutualisent les échantillons biologiques. Ainsi, pour un animal plusieurs études sont réalisées ce qui contribue à réduire le nombre d’animaux nécessaires.Une moyenne de treize études par an sont réalisées au laboratoire, avec cinq animaux par étude, ceci correspond à soixante cind animaux par an et ce par espèce. Ces données sont des prévisions estimatives car le nombre de projets peut évoluer. De plus, des tests statistiques sont réalisés par projet pour déterminer le nombre minimal d’animaux nécessaires à l’obtention de résultats. Afin de réduire le nombre d’animaux utilisés dans ce projet et dans le but d’obtenir un plus grand bénéfice de l’utilisation de ces animaux, nous avons fixé une limite maximale de 1300 porcs et 1300 moutons au total pour une période de 5 ans. D’autre partles animaux sont également mutualisés avec d’autres équipes de recherche de la communauté scientifique locale, par la mise à disposition de prélèvements post-mortem (par exemple ; os, peau, vaisseau sanguin, foie, rein etc…) ce qui réduit le nombre de gros animaux potentiellement utilisés pour les différents laboratoires.

Raffinement

Le raffinement du projet et le respect du bien-être animal reposent sur plusieurs mesures : - les animaux sont hébergés dans des locaux agréés et bénéficient de soins quotidiens dispensés par du personnel compétent et soucieux du bien-être animal - les animaux sont habitués au personnel animalier afin de limiter le stress - une surveillance quotidienne est assurée - les animaux sont hébergés en groupes sociaux respectant les spécificités de chacune des espèces utilisées (ex : comportements naturels interindividuels) - ils disposent d’enrichissements adaptés (jouets pour les porcs (balle, chaîne, grattoir), foin et pierre à sel pour les L’angoisse, la souffrance et la douleur seront réduites par une prémédication suivi d’une anesthésie qui débutera par injection intraveineuse de propofol, l’animal sera intubé et l’anesthésie maintenue soit par voie gazeuse soit par perfusion intraveineuse pour le reste de la procédure limitant ainsi la souffrance. L’anesthésie sera ajustée si nécessaire pour assurer une narcose profonde. Les paramètres vitaux sont suivis pendant l’intégralité de la procédure. Les animaux seront sous anesthésie générale jusqu’à leur mise à mort. Une analgésie est également mise en place.

Choix des espèces

Deux espèces sont utilisées dans les études scientifiques de recherche fondamentale basées sur les prélèvements d'organes et de tissus de gros animaux. Des porcs et des moutons seront inclus dans ce projet transversal. Ces animaux possèdent une électrophysiologie proche de celle de l’homme. Le porc et le mouton possèdent leurs propres spécificités dans le cadre des études ex-vivo et in-vitro en fonction des pathologies étudiées. Par exemple, il s’avère que le porc est plus sensible à l’apparition des arythmies ou bien que la brebis soit plus difficile à reperfuser ex-vivo ce qui justifie l’utilisation de telles ou telles espèces en fonction des études scientifiques fondamentales qui en découlent. Porc : 3-4 mois et Mouton : adulte, car à ce stade la taille et les caractéristiques du cœur des animaux sont proches de celle de l’homme.