Système musculosquelettique
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Analyse de la fonction musculaire : étude pré-clinique des effets de produits alimentaires ou de molécules pharmacologiques sur le modèle de la souris
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Oncologie
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
1 350 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour prélever leurs muscles, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des gavages ou des injections sous-cutanées, intrapéritonéales ou intramusculaires jusqu'à sept jours par semaine pendant quatre semaines, et un prélèvement sanguin sous anesthésie tous les quinze jours. Le porteur annonce des tests moteurs et comportementaux susceptibles de provoquer un stress léger à modéré et une fatigue passagère, sans préciser lesquels. L'objet réel du projet reste l'évaluation préclinique de quinze produits en cinq ans pour l'industrie agroalimentaire ou pharmaceutique, un passage chez la souris que le porteur qualifie d'"indispensable" pour mesurer les effets sur "l'ensemble de l'organisme".
Objectifs
Les muscles squelettiques assurent de nombreuses fonctions au sein de l’organisme. Aussi, leurs altérations peuvent avoir des répercussions sur la fonction motrice et la qualité de vie des patients. L’industrie du secteur agroalimentaire ou pharmacologique s’oriente vers le développement de produits qui visent à diminuer les états de fatigue ou de faiblesse musculaire. Notre équipe développe un ensemble d’approches expérimentales afin d’évaluer au niveau pré-clinique l’efficacité de nouveaux produits, alimentaire ou pharmacologique, pour le maintien ou l’amélioration de la fonction musculaire. Ainsi, nous envisageons de tester 15 produits en 5 ans.
Bénéfices attendus
Ce projet de recherche vise à évaluer les effets d’approches thérapeutiques innovantes sur la fonction musculaire chez la souris, dans un objectif de transfert vers des populations humaines souffrant de troubles musculaires, notamment les patients atteints de pathologies neuromusculaires et les personnes âgées présentant une perte de la fonction musculaire. L'utilisation du modèle murin permettra également de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans la dégradation de la fonction musculaire. Les connaissances acquises contribueront à l'identification de nouvelles cibles thérapeutiques et à l'élaboration de stratégies innovantes pour préserver ou restaurer la masse et la fonction musculaire. À terme, les résultats obtenus pourront ainsi déboucher sur le développement de traitements efficaces, améliorant significativement la qualité de vie des patients concernés.
Procédures
(1) Prélèvement de sang sous anesthésie gazeuse - Fréquence maximale : 1 prélèvement tous les 15 jours ; durée : 5 min maximum (pous tous les animaux) (2) Gavage - fréquence maximale : 7/7 jour sur 4 semaines, ou 3/7 jours sur 8 semaines ; durée : 5 min maximum (pour les animaux traités par gavage) (3) Injection sous-cutanée - fréquence maximale : 7/7 jour sur 4 semaines, ou 3/7 jours sur 8 semaines ; durée : 5 min maximum (pour les animaux traités par injection sous-cutanée) (4) Injection intrapéritonéale - fréquence maximale : 7/7 jour sur 4 semaines, ou 3/7 jours sur 8 semaines ; durée : 5 min maximum (pour les animaux traités par injection intrapéritonéale) (5) Iinjection intramusculaire sous anesthésie gazeuse : fréquence maximale : 5/7j sur une semaine, 1/7j sur 4 semaines ;- durée : 10 min maximum (pour les animaux traités par injection intramusculaire).
Impact sur les animaux
Les effets indésirables susceptibles d’être observés sont principalement dus aux modalités d’administration retenues ou aux prélèvements de sang réalisés au cours du protocole. Les nuisances attendues sur les animaux sont : (1) inflammation transitoire au niveau du site d’injection (2) fausse-route ou blessure du tractus digestif dans le cas d’administration par gavage (3) traumatisme et douleur transitoire au niveau du site de prélèvement de sang (4) risque infectieux liés à la réalisation de gestes invasifs. Les tests moteurs et comportementaux peuvent induire un stress léger à modéré du fait de la manipulation des animaux et leur isolement temporaire, ainsi qu'un fatigue passagère du fait de la répétition des mesures.
Devenir
A la fin de la durée du traitement, les animaux seront euthanasiés. Plusieurs muscles squelettiques seront ensuite rapidement prélevés pour étudier leur fonctionnalité.
Remplacement
Dans le cadre d’évaluation préclinique d’une nouvelle approche thérapeutique, le passage chez l’animal reste indispensable afin d’évaluer les effets sur l’ensemble de l’organisme. Aucune méthode alternative ne permet donc actuellement de reproduire tous les paramètres physiologiques qui sont liés à un individu dans sa globalité.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés est limité autant que possible, tout en garantissant des résultats fiables. En raison de la variabilité attendue des réponses aux traitements testés, 15 souris par groupe ont été prévues. Ce nombre permet de détecter des différences significatives entre groupes tout en respectant le bien-être animal et en limitant le nombre d'animaux. Il est basé sur nos expériences passées, où des différences de 20 à 30 % entre groupes ont pu être observées avec ce type d’effectif. Plusieurs mesures sont mises en place pour limiter encore le nombre d’animaux : (1) Utilisation de produits déjà connus comme sûrs (2) Choix réfléchi des groupes de comparaison (3) Suivi répété des mêmes paramètres chez chaque animal (4) Réalisation de tests multiples sur les mêmes animaux, sans nuire à leur bien-être (5) Combinaison de tests in vivo et in vitro sur les mêmes animaux (6) Réutilisation des données de groupes témoins dans des expériences similaires (7) Mutualisation des données issues de groupes recevant un produit de référence.
Raffinement
Les nuisances ou effets indésirables attendus étants principalement dus aux modalités d’administration des produits à tester, des méthodes moins stressantes et moins invasives seront utilisées, tout en tenant compte des contraintes liées au composé à tester (solubilité, stabilité, dose/volume…), les objectifs de l’étude et la pharmacocinétique souhaitée : Liste des actions pour réduire la douleur et le stress des animaux liées au traitement : - Conditionnement positif des animaux à la manipulation/méthode d’administration - Utilisation préférentielle des voies orales volontaires (eau de boisson/alimentation) - Remplacement du gavage par la technique d'administration guidée par micropipette dès que possible - Remplacement des injections intrapéritonéales par des injections sous-cutanés, sans contention. Les méthodes utilisées pour étudier la fonction musculaire des animaux sont validées et non invasives, des périodes d’acclimatation et d’habituation sont systématiquement effectuées. Lors de la réalisation des tests, un renforcement positif par récompense est mis en place pour limiter le stress des animaux. Liste des actions pour réduire la douleur et souffrance des animaux liées aux tests d’exploration de la fonction musculaire - Choix de tests non invasifs pour analyse in vivo de la fonction musculaire, - Prélèvement de sang effectué sous anesthésie générale, - Observation quotidienne des animaux : définition de points d’arrêts anticipés pour identification des souris souffrantes (aspect et comportement général, poids…), exclusion du protocole et euthanasie des animaux ayant atteints ces points d’arrêt. Liste des actions pour réduire l’angoisse des animaux tout au long du protocole - condition d’hébergement selon réglementation, - réalisation des tests fonctionnels et prélèvements dans une salle d’expérimentation différente de la salle d’hébergement, - familiarisation des animaux avec dispositifs expérimentaux avant les essais, - renforcement positif : récompense de l’animale suite à la réalisation des essais, - un expérimentateur et un soigneur dédiés.
Choix des espèces
Le modèle animal est le seul permettant une évaluation de la fonction motrice dans sa globalité. Au stade préclinique, ce modèle permet également de voir non seulement les effets d’un composé sur le système ou une fonction d’intérêt mais également les effets sur l’ensemble de l’organisme. La souris est également un bon modèle pour ce type d’étude incluant de nombreux tests in vivo d’exploration fonctionnelle du fait de sa docilité et de son aptitude à effectuer les différents exercices. Aussi, sa longévité en fait un modèle de choix pour l’analyse des conséquences du vieillissement, modèle validé par des études antérieures. Le stade de développement des animaux sera défini avant chaque protocole et sera adapté en fonction de la nature du projet : Souris de 5-6 semaines pour les souris adultes Souris âgées de de 18 à 24 mois d’âge, pour le modèle d’altération lié à l’âge avec une fonte importante de la masse musculaire (degrés d’atteinte en fonction de l’âge retenu).
Evaluation des effets d’une molécule chez des modèles murins de myopathies centronucléaires
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
160 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dont 20 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère et 140 un niveau léger. Un quart d'entre elles portent la mutation responsable d'une myopathie centronucléaire, avec l'atrophie et la faiblesse musculaires qui l'accompagnent. Chaque semaine pendant cinq semaines, elles passent des tests d'activité locomotrice et de force répétés trois fois par jour, dont trente minutes d'activité spontanée en isolement, et reçoivent deux injections intrapéritonéales sur animal vigile avant une chirurgie sous anesthésie de moins d'un quart d'heure, pour évaluer l'effet d'une molécule déjà utilisée dans d'autres pathologies. Le porteur affirme qu'aucune méthode alternative ne permet d'évaluer les effets d'une molécule sur l'"organisme entier" et qualifie l'évaluation in vivo de "prérequis indispensable" avant toute application clinique.
Objectifs
Les myopathies congénitales sont des maladies génétiques rares qui affectent notamment la fonction des muscles squelettiques. A ce jour aucun traitement n’est disponible pour les patients atteints de ces maladies qui impactent grandement leur survie ou qui sont handicapantes au quotidien et qui affectent considérablement leur qualité de vie. Le but de ce projet est d’évaluer l’effet curatif d’un agent pharmacologique afin de traiter de myopathies congénitales.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour but de fournir des informations relatives aux effets d’une molécule pharmacologique déjà utilisée dans d’autres pathologies pour le traitement de myopathies congénitales.
Procédures
Des tests de comportement non invasifs qui permettront d’évaluer les performances et capacités motrices de l’animal (activité locomotrice, force) seront réalisés une fois par semaine chez l’animal vivant à partir de 3-4 semaines pendant 5 semaines (i.e. jusqu’à l’âge de 8-9 semaines). Chaque test sera réalisé 3 fois par jour avec un temps de repos minimal de 10 minutes entre chaque essai. Chaque essai durera entre 10 secondes et 5 minutes selon le test comportemental. L’activité locomotrice spontanée de l’animal sera acquise pendant 30 minutes, durée pendant laquelle l’animal sera isolé. Les animaux seront anesthésiés une fois par injection intrapéritonéale d’un anesthésique et d’un anti-douleur dont l’administration ne durera pas plus de 5 secondes afin de réaliser une chirurgie qui ne durera pas plus de 15 min.
Impact sur les animaux
La manipulation des animaux pour les tests entrainera un léger stress/inconfort. Un quart des animaux sont porteurs de la mutation qui entraine une atrophie musculaire et une faiblesse musculaire. Pour ces animaux, les mâles et les femelles sont affectés, ce qui peut générer un inconfort. Chaque animal recevra 2 injections intrapéritonéales réalisées sur animal vigile. L’injection sera à l’origine d’une douleur légère au point de piqûre et la contention manuelle de l’animal génèrera un stress léger/inconfort.
Devenir
Les animaux seront euthanasiés après prélèvement des tissus nécessaires pour des analyses moléculaires.
Remplacement
Dans ce projet qui consiste à évaluer les effets d’un agent pharmacologique sur le muscle, le modèle murin est privilégié car l’utilisation d’un modèle cellulaire ne permet pas d’évaluer la contractilité du muscle. D’autre part, il n’existe pas de méthode alternative qui permette d’évaluer sur l’organisme entier et dans des conditions in vivo les effets d’une molécule. L’évaluation in vivo des effets de potentiels traitements est un prérequis indispensable avant toute application clinique.
Réduction
Les mâles et les femelles seront utilisés pour étudier les effets de la molécule en fonction du genre, ce qui permettra d’utiliser l’ensemble des animaux. Les tests comportementaux non invasifs offrent la possibilité de réaliser un suivi longitudinal en répétant les expérimentations sur les mêmes animaux au cours du temps. Ce point est essentiel car il permet de réduire de manière drastique le nombre d’animaux. Les travaux antérieurs ont démontré qu’un échantillon de 10 animaux par groupe est requis pour garantir la fiabilité des tests statistiques, qui consisteront à comparer les différents groupes d’animaux entre eux.
Raffinement
Les animaux seront observés 3 fois par semaine et pesés 1 fois par semaine. Si une perte de poids >5% est notée, les animaux seront pesés quotidiennement et la nourriture humidifiée sera placée dans la cage. Les prélèvements seront réalisés sur des animaux anesthésiés par injection intrapéritonéale d’un mélange de produits anesthésiants et analgésiants. Les tests comportementaux seront non invasifs et permettront un suivi longitudinal. Afin de diminuer le stress lié à ces tests, une session de familiarisation sera effectuée.
Choix des espèces
Le modèle utilisé est un modèle murin qui reproduit les caractéristiques principales de la pathologie humaine et qui modélise la physiologie humaine. Les animaux présentent soit un phénotype dommageable, soit un phénotype non dommageable dès le sevrage. Les animaux seront utilisés du sevrage (âge le plus précoce auquel les animaux peuvent s’alimenter seuls et ainsi recevoir la molécule via la nourriture), jusqu’à 8-9 semaines. A 8-9 semaines, il sera possible d’évaluer l’effet de la molécule sur les différents phénotypes.
Cellules souches et réparation osseuse chez la souris – 8
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Des points limites et une grille de scoring déclenchent la mise à mort anticipée des souris dont l'état se dégrade après la fracture. 370 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour analyse des tissus osseux, dont 300 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère. Elles subissent sous anesthésie une fracture ou un défaut cortical de trente à quarante-cinq minutes, parfois une greffe, une injection de vecteurs viraux de vingt minutes, et reçoivent du tamoxifène par gavage ou injection intrapéritonéale, pour étudier les cellules souches de la réparation osseuse. Le porteur décrit des animaux qui "boitent les premiers jours" mais gardent "une activité normale dans la cage", alors que 300 des 370 relèvent d'un niveau de souffrance sévère.
Objectifs
Cette étude préliminaire vise à valider l’utilisation de lignées de souris transgéniques et un nouveau protocole de ciblage génique pour élucider les mécanismes de la régénération osseuse. La régénération osseuse a lieu dans un environnement tissulaire complexe impliquant les os, les vaisseaux sanguins, les nerfs, les cellules inflammatoires et le muscle adjacent à l’os. Nous cherchons à comprendre le role des cellules souches qui sont essentielles à la réparation et dont la fonction dépend de cet environnement complexe. En utilisant des modèles de souris, nous explorons le rôle des cellules souches et des gènes impliqués dans la réparation osseuse. Ces modèles nous permettent également de tester de nouvelles stratégies thérapeutiques et d’évaluer leur potentiel pour des applications humaines. En effet de nouveaux traitements sont nécessaires pour corriger les défauts de consolidation après fracture. Ces défauts peuvent etre liés aux maladies du système musculosquelettique ou à un traumatisme sévère. Actuellement, la chirurgie et les greffes osseuses sont les principaux traitements, mais la thérapie cellulaire ou des traitements pharmacologiques pourraient offrir des solutions innovantes. Dans ce projet nous nous concentrons sur le role de la vascularisation, sur une nouvelle population de cellules souches osseuses et sur une nouvelle mutation entrainant la pseudarthrose congénitale de jambe, une déficience sévère de réparation osseuse. Ce projet multisite est réalisé dans les 2 établissements utilisateurs concernés.
Bénéfices attendus
Les fractures sont les blessures les plus fréquentes du système musculosquelettique. Bien que la réparation osseuse soit un processus très efficace, environ 20% des fractures présentent un retard ou absence de réparation. Le traitement de ces défauts de réparation est complexe, nécessitant généralement une prise en charge chirurgicale. Ce projet va permettre de mieux comprendre les mécanismes de la régénération osseuse en condition physiologique et pathologique. D’un point de vue fondamental, il permettra une meilleure compréhension du rôle des différents acteurs cellulaires et de différentes voies de signalisation. Il s’agit également d’un projet permettant l’étude de nouveaux traitements sur les défauts de régénération osseuse. Les potentielles applications cliniques sont concrètes et ouvrivont la voie à l’utilisation de ces traitements chez les patients.
Procédures
L’administration du Tamoxifène ou de molécules est réalisée par injection intraperitonéale ou gavage. La greffe et la blessure osseuse (fracture, défaut cortical) sont réalisées sous anesthésie générale avec une analgésie péri- et post- opératoire (durée de la procédure entre 30 et 45 min). L’injection d’AAV est réalisée sous anesthésie générale à l’isoflurane (3 à 4% en induction ; durée de l’injection ou du scan est 20 minutes/souris). Une analgésie péri-opératoire est utilisée pour l’injection AAV. Il s’agit d’un projet multisite et chaque intervention est réalisée dans les 2 établissements utilisateurs.
Impact sur les animaux
Après injection de Tamoxifène ou EdU, les animaux sont observés quotidiennement jusqu’au prélèvement. Les animaux utilisés pour l’induction locale par le gel d’Endoxifène reçoivent une dose supplémentaire de buprénorphine dans les 24h après l’opération. De plus, la plaie sera examinée pendant le suivi des animaux. En cas de signes de souffrance (mauvaise apparence physique, diminution de l’activité) ou d’infection (rougeurs, animaux léchant leur plaie), les réponses appropriées seront mises en place (voir grille de scoring ci- dessus). Le processus de régénération osseuse est spontané. Le cal est formé en une semaine stabilisant la fracture et les animaux sont guéris après 3 semaines lorsque le cal est entièrement ossifié. Ils boitent les premiers jours mais ont une activité normale dans la cage (marchent, grimpent, boivent, se nourrissent etc...) et présentent une apparence physique externe normale. Les effets tels que la douleur et la mobilité réduite sont généralement limités aux premiers jours. Les animaux retrouvent leur pleine mobilité par la suite. Un traitement antalgique et un suivi quotidien seront effectués, et nous nous référons à une grille de scoring afin d'agir sur le bien-être des animaux lorsque nécessaire.
Devenir
Les animaux sont mis à mort à la fin de l’ensemble des procédures afin de permettre l’analyse tissulaire et cellulaire des tissus osseux.
Remplacement
Le processus de régénération osseuse est complexe et implique de multiples types cellulaires, dont l’activité coordonnée et les interactions sont indispensables. Ces évènements ont lieu dans un environnement tissulaire complexe impliquant des interactions entre l’os, les vaisseaux, le système immunitaire, le système nerveux et les muscles. Expérimentalement, il n'est pas possible de reproduire la complexité de cet environnement dans un système cellulaire in vitro, et il est nécessaire de recourir à l’utilisation de modèles murins. En utilisant des modèles de souris et des modèles de blessure osseuse, nous explorons le rôle des cellules souches et des gènes impliqués dans la réparation osseuse. Ces modèles nous permettent également de tester de nouvelles stratégies thérapeutiques et d’évaluer leur potentiel pour des applications humaines.
Réduction
Notre expérience antérieure nous permet de définir un nombre réduit de temps clés à analyser au cours de la régénération osseuse pour rendre compte de l’ensemble du processus. Par ailleurs, nous avons établi qu’une taille d'échantillon de 10 animaux par groupe est suffisante pour fournir des résultats statistiques valables
Raffinement
Le processus de régénération osseuse est spontané et est complet en moins de 3 semaines. Les animaux sont suivis de façon régulière. Ils boitent les premiers jours mais ont une activité normale dans la cage (marchent, grimpent, boivent, se nourrissent etc...) et présentent une apparence physique externe normale. Nos expérimentations sont accompagnées d’une analgésie en péri- et post-opératoire. Des points limites ont été définis et permettent un suivi efficace des animaux et la mise en place de réponses adaptées le cas échéant grâce à une grille de scoring. Pour le bien-être animal, des enrichissements (coton, maisonnette et papier) sont placés dans les cages.
Choix des espèces
La souris est une espèce de choix pour étudier les mécanismes de la réparation osseuse, car les étapes de réparation ressemblent aux étapes observées chez l’homme. La souris permet d’analyser les bases génétiques de la réparation osseuse normale ou pathologique grâce aux nombreux outils cellulaires et moléculaires à notre disposition. Les procédures sont réalisées sur des animaux aux jours 5-14 postnatal et des animaux adultes entre 2 et 16 mois.
Evaluation non-invasive par Résonance Magnétique Nucléaire des altérations histopathologiques des muscles squelettiques dans des modèles murins
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Les expérimentateurs provoquent une lésion musculaire sur une patte arrière des souris d'un lot, et posent chez celles d'un autre lot un plâtre laissé jusqu'à un mois sur ce même membre. 120 souris au total vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, chacune passant deux à trois examens d'IRM d'environ deux heures sous anesthésie générale. Le porteur qualifie cet examen de "totalement indolore et non invasif", et décrit par ailleurs une douleur de quatre à sept jours après la lésion, une atrophie musculaire sous le plâtre, des irritations cutanées et un stress lié à la restriction des mouvements. Toutes sont tuées à la fin du dernier examen pour que leurs muscles postérieurs soient prélevés.
Objectifs
Ce projet répond à un besoin critique en médecine : disposer de mesures objectives pour suivre la progression des maladies neuromusculaires (NMDs) et fournir des indicateurs fiables pour les essais cliniques. Bien que les biopsies musculaires soient largement utilisées pour la caractérisation des NMDs, elles sont invasives, non répétables en clinique et limitées par l’hétérogénéité de l’atteinte musculaire dans ces maladies. Dans ce contexte, l’imagerie par résonance magnétique (IRM) offre un moyen non invasif d’évaluer régulièrement l’état des muscles dans leur ensemble. Plus spécifiquement, pour les études cliniques, l’IRM de la fraction de graisse est devenue un biomarqueur incontournable pour caractériser l’évolution de la dégénérescence musculaire et son remplacement par du tissu graisseux. Cependant, il existe un besoin urgent de développer une mesure plus anticipative, capable d’évaluer les modifications tissulaires précoces précédant le remplacement graisseux.
Bénéfices attendus
Les maladies neuromusculaires (NMDs) et la sarcopénie sont des affections gravement débilitantes qui impactent profondément la qualité de vie des patients et de leurs proches, tout en imposant un lourd fardeau au système de santé publique. L'absence de mesures objectives permettant de suivre la progression naturelle de ces maladies et de fournir des indicateurs fiables pour les essais cliniques freine le développement thérapeutique. Le développement d'une méthode alternative à la biopsie musculaire, capable de caractériser les altérations microstructurales des muscles dans leur intégralité et de manière répétée, représenterait une avancée significative. Une telle approche améliorerait considérablement la compréhension de la progression des maladies et renforcerait notre capacité à évaluer l'efficacité des traitements. Cette innovation mènerait à une meilleure compréhension des mécanismes sous-jacents au développement des maladies, à des stratégies thérapeutiques optimisées et, in fine, à une amélioration notable des soins et de la qualité de vie des patients.
Procédures
Trois lots de souris subiront plusieurs examens identiques d’IRM des membres postérieurs. Chaque examen a une durée maximale d’environ 2 heures. Au terme de leur dernier examen, chaque animal sera euthanasié afin de permettre des prélèvements histologiques musculaires sur les membres postérieurs. Le premier lot servira à établir les valeurs de référence et la précision des différentes métriques d’IRM et d’histologie. Les souris de ce lot subiront trois examens d’IRM espacés d’au moins une semaine. Pendant chaque examen, les souris seront anesthésiées avec un gaz afin d’éviter tout stress ou mouvement, et de garantir leur confort. Leur respiration sera surveillée en continu, et des soins seront apportés pour éviter tout dessèchement oculaire lié à l’anesthésie. Les animaux seront installés confortablement sur le dos, les pattes maintenues délicatement pour assurer des images de bonne qualité. L’examen est totalement indolore et non invasif. Il permet de collecter des données précises sur les muscles des pattes arrière, sans aucune chirurgie. Le deuxième lot de souris, réparties en six groupes, subira deux examens d’IRM. Après le premier examen, qui servira de valeur de référence (Baseline), une lésion musculaire localisée sera induite, sous anesthésie, sur l’un des membres postérieurs. Cette intervention dure moins de 15 minutes. Un analgésique prophylactique sera administré avant la lésion afin de minimiser la douleur et l’inconfort des animaux après l’intervention. Ensuite, chacun des six groupes subira le deuxième examen d’IRM à un intervalle différent après lésion (24 heures, 48 heures, 4 jours, 7 jours, 12 jours et 1 mois). Le troisième lot de souris, réparties en cinq groupes, subira également deux examens d’IRM. Après le premier examen de référence, un des membres postérieurs de chaque souris sera immobilisé à l’aide d’un plâtre, sous anesthésie. Cette intervention dure moins de 20 minutes. Ensuite, chacun des cinq groupes subira le deuxième examen d’IRM à un intervalle post-immobilisation différent (4 jours, 7 jours, 10 jours, 14 jours et 21 jours). Le plâtre sera retiré avant l’examen. De manière générale, pour les groupes soumis à une immobilisation prolongée, le plâtre sera retiré périodiquement, sous anesthésie, pour inspection, hygiène et, si nécessaire, soins du membre immobilisé, puis remis immédiatement. En cas de signes de douleur, un analgésique sera administré une fois par jour.
Impact sur les animaux
Un examen d’imagerie par resonance magnétique (IRM) in vivo nécessite l’immobilisation du sujet pendant la durée de l’examen. Dans ce projet, cela est accompli en réalisant les examens sous anesthésie générale. Cet examen est non-invasif, atraumatique et sans douleurs. La seule nuisance associée à cette procédure une légère diminution du rythme respiratoire, accompagnée d’une légère baisse de la température corporelle pendant la durée de l’examen (moins de 2 heures), attribuable à l’anesthésie. Dans un lot de souris, une lésion musculaire unilatérale sera induite sous anesthésie dans un des membres postérieurs des animaux. Cette lésion peut provoquer de la douleur et une légère réduction de la mobilité pendant les 4-7 jours suivant la lésion, avec un pic inflammatoire observé autour du 4ᵉ jour. Une régénération complète du muscle est prévue un mois après la lésion. Dans un autre lot de souris, l’immobilisation d’un des membres postérieurs à l’aide d’un plâtre entraînera une diminution modérée de la mobilité. Cette immobilisation sera réalisée sous anesthésie générale et induira un processus d’atrophie musculaire dans le membre concerné. Les souris pourraient également ressentir du stress en raison de l’inconfort causé par le plâtre et par la restriction de leurs mouvements naturels. De plus, une irritation cutanée sous le plâtre pourrait survenir.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de chaque procédure expérimentale afin de permettre des prélèvements musculaires sur les membres postérieurs pour des analyses histologiques.
Remplacement
Les techniques développées dans ce projet ont pour objectif final l’imagerie quantitative in vivo. Des processus physiologiques tels que les échanges compartimentaux (intracellulaire, interstitiel, vasculaire) et la perfusion tissulaire influencent significativement le signal de RMN et, par conséquent, le modèle biophysique à établir. À ce jour, aucun substitut synthétique ne permet de reproduire fidèlement les caractéristiques du tissu musculaire vivant, ce qui nous contraint à recourir à l’expérimentation animale dans le cadre de ce projet.
Réduction
L’imagerie par résonance magnétique (IRM) permet d’obtenir de nombreuses informations différentes sur les muscles, à partir d’un seul examen. Comme cet examen est non invasif et sans douleur, il peut être répété plusieurs fois sur le même animal sans effet nocif. Cela permet de suivre l’évolution des tissus dans le temps tout en réduisant le nombre d’animaux nécessaires à l’étude. Pour cette étude, un total de 120 animaux sera utilisé, répartis en 12 groupes de 10 souris. Ce nombre a été déterminé grâce à un calcul préalable (calcul de puissance) afin de garantir que les résultats obtenus soient fiables et statistiquement significatifs. En effet, il est important d’utiliser un nombre suffisant d’animaux pour pouvoir identifier clairement les effets étudiés, tout en respectant le principe de réduction du nombre d’animaux utilisés. Des analyses statistiques seront nécessaires pour interpréter correctement les résultats. Elles permettront notamment d’évaluer la fiabilité des mesures IRM, de déterminer si les changements observés dans les muscles sont significatifs, et de comparer les résultats obtenus par IRM avec ceux observés au microscope après prélèvement.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans des cages ventilées, de fond plat avec de la litière de contact et bénéficiant d’un environnement enrichi avec du papier absorbant et des tubes en carton pour la construction de nids. Les animaux bénéficiéront également d’une période d’acclimatation d’au moins 10 jours. Les examens IRM se dérouleront sous anesthésie générale afin de garantir l’immobilité des animaux pendant les acquisitions et de minimiser leur stress. Afin de prévenir le dessèchement de la cornée et d’assurer le bien-être des animaux pendant les examens prolongés sous anesthésie, un gel ophtalmique sera appliqué sur les yeux des souris dès l’induction de l’anesthésie. La température corporelle sera maintenue à environ 38 degrés Celsius à l’aide d’un tapis chauffant, et la fréquence respiratoire surveillée en continu. Pour le lot de souris subissant une lésion musculaire localisé, un analgésique prophylactique sera administré pour minimiser la douleur et l’inconfort post-lésion. Les animaux dont un membre postérieur est immobilisé par un plâtre seront surveillés quotidiennement. Le plâtre sera conçu de manière à laisser les orteils de la patte immobilisée visibles, permettant ainsi de détecter rapidement tout signe d’inconfort ou de complication. Une attention particulière sera portée aux signes tels qu’un grattage excessif du membre immobilisé, des irritations cutanées, des blessures dans la partie proximale du membre, ou une coloration anormale des orteils. Le plâtre sera retiré au moins une fois à chaque 7 jours, sous anesthésie, afin de garantir l’hygiène de la patte et d’évaluer son état. En cas de blessure superficielle, la zone sera désinfectée et un pansement appliqué. Si des signes de douleur sont observés, un analgésique sera administré. Les animaux seront surveillés quotidiennement par du personnel qualifié. Toute modification significative et persistante du comportement, qui puisse suggérer un signe de douleur excessive constituera un critère d’arrêt de l’expérimentation. Dans ce cas, l’euthanasie de l’animal sera réalisée conformément aux protocoles éthiques en vigueur.
Choix des espèces
En raison de leur petite taille et de la facilité avec laquelle elles peuvent être hébergées, les souris constituent un modèle animal pratique à manipuler. Le modèle murin est largement utilisé dans la recherche biomédicale et a été développé pour étudier un large éventail de pathologies humaines, en particulier les maladies Neuromusculaires. Par ailleurs, notre laboratoire a développé de nombreux outils dédiés à l’imagerie et à la spectroscopie par résonance magnétique nucléaire, spécifiquement adaptés à l’étude du muscle squelettique chez les souris. Du point de vue technique, la petite taille des souris est aussi compatible à l’étude par RMN dans des machines d’IRM considérablement plus petites et moins couteuses, même si à haut champ magnétique. Toutes les procédures seront réalisées sur des animaux adultes jeunes (12 à 16 semaines). Ce choix permet de s’affranchir des variations liées au développement/maturation tissulaire qui peuvent avoir un impact significatif sur les mesures. Cet intervalle d’âges inclut les différents points temporels décrits dans les procédures expérimentales.
Effet d’un antidiabétique sur la fonction musculaire chez la souris obèse
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système musculosquelettique
Tuées à l'issue du protocole pour qu'on leur prélève des tissus musculaires, 40 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles sont nourries dès l'âge de six semaines et jusqu'à trente semaines avec un régime enrichi en graisse et en sucre, puis reçoivent des injections sous-cutanées, jusqu'à trois par semaine pendant six semaines, avec pesées répétées. Le porteur indique que ce régime provoque obésité, diabète et stéatose hépatique, troubles qui peuvent engendrer de la douleur, et cherche à savoir si un antidiabétique fait perdre aux souris de la force et de la masse musculaires. Il affirme qu'il n'existe "aucun moyen de remplacer" de telles études et que "seule l'expérimentation animale" permet ce suivi.
Objectifs
L’augmentation de l'urbanisation dans le monde, combinée à la consommation d'aliments contenant des quantités importantes de graisses, d’acides gras saturés et de fructose sont considérées comme les principaux responsables des troubles métaboliques. Les mécanismes physiologiques ancestraux favorisant le stockage de l'énergie sous forme de graisse dans le tissu adipeux, le foie et le sang pour assurer la survie de l’individu en cas d’absence de nourriture, sont maintenant associés à l’obésité, la résistance à l'insuline et au diabète de type 2. L'hypothèse générale est que l'augmentation des niveaux de tissu adipeux entraîne des changements fondamentaux dans la composition et la fonction des fibres musculaires, qui à leur tour conduisent à une altération de la fonction métabolique. L'obésité est un ensemble d'altérations métaboliques associées à la sédentarité et à la redistribution du tissu adipeux qui précèdent le diabète de type 2. La résistance à l'insuline du muscle est une altération métabolique majeure associée à l'obésité et au syndrome métabolique. En effet, le muscle est le principal tissu responsable de l'élimination du glucose stimulée par l'insuline. Les muscles squelettiques jouent ainsi un rôle important dans ce syndrome et sont des régulateurs de la masse corporelle totale et également de la consommation d'énergie des muscles. Pour traiter le diabète et l'obséité, de nouveaux traitements existent en modulant la satiété et la régulation du glucose. Ces molécules peuvent avoir de multiples rôles et ainsi influer sur la masse et la fonction des muscles. L'objectif de cette étude est de déterminer chez la souris obèse l'effet d'un traitement aigu ou chronique aux molécules antidiabétiques ou anorexigènes sur la fonction et la masse musculaire.
Bénéfices attendus
L'intérêt de ce projet est de déterminer si un traitement aigu ou chronique à base de molécules thérapeutiques destinées à traiter le diabète ou à contrôler la prise de poids chez la souris obèse a un effet sur la fonction et la masse musculaire. On peut ainsi s'attendre à ce que ce type de molécule induise une diminution de la force musculaire associée à une perte de masse musculaire. La mise en évidence de ce problème serait primordiale pour le patient obèse traité par cette molécule car il serait alors possible de mettre en place une action préventive telle qu'un programme d'activité physique adapté pour renforcement musculaire.
Procédures
Les animaux sont nourris à partir de l'âge de 6 semaines chez le fournisseur avec un régime riche en graisse et sucre puis tout au long du protocole. Il y a une étude aigue où l'animal reçoit une injection sous-cutanée et sera pesé chaque jour pendant 3 jours. Dans une deuxième étude, l'animal reçoit trois injections sous-cutanées par semaine et sera pesé trois fois par semaine pendant 6 semaines.
Impact sur les animaux
Les animaux seront nourris à partir de 6 semaines d'âge et jusqu'à la fin du projet (jusqu’à 30 semaines d’âge au maximum) avec des régimes enrichis en graisse et en sucre, cela va modifier leur métabolisme. Les effets indésirables sont les dysfonctions métaboliques : obésité, diabète, stéatose hépatique qui peuvent engendrer de la douleur. Les administrations et les pesées peuvent engendrer un léger stress et une douleur légère au moment de l'injection.
Devenir
A la fin du protocole, tous les animaux utilisés seront euthanasiés pour prélever des tissus musculaires.
Remplacement
Il n’existe aucun moyen de remplacer de telles études qui englobent l’ensemble de l’organisme dans sa réponse pathophysiologique, et seule l’expérimentation animale permet un suivi complet des altérations métaboliques et musculaires associées au diabète, comme la résistance à l'insuline.
Réduction
Nous avons réduit le nombre de souris à celui requis pour obtenir une validation statistique des résultats. Le nombre d’animaux à inclure dans chaque groupe expérimental a été déterminé en fonction de la littérature et à l’aide d'un logiciel d'analyse statistique. Il est ainsi nécessaire d’inclure 10 animaux par groupe en tenant compte du risque d'échec à la dissection et aux mesures de contractilité musculaire. Également, afin de réduire le nombre d’animaux, nous utiliserons un même animal pour plusieurs mesures.
Raffinement
Plusieurs types d'enrichissements seront placés dans les cages hébergeant les animaux : des objets en bois seront systématiquement ajoutés pour permettre aux rongeurs de les mordiller. En effet, le régime gras est assez mou contrairement aux croquettes classiques, donc cet enrichissement est très adapté. Nous alternerons les enrichissements au fil du temps (petits ou gros tunnels, boules ou briquettes en bois, lanières de papier ou morceaux de coton). L'état des animaux sera contrôlé quotidiennement, le poids corporel et la prise alimentaire seront mesurés afin de s'assurer de leur bien-être 3 fois par semaine pour le protocole long. Si un animal présente des signes de stress ou de douleur, il sera pris en charge. Des soins tels que l'hydratation et la mise en place de nourriture dans la litière, si nécessaire, seront effectués.
Choix des espèces
La souris est un modèle animal parfaitement caractérisé et validé pour l'étude du diabète, de l'obésité et de la dysfonction musculaire, par la communauté scientifique en général et par notre laboratoire. Les animaux sont traités avec un régime riche en gras et sucre à partir de 6 semaines d’âge, pendant 16 semaines, chez le fournisseur afin d'être similaire à la problématique humaine (sédentarité et alimentation hyper énergétique). Ils arriveront au laboratoire à l'âge de 22 semaines. Les tests démarrent 2 semaines après, soit au stade adulte, pour une durée de 3 jours ou de 6 semaines.
Impact des différentes répétitions génétiques sur le phénotype des modèles murins de la dystrophie myotonique de Steinert
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
Issues d'un élevage maintenu sur place, 14 580 souris porteuses de la mutation de la dystrophie de Steinert vont être utilisées, 10 935 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger et 3 645 un niveau sévère. Une partie porte un phénotype dommageable, retard de croissance, anomalies musculaires, pousse anormale des dents gênant l'alimentation et espérance de vie réduite. Chaque nouveau-né subit une biopsie pour génotypage, les adultes passant des tests de force musculaire, de mémoire et d'anxiété, et une partie une chirurgie sans réveil. Les reproducteurs sont tués quand ils cessent d'être fertiles, des femelles gestantes sont expédiées vers un autre site, et les souris non utilisées ici partent vers d'autres projets au titre de l'utilisation continue.
Objectifs
La dystrophie myotonique de Steinert appelée aussi dystrophie myotonique de type 1 (DM1) est une maladie rare et multisystémique, avec un large éventail de symptômes cliniques affectant des patients de tous âges et des deux sexes. La DM1 est l'une des formes les plus courantes de dystrophie musculaire. Bien qu'elle ait été initialement caractérisée par des symptômes musculaires tels que la faiblesse musculaire, la myotonie, les défauts de conduction cardiaque ; elle est hautement multisystémique (c’est-à-dire qu’elle peut aussi affecter d’autres organes). Les manifestations neuropsychologiques sont très invalidantes et particulièrement prononcées dans les formes précoces de la DM1. Cette maladie est causée par des répétitions anormales (plus de 50) dans un gène, entraînant l'accumulation de protéines toxiques dans le noyau des cellules. Les symptômes sont corrélés avec la taille des répétitions. Afin d'étudier cette maladie au cours du développement et dans différents tissus, nous avons développé un modèle de souris transgéniques porteuses du gène muté responsable de la DM1. Ces souris transgéniques reproduisent certaines caractéristiques de la maladie. Nous avons différents modèles murins avec un nombre plus ou moins important de répétitions. Ainsi, l’objectifs de ce projet est de comparer ces différents modèles pour étudier l’impact des différentes répétitions et l’endroit où elles s’intègrent dans le génome sur le phénotype des animaux.
Bénéfices attendus
La dystrophie myotonique de type 1 (DM1) est la forme la plus fréquente de dystrophie musculaire chez l'adulte. Sa prévalence mondiale est estimée à 1 personne sur 8000, avec des variations selon les régions. Une étude récente suggère une prévalence globale pouvant atteindre 1 cas sur 2400 individus. La DM1 est une maladie chronique, évolutive et multisystémique (touchant plusieurs tissus), ainsi la prise en charge mobilise de nombreuses ressources médicales, sociales et familiales. Les soins de santé actuels se concentrent sur la réduction des incapacités grâce à des approches médicales multidisciplinaires, entraînant des coûts atteignant en moyenne 50 000 euros par patient par an. Ces dépenses peuvent s’élever à 1,5 million d’euros au cours des deux premières années de vie dans les cas congénitaux les plus sévères. Un modèle murin est particulièrement utilisé depuis plusieurs années pour étudier les conséquences de la mutation DM1 dans différents tissus et au cours du développement. Il est utilisé par de nombreux laboratoires académiques et pharmaceutiques pour des études précliniques afin de tester différentes approches thérapeutiques. Il est donc indispensable de continuer d'étudier ce modèle et les autres modèles émergents afin de déterminer l’impact du type de mutation sur la maladie. Ceci favorisera la compréhension du fonctionnement de la maladie et favorisera la recherche préclinique. A long terme : les résultats de ce projet permettront de mieux comprendre d’autres affections humaines ayant des mécanismes similaires (la dystrophie myotonique de type 2, l’ataxie spinocérébelleuse de type 8, l’ataxie de Friedreich et d’autres formes) pour lesquelles les études sur la DM1 sont des références.
Procédures
Dans le cadre de ce projet, une biopsie sera réalisé pour génotypage. La biopsie est réalisée sur animal vigile, 1 seule fois et l'acte dure moins de 1minute. Une partie des animaux sera soumise à une chirurgie sans réveil. Les animaux seront anesthésiés et analgésiés, l'acte dure environ 10 minute. Une autre partie suivra des tests comportementaux simples permettant d'évaluer la force musculaire, la réaction à la nouveauté, l'exploration, l'anxiété et la mémoire. Les tests sont réalisés sur animal vigile. Ils sont réalisés une fois par animal et durent de 5 à 30 minutes. Enfin, un dernier test sera réalisé pour évaluer la capacité à ressentir des émotions positives et agréables. Ce test sera réalisé sur animal vigile, il sera réalisé 1 fois et durera 5 jours.
Impact sur les animaux
Une partie des animaux utilisés lors de ce projet présentent un phénotype dommageable qui induira un retard de croissance, des anomalies musculaires et des anomalies du comportement. Le phénotype pourra induire également une réduction de l'espérance de vie des animaux. Le phénotype pourra aussi induire une pousse anormale des dents qui peut géner la prise alimentaire et qui peut nécessiter une taille des dents qui pourra engendrer un léger stress chez l'animal. Une biopsie pour génotypage sera également réalisée chez les nouveaux-nés, elle pourra induire une douleur légère de courte durée. A l'âge adulte les animaux réaliseront des tests comportementaux simples qui pourront induire un léger stress à cause de l'environnement nouveau ainsi qu'une fatigue musculaire. Enfin, une chirurgie sans réveil sera effectuée sur certains animaux, l'anesthésie pourra engendrer une baisse de la thermorégulation et dans de rares cas une détresse respiratoire.
Devenir
Dans le cadre de ce projet, des femelles gestantes seront exportées vers un autre site afin de réaliser des mesures de respiration chez les nouveeaux-nés. Une partie des animaux sera euthanasiée au cours de ce projet afin de réaliser des prélèvements pour effectuer des analyses moléculaires et histologiques sur les tissus. Les reproducteurs seront euthanasiés lorsqu'ils ne seront plus fertiles. Enfin, les animaux issus des accouplements qui ne seront pas utilisés dans ce projet seront utilisés dans le cadre d'autres projets de recherche autorisés dans le cadre d'une utilisation continue.
Remplacement
Le projet se concentre sur une maladie humaine rare (DM1). Bien que certains mécanismes cellulaires puissent être étudiés dans des modèles de culture cellulaire artificiels, l'utilisation d'un modèle animal permet d'étudier les mécanismes spécifiques aux tissus et aux cellules. L'utilisation de souris génétiquement modifiées est nécessaire pour tester de nouvelles thérapies dans la maladie cérébrale de la DM1. Ces modèles sont indispensables aujourd'hui pour les tests précliniques avant de passer aux tests cliniques chez les patients.
Réduction
14 580 animaux seront utilisés dans ce projet. Afin de réduire et d’optimiser le nombre d’animaux, le protocole d’étude a été développé avec une réduction du nombre d’animaux utilisés dans la mesure où tous les animaux issus des croisements (sans distinction de sexe) seront utilisés. Les accouplements seront toujours adaptés aux besoins pour les projets en cours autorisés afin de ne produire que les animaux nécessaires. En cas d'arrêt des projets sur une longue période, la lignée pourra être cryoconservée. Les souris n’ayant pas le génotype d’intérêt seront utilisées comme contrôles négatifs dans les différentes expériences. De plus, le protocole est établi de manière à ce que chaque animal testé permette d’obtenir le plus de ré́sultats possibles en physiologie, biologie moléculaire, histologie et ce, sur plusieurs tissus.
Raffinement
Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation. Les animaux sont hébergés avec leurs congénères (l’hébergement individuel est limité au maximum) en portoirs ventilés avec un système d’abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture et l’eau. Le milieu est enrichi avec deux enrichissements minimum (nidification et mastication) et les animaux sont vérifiés quotidiennement. Les animaux sont déjà acclimatés à l'environnement car l'élevage est dans l'établissement. Le projet a été mis au point afin de permettre une interprétation fiable des résultats dans le respect du bien-être animal. En effet, tout sera mis en place pour limiter l'expression du phénotype dommageable (vérification de la dentition, ajout d'aliment hydraté facilement accessible). Les souriceaux seront délicatement manipulés et ils seront séparés de leur mère sur une courte durée (quelques minutes) pour limiter leur stress. Pour les tests comportementaux les animaux seront manipulés dans une pièce dédiée au calme et un délai de récupération sera toujours respecté. Une anesthésie et une analgésie est mise en place dès que nécessaire (chirurgie sans réveil). Ainsi, la douleur et le stress sont limitées en apportant des soins adaptés ainsi qu’une surveillance attentive accompagnée de points limites suffisamment prédictifs et précoces.
Choix des espèces
Si certains mécanismes cellulaires peuvent être étudiés en culture, seule l'utilisation d'un modèle animal permet d'étudier les mécanismes tissu-spécifiques. Ces modèles sont indispensables aujourd'hui pour les tests précliniques avant de passer aux tests cliniques chez les patients. Nous utilisons un modèle murin car nous disposons d'un modèle, que nous avons développé, de la dystrophie myotonique de type 1. Ce modèle développe des phénotypes comme chez l'Homme et est donc un modèle de choix dans ce projet. Les animaux seront utilisés à partir de 7 jours de vie et jusqu'à 8 mois. Les analyses seront réalisées à l'âge de 7 jours car c'est un âge important à étudier pour comprendre les mécanismes de la pathologie. Les animaux seront également utilisés à 2 mois car à cet âge le phénotype des animaux est bien présent. Enfin les animaux seront utilisés jusqu'à 8 mois pour le maintien de la lignée car les animaux sont fertiles jusqu'à cet âge.
Evaluation de l’activation de l’autophagie
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
192 souris génétiquement modifiées vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Elles reçoivent une injection unique et sont privées de nourriture pendant quatorze heures, avant prélèvement de leurs organes. Le projet sert à identifier les conditions d'hébergement des futures cohortes du projet principal, en amont de toute étude sur le vieillissement lui-même. Sur le remplacement, le porteur écrit qu'il est "actuellement impossible" de répondre à la question par des approches in vitro, sans dire lesquelles ont été essayées.
Objectifs
L’autophagie est un processus naturel utilisé par nos cellules pour recycler leurs composants endommagés ou inutiles. Ce système de nettoyage et de recyclage à l’intérieur de nos cellules, les aide à rester en bonne santé et à fonctionner correctement. Avec l'âge, l’autophagie ralentit, ce qui contribue au vieillissement et peut réduire la durée de vie. Nous avons précédemment montré que stimuler ce processus, peut améliorer la longévité chez les mammifères. Dans l’étude que nous proposons, nous utilisons des souris génétiquement modifiées qui possèdent une autophagie augmentée. L’objectif global de notre projet de recherche est de comprendre si augmenter l’autophagie dans les muscles en particulier peut aider les souris à vivre plus longtemps et en bonne santé. Cependant, des facteurs comme l'environnement ou les conditions d’hébergement des souris peuvent influencer ce processus. L’objectif du projet est donc d’identifier les conditions sanitaires nécessaires pour étudier l’autophagie au cours du vieillissement. En résumé, ce projet est la première étape primordiale à la mise en place de notre projet global qui vise à comprendre comment l’autophagie influence le vieillissement et si elle peut être activée pour favoriser le vieillissement en meilleure santé.
Bénéfices attendus
- Impact scientifique et technologique : validation du modèle d’étude ; identification des conditions d’hébergement adéquates pour l’établissement des cohortes de vieillissement pour notre projet global d’étude. - Impact sociétal et économique : mieux comprendre les conséquences de l’activation de l’autophagie d’une part; procédure initiale d’un projet d’étude qui pourra apporter une preuve de concept pour le développement de molécules activant l’autophagie afin de promouvoir le vieillissement en bonne santé.
Procédures
Une seule injection réalisée par animal en moins de 10 secondes. Une mise à jeun des animaux pendant 14h.
Impact sur les animaux
Douleur légère au site d’injection. La mise à jeun pendant 14h peut également entrainer du stress pour l'animal.
Devenir
Euthanasie pour prélèvement d’organes.
Remplacement
Il est actuellement impossible de répondre à notre question scientifique par le biais d’approches in vitro. L’utilisation de la souris permet d’avoir accès à des animaux génétiquement modifiés pour étudier l’impact de l’augmentation de l’autophagie sur la communication entre les organes au cours du vieillissement.
Réduction
Le nombre d’animaux a été calculé au minimum avec un outil statistique en nous sommes basant sur les expériences que nous avons réalisées précédemment sur ces animaux. Nous réaliserons ces expériences sur 6 animaux/sexe/condition.
Raffinement
Ce projet permettra d’identifier les meilleures conditions d’hébergement des cohortes de vieillissement pour notre projet global et ainsi favoriser l’utilisation optimale des animaux lors de notre future étude. Les conditions d’expérimentation mises en place sont les moins invasives possibles et les points limites mis en place par la structure du bien-être animal du plateau permettent de pallier aux douleurs éventuelles.
Choix des espèces
L’utilisation de la souris permet d’avoir accès à des animaux génétiquement modifiés pour étudier le rôle du procesus d’autonettoyage sur l'organisme entier. Tous les animaux seront utilisés à un âge adulte (à partir de 10 semaines) car nous avons précédemment obtenu des résultats reproductibles à cet âge qui nous sert également d’âge de référence pour les études que nous réaliserons sur ces souris.
Cellules souches et réparation osseuse chez la souris – 9
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Les souris subissent une fracture ou un défaut cortical créé chirurgicalement, parfois une greffe, sous anesthésie générale, pour des interventions de trente à quarante-cinq minutes. 300 souris vont être utilisées, 240 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère et 60 un niveau modéré, toutes tuées à l'issue. Le porteur décrit ensuite des animaux qui "boitent les premiers jours" mais gardent une activité normale en cage et se trouvent "guéris après 3 semaines", sans détailler ce qui vaut à 240 d'entre elles le classement en gravité sévère. Leur mise à mort sert à l'analyse tissulaire et cellulaire des os.
Objectifs
Cette étude préliminaire vise à valider l’utilisation de lignées de souris transgéniques et un nouveau protocole de ciblage génique pour élucider les mécanismes de la régénération osseuse qui a lieu dans un environnement tissulaire complexe impliquant les os, les vaisseaux sanguins, les nerfs, les cellules inflammatoires et le muscle adjacent à l’os. Nous cherchons à comprendre le role des cellules souches qui sont essentielles à la réparation et dont la fonction dépend de cet environnement complexe. En utilisant des modèles de souris, nous explorons le rôle des cellules souches et des gènes impliqués dans la réparation osseuse. Ces modèles nous permettent également de tester de nouvelles stratégies thérapeutiques et d’évaluer leur potentiel pour des applications humaines. En effet de nouveaux traitements sont nécessaires pour corriger les défauts de consolidation après fracture. Ces défauts peuvent etre liés aux maladies du système musculosquelettique ou à un traumatisme sévère. Actuellement, la chirurgie et les greffes osseuses sont les principaux traitements, mais la thérapie cellulaire ou des traitements pharmacologiques pourraient offrir des solutions innovantes. Dans ce projet nous nous concentrons sur le role de la vascularisation, sur une nouvelle population de cellules souches osseuses et sur une nouvelle mutation entrainant la pseudarthrose congénitale de jambe, une déficience sévère de réparation osseuse. Ce projet multisite est réalisé dans les 2 établissements utilisateurs concernés.
Bénéfices attendus
Les fractures sont les blessures les plus fréquentes du système musculosquelettique. Bien que la réparation osseuse soit un processus très efficace, environ 20% des fractures présentent un retard ou absence de réparation. Le traitement de ces défauts de réparation est complexe, nécessitant généralement une prise en charge chirurgicale. Ce projet va permettre de mieux comprendre les mécanismes de la régénération osseuse en condition physiologique et pathologique. D’un point de vue fondamental, il permettra une meilleure compréhension du rôle des différents acteurs cellulaires et de différentes voies de signalisation. Il s’agit également d’un projet permettant l’étude de nouveaux traitements sur les défauts de régénération osseuse. Les potentielles applications cliniques sont concrètes et ouvrivont la voie à l’utilisation de ces traitements chez les patients.
Procédures
L’administration du Tamoxifène ou de molécules est réalisée par injection intraperitonéale ou gavage. La greffe et la blessure osseuse (fracture, défaut cortical) sont réalisées sous anesthésie générale avec une analgésie péri- et post- opératoire (durée de la procédure entre 30 et 45 min). L’injection d’AAV est réalisée sous anesthésie générale à l’isoflurane (3 à 4% en induction ; durée de l’injection ou du scan est 20 minutes/souris). Une analgésie péri-opératoire est utilisée pour l’injection AAV. . Il s’agit d’un projet multisite et chaque intervention est réalisée dans les 2 établissements utilisateurs.
Impact sur les animaux
Après injection de Tamoxifène ou EdU, les animaux sont observés quotidiennement jusqu’au prélèvement. En cas de signes de souffrance (mauvaise apparence physique, diminution de l’activité) ou d’infection (rougeurs, animaux léchant leur plaie), les réponses appropriées seront mises en place (voir grille de scoring ci- dessus). Le processus de régénération osseuse ou musculaire est spontané. Le cal est formé en une semaine stabilisant la fracture et les animaux sont guéris après 3 semaines lorsque le cal est entièrement ossifié. Ils boitent les premiers jours mais ont une activité normale dans la cage (marchent, grimpent, boivent, se nourrissent etc...) et présentent une apparence physique externe normale. Les effets tels que la douleur et la mobilité réduite sont généralement limités aux premiers jours. Les animaux retrouvent leur pleine mobilité par la suite. Un traitement antalgique et un suivi quotidien seront effectués, et nous nous référons à une grille de scoring afin d'agir sur le bien-être des animaux lorsque nécessaire.
Devenir
Les animaux sont mis à mort à la fin de l’ensemble des procédures afin de permettre l’analyse tissulaire et cellulaire des tissus osseux.
Remplacement
Le processus de régénération osseuse est complexe et implique de multiples types cellulaires, dont l’activité coordonnée et les interactions sont indispensables. Ces évènements ont lieu dans un environnement tissulaire complexe impliquant des interactions entre l’os, les vaisseaux, le système immunitaire, le système nerveux et les muscles. Expérimentalement, il n'est pas possible de reproduire la complexité de cet environnement dans un système cellulaire in vitro, et il est nécessaire de recourir à l’utilisation de modèles murins. En utilisant des modèles de souris et des modèles de blessure osseuse, nous explorons le rôle des cellules souches et des gènes impliqués dans la réparation osseuse. Ces modèles nous permettent également de tester de nouvelles stratégies thérapeutiques et d’évaluer leur potentiel pour des applications humaines.
Réduction
Notre expérience antérieure nous permet de définir un nombre réduit de temps clés à analyser au cours de la régénération osseuse pour rendre compte de l’ensemble du processus. Par ailleurs, nous avons établi qu’une taille d'échantillon de 10 animaux par groupe est suffisante pour fournir des résultats statistiques valables
Raffinement
Le processus de régénération osseuse est spontané et est complet en moins de 3 semaines. Les animaux sont suivis de façon régulière. Ils boitent les premiers jours mais ont une activité normale dans la cage (marchent, grimpent, boivent, se nourrissent etc...) et présentent une apparence physique externe normale. Nos expérimentations sont accompagnées d’une analgésie en péri- et post-opératoire. Des points limites ont été définis et permettent un suivi efficace des animaux et la mise en place de réponses adaptées le cas échéant grâce à une grille de scoring. Pour le bien-être animal, des enrichissements (coton, maisonnette et papier) sont placés dans les cages.
Choix des espèces
La souris est une espèce de choix pour étudier les mécanismes de la réparation osseuse, car les étapes de réparation ressemblent aux étapes observées chez l’homme. La souris permet d’analyser les bases génétiques de la réparation osseuse normale ou pathologique grâce aux nombreux outils cellulaires et moléculaires à notre disposition. Les procédures sont réalisées sur des animaux aux jours 5-14 postnatal et des animaux adultes entre 2 et 16 mois.
Gestion de la production d’une lignée de rats modèles de la myopathie myotubulaire à des fins de recherche biomédicale à visée thérapeutique
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
- Système musculosquelettique
Produire et génotyper des rats porteurs d'une myopathie myotubulaire, pour alimenter d'autres projets du laboratoire : 3000 rats vont être utilisés sur cinq ans dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger pour 2250 d'entre eux et modéré pour 750. L'acte infligé se limite à un prélèvement de tissu de la queue sur animal vigile, en même temps que l'identification, une seule fois dans leur vie et en moins de deux minutes. La part modérée vient de la maladie elle-même, une faiblesse musculaire et une atteinte locomotrice que la lignée reproduit, et le porteur indique tuer les animaux avant l'apparition des symptômes quand aucun projet ne les attend. Les autres sont gardés en vie pour la reproduction ou une utilisation continue. Les 600 rats par an annoncés reposent sur l'historique de production de l'établissement, et le porteur ajoute que ce chiffre pourra évoluer selon de nouvelles orientations scientifiques.
Objectifs
Ce projet a pour but de produire et de génotyper des animaux afin de maintenir une souche de rats génétiquement altérée nécessaire à la mise en œuvre de différents projets de recherche ayant pour but de comprendre la physiopathologie de la myopathie myotubulaire dans notre Laboratoire et de trouver des approches thérapeutiques innovantes.
Bénéfices attendus
Les bénéfices devant découler de ce projet concernent le domaine de la santé humaine. Ils visent à valider l’effet thérapeutique de molécules d’intérêt ou de produits de thérapie génique pour une maladie génétique humaine grave, rare et orpheline de médicaments à partir d'un modèle murin mimant cette maladie. L’observation d’un effet thérapeutique permettra d’envisager un essai clinique qui, s’il est probant, devrait permettre de stopper l’évolution de la pathologie chez les patients atteints de myopathie myotubulaire.
Procédures
Les prélèvements de tissus de queue se font sur animaux vigiles. Cet acte se fait en même temps que l'identification individuelle des animaux et n’est pratiqué qu’une seule fois au cours de la vie des animaux. Au total, moins de 2 minutes sont nécessaires pour réaliser ce double geste. A considérer comme étant de gravité légère.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues sur les animaux sont liées à la méthode de prélèvement de tissu (queue) sur jeunes animaux vigiles. La contention d’animaux jeunes peut entrainer un stress et une douleur légère passagère ne dépassant pas quelques heures. Les animaux porteurs de la pathologie étudiée dans notre laboratoire peuvent présenter un phénotype dommageable de type atteinte locomotrice. Ces symptômes peuvent correspondre à un degré d'inconfort jugé modéré.
Devenir
Euthanasie des animaux ou gardé en vie pour la reproduction ou une utilisation continue.
Remplacement
Un effort de remplacement est réalisé en amont et en parallèle de ce projet. En effet, nous essayons dans un premier temps de répondre aux questions scientifiques dans des modèles cellulaires. L’utilisation d’animaux dans des études scientifiques ne se fait que lorsque les modèles cellulaires ne peuvent pas répondre aux questions. Par exemple lorsqu'il est nécessaire d’étudier les symptômes de perte de la locomotion typiques des maladies neuromusculaires, ou la distribution d’un traitement dans l’ensemble d’un organisme.
Réduction
Nous avons prévu d’utiliser un total de 3000 rats pour satisfaire les besoins de l'ensemble des études pour les 5 années à venir sachant que nos besoins peuvent évoluer en fonction d'éventuelles ré-orientations des objectifs scientifiques à l'appui de nouvelles publications scientifiques et de nouveaux résultats. Aussi nous sommes-nous basés sur les données statistiques de 2023 ainsi que sur l'historique des données de production des lignées maintenues dans notre établissement pour faire cette estimation. Cette base d'estimation nous amène à envisager une moyenne de 600 rats par année pour la lignée de rat objet de ce dossier, soit un total de 3000 rats sur 5 ans. Les deux sexes seront utilisés dans les protocoles lorsque la maladie n’est pas liée au sexe ou que le projet n’est pas dépendant d’un des deux sexes.
Raffinement
Dans ce projet, les rats mimant la myopathie myotubulaire seront utilisés pour les projets applicatifs ou seront euthanasiés avant l’apparition des symptômes. Nous évitons ainsi l’expression du phénotype dommageable quand il n’est pas associé à un besoin expérimental. Les animaux sont élevés dans un environnement enrichi (igloo en cellulose, bâtonnets de bois pour ronger, éléments pour la confection des nids, copeaux, tunnel, etc. et sont observés quotidiennement. Au moment du sevrage, nous ne séparons les fratries que par sexe (sexage). De la nourriture est ajoutée directement sur le sol de la cage et des pipettes d’eau plus longues sont mises en place pour que les juvéniles sevrés ou les animaux présentant une atteinte locomotrice, aient facilement accès à l'eau et à l'aliment. Le cas échéant, un aliment hydratant et apétant peut être placé à même le sol dans une coupelle pour les animaux déshydratés. Pour transférer les animaux d'une cage à l'autre lors du change des litières, les zootechniciens soulèvent délicatement les animaux par le corps et utilisent leurs des tubes-maisons pour inciter les animaux à passer d’une cage à l’autre par eux-mêmes. Concernant les biopsies de tissu pour l’identification génétique des animaux, elles sont effectuées une seule fois entre 7 et 12 jours de vie post-natale par prélèvement d’un très petit bout de queue (moins de 0,5 mm). Ce prélèvement de tissu est réalisé à un âge où l’ossification et l’innervation des tissus ne sont pas encore différenciés.
Choix des espèces
Le rat a été choisi comme animal modèle car cet animal a pu être modifié génétiquement afin de présenter une altération génétique responsable de l’apparition de la myopathie myotubulaire qui est l'un des axes de recherche de notre Equipe de recherche. Ce modèle reproduit les signes cliniques et pathologiques de la maladie connue chez les patients, ce qui inclus une faiblesse musculaire et une insuffisance respiratoire. Les animaux de ce projet d’élevage seront utilisés à un stade précoce afin de réaliser l’identification et le prélèvement pour génotypage (biopsie), et aux stades sexuellement matures pour la reproduction.
Gestion de la production d’animaux qui développent spontanément une inflammation articulaire
- Recherche appliquée
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système musculosquelettique
Privées du récepteur qui freine l'interleukine 1, ces souris développent d'elles-mêmes une arthrite à partir de huit à dix semaines, avec des articulations gonflées et une mobilité parfois atteinte. 2000 d'entre elles vont être utilisées dans ce projet d'élevage, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, le seul acte prévu étant un poinçon à l'oreille une fois par an. Le porteur écrit que les moyens de soulager leur douleur restent limités, les médicaments modifiant la perméabilité intestinale et donc l'arthrite elle-même, et ajoute que ses souris ne développent que très peu de signes généraux. Une partie entre dans des protocoles expérimentaux dès quatre semaines, avant l'apparition de la maladie, une autre reste en vie pour les accouplements, et le reste est tué dès l'apparition de signes de souffrance ou au plus tard à vingt-quatre semaines.
Objectifs
Ce projet vise à décrire la prise en charge des animaux d’une lignée de souris développant progressivement une arthrite inflammatoire. Ces souris sont un modèle d’inflammation articulaire qui est causée par un mélange de facteurs génétiques, environnementaux et liés aux microbes présents dans l’intestin. Normalement, le corps produit une molécule inhibant l’interleukine 1 qui va limiter l’inflammation. Mais chez ces souris, cette molécule est absente, ce qui entraîne une inflammation excessive qui va notamment toucher les articulations. De plus, des éléments comme certains additifs alimentaires ou les antibiotiques ou les bactéries situées dans l’intestin que l’on appelle microbiote intestinal peuvent aggraver cette inflammation. L’objectif de ce projet est de mieux comprendre comment élever et prendre en charge ces souris tout en minimisant leur possible souffrance, afin de mieux étudier l’arthrite inflammatoire et, à terme, aider à la recherche sur cette maladie chez l’homme qui représente 1 million de patients en France.
Bénéfices attendus
Ce projet va permettre à notre équipe et à nos partenaires d’avoir les souris nécessaires pour mener nos recherches sur l’arthrite inflammatoire. À long terme, ces souris aideront les chercheurs à mieux comprendre l’arthrite. Grâce à elles, on pourra trouver de nouvelles façons de traiter cette maladie et identifier des marqueurs pour mieux les diagnostiquer. Ces souris permettront aussi de tester de nouveaux médicaments anti-inflammatoires et d’évaluer leur efficacité par rapport aux traitements déjà disponibles pour les patients atteints d’arthrite.
Procédures
Ce projet vise à gérer la production d’une lignée de souris qui peuvent développer des problèmes de santé à partir de 8 semaines. En particulier, ces souris pourront développer des signes d’inflammation des articulations (enflement des articulations, sensibilité articulaire comme les patients atteints d’arthrite). Ils ne subiront aucune intervention ni prélèvement pendant toute la durée de l’élevage, en dehors des poinçons à l’oreille une fois par an pour s’assurer de leurs capacités intrinsèques à générer de l’inflammation. Le prélèvement à l'oreille incluant la contention douce sera d'une durée environ de 10-15 secondes sur animaux vigiles.
Impact sur les animaux
Les souris qui n’expriment pas le récepteur inhibant la molécule de l’inflammation interleukine 1 peuvent, pour certaines, développer spontanément une inflammation articulaire à partir de l'âge de 8-10 semaines. Il s’agit de symptômes comme une rougeur ou un gonflement des articulations. Lorsque l’atteinte est sévère, elle peut se manifester par un gonflement des pattes qui peut affecter la mobilité de la souris. Les procédures et les traitements sont bien connus et le nombre d’animaux a été restreint. Les points limites ont bien été définis. Néanmoins, selon nos observations antérieures, nos souris ne développent que très peu de signes généraux et leur mobilité est peu affectée.
Devenir
Les souris générées dans ce projet seront soit intégrées dans un protocole expérimental dès l’âge de 4 semaines, soit gardées en vie pour la gestion des accouplements, soit euthanasiées lorsqu'elles présenteront des signes de souffrance ou lorsqu'elles n'auront plus donné de portées depuis 2 mois ou seront âgées de 24 semaines (souris trop âgées pour être utilisées en accouplement ou incluses dans un protocole de recherche).
Remplacement
L'utilisation d'animaux de laboratoire entiers est nécessaire car le projet étudie l’arthrite, qui est une maladie complexe multifactorielle faisant intervenir différents facteurs (le système immunitaire, les bactéries situées dans l’intestin que l’on appelle microbiote intestinal, le patrimoine génétique et l’environnement), différents organes et la présence d’une inflammation à la fois chronique locale (articulation) et systémique. Afin d'étudier l'intéraction entre l’environnement, le microbiote intestinal et le génome de l’hôte, l'utilisation de souris de laboratoire est appropriée. Enfin, actuellement, il est impossible de mimer ce dialogue complexe entre les différents compartiments et organes par l'utilisation de méthodes alternatives (modèles cellulaires).
Réduction
Nous adapterons nos élevages aux besoins de recherche de notre équipe. Nous connaissons bien cette lignée (comportement reproducteur, nombre et taille des portées), ce qui permet de gérer les élevages de façon raisonnée. Au total nous avons besoin d’environ 400 animaux par an. Etant donné que l’index de reproduction de cette lignée dans notre animalerie est de 4.9, cela représente 80 accouplements par an. En pratique, nous maintenons deux accouplements d’entretien tout au long du projet, ce qui permet de générer des animaux reproducteurs pour les besoins spécifiques des expériences. Nous amplifions alors notre lignée au besoin d’expériences particulières planifiées à l’avance et décrites dans une demande d’autorisation de projet distincte.
Raffinement
Les souris seront surveillées quotidiennement pendant cette phase d’élevage par du personnel compétent. L’apparition des signes d’arthrite sera évaluée 1 fois par semaine avec un suivi plus rapproché lors de la deuxième phase de l’arthrite. L’arthrite apparait vers l’âge de 8 semaines et sa durée est limitée dans le temps. L’évaluation des souris sera faite à l’aide d’un score composite, c’est-à-dire comprenant un score d’arthrite et un score de retentissement sur le comportement de la souris. Les mesures nécessaires à la prise en charge des souris avec arthrite seront adaptées en fonction de l’état des animaux (suivi des signes de mieux/mal être, mesures adaptées, euthanasie si le point limite est atteint). Les moyens de soulager la douleur seront limités à cause de l'impact des médicaments sur la perméabilité intestinale et l'arthrite. Cependant, un système d'évaluation clinique donnant lieu à des mesures adaptées comme la disponibilité de la nourriture directement dans la cage, la mise à disposition d’une solution de réhydratation gélifiée et une surveillance rapprochée a été mis en place. Si les points limites sont atteints, c’est-à-dire déshydratation, un score d’arthrite très important causant une immobilisation persistante de la souris, alors cela entraînera une euthanasie précoce. Ainsi, le protocole expérimental pourra être atténué voire suspendu en cas de souffrance des animaux. L’environnement des animaux sera enrichi afin de leur permettre d’avoir un comportement le plus naturel possible (cotons, maisons, cycle jour/nuit).
Choix des espèces
Les souris sont souvent utilisées pour étudier l’arthrite, car elles permettent de mieux comprendre les liens entre l’alimentation, l’environnement, les microbes intestinaux et l’articulation elle même. Dans ce projet, nous utilisons une lignée de souris qui ne produit pas une protéine clé entrainant ainsi une inflammation articulaire ressemblant à une arthrite chez l’humain. Ce modèle génétique de la maladie n’existe que chez la souris. Les animaux seront mis en accouplement possiblement à partir de 5 semaines soit l’âge de maturité sexuelle. Les animaux générés rentreront ensuite dans les projets de recherche juste après le sevrage soit vers l’âge de 4 semaines, juste avant le développement spontané de l’arthrite.
Caractérisation de maladies neurologiques d’apparition spontanée chez la souris de laboratoire
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
Les souris de ce projet développent seules une maladie neurologique, avec perte de poids, retard de croissance, faiblesse musculaire et troubles de l'équilibre ou de la marche. 180 d'entre elles vont être utilisées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et tuées à un âge choisi ou dès qu'un point limite est atteint, pour que leurs organes soient examinés. Le porteur écrit pourtant que "les animaux ne vont pas subir d'intervention", la procédure consistant à les laisser tomber malades et à les observer. Leurs géniteurs, eux, retournent à l'accouplement pour produire d'autres animaux atteints.
Objectifs
Il existe plus de 1 000 maladies neurologiques d'origine génétique, dont plus de 500 affectent l’appareil neuromusculaire. La grande majorité d’entre elles ne disposent d’aucun traitement. Pour une fraction significative des cas (>30 %), l'origine moléculaire reste inconnue. L'objectif de ce projet est d'identifier de nouveaux modèles de maladies neurogénétiques apparaissant spontanément chez les souris de laboratoire élevées couramment pour d'autres projets. L’identification des défauts moléculaires chez la souris est partiellement facilitée par l’uniformité du fond génétique des souris de laboratoire.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus du projet sont l’identification des nouveaux défauts moléculaires responsables de maladies neurologiques utilisables comme nouveaux modèles de maladie neurologique pour la recherche biomedicale. L’identification de nouveaux modèles de maladies neurogénétiques est une étape indispensable pour progresser dans la compréhension des mécanismes des maladies et pour favoriser le développement de nouveaux traitements.
Procédures
Les animaux ne vont pas subir d'intervention. Ils seront suivis régulièrement afin mettre en évidence l'apparition ou non de phénotypes dommageables puis ils seront mis à mort dès qu'ils atteindront l'âge requis pour un prélèvement d'organes post-mortem ou s'ils atteignent les points limites établis dans cette procédure. Leurs géniteurs seront remis en accouplement afin de générer d'autres animaux malades.
Impact sur les animaux
Les souris utilisées dans ce projet pourront développer des problèmes neurologiques se manifestant avec une perte de poids, un retard de croissance, une faiblesse musculaire, des troubles locomoteurs ou de l'équilibre.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés en fin de procédure et prélevées à différents âges pour vérifier les changements histologiques et biochimiques associés à leur pathologie.
Remplacement
Nous ne pouvons pas remplacer ce modèle par un modèle in vitro, car les modèles cellulaires ne peuvent pas reproduire des problèmes neurologiques.
Réduction
Nous réduisons au maximum le nombre d'animaux à utiliser, en nous limitant à utiliser seulement la fratrie, ainsi que les géniteurs des animaux développant des nouveaux phénotypes neurologiques d’apparition spontanée qu’on avèrera être d’origine génétique. Les fratries composées d'aucun animal à phénotypes dommageable ne seront pas étudiées.
Raffinement
Nous raffinons nos conditions d'expérimentation et d'hébergement pour le bien-être de nos animaux. En concertation avec la SBEA (Structure chargée du Bien-Être Animal), les animaux sont hébergés dans des cages aux normes (au minimum par 2 et au maximum par 5) suivant l’âge et le poids des animaux. De plus les cages sont enrichies par des jouets (maisons, copeaux, papier…). Les animaux sont surveillés quotidiennement par le personnel compétent. En cas d’apparition de symptômes, nous ajoutons de la nourriture directement dans les cages, et utilisons des biberons avec tétine longue, pour permettre aux animaux de s'alimenter plus facilement. Si l'état des animaux atteint les points limites fixés, ils seront euthanasiés.
Choix des espèces
La souris est un excellent modèle pour les maladies neurologiques humaines, car l'organisation de son système nerveux est très similaire à celles de l'homme. A priori, il est impossible de savoir si les nouvelles souches auront une diminution de l’espérance de vie. Il est donc impossible d'établir à quel âge les animaux vont développer un phénotype neurologique, quel phénotype neurologique, ni si cela sera sévère. Il sera nécessaire de poursuivre une étude d’observation clinique dans le temps pour déterminer ces éléments. Les souris seront utilisées à divers stades post-naissance, avant qu’elles ne développent les points limites définis.
Evaluation de stratégies vaccinales et des schémas d’immunisation dans des modèles murins et rats d’arthrites inflammatoires
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Rats : 100
Provoquer une arthrite chez des rongeurs pour voir si un vaccin l'empêche : 300 souris et 100 rats vont être utilisés dans ce but, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à la fin pour analyse de leurs tissus. Les souris reçoivent deux doses de vaccin sous la peau, les rats une administration sous-cutanée et nasale, avec des prélèvements de sang et de salive sous anesthésie à trois reprises en un mois. Les rats sont ensuite exposés par la bouche à une bactérie, quatre jours sur sept pendant un mois, jusqu'à développer une inflammation articulaire que le porteur prévoit de traiter par anti-inflammatoires. Cette bactérie n'est jamais nommée, désignée d'un bout à l'autre du résumé par les seuls mots "cette bactérie".
Objectifs
Les objectifs de ce projet sont : -Determiner le meilleur schéma d’immunisation ainsi que la voie d’administration adaptée chez le rat et la souris -Determiner les conséquences cliniques de l’immunisation sur la survenue d’arthrites chez les rongeurs.
Bénéfices attendus
L’impact fondamental de notre étude est de montrer qu’une immunisation contre cette bactérie présente un avantage majeure dans la prévention des maladies articulaires inflammatoires via une vaccination anti-bactétien et une alternative aux biothérapies.
Procédures
Vaccination sous cutannée Prélèvements sanguins et t salivaires: J0, J15, J30 Les prélèvements sanguins et salivaires sont réalisés sous anesthésie 2 doses vaccinales seront effectués chez la souris sous cutané + intre nasale chez le rats 2 doses de vaccin, la voie sera determiné en fonction des résultats chez la souris. La durée des prelèvements salivaire est de 5 à 10 minutes maximum. L'administration des vaccins chez la souris et le rat dure pour chaque animal environ 1 minute. L'exposition à cette bactérie chez le rat est de 1 mois, il s'agit d'une administration orale (le rat lèche une solution contenant cette bactérie), le rat est exposé 4 jours sur 7 pendant 1 mois. La durée d'exposition quotidienne est d'environ 5 minutes par animal.
Impact sur les animaux
Effet indésirable : douleur lors de la réalisation des prélèvements sanguin et des vaccinations sous cutané : à cet effet une analagésie efficace sera mis en place lors de l’expérimentation En cas de survenue d'arthrite, une analgésie par anti inflammatoire non stéroidien (AINS) connus pour leurs effets efficaces sur les arthrites inflammatoires sera mis en place.
Devenir
Les animaux seront mis à mort à la fin de l'expérience pour prélèvement de tissus afin d’effectuer des analyses histologiques.
Remplacement
Ce projet est une étude préclinique visant à évaluer l’efficacité vaccinale muqueuse et sous cutanée d’une nouvelle stratégie. Ces modèles animaux sont les modèles de référence pour l’évaluation de stratégies vaccinales anti-bactérienne. Ils sont l’étape indispensable avant le passage chez l'Homme. Il n’existe pas de méthodes alternatives in vitro pour étudier la réponse immunitaire induite par un vaccin.
Réduction
Ce nombre a été déterminé en tenant compte des différentes voies d’administrations des vaccins, en tenant compte du nombre de vaccins à tester (5 vaccins différents) et des groupes à tester. Nous avons utilisé le minimum possible par groupe afin de pouvoir mettre en évidence des différences significatives éventuelles. Nous avons aussi tenu compte du nombre de fois nécéssaire à répéter l’expérience afin de montrer que la mise en évidence d’un quelconque effet ne soit pas lié au hasard
Raffinement
Les animaux seront suivis régulièrement pendant toute la durée du projet (l’ensemble des éléments contenus dans la grille de scoring seront intégrés dans les points limites : -Des mesures en amont seront pris pour la douleur comme une analgésie et une sédation efficace, une surveillance accrue lors de la phase de réveil post prélèvement, ainsi qu’une surveillance du comportement et une analyse par echelle visuelle analogique, une surveillance pondérale sera effectuée les jours suivants et durant la permanance des animaux à l’animalerie. -Les éventuels effet indésirable des vaccins chez les animaux sains seront monitorés et si ces effets conduisent à un état douloureux important, une analgésie adéquate sera effectuée. Les différents modèles animaux sont par ailleurs connus pour developper une inflammation articulaire importante lors de l’exposition bactérienne. Une surveillance biologique et par imagerie régulière sera effectuée afin de détecter rapidement la survenue d’arthrite et de prendre en charge par des moyens thérapeutiques (exemple des analgésies) - Les animaux seront manipulés sans stress, par des personnes compétentes. Surveillance adaptée des animaux. Naturellement nous avons introduits dans ce projet une grille de points limites qui seront surveillés strictement dans la réalisation de notre expérimentation .
Choix des espèces
Les animaux choisis dans ce projet sont les modèles les mieux adaptés pour le développement de modèles immunologiques. Nous avons sélectionné ces deux espèces pour étudier l’immunogénicité des stratégies vaccinales (procédure expérimentale). En effet la souris représente le modèle idéal d'étude des schémas d'immunisation avec les différents voies d'administration, la production d'anticorps neutralisant et les différents vaccins contre cette bactérie. Après validation du schéma vaccinal et d'immunisation chez la souris, on passera à l'étude chez le rat, il présente la caractéristique intéressante de présenter une arthrite strictement inflammatoire, proche des arthrites inflammatoires humaines, quelques mois exposition gingivale à cette bactérie ainsi la réalisation d'un vaccin de vaccin sur la survenue de la maladie. Age souris 8 semaines - rats 4 semaines:il s’agit de modèle d’arthrite survenant précocement d’où l’intérèt d’un modèle immunisant juvénile.