Système musculosquelettique

Nourries huit à dix semaines avec un régime qui déclenche myotonie et faiblesse musculaire, injectées seize fois en huit semaines, soumises à une myotoxine qui abîme le muscle et à trente séances de course sur tapis roulant de quarante-cinq minutes, 720 souris subissent des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une partie passe aussi par une chirurgie de mesure de la force musculaire. Le porteur écrit que les modèles murins existants de la dystrophie myotonique de type 1 ne reproduisent que partiellement les anomalies observées chez les patients, et qualifie dans la même phrase le développement de nouveaux modèles murins d'"étape incontournable". Toutes les souris sont tuées pour prélever deux muscles, parfois trois, ce que le porteur juge "indispensable" pour mener ces recherches.

Objectifs

La Dystrophie Myotonique de type 1 (DM1) est une maladie neuromusculaire fréquente chez l’adulte, qui provoque des troubles musculaires, cardiaques et neurologiques particulièrement invalidants. Elle est causée par une anomalie génétique qui résulte de la répétition excessive d’une courte séquence d’ADN (répétitions CTG -variant de 50 à plus de 1500 répétitions chez les patients) ce qui provoque diverses dysfonctions cellulaires en perturbant le fonctionnement de certaines protéines essentielles. Ces perturbations affectent de nombreux processus cellulaires, dont certains sont directement liés aux symptômes observés chez les patients. Cependant, d’autres mécanismes moléculaires et cellulaires contribuent probablement à cette pathologie complexe. À ce jour, il n’existe pas de traitement permettant de guérir la DM1.

Bénéfices attendus

La Dystrophie Myotonique de type 1 (DM1) est la dystrophie musculaire la plus fréquente chez l’adulte, touchant environ 1 personne sur 8 000. Elle se manifeste par une faiblesse musculaire progressive, une raideur des muscles (myotonie), ainsi que des atteintes cardiaques, respiratoires et neurologiques. Ces symptômes affectent le quotidien des patients et peuvent progressivement réduire leur autonomie. A ce jour, aucune thérapie n’est disponible pour soigner cette maladie génétique. Ce projet vise à mieux comprendre les mécanismes moléculaires à l’origine de la pathologie en disséquant les processus physiopathologiques musculaires des patients DM1. Ces études sont pré-requises pour le développement de thérapies ciblées.

Procédures

Certains lots d'animaux seront soumis à un régime alimentaire spécial pendant 8 à 10 semaines (animal vigil, prise alimentaire spontanée), d'autres subiront une injection à raison de 2 fois par semaines pendant 8 semaines (animal vigil, 16 injections maximum, 30 secondes). Certains lots d'animaux auront une injection (animal sous anesthésie et analgésie, 1 injection, 3 minutes) et d'autres effectueront un exercice sur tapis de course (animal vigil, 30 fois, 45 minutes). Enfin, certains animaux seront soumis à une intervention chirurgicale pour la mesure de la force musculaire (animal sous anesthésie et analgésie, 1 fois, 30 minutes).

Impact sur les animaux

Le régime alimentaire spécial donné aux souris génétiquement modifiées induira un phénotype tel que la myotonie (défaut momentané de relaxation musculaire après une contraction) et de la faiblesse musculaire provoquant une baisse générale d'activité. Les injections en intrapéritonéales étalées sur 8 semaines pourraient induire une légère douleur au point d’injection et un stress léger lors des manipulations, tout comme la contention nécessaire à l’injection ou les manipulations lors des mesures du poids effectuées deux fois par semaines à partir du début des injections. Les différents traitements sont connus, mais pourraient avoir des effets indésirables dans de rare cas tels que des diarrhées ou une perte de poids. D’autres effets indésirables de notre expérimentation concernent les dommages musculaires dues à l’injection de myotoxine. Ils peuvent être une infection de la peau au site d’injection et une douleur post-dommage du muscle. Les courses sur tapis roulant pourront engendrer un stress et une fatigue transitoire. Les anesthésies, effectuées dans le cadre de certains actes invasifs, peuvent induire dans de rare cas une hypothermie, une détresse respiratoire, voire un arrêt cardio-respiratoire.

Devenir

À la fin du projet, tous les animaux seront euthanasiés, car nous devons prélever leurs muscles pour les analyser. Ces analyses permettent d’étudier les effets de la maladie sur le muscle et sa capacité à se régénérer. Nous examinons généralement deux muscles par souris (parfois un troisième selon les besoins), ce qui rend l’euthanasie indispensable pour mener ces recherches.

Remplacement

Les modèles in vitro de cellules musculaires restent imparfaits puisqu’ils ne reproduisent pas le contexte tissulaire adulte de la fibre musculaire qui est une cellule hautement spécialisée et différenciée. La compréhension des mécanismes à l’origine de la DM1 nécessitent d’avoir recours à des modèles animaux de cette pathologie qui expriment la mutation DM1 et reproduisent la pathologie au niveau moléculaire et physiologique. A ce jour, les modèles murins de la DM1 existants ne reproduisent que partiellement les anomalies moléculaires et physiologiques observées chez les patients. Le développement de nouveaux modèles murins de la DM1 présentent davantage de similitudes avec la pathologie chez l'homme est un enjeu majeur et une étape incontournable dans la compréhension de la pathologie humaine.

Réduction

Pour ce projet, un maximum de 720 animaux sera utilisé. Le nombre d’animaux à utiliser par groupe est de 15, soit 720 au total dans le cadre de ce projet. La taille des effectifs a été établie grâce à nos études précédentes et à un calcul de puissance. Des tests statistiques seront réalisés pour permettre l'interprétation fiable des résultats. Afin d'optimiser et de réduire le nombre d'animaux, tous les animaux avec le génotype d'intérêt seront analysés, sans distinction de sexe. Les souris seront analysées in vivo et in situ et les tissus seront prélevés post-mortem et conservés pour des expériences ultérieures éventuelles.

Raffinement

Dans le but de raffiner le protocole et, en conformité avec la réglementation, toutes les précautions seront prises afin de réduire à son maximum le stress et la souffrance animale. L’entretien des souris ainsi que les différents protocoles expérimentaux seront assurés par du personnel qualifié et le bien-être des animaux est amélioré par la mise en place d’un enrichissement de milieu (carré de lanière kraft et bâtonnet en bois). Les animaux sont stabulés en portoirs ventilés avec un système d’abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture. Les conditions de température et d’hygrométrie sont contrôlées et monitorées. Le cycle d’éclairage est de 12h par jour. Les animaux sont hébergés avec leurs congénères et l'hébergement individuel est évité au maximum. Dans le but de réduire la souffrance et le stress des animaux, une habituation aux gestes de contention et d’injection sera faite avant le début des injections. Une attention particulière sera apportée sur la manipulation douce des cages et des animaux lors des contentions et injections successives. Une phase d’acclimatation sera réalisée avant le début des séances d’exercice sur tapis roulant. La durée et la vitesse sont adaptées à chaque souris de façon à ce qu’elle ne soit pas épuisée et puisse réaliser la totalité de la séance. Les injections ainsi que les mesures de force in situ seront réalisées sous anesthésie générale, et l'administration d'un analgésique sera effectuée 30 minutes avant l'anesthésie. Enfin, un suivi du bien-être des animaux et des points limites seront réalisés quotidiennement. En cas d’effet indésirables observés tel que des diarrhées, l’apport d’aliment et une source de nutrition hydratée sera proposé.

Choix des espèces

Dans cette étude, nous générons et ré-utilisons des modèles murins développés par d'autres chercheurs. Le choix de cette espèce est pertinent car la structure et la fonction du muscle est très proche entre l'humain et la souris. Le projet vise à étudier les défauts liés à la dystrophie myotonique de type 1, pathologie qui se développe chez l’adulte. Chez la souris, la maturation du muscle continue jusqu'à 8 semaines après la naissance. Les souris portant le génotype d'intérêt seront donc utilisées sevrées et adultes âgées de 8 semaines au minimum au début des procédures.

Quinze jours d'acclimatation en cage chronobiologique, dix à quinze jours d'habituation au tapis roulant, puis un test d'endurance pouvant durer quatre-vingt-dix minutes, avec jusqu'à cinquante stimulations électriques pour forcer la course. 240 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Après le test, une scarification de la veine de la queue permet de doser le lactate et le sucre dans le sang, et l'entraînement se poursuit à raison de trois séances de vingt à quarante-cinq minutes par semaine. Toutes sont tuées pour prélèvement d'organes, sauf jusqu'à quarante souris qui refuseraient de courir et seraient alors basculées vers d'autres procédures en cours.

Objectifs

Ce projet explore le rôle d’une protéine influencée par l’horloge biologique qui joue un rôle clé dans la gestion des sucres et des graisses, ainsi que dans le bon fonctionnement des muscles. Pour mieux comprendre son impact, les chercheurs ont développé un modèle animal dans lequel cette protéine est absente spécifiquement dans les muscles. Bien que cette absence ne provoque pas de changement visible au repos, les premières analyses suggèrent qu’elle pourrait affecter la capacité du corps à s’adapter à l’effort. Les chercheurs examineront comment les muscles de ces souris réagissent à un effort ponctuel à différents moments de la journée, comment ils s’adaptent à un entraînement prolongé et quelles sont les conséquences sur l’équilibre énergétique et inflammatoire du corps. Les résultats pourraient améliorer notre compréhension des mécanismes régulant l’endurance musculaire et ouvrir de nouvelles perspectives dans le domaine de la santé et du sport. Nous ne disposons pas de modèle de remplacement, cependant le raffinement et la réduction sont particulièrement appliqués. En outre, les procédures sont réalisées durant la phase de veille (donc d'activité) de la souris. A chaque étape du protocole, la règle des 3Rs sera appliquée.

Bénéfices attendus

Ce projet, pleinement justifié d’un point de vue scientifique et conforme à la règle des 3Rs, vise à explorer le rôle d’un gène impliqué dans le métabolisme glucidique et lipidique ainsi que dans la physiologie du muscle squelettique. Son objectif est d’approfondir l’influence de ce gène, dont l’expression fluctue au cours de la journée et est stimulée par l’exercice physique, sur la fonction musculaire et la coordination des réponses métaboliques et immunitaires à l’effort, soulignant ainsi l'importance du rythme circadien dans ces mécanismes. À court terme, nous pourrons évaluer son impact sur l’endurance, la récupération et l’adaptation musculaire à l’exercice, renforçant ainsi notre compréhension des interactions entre l’horloge biologique, l’activité physique et le métabolisme. L’étude tiendra également compte de l’influence du moment de la journée sur la physiologie de l’exercice. Sur la base des résultats obtenus, nous élargirons l’analyse aux voies de régulation et aux processus métaboliques et immuno-métaboliques les plus affectés par l’inactivation de ce gène dans le muscle squelettique. Par ailleurs, nous examinerons comment le désalignement du rythme circadien perturbe le métabolisme et comment l’exercice musculaire pourrait contribuer à sa régulation. Ce projet pourrait ainsi ouvrir la voie à une optimisation des recommandations en matière d’activité physique, de nutrition et de gestion du rythme circadien, avec des implications majeures pour la santé et la performance physique.

Procédures

Les souris devront réaliser un test de performance physique d'endurance dont la durée peut atteindre 90 minutes selon leurs capacités. La stimulation à la course durant ce test peut nécessiter l'utilisation de la stimulation électrique et dans ce cas, la souris peut recevoir au maximum 50 stimulations électriques à intensité faible induisant un léger picotement. En pratique le recours à la stimulation n'est pas souvent utile lorsque la souris se trouve dans sa phase de veille (active) lors du protocole d'exercice. Une scarification sur la veine de la queue pour prélever une microgoutte de sang, pour doser à l'aide d'une bandelette la lactatémie et la glycémie post-exercice, sera réalisée. Elle peut génèrer une douleur aigue d’intensité légère le temps de l'acte (

Impact sur les animaux

Il y a peu d’effets indésirables dans ce projet. Avec les systèmes de cycles inversés dans les cages de chronobiologie, nous avons pu observer une forte activité des souris durant la nuit. Le test de performance physique d’endurance et l’entrainement des souris seront effectués pendant la phase active nocturne des souris ce qui limite considérablement le stress lié aux procédures et le recours à un système de stimulation électrique (les souris courent la plupart du temps spontanément après habituation). L’intensité de la stimulation électrique utilisée pour contraindre les souris à courir, s’il le faut lors du test d’endurance uniquement, sera la plus faible possible. Elle est désagréable mais n’induit pas de douleur. Elle ne sera pas forcément utilisée et ne le sera pas du tout lors de l'entrainement et l'habituation des souris. En effet, les souris courent spontanément, sans contrainte et sans s'arrêter, alors qu'elles en ont la possibilité. Une nuisance pourrait être lié au fait de les confiner pour une durée maximum de 90 minutes sur un couloir de course (la largeur de 7 cm est suffisante pour que la souris coure sans se retourner ou se dévier latéralement ; la longueur de 50 cm permet d'avoir une distance suffisante pour éviter tout stress dû à un espace trop restreint et la hauteur des parois latérales de 15 cm minimise l’effet de confinement). Le fait qu'elles soient habituées à cette situation et qu'elles courent durant la procédure de manière volontaire ainsi que leur comportement, nous laisse penser que cette nuisance est minime. Une légère scarification sur la veine de la queue pourrait être considérée comme une nuisance. Elle est effectuée pour prélever une microgoutte de sang pour doser, à l'aide d'une bandelette, la lactatémie et la glycémie post-exercice et pourrait engendrer une douleur aigue d’intensité légère le temps de la scarification sans autre effet indésirable.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à l'issue de chaque procédure pour prélèvement d'organes. Les animaux pouvant être réutilisés dans le cadre d'autres procédures en cours, sont ceux qui pourraient refuser de courir à l'issue de la période d'habituation au tapis roulant et qui ne seraient pas inclus dans les procédures. Cela peut concerner au maximum 40 souris pour l'intégralité des 2 procédures.

Remplacement

Nous utilisons des cultures de cellules musculaires et des traitements imitant les effets métaboliques de l'exercice pour étudier leurs réactions. D'autres types de cellules, comme des cellules graisseuses et immunitaires, sont également analysées après exposition aux substances libérées par les cellules musculaires traitées. Dans le cadre d’un projet de recherche, nous collaborons avec des équipes spécialisées pour examiner les fibres musculaires et développer un modèle mathématique du fonctionnement des muscles. Ces méthodes permettent de réduire l’utilisation d’animaux. Cependant, elles ne reproduisent pas les effets réels de l'exercice et de l'entraînement physique sur un organisme entier. C'est pourquoi l'utilisation d'animaux reste nécessaire pour cette étude.

Réduction

Le nombre d’animaux par groupe a été défini de manière à utiliser le minimum nécessaire pour détecter une différence statistiquement significative avec une puissance minimale de 80 %, tout en tenant compte d’une marge de 20 % de souris potentiellement exclues de l’étude (souris non coureuses). Ainsi, 10 animaux par groupe sont requis pour la procédure 1 (exercice) et 12 pour la procédure 2 (entraînement). Afin de limiter le nombre total d’animaux utilisés et ainsi respecter le principe de réduction de la règle des 3R, nous avons optimisé l’organisation des expériences. Pour éviter de multiplier les manipulations, certaines analyses seront réalisées sur des souris sauvages au cours de la procédure 1. Cela permettra d’évaluer la faisabilité des protocoles et d’effectuer des mesures métaboliques (consommation d’oxygène) ou immunitaires (cytométrie en flux) nécessitant un traitement immédiat des échantillons après prélèvement. Des tests statistiques seront appliqués pour analyser nos résultats.

Raffinement

Pour assurer le raffinement de l’expérimentation et garantir le bien-être des animaux, plusieurs mesures seront mises en place. Tout d'abord, les procédures seront effectuées lors de la phase active de la souris et en lumière rouge afin de ne pas perturber les rythmes veille-sommeil des souris. Les souris seront préalablement acclimatées et de manière progressive durant 15 jours aux cages chronobiologiques. L'environnement dans la cage est enrichi. De plus, les souris seront progressivement habituées à l’exercice sur tapis roulant pendant 10-15 jours afin de limiter leur stress et favoriser l'exercice volontaire sur tapis. Nous limiterons par ces biais le recours à la stimulation électrique qui peut être stressant pour la souris. Les souris seront surveillées quotidiennement par les animaliers et régulièrement par les expérimentateurs pour détecter rapidement tout signe de souffrance et y remédier. Enfin nous utiliserons la méthode "en cup" pour prendre une souris, une technique de manipulation douce et non stressante, qui consiste à soulever l'animal en formant une coupe avec les mains plutôt qu'en le saisissant par la queue. Pour éviter tout stress inutile, les souris destinées à l’euthanasie seront placées dans une salle séparée et les manipulations post-euthanasie se dérouleront dans une autre pièce. Nous veillerons à ce qu’aucune souris ne soit isolée dans sa cage lors des procédures.

Choix des espèces

La souris est un modèle idéal pour étudier l’impact de l’exercice sur la santé, car son métabolisme et son système immunitaire sont proches de ceux de l’humain. La souris est le seul modèle chez lequel des mutants du gène-cible peuvent être générés. Les échantillons permettent d’obtenir assez de matériel pour réaliser des analyses immuno-métaboliques des tissus prélevés. Des travaux antérieurs de notre équipe et les données in vivo de la littérature sont obtenus sur des souris et les modèles génétiques en question, ce qui permet de faire des comparaisons indispensables et de ne pas répéter certaines expériences. Les souris utilisées auront entre 2 et 6 mois, car c'est à cet âge que des études précédentes ont montré une baisse d’endurance.

Mesurer si les truites arc-en-ciel retrouvent après la ponte la proportion de filet, la couleur et la texture attendues du produit vendu. 1 000 truites vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à la fin pour des prélèvements musculaires. Chacune est anesthésiée, sortie de l'eau une minute, marquée par un pit-tag et amputée d'un morceau de nageoire pelvienne d'environ 5 mm2, 500 d'entre elles étant ensuite pêchées à l'épuisette chaque mois, et les femelles prêtes à pondre restant à jeun cinq jours. Le porteur précise que les poissons atteindront 2 à 2,5 kg au point final, ce qui correspond au poids du produit commercialisé sous forme de filets de truite fumés.

Objectifs

Chez la truite, la reproduction affecte fortement la croissance. C’est particulièrement impactant chez la femelle qui produit une quantité d’œufs correspondant à 10 à 15 % de son poids. Au moment de la reproduction, la croissance s’arrête et elle reprend après la ponte. Cela affecte également la qualité des produits, en particulier la proportion de filets du poisson, et la couleur et la texture des filets, qui sont dégradés au moment de la ponte. Ces qualités sont ensuite restaurées. L'objectif du projet est d’évaluer si le changement de rythme de croissance, au moment de la ponte et après la ponte, affecte le nombre et l’activité des cellules souches musculaires (cellules satellites), qui vont permettre la croissance musculaire. Ce projet a également comme objectif d’évaluer la possibilité d’effectuer un sexage par échographie (méthode non invasive) des truites dès le printemps qui précède leur maturation sexuelle.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de caractériser l’impact de la maturation sexuelle et de la ponte sur la plasticité des cellules satellites. Nous espérons ainsi montrer que ces cellules sont la clé de la reprise de croissance et de la restauration des qualités après la ponte. Ce type de connaissance peut permettre, dans des travaux futurs, d’identifier des souches de truites ou des pratiques d’élevage favorisant cette aptitude à la récupération post-ponte des poissons. Ce projet sera également l’occasion de tester, en parallèle du sexage moléculaire sur prélèvement de nageoire, un sexage par échographie. Si cette technique non invasive s’avère fiable, elle permettra, à l’avenir, d’éviter de prélever un échantillon biologique, pratique dommageable pour les poissons.

Procédures

En début de procédure, 1000 poissons anesthésiés seront soumis une première fois à une émersion d’une 1 minute maximum, puis à l’insertion d’un pit-tag et à un prélèvement concomitant d’un échantillon de nageoire pelvienne pour sexage moléculaire. Ils seront également soumis à une mesure échographique non invasive dans l’eau qui durera 1 minute maximum. Une seconde mesure échographique sera réalisée 2 mois plus tard, lors d’une biométrie, sur les poissons anesthésiés, après l’obtention des résultats du sexage moléculaire, pour valider la fiabilité de l’identification du sexe par échographie. Puis 500 d’entre eux seront ensuite soumis une fois par mois à une pêche avec une épuisette, une anesthésie, une émersion de 30 sec pour la lecture du numéro de pit-tag, la mesure du poids et de la longueur. Enfin, ils seront également soumis à des transferts pour constituer les lots post ovulation.

Impact sur les animaux

Les poissons seront mis à jeun 72 heures avant les manipulations liées au contrôle de la maturité sexuelle, et les femelles prêtes à pondre seront mises à jeun pendant 5 jours, le temps nécessaire à la réalisation des mesures et des prélèvements avant d’être remises en élevage. La nuisance attendue de ces mises à jeun est d’intensité légère. Une nuisance d’intensité modérée sera générée par un prélèvement invasif de tissu au niveau de la nageoire pelvienne (de l’ordre de 5 mm2) pour réaliser l'analyse génétique du sexe des poissons. Pour l’observation des organes reproducteurs par échographie, le temps nécessaire est estimé à moins d’1 min par poisson. La nuisance attendue est d’intensité légère. Cette observation sera réalisée deux fois : une 1ère fois au moment du prélèvement de nageoire, et une 2nde fois lors de la biométrie où les males seront écartés. Les poissons subiront également un stress d’intensité légère engendré par la pêche, l’anesthésie et un temps d'émersion, au moment du prélèvement de nageoire, d’une durée maximale de 1 minute. La somme des nuisances attendues lors de cette procédure est classée modérée.

Devenir

L’ensemble des animaux sera mis à mort à la fin de projet afin de réaliser des prélèvements musculaires.

Remplacement

L'objectif du projet est de déterminer l'impact des rythmes de croissance du poisson, au moment de la ponte et après la ponte, sur la plasticité des cellules souches, en lien avec la qualité des produits. La croissance est une fonction physiologique qui impacte l’ensemble des tissus et organes de l’animal. Cette fonction interagit biologiquement avec une autre fonction essentielle qu’est la reproduction. Pour répondre à l’objectif du projet, nous devons réaliser des mesures sur des animaux en croissance, donc vivants.

Réduction

Le lot bisexué de 1000 truites incluses dans ce projet correspond à l’effectif minimum pour répondre à l’objectif fixé. En effet, il nous faut inclure 1000 truites pour disposer des 500 femelles nécessaires à la réalisation du projet. Le projet nécessite d’avoir des truites témoins immatures pour chaque point de mesure post-ponte, soit 4 points de mesure à 0, 1, 2 et 4 mois post-ponte. Le nombre requis, par point de mesure, est de 10 à 15 poissons, soit un nombre de 40 à 60 poissons immatures au total. Pour avoir ce nombre de femelles immatures, il nous faut partir d’un lot de 500 femelles, puisque seulement environ 10% (environ 50 poissons) vont rester immatures à 2 ans, tandis que les autres (450 animaux, 90%) vont maturer sexuellement et produire des œufs. Ce nombre de poissons prévus est donc l’effectif minimal pour les analyses prévues. Il permettra d’évaluer d’une part l’impact de la maturation sexuelle et de la ponte sur le nombre et l’activité des cellules satellites, en lien avec la qualité des produits et la taille des fibres musculaires, en comparant les poissons ayant pondus avec les témoins immatures à chaque point de mesure. Il permettra également d’évaluer l’effet du temps post-ponte, pour les poissons ayant pondu et les témoins immatures, en comparant les données obtenues aux différents temps de mesures, à 0, 1, 2, et 4 mois post-ponte.

Raffinement

Les prélèvements d’échantillons de nageoire, ainsi que toutes les manipulations seront réalisés sous anesthésie. Un tissu humide sera utilisé pour manipuler les poissons pour éviter la déperdition de mucus. Un prélèvement d'un petit bout de nageoire sera réalisé pour l'analyse génétique du sexe des poissons. Une surveillance des poissons sera réalisée à l'issue de ce prélèvement et dans les jours qui suivent. Des tables de suivi des soins seront mises en place et utilisées tout au long du projet. L’observation des gonades par échographie sera réalisée sur chaque poisson directement dans le bac d’anesthésie à l’occasion de biométrie.

Choix des espèces

La truite arc-en-ciel est une espèce robuste dont l’élevage, la croissance et la reproduction sont bien maîtrisés en pisciculture. C’est de plus une espèce d'intérêt agronomique qui représente 95 % de la production piscicole française et l’une des espèces les plus élevées en Europe. Elle est par ailleurs un modèle biologique largement diffusé dans la communauté scientifique (>50 000 références). C’est une espèce avec une très grande plasticité de croissance qui a démontré sa capacité de reprise de croissance après la ponte. Cette espèce n'est pas incluse dans la liste des espèces identifiées comme devant provenir d’élevage ou de fournisseurs agréés. Les poissons feront environ 600 g (16 mois post-fécondation) au début de l’expérimentation. C’est à ce stade qu’ils seront soumis à la procédure expérimentale décrite dans la présente saisine. Ils seront ensuite élevés dans les conditions standard jusqu’à l’atteinte de leur maturité sexuelle, qui débouche sur la ponte de leurs œufs, à 2 ans (1,5 - 2kg), puis lors de la phase de récupération post-ponte jusqu’à 2 ans et 4 mois pour le point final, où les poissons feront 2 - 2,5 kg. Ce poids final correspond au produit commercialisé, en condition de production, sous forme de filets de truite fumés.

Deux à dix-sept séances de course sur tapis de vingt à soixante minutes, avec un critère d'arrêt fixé à cinq stimulations électriques ou plus en une minute : 74 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués vingt-quatre heures après la dernière séance pour prélever leurs organes. Ils subissent aussi quatre à dix-huit gavages d'une molécule ou d'eau, et des prises de sang à la queue. Le porteur attend des blessures musculaires ou tendineuses liées à la répétition de l'exercice et des irritations de l'œsophage dues aux gavages. Il indique avoir demandé un financement pour développer en parallèle un modèle de contraction de cellules musculaires in vitro, les données obtenues sur les rats devant servir à valider ce modèle cellulaire.

Objectifs

Le tissu musculaire est essentiel pour la santé et est même lié à la longévité. Cependant, les effets de l’exercice physique varient beaucoup d’une personne à l’autre, notamment à cause de différences dans l’expression des gènes influencés par l’environnement. Des travaux récents ont montré que le lactate, qui est produit en grande quantité par le muscle lors de l’exercice intense, est capable d'influencer l'expression des gènes en se fixant sur des protéines associées à l’ADN. Ce marquage par le lactate est activement étudié dans le cancer, mais son rôle dans l’adaptation musculaire à un protocole d’entrainement reste inconnue. L’objectif de ce projet est d’étudier les effets de l’exercice intermittent intense, connu pour induire une forte augmentation de la concentration en lactate, sur le marquage des protéines de l'ADN pour comprendre ses conséquences sur l’adaptation musculaire à l’entrainement.

Bénéfices attendus

Ce travail pourrait permettre de mieux comprendre les mécanismes de régulation de l'expression des gènes impliqués dans l'amélioration des performances musculaires, afin de développer des approches personnalisées — comme des conseils en nutrition ou une approche pharmacologique — dans le but d’améliorer les effets de l’entraînement physique chez chacun, y compris pour les patients ayant des difficultés à répondre à l’exercice.

Procédures

Voici les interventions qui seront réalisées sur les animaux: i) course sur tapis (2 à 17 séances de course de 20-60min) ; ii) prise de sang à la queue; iii) administration d'une molécule ou d'eau de boisson par gavage oral (4-18 gavages, 1min par gavage).

Impact sur les animaux

En fonction des phases du projet, différents effets indésirables ou nuisances sont attendus : 1) un test d'évaluation de la vitesse maximale aérobie des animaux est nécessaire pour pouvoir ajuster l'intensité des séances d'exercices sous maximaux des animaux en fonction de leur capacité individuelle. Ce test peut être une source de stress pour l'animal du fait de l'environnement (e.g. bruits, odeurs) et de l'effort en lui-meme 2) Comme cela est le cas chez l'homme, les séances d'exercice répétés pouvant être à l'origine de blessures musculaires et/ou tendineuses pour les animaux. 3) L'administration du traitement par gavage oral répété peut induire des irritations bégnines au niveau de l'œsophage des animaux.

Devenir

Vingt-quatre heures après la fin de la dernière séance d’exercice, les animaux seront mis à mort pour prélèvement d'organes.

Remplacement

A l’heure actuelle seul le modèle animal permet d’étudier de manière intégrée les effets de l'exercice sur le muscle en prenant en compte la signalisation systémique, l’irrigation sanguine et les interactions tissulaires. En effet, les modèles cellulaires actuels, comme les cultures de cellules musculaires, ne reproduisent pas fidèlement l'organisation complexe du muscle in vivo, incluant l’interaction entre les fibres musculaires, les nerfs et les vaisseaux sanguins. De plus, ils ne permettent pas de simuler les contraintes mécaniques réelles de l'exercice, comme la charge, l’étirement et la contraction dynamique, qui sont essentielles aux adaptations musculaires. En parallèle de ce projet, une demande de financement a été faite afin de développer au laboratoire un modèle de contraction de cellules musculaires in vitro, dans le but, à terme, de réduire l'utilisation du modèle animal. Les données qui seront récoltées durant ce projet seront donc d'un intérêt majeur pour nous permettre de comparer les résultats obtenus in vivo avec nos résultats in vitro, validant ainsi la pertinence de notre modèle cellulaire dans l'étude des voies de régulation du muscle.

Réduction

Pour ce projet, nous prévoyons d'utiliser 2 fois (i.e. aigu et chronique) 4 groupes de 8 rats pour nos différentes conditions expérimentales : contrôle non-traité; contrôle traité, exercice non-traité; exercice traité. Nous voulons 8 animaux par groupe car d'après nos précédents protocoles d'étude des effets de l'entrainement, la taille d'effet observé sera suffisante pour obtenir une amélioration significative des performances de course des animaux à l'issue des 5 semaines d'entrainement.

Raffinement

Dans un objectif de raffinement, plusieurs mesures seront mises en place tel que l'observation régulière (pesée, prise alimentaire, comportement, aspect, détection de toute souffrance et blessure), ce qui nous permettra d'évaluer le bien-être des animaux selon une grille précise et adaptée et de déterminer si les animaux atteignent l'un des critères d'arrêt. De plus, pour réduire le stress lié à la course sur tapis, un soin particulier sera apporté au protocole d'habituation à l'exercice sur tapis de course, qui sera effectué au début de l'étude. L’expérimentateur en charge des séances de course sur tapis sera également attentif à bien respecter le critère d’arrêt des animaux (5 stimulations électriques ou plus sur 1 minute) pour éviter toute fatigue excessive des animaux. La motricité des animaux sera également observée attentivement avant et pendant toute la durée des séances d'entraînement pour détecter toute blessure qui pourrait induire de la douleur au repos comme à l’exercice. Afin de réduire le risque de blessure, toutes les séances de course sur tapis débuteront par une phase d'échauffement des animaux de 2 paliers à de 5min à 10 et 20 m/min. Si malgré ces précautions un animal développe une blessure ne lui permettant plus de suivre le protocole de course sans douleur, celui-ci sera mis à mort. Afin d’éviter tout problème qui pourrait découler du gavage, l'olive des canules de gavage sera lubrifié avec de l'huile de paraffine (vaseline liquide) et la procédure d'administration sera supervisée par l'animalière du laboratoire, qui possède une solide expérience dans la réalisation de ce geste. La prise alimentaire des animaux sera effectuée de manière hebdomadaire pour détecter toute modification du comportement qui pourrait être lié à une irritation due l'œsophage des animaux. Enfin, pour éviter toute douleur, la mise à mort terminale sera effectuée après anésthésie des animaux.

Choix des espèces

Nous avons choisi d'utiliser un modèle de rats car celui-ci est classiquement utilisé dans les études sur les effets de l'exercice physique aigu et chronique. L'utilisation de ce modèle nous permettra donc de comparer nos résultats aux données de la littérature ainsi qu'à de précédents résultats du laboratoire. Cette espèce permet l'obtention de quantités de tissu musculaire nécessaires pour toutes les études à réaliser, limitant la nécessité de cumuler plusieurs animaux d'espèces plus petites (souris par ex.). Les animaux utilisés seront âgés de 4 mois au début de l'étude, car cela permet de limiter les effets liés à la croissance d'animaux plus jeunes et d'éviter les défauts de réponse à l'entraînement qui peuvent être observés chez des rats plus âgés.

Une injection de cardiotoxine dans chacun des deux tibias détruit le muscle de souris endormies à l'isoflurane, après cinq jours d'injections quotidiennes de tamoxifène et avant jusqu'à sept jours d'injections de glucocorticoïdes. 3 400 souris mâles vont être utilisées ainsi, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur affirme n'attendre aucun effet secondaire majeur et décrit des procédures qui n'entraînent généralement pas de souffrance, alors que le protocole repose sur la destruction chimique des muscles des pattes et sur un prélèvement sanguin qu'il chiffre à 25 % du volume corporel juste avant la mise à mort. Celle-ci consiste en une perfusion de paraformaldéhyde dans le cœur sous anesthésie à la kétamine, pour fixer d'un coup tous les organes.

Objectifs

Dans le cadre d’une blessure les glucocorticoïdes comme la cortisone peuvent être prescris pour leurs effets anti-inflammatoires efficaces mais dont la prise prolongée peut induire une perte de la masse musculaire. Les études sur les effets des glucocorticoïdes réalisées in vitro sur des cellules en culture montrent des résultats souvent contradictoires. Ainsi, malgré cette utilisation courante le mode d’action précis grâce auquel les glucocorticoïdes produisent leurs effets bénéfiques comme délétères sont encore mal connus. L’objectif de ce projet est de comprendre les mécanismes moléculaires et cellulaires par lesquels les glucocorticoïdes sont impliqués dans la dégénérescence et la régénération musculaire via certain type de cellule immunitaire. Cette étude permettra aussi de mieux décrire, in vivo, le lien entre une partie du système immunitaire et les cellules souches du muscle. Enfin, grâce à ce projet nous espérons pouvoir identifier le meilleur moment pour administrer les traitements aux glucocorticoïdes en évitant les effets secondaires indésirables.

Bénéfices attendus

L'ensemble de ces études nous permettra d'identifier le rôle des glucocorticoïdes dans des conditions physiologiques de régénération musculaire. Ce projet permettra aussi de décrire les effets induits par des traitements aux glucocorticoïdes. Nous pourrons ainsi disséquer les conséquences d’un potentiel dysfonctionnement du système immunitaire sur les processus d’inflammation mais aussi les conséquences sur la réparation des fibres musculaires. En comprenant les cibles et le rôle précis des glucocorticoïdes des traitements pourront être développer pour cibler un type cellulaire en particulier et être administrés au moment adéquat.

Procédures

Les animaux vigiles, c’est-à-dire non anesthésiés, seront soumis principalement des injections de différents types ne nécessitant pas de contention de plus de 30 secondes. Une première vague d’injection de tamoxifène, permettant l’invalidation du récepteur des glucocorticoïdes, sera réalisée une fois par jour pendant 5 jours. Ensuite, l’induction de la lésion musculaire se fera sur des animaux endormis à l’aide d’un gaz à savoir l’isoflurane. Les animaux endormis recevront une injection unique de cardiotoxine dans chacun des tibias. Une fois l’animal endormi cette procédure dure environ 1,5 minute. Durant la régénération musculaire, les traitements par glucocorticoïdes seront réalisés grâce à une injection par jour sur une période allant de 1 à 7 jours maximum. L’injection unique d’une molécule, pour visualiser la prolifération cellulaire, sera réalisée par injection sur des animaux vigiles deux heures avant leur mise à mort. Le prélèvement de sang sera réalisé via l’artère temporo-mandibulaire sur des animaux vigiles juste avant leur mise à mort et représentera 25% de leur volume corporel. Enfin, pour l’anesthésie létale les animaux vigiles seront injectés avec un mélange de xylazine/kétamine afin de subir une chirurgie. Cette dernière consiste à réaliser une perfusion de paraformaldéhyde intracardiaque cœur afin que le système circulatoire permette au fixateur d’atteindre tous les organes. Cette technique permet de fixer et préserver les tissus de manière homogène.

Impact sur les animaux

Les procédures expérimentales prévues dans ce projet sont toutes maîtrisées par notre équipe et les expérimentateurs prévus sur ce projet. Par ailleurs, le nombre d’injection et la période prévues ont été définies car on sait qu’aucun effet secondaire majeur n’avait été observé auparavant. En effet, 7 jours de traitement aux glucocorticoïdes ne provoquent normalement pas d’atrophie musculaire. Ainsi, nous n’attendons pas d’effets secondaires majeurs causés les molécules injectées. Néanmoins nous ne pouvons exclure le risque d’infection due au point d’injection qui sera surveillé. Le projet cible les muscles squelettiques, c’est pourquoi la démarche de la souris sera examinée afin de s’assurer qu’elle ne présente pas de difficultés à se déplacer (boitement, absence de déplacement, …).

Devenir

A l'issue de la procédure tous le animaux expérimetaux seront mis à mort pour réaliser des analyses moléculaires et histologiques.

Remplacement

Afin de déterminer les effets des glucocorticoïdes endogènes et synthétiques (dexaméthasone) sur la régénération musculaire, le recours à un organisme entier est nécessaire. En effet, lors de la régénération musculaire, les cellules du système immunitaire provenant de la circulation sanguine sont impliquées mais aussi d’autres facteurs comme les hormones. Ainsi, il est nécessaire d’utiliser un animal entier afin que tous les facteurs physiologiques pouvant intervenir dans ce processus soient pris en compte (exemple : niveaux d’hormones circulantes). Nous avons choisi de travailler sur la souris, animal pour lequel le processus de régénération musculaire est semblable à celui de l'homme et pour lequel nous disposons de tous les outils nécessaires pour mener à bien cette étude. Par ailleurs, le temps de gestation de la souris est relativement court (21 jours en moyenne) et permet la production d’un nombre assez important d’individu, contribuant à la production de résultats significatifs.

Réduction

De nombreuses études menées au laboratoire sur la régénération musculaire ont mené à une bonne connaissance du modèle ainsi que des traitements à réalisés. Ainsi, comme tous les traitements sont déjà bien décris et le modèle validé, nous n’aurons à optimiser aucun traitement et disposons de protocoles précis pour chaque expérimentation. Par ailleurs, les deux pattes des souris seront systématiquement utilisées afin de réduire de moitié le nombre d'animaux requis.

Raffinement

Dans le laboratoire, les manipulateurs prévus pour ce projet possèdent une expérience importante dans la réalisation de ces procédures qui n’entraine généralement pas de souffrance pour les animaux. Néanmoins, si l’un des animaux atteint un point limite, celui-ci sera immédiatement mis à mort par afin d'éviter toute souffrance inutile. Par ailleurs, après injection, les souris seront attentivement suivies. Le projet cible les muscles squelettiques, c’est pourquoi la démarche de la souris sera examinée afin de s’assurer qu’elle ne présente pas de difficultés à se déplacer (boitement, absence de déplacement, …). De plus, le risque d’infection sera pris en considération au niveau de la zone d’administration du composé induisant un dommage musculaire. Enfin, comme tous les traitements sont déjà bien décris et le modèle validé, nous n’aurons à optimiser aucun traitement pouvant entrainer des effets secondaires délétères sur les animaux.

Choix des espèces

Nous avons choisi de travailler sur la souris, animal pour lequel le processus de régénération musculaire est semblable à celui de l'homme et pour lequel nous disposons de tous les outils moléculaires nécessaires pour mener à bien cette étude. Les effets des glucocorticoïdes sur un type cellulaire donné impliquent des voies de signalisation complexes ainsi que le microenvironnement cellulaire. Ainsi, l'utilisation de modèles cellulaires reste limitée. La souris présente un intérêt particulier pour l'administration de traitements pharmacologiques du fait de sa facilité de manipulation, mais aussi de la similarité avec l'homme, tant au niveau histologique qu'au niveau du type de réponse aux traitements. Par ailleurs, les techniques de mutagénèses conditionnelles ne sont disponibles que chez les souris et sont validées pour des études physiopathologiques de gènes. Les animaux utilisés pour ces expérimentations seront des mâles entre 10 et 30 semaines. La régénération musculaire se faisant en plusieurs étapes, nous effectuerons une cinétique. Nous étudierons les mécanismes d'action entraînant la dégénérescence musculaire et l’inflammation en analysant les souris à 1, 3, 5 , 7, 14, 28 et 60 jours après injection de la cardiotoxine. Un groupe d’animaux sera également analysé en l’absence de traitement à la cardiotoxine. Pour la majorité des expérimentations nous utiliserons les souris de la lignée LysM-Cre, cette Recombinase Cre étant constitutive elle ne nécessite pas d’injection au tamoxifène. Néanmoins, si nous observons des phénotypes sur ces souris, nous voudrions exclure une cause développementale c’est pour cela qu’il nous sera indispensable d’utiliser une seconde lignée inductible LysM-CreERT2. Il est difficile à cette étape de prévoir à quel stade nous utiliserons ces souris car cela dépendra du phénotype des souris issues de la lignée LysM-Cre. Amendement Nous voulons ajouter trois modèles. Deux modèles dans lesquels GR est invalidé dans la fibre musculaire de manière constitutive (HSA-Cre) ou inductible (HSA-CreERT2). Le second modèle proviendra d’un fournisseur agrée de souris ayants subies une surrénalectomie. Nos résultats préliminaires montrent la nécessité d'étudier des stades intermédiaires, à savoir 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 10, 14, 21, 28, 40, 60 et 80 jours après l’injection de cardiotoxine, sans se limiter aux précédemment stades mentionnés.

Dix à quinze minutes d'anesthésie pour mesurer une force musculaire puis provoquer une fatigue du muscle, une seule fois par animal : 700 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Elles absorbent pendant cinq jours une substance mélangée à un gel alimentaire qui supprime une protéine dans leurs cellules souches musculaires, l'objectif étant de comprendre la régulation de ces cellules dans la dystrophie musculaire de Duchenne. Le porteur attend un vieillissement accéléré des muscles, une perte de masse musculaire et une réduction de la mobilité, conséquences qu'il dit non encore caractérisées. Il précise que ces souris ne présentent pas les symptômes des patients, se déplacent, se reproduisent et vivent normalement, et retient malgré cela ce modèle parce que leurs muscles ressemblent à ceux de l'être humain.

Objectifs

Le muscle se régénère complètement après une lésion grâce aux cellules souches musculaires. A la détection d’une blessure, elles produisent de nouvelles fibres musculaires en s’activant, s’expandant, se différenciant puis en fusionnant entre elles. Les cellules souches musculaires s’adaptent aux différents changements au cours de ces étapes, grâce à leur métabolisme. Cependant, l’activité de ces cellules souches musculaires est défectueuse chez des patients atteints de Dystrophie musculaire de Duchenne. Cette maladie est dégénérative. Elle est causée par l’absence d’une protéine dans le muscle, ce qui le rend extrêmement sensible aux blessures à la moindre contraction. Cela entraîne le recrutement constant des cellules souches musculaires, qui n’arrivent pas à réparer le muscle correctement. En conséquence, les patients atteints de cette maladie perdent la capacité de marcher après une dizaine d’années de vie et meurent par insuffisance cardiaque ou respiratoire. Aucun traitement n’existe actuellement, les thérapies actuelles réduisent les symptômes, mais ont de lourds effets indésirables. Il y a donc une nécessité d’étudier plus profondément cette maladie, pour pouvoir développer d’autres approches thérapeutiques dans le futur. Notre projet consiste donc à étudier le rôle d’une protéine dans la régulation métabolique des cellules souches musculaires dans un modèle de souris mimant la Dystrophie musculaire de Duchenne. Ce modèle de souris est cependant moins impacté que les patients atteints de la maladie. En effet, ces souris se déplacent, se reproduisent et vivent normalement. Cependant, leurs muscles ont une fonction altérée et des signes de lésions. Nous pouvons donc nous servir de ce modèle pour étudier la régulation métabolique des cellules souches musculaires. En enlevant une protéine d’intérêt dans les cellules souches musculaires de ce modèle, nous déterminerons son rôle dans la régulation des cellules souches musculaires dans la Dystrophie musculaire de Duchenne. Ce projet permettra ainsi de mieux comprendre comment sont régulées les cellules souches musculaires dans cette maladie. Ce travail supportera le développement de stratégies thérapeutiques ciblant les cellules souches musculaires, pour améliorer durablement la qualité de vie des patients.

Bénéfices attendus

Le projet vise à améliorer les connaissances sur les régulations métaboliques des cellules souches musculaires dans la dystrophie musculaire de Duchenne. Étant donné qu’il n’existe actuellement pas de traitement pour soigner cette pathologie, apporter de nouvelles connaissances est primordial afin d’identifier de nouvelles approches thérapeutiques pour la prise en charge de cette pathologie. Nous déterminerons pour la première fois comment les cellules souches musculaires sont métaboliquement altérées dans la DMD. Notre étude permettra ainsi le développement de futures stratégies thérapeutiques ciblant les cellules souches musculaires pour améliorer durablement la qualité de vie des patients.

Procédures

Un groupe de souris sera soumis à une mesure de force et à une stimulation musculaire au cours de leur vie, sous anesthésie générale. L’intervention ne dure que 10 min maximum et la potentielle douleur ressentie lors de la stimulation musculaire sera prise en charge par l’administration d’un anti-douleur en amont.

Impact sur les animaux

Le fait d’enlever une protéine dans les cellules souches musculaires de modèle de souris de la dystrophie musculaire de Duchenne peut avoir des conséquences, qui ne sont pas encore caractérisées. Nous nous attendons à un vieillissement accéléré des muscles, se traduisant par une perte de la masse musculaire et une réduction de la mobilité de l’animal. Nous souhaitons analyser la force musculaire de ces souris. Pour cela, les animaux doivent être anesthésiés pour une durée totale de 10-15min, le temps de mesurer la force musculaire et de réaliser un test de fatigue musculaire. Le test de fatigue musculaire peut entraîner une légère douleur.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort car le projet nécessite une analyse détaillée du tissu musculaire, qui ne peut pas être réalisée sur animal entier vivant.

Remplacement

Ce projet découle de précédents résultats montrant l’implication d’une protéine dans l’activité déréglée des CSM dystrophiques. Cependant, l’étude des cellules souches musculaires est complexe, elles interagissent avec d’autres cellules et des molécules au sein du muscle. Ainsi, étudier la régulation métabolique de ces cellules en culture devient vite limité, puisque nous ne pouvons mimer correctement toutes les interactions et signaux présents dans le muscle. Ainsi, l’expérimentation animale est indispensable pour déterminer les fonctions de cette protéine en analysant les tissus, cellules et molécules.

Réduction

L’utilisation des animaux est strictement réduite au nombre nécessaire au projet. Plusieurs échantillons seront prélevés post-mortem sur le même animal pour optimiser le nombre d’animaux utilisés. Certains échantillons post-mortem peuvent être analysés dans différentes procédures, ils seront donc réutilisés pour limiter le nombre d’animaux utilisés dans ce projet. Des analyses statistiques ont été faites pour estimer le nombre d’animaux nécessaires à différentes expériences. Le nombre d’animaux a également été calculé sur la base de précédents résultats et selon le nombre d’expériences planifiées.

Raffinement

Les souris absorberont pendant 5 jours une substance permettant la suppression de notre protéine d’intérêt au sein des cellules souches musculaires. Cette substance sera mélangée à un gel alimentaire qui remplacera les croquettes habituelles des souris. Cela permet d’éviter les injections de cette substance, cause de stress et d’inflammation chez l’animal. Les souris seront acclimatées à ce changement de nourriture une semaine à l’avance. Les souris seront surveillées et pesées quotidiennement lors de la durée du traitement et hebdomadairement après traitement. Cette surveillance s’effectue grâce à l’établissement de différents critères, se basant sur l’aspect et le comportement de l’animal. Cela permettra de prendre en compte et minimiser le moindre signe de douleur ou de mal-être de l’animal, en adaptant les conditions d’hébergement. Pour suivre les cellules souches musculaires en activité dans le muscle en analyse post-mortem, nous administrerons une autre substance aux souris, qui se fixera sur les cellules en activité. Pour éviter les injections, cette substance sera mélangée à l’eau de boisson des souris, qui contiendra 1% de glucose, pour donner un léger goût sucré. Les souris seront acclimatées à ce changement d’eau de boisson (1% de glucose) une semaine avant traitement. Cette substance n’est pas connue pour entraîner des effets indésirables chez les animaux après un mois d’administration. Lors de l’analyse de la force musculaire, les animaux seront anesthésiés puisque cette procédure nécessite l’immobilisation de l’animal. La mesure de force et le test de fatigue seront réalisés consécutivement sur le même animal, sous une seule anesthésie, grâce à un dispositif permettant de réaliser ces deux mesures, de façon concomitante. Cela réduit ainsi le nombre d’animaux utilisés, et la qualité des résultats en est améliorée. La procédure dure environ 10-15 min et ne sera effectuée qu’une seule fois par animal. Un anti-douleur sera administré lors de l’anesthésie, pour éviter toute légère douleur pouvant être causée par le test de fatigue.

Choix des espèces

Le modèle de souris de la Dystrophie musculaire de Duchenne ne présente pas de symptômes contrairement aux patients atteints de DMD. Toutefois, les muscles de ces souris présentent des signes de régénération et de lésions, plus ou moins importants au cours de leur vie. Cela n’empêche cependant pas les animaux de se déplacer, de se reproduire et de vivre normalement. Nous utilisons un modèle de souris puisque les muscles, par leur structure et leur fonctionnement, ressemblent aux muscles de l’Homme. Pour mieux caractériser le rôle de notre protéine d’intérêt, nous analyserons les conséquences de son absence dans les cellules souches musculaires, à différents âges des souris, correspondant aux différents stades de progression de la maladie. A 3 semaines d’âge, les muscles des souris ne présentent aucun signe de lésion ou de régénération. Enlever notre protéine d’intérêt à ce moment-là, nous permettrait ensuite d’observer comment les cellules souches musculaires se comportent à 8-12 semaines d’âge, période où ces cellules sont normalement fortement sollicitées pour réparer/régénérer le muscle. Une autre stratégie de ce projet consiste à enlever notre protéine d’intérêt à la fin de la période où les cellules souches musculaires sont fortement sollicitées, entre 10 et 12 semaines d’âge. Nous observerons ensuite les conséquences de l’absence de cette protéine sur le long terme, de 5-6 mois à 15-17 mois d’âge, correspondant au début et à la fin de la phase dite de « faible intensité » de la maladie chez ces souris.