Système musculosquelettique
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- Biologie du développement
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Multisystémique
- Oncologie
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Impact de l?activation de la voie endoth?liale du R?cepteur aux Hydrocarbures Aromatiques (AHR) sur la r?g?n?ration musculaire dans un mod?le d?Isch?mie des Membres Inf?rieurs (ICMI)
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Soumises à une ligature de l'artère fémorale destinée à provoquer une ischémie de la patte, 160 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent aussi un prélèvement sanguin et des mesures répétées de perfusion sous anesthésie, avant d'être tuées pour analyses histologiques et moléculaires. Le projet vise à évaluer le rôle d'une voie de signalisation, l'AHR, dans la revascularisation et la régénération du muscle après l'ischémie. Le porteur affirme que les modèles in vitro seraient insuffisants et que seule la souris rend compte des interactions au sein d'un tissu entier.
Objectifs
L?isch?mie chronique des membres inf?rieurs (ICMI), forme la plus s?v?re de la maladie art?rielle p?riph?rique, se caract?rise par un arr?t ou une insuffisance de la circulation sanguine dans les muscles squelettiques entrainant une faiblesse et des douleurs musculaires. Dans des conditions physiologiques, le muscle squelettique poss?de une capacit? remarquable de r?g?n?ration gr?ce ? des cellules souches musculaires. Chez l?adulte, les cellules satellites se situent ? proximit? imm?diate des capillaires sanguins compos?s de cellules endoth?liales et interagissent de mani?re bidirectionnelle pour assurer la r?paration du muscle squelettique. Par ailleurs, l?endoth?lium joue un r?le essentiel dans le maintien de l?int?grit? vasculaire, notamment en r?gulant le tonus vasculaire et les ph?nom?nes de formation de caillots sanguins. De nombreuses voies de signalisation peuvent affecter les cellules endoth?liales et moduler leur capacit? ? former de nouveaux vaisseaux sanguins ce qui peut contribuer au d?veloppement de la pathologie. Des ?tudes se sont int?ress?es plus particuli?rement ? la voie de signalisation du r?cepteur aux hydrocarbures aromatiques (AHR) et ont d?montr? que l?activation de la voie AHR pouvait moduler les capacit?s angiog?niques des cellules endoth?liales, ce qui pourrait perturber la revascularisation post-l?sionnelle et ainsi, la r?g?n?ration musculaire. Dans ce contexte, le but de ce projet est d??valuer l?impact de l?activation de la voie AHR dans les cellules endoth?liales sur la revascularisation et la r?g?n?ration des membres isch?mi?s in vivo.
Bénéfices attendus
Ce travail offrira une meilleure compr?hension des m?canismes responsables des l?sions musculaires post-isch?miques et en particulier l?implication de la voie AHR et des cellules endoth?liales.
Procédures
Les proc?dures invasives sur animal anesth?si? sont au nombre de deux : 1. Mod?le de l?sion musculaire par ligature de l?art?re f?morale (mod?le ICMI) sur animal anesth?si? (1 fois, dur?e : 20 min) 2. Pr?l?vement sanguin sur animal anesth?si? (1 fois, dur?e : 2 min). Les proc?dures non ou peu invasives sur animal anesth?si? ou vigile sont au nombre de un : 1. Mesure de la perfusion sanguine sur animal anesth?si? (2 ? 9 fois / souris en fonction des points de cin?tique d?finis dans la proc?dure, dur?e : 20 min)
Impact sur les animaux
Les nuisances et effets ind?sirables sont ceux li?s ? la contention/manipulation des animaux pouvant engendrer du stress ou ceux li?s ? la r?cup?ration ou post-chirurgie; pouvant conduire ? une perte de poids dans les 24 premi?res heures (10%), une alt?ration de leur apparence physique (manque de toilettage, poil ?bouriff?, paupi?re ferm?e, posture anormale) ou un comportement anormal (mobilit? r?duite). Par exp?rience, les signes de souffrance interviennent dans les 24h suivant l?induction des l?sions musculaires, mais ne perdurent g?n?ralement pas au-del?. Dans ce mod?le d?ICMI, il est rarement observ? de n?crose ou de perte du membre inf?rieur (
Devenir
Tous les animaux seront mis ? mort ? la fin de la proc?dure afin de permettre les analyses histologiques et mol?culaires n?cessaires pour r?pondre ? nos questions biologiques.
Remplacement
Afin d??valuer les effets de l?activation de la voie AHR endoth?liale sur la revascularisation et la r?g?n?ration post-isch?mie, le recours ? des mod?les in vitro appara?t insuffisant. En effet, ces approches ne rendent pas compte des interactions physiopathologiques qui existent entre les populations cellulaires au sein d?un organisme ou d?un tissu entier. De plus, l?utilisation de mod?le in vitro ne pourraient pas rendre compte de la dynamique temporelle des processus de revascularisation et de r?g?n?ration, qui est essentielle dans le contexte d?une isch?mie des membres inf?rieurs. Ainsi, l'utilisation de mod?les animaux reste essentielle pour mieux comprendre les m?canismes physiopathologiques impliqu?s dans l?ICMI. Enfin, la souris est le mod?le de choix en raison des similitudes des syst?mes de r?paration du muscle squelettique humain. Ainsi, le mod?le de ligature de l?art?re f?morale que nous maitrisons au laboratoire permet de reproduire les l?sions isch?miques retrouv?es chez les patients atteints d?ICMI.
Réduction
Nous allons r?duire le nombre d'animaux par l'utilisation des m?thodes non invasives (v?locim?trie laser-doppler) permettant de r?p?ter les analyses sur le m?me animal au cours de la r?g?n?ration, mais aussi gr?ce ? l'utilisation de tests statistiques appropri?s et au fait d?utilisation de la patte controlat?rale comme contr?le sans l?sion. D?apr?s les simulations effectu?es avec l'outil propos? par l'EDA (Experimental Design Assistant) du NC3R, il faut n=10 animaux par groupe exp?rimental pour les analyses histologiques et mol?culaires compte tenu de la variabilit? inter-individuelle dans notre mod?le chirurgical de r?g?n?ration musculaire.
Raffinement
Les animaux import?s resteront une semaine en quarantaine pour acclimatation avant toute manipulation. La souffrance des souris sera r?duite en utilisant des s?datifs et analg?siques. Pour le mod?le d?ICMI, les souris seront anesth?si?es et des injections d?antidouleurs seront faites en pr?- et post-op?ratoire afin de limiter la douleur. Les animaux seront examin?s de fa?on biquotidienne pendant les 3 premiers jours suivant la l?sion musculaire afin de v?rifier leur ?tat g?n?ral de sant?. En cas de signes de souffrance, des mesures gradu?es et adapt?es (analg?sie, mise ? mort compassionnelle, ...) seront prises. La qualit? de l'?levage est am?lior?e en enrichissant les cages exp?rimentales avec des b?tons ? ronger, des ?l?ments permettant la nidification (papiers, maison en carton) ainsi qu?un acc?s illimit? ? la nourriture et ? l?eau de boisson.
Choix des espèces
La souris est un mod?le de choix car la physiologie et la r?paration post-l?sionnelle du muscle squelettique est proche de celle de l?Homme. Elle a ?galement l?avantage ind?niable de permettre l?utilisation des souris g?n?tiquement modifi?es. Nous utiliserons des animaux jeunes adultes de 7 ? 10 semaines. A ce stade, les muscles sont parfaitement form?s.
?valuation de l?efficacit? th?rapeutique de nouveaux traitements contre l?arthrose chez le rongeur
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Rats : 600
Un système de scoring déclenche la mise à mort des animaux dont l'état se dégrade au-delà d'un seuil. 1 200 souris et 600 rats vont être utilisés, tous mis à mort à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère. Une arthrose est induite au genou par injection ou par chirurgie, suivie de six semaines de suivi et de quatre prises de sang sous anesthésie. Le porteur teste de nouvelles molécules anti-arthrose après des résultats in vitro et affirme que le remplacement complet n'est "pas envisageable" pour évaluer un traitement dans un "organisme entier".
Objectifs
L?arthrose est une pathologie chronique et invalidante pour laquelle les traitements actuels ne s?attaquent qu?aux sympt?mes, sans permettre de stopper ou d?inverser la d?gradation du cartilage. Ce projet vise ? tester de nouvelles mol?cules pr?sentant un potentiel th?rapeutique dans le traitement de l?arthrose, en modulant la r?ponse inflammatoire locale et en ralentissant la destruction du cartilage. L?objectif principal est de d?montrer, chez la souris et le rat, l?efficacit? et la tol?rance de ces mol?cules apr?s des r?sultats pr?alables prometteurs obtenus in vitro sur des marqueurs inflammatoires. Ces travaux pourraient permettre le d?veloppement de traitements innovants ciblant les m?canismes physiopathologiques de l?arthrose et am?liorant durablement la qualit? de vie des patients.
Bénéfices attendus
Le principal b?n?fice attendu de cette ?tude est la validation de nouvelles mol?cules ? vis?e anti-arthrosique, en d?terminant leur efficacit? th?rapeutique et leur tol?rance chez les mod?les animaux. Ces traitements pourraient permettre de freiner la d?gradation des tissus articulaires, de r?duire l?inflammation, et potentiellement de favoriser leur r?g?n?ration. Ils offriraient ainsi une avanc?e majeure dans la prise en charge de l?arthrose, aujourd?hui limit?e ? des traitements uniquement symptomatiques. Les r?sultats attendus pourraient ouvrir la voie ? de nouvelles alternatives th?rapeutiques pour les patients atteints d?arthrose, en particulier ceux pour lesquels les options actuelles sont insuffisantes. Les retomb?es potentielles incluent ?galement une meilleure compr?hension des m?canismes physiopathologiques de l?arthrose et du mode d?action des mol?cules test?es, permettant ainsi d?affiner les strat?gies th?rapeutiques. ? terme, ces travaux pourraient contribuer ? l?am?lioration significative de la qualit? de vie des patients, en retardant ou ?vitant des interventions lourdes comme la chirurgie proth?tique.
Procédures
Les animaux subiront une seule intervention au d?but du protocole : soit une injection unique (environ 3 ? 5 minutes sous anesth?sie g?n?rale), soit une chirurgie (10 ? 15 minutes sous anesth?sie g?n?rale). Ils seront ensuite suivis pendant 6 semaines, avec quatre pr?l?vements sanguins r?alis?s sous anesth?sie g?n?rale (environ 3 minutes chacun) aux semaines 0, 2, 4 et 6. Pendant ces 6 semaines les animaux recevront 1 ou 2 doses de mol?cule (suivant la voie d'injection), cette ?tape dure entre 1 et 3 min.
Impact sur les animaux
Les principaux effets ind?sirables attendus incluent une g?ne locomotrice li?e ? l?induction de l?arthrose, pouvant se manifester par une boiterie transitoire, une r?duction de l?appui sur le membre op?r? et une baisse d?activit? g?n?rale. La chirurgie peut ?galement induire une douleur post-op?ratoire, une inflammation locale, voire un risque mod?r? d?infection au niveau de l?articulation. Des pertes de poids mod?r?es et des alt?rations comportementales (diminution du toilettage, moindre interaction sociale) peuvent survenir. Les manipulations r?p?t?es, notamment les tests comportementaux, les pr?l?vements sanguins et les injections, peuvent occasionner un stress ponctuel ou une l?g?re fatigue.
Devenir
Les rongeurs seront euthanasi?s ? la fin de l??tude, conform?ment aux protocoles ?tablis. La r?utilisation des animaux n?est pas envisageable en raison du risque d?interactions entre les mol?cules test?es et des alt?rations tissulaires li?es aux proc?dures, notamment chirurgicales. ? l?issue du protocole, les genoux (articulations op?r?es et controlat?rales) seront pr?lev?s pour des analyses histologiques (colorations HES et Safranin-O/Fast Green) visant ? ?valuer la d?gradation du cartilage et l?inflammation synoviale. Des organes p?riph?riques tels que le foie, le rein et le muscle pourront ?galement ?tre collect?s pour des analyses biochimiques compl?mentaires destin?es ? ?valuer la tol?rance syst?mique des mol?cules.
Remplacement
Le recours ? l?exp?rimentation animale dans ce projet d?coule directement des r?sultats in vitro d?j? obtenus sur les mol?cules candidates, qui ont montr? des effets anti-inflammatoires prometteurs (inhibition de la production d?IL-1? et de TNF-? sur des cultures de chondrocytes et de synoviocytes). Ces approches cellulaires, ainsi que des mod?lisations in silico de la pharmacocin?tique, ont permis de s?lectionner les mol?cules les plus pertinentes avant tout passage ? l?animal. Cependant, les syst?mes in vitro et in silico ne permettent pas de reproduire la complexit? d?une articulation vivante : interactions m?caniques, vasculaires, immunitaires et nerveuses impliqu?es dans la douleur et la d?gradation du cartilage. Ces ?l?ments sont essentiels pour ?valuer la tol?rance locale, la biodistribution et l?efficacit? fonctionnelle d?un traitement anti-arthrosique. Ainsi, le remplacement complet par des m?thodes alternatives n?est pas envisageable ? ce stade du d?veloppement. Les mod?les animaux (rat et souris) sont donc utilis?s uniquement pour confirmer la pertinence th?rapeutique dans un organisme entier, apr?s s?lection pr?alable et validation des mol?cules in vitro. Cette d?marche progressive ? in vitro puis in vivo ? limite strictement le recours aux animaux tout en garantissant la validit? scientifique du projet, conform?ment aux principes des 3R.
Réduction
Le nombre d?animaux sera calcul? sur la base d?une analyse de puissance statistique r?alis?e ? l?aide du logiciel G*Power v3.1, en s?appuyant sur les donn?es de la litt?rature et sur l?exp?rience ant?rieure du laboratoire acquise dans des mod?les similaires d?arthrose. Les param?tres retenus sont un risque ? = 0,05, une puissance de 80 % et un effet attendu mod?r? (d ? 1), ce qui conduit ? un effectif minimal de 7 ? 12 animaux par groupe, selon l?esp?ce et la variabilit? du mod?le. La r?duction du nombre d?animaux est appliqu?e ? plusieurs niveaux : Conception exp?rimentale : recours ? des mod?les unilat?raux (un seul genou trait?), permettant des comparaisons intra-individuelles et r?duisant de moiti? le nombre d?animaux n?cessaires pour une puissance ?quivalente. Plan factoriel int?gr? : regroupement des mesures histologiques, biochimiques et comportementales sur les m?mes individus afin d??viter des ?tudes parall?les. Suivi adaptatif des effectifs : possibilit? d?ajuster les effectifs ? la baisse en fonction des r?sultats des analyses interm?diaires (tol?rance, variabilit? biologique, puissance observ?e), sur la base de crit?res statistiques valid?s avant chaque ?tape suivante. Remplacement partiel en amont : les ?tudes pr?liminaires de tol?rance et de cin?tique sont men?es sur un nombre restreint d?animaux (n = 3 ? 5) avant les tests d?efficacit?, ce qui permet d?optimiser les doses et d??viter des exp?rimentations redondantes. Cette m?thodologie garantit que chaque animal utilis? apporte une donn?e essentielle, tout en limitant strictement les effectifs conform?ment au principe de R?duction du cadre des 3R.
Raffinement
Les animaux seront suivis quotidiennement par le personnel d?animalerie et notre ?quipe afin de d?tecter rapidement tout signe de douleur ou de d?tresse. Ils seront anesth?si?s par isoflurane ou par k?tamine/m?d?tomidine pour chaque proc?dure. Un syst?me de scoring sera instaur? pour attribuer une note journali?re ? chaque animal. En fonction des r?sultats, des traitements antalgiques adapt?s seront administr?s, ou une euthanasie sera r?alis?e si les seuils critiques sont atteints. Ces mesures visent ? limiter la douleur, le stress et la souffrance animale tout au long de l??tude.
Choix des espèces
L?utilisation combin?e des souris et des rats est justifi?e par leur compl?mentarit? en recherche pr?clinique. Les souris permettent de tester des volumes r?duits de produit gr?ce ? leur faible poids et ? la disponibilit? de nombreuses lign?es g?n?tiquement caract?ris?es, ce qui facilite certaines approches m?canistiques. Les rats, en revanche, pr?sentent une physiologie et une taille plus adapt?es ? la r?alisation de mesures fonctionnelles pr?cises et ? la collecte d??chantillons r?p?t?s. Les animaux seront utilis?s ? l??ge adulte (5 ? 6 semaines), ?ge correspondant ? une maturit? physiologique garantissant la stabilit? des param?tres biologiques et la fiabilit? des r?sultats.
Étude de l’atteinte musculaire dans la bronchopneumopathie chronique obstructive
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
- Système respiratoire
Deux heures par jour, cinq jours sur sept, pendant un à trois mois d'exposition à la fumée de cigarette: 1 100 souris vont être utilisées, toutes mises à mort à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Certaines reçoivent en plus une instillation d'élastase dans la trachée, l'implantation d'une pompe sous la peau et un cathétérisme cardiaque. Le projet vise à comprendre la perte musculaire associée à la bronchopneumopathie chronique obstructive et à explorer des pistes thérapeutiques. Le porteur retire les éléments de nidification des cages pendant les deux heures d'exposition quotidienne et met à mort tout animal atteignant un score de dégradation trop élevé, les organes étant ensuite prélevés.
Objectifs
La bronchopneumopathie chronique obstructive (BPCO) est l’une des maladies respiratoires les plus fréquentes dans le monde et constitue une cause majeure de décès. Elle provoque une dégradation progressive des poumons, rendant la respiration de plus en plus difficile. Le tabagisme en est la principale cause, mais d’autres facteurs, comme la pollution de l’air, des infections respiratoires répétées durant l’enfance ou certaines prédispositions héréditaires, peuvent également favoriser son développement. Cette maladie s’accompagne souvent d’une diminution de la masse et de la force musculaires, appelée sarcopénie, ce qui altère la qualité de vie des personnes atteintes. Chez l’adulte, les muscles possèdent normalement une grande capacité d’adaptation et de réparation, leur permettant de se renouveler efficacement. Cette capacité repose sur des cellules souches présentes dans les muscles, généralement au repos, mais capables de s’activer en cas de besoin pour assurer leur entretien et leur régénération. Avec l’âge, ces mécanismes deviennent toutefois moins performants : les muscles se réparent moins bien, ce qui entraîne une diminution progressive de leur masse et de leur force, comme observé dans certaines situations de fragilité musculaire. Par ailleurs, certaines protéines présentes dans l’organisme jouent un rôle clé dans ces processus et pourraient constituer des pistes prometteuses pour de futurs traitements, afin de limiter les atteintes pulmonaires et de préserver la fonction musculaire. L’objectif de ce projet est donc de mieux comprendre les mécanismes responsables de la perte musculaire associée à cette maladie et d’explorer de nouvelles approches thérapeutiques pour améliorer la santé et la qualité de vie des patients.
Bénéfices attendus
Ce travail devrait permettre une meilleure compréhension des mécanismes impliqués dans la sarcopénie associée à la BPCO et fournir un cadre de traitement potentiel.
Procédures
Exposition à la fumée de cigarette : 2h/ jour, 5 jours/7 pendant 1, 2 ou 3 mois. Administration intratrachéale d'élastase sous anesthésie : 15min, 1 fois. Implantation sous-cutanée de pompe osmotique : 10-15min. Test d'agrippement : 5 min, entre 2 et 4 fois par procédures. Test de course : 16 min, entre 2 et 4 fois par procédures. Évaluation de la fonction cardiaque et de la pression artérielle par cathétérisme : 25-30min, 1 fois.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues sont principalement dues au stress lié : - à la contention et aux manipulations sur animal vigile (test d’agrippement, test de course). - à l’exposition à la cigarette incluant l’odeur et le bruit généré par la machine. Remarque : en cas d’agressivité ou de mortalité, les animaux pourraient être isolés (seul dans une cage) afin de les garder dans l’étude.
Devenir
A la fin de chaque procédure, tous les animaux seront mis à mort. Leurs organes seront prélevés afin de réaliser des analyses histologiques et/ou moléculaires nécessaires pour atteindre les objectifs de notre étude.
Remplacement
Afin de tester l’impact direct de l’hypoxie intermittente sur la biologie des cellules satellites, des expériences de culture cellulaire seront menées indépendamment. Pour répondre à notre question biologique, le remplacement total par de la culture cellulaire n'est pas envisageable. En effet, les modèles in vitro ne rendent pas compte de l'immense complexité des interactions physiopathologiques qui existent entre les populations cellulaires au sein d’un organisme ou d’un tissu entier. L'utilisation de modèles animaux, dont les systèmes musculosquelettique et pulmonaire sont similaires à l’Homme, reste essentielle afin d’étudier les effets délétères de la BPCO sur le muscle squelettique et la biologie des cellules satellites. Par ailleurs, la variabilité des caractéristiques des patients comme leur âge, leur consommation de tabac, ou encore l’implication d’autres maladies rend plus complexe l’interprétation des résultats en provenance de l’Homme. Les modèles animaux nous permettent de mieux définir les organes et types cellulaires touchés et nous précisent donc les cibles moléculaires intéressantes pour des thérapeutiques éventuelles.
Réduction
Nous allons réduire le nombre d'animaux en utilisant des méthodes non invasives (test d’agrippement, test de course sur tapis roulant) qui permettent de répéter les analyses sur le même animal mais aussi en utilisant des tests statistiques appropriés. Des expériences dans le laboratoire ont démontré que des groupes de n=11 animaux par groupe expérimental sont nécessaires pour les analyses histologiques, moléculaires et fonctionnelles compte tenu de la variabilité biologique inter-individuelle dans nos modèles de BPCO.
Raffinement
Les animaux importés de fournisseurs agréés pour les besoins expérimentaux sont laissés en acclimatation une semaine avant toute manipulation. Pour raffiner, la souffrance des souris sera réduite en utilisant des anesthésiques et analgésiques. Tout au long de l’étude, nous suivrons la grille d’évaluation proposée tenant compte des changements du poids, des perturbations de l'apparence physique et du comportement. Tout animal auquel aura été attribué un score élevé à cette évaluation recevra des analgésiques. Tout animal auquel aura été attribué un score trop élevé sera immédiatement mis à mort. Une surveillance accrue sera mise en place pendant les 24h suivant l’instillation d’élastase. La qualité de l'élevage est améliorée en enrichissant les cages expérimentales avec des bâtons à ronger, des éléments permettant la nidification (papiers, maison en carton) ainsi qu’un accès illimité à la nourriture et à l’eau de boisson. Remarque : Afin de facilité l'exposition à la fumée de cigarettes, les éléments de nidification seront retirés des cages pendant les 2h d'exposition.
Choix des espèces
La souris est un modèle de choix car les systèmes physiologiques pulmonaire et musculosquelettique sont proches de ceux de l’Homme. Par ailleurs, la souris a l’avantage indéniable de permettre l’utilisation des souris génétiquement modifiées afin de faciliter les analyses nécessaires pour atteindre les objectifs de notre étude. Enfin, nous utilisons des outils permettant les évaluations fonctionnelles et structurelles du muscle squelettique et des cellules satellites in vivo ainsi que ex vivo chez la souris. Nous utiliserons des animaux adultes jeunes de 8 semaines. A ce stade, l’appareil respiratoire est totalement développé et les muscles squelettiques sont parfaitement formés avec les cellules souches musculaires résidant en périphérie de la fibre musculaire à l’état de repos.
Développement et validation de méthodes de mesure de la fonction musculaire in vivo, in situ et in vitro chez la souris et le rat
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Rats : 86
Opérés sous anesthésie et tués sans réveil, 88 souris et 86 rats vont être utilisés dans une seule procédure chacun, pour mettre au point des méthodes de mesure de la force musculaire. Les uns reçoivent des électrodes de stimulation sous la peau, les autres une incision et une dissection du muscle ou du nerf, avant une mise à mort sous anesthésie profonde. Le projet ne produit aucune connaissance sur une maladie, il valide des outils destinés à de futurs projets. Le porteur justifie l'effectif par une phase de mise au point puis de validation, en analysant séparément mâles et femelles.
Objectifs
L’objectif principal de ce projet est de développer, adapter et valider des méthodes de mesure de la force musculaire in vivo, in situ et in vitro à l’aide d’un système intégré de mesure chez la souris et le rat. Ce projet vise à mettre en place des protocoles fiables, reproductibles et transposables, permettant l’évaluation de la fonction neuromusculaire dans des conditions physiologiques contrôlées. Un premier objectif consiste à développer et valider une approche de mesure de force musculaire in vivo, permettant l’évaluation fonctionnelle de la contraction musculaire chez l’animal anesthésié. Cette étape a pour but d’optimiser les paramètres expérimentaux et de valider la faisabilité de cette approche, préalable à une utilisation ultérieure dans des projets pouvant inclure des mesures répétées. Un second objectif est de développer et valider des approches de mesure de la force musculaire in situ sur différents muscles squelettiques chez la souris et le rat. Enfin, le projet vise également à développer et adapter des protocoles de mesure de la force musculaire in vitro, notamment par le transfert et la standardisation de méthodes déjà maîtrisées sur un autre système, afin de disposer d’un ensemble cohérent d’outils expérimentaux sur une même plateforme. L’ensemble de ces développements méthodologiques a pour finalité de disposer d’outils expérimentaux robustes, permettant d’améliorer la qualité et la reproductibilité des données générées dans de futurs projets de recherche préclinique.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de développer et de valider des méthodes expérimentales fiables et reproductibles pour l’évaluation de la fonction musculaire chez la souris et le rat. La mise en place de protocoles standardisés de mesure de la force musculaire in vivo et in situ contribuera à améliorer la qualité, la comparabilité et l’interprétation des données obtenues dans les projets de recherche préclinique impliquant l’analyse de la fonction neuromusculaire. Le développement d’une approche de mesure du torque musculaire in vivo permettra d’établir les bases méthodologiques nécessaires à l’évaluation fonctionnelle de la contraction musculaire dans des conditions physiologiques contrôlées. Cette approche constitue un bénéfice méthodologique important, en préparant la mise en œuvre ultérieure de projets visant des mesures répétées dans le temps, tout en limitant le recours à des procédures plus invasives. Par ailleurs, l’adaptation et l’extension des méthodes de mesure de la force musculaire in situ à différents muscles et aux deux espèces étudiées renforceront la capacité des équipes à répondre à des questions scientifiques variées, tant en recherche fondamentale qu’appliquée. À terme, les outils et protocoles développés dans ce projet bénéficieront à l’ensemble des projets utilisant ces modèles animaux, en améliorant la robustesse des résultats et en s’inscrivant dans une démarche intégrant les principes de remplacement, de réduction et de raffinement des procédures expérimentales.
Procédures
Dans le cadre de ce projet, les souris et les rats seront soumis à une seule procédure expérimentale chacun, réalisée sous anesthésie générale et sans réveil, suivie d’une mise à mort sous anesthésie. Les interventions comprennent l’administration d’injections par voie sous-cutanée pour l’analgésie préventive et l’anesthésie générale. Selon la procédure, les animaux feront ensuite l’objet soit de mesures fonctionnelles in vivo impliquant la mise en place d’électrodes de stimulation sous-cutanées, soit de procédures chirurgicales in situ nécessitant une incision cutanée et la dissection contrôlée de tissus afin d’accéder au muscle ou au nerf étudié. La durée totale des procédures expérimentales, incluant l’induction de l’anesthésie, l’installation de l’animal et la phase de mesure, est estimée entre 30 et 60 minutes, selon le type de procédure et l’espèce concernée. Les animaux ne sont pas réveillés à l’issue des interventions et sont mis à mort sous anesthésie générale profonde, conformément à la réglementation en vigueur.
Impact sur les animaux
Les procédures de mesure de la force musculaire in vivo impliquent la manipulation des animaux sous anesthésie générale, ainsi que la mise en place d’électrodes de stimulation sous-cutanées. Ces procédures peuvent entraîner une atteinte tissulaire minime et localisée aux sites d’insertion des électrodes, ainsi qu’une fatigue musculaire transitoire liée à la stimulation électrique. Les procédures in vivo étant réalisées sous anesthésie générale et suivies d’une mise à mort en fin de séance, aucun effet indésirable à long terme n’est attendu. Les procédures de mesure de la force musculaire in situ impliquent une intervention chirurgicale réalisée sous anesthésie générale. Ces procédures sont terminales et peuvent être associées à des nuisances limitées à la phase peropératoire.
Devenir
À l’issue de chaque procédure expérimentale, tous les animaux seront mis à mort alors qu’ils sont encore sous anesthésie générale profonde, sans réveil. Ce choix est justifié par la nature des procédures mises en œuvre, qui incluent des mesures fonctionnelles nécessitant une anesthésie générale prolongée et, pour certaines procédures, des interventions chirurgicales invasives rendant incompatible le réveil de l’animal dans des conditions de bien-être satisfaisantes. La mise à mort sera réalisée conformément à la réglementation en vigueur, afin d’éviter toute douleur ou souffrance inutile. Dans certains cas, les tissus (muscles) pourront être prélevés après la mise à mort à des fins d’analyses complémentaires, ce qui permet de maximiser les données obtenues à partir de chaque animal et de limiter le recours à de nouveaux animaux dans de futurs projets.
Remplacement
L’objectif de ce projet étant le développement et la validation de méthodes de mesure de la fonction musculaire, le recours à des modèles animaux est indispensable. L’évaluation de la force musculaire nécessite le maintien de l’architecture musculaire et de l’innervation dans des conditions physiologiques, ce qui ne peut pas être reproduit de manière pertinente par des méthodes alternatives à ce stade. Aucune méthode de remplacement ne permet actuellement de répondre aux objectifs du projet.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés dans ce projet sera limité au strict nécessaire pour le développement et la validation des méthodes expérimentales. Les effectifs ont été définis afin de permettre une phase de mise au point et une phase de validation des différentes approches, tout en intégrant la variabilité physiologique attendue et la nécessité d’analyser séparément les mâles et les femelles. La stratégie de réduction repose principalement sur l’utilisation séquentielle d’un même animal pour le développement de plusieurs approches expérimentales complémentaires. Ainsi, les animaux inclus dans les procédures de mesure in vivo seront mis à mort en fin de séance afin de permettre le développement et la validation d’approches de mesure de la force musculaire in vitro sur les mêmes tissus. De même, lorsque cela sera compatible avec les objectifs expérimentaux et l’état des tissus, les animaux engagés dans les procédures de mesure de la force musculaire in situ pourront également être utilisés pour des analyses complémentaires in vitro. À plus long terme, les méthodes développées dans le cadre de ce projet ont vocation à permettre, dans de futurs projets, la mise en œuvre de stratégies expérimentales intégrant des mesures répétées chez un même animal, contribuant ainsi à une réduction du nombre total d’animaux nécessaires, sans que cela ne soit mis en œuvre dans le cadre du présent projet.
Raffinement
Les procédures mises en œuvre dans ce projet intègrent des mesures de raffinement visant à limiter au maximum la douleur, la souffrance et l’angoisse des animaux. Les procédures expérimentales seront réalisées sous anesthésie générale adaptée, associée à une analgésie, afin de limiter les nuisances liées à la manipulation, à la stimulation électrique et aux interventions chirurgicales. Une attention particulière sera portée au positionnement des animaux, au maintien de la température corporelle et à la durée des procédures. Les animaux feront l’objet d’une surveillance adaptée avant et pendant les procédures expérimentales. Les procédures in vivo et in situ étant terminales dans le cadre de ce projet, les animaux ne se réveilleront pas à l’issue des interventions. L’ensemble des protocoles sera mis en œuvre par du personnel formé et compétent, conformément aux bonnes pratiques et à la réglementation en vigueur.
Choix des espèces
La souris et le rat sont des modèles de référence largement utilisés pour l’étude de la fonction musculaire et neuromusculaire. Ces deux espèces présentent des caractéristiques anatomiques et physiologiques bien décrites, permettant la mise en place et la comparaison de méthodes de mesure de la force musculaire. Le choix de ces espèces est également justifié par la nécessité de développer et de valider les approches méthodologiques dans les deux modèles, afin d’assurer la transposabilité et l’adaptabilité des protocoles à différents projets de recherche préclinique. Les animaux utilisés dans le cadre de ce projet seront des souris et des rats jeunes adultes, âgés d’environ 3 à 4 mois au début des procédures expérimentales. Ce stade de développement a été choisi afin d’éviter une phase de croissance rapide susceptible d’entraîner des variations importantes de masse corporelle et musculaire au cours du temps, ce qui pourrait interférer avec l’interprétation des mesures de force musculaire.
Etude de la thermorégulation et prise en charge pharmacologique du coup de chaleur
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
Maintenues sous anesthésie deux heures et poussées jusqu'à 41 °C de température corporelle, 246 souris vont être utilisées pour étudier la thermorégulation, 230 d'entre elles opérées sous anesthésie et tuées sans réveil. Injectées d'agonistes et d'antagonistes, elles basculent dans des états hypothermiques ou hyperthermiques, selon qu'elles portent ou non une mutation du gène TRPV1. Le projet est présenté comme le premier modèle animal du coup de chaleur, avec une perspective d'imagerie transférable à la clinique. Sur le remplacement, le porteur se borne à indiquer que la mesure de la température corporelle ne peut se faire que sur animal vivant.
Objectifs
Le coup de chaleur se caractérise par une augmentation soudaine de la température corporelle au-dessus de 40 °C, entrainant un dysfonctionnement du système nerveux central. La mortalité est élevée et les survivants d'un coup de chaleur peuvent souffrir de séquelles à long terme. Il est essentiel d'améliorer nos connaissances et notre capacité à mesurer les mécanismes biologiques impliqués dans la thermorégulation. Chez les mammifères, la production de chaleur est un processus indispensable pour maintenir la température à environ 37 °C. Cette production de chaleur repose sur la mitochondrie, qui « brûle » la plupart des nutriments pour produire de l’énergie et de la chaleur. Récemment, un thermostat mitochondrial a été découvert et la stimulation de ce gène d’intérêt induit une hypothermie chez les animaux et chez l'Homme. Ce projet vise à explorer in vivo la fonction de thermostat moléculaire en caractérisant les changements de température dans le cerveau et les muscles de souris lors de défis environnementaux ou pharmacologiques qui favorisent ou limitent la dissipation thermique cellulaire et organique chez des souris exprimant ou non une variante défectueuse de ce thermostat. Ce projet vise également à développer les outils IRM qui nous permettront de caractériser cette faible production et dissipation de chaleur en mesurant de manière non invasive la température.
Bénéfices attendus
Ce projet nous permettra de caractériser de manière non invasive le premier modèle animal pour étudier le coup de chaleur et d'explorer le rôle du TRPV1 dans la thermorégulation en évaluant l'impact des défis thermiques sur le thermostat mitochondrial. Ce projet nous permettra de caractériser de manière non invasive le premier modèle animal pour étudier le coup de chaleur et d'explorer le rôle du TRPV1 dans la thermorégulation en évaluant l'impact des défis thermiques sur le thermostat mitochondrial. Enfin, ce modèle est également particulièrement pertinent d'un point de vue physiologique et mécanistique pour comprendre la fonction du canal TRPV1. Bien que le TRPV1 soit désormais une cible thérapeutique validée pour le traitement de certains types de douleurs aiguës et chroniques, l'industrie pharmaceutique a eu du mal à développer des analgésiques en raison des effets secondaires liés à la température. Nous pensons pouvoir tirer parti de ces observations, avec des perspectives thérapeutiques pour lutter contre les coups de chaleur, précisément en utilisant des agents qui réduisent considérablement la température corporelle. Il convient de noter que, en cas de succès, le transfert des méthodes vers une étude clinique incluant la méthodologie de thermométrie par IRM est possible et serait d'une importance capitale.
Procédures
Les animaux seront anesthésiés sur une période de 2 heures et seront soit dans un environnement dont la température permettra un maintien de la température corporelle en normothermie ou en hyperthermie. Les animaux recevront également des injections d'anesthésiques et d'agents pharmacologiques en bolus.
Impact sur les animaux
Les principales nuisances pour les animaux seront liées à la durée d’anesthésie (2 heures) pour pouvoir atteindre la valeur de température corporelle cible (41°C) par challenge thermique environnemental mais également aux températures corporelles cibles associées à l’hyperthermie. Les animaux seront également soumis à l’injection d’agonistes et d’antagonistes pouvant entraîner des phénotypes hypothermiques ou hyperthermiques.
Devenir
Les souris de la première procédure visant à mettre au point l'anesthésie seront conservées et seront intégrées aux lots d'animaux de la procédure 2. Les animaux utilisés lors des procédures 2, 3 , 4, 5 et 6 seront mis à mort à la fin de la procédure.
Remplacement
L'expérimentation ayant pour objet l'évaluation de la température corporelle, elle ne peut être conduite que sur animal vivant.
Réduction
Le choix de réaliser une étude pilote va nous permettre de tester par palier les différentes conditions expérimentales, en particulier les dosages et donc potentiellement de ne pas réaliser tous les groupes prévus à partir du moment où l’objectif sera atteint. En complément de cette approche permettant potentiellement de réduire le nombre d’animaux, des individus des deux sexes seront intégrés à l’étude.
Raffinement
Les animaux recevront les soins classiques de la structure avec régulation de température, accès sans limite à la nourriture et à l'eau, enrichissement des cages (frisotti papier, carré bois et cabanes). Les animaux auront une phase d’acclimatation de 5 jours et ne seront pas manipulés afin de limiter leur stress Pendant la l’anesthésie, un dépôt de gel ophtalmique sur la cornée sera effectué et le suivi de la qualité de l’anesthésie sera évalué par mesure de la fréquence respiratoire. Lorsque les points limites seront atteint, les animaux seront mis à mort par dislocation cervicales.
Choix des espèces
Le modèle génétique altéré étant un modèle murin, cette étude doit être menée sur ce modèle animal donc sur des souris porteuses ou non d’une mutation du gène TRPV1. Il s’agira d’animaux âgés de 8 à 12 semaines ayant atteint la maturité sexuelle et immunitaire.
Impact de l’obésité sur la réponse osseuse à la charge et à la décharge mécanique chez la souris femelle
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
160 souris femelles vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré à sévère, toutes tuées à l'issue. La moitié suivent un régime gras, puis toutes sont suspendues par la queue pour immobiliser leurs pattes arrière, ou centrifugées à deux fois la gravité, afin de mesurer la réaction de leurs os à l'inactivité ou à la surcharge. Le porteur situe l'intérêt de ces mesures pour la santé osseuse des personnes obèses au long terme. Il décrit la suspension et la centrifugation comme sources possibles de perte de poids, de vertiges et de baisse d'appétit.
Objectifs
Le projet vise à comprendre comment l’obésité modifie la façon dont nos os réagissent à l’activité physique ou à la sédentarité. L’obésité est un problème de santé majeur, associé à de nombreuses maladies, mais son impact sur la solidité et la régénération des os reste mal connu. Nous étudierons ce phénomène chez des souris nourries avec un régime standard ou un régime riche en graisses, soumises à deux conditions extrêmes : l’inactivité forcée (la suspension de la queue simulant la sédentarité ou la microgravité) et la surcharge mécanique (la centrifugation à 2G équivalent d’un effort intensif). Après ces expériences, nous analyserons la structure des os, ainsi que les changements cellulaires, moléculaires et génétiques. Ces travaux permettront de mieux comprendre comment l’obésité perturbe la réponse mécanique du squelette et d’identifier de possibles différences entre mâles et femelles. Les résultats constitueront une base de données pour la recherche sur la santé du squelette, avec des implications pour la prévention et les traitements adaptés à chaque profil métabolique.
Bénéfices attendus
Le projet cherche à comprendre en détail comment les cellules qui contrôlent la santé des os (les ostéocytes) réagissent aux mouvements ou au manque d’activité lorsque l’organisme est en situation d’obésité. Ces cellules jouent un rôle essentiel : elles resentent les pressions et les forces exercées sur les os et ajustent leur solidité en conséquence. En étudiant leur comportement dans un contexte d’obésité, nous espérons découvrir pourquoi les os des personnes obèses ne réagissent pas toujours de la même manière à l’exercice physique ou à l’inactivité. Les résultats de ce travail seront utiles à la communauté scientifique, en apportant de nouvelles données accessibles à tous dans les domaines de la physiologie osseuse et du métabolisme. À plus long terme, ces connaissances aideront les chercheurs et les médecins à mieux comprendre les effets de la sédentarité et de l’exercice sur le squelette des personnes obèses, et à adapter les traitements contre la perte osseuse selon le profil métabolique de chaque patient.
Procédures
Micro-tomographie aux rayons X : On réalise des images des os (tibia et fémur gauches) des souris pour observer leur structure. Les souris sont endormies, puis placées dans un appareil de scanner pendant environ 30 minutes. Ces acquisitions sont faits plusieurs fois (aux semaines 24 et 26, avant et après une contrainte mécanique). Après, les souris sont remises dans leur cage une fois réveillées. La dose de rayons X utilisée est faible et ne présente pas de danger pour leur santé ni pour leurs os. Injection de tétracycline : On injecte un produit (tétracycline) à deux moments précis (jours 7 et 12) pour marquer les zones où l’os est en train de se former. Cela permet ensuite de mieux étudier la croissance osseuse. Mesure de la glycémie : Le taux de sucre dans le sang est mesuré après 4 heures de jeûne. On prélève une petite goutte de sang au niveau de la mâchoire à l’aide d’une lancette, puis on nettoie et on comprime la zone. Ces mesures sont réalisées trois fois (semaines 18, 24 et 26).
Impact sur les animaux
Suspension : Les souris sont placées seules dans leur cage avec un aménagement simple. Cela permet de limiter l’utilisation de leurs pattes arrière pour les besoins de l’étude. On observe parfois une petite perte de poids au début, mais leur état se stabilise ensuite. Le dispositif est conçu pour éviter les blessures, notamment au niveau de la queue. Si une irritation apparaît, elle est soignée. Les souris en suspension peuvent se déplacer en utilisant leurs pattes avant et ont un accès facile à la nourriture et à l’eau. Centrifugation : La centrifugation en 2g (exposition à une force équivalente à 2 fois la gravité) ne provoque pas de stress important, mais peut entraîner des vertiges. Cela peut réduire temporairement leur appétit et leur consommation d’eau pendant 1 à 2 jours, et ralentir légèrement leur prise de poids. Les souris sont surveillées en continu (vidéo), et leur poids ainsi que leur alimentation sont régulièrement contrôlés avant, pendant et après l’expérience.
Devenir
Toutes les analyses complémentaires et les prélèvements d’échantillons sont réalisés à la fin de l’expérience. Les souris sont alors euthanasiées par du personnel qualifié, selon une procédure encadrée visant à éviter toute souffrance. Cette étape permet de prélever différents organes afin de réaliser des analyses approfondies (au niveau des cellules, des tissus et du fonctionnement de l’organisme).
Remplacement
Aujourd’hui, il n’existe pas de modèle en laboratoire (sur cellules) ni de simulation informatique capable de reproduire la complexité du fonctionnement de l’os dans un organisme vivant. L’os est influencé par de nombreuses cellules différentes et par plusieurs systèmes du corps (comme les hormones, le métabolisme ou le système immunitaire), qui interagissent en permanence. Les expériences réalisées sur des cellules permettent d’étudier certains facteurs séparément (comme l’obésité ou les contraintes mécaniques), mais elles ne reflètent pas l’ensemble des interactions qui se produisent dans un organisme entier. Dans notre étude, nous combinons ces facteurs pour observer leurs effets globaux sur l’os. Cela inclut des éléments importants comme les hormones, le métabolisme ou les molécules circulant dans le sang, qui ne peuvent pas être reproduits en laboratoire. La souris est donc utilisée comme modèle, car son fonctionnement osseux et son métabolisme sont proches de ceux de l’être humain et permet d’étudier de manière plus complète comment l’os réagit dans des conditions proches de la réalité. Enfin, les résultats obtenus chez la souris aideront à améliorer les futurs modèles en laboratoire, en apportant des données plus précises pour mieux reproduire le fonctionnement réel du corps.
Réduction
Il n’existe pas d’étude portant sur des souris femelles obèses soumises à des protocoles de suspension ou de centrifugation. Le nombre de souris utilisées a été calculé pour être le minimum nécessaire afin d’obtenir des résultats fiables. Ce calcul s’appuie à la fois sur l’expérience du laboratoire et sur des données scientifiques déjà publiées. Des analyses statistiques ont permis d’estimer le nombre d’animaux requis, en tenant compte des variations entre individus et de la précision des mesures. Ainsi, 20 souris par groupe sont nécessaires pour réaliser l’ensemble des analyses. Enfin, l’étude est organisée de manière rigoureuse (plusieurs groupes, conditions identiques, répartition équilibrée selon le poids) afin de garantir des résultats fiables tout en limitant le nombre d’animaux utilisés.
Raffinement
Pendant toute l’expérience, les souris sont suivies de près par du personnel formé afin d’assurer leur bien-être. Elles reçoivent des soins attentifs tout au long du protocole. Elles sont hébergées dans des cages adaptées aux conditions de l’étude (suspension ou centrifugation). Pour la suspension, les souris sont placées seules dans des cages aménagées de façon à empêcher l’utilisation de leurs pattes arrière. Les souris sont surveillées tous les jours, et même deux fois par jour pendant les phases les plus contraignantes. Les chercheurs vérifient leur état général (poids, pelage, comportement, alimentation, digestion) ainsi que tout signe de stress ou de souffrance. Une légère perte de poids peut apparaître au début, mais elle est temporaire et le poids se stabilise ensuite. Si un animal présente des signes importants de souffrance (par exemple une perte de poids trop importante), il est immédiatement retiré de l’étude. Les manipulations sont réalisées de manière à limiter au maximum le stress : les souris sont endormies pour certaines procédures et se réveillent dans leur cage. Des dispositifs adaptés permettent d’éviter les irritations ou blessures, et tout problème éventuel est pris en charge rapidement. Enfin, leur poids et leur alimentation sont régulièrement contrôlés tout au long de l’étude pour s’assurer que leur état reste satisfaisant.
Choix des espèces
Les modèles invertébrés ne sont pas adaptés à l'étude de la physiologie osseuse car ils possèdent un exosquelette chitineux et non un endosquelette osseux. Pour les vertébrés, les rongeurs, et en particulier la souris, représentent modèles les plus pertinents et les moins exposés aux contraintes éthiques ou logistiques. La souris est un modèle robuste pour l'étude de l’os et des effets de la charge/décharge mécanique. Elle permet l’analyse fine des mécanismes moléculaires, cellulaires et tissulaires spécifiques impliqués dans l’homéostasie osseux. Le modèle murin utilisé ici pour simuler les contraintes mécaniques de décharge et charge mécanique, est particulièrement adapté, en raison de la petite taille et le poids de la souris qui limite l’impact des manipulations expérimentales. Ce modèle permet également le suivi in vivo de la cinétique de la perte osseuse par micro-tomographie aux rayons X ainsi que la récupération post-mortem des tissus et organes nécessaires aux analyses histologiques et moléculaires. Nous utiliserons des souris femelles adultes, nous commenceront le régime riche en graisses à 8 semaine d’âge et les souris auront l’âge de 26 semaines quand protocole se termine (mise à mort et prélèvement de tissus par dissection). Le recours à des souris plus jeunes introduirait un biais de confusion important lié à la croissance active de la souris avec des retombées directes et indirectes sur le squelette. De plus, le choix est également dicté par le besoin d’utiliser des souris matures sur le plan squelettique au moment de la stimulation par charge et décharge mécanique. Concernant l’induction de l’obésité, les souris recevront un régime riche en graisses à partir de 8 semaines correspondant à 16 semaines avant la contrainte mécanique. Cette durée est nécessaire pour induire une obésité stable et reproductible. L’obésité étant un facteur clé de l’étude, ce délai est indispensable pour garantir la validité des comparaisons entre groupes et la robustesse des résultats obtenus.
Maintien de colonies de souris dystrophiques à phénotype dommageable pour l’étude de la myopathie de Duchenne
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
12 550 souris sur cinq ans vont être utilisées pour entretenir des lignées reproduisant la myopathie de Duchenne, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à sévère. Chaque petit de 7 à 10 jours est tatoué aux orteils et amputé d'un fragment d'oreille pour déterminer s'il porte la maladie, et les mâles atteints développent avec l'âge une fonte musculaire pouvant atteindre le stade sévère. Cet élevage sert à produire, année après année, les souris malades destinées à de futurs projets. Les géniteurs retirés, les animaux au mauvais génotype et les femelles en surnombre sont tués, la plupart des femelles étant éliminées peu après la naissance sans même être identifiées.
Objectifs
Contexte : La DMD est une maladie rare qui touche 1 garçon sur 3500 environ. Elle est causée par des mutations dans un gène du chromosome X qui code la dystrophine, une protéine essentielle aux fibres musculaires. Les patients présentent une fonte musculaire progressive. Ils perdent la marche vers l’adolescence et décèdent vers 25-30 ans. Animaux : Pour comprendre les mécanismes de la DMD et évaluer des traitements et dispositifs médicaux, nous utilisons plusieurs lignées de souris OGM modèles de la DMD, qui permettent d’étudier plusieurs facettes de la maladie. Objectif : l’objectif du projet est de prélever sur les animaux âgés de 7-10 jours un fragment de tissu de manière invasive (fragment du pavillon de l’oreille), pour génotypage par PCR. Les animaux seront identifiés en parallèle par micro-tatouage des orteils.
Bénéfices attendus
Ce projet concerne l’élevage de souris dystrophiques et le prélèvement de tissus pour déterminer si les animaux sont malades ou sains. Il va permettre de produire les individus nécessaires au renouvellement des géniteurs et aux études pour comprendre et traiter la dystrophie musculaire de Duchenne, une myopathie rare et sévère, toujours fatale à ce jour pour les garçons qui en sont atteints. Des Demandes d’Autorisations de Projet seront ensuite déposées, utilisant ces modèles pour décrire les mécanismes de la maladie, préciser les rôles de plusieurs gènes qui modulent la sévérité chez l’homme comme chez la souris, déterminer l’utilité préclinique de nouvelles procédures et outils d’exploration fonctionnelle, et évaluer l’efficacité de candidats-médicaments.
Procédures
Les animaux âgés de 7-10 jours seront systématiquement identifiés individuellement par tatouage des orteils. Ils seront manipulés pendant environ 1 minute environ pour prélever un petit fragment du pavillon de l’oreille avec du matériel stérile afin de déterminer s’ils sont sains ou malades.
Impact sur les animaux
Les animaux subiront un stress léger lors de la manipulation et une douleur légère lors du prélèvement (environ 6’270 individus sur 5 ans). Concernant les nuisances des animaux OGM, on distingue 2 catégories : Catégorie 1 : jusqu’au sevrage, les animaux n’ont aucun signe de la maladie. Jusque vers 12 mois environ, les animaux présentent des mécanismes spontanés de compensation de la maladie. Le phénotype passe lentement de normal à léger. Vers 12 mois, les reproducteurs sont retirés des accouplements. Entre 13 et 24 mois (si nécessaires dans de futurs projets), le mécanisme de compensation s’épuise et la fonte musculaire s’installe progressivement, associée à des défauts de posture (faiblesse des muscles du dos), une faiblesse respiratoire et une atteinte cardiaque. Grâce aux mesures de raffinement, le phénotype évolue lentement de léger à modéré (12-24 mois). Au-delà de 24 mois (si nécessaire dans de futurs projets), les animaux sont amaigris, voutés et moins mobiles (classe sévère). Les mesures mises en place pour assurer un hébergement en groupe et faciliter l’accès à la nourriture et à la boisson assurent une espérance de vie normale. Catégorie 2 : jusqu’au sevrage, les animaux n’ont aucun signe de la maladie. Entre 1 et 3 mois environ, les animaux présentent des mécanismes peu performants de compensation de l’atteinte musculaire. Cependant, les signes de la maladie restent imperceptibles (comme ci-dessus), associé à un phénotype léger. Entre 3 mois et 24 mois environ, les animaux montrent une fonte musculaire lentement progressive. Par rapport à la catégorie 1, la maladie est plus précoce, l’évolution plus linéaire, et la présentation clinique est plus prononcée vers la fin. Le phénotype évolue lentement de normal à sévère entre 3 et 24 mois environ.
Devenir
A la fin de chaque procédure, les géniteurs retirés de la reproduction, les animaux n’ayant pas le génotype voulu et les femelles surnuméraires non utilisées dans les protocoles seront mis à mort. Une partie des animaux seront gardés en vie pour une utilisation continue en expérimentation selon des modalités décrites dans les demandes qui seront soumises séparément.
Remplacement
Les cultures de cellules musculaires ne peuvent pas répondre aux questions que nous nous posons sur les maladies qui touchent le maintien du muscle mature. En effet, les cultures de cellules ne reproduisent pas la diversité des types cellulaires et la complexité des interactions qui existent dans le muscle après la naissance. En général, les cultures de cellules musculaires permettent de reproduire le développement initial du muscle (par exemple lors du développement embryonnaire), mais elles restent trop immatures pour servir de modèles aux maladies qui touchent le muscle des patients après la naissance. En l’absence de méthodes alternatives non-animales, nous sommes contraints d’utiliser des animaux vivants pour atteindre les objectifs du projet. A notre connaissance, il s’agit de la seule approche scientifiquement valide pour augmenter nos connaissances et pour obtenir des données précliniques pertinentes susceptibles de permettre une transition vers des essais cliniques chez l’Homme pour traiter des maladies neuromusculaires à ce jour toujours fatales.
Réduction
Nous avons développé une expertise pour maintenir des colonies de souris dystrophiques en utilisant un minimum de géniteurs. Notamment, nous utilisons des accouplements collectifs datés (2-3 mâles visitent périodiquement des groupes de 4 à 8 femelles) comme alternatives aux trios conventionnels (1 mâle et 2 femelles). Cela réduit de 30-50% le nombre de géniteurs mâles nécessaires pour l’élevage. Pour limiter la production d’animaux inutiles, la production ne se déroule pas en continu mais via des campagnes de production destinées à assurer le remplacement des géniteurs et production des cohortes expérimentales (décrites séparément). Comme la maladie DMD touche les garçons, les expériences utilisent presque exclusivement des mâles. On conserve également des mâles pour la reproduction. La production des mâles (géniteurs et expériences) s’accompagne d’une production de femelles. On prélève du tissu pour déterminer si les animaux sont sains ou malades uniquement sur certaines femelles. La plupart des femelles sont éliminées peu après la naissance sans procéder à l’identification (micro-tatouage) ni au prélèvement de tissu.
Raffinement
Des points limites prédictifs et précoces sont mis en place pour mettre en évidence tout problème ou anomalie chez nos animaux et décider des mesures à prendre pour limiter leur douleur, souffrance ou angoisse. Les accouplements collectifs datés permettent de garder ensemble les 2 mâles après qu’ils ont visité un groupe de femelles : ils ne montrent pas d’agressivité l’un envers l’autre et n’ont pas besoin de passer l’essentiel de leur vie isolés. Chez les femelles dystrophiques, la gestation et la lactation peuvent causer un stress énergétique associé à du cannibalisme et un retard de croissance des petits. On évite cette situation en pratiquant des accouplements datés, qui permettent de regrouper plusieurs femelles vers la fin de la gestation. Elles reçoivent alors des abris de grande taille et un supplément d’enrichissement pour construire un nid commun pour la fin de la gestation, la mise bas et l’allaitement. Dans ces conditions, les femelles mettent bas simultanément, et maintiennent les petits dans le nid commun, ce qui limite la perte de chaleur des petits. La faible production de lait d’une femelle peut être compensée par ses congénères. Les jeunes femelles en trop sont éliminées dès que possible. Ces procédures favorisent la survie des petits nécessaires au maintien de la colonie et aux expériences, et assurent une croissance homogène. On facilite l’accès à la nourriture et à la boisson des femelles gestantes et allaitantes en plaçant des granulés directement dans la cage et en utilisant des tétines plus longues sur les biberons. Cela profite aussi aux jeunes en croissance. Par ailleurs, pour un meilleur développement, le sevrage a lieu tardivement : les petits sont laissés avec les mères pendant 4 semaines au lieu de 3 habituellement. Comme le gène responsable de la myopathie est sur le chromosome X, on peut croiser des géniteurs cliniquement sains : on peut produire les animaux utiles aux expériences en croisant des mâles sains et des femelles porteuses d’un seul chromosome X muté (elles sont saines). La progéniture contient des mâles sains et des mâles dystrophiques selon le chromosome X hérité de la mère.
Choix des espèces
Certaines souris dystrophiques utilisées ici sont depuis presque 40 ans une référence pour étudier les mécanismes de la myopathie de Duchenne et évaluer les approches thérapeutiques pour cette maladie fatale. Certains aspects (mécanismes moléculaires et défaut de structure des muscles) représentent bien la maladie humaine. Cependant, d’un point de vue clinique (perte de fonction musculaire), ces souris ont un phénotype qui évolue progressivement d’asymptomatique à léger pendant l’essentiel de leur vie. Il faut attendre des âges avancés pour qu’elles développent un phénotype modéré. La connaissance du génome de la souris et la multitude de mutants disponibles rend cette espèce particulièrement adaptée pour combiner des facteurs génétiques impliqués dans les maladies rares. Le projet utilise : 1- des petits âgés de 7 à 10 jours : Prélèvement de tissu (un petit fragment du pavillon de l’oreille) pour déterminer si les petits issus de la reproduction sont sains ou malades. A cet âge, ils ne montrent aucun signe de la maladie. 2- des adultes entre 2 et 12 mois environ : utilisation de géniteurs mâles et femelles pour maintenir des colonies de souris dystrophiques, modèles de myopathies, et produire des animaux pour de futures études. Il concerne donc des adultes en âge de se reproduire efficacement, qu’ils soient sains ou avec un phénotype dommageable (classe légère à modéré). Le projet produit aussi : 3- des animaux de 12 à 24 mois qui seraient nécessaires pour de futurs projets qui seront décrits séparément.
Analyse de la régénération musculaire après une lésion induite par un exercice d’intensité variable EU2/2 – MODIFICATION
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Jusqu'à sept mesures de force sous anesthésie générale, trois lavages vaginaux, quatre injections intrapéritonéales et une séance d'imagerie pouvant durer trois heures: 1 189 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour des analyses tissulaires et cellulaires. L'exercice imposé par électrostimulation sous anesthésie provoque une blessure du muscle du mollet droit, que le porteur compare à un claquage chez l'être humain. Le projet cherche à établir l'influence du sexe sur les étapes de la réparation musculaire et à identifier les mécanismes cellulaires en jeu. Le porteur affirme qu'aucun signe de souffrance n'est visible lors des lavages vaginaux ni au décours du dommage musculaire, tout en déclarant des nuisances modérées pour l'ensemble des animaux du fait du cumul des actes.
Objectifs
Le projet se déroule dans 2 EU. Il vise i) à mettre en évidence l’influence du sexe sur les différentes étapes de la réparation musculaire en nous appuyant sur un modèle préclinique standardisé de lésions musculaires physiologiques induites par un exercice d’intensité variable (i.e., de légère à élevée) ; ii) à identifier les mécanismes cellulaires et moléculaires sous-jacents.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de i) à mettre en évidence l’influence du sexe sur les différentes étapes de la réparation musculaire en nous appuyant sur un modèle préclinique standardisé de lésions musculaires physiologiques induites par un exercice d’intensité variable (i.e., de légère à élevée) ; ii) à identifier les mécanismes cellulaires et moléculaires impliqués. Ce projet pourrait permettre d’améliorer la prise en charge des atteintes musculaires associées à plusieurs situations physiopathologiques (vieillissement, cancer...)
Procédures
Les souris sont soumises à des lavages vaginaux (3 maximum, EU1/2), un protocole d’exercice par électrostimulation (sous anesthésie générale, durée 15 minutes maximum, EU1/2), à une mesure de force (sous anesthésie générale, durée 5 minutes maximum, 7 mesures maximum, EU1/2). Une partie des animaux est également soumis à des injections ip (4 maximum, EU1/2) (moins d’une minute), une injection sous-cutanée et à une analyse par imagerie (sous anesthésie générale, durée 3 heures maximum, EU2/2)
Impact sur les animaux
Des nuisances et effets indésirables "modérés" sont attendus du fait d’un cumul d’actes (contention, injections, lavages vaginaux, électrostimulation, anesthésies). Les souris femelles sont soumises à des lavages vaginaux (3 maximum) afin de contrôler leur cycle ovarien. L’ensemble des animaux est soumis à un protocole d’exercice qui induit une blessure des muscles du mollet droit mimant ainsi un « claquage » chez l’homme. Des mesures de force sont réalisées sous anesthésie générale pour déterminer la cinétique de réparation de la fonction musculaire. Notre expérience depuis le début du projet montre qu'il n'y a aucun signe de souffrance visible chez les animaux lors des lavages vaginaux et au décours de l'induction du dommage musculaire et des mesures de force. Toutefois, le cumul de ces actes peut générer du stress pour les animaux. Enfin, le traitement antalgique préalable à la session d’imagerie peut générer du stress lors de la contention.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort pour réaliser des analyses tissulaires et cellulaires
Remplacement
Le laboratoire a une longue expérience des essais in vitro par la culture cellulaire. Aussi, bien que l'analyse de la régénération musculaire puisse être en partie étudiée in vitro, ce processus repose notamment sur l’interaction entre différentes cellules qui ne peut être étudiée qu'in vivo, justifiant le recours à l'expérimentation animale
Réduction
L'utilisation des animaux est strictement réduite au nombre nécessaire pour l'établissement des données expérimentales, à l'aide des analyses statistiques effectués précédemment pour ces procédures. Nous utilisons un dispositif expérimental totalement non-invasif qui permet de réaliser des protocoles d’exercice et de mesurer la force musculaire de manière concomitante sur les mêmes animaux rendant les préparations chirurgicales totalement obsolètes et réduisant ainsi le nombre d’animaux utilisés
Raffinement
Les protocoles les moins invasifs et les moins douloureux possibles sont privilégiés. La procédure expérimentale utilisée inclut un recours systématique à l'anesthésie générale adaptée lors de l’électrostimulation et de la mesure de la force musculaire. Notre expérience sur ce modèle de dommage musculaire et de lavages vaginaux montre que l'ensemble (100%) des animaux est inclus pour réaliser des analyses fonctionnelles et biologiques. Un lavage vaginal est effectué ce qui permet d’éviter la réalisation d’un prélèvement intravaginal (frottis). Un traitement antalgique est réalisé 30 minutes avant la session d’imagerie.
Choix des espèces
Des travaux précédents ont montré que les processus mis en œuvre au cours de la régénération musculaire chez la souris sont proches de ceux observés chez l'homme. Les animaux utilisés sont à l'âge adulte (8-12 semaines).
Production d’anticorps chez le lama immunisé (lama glama) – MODIFICATION
- Protection de l’environnement
- Recherche appliquée
- Alimentation animale
- Autres troubles humains
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Maladies des plantes
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Troubles cardiaques
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles respiratoires
- Troubles sensoriels
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système cardiaque
- Système endocrinien
- Système immunitaire
- Système musculosquelettique
- Système respiratoire
- Système urogénital
Jusqu'à huit épisodes d'injections d'antigènes et d'adjuvant, une prise de sang finale de cinq à dix minutes dans un couloir de contention avec licol et sangles sous-ventrières, et pour les meilleurs répondeurs jusqu'à trois campagnes supplémentaires espacées de six mois. 375 lamas vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, tous gardés vivants, 200 restant à l'élevage comme reproductrices et 175 placés chez des détenteurs qualifiés. Les anticorps polyclonaux obtenus sont produits à la demande de clients, un anticorps monoclonal étant ensuite sélectionné pour son potentiel thérapeutique. Le porteur affirme qu'il est "indispensable", "du moins pour le moment", de passer par le système immunitaire d'animaux, les banques d'anticorps synthétiques demandant selon lui encore une dizaine d'années de recherche.
Objectifs
MODIFICATION : L’objectif de ce projet est de produire des anticorps polyclonaux à usage thérapeutique. Les anticorps polyclonaux ont plusieurs cibles sur l'antigène, tandis que les anticorps monoclonaux n'en ciblent qu'une seule. Après plusieurs étapes de sélection, un anticorps monoclonal sera sélectionné parmi la masse d’anticorps polyclonaux sur la base de son potentiel thérapeutique, par example le traitement de maladies inflammatoires comme la myasthénie grave. Les anticorps polyclonaux sont obtenus par immunisations de lamas, car les anticorps du lama ont une structure très proches des anticorps humains, ce qui pourrait de fait limiter les risques de rejet thérapeutique chez l’homme et accélérer le développement pré-clinique. En outre le système immunitaire exceptionnellement robuste des lamas réagit en créant une palette très riche d’anticorps lors d’une stimulation spécifique. Le lama ne sera pas utilisé pour la production en masse du produit thérapeutique, mais celle-ci se fera en laboratoire. L’objectif de ce projet est donc de produire des anticorps à la demande de clients (prestation de services) à but thérapeutique dans le cadre des recherches translationnelles ou appliquées réalisées par ceux-ci. La recherche translationnelle (ou recherche de transfert) se situe entre la recherche fondamentale, dont le travail consiste à comprendre les mécanismes à l’origine du développement d’un cancer par example, et la recherche clinique (ou appliquée) qui vise à évaluer l’efficacité et thérapeutique dans des champs d’application aussi variés que: La prévention, la prophylaxie, le diagnostic ou le traitement de maladies, de mauvais états de santé ou d’autres anomalies, ou de leurs effets chez l’homme, les animaux ou les plantes. L’évaluation, la détection, le contrôle ou les modifications des conditions physiologiques chez l’homme, les animaux ou les plantes. Le bien-être des animaux et l’amélioration des conditions de production des animaux élevés à des fins agronomiques. La protection de l’environnement naturel dans l’intérêt de la santé ou du bien-être de l’homme ou de l’animal. MODIFICATION : L’objectif additionnel améliore l’affinité et augmente la réactivité croisée des anticorps candidats grâce à la réutilisation des animaux les plus réactifs pour entre une à trois immunisations supplémentaires (rappel utilisant un déterminant antigénique éprouvé ou un changement d’antigène) après un délai minimal de six mois entre chaque procédure.
Bénéfices attendus
MODIFICATION: Les lamas produisent 2 types d'anticorps : les anticorps à chaînes lourdes et les anticorps conventionnels. Les anticorps conventionnels sont très similaires aux anticorps humains. Ceci est très important car les anticorps seront utilisés comme médicament chez des patients. Plus les anticorps ressemblent à l'humain, moins il y a de réactions contre ces anticorps et donc moins d’effets secondaires indésirables apparaissent. Les anticorps à chaîne lourde ne se trouvent que dans les camélidés (lamas, alpagas) et possèdent des propriétés uniques. Ils sont particulièrement petits, ce qui leur permet de pénétrer des tissus autrement impénétrables (barrière sang/cerveau) et de plus elles résistent à des environnements hautement acides ou des températures élevées. Leurs qualités se sont avérées très utiles pour diverses applications biotechnologiques. A terme, cela conduira à la mise au point de médicaments contre de nombreuses maladies graves, telles que des cancers et les maladies auto-immunes. Chaque immunisation a pour but d’augmenter la réponse immunitaire et d’accroitre l’affinité des anticorps générés par le lama pour obtenir une grande variété de candidats anticorps à portée thérapeutique. Plus le nombre de candidats est élevé, plus la chance d’avoir un anticorps efficace en clinique dans une maladie donnée est élevée. MODIFICATION : Les immunisations supplémentaires (au maximum 3) accroissent la probabilité d’obtenir des anticorps de plus forte affinité et/ou à réactivité croisée vers des gènes communs à différents espèces et réagissant spécifiquement entre eux. Ceci permet des programmes non cliniques plus efficaces tout en épargnant des espèces supérieures. Les comparaisons intra-individuelles réduisent la variabilité et diminuent le nombre d’animaux requis.
Procédures
MODIFICATION - Au jour 0, un prélèvement de sang non-encore immunisé est prélevé du lama (durée du geste 1 à 2 minutes), après quoi l'animal reçoit immédiatement la ou les injections d’immunisation qui prennent quelques secondes. La quantité totale injectée ne dépassera pas les 4ml. L'injection du cocktail d'antigènes et de l'adjuvant est effectuée 1x/semaine ou à des intervalles de temps plus longs (2 semaines, ou jusqu’à 4 semaines dans de rares projets pour lesquels le nombre d’injections sera alors réduit à 3), répétée généralement 6 fois, rarement jusqu’à un maximum de 8 épisodes d’injections. Un prélèvement sanguin unique (1 à 2 minutes) ou à intervalles réguliers (2-4 semaines) pendant les séquences de « vaccination » pourra permettre d’évaluer la réponse immunitaire avant la fin de la procédure. Dans un délai de 4 à 14 jours après la dernière injection d'antigène, un prélèvement de sang sera réalisé en bas du cou. La prise de sang finale dure 5 à 10 minutes pendant lesquelles l'animal sera immobilisé dans un couloir de contention à l'aide d'un licol et de sangles sous-ventrières. Tous les gestes sont réalisés sur animal vigile. MODIFICATION - Les lamas ayant produit les meilleures réactions à la première immunisation pourront être utilisés pour 1 à 3 campagnes supplémentaires maximum (après un délai de repos d’au moins six mois entre chacune d'elles), suivant un protocole similaire à la première immunisation (prélèvements décrits ci-dessus). Ceci pour créer premièrement des réactions croisées améliorant les anticorps identifiés pendant la première campagne, en se concentrant sur les parties de la protéine qui importent le plus, afin d’augmenter leur efficacité. Le deuxième but est de trouver des anticorps capables de réagir avec différentes espèces afin de développer des traitements tout en réduisant l’utilisation d’espèces supérieures, conformément au principe du bien-être animal.
Impact sur les animaux
L’utilisation d'un adjuvant lors des immunisations peut provoquer une réponse inflammatoire locale classique, accompagnée d'un gonflement. Comme pour toute vaccination, un épisode de fièvre peut survenir accompagnant cette inflammation. Les injections peuvent provoquer des douleurs aiguës transitoires (selon le produit injecté), ainsi qu’un inconfort dû à la contention légère nécessaire à la réalisation des gestes, un bras autour du cou pour quelques secondes. Même s’il peut y avoir un risque théorique de choc anaphylactique par l’utilisation d’un cocktail antigénique, il est finalement quasi nul, car les antigènes utilisés (protéines ou séquences ADN humaines) n'ont rien en commun avec le lama. Les prises de sang finales nécessitent une immobilisation plus longue, source d’un inconfort, voire d’un stress de 10 à 15 minutes, d’intensité et de durée variable selon les individus.
Devenir
Les femelles resteront en grande partie à l'élevage en tant que reproductrices, les mâles et les autres femelles seront placés chez des détenteurs qualifiés. Ceci après inspection par notre vétérinaire sanitaire en vue de leur état de santé et de leur socialisation.
Remplacement
Il est indispensable, du moins pour le moment, d’obtenir les anticorps polyclonaux en utilisant le système immunitaire d’animaux (in vivo). En effet, les techniques pour produire des anticorps à partir de librairies d’anticorps synthétisées (in vitro) ne sont pas encore au point et leur utilité est limitée à un nombre de domaines restreint (certains experts estiment qu’il faudrait au moins encore une dizaine d’années de recherches pour améliorer leurs capacités même dans ceux-ci). Elles génèrent des anticorps de moins bonne qualité car nous sommes encore loin de la complexité et de l’efficacité des anticorps obtenus via le système immunitaire des mammifères (ou même des humains dans le cas du covid), qui a évolué sur des millions d’années. De produire des anticorps à l’aide d’animaux fait usage d’une série de processus naturels améliorant, entre autres, leur capacité de se lier aux molécules de la maladie. Ceci car l’organisme animal est capable de sélectionner l’anticorps le mieux à même de se lier à une cible spécifique parmi mille milliards d’anticorps à l’aide un processus hautement complex, impossible à réaliser in vitro. Ce processus est déclenché par le démarrage de la réponse immunitaire de l’animal. La plus efficace des techniques in vitro arrive à gérer dix milliards. Étant donné que les anticorps des camélidés sont structurellement très proches des anticorps humains, il n'y aura que des modifications minimes qui seront nécessaires pour convertir les anticorps de lamas en anticorps pleinement tolérés par le système immunitaire humain. Ces qualités rendent les petits camélidés uniques. Les anticorps polyclonaux obtenus par immunisations de lamas sont la base pour les anticorps thérapeutiques sélectionnés (monoclonaux) qui seront séquencés et produits en masse en laboratoire (in vitro) sans utilisation d'animaux. Les anticorps prennent une place de plus en plus importante dans la recherche et les thérapeutiques humaines et vétérinaires, voir même agricoles. Nous avons donc besoin d’anticorps de la plus haute qualité. Naturellement les conditions dans lesquelles ces immunisations sont réalisés doivent obligatoirement se faire sous les meilleures conditions, afin d’éviter toutes souffrances inutiles aux animaux.
Réduction
MODIFICATION: En utilisant des cocktails de différents antigènes cibles, sous forme de protéine purifiée par exemple, le nombre d'animaux dans les essais est fortement réduit, tout en préservant le rendement expérimental. Nous visons une compatibilité suffisante des différentes protéines pour maximiser le nombre de cibles dans le cocktail. En outre le système immunitaire exceptionnellement robuste des lamas réagit en créant une palette très riche d’anticorps lors de chaque stimulation spécifique. Pour chaque expérience d’immunisation ciblée, 2 à 4 animaux maximum seront utilisés, car un individu seul pourrait produire des réactions atypiques ou non-concluantes. Le nombre d'animaux est basé sur les résultats des expériences précédentes. Des lamas non consanguins sont utilisés; donc des lamas qui sont génétiquement éloignés les uns des autres, ce qui rend leurs systèmes immunitaires plus efficaces. MODIFICATION : L’utilisation continue d’animaux présentant une forte réponse immunitaire réduit la nécessité de constituer de nouveaux groupes d'animaux naïfs pour des objectifs similaires, diminuant ainsi le nombre total d’animaux utilisés.
Raffinement
MODIFICATION: Toutes nos installations sont conçues pour permettre aux lamas de vivre de sorte que soient respectés le mieux possible leurs besoins physiologiques et comportementaux. Les animaux sont logés en groupes sociaux stables, formés d’individus compatibles. Nous élevons des animaux de pâturage et les hébergeons sur nos 30 hectares de prairies permanentes et de bois. Dans le cours des soins de routine, nos lamas sont régulièrement manipulés. Traitements vermifuges par injections sous-cutanées et par solutions administrées oralement, tous les trois mois (Moxidectine, Praziquantel, Fenbendazol). Prises de sang pour les analyses de santé, tonte, coupe des ongles etc. La tonte annuelle étant l’intervention la plus stressante dans ce cadre, mais entièrement réalisée pour le confort des lamas, nous ne commercialisons pas la laine. Ces interventions ont comme effet collatéral d’habituer les animaux aux interventions humaines, ce qui nous permet de limiter le stress ou l’inconfort liés aux gestes d’injection ou de prélèvements sanguins répétés. Comme nos lamas sont destinés à une utilisation en tant qu’animaux de loisirs et de bât, voir de médiation animale, ils suivent également un entrainement à la longe. Nous sélectionnons nos lignées depuis plus de 30 ans selon des critères d’anatomie, de laine, de couleur, mais avant tout de caractère. Même dans ces conditions il y a toujours des individus plus sensibles que d’autres, qui auront droit à des séances d’éducation complémentaires. Nos interventions durant les procédures expérimentales prévues ne dépassent pas le cadre de ce qu’ils sont habitués à subir pour leurs soins courants et sont réalisés sur des animaux vigiles. L’impact léger de ces procédures ne donne pas lieu à prévoir des points limites, ni de traitements antalgiques. Naturellement les animaux peuvent avoir un problème de santé sans relation avec la procédure durant celle-ci, en quel cas la vétérinaire les traitera selon leurs symptômes et décidera, en consultation avec le donneur d’ordre, s’ils doivent être retirés de la procédure. Les gestes réalisés sont de nature à ne provoquer qu’un inconfort voire du stress sur les animaux les plus sensibles au contact, malgré les séances d’habituation lors des soins quotidiens. MODIFICATION : Un intervalle minimal de six mois entre deux nouvelles campagnes d’immunisation est systématiquement respecté.
Choix des espèces
Les lamas produisent 2 types d'anticorps : les anticorps à chaînes lourdes et les anticorps conventionnels. Les anticorps conventionnels sont très similaires aux anticorps humains. Ceci est très important car les anticorps seront utilisés comme médicament chez les patients. Plus les anticorps ressemblent à l'humain, moins il y a de réactions contre ces anticorps et donc moins d’effets secondaires indésirables apparaissent. Les anticorps à chaîne lourde ne se trouvent que dans les camélidés (lamas, alpagas) et possèdent des propriétés uniques telles que leur taille et leur stabilité. Leur spécificité et leur sélectivité se sont avérés très utiles pour diverses applications biotechnologiques. A terme, cela conduira à la mise au point de médicaments contre diverses maladies graves, telles que des cancers et les maladies auto-immunes. Les lamas âgés de plus de 9 mois, mâles ou femelles, sont utilisés parce qu'ils ont un système immunitaire mature et que leur poids permet des prélèvements de sang adaptés à leur volume sanguin. Les lamas âgés de plus de 9 mois, mâles ou femelles, sont utilisés parce qu'ils ont un système immunitaire mature et que leur poids permet des prélèvements de sang adaptés à leur volume sanguin, c’est à dire 250ml pour les lamas de moins de 100kg et entre 250 et 400ml pour les individus plus lourds. Nos clients potentiels nous indiquent que 250ml pourraient désormais être la norme et que le maximum de 400ml sera normalement abandonné, ce qui constituerait un raffinement de la procédure.
Elevage d’un modèle de souris reproduisant la Myopathie de Duchenne
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système musculosquelettique
Ces souris développent une dystrophie musculaire qui leur coûte jusqu'à 50 % de leur poids et réduit leurs déplacements, sans qu'aucune procédure leur soit appliquée. 900 souris vont être élevées ainsi, toutes tuées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Le porteur indique qu'aucune intervention n'est prévue et que la pathologie se développe seule, les animaux étant utilisés entre 8 et 12 semaines, au pic de l'atteinte musculaire. Leurs muscles sont prélevés puis exploités pour plusieurs expériences, jusqu'à "épuisement de la ressource".
Objectifs
Ce projet concerne l'élevage d'un modèle de souris qui développent une maladie musculaire qui mime la myopathie de Duchenne au bout de quelques semaines. Le modèle de souris présente un muscle malade sans que des signes cliniques soient observables à la période étudiée.
Bénéfices attendus
L'utilisation des muscles de ces souris permet l'étude des mécanismes impliqués dans la myopathie de Duchenne
Procédures
Aucune intervention n'est prévue, la pathologie se développe naturellement.
Impact sur les animaux
Les souris développent une maladie qui mime une dystrophie musculaire et comportent des signes physiques qui les différencient d'une souris saine. Leur poids est jusqu'à 50% plus faible mais possèdent un développement normal. Elles se déplacent normalement, mais moins que des souris sauvages. Les signes de dystrophie musculaire atteignent un niveau maximal entre 8 et 16 semaines et s'améliorent à partir du 8e mois. Les souris sont utilisées entre 8 et 12 semaines lorsque la maladie atteint une sévérité élevée dans la muscle. Les conditions d'élevage sont en accord avec les dernières recommandations de février 2025 concernant l'élevage de souris comportant des pathologies musculaires.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort afin de prélever et analyser les muscles.
Remplacement
La compréhension des évènements cellulaires et moléculaire liés à la progression de la myopathie de Duchenne nécessite des analyses ex vivo à partir d'animaux affectés par la pathologie. En effet, la pathologie n'est actuellement pas modélisable in vitro car elle engage de nombreux types celulaires qui communiquent ensemble. Néanmoins, autant que faire se peut, le laboratoire utilise des cellules d'origine humaine, mais qui sont très rares et dont la quantité est limitée.
Réduction
Les souris sont uniquement utilisées pour prélèvements de tissus. Les prélèvements sont utilisés pour de multiples expériences jusqu'à épuisement de la ressource. La pathologie humaine touche les hommes et les analyses sont réalisées à partir des tissus provenant d'individus mâles. Cependant, toutes les mises au point expérimentales sont réalisées à partir de tissus prélevés chez les femelles
Raffinement
Les souris montrent un phénotype dommageable à partir de 12 mois et seront mises à mort à 6 mois au plus tard. Les animaux présentent un poids inférieur que les souris normales ou mdx et sont sujettes au stress. Il y aura un enrichissement de leur environnement pour limiter le stress, ainsi que des conditions de contentions spécifiques les premières semaines.
Choix des espèces
La souris est un modèle de choix car la structure du muscle est très similaire à celle observée chez l'homme. Les animaux seront utilisés entre 8 et 12 semaines, au pic de la pathologie musculaire observée au niveau du tissu musculaire.
Etudes d’efficacité des immunomodulateurs dans la réadministration du vecteur AAV chez la souris sauvage C57BL/6
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
- Système musculosquelettique
Des prélèvements sanguins tous les deux jours pendant une semaine, jusqu'à trois injections intraveineuses dont deux à trente minutes d'intervalle sur deux sites distincts : 197 souris vont être utilisées, toutes tuées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Quatre molécules capables de dégrader les anticorps circulants sont testées à trois doses chacune, pour rendre possible une seconde administration de vecteurs AAV chez des personnes déjà immunisées. Le porteur situe le bénéfice au stade de la preuve de principe, qui "ouvrira la porte" à d'autres études avant tout passage en clinique. Il justifie le choix de la souris C57BL/6 par la disponibilité de données précliniques et par une petite taille qui limite les volumes biologiques requis.
Objectifs
Les vecteurs adéno‑associés (AAV) sont des virus naturellement inoffensifs que l’on vide de leur contenu pour en faire de petits transporteurs capables d’apporter un gène thérapeutique. Ils permettent ainsi de traiter certaines maladies génétiques dépourvues de traitement curatif, grâce aux avancées de la thérapie génique. Cependant, comme ces virus circulent largement dans la population, beaucoup de personnes ont déjà été exposées et possèdent des anticorps capables de les reconnaître et de les neutraliser. Le système immunitaire garde en mémoire ces anticorps : en cas de nouvelle exposition, il réagit rapidement et massivement. Cette protection naturelle peut devenir un obstacle pour la thérapie génique, car les anticorps anti‑AAV peuvent empêcher le traitement d’agir. Certaines personnes ne peuvent donc pas recevoir un traitement par AAV, et celles qui en ont déjà reçu un développent ensuite des anticorps rendant une seconde administration difficile. Ce projet vise à développer de nouvelles approches pour contourner cette limite. Il repose sur l’utilisation de molécules capables de réduire temporairement la quantité d’anticorps circulants, y compris ceux dirigés contre les AAV. Contrairement aux immunosuppresseurs classiques, qui affaiblissent globalement le système immunitaire, ces molécules agissent de façon plus ciblée, plus rapide et pour une durée limitée, ce qui réduit le risque d’effets secondaires. Quatre molécules ayant déjà montré leur efficacité sur des cellules en laboratoire seront testées chez la souris, chacune à trois doses différentes. L’objectif est d’identifier la dose la plus efficace pour diminuer les anticorps dans le sang et déterminer la durée de cet effet. À cette dose, on vérifiera ensuite si chaque molécule permet l’administration d’un vecteur AAV même en présence d’anticorps préexistants. Enfin, la molécule la plus prometteuse sera évaluée dans un protocole simulant une réadministration, étape essentielle pour permettre des traitements durables en thérapie génique.
Bénéfices attendus
Les bénéfices attendus de ce projet sont de définir un immunomodulateur efficace à dégrader les immunoglobulines in vivo et de faire la preuve de principe qu’il est possible en l’utilisant de réaliser un transfert de gène médié par l’AAV efficace voire de réaliser une réadministration AAV. Ces démonstrations ouvriront la porte à d’autres études visant à amener cette stratégie en clinique.
Procédures
Dans ce projet, les traitements, qu’il s’agisse des AAV, des immunoglobulines ou des immunomodulateurs seront administrés soit sur animal anesthésié, en moins de 3 min., soit sur animal vigile, en moins de 2 min. Sur une durée expérimentale de 21 à 49 jours, les animaux recevront au cours des protocoles au maximum 3 injections par voie intraveineuses espacées de 24h à plusieurs jours. Cependant, une seule fois, deux injections seront réalisées à trente minutes d’intervalles à deux sites bien distincts. Des prélèvements sanguins sont effectués régulièrement pour le suivi biologique à raison d’une fois par semaine, sauf après l’injection des composés immunomodulateurs, où la fréquence passera à tous les deux jours pendant 7 jours. Ils seront réalisés sur animal vigile (très courte durée
Impact sur les animaux
Les nuisances (douleur et stress) attendues sur les animaux sont estimées de degré de gravité de légère à modérée. Elles sont liées à la nature des différents actes réalisés. Les actes qui seraient susceptibles d’entrainer des douleurs seront réalisées sous anesthésie gazeuse (classe légère). Une des nuisances est liée à la douleur de l’injection lors de l’administration des molécules ou lors des prélèvements sanguins (classe légère). Une nuisance liée à l’acte d’anesthésie est que celle-ci peut entrainer une sécheresse oculaire (classe légère). Une seule fois dans l’étude, deux injections sont à réaliser dans une fenêtre de 30 minutes et sont donc faites à deux sites distincts, l’une sur animal vigile et l’autre avec anesthésie (classe modérée). Dans une partie de l’étude, des prélèvements sanguins seront réalisés une fois tous les 2 jours sur une courte période de 7 jours (classe modérée).
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin des procédures afin de réaliser le prélèvement des organes et des muscles pour l’analyse des tissus et des niveaux de produits thérapeutiques reçus afin de vérifier l’efficacité thérapeutique et l’absence de toxicité.
Remplacement
Avant d’envisager un traitement chez l’animal, nous réalisons d’abord des tests en laboratoire sur des cellules (tests dits in vitro). Cela nous permet d’éliminer les approches qui ne sont pas efficaces et de mieux comprendre comment certains composés agissent. Ces premières études ont déjà montré que certains immunomodulateurs peuvent réduire les anticorps qui empêchent les vecteurs AAV d’agir correctement, et ainsi améliorer leur efficacité sur les cellules. Toutefois, les expériences sur cellules ne permettent pas de reproduire toute la complexité du fonctionnement du système immunitaire dans un organisme vivant. C’est pourquoi nous avons besoin d’un modèle animal, en l’occurrence la souris, dont le système immunitaire présente des similarités importantes avec celui des autres mammifères. Ce modèle nous aidera à vérifier si les traitements sont bien tolérés et efficaces dans un organisme complet, avant d’envisager des applications chez l’humain.
Réduction
Ce projet a été conçu pour limiter au strict minimum le recours aux animaux, en ne réalisant que les expériences jugées indispensables pour répondre aux objectifs scientifiques. La sélection méticuleuse sur des cellules (in vitro) des immunomodulateurs les plus pertinents permet de réduire au mieux le nombre d’animaux nécessaires aux approches expérimentales. Un test statistique a été utilisé pour déterminer le nombre de souris par groupe, afin de garantir des résultats fiables, tout en évitant l’usage excessif d’animaux. Les mêmes souris témoins seront utilisées dans plusieurs expériences, en tant que groupes contrôles pour différentes conditions expérimentales.
Raffinement
Les interventions potentiellement douloureuses ou stressantes seront réalisées sous anesthésie appropriée, précédée d’un traitement analgésique si nécessaire. Les prélèvements de sang seront effectués avec une méthode rapide (moins de 2 minutes) et bien tolérée, avec un faible volume et une alternance des deux côtés pour limiter les effets locaux. Nous appliquons les points limites établis préalablement grâce à l’utilisation d’une grille d’évaluation de la souffrance pour lesquels des mesures sont mises en œuvre. Nous utilisons les procédures d’euthanasie appropriées. Des mesures pour augmenter le confort des animaux sont également appliquées, telles que l’utilisation d’une plaque thermostatée pour maintenir une température corporelle stable lors de la phase de réveil et l’application de gel oculaire pour éviter le dessèchement des tissus lors des anesthésies. Nous appliquons les points limites établis préalablement grâce à l’utilisation d’une grille d’évaluation de la souffrance pour lesquels des mesures sont mises en œuvre. Une attention particulière est également portée au risque d'infection, notamment durant les phases de vulnérabilité immunitaire induites par certains traitements, avec des mesures barrières renforcées pour limiter toute exposition.
Choix des espèces
Le modèle murin a été choisi pour sa pertinence scientifique, sa compatibilité avec les vecteurs AAV et la disponibilité de données précliniques robustes. Cette souche présente une réponse immunitaire bien caractérisée et répertoriée dans de nombreuses publications, permettant une évaluation précise des effets des immunomodulateurs sur la neutralisation des vecteurs viraux. Elle est largement utilisée dans les études de thérapie génique, notamment pour la validation de stratégies de transduction et de réadministration d’AAV, facilitant ainsi la comparaison avec les données existantes. Sa petite taille permet de limiter les volumes biologiques requis tout en assurant une puissance statistique suffisante avec un nombre réduit d’animaux. L’utilisation de ce modèle s’inscrit pleinement dans le respect des principes des 3R, en particulier la réduction, grâce à l’optimisation des conditions expérimentales et à l’exploitation des résultats obtenu. Les souris de génotype sauvage sont réceptionnées au stade jeune adulte, pour une période d’acclimatation avant leur utilisation expérimentale entre 4 à 12 semaines d’âge. À ce stade, le système immunitaire est mature. De plus, leur condition physique est optimale pour les études de thérapie génique, notamment celles ciblant le tissu musculaire, car l’efficacité du transfert de gène rapporteur et son expression sont significativement plus élevées chez les jeunes adultes comparé aux animaux plus âgés. Ce choix d’âge garantit ainsi la robustesse des résultats.
Modèle de neuropathie induite par un anticancéreux : évaluation des atteintes nerveuses, rénales et musculaire
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
Développer un modèle vendable de neuropathie, d'atteinte rénale et de fonte musculaire liées aux anticancéreux, telle est la finalité annoncée pour 900 rats, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent l'anticancéreux de façon chronique, subissent des mesures de sensibilité mécanique de trente minutes, jusqu'à huit prélèvements sanguins et vingt heures en cage métabolique individuelle sans litière. Le porteur décrit une perte de poids musculaire importante, une perte d'appétit, une hypersensibilité à la douleur et une baisse de production d'urine, et signale que les traitements répétés génèrent un stress chronique. L'établissement présente ce modèle comme une ouverture de son "catalogue" d'études précliniques à un domaine où les organes atteints constituent son expertise.
Objectifs
Certaines thérapies anti-cancéreuses ont des effets néfastes sur la fonction rénale, les fibres nerveuses et/ou le poids et la masse musculaire. De nombreuses stratégies thérapeutiques sont en cours d’étude pour limiter ces effets secondaires irréversibles. Pour pouvoir tester ces stratégies, il nous faut mettre en place des modèles animaux adaptés tels qu’un modèle de rats traités chroniquement avec un composé anti-cancéreux pour induire la neuropathie (atteinte nerveuse), la néphropathie (atteinte rénale) et la cachexie (atteinte musculaire) associé aux traitements anti-cancéreux.
Bénéfices attendus
En proposant un modèle de rat d’étude préclinique de neuropathie, de néphropathie, de cachexie associées à l’utilisation d’anti-cancéreux, nous ouvrons notre catalogue à un nouveau modèle d’étude préclinique dont les organes atteints constituent notre expertise et nous permettra l’étude de nouvelles molécules. Également par la mise en place de ce modèle, nous permettrons d’éclaircir les mécanismes mis en place pour le développement de ces atteintes et nous permettrons ainsi un gain de connaissance.
Procédures
Les rats recevront des administrations de divers composés (anticancéreux et composés à tester), les administrations se font sur animal vigile (environ 30 secondes) ou sur animal anesthésié (environ 2 minutes). La composition corporelle est réalisée sur animal vigile et dure environ deux minutes et est indolore et peu stressante. La sensibilité mécanique est réalisée sur animal vigile et dure environ 30 minutes où l'animal est dans une petite cage et un stimulus mécanique est appliqué maximum 5 fois 10 secondes à intervalle de 5 minutes. La force musculaire est réalisée sur animal vigile, cette mesure dure envrion 5 minutes (3 mesures de quelques secondes espacées de 30 secondes). Pour mesurer le débit de filtration du rein, l'animal est anesthésié pendant 5 minutes pour placer le moniteur sur dos et injecter le composé fluorescent puis il est réveillé et maintenu en cage individuelle pendant 2h de mesure. Le moniteur est ensuite retiré et l'animal est remis dans sa cage d'origine. Toutes ces mesures seront réalisées 2 fois durant la période de traitement. En fin de période de traitement, nous récolterons l'urine sur une durée de 20h, l'animal sera donc mis en cage individuelle à métabolisme. Des prélèvements de sang auront lieu jusqu'à 2 fois par semaine (soit 8 prélèvements maximum) , sur animal anesthésié (2 minutes) ou vigile (30 secondes).
Impact sur les animaux
1 – l’intoxication avec l'anticancéreux : les animaux vont être atteints d’effets secondaires altérant leur bien-être tels qu’une perte de poids notamment musculaire importante, une perte d’appétit, une neuropathie se traduisant par une hypersensibilité au stimuli mécanique, une atteinte rénale altérant leur production d’urine et leur prise hydrique 2 - Les mesures réalisées : L’analyse de la sensibilité mécanique au niveau de la voûte plantaire et la mesure de la force musculaire peut induire un inconfort ou possiblement une douleur. La mesure de débit de filtration du rein nécessitant une anesthésie entraine des conséquences sur la prise alimentaire et hydrique les heures suivant le réveil ou la survie si l’animal ne répond pas bien à l’anesthésie. Enfin, la cage métabolique, où l’animal est isolé et dans une cage sans litière peut induire un stress et modifier le comportement de l’animal. La mesure de la composition corporelle consiste à restreindre l’animal pendant quelques minutes dans un tube à contention limitant ses mouvements 3 – Les traitements réalisés à répétition génèrent un stress chronique. Après chaque geste technique, l’état de l’animal sera surveillé : apathie, prostration, agressivité, etc.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort pour pouvoir prélever et analyser les organes cibles.
Remplacement
Les effets secondaires à l’utilisation d’anticancéreux touchent de nombreux organes (neurones, reins, muscles). Nous pouvons reproduire certains effets in vitro en mettant en culture des neurones et en les mettant en contact avec l'anticancéreux. Les atteintes au niveau du rein peuvent être étudiées à partir de culture de cellules rénales in vitro mais le modèle est discutable car il ne mime par réellement l’organisation cellulaire du rein. Ces deux possibilités sont actuellement étudiées mais ne répondront pas totalement au besoin puisque les effets secondaires des anticancéreux sont multiorganiques et nécessitent l’utilisation d’un animal vivant dans son entier.
Réduction
Toutes les procédures nécessaires à la caractérisation des effets secondaires aux anticancéreux ou leurs résolutions, le cas échéant, seront réalisées sur le même animal afin de réduire le nombre d'animaux inclut dans l'étude.
Raffinement
Une double litière sera déposée en fond de cage en cas de polyurie pour éponger l'urine produite au maximum et garantir le confort de l'animal. Dès la première injection de l'anticancéreux, le bien-être de l’animal sera suivi quotidiennement (mesure du poids 3 fois semaines) par les zootechniciens et la SBEA (Structure du Bien Etre Animal). Jusqu'en fin d'étude, des changements significatifs dans le comportement des rats peuvent être annonciateurs de douleur : une démarche altérée ou une posture recroquevillée ou une déshydratation/perte d’appétit ou les yeux mi-clos ou une absence de selles ou une diarrhée, ou une absence de comportement de toilettage ou à l’inverse un léchage excessif ou une sécrétion de porphyrine au niveau du nez et des yeux, entraineront un examen clinique poussé. Si l’état clinique de l’animal venait à se dégrader et atteindre les points limites fixés, ce dernier sera mis à mort. En cas de déshydratation, une injection sous cutanée de solution de réhydratation est envisagée sur 2 à 3 jours maximum au-delà, l’animal sera mis à mort. En cas d’hypothermie, l’animal peut être placé en armoire chauffante pendant maximum 2-3 jours. Les prélèvements de sang effectué en cours et en fin d’étude se feront en respectant les volumes préconisés par les règles éthiques et avec une couverture anesthésique et analgésique adaptée. Une phase d'habituation sera réalisée pour la mise en cage a métabolisme et la mesure de sensibilité mécanique (sans stimulation) pour limiter le stress de l'animal. Parce qu’elle est stressante et peut induire une perte de poids, la procédure impliquant l’utilisation de cage métabolique se fait la veille de la mise à mort. Pour limiter le stress, les cages étant transparentes et les unes à côté des autres, les rats peuvent voir leur congénère à proximité. Mais pour laisser la possibilité au rat de se cacher, un papier occultant à moitié la vue sera positionné sur les cages. Enfin, en cas d'apparition de plaies en cours d’étude, des soins seront réalisés.
Choix des espèces
Le rat est une espèce répondant correctement à l'anticancéreux. Les rats seront commandés à l’âge adulte.