Organes sensoriels

208 rats des sables, un rongeur diurne dont la rétine ressemble à celle de l'humain, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués pour analyse de la rétine. L'injection se fait sous la rétine d'animaux âgés de dix à vingt jours, encore avec leur mère, pour inactiver dans un œil le gène responsable de la maladie de Stargardt, l'autre œil servant de témoin. Chaque animal subit ensuite trois électrorétinogrammes, trois tomographies et trois examens du fond de l'œil, tous sous anesthésie, ainsi qu'un transport entre deux établissements. Le porteur qualifie ces examens de non invasifs et affirme que l'injection sous-rétinienne chez le nouveau-né n'engendre "en général, aucune lésion", tout en indiquant qu'une inflammation de l'œil n'est pas à exclure et que les animaux montrant une douleur manifeste sont tués immédiatement.

Objectifs

La maladie de Stargardt est une maladie qui affecte l’œil, et constitue la forme de dégénérescence maculaire héréditaire la plus fréquente chez l’Homme. Elle touche souvent des personnes jeunes et provoque un handicap visuel lourd dû à la perte de la partie centrale de la rétine, nommément la macula qui est riche en cônes. Les mécanismes pathogènes ont été largement analysés dans une souche de souris modifiée qui n‘exprime pas le gène responsable. Néanmoins, ces souris ne présentent pas les déficits observés chez les patients. Contrairement aux rongeurs nocturnes (rat et souris), le rongeur diurne appelé Rat des Sables (Psammomys obesus) présente des caractéristiques uniques pour modéliser cette maladie, car nous avons montré que sa rétine riche en cônes ressemble fortement à celle de l’homme. L’objectif du projet qui est un projet multisite qui se déroule dans deux établissements utilisateurs est de développer un nouveau modèle animal dans lequel le gène responsable sera invalidé spécifiquement dans la rétine. Les conséquences de la mutation induite seront étudiées par des méthodes non-invasives permettant de suivre la dégénérescence lente de la rétine grâce à l’évaluation longitudinale de la fonction de la rétine et à l'obtention d'images de l’œil. Des analyses cellulaires et moléculaires viendront compléter l’étude. Ainsi, ce modèle permettra d’éclaircir les mécanismes impliqués dans l’apparition de la maladie de Stargardt. Si le modèle récapitule les caractéristiques principales de la maladie il sera utilisé dans une deuxième phase pour tester une thérapie génique, potentiellement capable de contrecarrer la dégénérescence et maintenir la fonction des photorécepteurs.

Bénéfices attendus

L’utilisation du modèle rongeur Psammomys obesus, dont la rétine est riche en cônes comme chez l’homme, va permettre d’étudier les mécanismes de la maladie de Stargardt et de tester une potentielle thérapie génique. Il est évident que si des effets bénéfiques suite à l’administration de la thérapie géniques ont constatés, cela ouvre des perspectives importantes pour les patients atteints de la maladie de Stargardt, qui est actuellement sans traitement.

Procédures

Les procédures décrites dans ce projet comprennent une injection sous-rétinienne (EU1/2) réalisée sur animal anesthésié ainsi que des analyses structurales et fonctionnelles de la vision réalisées avec des méthodes non invasives, également sur animal anesthésié. Il s'agit de l'électrorétinogramme (EU1/2), de la tomographie par cohérence optique (EU2/2) et du fond d'oeil (EU2/2). Ces 3 analyses seront réalisées chacune à 3 reprises.

Impact sur les animaux

L’injection sous-rétinienne chez les nouveaux nés de Psammomys obesus, n’engendre, en général, aucune lésion ni altération de la fonction visuelle. L’ERG et l’imagerie sont des méthodes non invasives, ne provoquant pas de souffrance particulière mais une inflammation de l’oeil n’est pas à exclure suite à l’ERG, même si son occurrence est minimisée à travers l’utilisation de gel ophtalmique. Le transport entre les deux EU pourra induire un stress aigu transitoire chez les animaux.

Devenir

Tous les animaux sont mis à mort pour analyses ultérieures moléculaires et cellulaires de la rétine.

Remplacement

A ce jour aucun modèle in vitro ne permet de recréer la complexité du système visuel dans son intégralité, c’est-à-dire depuis la détection de la lumière jusqu’aux réponses fonctionnelles (ce qui nous concerne ici). Toutefois, la technique de modification du gène responsable de la maladie de Stargardt a été validée par analyse génomique et par nos observations expérimentales précédentes.

Réduction

Pour la majorité des expériences chaque animal est son propre contrôle. A savoir un œil est injecté avec une construction contrôle et l’autre avec une construction qui permet d'obtenir l’inactivation du gène impliqué dans la maladie de Stargardt. Le nombre d'animaux a été évalué au maximum en prenant en compte le risque potentiellement engendré par l’injection, ainsi que la variabilité interindividuelle pour aboutir à des résultats significatifs lors de la comparaison entre l’œil contrôle et l’œil traité. Il s'agit également d'une étude où le même animal est suivi à plusieurs temps après injection (étude longitudinale) ce qui contribue à réduire le nombre d'animaux utilisés. Dans cet avenant le nombre total d’animaux de la procédure 1 a été réduit car les données obtenues ont permis de déterminer que la dégénérescence débute précocement et que les temps de mise à mort tardifs initialement prévus ne sont pas nécessaires.

Raffinement

Les animaux au stade de développement P10-20 sont hébergés avec leur mère et leur fratrie, afin de respecter les interactions sociales et dans un environnement enrichi (matériel de nidification et bâton à ronger), afin de stimuler leur activité motrice. Après le sevrage les animaux sont hébergés en groupes sociaux comprenant 2 à 3 individus de même sexe, afin de respecter les interactions sociales et dans un environnement enrichi (bâton à ronger, tunnel), afin de stimuler leur activité motrice. Les animaux reçoivent de l'eau et de la nourriture ad libitum, qui est adaptée selon l’état physiologique des animaux (mère allaitante, animaux sevrés, adultes). Lors de l’injection sous-rétinienne les animaux au stade de développement P10-20 sont placés sur tapis chauffant et sous anesthésie générale, à laquelle est rajoutée une anesthésie locale de l’œil. Après l’intervention, l’application d’un gel ophtalmique permet d’éviter un desséchement de la cornée. Lors de l’ERG, de l'OCT et du fond d'œil, les animaux sont placés sous anesthésie, complétée d’une analgésie locale pour l’ERG. L’application de gel ophtalmique permet ici aussi d’éviter tout desséchement de l’oeil. Un suivi quotidien est assuré par du personnel spécialisé afin de mettre en évidence d'éventuels signes précoces de mal être : deux fois par jour le jour d’une intervention (injection, FO + OCT, ERG), puis une fois par jour jusqu’à la fin de la procédure. Pendant ces surveillances, l’aspect des yeux sera minutieusement inspecté. En cas d’infection ou de douleur manifeste, les animaux seront mis à mort immédiatement selon une méthode adaptée à l’âge de l’animal. Les deux sites expérimentaux sont distants de moins de 10 km. Les animaux sont transportés entre sites expérimentaux, en présence de la personne habituée à les manipuler, dans des boites de transport pour animaux de laboratoire contenant litière et enrichissements type bâton et frisure, nourriture et eau gélifiée. Lors du précédent projet, les animaux n'ont montré aucun signe de stress à leur arrivée dans chacun des sites.

Choix des espèces

Pour cette étude nous utiliserons un modèle rongeur diurne Psammomys obesus. Par comparaison avec la souris, la rétine de Psammomys obesus est de plus grande taille et est enrichie en cellules nerveuses photosensibles (ou photorécepteurs) de type cônes (40% versus souris 3%). Ce modèle est donc parfaitement adapté pour l’injection sous rétinienne et l’étude des cônes, qui sont impliqués dans la maladie de Stargardt. Nous utiliserons des animaux aux stades postnataux P10-20 (jours après la mise bas), car ce stade correspond à la période où la maladie de Stargardt se déclare chez l’homme (entre 7 et 12 ans), et la protéine ciblée n’est encore que peu exprimée dans les photorécepteurs.

Rasées sur le dos puis exposées à un allergène, par patch répété six fois ou par solution appliquée cinq jours d'affilée sur trois cycles, 1 320 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour prélèvement d'organes. Le porteur décrit une peau qui desquame, rougit, s'épaissit et sèche, des souris qui se grattent, se lèchent et peinent à se toiletter, avec une perte de poids de 5 à 10 % la première semaine. 180 d'entre elles reçoivent en plus un traitement par gavage, et 150 une injection dans le péritoine. Il écrit néanmoins que les applications cutanées "n'engendreront pas de nuisances particulières" puisque les animaux sont anesthésiés au moment de la pose.

Objectifs

Augmenter le portefeuille des approches thérapeutiques est crucial pour répondre aux besoins cliniques et proposer des traitements personnalisés aux patients allergiques tels que les patients atteints de dermatite atopique. La dermatite atopique est l’affection cutanée inflammatoire chronique la plus courante avec une prévalence en forte croissance. Elle se caractérise par un prurit, de l’inflammation et un eczéma et une hypersensibilité à des substances environnementales inoffensives. L'étiologie de la dermatite atopique n’est pas complètement comprise, mais de nombreux facteurs (génétiques, environnementaux, immunitaires ou structurels) contribuent au développement des lésions cutanées. La dermatite atopique est caractérisée par l'infiltration de cellules immunitaires, notamment des lymphocytes T qui par leur présence contribuent à la rupture de la barrière épidermique et à l'épaississement de la peau. Il est donc important de comprendre les mécanismes moléculaires et cellulaires mis en jeu qui induisent le recrutement de ces lymphocytes T au niveau de la peau pour proposer de nouvelles stratégies thérapeutiques pour les patients. Pour ce faire, nous utilisons des modèles expérimentaux de dermatite atopique chez la souris qui miment des situations physiopathologiques des patients.

Bénéfices attendus

Ce projet propose de mieux comprendre les mécanismes moléculaires et cellulaires impliqués dans le développement de la maladie de dermatite atopique, notamment liés aux lymphocytes T. La dermatite atopique est traitée par des médicaments anti-inflammatoires topiques et systémiques sans réel effet curatif sur la maladie de type modérée à sévère. Il apparait donc essentiel de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques et de nouveaux médicaments plus spécifiques et plus efficaces. Ainsi, ce projet permettra d’identifier et de caractériser de nouvelles pistes utilisables pour développer de nouvelles approches thérapeutiques. L’enjeu socio-économique des pathologies allergiques et notamment la dermatite atopique nécessite le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour ce type de pathologies. Nous anticipons que la réalisation de ce projet pourrait donc avoir des répercussions en santé humaine sur le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour les patients atteints de dermatite atopique.

Procédures

Pour les souris où la dermatite atopique est induite sur le dos des souris (1080 souris), les animaux seront rasés et l’application de patch (pour 660 souris sur les 1080) ou une solution (pour 420 souris sur les 1080) contenant l’allergène inducteur de la dermatite sera déposé sous anesthésie générale volatile (durée intervention : 5min/animal). L’application de patch sera répétée 6 fois au total (pour 450 sur 660 souris recevant des patchs). Pour les 420 souris recevant une solution d’allergène sur le dos et les 420 souris recevant une solution d’allergène sur les oreilles, il y aura au total 3 cycles de 5 jours consécutifs d’application sous anesthésie volatile (durée intervention : 5min/animal). Pour les modèles de dermatite atopique induite après transfert adoptif de cellules (150 souris), il y aura une seule injection au niveau du péritoine (durée intervention :

Impact sur les animaux

Les protocoles de développements d’inflammations cutanées de dermatite atopique pourraient conduire à une perte de poids de 5 à 10% transitoires des animaux sur la première semaine ainsi qu’une baisse légère d’activité des animaux. Le développement de l’inflammation cutanée attendue au cours du protocole seront responsables de desquamation, de rougeurs, de sécheresse et d’épaississement de la peau. Les souris peuvent également présenter des phénomènes de grattements/léchages sur les zones traitées et être gênées pour leur toilettage. Les applications cutanées n’engendreront pas de nuisances particulières car les animaux seront anesthésiés et surveillés jusqu’à leur réveil.

Devenir

Tous les animaux intégrés dans les procédures expérimentales seront euthanasiés en fin d'étude afin de prélever les organes nécessaires aux analyses.

Remplacement

L'étude des mécanismes physiologiques reliés à l'immunité nécessite des modèles in vivo capables d’intégrer différents processus cellulaires telles que l’activation des cellules immunitaires suite à des stimulation de l’environnement, la migration cellulaire et l'infiltration dans différents tissus, notamment la peau. Il n'existe pas actuellement de méthodes alternatives à cette étude in vivo pour l'obtention de résultats scientifiques exploitables, pertinents pour la pathologie humaine. Le remplacement par substitution n’est actuellement pas envisageable, aucun modèle cellulaire in vitro ne permet de mener les études proposées, puisque ces mécanismes impliquent des micro- et macro-environnements cellulaires, incluant de nombreux types cellulaires ainsi que le système vasculaire de la peau. Cependant, ce projet est basé sur une étude de preuve de concept réalisée in vitro qui justifie cette étude in vivo. D’autre part, ce projet utilise des modèles d’invalidation de gène chez la souris. C’est pourquoi ce projet de recherche ne peut se faire qu’en utilisant la souris comme modèle d’étude afin de comprendre les mécanismes d’activation des cellules immunitaires en condition d’inflammation cutanée. Les résultats de ces travaux devraient contribuer à optimiser les traitements chez les patients.

Réduction

Dans les différentes expérimentations et pour réduire la variabilité expérimentale, la détermination sexuelle étant importante, les souris des 2 sexes seront utilisés, mais indépendamment. Nous privilégierons des lots de souris issues de mêmes portées avec le fond génétique le plus proche possible en vu de diminuer également la variabilité expérimentale. Une étude rétrospective sera effectuée à la fin de chaque expérience pour déterminer les possibilités de diminution du nombre d'animaux. D’autre part, nous optimiserons l’utilisation de chaque animal et maximiserons le nombre de données à partir d’un seul animal. Nous mettrons également en banque des données utilisables a posteriori par d’autres utilisateurs notamment des blocs de tissus, des analyses de large base de données. Les niveaux de significativités permettant la comparaison entre les échantillons seront déterminés par un modèle statistique. Nous utiliserons pour chaque procédure le nombre minimal d’individus permettant la réalisation de ce test statistique, tout en assurant la fiabilité des résultats (reproductibilité et significativité). Nous mettons en place une stratégie longitudinale de mesures répétées de l’épaississement de l’oreille permettant d’appliquer un modèle statistique au cours du temps plus puissant.

Raffinement

Les points limites ont été anticipés mais toute souris ayant atteint un point limite sera euthanasiée. Tout traitement anti-inflammatoire n’est pas compatible avec les études menées (perturbation de la réponse immunitaire et inflammatoire) cependant un traitement visant à réduire ou supprimer la douleur (par exemple, par traitement avec des analgésiques) sera proposé. Une étude rétrospective sera effectuée à la fin de chaque expérience pour déterminer les possibilités d'amélioration des procédures. Le design expérimental a été établi en vue de limiter au maximum toute gêne ou souffrance de l’animal, comme le nombre d’application cutanée. D’autre part, les conditions d’hébergement permettent l’utilisation de méthodes d’enrichissement adaptées et les animaux seront suivis visuellement quotidiennement en particulier au niveau des zones cutanées traitées et des oreilles.

Choix des espèces

La souris (Mus musculus) est un modèle adapté à la complexité de la physiologie humaine, elle a de grandes similitudes génétiques avec l’homme en particulier concernant le système immunitaire et la peau. La souris offre la possibilité de développer de nombreux modèles mimant de multiples pathologies humaines comme la dermatite atopique. Par ailleurs, cette espèce présente certains intérêts pratiques décisifs justifiant l'utilisation des souris comme modèles dans ce type de projet : faibles coûts, cycles de reproduction courts, croissance rapide, facilité de transport, facilité de manipulation et une bonne adaptabilité aux conditions expérimentales. La souris est aussi le modèle de choix pour réaliser l’invalidation de gènes spécifiques afin d’en étudier la fonction. Il est également important de souligner que nous disposons chez la souris d'outils précieux comme les anticorps qui sont indispensables pour disséquer les mécanismes cellulaires et moléculaires impliqués. Enfin, il est important de mentionner que les modèles expérimentaux proposés miment des situations physiologiques et pathologiques de l’Homme. L’ensemble de ces critères font que la souris est le modèle le mieux adapté à notre activité d’expérimentation animale. Des souris de 8 à 12 semaines seront utilisées pour réaliser les différents traitements proposés dans ces procédures expérimentales correspondant au stade optimal de développement pour étudier les réponses immunitaires en particulier dans la dermatite atopique à l’âge adulte.

Implantés d'un faisceau d'électrodes dans la cochlée au cours d'une chirurgie de 45 minutes, 24 rats Wistar sont ensuite reliés cinq heures par jour, cinq jours sur sept pendant un mois, à un émulateur d'implant cochléaire. Ils reçoivent par ailleurs de la rapamycine par voie orale ou de la chloroquine en intrapéritonéal, avec perte de poids, diarrhée, retard de cicatrisation et dysfonction hépatique parmi les effets attendus, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Tous sont tués au bout d'un mois pour l'étude des tissus de l'oreille interne, l'objet étant de comprendre la fibrose qui dégrade le fonctionnement des implants chez l'être humain. L'isolement quotidien pendant les phases de stimulation figure parmi les nuisances déclarées, et une cage à rails coulissants est présentée comme permettant à l'animal de se mouvoir "sans contraintes".

Objectifs

L'implant cochléaire est un dispositif médical permettant en cas de surdité de stimuler électriquement les fibres nerveuses du nerf auditif. Les sons sont convertis en impulsions électriques avec un processeur de son, puis transmis à la partie implantée qui délivre le courant dans la cochlée. Chez le rongeur, un implant cochléaire ne pouvant pas être implanté en raison de sa taille, il peut être émulé par un dispositif externe. Dans des études préliminaires, nous avons démontré que le produit TIPH-1 permet de réduire la fibrose après implantation cochléaire et stimulation électrique de la cochlée avec un émulateur d'implant cochléaire. Le mécanisme d'action de TIPH-1 dans la réduction de la fibrose semble être lié à une modulation de l'autophagie. Afin de confirmer cette hypothèse nous allons moduler l'autophagie in vivo par l'administration de rapamycine et de chloroquine sur un modèle d'implantation cochléaire murin (rat) développé dans le laboratoire. Le volume de la fibrose cochléaire sera évaluée 1 mois après l'implantation.

Bénéfices attendus

A l'issue de ce projet, la connaissance des mécanismes responsables de la fibrose après implantation cochléaire permettra de développer des stratégies thérapeutiques pour limiter ce phénomène chez l'Homme et pour lequel il n'existe aucun traitement efficace à l'heure actuelle. Cette fibrose dégrade le fonctionnement de l'implant cochléaire et limite leur utilisation à des personnes présentant une surdité déjà avancée, car la fibrose contribue à la perte de l'audition naturelle chez la personne implantée.

Procédures

Les animaux auront tous une intervention chirurgicale de mise en place d'implant cochléaire sous anesthésie générale (durée 45 minutes) suivie d'une prise en charge de la douleur et du risque d'infection. Les animaux implantés recevront pour la moitié d'entre eux un traitement oral par rapamycine, et pour l'autre moitié des injections intrapéritonéales de chloroquine. Suite à la chirurgie les animaux auront une stimulation électrique de l'audition par implant cochléaire 5 heures par jour, 5 jours sur 7 pendant 1 mois dans une cage adaptée pour ne pas les gêner dans leurs déplacements et autres activités.

Impact sur les animaux

Les procédures suivantes vont être réalisées: /implantation cochléaire: nuisances attendues : stress, douleurs au site opératoire, vertiges, infection du site opératoire /stimulation électrique avec l'implant cochléaire : nuisances attendues: isolement pendant la phase de stimulation (5h/j, 5 jours/7) /administration orale de rapamycine : nuisances attendues : perte de poids, diarrhée, retard de cicatrisation, réduction de l'activité motrice, sensibilité accrue aux infections / administration intrapéritonéale de choloroquine : douleur passagère au point d'injection, perte de poids, diarrhée, retard de cicatrisation, réduction de l'activité motrice, sensibilité accrue aux infections, dysfonction hépatique.

Devenir

A l'issue de la période d'un mois de stimulation électrique, les animaux seront euthanasiés pour réaliser une étude des tissus de l'oreille interne.

Remplacement

Il n'est pas possible à ce jour d'étudier in vitro le développement de la fibrose cochléaire après implantation et stimulation électrique. Il n'existe pas de modèle de remplacement pour mener à bien cette étude. Il n'existe pas de méthode d'imagerie non invasive permettant d'évaluer précisément la fibrose cochléaire. Néanmoins, les études in vivo feront suite à la validation in vitro des cibles mécanistiques et tous les efforts ont été portés sur les points concernant la réduction et le raffinement pour limiter l'usage d'animaux vivants.

Réduction

Afin de limiter au maximum le recours aux animaux vivants, nous avons procédé à l'utilisation du logiciel G power pour calculer le nombre nécessaire et suffisant d’animaux sur la base des résultats obtenus dans des expérimentations antérieures. Sur la base d'un test ANOVA , il est nécessaire d'analyser 10 animaux dans chaque groupe pour obtenir des résultats avec un risque alpha de 5% et une puissance de 95%. Sachant qu'il n'y aura que 2 groupes experimentaux il faudra donc analyser les os temporaux de 20 animaux. Dans notre expérience, la stimulation électrique prolongée 1 mois peut entraîner un descellement du connecteur de stimulation et rendre la stimulation électrique impossible. Nous avons estimé à 20% de nombre de rats supplémentaires à opérer pour anticiper ce problème. Cela porte le nombre total d'animaux à 24 au maximum. Les 4 animaux supplémentaires ne seront utilisés qu'en cas de problème technique en cours d'expérimentation.

Raffinement

Afin de pouvoir réduire le recours aux animaux vivants, les techniques utilisées dans ce projet ont été adaptées. La technique d'implantation cochléaire est utilisée en routine chez le rat dans le laboratoire. Les nuisances liées à l’implantation cochléaire seront limitées par la réalisation du geste sous anesthésie générale, suivie d’un traitement antalgique poursuivi après le geste et une antibioprophylaxie. En période post-opératoire immédiate, les animaux seront surveillés en cage individuelle jusqu'à reprise des activités normale. Les nuisances liées à la stimulation électrique sont davantage liées à la connexion de l’animal à l’émulateur qu’à la stimulation électrique elle-même. Le niveau de stimulation électrique est adapté à partir d'enregistrements électrophysiologiques réalisés à travers l'implant de sorte à ce que l'intensité des sons perçus par l'animal via l'implant soit identique à celle des sons perçus naturellement. La stimulation électrique par implant cochléaire nécessite de connecter un plot électrique à un système de câbles. Afin que ce système n'entrave pas les déplacements et l'activité des animaux, une cage spécifique a été développée pour permettre à l'animal de se mouvoir, s'alimenter et se reposer sans contraintes. Les câbles électriques sont attachés sur un système de rails coulissants au couvercle de la cage qui se déplacent avec l'animal sans tension. En dehors des périodes de stimulation électrique, les animaux seront stabulés par groupes de 2 à 3 animaux dans des cages avec enrichissement, et avec nourriture et boisson ad libitum. Les nuisances possibles liées à la chloroquine et à la rapamycine seront limitées grâce à l’antibioprophylaxie donnée pendant la chirurgie, la surveillance quotidienne des animaux avec pesée, et si besoin réhydratation et alimentation adaptée par gavage.

Choix des espèces

Le rat de souche Wistar offre le compromis le plus intéressant entre la faisabilité d’une implantation chirurgicale d’un faiseau d'électrodes dans la cochlée, et la possibilité d’utiliser les outils classiques de biologie moléculaire et cellulaire. D'autres modèles murins tels que la souris ne permettent pas de positionner le plot de connexion de manière suffisament stable pour pouvoir conserver l'animal pendant la durée de l'experience. La souche Wistar est préférée aux autres souches car 1/ les travaux antérieurs ont été effectués sur cette souche, et la comparaison ne serait pas possible en choissisant une autre souche, 2/ la plupart des kits de biologie moléculaire ont été conçus sur des séquences génomiques de cette souche. Ce modèle offre en outre la transférabilité de nos données in vitro, acquises sur macrophages de rat, vers in modèle in vivo afin de limiter le nombre d’animaux nécessaires. Des jeunes adultes (environ 250 grammes) seront utilisés. La résistance à l’anesthésie et la taille des animaux rend plus facile l’implantation des animaux, et limitera donc des pertes inutiles.

La quantité d'anticorps commandée par le client détermine le nombre de lapins engagés dans chaque expérimentation, à raison de deux lapins par immunogène. 1 050 lapins vont être utilisés sur la durée du projet, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour développer environ 500 anticorps destinés à la recherche. Chaque animal peut subir jusqu'à vingt-cinq injections intraveineuses, quinze injections intramusculaires, huit injections sous-cutanées, trois injections intradermiques d'une vingtaine de points chacune et dix prélèvements sanguins. Le porteur reconnaît l'existence de méthodes sans animaux comme le phage display, affirme qu'elles "n'apportent pas la même qualité d'anticorps", et indique tuer les lapins en fin de projet pour obtenir "le maximum de sérum".

Objectifs

Le but de chaque expérimentation est le développement et la production d’anticorps polyclonaux et/ou monoclonaux. Les anticorps seront utilisés principalement dans la recherche académique. Environ 500 nouveaux anti-corps seront développés.

Bénéfices attendus

Le but de chaque expérimentation est le développement et la production d’anticorps polyclonaux et/ou monoclonaux. Nous développons depuis plusieurs dizaines d’années des anticorps pour la recherche. Les résultats obtenu grâces aux anticorps générés par notre entreprise ont participé à l’avancée des connaissances scientifiques à travers plusieurs centaines de publications de nos partenaires. Ce projet s’inscrit dans cette continuité pour poursuivre la génération d’outils biologiques pour la recherche et le développement.

Procédures

- Prélèvements sanguins sur animaux vigiles, environ 5 min, maximum 10 prélèvements. - Injection intraveineuse sur animaux vigile, environ 1 min, maximum 25 injections. - Injection en intradermique (une vingtaine de points environs par inejction), environ 3 minutes, maximum 3 injections. - Injection en sous cutané, environ 1 minutes, maximum 8 injections. - Injection en intramusculaire, environ 1 minutes, maximum 15 injections. - Injection en intraveineuse dans la veine marginale, environ 1 min, maximum 25 injections. -

Impact sur les animaux

La contention lors des prélèvements et des injections peut causer un léger stress. Une inflammation au niveau des sites d’injections peut être observée. Il peut y avoir une légère douleur à l’injection. De par notre expérience Nous ne nous attendons pas à d’autres nuisances, mais nous resterons vigilants à tous effets imprévus

Devenir

Les animaux seront mis à mort en fin de projet afin d’obtenir le maximum de sérum et de pouvoir prélever des organes.

Remplacement

Le remplacement du modèle in-vivo ne peut être envisagé car la réponse immunitaire est un phénomène complexe impliquant la coopération entre de multiples types cellulaires, pour lequel il n’existe pas d’équivalent in-vitro. Bien que des méthodes alternatives émergent (type phage display), ces approchent n’apportent pas la même qualité d’anticorps. La qualité de la banque naïve utilisée et la méthode de screening de cette banque de phages display ne permet pas d’obtenir de anticorps d’affinité suffisante. Pour palier partiellement à ce défaut, cela nécessite d’utiliser des banques dites « immunes » qui nécessitent d’immuniser le lapin et n’apporte aucun bénéfice en termes de remplacement. De plus ces technologies de développement d’anticorps monoclonaux chez le lapin ou la souris, ne sont pas encore complètement matures. Ils nécessitent un matériel particulier et des réactifs adaptés. Les chances de succès sont limitées comme le démonter le nombre d’anticorps en clinque issue de phage display qui reste marginal. Enfin l’obtention d’anticorps polyclonaux ne peux pas être remplacée par un mélange d’anticorps monoclonaux. Cette approche des anticorps multi clonaux ne permets pas non plus d’obtenir la même efficacité.

Réduction

Le nombre de lapins utilisé pour chaque expérimentation est réduit au minimum, mais est déterminé par la quantité d’anticorps attendue par le client. Nous obtenons environ 50 à 60ml de sérum au minimum par lapin, la majorité des projets nécessite plus 100ml. En effet, l’immuno purification par chromatographie d’affinité de ces sérums requiert un volume suffisamment pour obtenir quelques milligrammes d’anticorps c’est pourquoi nous utiliserons 2 lapins par immunogènes.

Raffinement

Les animaux ont un enrichissement dans les cages sous forme de tablette et de palet dans les cages. Les animaux sont habitués au personnel pour réduire le stress. De plus les animaux sont manipulés et caressés régulièrement (2 fois par semaines). Le personnel est formé et sensibilisé à une manipulation douce des lapins pour limiter le stress au maximum. Si l’animal présente une souffrance qui ne diminue pas avec l’arrêt des injections et les soins apportés, et que les points limites sont atteints alors, l’animal sera mis à mort pour éviter des souffrances.

Choix des espèces

Le lapin est l’animal de laboratoire bien adapté au développement d’anticorps pour la recherche. Il montre en effet une très bonne réponse immunitaire humorale. Par ailleurs il permet de récolter une quantité de sérum conséquente suffisante pour les applications en recherche. Nous utilisons des jeunes adultes (lapins âgés de 12 semaines minimum) car c’est chez les jeunes adultes que la réponse immunitaire est la meilleure et par là même la génération d’anticorps.

8 600 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des cellules tumorales sous la peau et, par chirurgie, dans le colon et dans le foie, puis jusqu'à trois traitements, deux vaccins, douze injections de substrat et treize anesthésies gazeuses, avec prélèvements de sang et de fèces. Le porteur attend de ces modèles qu'ils éclairent le rôle de lymphocytes intestinaux dont il a déjà breveté l'"énorme potentiel clinique", les retombées pour les patients restant au conditionnel. Il écrit par ailleurs qu'"en général, aucun signe de souffrance des animaux n'est observé dans les jours qui suivent les implantations de tumeurs".

Objectifs

Notre projet vise à améliorer la prise en charge des patients souffrant de cancer colorectal métastatique, souvent incurable. Nous cherchons à développer de nouvelles thérapies, en particulier des immunothérapies. Pour cela, nous voulons mieux comprendre l’immunité développée dans les tumeurs primitives, situées au niveau du colon, ainsi que dans les tumeurs secondaires (les métastases), principalement situées au niveau du foie dans ce type de cancer. Nos travaux précédents, ainsi que ceux d’autres groupes, ont démontré que l’immunité mise en place spécifiquement dans l’intestin, jouait un rôle déterminant dans le devenir des tumeurs aussi bien localement dans le colon qu’à distance, dans les métastases hépatiques ou dans d’autres localisations métastatiques. La réponse immunitaire, développée localement dans l’intestin, est très particulière et comprend notamment des lymphocytes intestinaux spécifiques (cellules immunitaires « tueuses » de tumeurs), qui ont des propriétés et des caractéristiques différentes des lymphocytes localisés dans les autres organes. Dans les modèles murins, ces lymphocytes intestinaux spécifiques ont la capacité, après avoir été activés par les tumeurs de colon, de sortir de l’intestin, migrer dans l’organisme et aller infiltrer et éliminer des tumeurs « extra-intestinales » localisées par exemple dans le foie ou sous la peau. Ainsi, pour étudier ces lymphoyctes intestinaux spécifiques, leurs voies d’activation dans l’intestin, leurs « super-propriétés » anti-tumorales, leurs migrations dans l’organisme, nous devons reproduire la maladie dans sa complexité multi-tumorale chez l’animal, avec des tumeurs primitives localisées dans l’intestin (dans le colon) et des métastases à distance. A terme, étudier ces cellules « tueuses » de l’intestin, nous permettra d’exploiter i) leur potentiel à représenter chez le patient un marqueur biologique (biomarqueur) traduisant la réponse aux thérapies ou ii) leur potentiel à représenter une cible thérapeutique, par exemple pour le développement d’un vaccin.

Bénéfices attendus

Dans le but d’améliorer la prise en charge des patients souffrant de cancer colorectal métastatique, nous utilisons dans ce projet des modèles précliniques afin d’étudier en détail les lymphocytes intestinaux spécifiques "cellules immunitaires tueuses de tumeurs" chez la souris. Nous avons montré que ces cellules sont particulièrement performantes pour éliminer les tumeurs primitives de colon mais aussi leurs métastases (tumeurs secondaires à distance). Nous avons récemment publié des travaux scientifiques dans lesquels nous avions déjà utilisé ces modèles précliniques, ainsi que des cohortes de patients. Nous avons également breveté l’énorme potentiel clinique derrière l’exploitation de ces cellules antitumorales mais beaucoup reste à faire et plusieurs bénéfices sur la prise en charge des patients peuvent decouler de notre projet. Nous pensons que ces lymphocytes spécifiques, provenant de l’intestin, pourraient être augmentés dans la circulation sanguine lors d’un cancer colorectal métastatique, chez les patients avec un bon pronostic. Ainsi, ces cellules pourraient être utilisées comme biomarqueur d’une bonne réponse des patients aux immunothérapies. De plus, nous pensons que ces cellules intestinales ont des meilleures capacités anti-tumorales comparées à des lymphocytes non intestinaux. Il serait potentiellement possible, à l’avenir, de les exploiter pour le développement de vaccins anti-cancer colorectal métastatique chez la souris, puis chez l’homme.

Procédures

Les animaux sont soumis à: 1) des procédures d'implantation de cellules tumorales par voie sous-cutanée mais aussi par chirurgie au niveau du colon et du foie (1 seule fois par animal et dure 5 min par animal) 2) des procédures d'injection intra-péritonéale d’anesthésiant (1 fois à l'implantation du cancer, 2 min par animal), de substrat ( 12 fois par animal, sur souris déjà anesthésiée et dure 2 min par animal à chaque mesure lors du suivi d’imagerie), de traitements (3 fois par animal, elle dure 2 min par animal) 3) une procédure d'administration sous-cutanée de vaccin (2 fois par animal, elle prendra 5 min par animal) 4) un prélèvement sanguin dans la veine maxillaire qui dure 2 minutes par animal 5) des prélèvements de fécès sur animal vigile, 6 fois max par animal, qui dure entre 5 sec et 2 min. L’anesthésie par voie gaseuse sera effectuée 13 fois par animal (12 fois pour le suivi biolum, 1 fois pour l’euthanasie).

Impact sur les animaux

L’injection des tumeurs requiert une intervention modérée et nécessite une contention (indolore) puis un positionnement sur les masques pour induction d’endormissement. L’injection des lignées tumorales dans les différents organes nécessite de piquer avec une aiguille de très faible diamètre, et n’aura lieu qu’une seule fois, sur des animaux endormis, évitant ainsi douleur ou stress. Pour l’injection des traitements, les animaux recevront maximum 3 doses, au début du développement de leur tumeur avec une préhension des souris à chaque fois (temps limité à moins de 30sec) et une piqûre avec une aiguille de très faible diamètre (douleur légère et de courte durée). Pour les mesures de suivi de développement tumoral, les animaux seront régulièrement attrapés (3x/semaine, induisant un léger stress). Nous veillerons à ce que le même expérimentateur suive et traite les souris, afin de créer au maximum une habituation, limitant le stress lié à la contention et à l’injection.

Devenir

A l'issue de chaque procédure les animaux seront mis à mort. Des mesures seront effectuées, des tumeurs, ainsi qu'un grand nombre d'organes/de compartiments associés aux tumeurs, seront prélevés post-mortem. Ces organes comprennent: tumeurs, sang, organes lymphoides secondaires (ganglions lymphatiques, rate), organes sains en bordure de tumeurs (poumons, muqueuse orale, peau). Ces organes ainsi que les cellules immunitaires extraites seront analysés par des approches de protéomique et de transcriptomique.

Remplacement

Notre projet a pour but de comprendre comment l’immunité localement développée dans l’intestin, en particulier par des tumeurs intestinales lors d’un cancer colorectal métastatique, peut impacter l’organisme entier. Pour cela, nous avons absolument besoin d’utiliser un organisme entier, afin d’explorer une immunité locale, intégrant tous les composants cellulaires et la complexité de tumeurs localisées dans le colon et dans d’autres organes (le foie, la peau). Les tumeurs doivent se développer dans leur organe d’origine, afin de développer une architecture, une vascularisation, un réseau cellulaire au plus proche de la réalité d’un organisme. Par ailleurs, nous travaillons sur la migration des cellules immunitaires entre les orgranes ou entre les tumeurs (du colon vers le foie, du colon vers la peau). Pour cela, nous devons travailler sur un système vasculaire et lymphatique complet, tel que l’on peut retrouver uniquement dans un organisme entier. Les études déjà réalisées ex vivo ou in vitro (par exemple dans des organoïdes ou des flasques de culture) ne permettent pas de conserver et reconstituer le microenvironnement des tumeurs et de reproduire sa constitution globale, son évolution complète, sa vascularisation et ainsi que le réseau vasculaire élaboré reliant plusieurs tumeurs dans l’organisme, tels qu’ils ont lieu in vivo. Ainsi, nous ne pouvons pas Remplacer le modèle animal in vivo.

Réduction

Afin de Réduire le nombre d’animaux en expérimentation, une étude complète de la littérature concernant notre projet a été effectuée pour de ne pas reproduire des résultats d’expériences déjà effectuées sur des animaux. Par ailleurs, nous utiliserons des tests statistiques afin de valider nos résultats, standardiser et limiter le nombre d’expériences à effectuer, réduisant ainsi le nombre d’animaux. Nous limitons nos expériences au nombre de 2 (et non 3 comme classiquement fait dans la littérature) car au vu du nombre d’animaux inclus dans chaque groupe, cela suffit pour obtenir des statistiques solides sur nos expériences. Nous concevons également nos expériences afin d'obtenir un maximum d'informations par animal testé, en prélevant en fin d’expérience un nombre important d’organes et de compartiments chez l’animal, ce qui évite l'utilisation d'animaux supplémentaires. Toutes les mises au point sur l’utilisation de ces modèles précliniques ont déjà été validée dans nos précédentes études, de façon la plus rigoureuse et solide possible (dose de cellules à implanter, fenêtre de traitements et de prélèvements). Ainsi, nos protocoles expérimentaux sont verouillés et suivis à la lettre, afin que chaque expérience réalisée dans ce projet soit reproductible et comparables aux autres et que des animaux ne soient pas injectés en vain.

Raffinement

Pour optimiser le Raffinement, notre long recul (>18 ans) sur ces modèles permettra d'évaluer précisément l’apparition de souffrance. Moins de 15% des animaux développeront un cancer au delà du 14eme jour. Un suivi quotidien permettra d’anticiper et d'euthanasier immédiatement les animaux en cas d’apparition de douleur ou de stress. Aucun animal ne sera maintenu en souffrance, ils seront euthanasiés en anticipation du point limite. Toutes les procédures seront réalisées sous narcolepsie. Notre expérience nous permet de réaliser des gestes rapides et précis pour les implantations, diminuant ainsi le temps de manipulation des animaux. Pour les chirurgies, les animaux seront sous analgésie et co-analgésique myorelaxant. Les animaux seront opérés sur des tapis chauffants, jusqu’à leur réveil pour éviter l’hypothermie. Le risque d’hypoventilation sera diminué par oxygénation des animaux opérés. Du gel occulaire sera déposé sur leurs yeux pour éviter le dessèchement. De plus, lors des chirurgies, nous veillerons à bien refermer la membrane péritonéale et la peau séparément afin de ne pas entrainer des adhérences et réduire la douleur post-opératoire. Après intervention, les animaux seront remis en cages, sous surveillance, et les cages ne seront enclenchées sur les portoirs ventilés qu’une fois les animaux bien vigiles, afin d’éviter que la ventilation du rack ne provoque une hypothermie chez les souris. En général, aucun signe de souffrance des animaux n 'est observé dans les jours qui suivent les implantations de tumeurs. Cependant, si des signes de douleur ou stress venaient à apparaitre rapidement en post-opératoire (4 ou 5 jours), cela serait exceptionnel et inhabituel et la décision d’euthanasier les animaux serait immédiatement prise. Cela conduirait à l'exclusion de ces animaux de nos expériences. Les conditions d’hébergement suivront les recommandations de la directive européenne en vigueur. Les souris recevront une alimentation enrichie ainsi que des granulés alimentaires déposés dans les cages afin de limiter le redressement pour se nourrir. Du papier absorbant, des lanières de papier kraft, des rouleaux de carton seront placés dans les cages afin d’améliorer le bien-être des animaux, réduire l’ennui, et leur donner la possibilité de satisfaire leur instinct de nidification. Ces produits d'enrichissement contribuent à diminuer le stress et facilitent la thermorégulation des animaux.

Choix des espèces

La souris est une espèce de choix pour les expériences menées dans le domaine de l’onco-immunologie car: -d’apres la litérature scientifique, le système immunitaire murin, proche de celui de l’Homme est pertinent pour étudier et comprendre le système immunitaire humain. -leur petite taille facilite la manipulation en particulier pour le suivi de croissance tumorale avec l’imagerie in vivo. -la biodisponibilité. Les souris adultes seront utilisées pour le projet (à partir de 6 à 8 semaines). En effet nous nous intéressons à la pathologie du cancer épithélial humain chez l’adulte.

Jusqu'à six injections dans l'œil par animal, à raison de trois par semaine, et vingt-quatre heures d'exposition en cage individuelle à une lumière d'intensité comparable à une journée ensoleillée, pour détruire la rétine. 4 600 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués pour prélever les rétines et les fonds d'œil. L'objet déclaré est de comprendre la dégénérescence maculaire et la rétinopathie diabétique, et de tester des molécules neuroprotectrices, sur des rats spontanément diabétiques suivis entre huit et dix-huit mois. Le porteur présente comme une réduction le fait de mutualiser un groupe témoin, ce qui économise 560 animaux sur les 4 600 prévus.

Objectifs

Les rétinopathies telles que la dégénérescence maculaire liée à l’âge (DMLA) et la rétinopathie diabétique (RD) font partie des principales causes de cécité chez l’Homme adulte avec une incidence croissante. Ces pathologies multifactorielles évolutives et invalidantes ne bénéficient pas de traitement efficace pour tous les patients face à la perte des cellules de la rétine. L'étude de la physiopathologie des rétinopathies ainsi que la recherche de nouvelles molécules pour les traiter, revêt un intérêt majeur dans le domaine de la santé et de la recherche médicale. Cette étude a pour but d’une part de mieux comprendre les mécanismes biologiques, cellulaires et moléculaires sous-jacents qui conduisent au développement de ces différentes maladies oculaires. Une connaissance plus approfondie de la physiopathologie des maladies oculaires nous permettra de mettre en évidence des cibles thérapeutiques ainsi que des marqueurs spécifiques aux différentes rétinopathies afin de rendre possible un diagnostic des pathologies à un stade précoce et ainsi favoriser une prise en charge plus efficace. D’autre part, la recherche de nouvelles molécules thérapeutiques s'inscrit dans la perspective de développer des traitements plus efficaces qui ciblent spécifiquement les voies biologiques impliquées, minimisant ainsi les effets de la maladie et maximisant l'efficacité du traitement.

Bénéfices attendus

Les bénéfices du projet sont importants pour plusieurs raisons. Les rétinopathies telles que la rétinopathie diabétique et la dégénérescence maculaire liée à l’âge sont des pathologies évolutives et invalidantes pouvant aller jusqu’à la cécité touchant respectivement 103 et 196 millions de personnes dans le monde. Leur prise en charge vise à lutter contre les complications tardives des pathologies, mais encore beaucoup de patients répondent peu voire pas du tout aux traitements. Ce projet ouvre des perspectives pour des études translationnelles visant à lutter contre le handicap visuel lié aux principales rétinopathies de l’homme adulte. Les avantages à court terme sont d’évaluer le potentiel neuroprotecteur de diverses molécules thérapeutiques afin, à moyen terme, de permettre des études cliniques chez l’homme. Les avantages à long terme comprennent la réduction du handicap visuel lié aux rétinopathies et des coûts directs et indirects socio-économiques qui en découlent.

Procédures

Les animaux seront soumis à des examens et injections oculaires similaires à ceux pratiqués chez l’homme sous anesthésie locale. Les animaux seront sous anesthésie générale et locale et ne subiront pas plus de 2 examens oculaires (d'une durée de 20 minutes maximum) par animal espacés d’au moins 10 jours. Les traitements par injections oculaires (d'une durée de 5 minutes maximum) sont également réalisés sous anesthésie générale et locale allant de 1 à 6 injections maximum par animal (à la fréquence maximale de 3 fois par semaine). L'unique prélèvement sur animal vivant sera une goutte de sang prélevée sur la queue de l'animal sous anesthésie générale. Le modèle de dégénérescence par la lumière est induit par l'exposition des animaux à une lumière d’assez forte intensité (correspondant à une journée ensoleillée) pendant 24 heures maximum dans une cage adaptée en présence de nourriture et d'eau à volonté.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables prévus sont : une augmentation du volume urinaire des animaux diabétiques ; un éventuel stress lié à l’isolement de 24 heures maximum des animaux du modèle de dégénérescence induit par la lumière ; à la suite de l’anesthésie générale, de possibles douleurs lors de l’injection et/ou irritation dans la zone injectée, inflammation, hallucination à l'endormissement et au réveil de l’anesthésie et hypothermie ; une éventuelle irritation et/ou inflammation liée à l’exploration in vivo des yeux et l’administration des molécules dans l’oeil.

Devenir

Les analyses seront effectuées sur les rétines et fonds d'yeux ce qui nécessite de prélever les tissus en post-mortem. Cela implique que tous les animaux devront être euthanasiés par une méthode réglementaire afin d'effectuer ces prélèvements tissulaires.

Remplacement

La rétine est un tissu complexe composé de nombreux types cellulaires qui fonctionnent en réseau, et interagissent en permanence avec les autres tissus oculaires et avec la circulation (vaisseaux rétiniens et choroïdiens). C’est pourquoi les études in vitro (culture cellulaire ou d’organoïdes) seules ne permettent pas de prendre en compte la multiplicité des interactions dans l'œil, ni la physiopathologie complexe des rétinopathies. Elles ne permettent pas non plus l’évaluation des différentes voies d’administration des nouvelles molécules thérapeutiques. Ainsi, des études in vivo dans des modèles animaux mimant les rétinopathies telles que la rétinopathie diabétique et la dégénérescence maculaire liée à l’âge sont nécessaires dans ce projet translationnel visant à établir une preuve de concept thérapeutique. Au préalable, des études in vitro (culture cellulaire) et ex vivo (organo-culture) sur les caractéristiques physico-chimiques (solubilité, demi-vie, efficacité du principe actif) et la toxicité des molécules thérapeutiques ont été réalisées par les partenaires.

Réduction

Notre protocole expérimental a été validé scientifiquement par nos institutions, partenaires et financeurs. Le nombre d’animaux par groupe est réduit au maximum, sans toutefois grever la possibilité d’obtenir des résultats exploitables. Par nos expériences passées sur ces modèles animaux et les différences phénotypiques observées avec les animaux contrôles, il est estimé que des groupes de 20 yeux (soit 10 animaux) par condition sont suffisants pour une analyse statistique significative. Nous utiliserons donc pour chaque expérience un effectif de 10 animaux par groupe (soit n = 20 yeux par groupe). La réduction du nombre d’animaux passera par des analyses longitudinales non invasives, non douloureuses d’exploration structurale de l'œil par imagerie (angiographie en fluorescence et tomographie en cohérence) sous anesthésie générale et locale, remplaçant les analyses immunohistologiques sur des tissus prélevés nécessitant plus d’animaux. De plus, le nombre d’animaux sera réduit en combinant le maximum d’analyses biologiques (protéines et ARN) sur les mêmes échantillons de rétine (rétines coupées en deux). Enfin pour réduire le nombre d’animaux, le même groupe d’animaux contrôles (naïfs) sera utilisé pour l’analyse de l’efficacité des différentes molécules thérapeutiques, dans chacun de nos modèles de rétinopathie. On utilisera donc 180 animaux naïfs au lieu de 740 animaux (soit une réduction de 560) parmi les 4600 rats du projet.

Raffinement

Les animaux sont accoutumés à l’animalerie 8 jours avant la date des expérimentations. L’animalerie a mis en place un programme d’enrichissement qui consiste à placer des nids végétaux, des tunnels en cartons, des bâtons en bois ou des abris dans les cages. Les animaux diabétiques urinant plus souvent, le change des litières est ajusté pour conserver les cages propres. Pour éviter stress, angoisse et douleur aux animaux, nous réalisons systématiquement tous les examens sous anesthésie générale et locale. Les interventions qui seront réalisées dans le cadre de ce projet sont également pratiquées chez l’homme sous anesthésie topique (gouttes anesthésiques) seule, sans douleur particulière. Afin de minimiser les risques liés à l’anesthésie générale, la dose d’anesthésiant est adaptée au poids de chaque animal, et les animaux seront placés sur un tapis chauffant pour limiter le stress thermique. La surveillance des animaux sera assurée jusqu’à leur réveil par les expérimentateurs; puis quotidiennement par les animaliers et 1 fois par semaine minimum par les expérimentateurs. En cas de détérioration de l'état général de l'animal (diminution des déplacements, perte d'appétit, perte de poids, changement d’aspect physique, hypothermie, isolement), nous prendrons les mesures adéquates pour arrêter immédiatement sa souffrance (arrêt des essais, antalgiques quand l’expérience le permet, nourriture enrichie,..), l'euthanasie étant le dernier recours. L’ensemble du matériel utilisé pour les procédures (injections et prélèvements) sont stériles et à usage unique et les gestes sont réalisés par des expérimentateurs compétents.

Choix des espèces

La rétine est un tissu vasculaire et nerveux très complexe qui ne peut être reproduit en culture. Les études cliniques chez l’Homme nécessitent une phase pré-clinique dans un modèle animal. En dépit de l’absence de macula, le rat est une espèce de choix, combinant une structure et une physiologie oculaire similaires à l’Homme. Nous avons choisi d'utiliser un rat spontanément diabètique de type 2. Il développe avec le temps des lésions de rétinopathie diabétique typiques et bien décrites dans la littérature, à partir de 8 mois et jusqu’à 18 mois. Nous les utilisons donc entre 8 et 18 mois de façon à inclure au maximum tous les animaux de l’élevage. Des animaux de la même souche non diabétiques seront utilisés aux mêmes âges (entre 8 à 18 mois) comme contrôles. Les rats albinos et pigmentés seront utilisés à un stade jeune adulte (6-8 semaines) pour nos modèles de dégénérescence de la rétine par excitotoxicité des neurones ou par la lumière comme décrits dans la littérature. Il est nécessaire de coupler des analyses sur des animaux albinos et pigmentés, afin d’évaluer de possible différence de biodisponibilité oculaire du principe actif, comme cela s’observe souvent en pharmacologie oculaire.

756 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, chacune passant entre 5 et 74 séances d'imagerie sous anesthésie, d'une durée pouvant atteindre 1 h 30, sur une période allant jusqu'à 18 mois. Un nerf ciliaire leur est coupé pour léser l'innervation de la cornée, opération de 10 à 15 minutes, et un filament de nylon est posé sur leur œil une fois par mois pour déclencher le réflexe de clignement. Toutes sont tuées à la fin de la période de maintien, les yeux prélevés et les cornées disséquées, pour une étude qui cherche à comprendre comment les nerfs de la cornée se régénèrent, sans traitement candidat à ce stade. Le porteur justifie le choix de la souris en affirmant que "plus de 98 pourcent de son génome est identique à celui de l'Homme".

Objectifs

Les maladies de la cornée sont la deuxième cause de cécité dans le monde après la cataracte. Leur origine peut être génétique, dégénérative (vieillissement, diabète) et/ou environnementale. Il est donc essentiel de mieux comprendre la physiologie de la cornée pour proposer de nouvelles options thérapeutiques aux patients souffrant de défauts de la cornée. L'atteinte de l'innervation cornéenne se traduit par des symptômes allant d'une diminution de la sensibilité oculaire sans lésion cornéenne au syndrome de l'oeil sec. Actuellement, il n'existe aucun traitement disponible en routine pour la gestion de l'innervation cornéenne. Dans ce projet, nous souhaitons étudier la régénération de l’innervation cornéenne en temps réel dans des modèles murin de lésion de l'innervation de la cornée. Nous avons ainsi pour objectifs d’étudier différents mécanismes lors de la régénération axonale (interactions entre les nerfs et les cellules immunitaires ; interactions entre les nerfs et les cellules gliales ; mécanismes de dégénérescence nerveuse ; implication des molécules de guidage axonale). Afin de comprendre l’ensemble de ces mécanismes ainsi que leur modulation en fonction de l’âge des animaux, nous souhaitons réaliser cette étude sur populations d’âges différents (comparaison groupe jeune et groupe agé. ).

Bénéfices attendus

Aucun traitement n’est actuellement disponible en routine malgré le nombre important de patients atteints (estimé à 1 personne sur 2000). Les causes du développement de la maladie sont diverses : d'origine virale ou bactérienne, mais également des affections secondaires dues à d'autres pathologies telles que le diabète ou encore à des atteintes traumatiques ou chirurgicales. Cette étude permettra de mieux comprendre l'innervation de la cornée et les mécanismes sous-jacents impliqués dans sa plasticité, son remodelage et sa régénération à la suite de lésions; et ainsi d’identifier de nouvelles voies thérapeutiques pour le traitement de la kératite neurotrophique.

Procédures

Un partie des animaux recevra un traitement par gavage (réalisé une seule fois, sur animal vigile, l'acte dure moins de 1 min par animal). Les animaux subiront une chirurgie (lésion d'un nerf ciliaire) ; cet acte dure environ 10-15 min par animal et il est réalisé sur animal anesthésié et analgésié. Une fois par mois (soit 18 fois maximum selon les groupes), nous réaliserons un test de sensibilité de la cornée (réalisé sur animal vigile, l'acte dure environ 3 min par animal). Ce test est rapide et consiste à poser un filament de nylon sur l'oeil pour provoquer un reflexe de clignement de la paupière. Chaque animal sera imagé 1x par semaine pour une durée allant de 1 mois jusqu'à 18 mois selon les objectifs du projet (soit entre 5 et 74 sessions d'imagerie, selon la procédure, réalisées sous anesthésie d'une durée maximale de 1h30 chacune).

Impact sur les animaux

Une partie des animaux recevront un traitement par gavage (une seule fois). La contention au moment de sa réalisation peut être source de stress chez les animaux. L'introduction de la canule peut quelques fois provoquer des microlésions. Les animaux recevront deux injections par voie sous-cutané. Au moment de la réaliser, la contention et l'introduction de l'aiguille peut être source de stress pour les animaux. Une légère douleur au moment de l’insertion de l’aiguille peut aussi être ressentie. Pour réaliser ce projet, nous allons induire une lésion de l’innervation cornéenne par ablation d’un nerf ciliaire. La contention de l'animal pour la réalisation du test de sensibilité de la cornée peut également être source de stress. Ce test est rapide et consiste à poser un filament de nylon sur l'oeil pour provoquer un reflexe de clignement de la paupière. La répétition des sessions d'imagerie peut également être source de stress pour les animaux. L'anesthésie peut dans de rare cas amener un stress thermique ou une potentielle détresse respiratoire chez les animaux.

Devenir

A la fin de la période de maintien prévue, les animaux seront euthanasiés afin de réaliser des analyses histologiques complémentaires (les yeux seront prélevés et l'ensemble des cornées des animaux sera disséqué).

Remplacement

Du fait de la complexité de l'oeil, de l’innervation cornéenne et des interactions entre les nerfs et les cellules, il n'est pas possible de modéliser les mécanismes de la pathologie que nous étudions par des modèles in vitro. L'utilisation de l'animal nous est donc indispensable pour étudier de façon complète les mécanismes du développement de la pathologie que nous étudions ainsi que les processus de régénération de l'innervation de la cornée.

Réduction

Ce projet impliquera au maximum 756 souris. Le nombre d’animaux utilisés dans ce projet est le minimum requis pour obtenir des résultats statistiquement interprétables (nous utiliserons dans notre étude un test statistique adapté pour l'analyse de nos études) et atteindre les objectifs scientifiques de ce projet. Le nombre d'animaux requis pour ce projet a été déterminé à l'aide d'un logiciel.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans des cages de stabulation standard avec enrichissement (bâtons en bois, coton), avec un cycle jour-nuit de 12h. La température et l’hygrométrie sont régulés. Les animaux sont examinés quotidiennement par le personnel qualifié de l’animalerie et/ou les expérimentateurs. Des points limites ont été définis (tels que la surveillance du poids des animaux, l'absence de locomotion, l'état du pelage, la prostration). Pour les étapes chirurgicales et les analyses par imagerie, les rongeurs bénéficieront d'une analgésie ainsi que d'anesthésie générale complémenté par une anesthésie locale de la cornée.

Choix des espèces

La souris présente l’avantage d’être très similaire à l’homme que ce soit anatomiquement, physiologiquement et génétiquement. En effet plus de 98 pourcent de son génome est identique à celui de l’Homme. Par ailleurs, ce modèle permet la transgénèse et donc de pouvoir étudier in vivo les conséquences de la délétion d’un gène. La souris est un modèle utilisé depuis de très nombreuses années pour l’étude du système nerveux et de l’innervation cornéenne. De ce fait de nombreuses données sont déjà disponibles sur lesquelles notre étude peut se reposer. Nous réaliserons les expérimentations sur 2 groupes d’âges différents. Un premier groupe nommé jeune (animaux âgés d’environ 3 mois) et un groupe agé (animaux âgés d’environ 15 mois). Cela nous permettra de comparer les processus et capacités de régénération en fonction de l’âge.