Organes sensoriels

Pour tester des biomatériaux censés accélérer la cicatrisation des escarres, 960 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une partie est rendue diabétique par un régime riche en graisses et en sucres, puis le dos est dépilé et un pli de peau est pincé entre des aimants, une à trois fois, pour provoquer une plaie de compression. Suivent un débridement, la pose du biomatériau, des pansements, des photographies et, pour un groupe, six prélèvements de sang à la queue. Chaque souris est isolée jusqu'à sept jours le temps que la croûte se forme, et le porteur indique que les animaux ne montrent plus de signes de souffrance après quatre jours, selon un score relevé quotidiennement la première semaine.

Objectifs

Objectif du projet : Étudier l’amélioration de la vitesse et de la qualité de cicatrisation des plaies de compression chez des souris diabétiques et non diabétiques, grâce à un traitement par biomatériaux. Les ulcères de pression (escarres) : On estime que 2,5 % de la population américaine souffre de plaies chroniques de type escarres, elles augmentent la morbidité et la mortalité chez les personnes âgées ainsi que les personnes à mobilité réduite. Les patients diabétiques sont d’avantage touchés puisque le diabète entraine une atteinte des nerfs inhibant la sensation de douleur et de la microcirculation ce qui empêche la cicatrisation des plaies de pression. Les traitements actuels des plaies de compression, qui peuvent durer des mois, se basent sur des pansements humides, toutefois les échecs thérapeutiques sont fréquents et les plaies non cicatrisées présentent un risque infectieux élevé. Nous évaluerons l’efficacité des biomatériaux dans des modèles de souris diabétiques et non diabétiques. Les plaies seront induites à l’aide d’aimants qui viendront pincer un pli de peau du dos, une méthode qui reflète les conditions humaines de pression. Nous testerons des biomatériaux innovants, tels que des matrices de collagènes, pour accélérer la cicatrisation des plaies de compression chez la souris. L’ingénierie tissulaire utilise ces biomatériaux pour offrir aux cellules de la peau un environnement à coloniser et ainsi combler la plaie. Différents biomatériaux seront testés pour démontrer leur efficacité dans la cicatrisation des plaies.

Bénéfices attendus

La demande de traitements pour les plaies chroniques connaît une forte augmentation, par conséquent, le besoin de solutions thérapeutiques innovantes, efficaces et accessibles est en nette croissance, en raison du vieillissement de la population et de l'augmentation des comorbidités. Le bénéfice à long terme de l’utilisation de biomatériaux pour le traitement des plaies cutanées de pression se situe dans la prise en charge précoce de ces patients, et une approche préventive, ces solutions permettront de diminuer la douleur, la gravité et la durée des traitements, tout en réduisant les coûts pour les systèmes de santé.

Procédures

Les souris seront anesthésiées pour les manipulations suivantes : 1 dépilation du dos, 1 ou 3 poses d'aimant selon le protocole pour induire la plaie de compression, 1 débridement et mise en place du biomatériau de traitement, soins et prise de photos de la plaie. Un groupe recevera une injection de glucose suivi de 6 prélèvements de sang à la queue sous anesthésie générale. Pour les groupes suivants, un seul prélèvement de sang à la queue sera réalisé sous anesthésie générale afin de mesurer la glycémie. Chaque anesthésie (gazeuse) sera d’environ 10minutes.

Impact sur les animaux

Les procédures impliquant les souris engendrent diverses nuisances. Le stress thermique est causé par la dépilation du dos, tandis que la douleur résulte des plaies de compression, du débridement. Après la chirurgie, la perte de mobilité peut entraîner des difficultés à atteindre la nourriture et l’eau. La peur et la détresse apparaissent lors des manipulations fréquentes pour les pesées, les soins ou les changements de pansements. Les pansements et plaies exposent les animaux à des risques d’arrachage du pansement et au léchage de la plaie, pour cette raison les souris seront isolées maximum 7 jours.

Devenir

La procédure et les prélèvements biologiques nécessitent que tous les animaux soient mis à mort

Remplacement

Avant d’être testés sur des animaux, les biomatériaux sont d'abord évalués sur des cellules de peau humaine cultivées en laboratoire (fibroblastes). Cela permet de choisir les meilleures formulations en fonction de plusieurs critères comme la compatibilité chimique, la survie et la croissance des cellules, ou la production de matrice extracellulaire. Des alternatives en laboratoire, comme les modèles 2D et 3D, existent pour simuler la cicatrisation, mais ils ne recréent pas toutes les interactions complexes des tissus humains. Par exemple, les modèles 3D, qui utilisent du collagène et des cellules, imitent mieux la peau, mais restent incomplets. D'autres méthodes, comme la culture d'organes, conservent mieux les structures cellulaires sur le long terme, mais elles sont coûteuses et ne reflètent pas l’ensemble des interactions du corps. L’ingénierie tissulaire explore de nouvelles approches, mais il est difficile d’obtenir des résultats proches des conditions réelles, surtout pour des maladies complexes comme le diabète, où des inflammations chroniques et des problèmes de vaisseaux sanguins compliquent les choses. Pour ce projet, on utilise une souris de laboratoire spécifique, bien adaptée à un régime qui induit l’obésité et le diabète, et elle a une physiologie vasculaire proche de celle des humains. Cela permet d’étudier les effets de la maladie sur la cicatrisation avec un minimum d’animaux, tout en obtenant des résultats fiables.

Réduction

La procédure de mise au point du protocole d’induction des plaies de compression comporte un nombre deux fois moins important de souris par groupe. En effet le recueil de données qualitatives (et donc sans réalisation de statistique) sera suffisant pour valider le protocole en utilisant comme critère de validation la durée de fermeture complète de la plaie qui doit être supérieure à 12 jours. Nous comparerons également les résultats chez les mâles et les femelles mais nous n’attendons pas de différences. Pour cette mise au point, nous allons avancer étape par étape avec dans un premier temps la réalisation des 4 premiers groupes qui sont les groupes pour lesquels l’induction de la plaie est faite sur 1 jour, ce qui est le protocole idéal pour limiter les manipulations sur la souris. Si ce protocole sur une journée ne permet pas d’obtenir des plaies de compressions, ou que les plaies se referment en moins de 12 jours chez la souris non diabétique, nous testerons alors les 4 groupes suivants avec un protocole d’induction des plaies sur 3 jours. Cette stratégie en deux étapes permet de diminuer le nombre d’animaux utilisé si la première condition nous donne les résultats désirés.

Raffinement

Les souris recevront une dose d’analgésique 30 minutes avant l'induction de la plaie par les aimants, le débridement de la plaie, puis d’une deuxième injection entre 6-8h après l’acte chirurgical et une fois par jour pendant 48h. Les actes douloureux étant tous réalisés sous anesthésie gazeuse. A partir du jour de la dépilation les souris seront scorées chaque jour pendant 7 jours. Une injection sous cutané de buprénorphine sera réalisée si nécessaire. Après ces 7 jours les souris seront monitorées les lundis, mercredis et vendredis. D’expérience, après 4 jours, les souris ne montrent plus de signes de souffrance. Les animaux seront isolés 7 jours, le temps de la formation de la croute, de ce fait l’enrichissement standard de la cage sera doublé avec la présence de plusieurs cachettes (dômes, rouleaux) et de matériel de nidification.

Choix des espèces

Au cours de ce protocole, nous utiliserons des souris adultes âgées d’au moins 8 semaines connues pour développer un diabète de type 2 à la suite d’un régime riche en glucides et en lipides. Les souris seront utilisées à 8 semaines pour avoir des animaux sexuellement matures.

42 souris vont être utilisées, toutes tuées à sept ou quatorze jours pour prélever les zones en cicatrisation, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit deux incisions de 2 mm sous anesthésie, l'une dans le dos, l'autre dans le palais, puis passe deux jours seule en cage, un isolement que le porteur reconnaît stressant pour un animal social. Les applications annoncées, au bénéfice de personnes brûlées ou porteuses de séquelles faciales, sont renvoyées au moyen terme, l'objet immédiat restant de comparer la cicatrisation du palais et celle de la peau. Sur le remplacement, le porteur écrit que la cicatrisation est "trop compliquée pour être reproduite en laboratoire" et qu'il faut donc l'étudier chez l'animal.

Objectifs

La gencive, muqueuse qui entoure les dents et recouvre l’os sous-jacent, est composée principalement de populations cellulaires appelées fibroblastes gingivaux (GF). Parmi ces populations, se trouvent des cellules souches gingivales (GSC) capable de se renouveler et de se transformer en différents types cellulaires. De plus, le tissu dont elles sont issues présente une cicatrisation complête, ne laissant aucune trace et se démarque par cette propriété des autres tissus conjonctifs de recouvrement (notamment de la peau). Les GSC, facilement recueillies chez les patients adultes, peuvent s'adapter à différents environnements du corps et influencer le système immunitaire, ce qui en font un outil de choix pour la thérapie cellulaire. De plus, la biopsie indolore n’entraine ni cicatrice ni problème fonctionnel. Ces cellules, qui seraient dérivées des crêtes neurales, sont utilisées avec succès en dermatologie et en cardiologie. Ce projet cherche à comprendre comment ces cellules participent à la guérison cutanée et comment les utiliser en thérapie. Elles seront ainsi triées selon leur origine embryonnaire et leur contribution dans la cicatrisation sera étudiée. Des modèles de souris transgéniques seront utilisés pour suivre ces cellules et comprendre leur répartition dans différents tissus. Ces recherches pourraient ouvrir de nouvelles voies pour la reconstruction des tissus après des blessures graves ou des maladies.

Bénéfices attendus

Des travaux préliminaires sur ces modèles de souris transgéniques ont permis de faire une différence sur l’origine embryologique des cellules constituant la tête, de celles à l'origine du reste du corps. Ainsi notre idée serait de montrer que l'origine particulière des fibroblastes de la gencive est la raison essentielle de la cicatrisation complête et sans traces, dans la bouche. Pour cela, nous utiliserions ces modèles de souris transgéniques afin de déterminer la distribution des cellules selon leurs origines dans les tissus qui cicatrisent parfaitement, le palais, versus un référentiel moins performant, la peau. Le projet de recherche ici présenté a pour objectif de décrire les implications du fibroblaste gingival et des cellules souches associées pendant la cicatrisation complète et quasi parfaite. Les résultats de ces recherches permettront de mieux appréhender l’utilisation des fibroblastes gingivaux dans la réparation tissulaire par thérapies cellulaires. Nous espérons aussi pouvoir identifier des molécules responsables de cette régénération. Les applications à moyens termes pourraient profiter aux personnes présentant des traumatismes faciaux avec des séquelles cutanées ou patients présentant des brûlures importantes.

Procédures

Les animaux seront anesthésiés et analgésiés pour la chirurgie. Deux incisions cutanées de 2mm seront réalisées. L'une se situera dans le dos, l'autre dans le palais. Nous estimons réaliser l’ensemble de ces gestes en moins de 5 minutes pour chaque animal. Ces incisions seront réalisées sur la totalité des animaux, soit 42 souris. Un traitement analgésique de plusieurs jours sera systématiquement mis en place pour anticiper l’apparition de douleurs post opératoires possibles. Du fait d'une aggressivité possible et reconnus chez les souris après chirurgie, les animaux seront placés en cage individuelle durant 2 jours. Les souris seront euthanasiées et les prélévements seront réalisés à 7 et 14 jours

Impact sur les animaux

A l’âge adulte, les animaux subiront un acte de chirurgie rapide impliquant deux biopsies (punch). Cet acte pourra induire des contraintes liées à l’anesthésie elle-même (stress thermique, risque de détresse respiratoire, etc.) et pourra induire une douleur post-opératoire malgré la prise en charge de la douleur associé à la cicatrisation (irritation, inflammation, etc...). De plus, la plaie créée dans le palais, ainsi que la gêne qu’elle occasionne, pourrait entraîner une perte de poids. Enfin, afin d’éviter des comportements agressifs après la chirurgie, les animaux seront hébergés individuellement durant 2 jours ce qui impliquera un stress social pour ces animaux sociaux.

Devenir

Aux différents temps défini post-chirurgie, nous allons récupérer les zones en cicatrisation (après 7 jours de maintien) ou cicatrisées (après 14 jours de maintien) pour effectuer les analyses nécessaires afin de répondre à la question scientifique. L’euthanasie des animaux est donc de ce fait inévitable.

Remplacement

La cicatrisation est un processus complexe qui se déroule en plusieurs phases : inflammation, formation de nouveaux vaisseaux sanguins (angiogénèse) et mobilisation de cellules spécifiques. Ce processus est trop compliqué pour être reproduit en laboratoire. Pour comprendre le rôle des fibroblastes (des cellules importantes pour la cicatrisation), il faut étudier ce processus chez l'animal. Cela permet d'observer toutes les cellules et les étapes impliquées dans la cicatrisation de manière naturelle.

Réduction

À la fin de cette étude, nous analyserons les échantillons de deux manières différentes. D'abord, une analyse qualitative en histologie examinera les sites prélevés aux jours 7 et 14 sur les deux lignées transgéniques. Ensuite, une analyse quantitative aux jours 7 et 14 également, mais qui ne portera que sur l'une des deux lignées. Étant donné que le marquage fluorescent ne modifie pas l'expression génique des cellules, nous ne prévoyons pas de différences entre les résultats des deux lignées. Par une approche statistique appropriée à notre étude, nous avons déterminé la taille des groupes nous permettant d’avoir une force statistique adéquate tout en respectant les considérations éthiques en matière de nombre d'animaux. Ainsi, il nous faut comparer 7 échantillons de palais à 7 échantillons de dos pour les deux temps d’arrêt et les deux types d’approches. De plus, comparer les deux sites chirurgicaux chez le même animal renforce la validité statistique de l'étude tout en minimisant le nombre d'animaux utilisés. L'étude portera sur un total de 42 animaux.

Raffinement

L’ensemble de la procédure sera réalisé sous anesthésie générale associée à un protocole analgésique pré et post opératoire durant une surveillance accrue de deux jours. Les deux actes chirurgicaux seront réalisés sur un temps court inférieur à 5 min. L’hébergement se fera en cages individuelles avec enrichissements (maisonnette ou tunnel plus radeau) durant 2 jours maximum et les cages positionnées côte à côte pour que les animaux se voient. Les conditions de stabulations seront conforment à la réglementation. Exceptionnellement, la litière sera faite de carrées de cellulose, moins agressif pour les plaies. Les animaux recevront en plus un régime alimentaire sous forme de gel nutritif ainsi que de l'eau par abreuvement automatique. Des points limites ont été définis sur le poids des animaux qui sera mesuré quotidiennement jusqu'à 14 jours (semaine et week-end). Un traitement analgésique sera lancé si une perte inférieure à 20 pour 100 du poids de l’animal est observée. Au delà de cette valeur, l’animal sera euthanasié pour limiter sa souffrance. La mise en évidence de signes de contamination de la plaie ou de signes cliniques observés au cours du suivi sera prise en compte (apparence, posture, appétit, poids corporel, respiration, plaie) pour l’arrêt de l’expérimentation et l’euthanasie de l’animal.

Choix des espèces

La souris possède des similarités morphologiques avec son homologue humain, elle représente donc le modèle le plus adapté pour réaliser des plaies. De plus, dans les limites de la réglementation, ce modèle facilite l'utilisation d'un nombre suffisant d'échantillons pour permettre la collecte de données statistiquement significatives. Enfin, par rapport au rat, la disponibilité des modèles génétiquement modifiés est moins restrictive. Les outils biologiques pour l'exploration des échantillons sont plus facilement utilisables sur cette espèce. Les souris utilisées seront des souris adultes ayant terminé leur croissance. C’est la raison pour laquelle nous avons choisi des animaux âgés de 3 mois. De part la difficulté à avoir assez d’animaux double mutants, nous utiliserons les souris des deux sexes. Nous essayerons de répartir au maximum les deux sexes aux deux temps d’arrets (après 7 jours et 14 jours de maintien) et que cette répartition soit similaire pour les deux lignées.

Pour tester la fermeture d'un tympan perforé par des feuillets de cellules cultivées, 24 lapins de deux mois sont utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, tous tués pour les prélèvements. Chaque animal subit d'abord une perforation totale du tympan sous anesthésie générale, puis un mois d'attente destiné à vérifier que la perforation ne se referme pas d'elle-même, puis une reconstruction chirurgicale d'une heure. Les deux oreilles sont opérées, ce qui porte à 48 le nombre d'oreilles incluses et permet au porteur d'annoncer une réduction du nombre d'animaux. Quatre de ces oreilles sont perforées puis laissées telles quelles, sans aucune tentative de reconstruction.

Objectifs

La tympanoplastie est le terme communément utilisé pour désigner la chirurgie de la perforation tympanique. Les causes sont multiples et la chirurgie vise à fermer cette perforation pour éviter les surinfections, faciliter l’appareillage auditif, améliorer l’audition lorsqu’elle est atteinte et prévenir la migration épidermique dans l’oreille moyenne à partir des berges de la perforation. C’est également le geste technique clé de reconstruction après l’exérèse d’un cholestéatome de l’oreille moyenne, afin d’éviter une récidive secondaire. Ce travail se base sur l’ingénierie tissulaire qui regroupe l’ensemble des techniques permettant la génération de substituts tissulaires ex vivo. Plus précisément, c’est ici la technique des feuillets cellulaires, issue de l’ingénierie tissulaire, qui va être utilisée dans cette étude. Celle-ci combine l’utilisation de cellules progénitrices provenant du périchondre auriculaire et l’induction de la différenciation chondrogénique par des facteurs de croissance présents dans le milieu de culture. Le projet de recherche va donc s’articuler autour de la réalisation d’une tympanoplastie, après perforation tympanique induite chez le lapin, par l’utilisation de feuillets cellulaires en superposition. On cherchera alors à évaluer la qualité de fermeture de la perforation par l’étude de son aspect macroscopique, de son intégration immunohistochimique ainsi que par sa capacité vibratoire. L’objectif principal de l’étude va donc être axé sur la réalisation d’une tympanoplastie chez le modèle animal (ici le lapin) à partir de la superposition de feuillets cellulaires en multicouche (MLCS), après perforation tympanique induite. Le but sera alors d’étudier la qualité de cette fermeture par superposition de feuillets cellulaires comparativement à une tympanoplastie standard utilisant du cartilage auriculaire et de l’aponévrose temporale. Les critères d’évaluation seront alors : la fermeture complète, partielle ou inexistante de la perforation tympanique, l’intégration immunohistochimique de la greffe avec le tympan restant, les capacités vibratoires du tympan avant et après tympanoplastie et la survenue de surinfections après le geste. Les perspectives pourront être une application in vivo chez l’homme, dans le cadre de fermetures tympaniques simples ou de reconstruction après exérèse de cholestéatome. Cette dernière constituant un enjeu important, étant donné le risque élevé de récidive de cette pathologie.

Bénéfices attendus

L’objectif principal de l’étude s’attachera à vérifier la fermeture ou non de cette perforation à l’aide de cette greffe tympanique faite à partir des feuillets cellulaires. Nous pourrons ensuite évaluer la qualité de fermeture de la perforation selon le nombre de feuillets utilisés ou le type de cellule à l’origine du feuillet. Les critères secondaires pourront être : - L’étude immunohistochimique de l’intégration du feuillet sur le tympan du lapin - La mesure de la vibration tympanique. Les perspectives de l’étude seraient une potentielle application chez l’homme pour la fermeture de perforations tympaniques. On peut imaginer qu’il serait intéressant de pouvoir refermer une perforation tympanique sur oreille saine avec une superposition de feuillets cellulaires dont l’épaisseur est la plus fine possible. Ceci visant alors à reproduire une structure la plus proche possible du tympan initial. A contrario, la reconstruction tympanique après exérèse de cholestéatome nécessite une certaine résistance afin d’éviter les récidives et donc une superposition de feuillets cellulaires avec une épaisseur plus importante. La création de ces substituts cartilagineux pourrait trouver notamment un bénéfice non négligeable pour les patients ayant subi de multiples récidives de cholestéatome et dont la réserve cartilagineuse (conque, tragus...) commencerait à s’épuiser. Par ailleurs, le degré de transparence de ces feuillets pourrait faciliter la surveillance clinique des patients opérés d’un cholestéatome. Les perspectives d’application de ces feuillets cellulaires s’étendent évidemment au-delà du domaine de l’otologie. On pourrait alors envisager également une application future en rhinologie pour la greffe cartilagineuse des rhino septoplasties. D’autres études seront alors nécessaires.

Procédures

Le but de l’étude est d’induire une perforation sur des tympans de lapins puis de procéder à une reconstruction tympanique par des feuillets cellulaires. Au total, 24 lapins seront sujet à une perforation tympanique totale (chirurgie rapide pratiquée sous anesthésie générale et durant environ 20 minutes). On attendrait alors un délai minimal de 1 mois avant de réaliser la tympanoplastie, dans le but de vérifier l’absence de cicatrisation spontanée du tympan. L'intervention se déroule également sous anesthésie générale et dure environ 1 heure. Une mesure de la vibration du tympan est effectuée par tympanométrie, qui est un test complètement indolore, durant quelques secondes et ne necessitant pas de contention ou de sédation. Il consiste en l'introduction d'une sonde au niveau du conduit auditif du lapin durant la mesure.

Impact sur les animaux

Les procédures chirurgicales sont pratiquées sous anesthésie générale afin de limiter au maximum le stress et la douleur chez les animaux. Il existe des risques d'infection liés à la chirurgie pouvant mimer une otite. Ceux-ci seront limités par la détersion des zones cibles. Une antibiothérapie locale et générale sera administrée si elle devait survenir.

Devenir

Les lapins seront mis à mort afin de pratiquer les prélèvements.

Remplacement

Les études de développement de nouvelles techniques chirurgicales pour la tympanoplastie exigent l’utilisation de modèles pour leur validation préclinique avant l’utilisation en routine clinique. Le modèle animal qui correspond le mieux avant un potentiel essai clinique dans des études sur le tympan qui soit le plus similaire possible à l’homme est le lapin. Sa taille et positionnement du tympan permet d’étudier la tympanoplastie de façon similaire à celle de l’homme. De plus, le prélèvement des cellules progénitrices provenant du périchondre auriculaire est bien connu du laboratoire et permet d’éviter les rejets cellulaires. La culture cellulaire postérieure est également maitrisée. L’utilisation de feuillets cellulaires pour cette tympanoplastie prévoit de mesurer entre autres la vibration tympanique, un modèle in-vitro est donc inenvisageable dans ce cas.

Réduction

Le nombre d'animaux utilisés dans ce projet est basé sur des données antérieures, sur des données de la littérature et sur l'utilisation de tests de puissance statistique. Les mesures réalisées se font sur les deux oreilles incluant des contrôles, réduisant ainsi le biais possible et le nombre final d'animaux à utiliser. Ainsi nous prévoyons d’utiliser un premier lapin pourvoyeur de cellules progénitrices pour preparer les feuillets en amont et une expérimentation comprenant 24 lapins ( 48 oreilles, cf description plus haut). Ces derniers subiront ou pas une perforation tympanique et une reconstruction selon le schéma suivant, 1 mois plus tard : 10 oreilles (perforation + greffe d’une superposition de 4 feuillets cellulaires), 10 (perforation + greffe de 2 feuillets cellulaires), 10 (perforation et greffe d’un feuillet cellulaire constitué à partir d’un autre type cellulaire), 10 (perforation + greffe cartilagineuse et aponévrose temporale), 4 (perforation sans intervention) et 4 (groupe contrôle, pas de perforation induite. Nous avons considéré que le nombre de 10 oreilles était un minimum pour obtenir des résultas exploitables d’un point de vue statistique.

Raffinement

Le bien-être des animaux est pris en charge dès leur arrivée. Une personne habituée au travail avec les lapins est en charge de leur réception et surveillance quotidienne. Les conditions d'habituation et d'hébergement sont prévues pour assurer un maximum le bien-être des animaux. Les animaux seront hébergés ensemble au cours du projet. Une acclimatation à l'animalerie sera faite à l'arrivée des animaux depuis le site du fournisseur. Hébergement, enrichissement et alimentation seront adaptés pour limiter les comportements anormaux avec un suivi journalier des comportements individuels et alimentaires ainsi que des interactions sociales. Nous prévoyons l'installation des lapins en batteries d'hébergement avec enrichissements mais également la sortie quotidienne en parc afin de garantir une surface plus grande avec un enrichissement supplémentaire et la possibilité de réaliser de l'exercice à souhait. Ce type d'hébergement mixte batterie / sol avec de la paille permet d'avoir les lapins plus détendus. La personne en charge de leur bien-être a une grande habitude des lapins, et s'occupera de les suivre tous les jours. De plus, une période d'habituation est prévue afin de permettre aux lapins de prendre connaissance avec la cage de contention et de s'y rendre plus facilement. Des caresses et récompenses aident à cette habituation qui durera minimum une semaine. Les gestes techniques nécessaires à l'étude sont bien réfléchis et le timing prévu au plus réel afin de ne pas avoir des temps de latence qui imposeraient une contention ni une anesthésie plus longue que le strict minimum. Des récompenses sont également prévues à la fin de chaque expérience. Les manipulations des animaux seront faites par du personnel formé, expérimenté et avec du matériel adapté. L'observation des groupes sera faite et des scores de bien-être sont prévus pour chacune des procédures. Des points limites ont été définis pour chaque procédure.

Choix des espèces

Notre choix s’est porté sur le lapin pour i) c’est l’espèce gold standard utilisée pour la réalisation de tympanoplastie selon les données de la littérature iI) la question de taille du tympan pour pouvoir réaliser les chirurgies aisément, et iii) parce que nous avons l’habitude de ce modèle animal ayant déjà eu une première expérimentation sur l’otopoïèse. Aussi, l’anatomie de son oreille moyenne et la taille de la membrane tympanique et de l’oreille externe chez le lapin seraient adaptées à nos procédures expérimentales. Lapins d’environ 6-8 semaines à l'arrivée au laboratoire, donc environ 2 mois au moment des observations. Ils ont l’oreille déjà développée et sont assez légers et moins grands pour les garder en observation le temps des expériences.

Exposées à la lumière bleue neuf heures par jour pendant quatorze jours, 192 souris subissent des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour des analyses post-mortem. Elles passent deux séances d'imagerie ultrasonore fonctionnelle de deux heures chacune sous anesthésie générale, dont le porteur attend une chute de température et une baisse des fréquences cardiaque et respiratoire. L'objet déclaré est de comprendre par quels circuits la lumière bleue devient un message douloureux dans la photophobie, symptôme fréquent de la migraine et du syndrome de l'œil sec. Le porteur note que les souris fuient la lumière bleue, comportement qu'il rapporte à un stress, et espère identifier à terme de potentielles cibles thérapeutiques.

Objectifs

La photophobie, une perturbation sensorielle douloureuse provoquée par la lumière, est un symptôme courant des troubles neurologiques et ophtalmologiques. La photophobie est hétérogène et varie d'une personne à l'autre ; une partie de l'hétérogénéité provient des différents troubles qui manifestent ce symptôme. On soupçonne aujourd'hui que l'exposition chronique à la lumière (surtout celle proche des bandes spectrales bleue/violet) pourrait avoir un rôle délétère dans l'épidémiologie et l'évolution des symptômes de la photophobie. En effet, de nombreux patients se plaignent d'une sensibilité accrue à ce type de lumière lorsqu'ils travaillent sur des écrans et/ou dans des lieux éclairés par une lumière artificielle (dans la plupart des cas, il s'agit de tubes fluorescents et/ou de LED). Le fait qu'aujourd'hui ces lumières artificielles nous entourent presque partout a aggravé la situation clinique de ces patients. Des cellules spécialisées sensibles à la lumière ont été identifiés dans la rétine et pourraient expliquer la raison d'être de la photophobie chez les personnes aveugles. Bien que cette découverte semble faire progresser la compréhension du mécanisme de la photophobie, la manière dont la lumière fonctionne en tant que stimulus de la douleur reste incompris. Ce projet a pour but de mettre en évidence l'impact spécifique de la lumière bleue au niveau cérébral, ce qui a été peu exploré jusqu'à présent. A cette fin, nous enregistrerons l’activité hémodynamique dans différentes régions du cerveau suite à des stimulations lumineuses à différentes longueurs d’onde, chez des animaux avant et après le développement d’une photophobie induite par une exposition à la lumière bleue ainsi que chez des animaux contrôles ayant été exposés de façon chronique à une lumière jaune et des animaux naïfs n’ayant pas été exposés.

Bénéfices attendus

La photophobie est un symptôme courant des troubles neurologiques (ex : migraine, 1 à 2 pour cent de la population générale) et ophtalmologiques (ex : syndrome de l’œil sec, 15 à 20 pour cent de la population âgée de plus de 65 ans). Elle se caractérise par une hypersensibilité à la lumière qui provoque alors des céphalées et des vives douleurs dans les yeux. Un exposition chronique à la lumière bleue (écrans, LEDs) induit une photophobie. Ce projet a pour but d’élucider par quels mécanismes la lumière bleue induit un message douloureux dans le cas d’une photophobie. Puisqu’il y a peu de données disponibles, une première étape est de mettre en évidence les régions cérébrales en lien avec la vision et la douleur activées par une stimulation lumineuse dans un modèle de photophobie ainsi que la plasticité cérébrale dans la photophobie. Pour ce faire, nous disposons d’un modèle murin de photophobie induite par la lumière bleue que nous comparerons à un modèle contrôle (exposition à la lumière jaune). En mettant en évidence les différentes régions cérébrales impliquées dans la photophobie ainsi que la plasticité cérébrale inadaptée qui se développe, nous espérons ainsi pouvoir non seulement mieux comprendre et décrire ce phénomène pathologique mais également identifier de potentielles voies à visée thérapeutique pour la prise en charge de la photophobie.

Procédures

Dans le cadre de ce projet les animaux seront exposés à différentes conditions de lumière (jaune ou bleue), 9h par jour durant 14 jours. L’ensemble des animaux auront deux sessions d’imagerie fonctionnelle ultrasonore qui dureront chacune 2h par animal et qui se feront sous anesthésie générale. La totalité des tests réalisés durant l’imagerie sera effectuée sous anesthésie générale. Cette procédure comprend une euthanasie qui sera réalisée selon une méthode réglementaire effectuée sous anesthésie générale et analgésie.

Impact sur les animaux

Lors de l’exposition à la lumière bleue, les souris adoptent un comportement de fuite/soustraction face à la lumière bleue reflétant un stress. Lors de l’imagerie, l’anesthésie prolongée des animaux pourrait induire des effets indésirables sur les constantes vitales de l’animal : chute de température, baisse des fréquences cardiaque et respiratoire.

Devenir

Des prélèvements et analyses post-mortem sont nécessaires ce qui implique l’euthanasie des animaux par une procédure réglementaire à la fin de chaque procédure.

Remplacement

L’utilisation d’animaux vivants se justifie par la nécessité de mettre en évidence des circuits neuronaux complexes impliqués dans la douleur cornéenne et qui impliquent l’ensemble de l’encéphale. Le modèle que nous utilisons ne peut pas être remplacé par une approche alternative in-vitro car la douleur cornéenne chronique est une pathologie complexe qui ne peut être modélisée qu’au niveau de l’animal entier. Une approche intégrative sur l’animal entier reste incontournable. Notre projet de recherche porte sur l’étude de réseaux neuronaux complexes présents dans un cerveau entier. Bien que ces questions soient posées pour aider à une meilleure compréhension des pathologies humaines et l’amélioration de leur traitement, une première étape nécessite l’utilisation de rongeurs.

Réduction

Nous utiliserons au maximum 192 animaux dans ce projet. Afin de respecter la règle de réduction, nous utiliserons un nombre limité d’animaux et de groupes tout en procédant à des tests statistiques pour une interprétation fiable des résultats. La taille des effectifs a été estimée grâce à un calcul de puissance. Nous procéderons à une étude longitudinale : chaque animal sera suivi dans le temps et sera son propre contrôle.

Raffinement

Afin de réduire le stress et l’anxiété, les animaux seront reçus une semaine avant le début des expérimentations. L’hébergement des animaux est effectué en confinement adapté à la stabulation de lignés de souris. Les conditions d’hébergement ont été optimisées pour réduire le stress des animaux : présence d’enrichissement dans les cages (copeaux de bois compacté, tube en carton) et maintien des animaux en groupe de 4 congénères afin d’éviter le stress de l’isolement. La nourriture et l’eau de boisson sont fournies ad libitum. La température de la zone d’hébergement est maintenue à 22 Degrés Celsius et suit un cycle d’éclairage non inversé 12h jour/12h nuit. Le taux d’humidité des cages est contrôlé (55 pour cent). Les animaux seront observés et manipulés quotidiennement afin de minimiser le stress et la douleur qui seront évalués à l’aide de points limites. Toute observation anormale sera notée dans un tableau des points limites et nous suivrons l’échelle décisionnelle que nous avons définie. L’application de cette échelle permettra de modifier la procédure en cours avec l’administration d’un traitement antalgique, et/ou de décaler dans le temps les actes prévus par la suite ou enfin d’euthanasier l’animal en dernier recours. Afin de minimiser le stress et la variabilité lors du test comportemental, les animaux suivront une session d’habituation au test durant 5 jours avant le début de l’exposition à la lumière bleue ou jaune. L’animal aura libre accès à l’ensemble du complexe dans une période de 5 minutes, c’est-à-dire les deux compartiments (illuminé ou sombre) et le couloir central reliant les deux compartiments. Pour l’imagerie, aucun acte ne sera entrepris avant que l’animal ne soit stabilisé pour ces différentes constantes (couverture thermostatée et suivi des fréquences cardiaque et respiratoire).

Choix des espèces

Le développement de modèles précliniques chez la souris est hautement reconnu et utilisé en routine pour la recherche portant sur la douleur oculaire. La souris de laboratoire est l'animal de choix car (1) elle possède les structures cérébrales adéquates, (2) nous avons accès éventuellement à tous les outils génétiques requis. Ce projet de recherche portant sur la photophobie nécessite d’utiliser des animaux adultes, âgés de plus de 6 semaines dont les circuits neuronaux sont établis puisque ce projet porte sur l’identification de modifications dysfonctionnelles de ces réseaux. Stade de développement à l’arrivée à l’animalerie : souris mâles et femelles d’une souche commerciale couramment utilisée adultes de 7 semaines.

Une plaie nécrosée, purulente ou suintante déclenche la mise à mort immédiate, tout comme une perte de plus de 20 % du poids maintenue trois jours ou une hypothermie persistante. 600 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour des prélèvements de tissus. Une inflammation de l'oreille leur est provoquée par injections répétées d'interleukine 23, puis elles reçoivent une à deux administrations par jour pendant seize jours, avec des mesures d'épaisseur de peau tous les deux jours et une prise de sang hebdomadaire. Les molécules testées appartiennent à des clients de l'établissement, dont le porteur écrit ne pas connaître la composition, et le choix de la souris tient notamment à ses "faibles coûts", à sa croissance rapide et à sa facilité de transport.

Objectifs

La dermatite atopique, encore appelée eczéma atopique, est une des maladies les plus fréquentes de l'enfant qui peut apparaître dès les premiers mois de la vie. L’origine de cette pathologie est principalement allergique. Il n’existe pas de traitement curatif efficace à ce jour. Les traitements utilisés sont symptomatiques et permettent de réduire les signes cliniques. Il est donc important d’avoir un modèle préclinique pertinent permettant de tester l’efficacité de nouvelles molécules thérapeutiques. Il est indispensable de tester ces molécules dans ce modèle pour plusieurs raisons : - Il n’existe pas de modèle in vitro de dermatite atopique pouvant remplacer complètement la peau en tant que tissu biologique vivant. Il existe cependant des modèles in vitro qui permettent d’effectuer un premier criblage d’efficacité de molécules, mais cette efficacité doit ensuite être confirmée chez l’animal. - Ces modèles in vitro ne permettent pas de tester des produits thérapeutiques ou des dispositifs médicaux destinés à être appliqués sur la peau (voie dermique / topique) - L’efficacité ne pouvant être complètement testée in vitro, des premières preuves d’efficacité in vivo doivent être apportées avant de passer au stade clinique de développement de ces molécules (tests cliniques chez l’Homme). De ce fait, il est important d’avoir un modèle préclinique prédictif de la dermatite atopique afin d’évaluer l’efficacité de nouvelles molécules thérapeutiques (non cosmétiques) qui permettront dans un futur proche d'apporter au patient plus de confort au quotidien.

Bénéfices attendus

Ces études permettront d'évaluer l'efficacité de nouveaux traiements contre la dermatite atopique. Si une molécule se révélait efficace, elle permettrait d'améliorer la prise en charge des patients atteints de cette pathologie.

Procédures

Les interventions réalisées au cours de l'étude sont les suivantes: manipulation quotidienne (1 minute), contention pour administrations (une ou deux fois par jour pendant seize jours, durée d'environ trente secondes), anesthésie gazeuse pour l'induction et mesures au pied à coulisse ou par imagerie non invasive par tomographie de cohérence optique ou OCT (à huit occasions, tous les deux jours, environ 5 minutes), prélèvements sanguins sous anesthésie gazeuse (une fois par semaine maximum, durée d'environ trois minutes).

Impact sur les animaux

L'injection répétée d'IL23 (interleukine 23) induit une inflammation locale au niveau de l'oreille. Il est possible également que des effets indésirables liés aux molécules testées apparaissent, mais ceux-ci sont difficiles à anticiper car il s'agit des molécules de nos clients dont nous n'avons pas connaissance. Le suivi clinique et la mise en place d'un scoring permettra de les détecter le plus précocément possible et d'adapter les traitements (dose, fréquence...) en conséquence.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort en fin de procédure car des prélèvements tissulaires post-mortem seront réalisés pour analyses.

Remplacement

L'utilisation du modèle animal de dermatite atopique ne sera utilisé qu'en dernier recours après des tests préalables de criblage et d'efficacité in vitro. Il est indispensable de tester ces molécules dans ce modèle pour plusieurs raisons : - Il n’existe pas vraiment de modèle in vitro de dermatite atopique pouvant remplacer complètement la peau en tant que tissu biologique vivant. Il existe cependant des modèles in vitro qui permettent d’effectuer un premier criblage d’efficacité de molécules, mais cette efficacité doit ensuite être confirmée chez l’animal. - Ces modèles in vitro ne permettent pas de tester des produits thérapeutiques ou des dispositifs médicaux destinés à être appliqués sur la peau (voie dermique / topique) - L’efficacité ne pouvant être complètement testée in vitro, des premières preuves d’efficacité in vivo doivent être apportées avant de passer au stade clinique de développement de ces molécules (tests cliniques chez l’Homme)

Réduction

La stratégie d’expérimentation sera une expérimentation en mesures répétées (étude longitudinale) par observation répétée avec ou sans procédure d’imagerie. Cette approche expérimentale permet d’appliquer un modèle statistique pour un plan en mesures répétées (seuil de significativité alpha de 5% dont le critère principal sera l'épaisseur de la peau du dos et des oreilles en fonction du temps) et permet d’avoir une puissance de test importante car chaque animal est observé à différents temps et devient son propre contrôle car une observation est réalisée avant d’initier les phases de traitement. Le nombre d’animaux sera de 8 répartis en 5 groupes (un groupe induit mais non traité, un groupe induit et traité avec une molécule de référence, un groupe induit traité avec l'excipient de la molécule à tester, 2 groupes d’animaux devant recevoir la molécule à tester à deux différentes doses ou recevant 2 molécules à tester). Des analyses post mortem sur les tissus seront réalisées afin d’obtenir le plus d’informations possibles relatives à l’efficacité des molécules administrées sur les animaux. L'utilisation d'imagerie OCT permet également de réduire le nombre d'animaux utilisés de 50% du fait du suivi longitudinal de chaque animal. Une procédure d’évaluation de la dermatite atopique en imagerie est prévue et cette approche permettra de réduire le nombre d’animaux de 50 %. Dans le cadre d’une approche classique (approche en groupes parallèles, sans utilisation d’imagerie et sans application d’un plan en mesures répétées), le nombre d’animaux par groupe de traitement serait supérieur dans le cas où l'on voudrait suivre l'évolution de la pathologie au cours du temps (au moins 16 animaux par groupe, par exemple 8 animaux mis à mort à un temps intermédiaire et 8 animaux mis à mort à la fin de l'expérimentation dans le cas où une approche histologique classique serait envisagée).

Raffinement

Evaluation des points finaux quotidiennement (poids, état d'hydratation, comportement de l'animal, état des lésions induites au niveau des oreilles et de la peau du dos...), enrichissement du milieu dans les cages (igloo, buchettes, cotons pour nidification). Afin de minimiser le potentiel de souffrance et/ou de détresse chez les animaux, les points limites établis en concertation avec le Comité de Suivi du Bien Être Animal (SBEA) de notre établissement, sont les suivants : - Défaut d'alimentation et/ou de boisson sur une période de 24 à 48h se traduisant par un amaigrissement et une déshydratation - Perte de poids >20 % du poids normal maintenue sur 72h - Hypothermie persistante, décelée par un animal froid au toucher et réticent à bouger - Difficulté respiratoire, avec augmentation du rythme respiratoire - Plaie nécrosée, purulente ou exsudative - Complication sur le site d’application de la molécule topique. Si un de ces points limites est atteint, les animaux seront mis à mort immédiatement.

Choix des espèces

Les espèces animales utilisées dans ce projet (souris immunocompétentes) sont d’excellents modèles de dermatite atopique. Il existe de nombreuses références bibliographiques scientifiques relatives à l’évaluation de la dermatite atopique induite dans ces espèces. De plus, ces animaux développent des symptômes de dermatite atopique très semblables à ceux observés chez l’humain. Ils présentent aussi certains intérêts pratiques décisifs : faibles coûts, cycles de reproduction courts, croissance rapide, facilité de transport, facilité de manipulation, et une très bonne adaptation aux conditions expérimentales. Les animaux seront utilisés au stade de jeunes adultes (~8-12 semaines) car il s'agit du stade auquel ils sont les plus susceptibles de fournir des résultats satisfaisants (maturité). Tous les animaux auront le même âge.

Une plaie carrée de vingt millimètres de côté, sur toute l'épaisseur de la peau du dos, est pratiquée sous anesthésie sur chacune des 1 080 souris immunodéficientes du projet, puis recouverte d'un substitut cutané et de leur propre peau dévitalisée suturée. Toutes sont tuées 15, 30 ou 90 jours après la greffe pour prélever la zone greffée, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Les greffons testés sont des produits de thérapie cellulaire préparés à partir de cellules souches humaines, destinés au traitement de maladies génétiques de la peau. Le porteur compte six souris par temps de prélèvement et trente substituts évalués au maximum, sans expliquer comment il parvient à 1 080 animaux. Il présente l'usage de la peau dévitalisée comme un progrès pour le bien-être des animaux non-humains, tout en isolant chaque souris en cage individuelle pendant trois à quatre semaines.

Objectifs

L’objectif de notre projet est d’évaluer la fonctionnalité et la stabilité de substituts cutanés de thérapie cellulaire préparés et utilisés suivant différentes modalités. Ce projet est la suite d’un projet précédemment autorisé au cours duquel nous avons évalué les premiers substituts cutanés de thérapie cellulaire préparés à partir de cellules souches humaines. Ces substituts cutanés sont destinés au traitement de maladies génétiques. Les substituts cutanés seront préparés suivant les normes concernant les exigences techniques relatives aux produits pharmaceutiques à usage humain. Un maximum de 30 substituts cutanés, sélectionnées sur la base d’essais préalables in vitro de stabilité et de fonctionnalité, seront transportés et utilisés dès réception ou conservés jusqu’à 5 jours dans l’attente de réalisation de greffes, afin de mimer au plus près les conditions cliniques qui seront utilisées chez l’Homme. Les greffes seront effectuées sur des souris avec un système immunitaire déficient afin d’éviter leur rejet, après induction d’une plaie cutanée sur toute l’épaisseur de la peau. Des prélèvements seront effectués à différents temps après réalisation des greffes afin d’étudier la fonctionnalité des greffons et les interactions se mettant progressivement en place entre greffon et hôte. Des analyses seront effectuées sur les prélèvements cutanés collectés et permettront de caractériser in vivo au cours du temps la fonctionnalité des greffons et d’appréhender les interactions se mettant en place entre le greffon et l’hôte. Les résultats obtenus permettront de définir les conditions optimales pour garantir les meilleures conditions de préparation, de transport et de stockage des substituts cutanés et de réalisation des greffes cutanées.

Bénéfices attendus

Les substituts cutanés sont des biomatériaux capables de remplacer une partie de la peau et constituent une alternative précieuse pour la gestion des plaies lorsque les thérapies standards sont un échec. Cependant, sélectionner le bon substitut n’est pas une décision thérapeutique aisée. Aujourd'hui, si les greffes se heurtent à l’écueil d’une disponibilité limité de peau, en particulier dans la prise en charge des grandes brûlures et les procédures restent invasives et douloureuses. Certaines greffes peuvent pourvoir au remplacement temporaire de la peau, avant de laisser la place à une autre greffe. Subsiste évidemment les risques de rejet, douleurs et infection, et la formation de cicatrices. De nombreux substituts cutanés sont aujourd’hui disponibles, constitués de cellules humaines vivantes ensemencées sur une matrice et nourries de composés nécessaires pour mieux se développer et se multiplier dans le tissu souhaité, et des substituts cutanés à partir de cellules humaines sont produits par ingénierie tissulaire. La technologie utilisée pour produire les substituts cutanés que nous allons évaluer va permettre le traitement de maladies génétiques de la peau. Il est donc important et nécessaire d’évaluer la fonctionnalité et la stabilité de ces substituts cutanés sur des modèles de plaies simples et chroniques représentatifs chez l’animal qui pourront être utilisés par la suite chez l’Homme et ainsi permettre d’améliorer la cicatrisation des plaies cutanées. Les différentes conditions expérimentales qui seront utilisées permettront de définir les conditions optimales pour garantir les meilleures conditions de préparation, de transport et de stockage des substituts cutanés et de réalisation des greffes cutanées.

Procédures

Les souris seront soumises à une procédure chirurgicale pour l’induction de la plaie cutanée et la réalisation d’une greffe de substitut cutané. Sous anesthésie générale, un prélèvement de peau carré de 20 mm de côté sur toute l’épaisseur de la peau sera effectué au milieu du dos et en arrière des omoplates sur l’ensemble des souris. Un substitut cutané sera placé dans le lit de la plaie cutanée et le carré de peau prélevé, dévitalisé, sera suturé en plusieurs points indépendants. Un traitement analgésique des souris sera administré avant la chirurgie puis après la fin de celle-ci. La chirurgie sera réalisée en 25 minutes environ et ne sera effectuée qu’une seule fois. Les greffes de substitut cutané seront protégées par un pansement et la peau dévitalisée suturée permettant d’effectuer des observations et de scorer différents paramètres au niveau des greffes cutanés. Un suivi quotidien de l’ensemble des souris sera réalisé pendant toute la durée des expérimentations, week-ends et jours fériés inclus. Un maintien des souris greffées en cage individuelle sera nécessaire pendant 3 à 4 semaines maximum après réalisation des greffes cutanées pour éviter qu’elles ne s’arrachent entre elles la peau dévitalisée servant de pansement de couverture, le pansement et surtout le greffon cutané. Après cicatrisation complète, 3 à 4 semaines maximum après réalisation des greffes cutanées, les souris seront replacées à 2 par cage jusqu’à la fin des expérimentations.

Impact sur les animaux

L’induction d’une plaie cutanée pour la réalisation de la greffe cutanée va engendrer une douleur modérée transitoire pendant quelques heures. L’hébergement en cage individuelle des souris greffées, nécessaire tout au long du processus cicatriciel et de régénération tissulaire, soit pendant 3 à 4 semaines maximum, pour éviter qu’elles ne s’arrachent entre elles la peau dévitalisée servant de pansement de couverture, le pansement et surtout le greffon cutané, peut conduire à un stress par la limitation des interactions sociales directes.

Devenir

Les 1080 souris seront euthanasiées à différents temps après réalisation de la greffe cutanée, 15, 30 et 90 jours après, avec 6 souris, 3 souris mâles et 3 souris femelles, par temps de prélèvement. Un prélèvement cutané sera réalisé au large de la région greffée pour réaliser un ensemble d’analyses permettant de caractériser sur des temps précoces et prolongés la fonctionnalité et l’évolution de substituts cutanés greffés, processus dépendants de mécanismes complexes (influence du microenvironnement cutané, processus inflammatoire et immunitaire, mise en place de la vascularisation…).

Remplacement

Le remplacement des expérimentations animales par des méthodes alternatives n’est pas envisageable dans le contexte de ce projet. Il n’est en effet pas possible d’utiliser des modèles in vitro ou ex vivo permettant de caractériser sur un temps prolongé la fonctionnalité et l’évolution de substituts cutanés greffés, processus dépendants de mécanismes complexes (influence du microenvironnement cutané, processus inflammatoire et immunitaire, mise en place de la vascularisation …). L’ensemble de ces facteurs complexes ne peut être appréhendé qu’in vivo sur un modèle animal.

Réduction

Nous ne grefferons que des Unités Thérapeutiques Cliniques sélectionnées sur la base de résultats d’analyses préalables. Nous utiliserons le nombre minimum d’animaux nécessaire à la réalisation de ce projet mais permettant d’obtenir des résultats prédictifs et représentatifs. Ce nombre a été déterminé sur la base de résultats d’études précédentes effectuées suivant les mêmes conditions expérimentales et selon les recommandations en vigueur (5 animaux minimum par condition). Ainsi, 6 souris par temps de prélèvements, 3 souris mâles et 3 souris femelles, seront suffisants. La réalisation de l’ensemble des analyses envisagées sur un même prélèvement cutané permettra également de limiter le nombre d’échantillons et donc d’animaux nécessaires.

Raffinement

Une attention toute particulière sera portée aux animaux lors de la réalisation de la greffe cutanée (traitement pour supprimer la douleur avant la chirurgie, maintien de la température corporelle) puis après réalisation de celle-ci (traitement pour supprimer la douleur après la chirurgie et observations régulières). Les animaux seront observés quotidiennement tout au long de l’expérimentation, leur poids sera mesuré deux fois par semaine, et si une perte de poids trop importante par rapport au poids maximal est observée ou si des signes d’infection de la plaie greffée ou des modifications du comportement des animaux sont observés, ceux-ci seront euthanasiés dans des conditions éthiques. Les animaux seront placés dans des conditions permettant d’observer leur comportement pendant leur phase d’activité et ainsi respecter leur horloge biologique (chronobiologie). Des bâtonnets de coton seront placés dans chaque cage comme dispositif d’enrichissement pour assurer leur bien-être, et seront remplacés lors de chaque change de litière. L’utilisation de la peau excisée dévitalisée, suturée au-dessus de la greffe de substitut cutané, comme pansement de couverture, évitera l’utilisation d’un système de maintien avec des bandes de sparadrap, favorisant le bien-être des animaux.

Choix des espèces

La souris est l’espèce animale la plus adaptée pour réaliser ce projet en raison de sa taille et de sa facilité de manipulation permettant d’induire une plaie représentative des plaies à traiter chez l’Homme, et la souche de souris utilisée est dépourvue de système immunitaire, permettant d’éviter les risques de rejet suite à une greffe de peau d’un organisme étranger. Son utilisation est largement décrite dans la littérature scientifique pour les études sur les greffes cutanées et pour le développement de substituts cutanés. Les animaux seront des souris âgées de 6-7 semaines à l’arrivée au laboratoire et de 7-8 semaines pour le démarrage des expérimentations. Cela correspond à l’âge de souris décrit dans la littérature scientifique pour la réalisation d’études sur des greffes cutanées (généralement 6 à 8 semaines).