Recherche appliquée

360 animaux non-humains, cobayes, hamsters dorés et gerbilles de Mongolie, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils sont infectés par injection de leptospires pour tester la virulence de souches bactériennes, l'infection provoquant prostration, poils hérissés et perte de poids, les individus moribonds étant mis à mort. Le sang et les organes sont prélevés après mise à mort par CO2. Le porteur affirme que seuls ces animaux développent des signes proches de la maladie humaine et qu'aucun autre modèle n'existe pour étudier la virulence.

Objectifs

Les mécanismes de virulence des leptospires pathogènes restent largement méconnus. Depuis quelques années, le laboratoire a développé des outils génétiques pour l’inactivation de gènes potentiellement impliqués dans la virulence de ces bactéries. Le seul moyen de tester pour la virulence de ces mutants est l’utilisation d’animaux : si un gène code pour un facteur de virulence, l’inactivation de ce gène par l’utilisation d’outils génétiques doit rendre ce mutant non virulent (les animaux survivent à l’infection). Le laboratoire a ainsi publié de nombreux articles sur la caractérisation de mutants non virulents et démontré le rôle de certains mécanismes comme la mobilité et la résistance aux stress, dans la virulence de ces bactéries. Nous envisageons aussi de déterminer les gènes dérégulés lors d’une infection chez la bactérie et l’hôte par des approches de transcriptomique. Le laboratoire peut aussi être amené à tester le caractère virulent de certaines souches cliniques isolées chez des patients présentant des formes plus ou moins graves de leptospirose. Ce projet a donc pour but de tester la virulence de souches de leptospires (mutants obtenus par manipulation génétique ou souches cliniques) et d’identifier les gènes ou voies induites lors d’une infection dans les modèles animaux sensibles (cobayes, hamsters ou gerbilles).

Bénéfices attendus

Les travaux menés jusqu’à maintenant à l’aide de mutants dans les modèles sensibles à la leptospirose ont permis d’identifier de nombreux facteurs de virulence, ce qui nous permet de mieux comprendre les mécanismes de la pathogénèse de la leptospirose. L’analyse transcriptomique de la bactérie et de son hôte permettra aussi de mieux comprendre les mécanismes impliqués lors de l’infection. Enfin, ce projet permettra de mieux évaluer le degré de virulence de différentes espèces pathogènes ou de certaines souches cliniques. Ceci permettra de mettre en place des outils moléculaires pour la détection rapide de souches plus virulentes chez les patients. .

Procédures

L’infection se fera par injection intra-péritoneale d’une solution de bactéries dans l’animal (10 min). Le sang pourra aussi être prélevé par ponction cardiaque immédiatement après la mise à mort de l’animal (

Impact sur les animaux

Les animaux infectés par des souches virulentes présentent habituellement des signes caractéristiques à partir de J5 après l’infection (le délai peut -être plus long en fonction de la dose injectée ou de la nature de la souche de leptospires utilisée), notamment perte d’activité, prostration, poils hérissés et perte de poids.

Devenir

Les animaux utilisés lors des expériences seront mis à mort par inhalation de CO2. Ces animaux qui sont infectés avec des souches de leptospires potentiellement virulentes ne peuvent être réutilisés, replacés ou adoptés.

Remplacement

La virulence des leptospires est très probablement multifactorielle (mobilité flagellaire, adhésion aux cellules, résistance aux stress, production d'hémolysines, reconnaissance de la surface des leptospires par le système immunitaire, etc) et seul l'animal permet d'étudier l'ensemble de ces mécanismes et leurs rôles au cours de l'infection. Cependant, pour l’étude de certains phénotypes comme l’adhésion des bactéries aux cellules de l’hôte, nous avons maintenant mis en place un modèle de cultures de lignées cellulaires afin d'étudier les interactions bactéries-cellules de l'hôte (notamment la capacité des leptospires à adhérer aux cellules et à traverser une couche monocellulaire). Des collaborations sont aussi envisagées pour utiliser ces modèles. Cependant, aucun modèle autre que celui des animaux existe pour l’étude de la virulence.

Réduction

On procèdera tout d'abord à une sélection rigoureuse des souches à tester dans les modèles animaux. Pour l'étude de la virulence d'un mutant (principale activité de l'unité), on ne sélectionnera que les mutants présentant une forte probabilité d'être atténués dans leur virulence (analyse du gène inactivé, étude préalable du phénotype du mutant in vitro, etc). On pourra regrouper le nombre de mutants à tester afin de le comparer à un seul groupe contrôle. Dans le cadre de l’analyse de la charge bactérienne, du transcriptome ou de la réponse immunitaire au cours de l’infection, on limitera les points de prélèvements à la phase précoce (J1 post-infection) et à la phase tardive (J3 et/ ou J6 post-infection).

Raffinement

A réception, les animaux resteront en cage 1 semaine avant toute intervention pour une bonne acclimatation. Les cages seront enrichies avec de l’aliment sous forme de gel, des cylindres en plastique et du coton. On pourra utiliser les chaufferettes et pratiquer la réhydratation sc avec le sérum physiologique. Une infection par les leptospires pathogènes entraîne chez les animaux sensibles (gerbilles, hamsters, cobayes) une prostration et les poils hérissés. Pendant la période de l'infection aigue chez l'animal (pour l'inoculation de 10e4-10e6 bactéries, la mortalité est maximale entre les jours 5 et 9 après l'infection), on procédera à deux visites dans la journée (matin et après-midi), y compris les week-ends et jours fériés, afin d'observer tous signes extérieurs (poils hérissés et prostration). Pour certaines souches virulentes, une perte de poids avant la mort (une perte de 10% de poids chez le hamster indique une leptospirose avancée et irréversible) est aussi observée. Dans ce cas, les animaux sont pesés quotidiennement. Les animaux moribonds seront mis à mort.

Choix des espèces

Cobaye, Gerbille et/ou Hamster : seuls ces animaux sont capables de développer la maladie avec des signes cliniques proches de la pathologie humaine, en particulier avec atteinte des organes tels que le foie, le rein et les poumons. L’inoculation de souches virulentes chez ces animaux par voie intra-peritonéale entraîne la mort des animaux infectés. L’application de points limites permettra de limiter la douleur. Pour les cobayes et hamsters, on privilégiera l'utilisation d'animaux âgés de 4 semaines; des animaux plus âgés peuvent être plus résistants à l'infection (maturité du système immunitaire). Ce n'est pas le cas pour les gerbilles, on pourra donc utiliser des gerbilles jeunes ou adultes.

1080 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent une section chirurgicale du nerf vague puis, pour certaines, un régime gras induisant une stéatohépatite, avant des prélèvements post-mortem, pour étudier le lien entre foie, nerf vague et inflammation de la rétine. Le porteur affirme à plusieurs reprises que ces chirurgies n'entraînent ni douleur ni détresse et un rétablissement complet, sur la foi de ses projets antérieurs. Il conclut que l'étude dans un "organisme entier" ne peut être reproduite sur cultures cellulaires.

Objectifs

Nous avons précédemment démontré comment l'inflammation pathogène est un moteur important de la dégénérescence maculaire liée à l'âge (DMLA) et la stéatohépatite non alcoolique (NASH). Nos données préliminaires montrent que l'innervation vagale a un impact profond sur l’inflammation, et que des vagotomies expérimentales augmentent considérablement l'accumulation de macrophages pathogènes dans un modèle de DMLA. Une aggravation similaire des vagotomies est observée dans le modèle NASH et il a été démontré que l'innervation vagale contrôle le métabolisme hépatique, qui influence la libération de macrophages de la moelle osseuse et probablement du réservoir des monocytes spléniques. Dans l'ensemble, l'image d'un mécanisme de la voie anti-inflammatoire du nerf vague, relie le métabolisme hépatique et la régulation des populations de monocytes et macrophages. L’influence du foie, et en particulier de la NASH, sur l’état inflammatoire systémique et son impact sur une maladie inflammatoire comme la DMLA reste mal connue. Nous proposons d'analyser ces interactions en utilisant des approches chirurgicales et génétiques, des techniques de séquençage d'ARN en masse et unicellulaires. Notre projet aidera à déchiffrer les rôles joués par le foie, la moelle osseuse et la rate dans la voie anti-inflammatoire du nerf vague.

Bénéfices attendus

Le projet permettra d'évaluer le rôle du nerf vague et du foie dans la réponse inflammatoire systémique. Une meilleure compréhension de ces mécanismes permettra d’établir des stratégies anti- inflammatoires qui pourront bénéficiées aux patients atteints de la DMLA et de NASH. De plus ce projet pourra éclaircir un rôle potentiel de la NASH dans la pathologie de la DMLA.

Procédures

Les souris seront soumises à des chirurgies : vagotomies cervicales gauche et des branches hépatiques du nerf vague ou des chirurgies sham (contrôles). Chaque souris subira une seule opération qui dure 15-20 min sous anesthésie et analgésie. Elles auront ensuite une période de récupération de 3 semaines. Ce type de chirurgie est bien connue de notre équipe ; les souris se rétablissent complètement et rapidement et on n'observe généralement ni douleur ni détresse. Les souris seront ensuite soumises à une diète standard ou à une diète riche en lipide induisant le Nash, qui n'induit pas de détresse particulière. Nous étudierons l’impact de ce régime sur 2 temps : un temps court (4 semaines) et un temps long (12 semaines). Tous les prélèvements se feront suite à l’euthanasie par méthode réglementaire de l’animal.

Impact sur les animaux

Avec ce projet les nuisances attendues sont celles des chirurgies. Ces chirurgies sont bien connues de notre équipe et on observe généralement un rétablissement complet et rapide sans douleur ni détresse particulière. Toutefois, en cas d’infection et non cicatrisation de la plaie (ce que nous n’avons jamais observé sur ce type de chirurgie dans nos projets passés ou en cours) l’animal sera sorti de l’étude. Le régime WD n’entraîne pas de douleur ou de détresse perceptible (pas de changement du comportement de la souris), seulement une prise de poids qui sera surveillée.

Devenir

Des prélèvements et analyses sont nécessaires post-mortem et que cela implique donc l’euthanasie de l’ensemble des animaux.

Remplacement

Les études in vitro sur les animaux invertébrés ne permettent pas l’études des signes cliniques de la pathologie de l’œil en particulier ; la souris est donc une des espèces les plus appropriées pour ce type d’étude. Ces modèles permettent d’étudier la maladie dans un organisme entier, qui ne peut pas être reproduit en utilisant des cultures de cellules isolées provenant de différents tissus.

Réduction

Nous devons induire plusieurs expériences en raison de la variabilité entre les souris d'un même lot et en raison du nombre d'analyses différentes post-mortem (FACS, biologie moléculaire et histologie) pour lesquelles les techniques recquièrent l'intégralité des tissus. Nous aurons donc besoin de 10 animaux par lots pour un total de 1080 souris. Le nombre de 10 animaux par groupe est basé sur les résultats de nos expériences dans notre laboratoire afin de permettre la réalisation des analyses statistiques adéquates pour une interprétation fiable des résultats.

Raffinement

Les animaux sont hébergés en groupe avec un coton pour faire un nid dans chaque cage. Les animaux sont hébergés en groupe de 5 dans des cages ventilées. Les animaux sont examinés quotidiennement par les expérimentateurs et par le personnel de l'animalerie. Les animaux auront une période d'une semaine d'acclimatation avant expérimentation. Si nécessaire et en cas d'agressivité des mâles, les animaux seront séparés. Les animaux sont identifiés par bagues numérotées. Tous signes d’inconfort ou de détresse, tels que l'apparence (poil ébouriffé, dos courbé, perte excessive de poils) et un comportement anormal (agressivité soudaine, inactivité, vocalisation et mutilation, isolement, diminution de l’appétit), feront l’objet d’une surveillance accrue et d’un isolement en cas de besoin. Les critères absolus (état de choc, léthargie, inconscience, immobilité, forte hypothermie, difficultés respiratoires) entraîneront l’euthanasie. Toutefois, les critères absolus ne devraient pas être mis en évidence aux vues des procédures utilisées. Pour les chirurgies, les animaux bénéficieront d’une anesthésie générale par injection intrapéritonéale d'un mélange de kétamine et de Xylazine. En prévention de la douleur, nous administrerons de la buprénorphine en sous cutanée. Une nouvelle injection sera administrée à l’animal le lendemain matin. Un gel ophtalmologique (LUBRITHAL) est appliqué sur les yeux des animaux pour éviter l’assèchement de la cornée durant l'anesthésie. Les animaux qui ont subi une chirurgie sont observés quotidiennement avec attention particulièrement les 3 premiers jours qui suivent la chirurgie par l’expérimentateur et par le personnel qualifié de l’animalerie. On observe généralement un rétablissement complet après les chirurgies sans douleur ou détresse particulière.

Choix des espèces

Les souris sont utilisées pour ces expériences car elles constituent un modèle bien établi pour le NASH et la vagotomie. En outre, il est relativement simple d'examiner le système visuel et d'autres tissus chez la souris, et ce modèle offre l’avantage de multiples options pour les analyses. Les animaux seront utilisés entre 2 et 4 mois, âges auquels ils sont succeptibles de développer la pathologie.

440 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Greffées d'un cancer des voies biliaires, elles reçoivent des injections hebdomadaires de traitement pendant quatre semaines et des séances d'imagerie sous anesthésie, avec un développement tumoral pouvant entraîner nécrose et perte de poids. Le porteur met à mort les animaux après la dernière imagerie pour prélever la tumeur. Il affirme que la complexité du développement tumoral ne peut être étudiée sur cellules en culture et qu'il est "primordial" de tester l'anticorps sur des souris greffées de cellules humaines.

Objectifs

Les objectifs de ce projet sont de permettre une meilleure compréhension de la pathogenèse du cancer des voies biliaires et l’évaluation in vivo de l’efficacité d’un nouveau candidat médicament.

Bénéfices attendus

Réduction de la pousse tumorale avec le nouveau candidat medicament observée en imagerie l'aide de traceurs pertinents.

Procédures

Les souris recevront le traitement soit par injection au niveau de la paroi abdominale (éveillé, 4 injections, durée 20 secondes chacune) soit par voie intraveineuse (anesthésie , 4 injections, durée 1 minute) une fois par semaine pendant 4 semaines. Les souris seront soumises à séances d'imagerie (10 minutes chacune) à raison d'une par semaine pendant 4 semaines. Ces séances sont réalisées sous anesthésie.

Impact sur les animaux

Les nuisances susceptibles de survenir sont : - développement tumoral et apparition de nécrose tumorale - perte de poids de l'animal - hématome au niveau du site d'injection du radio-traceur qui disparait spontanément en 3 jours. - des nécroses au point d’injection du traitement au niveau de la paroi abdominale,

Devenir

A la fin de la procédure, c’est-à-dire après la dernière séance d’imagerie, les animaux seront mis à mort et la tumeur prélevée post mortem pour des études complémentaires (histologie, biochimie) qui viendront compléter les résultats obtenus in vivo.

Remplacement

Notre étude vise à montrer l'efficacité d'un anticorps dans le le carcinome hépatique. La complexité du développement tumoral (circulation sanguine, environnement tumoral) ne pouvant être étudié uniquement sur des cellules en culture, il est primordial de tester cet anticorps sur des modèles animaux greffés avec des cellules tumorales humaines.

Réduction

Le nombre d’animaux dans chaque groupe a été calculé afin d’inclure le minimum d’animaux pour pourvoir réaliser des tests statistiques sur les résultats obtenus. L’utilisation de l’imagerie lors d’études longitudinales permet de réduire drastiquement le nombre d’animaux lors des études. De plus, le prélèvement post mortem de la tumeur pour des études complémentaires permet de compléter les informations obtenues dans l’étude sans augmenter le nombre d’animaux. Un test statistique sera utilisé pour analyser les effets d’un nouveau traitement par anticorps sur la croissance tumorale entre les différents groupes d'animaux.

Raffinement

L’environnement des animaux est enrichi (tunnel, carré de coton déchiquetable pour maintenir une activité locomotrice), les animaux sont placés à plusieurs par cage pour respecter les interactions sociales. Les souris greffées auront un suivi quotidien réalisé par du personnel préalablement formé et à l’aide d’une grille d’observation adaptée afin d’éviter toute souffrance liée au développement des tumeurs et tous les moyens nécessaires seront mis en œuvre pour éviter tout stress ou douleurs lors des procédures. Les examens sont réalisées sous anesthésie gazeuse et lors des séances d'imagerie, les animaux sont placés dans une enceinte chauffée avec un suivi en direct de la fréquence respiratoire et de la température corporelle afin de déceler tout signe précoce de mal-être (hypothermie par exemple). Un gel ophtalmique ainsi qu’une injection sous-cutanée de sérum physiologique à température corporelle seront administrés à l’animal juste avant le début de la séance d’imagerie.

Choix des espèces

En raison de l'absence d'une partie de son système immunitaire, les cellules tumorales injectées à cette souche particulière de souris vont pouvoir se développer et former une tumeur. Les animaux seront greffés à un âge allant de 6 à 8 semaines, âge optimal pour la prise tumorale .

42 rats mâles vont être utilisés, tués à l'issue par inhalation de dioxyde de carbone, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Porteurs d'une mutation reproduisant la dystrophie musculaire de Duchenne, ils subissent une série de tests fonctionnels, dont champ ouvert, labyrinthe en Y, test d'agrippement, échocardiographie, exercice forcé sur tapis roulant et électromyographie, ainsi que des prélèvements sanguins. Le porteur indique une perte de poids légère et un niveau de stress plus élevé chez ces rats, sans souffrance liée au phénotype selon lui. Il affirme que la thérapie génique ne peut être évaluée que dans un organisme vivant, ce modèle reproduisant selon lui la maladie plus fidèlement que la souris mdx.

Objectifs

Ce projet correspond à des recherches translationnelles qui rentrent dans le domaine « prévention, prophylaxie, diagnostic, traitement de maladies chez l’homme, l’animal ou la plante ». En effet, les dystrophies musculaires sont des pathologies invalidantes, dont une faiblesse musculaire, et sans traitement curatif à ce jour. Le modèle en question est un modèle rat de la dystrophie musculaire de Duchenne (DMD), portant la grande délétion la plus commune dans le génome des patients DMD. Ce modèle sert à mieux comprendre la pathologie, en suivant sa mise en place et son évolution, ainsi que pour l'évaluation des thérapies pour la DMD.

Bénéfices attendus

La création et la caractérisation d’un modèle de rat portant la grande délétion la plus fréquente chez la population de patients DMD permettra d’avoir une meilleure compréhension du déroulement de la pathologie et des méchanismes impliqués dans la maladie. Une compréhension des mécanismes d’évolution de la maladie est nécessaire pour différentes voies de suivi clinique et traitement de la maladie. Une étude approfondie du modèle peut servir à la détermination de biomarqueurs efficaces pour un diagnostic rapide et un suivi convenable de la maladie. Le modèle joue un rôle important dans la découverte et compréhension de plusieurs voies impliquées dans la mise en place et la progression de la maladie, ce qui est nécessaire pour le développement de nouvelles approches thérapeutiques. Enfin, le modèle servira pour tester des approches thérapeutiques développées par le laboratoire Généthon pour modifier le génome autour de l’exon délété ou dans le hotspot 45-55 afin de traiter de façon permanente la maladie de Duchenne.

Procédures

Nous allons réalisé les tests d'exploration fonctionnelle suivants à 3-4 et 9-10 mois d'age environ, sur 2 cohortes indépendantes, chacun des tests étant réalisés une seule fois: test du champ ouvert pour évaluer l'activité locomotrice et la réaction dans un nouvel environnement (30 minutes); test du labyrinthe en Y pour évaluer la fonction cognitive (8 minutes); test d'agrippement pour évaluer la force musculaire (2 minutes); échocardiographie/ECG pour évaluer la morphologie et la fonction cardiaque, ainsi que l'activité électrique (10-15 minutes); exercice sur tapis roulant pour évaluer la performance à l'effort (20-45 minutes); électromyographie permettant la mesure neurophysiologique de la fonction motrice et sensorielle (20 minutes); deux prélèvements sanguins pour analyser les biomarqueurs (2 minutes en cas de prélèvement à la veine temporale superficielle sans anesthésie; 4 minutes en cas de prélèvement par voie rétro-orbitale sous anesthésie); le suivi du poids des animaux (1X/semaine)

Impact sur les animaux

A l’âge de l’étude (3-4 mois et 9-10 mois environ) aucune observation indiquant la souffrance de l’animal à cause de son phénotype n’a été indiquée. Une légère perte de poids par rapport aux rats non atteints a été observée aux âges de l’étude, sans affecter leur activité. Les rats DMD présentent un niveau de stress plus élevé que les rats non atteints. Les animaux subiront des tests fonctionnels qui induiront une souffrance minimale, sans induire des blessures ou autres formes d’atteinte physique. Lors du test d'effort qui peut entrainer une fatigue de l'animal (musculaire et/ou cardiaque), les animaux seront surveillés toutes les 30 minutes durant les 2 heures suivant l'interruption du test. L'échographie se déroule quant à elle sous anesthésie pendant toute la durée du test. Les rats seront rasés et une crème dépilatoire hypoallergénique sera appliquée. Le rythme cardiaque et la respiration seront surveillés en continu tout au long de l'échographie. Si la fréquence cardiaque diminue ou si l'animal commence à mal respirer, le test sera arrêté et le rat sera mis dans une cage de réveil chauffée pour récupérer. Lors de l'EMG, si un animal commence à se réveiller au cours du test, l'expérience sera immédiatement stoppée. Si un animal présente des difficultés respiratoires, l'expérience sera également stoppée. Il y aura deux prises de sang prévues, l'une après l'échographie et l'autre après le test d'effort sur tapis roulant. Les animaux seront euthanasiés à la fin du protocole.

Devenir

A l'issue des procédures, les animaux seront euthanasiés par inhalation de dose croissante de CO2.

Remplacement

Ce projet a recours au modèle animal et au modèle rat en particulier pour les raisons principales suivantes : on ne sait pas modéliser aujourd’hui la distribution d’un traitement de thérapie génique ou d’édition du génome dans un organisme sans le tester dans un organisme vivant. Deuxièmement, l’effet bénéfique d’un traitement sur un phénotype dystrophique au niveau histologique et au niveau fonctionnel va nécessiter une évaluation au niveau de l’organe atteint, en l’occurrence le muscle squelettique différencié et le cœur. Troisièmement, une caractérisation fonctionnelle au niveau des muscles squelettiques, cœur et cerveau du rat sont nécessaires pour la compréhension de mécanismes de la pathologie, à cause de l’implication de plusieurs voies et interactions de systèmes exploitables uniquement in vivo.

Réduction

Les protocoles d’études seront réalisés en incorporant le juste nombre d’animaux nécessaire pour pouvoir tirer des conclusions. A cet effet, les 1ères études sont réalisées in vitro pour valider les hypothèses scientifiques et une étude-pilote sera réalisé avec 10 rats afin de valider les protocoles d'exercice sur tapis roulant et d'EMG selon les conditions expérimentales discutées avec le laboratoire porteur du projet. Par ailleurs, une étude préalable de caractérisation a été réalisée permettant de définir le niveau d’atteinte et les caractéristiques des animaux et de définir le nombre d'animaux minimum nécessaire et suffisant pour obtenir des résultats robustes. En particulier, nous utiliserons 7-9 rats de chaque génotype et 2 ages (3-4 et 9-10 mois environ) pour réaliser les analyses fonctionnelles. Cet effectif est réduit au maximum, mais suffisant pour assurer une analyse statistique fiable et reproductible. D'autre part, les échantillons sanguins ou prélèvement de tissus en cas de mortalité seront partagés avec le laboratoire partenaire afin d'éviter l'utilisation d'un deuxième lot d'animaux pour effectuer ces analyses complémentaires. Enfin, nous n'utiliserons que des males dans cette étude, la pathologie étant liée au chromosome X. Les males porteurs de la mutation sur le chromosome X seront ainsi porteurs de la pathologie et comparés à des males sains.

Raffinement

Nous réduirons au maximum les techniques douloureuses ou stressantes. Les animaux seront hébergés dans les meilleures conditions possibles dans un environnement contrôlé permettant une réduction du stress. Chaque animal sera suivi tout au long de l’expérience afin de détecter tout indicateur de souffrance. En cas d’observation de la moindre douleur, les rats recevront un traitement analgésique, et si cette douleur devait persister, les animaux seront euthanasiés pour éviter toute souffrance. Les animaux seront pesés et observés toutes les semaines en plus du suivi quotidien habituel. Des anesthésies seront appliquées lors des procédures d'échocardiographie/ECG et d'électromyographie.

Choix des espèces

Ce projet est réalisé dans le cadre de la recherche de traitements pour la dystrophie musculaire de Duchenne. Les modèles utilisés dans ce projet sont des rats, modèles représentatifs de la pathologie étudiée au niveau histologique, fonctionnel et génétique. Le rat est une espèce facile à manipuler, se reproduisant facilement et rapidement, et facile à héberger. Afin de pouvoir obtenir une évaluation de l’effet thérapeutique, nous utilisons des rats déficients en dystrophine, modèle portant une modification correspondant aux mutations les plus fréquentes dans DMD. Ce modèle rat reproduit notamment plus fidèlement la pathologie humaine, en comparaison au modèle de souris mdx. Il présente en particulier une atteinte cardiaque, ce qui nous permettra d’obtenir une évaluation thérapeutique sur le muscle cardiaque. Les rats seront adultes, agés de 3 et 9 mois environ au début des tests d'exploration fonctionnels (4 et 10 mois environ lors du dernier test, l'ensemble des tests étant réalisés sur une période de 4-5 semaines)

120 rats mâles de quatre souches vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacun subit une craniotomie créant deux trous dans la voûte crânienne, l'un laissé vide et l'autre comblé par une céramique, des séances d'imagerie répétées, puis une thoracotomie que le porteur décrit lui-même comme douloureuse, réalisée en condition péri-mortem. À la fin, les rats sont mis à mort pour analyser la réparation osseuse. Le porteur affirme qu'aucun modèle in vitro ou in silico ne reproduit la complexité de la cicatrisation osseuse, rendant selon lui le recours à l'animal "nécessaire".

Objectifs

La réparation / régénération osseuse est une composante importante de la pratique clinique et vise à combler les défauts de tissu osseux résultant de traumatismes, de défauts congénitaux ou d’excision de tumeurs. La réparation des grands défauts osseux (en particulier les défauts dits de taille critique, c’est-à-dire ceux ne réparant pas) reste en particulier un défi clinique. Dans le domaine de la régénération osseuse, en particulier en site maxillo-facial, le modèle de défaut au niveau du crâne est couramment utilisé pour évaluer la performance de nouveaux biomatériaux de comblement ou nouveaux protocoles de régénération osseuse. Quant au modèle animal, le rat est très largement utilisé en recherche orthopédique en raison de sa taille supérieure à la souris tout en gardant les avantages du rongeur, que sont la standardisation biologique des souches de rats, sa facilité d’élevage et la disponibilité d’outils d’évaluation en biologie et imagerie. Néanmoins, l'utilisation de différentes souches de rat dans les nombreuses études publiées chaque année (utilisant le même modèle chirurgical) est une cause de non-productibilité et d’impossibilité de comparaison des données. Dans ce cadre, l’objectif de cette étude est d’évaluer le potentiel de réparation de défauts crâniaux chez 4 souches de rats couramment utilisées par la communauté scientifique dans le domaine de la régénération osseuse et d’en mieux comprendre les mécanismes sous-jacents. Deux souches non-syngéniques (ayant une diversité génétique ; Wistar et Sprague-Dawley) et deux souches syngéniques (ayant une homogénéité génétique, Fisher et Lewis) seront utilisées et comparées. Nous utiliserons un modèle de défaut crânial 5mm de diamètre (dit sub-critique car large mais pouvant réparer) afin de pouvoir observer des différences entre les 4 souches. Deux défauts seront réalisés par rat (de part de d’autre de la suture dans l’axe fronto-dorsal) ; l’un des défauts sera laissé vide et l’autre comblé par un matériau en céramique macrostructuré pour évaluer le potentiel de régénération en absence et présence de biomatériau de comblement ostéoconducteur.

Bénéfices attendus

La comparaison de la réparation osseuse selon la souche de l’animal et la détermination de paramètres critiques responsables des différences observées devraient être d’une grande utilité pour la communauté scientifique, en particulier dans son choix de modèle pour les études à venir dans le domaine. Par ailleurs les résultats nous aideront à mieux comprendre les mécanismes de réparation et de non-réparation osseuse, en particulier dans des contextes cliniques peu favorables chez certains patients

Procédures

1-Craniotomies latérales et dépôt d’un implant ( 1X ; durée ~40 min) 2- Imagerie micro-scanner (μCT) in vivo (Max 7X; durée 15 min) 3- Prélèvement sanguin au niveau de la Veine saphène latérale ( Max 4X; durée 10 min) ; 4- Injection de fluorochromes (2X, durée 5 min) 5- Infiltration du réseau vasculaire par un agent radio-opaque (1X; durée 30 min)

Impact sur les animaux

Les craniotomies réalisées sont généralement bien tolérées chez le rat. Un effet indésirable potentiel est le glissement de l’implant sous la voute crânienne au moment de la pose. Cela nous est arrivé une fois ; les animaux sont scannés en post-op (encore sous anesthésie générale) et cet événement est donc tout de suite détecté. En telle situation, il est impossible de récupérer l’implant ; l’animal est donc euthanasié avant son réveil par injection massive d'anesthésique. Si cela arrive pendant les 12 semaines, et observé soit par un comportement inhabituel de l’animal dû à la compression du cerveau soit après imagerie par scanner, l’animal sera euthanasié. Ce projet comprend aussi une thoracotomie (ouverture de la cage thoracque pour accéder au coeur) . La thoracotomie est une procédure douloureuse, aussi nous utiliserons des doses élevées d’analgésie et d’anesthésie afin que l’animal soit en condition péri-mortem.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort en fin de projet permettant des analyses post-mortem (analyse au μCT à une résolution de 9 μm + histologie des cranes réparés)

Remplacement

Aucun modèle de néoformation osseuse in vitro n’est disponible aujourd’hui. La cicatrisation osseuse est un processus séquentiel orchestré complexe impliquant l’interaction de nombreuses populations cellulaires différentes : cellules osseuses, cellules vasculaires, cellules du système immunitaire et cellules des tissus environnant tels que le périoste ou le tissu musculaire; à cela s'ajoute l'impact d'un système hormonal complexe . Les modèles in silico actuels ne peuvent pas reproduire cette complexité cellulaire et moléculaire, d’autant plus que tous les processus intervenants dans la réparation osseuse ne sont pas encore connus. Les modèles in vitro (organoide, co-culture) permettent de reproduire certaines des interactions matrice-cellules ou cellules-cellules, mais n’incluent que 2 ou 3 interactions (ostéoblastes/macrophages par exemple). Les modèles ex vivo (explants osseux) sont les plus proches de la situation physiologique et permettent d’étudier la physiologie osseuse sur quelques jours. Ces modèles, cependant, sont dénués de système vasculaire qui joue un rôle clé dans la réparation osseuse. Pour toutes ces raisons les alternatives non animales actuellement disponibles ne sont pas appropriées pour étudier la réparation osseuse et il est nécessaire d’avoir recours à un modèle in vivo.

Réduction

Le suivi de la formation osseuse par imagerie in vivo et l'analyse du réseau vasculaire au temps final seront réalisées sur les mêmes animaux. Elles nécessiteront 8 animaux compte tenu des variations de résultats pouvant être observées dans les études in vivo et de l’étape de perfusion vasculaire qui, parfois faillit en ne remplissant pas parfaitement le réseau vasculaire, notamment les capillaires. L'évaluation de l’inflammation dans les défauts osseux nécessitera 6 animaux par groupe pour obtenir un pouvoir statistique suffisant. Le modèle de défaut osseux sub-critique (5 mm) permet de réaliser 2 défauts par animal de part et d’autre de la suture sagittale (jointure longitudinale qui relie les deux os pariétaux symétriques), et ainsi d’évaluer sur le même animal la réparation d’un défaut laissé vide et comblé par un matériau ostéoconducteur.

Raffinement

La souffrance sera limitée par analgésie pré-opératoire puis post-opératoire pendant les 3 premiers jours. Pour chaque analyse (micro-scanner), les rats seront anesthésiés par anesthésie gazeuse. Un environnement enrichi sera fourni avec briques de bois (usure des dents), et papier afin de contribuer au fouissement des animaux. Les rats initialement hébergés ensemble (3 rats/cage) le resteront du début à la fin du protocole. La température sera maintenue et contrôlée entre 20 et 22°C et le rythme veille/sommeil sera de 12h/12h. Eau et nourriture seront fournies ad libitum. L'analyse du réseau vasculaire nécessite une thoracotomie et perfusion intracardiaque ; la thoracotomie est une procédure douloureuse, aussi nous utiliserons des doses élevées d’analgésie et d’anesthésie afin que l’animal soit en condition péri-mortem avant ouverte de la cage thoracique.

Choix des espèces

Le modèle choisi est le rat male. Le rat est un bon compromis entre la souris (trop petite pour obtenir un défaut de taille suffisante pour l’évaluation d’implants massifs) et le lapin (couteux et trop gros pour permettre un suivi en imagerie micro-scanner in vivo). De plus le modèle de défaut au niveau de la calvaria est bien décrit dans la littérature et autorise la réalisation de défauts reproductibles et contrôlés. Les souches Wistar, Sprague-Dawley, Fisher et Lewis seront utilisées car l’objectif de l’étude est d’évaluer l’impact de la souche de rat sur la réparation de défauts crâniaux. Jeunes adultes (3 mois) car de taille suffisamment importante pour permettre l’implantation en site osseux et leur phase de croissance est terminée.

180 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Immunodéficientes, elles reçoivent en intraveineuse des cellules de cholangiocarcinome humain puis jusqu'à treize injections d'un anticorps, les métastases pulmonaires attendues induisant une détresse respiratoire et une dégradation de leur état. Le porteur indique mettre à mort les animaux pour prélever des organes à des fins d'analyse. Il affirme que son approche "nécessite" une validation sur "animal entier" avant toute transposition chez l'humain.

Objectifs

Le cancer du foie est la 3ème cause de mort par cancer dans le monde et le cholangiocarcinome (CCA) est le 2ème cancer primaire du foie le plus fréquent. Ce cancer des voies biliaires est une forme de cancer hautement métastatique, de mauvais pronostic et avec une incidence croissante. La résection chirurgicale est le seul traitement curatif bien que seuls 30 % des patients y sont éligibles et que les récidives après la chirurgie sont fréquentes. Cependant, la maladie étant asymptomatique en stade précoce, la grande majorité des patients atteints de CCA sont diagnostiqués à un stade avancé et/ou métastatique. Les poumons, le foie ainsi que les os sont les sites préférentiels métastatiques. Pour ces patients, les options thérapeutiques sont limitées aux chimiothérapies et soins palliatifs, des traitements insatisfaisants avec une efficacité limitée et de nombreux effets secondaires. Ainsi, il existe un besoin urgent de nouvelles stratégies thérapeutiques pour améliorer l’état de santé de ces patients. Dans ce contexte, l’utilisation de modèles précliniques in vivo représente une approche cliniquement pertinente permettant de récapituler les métastases ainsi que d’évaluer le potentiel anti-métastatique de nouvelles thérapies. Dans notre laboratoire, nous avons développé un anticorps dirigé contre une protéine de la membrane des cellules. Il a été démontré que cette protéine est impliquée dans le développement du cancer, la croissance tumorale, ainsi que dans les processus d’invasion et de dissémination des cellules tumorales. Ainsi, cette protéine dans les CCA entraîne l’aggravation de la maladie par une progression tumorale rapide. Par conséquent, cette thérapie ciblée contre cette protéine apparait comme une solution pour le traitement du CCA, notamment pour les formes métastatiques. Afin d’évaluer l’effet de cet anticorps, l’utilisation de modèles animaux se révèle donc cliniquement pertinente et nécessaire.

Bénéfices attendus

Nous espérons démontrer l’efficacité de notre anticorps sur la dissémination des cellules tumorales, ainsi que sur la formation et le traitement de métastases dans les cas de CCA. Cette approche thérapeutique innovante pourrait permettre le développement clinique de notre anticorps afin de bénéficier aux patients sans options thérapeutiques satisfaisantes.

Procédures

Dans ce projet, tous les animaux recevront une injection intraveineuse de cellules cancéreuses humaines, réalisée sous anesthésie générale gazeuse. La moitié des animaux recevront une injection intrapéritonéale d’anticorps avant l’injection des cellules cancéreuses, puis 2 fois par semaine pendant 5 semaines maximum, soit 13 injections maximum. L’autre moitié des animaux recevront d’abord une injection de cellules cancéreuses puis l’anticorps sera injecté en intrapéritonéal 2 fois par semaine pendant 5 semaines maximum, soit 10 injections maximum. Les injections intrapéritonéales sont réalisées sur animaux vigiles. Les injections intraveineuses et intrapéritonéales prennent moins d’une minute à être réalisées.

Impact sur les animaux

Les nuisances ou effets indésirables attendus sont imputables aux cellules tumorales injectées qui vont former des métastases, notamment au niveau des poumons. Ces métastases vont de fait induire une détresse respiratoire et une dégradation de l’état de santé des animaux.

Devenir

Les animaux en expérimentation seront mis à mort afin de récupérer certains organes pour des analyses ultérieures.

Remplacement

Notre approche thérapeutique nécessite une validation dans un modèle physiologique complet sur animal entier avant transposition clinique chez l’humain.

Réduction

Afin de réduire le nombre d’animaux inclus dans cette étude, nous n’utiliserons que des groupes pertinents nous permettant de conclure quant à l’activité notre anticorps. Le nombre d’animaux inclus par groupe sera suffisant pour arriver à une conclusion claire. La taille des effectifs a été déterminée à priori grâce à un logiciel d’analyse statistique. Les données obtenues grâce aux animaux de ce projet seront analysées avec des tests statistiques classiques.

Raffinement

Afin de raffiner au mieux notre méthodologie, l’environnement des animaux est enrichi avec des tubes de coton pour la nidification et des briques de tremble à ronger, et des points limites précoces ont été établis afin d’interrompre si nécessaire les procédures permettant de soustraire les animaux à toute douleur ou souffrance. Des méthodes anesthésiques, analgésiques et de confort (gel ophtalmique évitant la sécheresse des yeux) sont appliquées lors de l’injection des cellules cancéreuses. Les animaux sont observés quotidiennement, et une observation approfondie est réalisée 2 fois par semaine.

Choix des espèces

Les souris immunodéficientes sont des modèles reconnus dans la communauté scientifique pour la greffe de lignées cancéreuses humaines formant des métastases afin de tester rapidement la pertinence d’une approche thérapeutique. La souche utilisée permet une prise de greffe efficace des cellules humaines et le développement de métastases. Les animaux seront utilisés à un stade adulte de 8 à 10 semaines. Les adultes devraient mieux supporter les cellules tumorales métastatiques, notamment pulmonaires, de par leur développement plus avancé et leur plus grande capacité respiratoire.

480 gerbilles de Mongolie vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles sont exposées à des sons puis reçoivent des médicaments administrés localement dans l'oreille et subissent des tests auditifs sous anesthésie pouvant durer jusqu'à quatre heures, avant une mise à mort pour prélever les cochlées. Le porteur affirme que les expositions sonores, inférieures au seuil de douleur, ne produisent aucun effet indésirable, et choisit la gerbille pour son champ auditif proche de celui de l'humain. Il annonce des retombées thérapeutiques contre les surdités professionnelles et prévoit un dépôt de brevet, ces essais cliniques restant projetés à cinq ans.

Objectifs

Il est aujourd’hui admis que les forts niveaux de stimulations sonores provoquent la mort des cellules sensorielles de la cochlée et l’apparition d’une surdité définitive. Une exposition sonore à des niveaux modérés entraine une dégénérescence des fibres du nerf auditif, sans altération des cellules sensorielles. Fait surprenant, la perte de fibres auditives peut atteindre plus de 50%, alors que les seuils audiométriques demeurent strictement normaux. Autrement dit, une audiométrie normale n'est pas synonyme d'une audition normale. Cette neuropathie cochléaire pourrait résulter d’un excès de neurotransmetteur (excitotoxicité) libéré par les cellules sensorielles lors d’une surexposition sonore. Si cette hypothèse est validée, elle ouvre des pistes pharmaceutiques nouvelles qui consistent à utiliser des agents pharmaceutiques capables de protéger les neurones auditifs ou de stimuler leur repousse. Toutes les expériences seront réalisées in vivo chez la gerbille de Mongolie. En plus d’être un animal couramment utilisé dans des projets pharmacologiques, la gerbille présente comme avantage d’avoir un champ auditif proche du champ auditif humain facilitant ainsi le transfert clinique.

Bénéfices attendus

Les surdités sont un problème majeur de santé publique. L’organisation Mondiale de la Santé estime que 1,5 milliard de personnes dans le monde présentent des déficits auditifs et que ce chiffre devrait atteindre 2,5 milliards d'ici 2050. Il est reconnu que le traumatisme sonore est l'une des causes les plus fréquentes de surdité et un problème coûteux au sein du monde du travail. Outre la surdité, les traumatismes sonores sont responsables de la survenue d’acouphènes (sifflements, bourdonnements d’oreille), voire d’hyperacousie douloureuse (intolérance au bruit). Ce projet a pour finalité d’améliorer la santé des personnes exposées à des bruits environnementaux (militaires, musiciens, techniciens du son, ouvriers dans l’industrie). Les agents pharmaceutiques identifiés et évalués dans ce projet pourront être proposés à visée préventive (protection préexposition) ou thérapeutique (post-exposition). La démonstration de leur efficacité devrait à moyen terme dans les 5 ans déboucher sur des essais cliniques. Cette étude porte sur les traumatismes sonores devraient intéresser des personnes exposées à des bruits environnementaux (militaires, musiciens, techniciens du son, ouvriers dans l’industrie). Une fois la preuve de concept faite, nous déposerons un brevet.

Procédures

En principe aucun animal ne devrait souffrir au cours de la mise en œuvre de ce projet car les tests auditifs sont tous réalisés sous anesthésie générale. Tout au long de l'anesthésie qui dure au maximum 4 heures, l’expérimentateur surveille attentivement la profondeur de l'anesthésie et le bien-être de l'animal. Le pouls et la température corporelle sont monitorées durant toute l'anesthésie. A l’issue des tests, les animaux sont placés en zone de réveil. Après leur réveil, ils sont réintroduits dans leur cage habituelle et le suivi consiste en une visite quotidienne. Lorsque que l’animal sort du protocole, il est mis à mort pour prélever ses cochlées pour des observations morphologiques.

Impact sur les animaux

Les expositions sonores ne produisent pas d’effet indésirable sur l’animal. Les niveaux sonores utilisés dans ce projet sont bien inférieurs au seuil de la douleur de l’animal (~140 dB SPL). De plus, ce type d’exposition sonore est utilisé depuis plus de vingt ans dans des dizaines de laboratoire de recherche dans le monde. Les auteurs des études n’ont jamais observé d’effet indésirable post-exposition. Par ailleurs, l’administration locale de drogues thérapeutiques ainsi que les explorations physiologiques sont réalisées sur l’animal anesthésié donc la principale nuisance est liée ici à la piqûre de l'anesthésie.

Devenir

Chaque animal est mis à mort à l’issue de la chirurgie pour prélever les cochlées pour des observations morphologiques.

Remplacement

Il n'existe pas de modèle cellulaire reproduisant nos procédures expérimentales. Dans ce projet, le modèle expérimental s’appliquera à la Gerbille (Meriones unguiculatus) qui possède une gamme auditive de basse fréquence représentant un modèle précieux pour la compréhension de l'audition humaine. Par ailleurs, une grande partie des études sur les mécanismes auditifs a été réalisée sur la gerbille de Mongolie, afin de permettre une comparaison des résultats obtenus avec ceux déjà publiés il est essentiel d’utiliser cette espèce. Elles possèdent également des caractéristiques anatomiques uniques qui permettent l'application locale de drogues dans l'oreille moyenne par voie transtympanique.

Réduction

Pour nos expérimentations, nous avons prévu le nombre nécessaire et suffisant d’animaux, pour garder une puissance statistique dans le traitement des résultats et pour avoir le nombre de contrôles internes suffisant, afin de pouvoir conclure sur l’efficacité du traitement. Une étude statistique nous a conduits à utiliser 480 gerbilles pour 3 procédures expérimentales lors de cette étude qui se déroulera sur 5 ans. Le nombre d'animaux par groupe experimental a été calculé en utilisant un logiciel statisitique.

Raffinement

Les animaux seront particulièrement surveillés après les expositions (bruit et drogue) pour évaluer tout signe de souffrance : en cas de baisse du poids, de modification de l’apparence (yeux mi-clos, le poil hérissé, le dos courbé, animal prostré), ou de problème post-chirurgical (saignement, ouverture de la cicatrice, infection cutanée). La reprise d’activité motrice ainsi que la reprise de l’alimentation normale (nourriture et hydratation) sont contrôlées deux fois par jours après les interventions. Les gerbilles conservées sont isolées dans des grandes cages dans un milieu enrichi, avec des copeaux dans la litière, des tunnels et des maisons en plexiglass. Les animaux potentiellement en souffrance (évaluation selon les signes de souffrance classiques incluant les mimiques faciales stéréotypées, le dos vouté, la prostration, le poil ébouriffé, l'anorexie) seront soulagés par une injection d'un analgésique ou mis à mort en cas de souffrance persistante au-delà de 24 heures. Une fiche d’évaluation de la douleur sera également utilisée pour consigner tout signe de souffrance des animaux.

Choix des espèces

Nous entreprenons cette étude chez la gerbille, un animal dont la gamme de sensibilité auditive recouvre de manière significative celle de l'homme et dont les différences de distribution des sous-types fonctionnels de fibres du nerf auditif sont connues. La gerbille est de plus un modèle expérimental bien établi pour la recherche auditive et permet d'utiliser toute la panoplie des approches électrophysiologiques, moléculaires et d'imagerie modernes. La facilité d'accès à la cochlée facilite également l'administration locale de médicaments. Les animaux utilisés seront agés de 8 à 20 semaines afin de se préserver des effets liés à l’âge sur l’audition (presbyacousie).

3 chiens vont être utilisés, tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque chien reçoit sous anesthésie une injection de kaolin en huit points d'un membre, provoquant douleur et gonflement, pour mettre au point un modèle d'inflammation servant à évaluer un anti-inflammatoire vétérinaire. Le porteur décrit un modèle réversible en cinq à dix jours et héberge les chiens isolés pour éviter les contacts avec la zone enflammée. Il affirme qu'il n'existe pas de méthode alternative et qu'il est "nécessaire" de recourir à ce modèle.

Objectifs

De nombreuses circonstances nécessitent d'administrer des produits anti-inflammatoires chez le chien afin de lutter contre la douleur, la fièvre et/ou un processus inflammatoire. La recherche tente de développer de nouveaux anti-inflammatoires pour une meilleure prise en charge des animaux. Au cours du cycle de développement d'un médicament vétérinaire à visée anti-inflammatoire, il est nécessaire d'évaluer l'intensité et la durée de cet effet soit lors d'essais cliniques sur des animaux présentant une inflammation spontanée, soit lors d'essais précliniques sur des animaux présentant une inflammation induite. Le but de ce projet est 1/la mise en point de la technique d'induction de l'inflammation par une injection sous cutanée d'une solution de Kaolin au niveau d'un membre de l'animal en se basant sur les données bibliographiques existantes. L'effet du kaolin devant apparaitre dans les 24h après injection avec effet réversible au bout de 5 à 10 jours. 2/ de valider que ce modele peut être utilisé pour évaluer l'efficacité d'un anti-inflammatoire en étudiant l'effet du meloxicam sur ce modèle.

Bénéfices attendus

Mise au point d'un modele reproductible avec un minimum de variabilité permettant son utilisation pour evaluer l'efficacité d'un antiinflammatoire chez le chien.

Procédures

Injection d'une suspension de kaolin au niveau des métatarses, en 8 points par animal, sous anesthésie générale, intervention de moins de 1h par animal

Impact sur les animaux

Douleur au site d'injection, gonflement de l'extermité du membre induit

Devenir

Modèle réversible spontanément, sévérité cumulée modérée

Remplacement

Il n'existe pas de methode alternative permettant de prouver l'efficacité (intensité, durée d'action) des anti inflammatoire chez le chien, il est donc necessaire de recourir à ce modele

Réduction

3 animaux est le nombre minium afin d'evaluer la reproductibilité de ce modele

Raffinement

Les animaux seront hégergés individuellement à partir de l'induction jusqu'à la fin de la phase animale. Cet hébergement en individuel est nécéssaire durant l'étude pour éviter que les animaux ne rentre en contact avec la zone induite d'un autre animal (douleur) et pour permettre une meilleur observation des animaux.voir un enrichissement du milieu adapté pour éviter l'ennui: contact visuel et olfactif entre congénères, surface suffisante de l'hébergement, présence de jouets... Un suivi quotidien (voir plusieurs fois par jour) sera mis en place permettant l'observation générale des animaux.

Choix des espèces

Le chien est l'espèce cible des anti-inflammatoires qui seront évalués en utilisant ce modèle Adulte, cible des anti-inflammatoires qui seront évalués avec ce modèle