Troubles respiratoires

300 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Porteuses d'un modèle de la myopathie de Duchenne, elles reçoivent des injections répétées de lymphocytes T génétiquement modifiés, des prélèvements sanguins, des échocardiographies sous anesthésie et une mesure de force par stimulation du nerf sciatique, avant la mise à mort pour prélever le cœur et les muscles. Le porteur décrit un affaiblissement musculaire et une baisse modérée de la fonction cardiaque liés au modèle lui-même. Les bénéfices annoncés pour les patients sont renvoyés à une utilisation future, et le porteur revendique la souris comme une source "unique et indispensable" faute de système in vitro reproduisant la maladie.

Objectifs

La Dystrophie Musculaire de Duchenne (DMD) est une pathologie neuromusculaire grave. Elle est causée par des mutations du gène de la dystrophine qui assure la stabilité structurelle des muscles squelettiques et cardiaque. Chez les patients DMD, les fibres musculaires sont progressivement endommagées et remplacées par du tissu fibreux et adipeux. La présence d’une quantité importante de tissus fibreux (fibrose) dans le muscle des patients est l’une des causes communes aux échecs des thérapies géniques et cellulaires en développement. Pour cette raison, il est cliniquement pertinent de réduire la quantité de tissus fibreux comme une nouvelle piste dans la prise en charge de la DMD. L’une de ces pistes consiste à cibler et dégrader une protéine présente en grande quantité au niveau des tissus fibreux et ceci à l’aide de lymphocytes T génétiquement modifiés ou de nanoparticules lipidiques permettant de cibler spécifiquement cette protéine. Une étude de preuve de concept que ces stratégies étaient capables de limiter la fibrose cardiaque dans un modèle murin de cardiopathie a été préalablement réalisée. Cette pathologie diffère toutefois de la DMD, il est donc important d’établir si les conclusions initiales positives sont extrapolables à la DMD. L’objectif de ce projet est donc d’évaluer les effets thérapeutiques de lymphocytes T génétiquement modifiés dans des modèles murins de DMD. A l’issue de ces expériences, nous pourrons déterminer si cette thérapie est efficace pour réduire la fibrose musculaire et cardiaque induite par la DMD.

Bénéfices attendus

La mise en évidence d'une réduction de la fibrose et d'une amélioration de la fonction cardiaque et musculaire par une approche d'immunothérapie basés sur l’administration de lymphocytes-T spécifiques dans des modèles murins de la dystrophie de Duchenne constitue un préalable important pour une utilisation future et sûre chez l’homme. L’objectif de ce projet est de développer un médicament biologique susceptible d’améliorer le pronostic de la dystrophie de Duchenne à travers une réduction de la fibrose et l'amélioration des fonctions cardiaques et musculaires dont souffrent les patients. Ce projet permet également d’ouvrir la piste d'une utilisation des approches d'immunothérapie dans le contexte des maladies génétiques rares et ceci en combinaison avec une thérapie génique à visée curative.

Procédures

Les interventions sur les animaux seront 1- Injection intra-péritonéale en solution saline (150 microlitres, réalisée en quelques secondes) -2 Injections intra-veineuse caudale espacées d'une semaine (solution isotonique saline contenant ou pas des lymphocytes) réalisés sous anesthésie avec un volume de 150 microlitres, avec une durée d'environ 5 minutes - 3 Prélèvements sanguins (une goutte, environ 50microlitre) espacés d'une semaine pour les deux premiers et 3 mois plus tard pour le dernier avec une durée d'une minute -Echocardiographie réalisé sous anethésie (fréquence 3, durée 20 minutes). -Test de préhension (Fréquence 5; Durée 2 minutes) qui consiste à mesurer la capacité de la souris à s'agripper sur une grille et de ce fait nécessite que l'animal soit éveillé. Cet examen n'est pas invasif et ne provoque donc aucune douleur chez l’animal. Le test de préhension n’occasionne pas de souffrance chez l’animal. -Mesure de la force musculaire suite à une stimulation du nerf sciatique réalisée sous anesthésie générale et analgésie (Fréquence 1; durée 15 minutes). A l'issue de ce test la procédure sera achevée pour procéder à l’analyse histologique des tissus afin de récolter les données. Ainsi, toutes les manipulations chez l’animal durant nos procédures seront réalisées sous anesthésie générale et si nécessaire analgésie, garantissant une pénibilité minimale pour celui-ci à l’exception du test de préhension et du prélèvement sanguin. Une grille d’évaluation des points limites sera établie. Si une souris présente des signes de stress ou de souffrance sans que le point limite soit franchi, il sera reconnu comme souffrant. L’animal sera mis sous surveillance accrue (avec marquage de cage par carte) et l’administration d’un analgésique sera envisagée en cas de nécessité. Tous les animaux qui ont atteint les points limites seront sortis de protocole précocement.

Impact sur les animaux

Ici, les souches de souris étudiées ont été choisies pour mimer la pathologie humaine. Les effets indésirables consistent en l'affaiblissement musculaire et une réduction modérée de la fonction cardiaque. La contention pour l'injection intra-péritonéale et le prélèvement sanguin pourrait générer du stress à l'animal, cependant le même expérimentateur sera chargé de l'acte et les souris seront préalablement habituées à la personne. Le prélèvement de sang (une goutte) peut occasionner un léger stress chez l'animal, ce niveau de stress est équivalent à l'effet d'une piqure. Le test de préhension n’occasionne pas de souffrance chez l’animal.

Devenir

A l'issue de cette procédure, l'ensemble des souris impliqué dans le protocole sera euthanasié par une méthode réglementaire et ceci afin de récolter les différents tissus (coeur, muscles) et procéder à l'examen histologique et moléculaire de ces tissus et receuillir ainsi les donnés indispensables pour évaluer l'efficacité de l'approche thérapeutique mise en place.

Remplacement

En amont de l’administration de cette thérapie dans le modèle murin, une évaluation de la fonctionnalité des CAR-T cells est mise en place in vitro via des tests cytotoxiques sur des modèles cellulaires musculaire et cardiaque. Ainsi, ne sont administrés aux animaux que des traitements ayant fait la preuve de leur fonctionnalité in vitro. Cependant, les modèles murins restent une source unique et indispensable pour évaluer une amélioration histologique et fonctionnelle induite par le traitement testé. De plus, ces modèles nous permettront d’obtenir des informations sur le profil de sécurité de ce traitement grâce à la détection d’un potentiel syndrome de relargage des cytokines, effet indésirable communément observé en clinique humaine.

Réduction

Nous allons dans un premier temps vérifier grâce à des coupes histologiques issues de travaux précédents la présence des protéine d’intérêt chez des animaux d’âge et sexe différents. Le but est de sélectionner le moment optimal de l’administration de CAR-T cells pour observer un effet thérapeutique. Lors du passage à la phase in vivo, les mêmes animaux sont utilisés pour les évaluations fonctionnelles, les tests de contraction musculaire ainsi que les études d’histologie et de transcriptomique à la suite de la mise à mort. Les procédures expérimentales sont donc conçues pour réduire le nombre d’animaux utilisés au maximum, sans compromettre la puissance statistique de l’étude. Les calculs d’effectifs, assurés par une statisticienne, se fondent sur les données de la littérature et l’expérience déjà acquise par l’équipe. Ce nombre devrait permettre de valider le concept et tient compte de l’exclusion du protocole de certains animaux (due à l’atteinte de points limites ou de décès prématuré). Toutes les interventions sur les souris seront réalisées dans des conditions de reproductibilité maximale afin de minimiser la variabilité et donc le nombre d’animaux utilisés. Le nombre total de souris utilisé sera de 300 souris. L’effectif de 25 souris par groupe a été établi grâce à un calcul de puissance. Suite à l'analyse des données, des tests statistiques seront utilisés pour une interprétation fiable des résultats.

Raffinement

Nous réduirons au maximum la souffrance des animaux. En effet, toutes les manipulations chez l’animal durant nos procédures, à l’exception des mesures de la force musculaire (test de préhension) l'injection intra-péritonéale et le prélèvement d'une goutte de sang, seront réalisées sous anesthésie générale et analgésie, garantissant une pénibilité minimale pour celui-ci. Nous avons opté pour l'injection intraveineuse de CAR-T cells étant donné qu’elle est simple et non invasive. L'injection sera réalisée sous anésthésie et avec l'utilisation d'une source de chaleur pour dialter la veine ce qui facilitera l'injection. Pour réduire les effets indésirable liés à des anesthésies fréquentes, les prélèvements sanguins correspondant en terme de douleur et stress à une piqure seront réalisés sans anethésie. Des antalgiques sont prévus pour la mesure de la force musculaire qui intervient en étape finale. Une grille d’évaluation des points limites est établie. Si une souris présente des signes de stress ou de souffrance sans que le point limite soit franchi, il sera reconnu comme souffrant. L’animal sera mis sous surveillance accrue (avec marquage de cage par carte) et l’administration d’un analgésique sera envisagée en cas de nécessité . Tous les animaux qui ont atteint ces points limites seront euthanasiés précocement. Toutes ces attentions particulières portées au bien-être animal seront complétées par un hébergement adapté, c’est-à-dire avec des congénères (répartis en cages de 5) et avec des éléments d’enrichissement dans les cages (cubes de bois à ronger, abris, substrats pour la construction de nids, nourriture et eau de boisson ad libitum) afin de créer un environnement propice au confort des animaux.

Choix des espèces

Pour atteindre notre objectif, nous sommes amenés à utiliser des modèles murins car aucun système in vitro et aucun modèle d’organisme plus simple ne permet de reproduire la complexité de la DMD. Nous utiliserons ici un modèle préclinique pertinent de la Dystrophie de Duchenne. Ces modèles développent une fibrose du myocarde et des muscles squelettiques, ainsi qu'une altération fonctionnelle et récapitule ainsi la chronologie de la progression et les altérations observées chez les patients. Les contrôles seront des souris contrôle saines avec le même fond génétique. Ce projet constitue une des étapes précliniques indispensables avant l’application potentielle chez l’homme de ces approches thérapeutiques. La souris constituant le modèle sera étudiée entre 3 mois à 6 mois d'âge car à partir de 3 mois, les souris sont considérées comme ayant accompli leurs croissances musculaires et cardiaques. Il est aussi prouvé dans la littérature que la fibrose se met en place dans ces modèles à partir de 5 mois. Cette fourchette sera affinée en fonction de l’analyse histologique en cours de coupes issues d’études antérieures.

168 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit une chirurgie abdominale de trente à quarante-cinq minutes sous anesthésie générale pour implanter une prothèse de diaphragme, avec des risques de saignement, de difficultés respiratoires, d'infection et de douleur postopératoire. Les rats sont ensuite tués pour analyser l'intégration de la prothèse dans les tissus. Le porteur présente cette étape in vivo comme "indispensable" avant une application clinique et vise le développement puis la commercialisation d'une prothèse pédiatrique.

Objectifs

Dans le cadre d’un projet de recherche, nous développons une prothèse pariétale pédiatrique et plus précisement, un implant diaphragmatique pour répondre à la problématique des récurrences de hernie diaphragmatique congénitale à large défect. Cette pathologie rare et grave du nouveau-né impose une chirurgie dès les premières heures de vie avec mise en place d’une prothèse pour combler le défect dans les formes les plus graves. Aucune prothèse dédiée n’existe à l’heure d’aujourd’hui et la prothèse la plus couramment utilisée est une prothèse en polytetrafluoroéthylène expansé (e-PTFE) qui présente un taux de lâchage de 30 à 50% imposant une reprise chirurgicale et grévant la morbimortalité de cette pathologie déjà lourde. Nous avons pu démontrer les faiblesses de cette prothèse par des précédents travaux ce qui nous a permis de définir le cahier des charges d’une prothèses dédiée et de développer les premiers prototypes de prothèse pédiatrique diaphragmatique. Nos premiers travaux ont permis de caractériser les propriétés mécaniques de cette prothèse, supérieures à la prothèse référente dans cette indication avec une meilleure étirabilité sans rupture. Les tests biologiques in vitro ont permis de prouver sa biocompatibilité, l’absence de toxicité cellulaire et de carcatère proinflammatoire, la qualité de la colonisation cellulaire à sa surface. Ainsi nous avons pu valider in vitro la pertinence de nos travaux et valider nos prototypes d’implant. Nous avons ainsi une réelle ambition d’innovation en biomatériaux. Après avoir validé les étapes in vitro de notre plan de développement, une analyse in vivo sur petit animal est indispensable pour poursuivre nos travaux vers une application clinique.

Bénéfices attendus

Actuellement, de toutes les prothèses existantes sur le marché, aucune n’est dédiée au diaphragme de l’enfant et les propriétés mécaniques et de biocompatibilité des prothèses les plus utilisées ne semblent pas idéales dans cette indication. Ainsi, nous développons des prothèses spécifiquement pensées pour cette indication mais plus globalement, dédié à l’enfant, organisme en croissance. Nos travaux ont débuté par une analyse des prothèses existantes et des échecs (récupération des explants), permettant de définir les caractéristiques de notre prothèse idéale en termes de propriétés mécaniques et biologiques. Nous avons développé différents prototypes pour lesquels nous testons systématiquement in vitro, les caractéristiques mécaniques et les caractéristiques biologiques, permettant peu à peu d’affiner les critéres de synthèse (type de matériau et prcess de synthèse). Une fois cette première phase validée, il est important de pouvoir tester nos prototypes sélectionnés in vivo in situ (implanté en diaphragmatique) avant d’envisager une application clinique. Si ces tests confirment les données in vitro, alors nous pouvons envisager de développer et commercialisé la première prothèse pariétale pédiatrique prenant en considération le phénomène de croissance de l’enfant mais aussi ses spécificités en termes de réponse biologique aux implants. A long terme, en implant diaphragmatique, nous pouvons espérer faire diminuer drastiquement le risque de récidive et donc de réintervention. Nous améliorerons la survie et la qualité de vie des patients atteinds de hernie diaphragmatique large porteur d’implant.

Procédures

Il s’agira de procédures chirurgicales sous anesthésie générale réalisées sur l’abdomen des individus, d’une durée de 30 à 45 minutes environ

Impact sur les animaux

En peropératoire : saignement, difficultés respiratoires, plaie d’organe En postopératoire : douleur postopératoire, infection du site opératoire, infection de paroi, désunion, perte d’appétit en lien avec la douleur ou un sepsis, ileus intestinal.

Devenir

Les animaux sont mis à mort en fin de projet pour analyse histologique des explants et comprendre l’integraiton de notre biomatériau aux tissus hôtes.

Remplacement

Les phases expérimentales in vitro du projet ont été décrites et permettent de valider et sélectionner les prototypes les plus abouties des prothèses diaphragmatiques en terme de biocompatibilité, de qualité de colonisation biologique et de prorpiétés mécaniques permettant ainsi de réduire l’experimentation animale aux prototypes les plus aboutis in vitro. Avant un développement clinique de ces prothèses, il est primordial de pouvoir évaluer la réponse biologique in vivo des prothèses ainsi que leur comportement mécanique en implantation orthotopique. Plusieurs équipes ont travaillé sur les diaphragmes de rongeurs (rats) ce qui valide le choix de cette espèce pour nos travaux à cette phase du projet. En effet, parmis les éspèces possible : la souris ne permet pas la réalisation des procédures du fait de la petite taille du diaphragme et le choix d’animaux vertébrés plus gros ne semble pas non plus justifié et imposerait le sacrifice de trop d’animaux, avec des temps d’étude pour l’analyse de la croissance trop important.

Réduction

Nous avons choisi le nombre d’animaux minimal nécessaiez à l’obtention de résultats fiables et robustes La procédure permet d’évaluer la réponse biologique au terme du délai attendu de 15 jours de cicatrisation de 6 prototypes sélectionnés en prenant comme gold standard le e-PTFE faisant référence actuellement.

Raffinement

En préopératoire, les individus bénéficieront d’un temps d’adaptation en cage de deux au sein de l’animalerie selon les conditions habituelles d’hébergement. En postopératoire immédiat, les animaux sont placés en cage individuelle pour une surveillance de 48H. Au-delà, ils seront à nouveau 2 par cage jusqu’au sacrifice. Ils seront surveillés de façon biquotidienne les 2 premiers jours, une fois par jour ensuite. En cas d’apparition de signe de souffrance (score de bien être anormal), les actions de gestion de douleur et de confort seront associées et la surveillance accrue jusqu’à normalisation ou mise à mort en cas d’atteninte des points critiques. L’environnement des cages est enrichi à l’aide de carrés de cellulose et de frisure pour la construction des nids, de tunnels pour permettre aux animaux de se cacher et ainsi diminuer le niveau de stress. Une nourriture adaptée pour les rongeurs et l’eau de boisson sont données ad libitum.

Choix des espèces

Le choix des rats Wistar s’est fait sur plusieurs critères : - Animal de taille adaptée à une chirurgie du diaphragme, - Potentiel de croissance sur une période d’étude concevable, - Résistance et maniabilité de la race wistar, - Travaux faisant référence sur la même pathologie déjà réalisés sur cette souche.

612 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des cellules tumorales sont injectées dans leur poumon par chirurgie, puis elles reçoivent des agents d'imagerie radioactifs et subissent jusqu'à huit séances d'imagerie sous anesthésie ainsi que des prélèvements sanguins et des traitements anticancéreux. À la fin, toutes sont tuées pour prélever leurs organes. Le projet cherche à valider par imagerie TEP cinq biomarqueurs prédictifs de l'efficacité de thérapies, le porteur renvoyant le bénéfice pour les patients au transfert clinique ultérieur.

Objectifs

Les cancers bronchiques non à petites cellules (CBNPC) représentent environ 75 à 80 % des cancers bronchiques. Des progrès significatifs dans la compréhension des dérèglements moléculaires sous-jacents aux CBNPC ont ouvert de nouvelles opportunités de thérapies ciblées et plus personnalisées. Celles-ci nécessitent d’utiliser des indicateurs prédictifs de l’efficacité thérapeutique, quantifiables au cours du temps, ce que l’on appelle des biomarqueurs (ce peut être un gène, une protéine, un mécanisme cellulaire…). Ces biomarqueurs prédictifs permettront de cibler au mieux le choix thérapeutique en fonction des patients et de leur pathologie. L’une des méthodes employées pour évaluer un biomarqueur d’une tumeur consiste à effectuer des prélèvements de tissus tumoraux (biopsie) et/ou sanguins et à y quantifier le biomarqueur. La méthode est invasive et complique la prise en charge du patient. De plus, les prélèvements effectués ne sont pas nécessairement représentatifs ni de l’intégralité du volume tumoral, ni de l’évolution au cours du temps de la tumeur. L’imagerie moléculaire, notamment l’imagerie hautement quantitative par tomographie par émissions de positon (TEP) permet une visualisation corps entier, au cours du temps de ces biomarqueurs d’intérêt. L’objectif du projet est d’évaluer par imagerie TEP couplée avec l’imagerie IRM ou optique cinq nouveaux biomarqueurs prédictifs de l’efficacité de thérapies ciblées antitumorales, particulièrement les inhibiteurs de point de contrôle immunitaire (tels que des immunothérapies associés à des chimiothérapies et/ou à de la radiothérapie interne ou externe). Cette évaluation se fera en utilisant des modèles de cancers pulmonaires chez la souris. Les biomarqueurs évalués seront soit tumoraux soit liés au système immunitaire qui joue un rôle clé dans l’efficacité de ces thérapies ciblées. L’évaluation de ces nouveaux biomarqueurs en y associant des ligands spécifiques aux biomarqueurs d’intérêt en imagerie TEP permettra d’apporter des preuves suffisantes de l’importance de ce couple biomarqueur et imagerie TEP pour un transfert chez l’humain. Les résultats de ce projet devraient permettre de valider cette approche pour ensuite transférer au niveau clinique la méthodologie.

Bénéfices attendus

Ce projet doit permettre de valider de nouveaux biomarqueurs prédictifs de l’efficacité thérapeutique d’un traitement donné, essentiels pour améliorer la prise en charge des patients. Malgré des résultats prometteurs des différents axes thérapeutiques, que ce soit l’immunothérapie, la radiothérapie et les thérapies ciblées (i.e. ciblant spécifiquement certaines protéines, afin de bloquer des mécanismes tumoraux), seulement une partie de la population bénéficie de l’efficacité de ces thérapies : de multiples facteurs liés à la tumeur elle-même (son sous-type) et au patient (le stade de sa maladie, son système immunitaire, des facteurs génétiques…) font que le pronostic d’efficacité ne sera pas le même pour deux patients. Pour soigner le plus grand nombre, il faudrait pouvoir répartir les patients en sous-groupes homogènes pour lesquels on pourrait prédire quelle thérapie est la plus adaptée. Cette meilleure stratification des patients est largement facilitée par l’utilisation de biomarqueurs prédictifs de l’efficacité thérapeutique. Actuellement, la quantification des biomarqueurs prédictifs repose principalement sur des techniques invasives et locales, telles que l’immunohistochimie sur des biopsies de patient. L’imagerie TEP est une technique corps entier, très faiblement invasive, dynamique et hautement quantitative. L’objectif du projet est de valider ainsi des couples biomarqueurs et radioligands à base d’anticorps ou de peptides pour de l’imagerie TEP afin de prédire l’efficacité thérapeutique, offrant ainsi un outil décisionnel complémentaire aux biopsies à l’oncologue pour mieux personnaliser le traitement.

Procédures

Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : La mise en place du modèle tumoral (30 minutes d’intervention, une seule injection par animaux) : des cellules tumorales seront injectées dans le poumon pour la formation de tumeurs dans l’environnement primaire de la lignée cellulaire. L’injection d’agents d’imagerie radioactifs (imagerie par tomographie par émission de positon), fluorescents (imagerie optique) et/ou IRM pour le ciblage de biomarqueurs d’intérêt et pour le suivi du volume tumoral, réalisée via une injection systémique (temps d’injection 5 minutes, nombre d’injection total par souris : maximum 3). Une anesthésie lors des différentes sessions imageries (temps d’anesthésie durant l’imagerie entre 15 minutes et 70 minutes, en comptant un maximum de 8 sessions d’imagerie à des dates différentes pour un suivi dynamique du traceur dans le cas de l’imagerie par tomographie). Un prélèvement sanguin sur animaux sous anesthésie (maximum 5 minutes, 2 fois maximum par session d’imagerie à des jours différents).

Impact sur les animaux

La mise en place de modèles tumoraux peut induire une gêne au niveau du site d’implantation de la tumeur. Un suivi régulier des animaux sera réalisé. Les effets indésirables prévus sur les animaux : • L’injection des radioligands en intra veineux peut induire une courte douleur (moins de 5min). • Les souris seront endormies lors des sessions d’imagerie (1h30 maximum) par voie gazeuse (isoflurane 1,5% à 2,5%). Lors du réveil les souris peuvent être désorientées et stressées. • Le geste chirurgical induira une douleur au niveau du thorax. L’acte chirurgical durera 20min. Les traitements (radiothérapie, chimiothérapie, immunothérapie et thérapie ciblée) peuvent avoir une toxicité non spécifique au niveau des organes sains. La durée des traitements ne dépassera pas plus de 3 semaines. Cette toxicité sera limitée par l’utilisation de dose thérapeutique décrite et validée dans la littérature.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés à la fin de chaque procédure. Ceci permettra de prélever les organes afin de pouvoir effectuer les analyses ex-vivo sur ceux-ci.

Remplacement

Dans une première approche, toutes les stratégies thérapeutiques sont testées sur des cultures cellulaires et des organoïdes afin de déterminer leur pertinence et pour certains biomarqueurs, leur surexpression au niveau des tumeurs. Les tests in vitro préliminaires mis en place permettront de définir au préalable la stratégie appliquée in vivo afin de réduire le nombre d’animaux que nous utiliserons pour l’évaluation sur le modèle murin. Cependant, le microenvironnement tumoral est difficilement reproductible in vitro. Afin de valider les biomarqueurs et la stratégie associée par imagerie, les tumeurs doivent être implantées dans l’organe cible, ici le poumon.

Réduction

L’imagerie permet des études longitudinales en pharmacocinétique et par conséquent ne nécessite pas l’utilisation d’animaux à chaque temps, réduisant drastiquement le nombre de groupe d’animaux nécessaires pour des études classiques en pharmacologie. Chaque donnée d’imagerie individuellement ou globalement permettra après analyses de définir la distribution des agents thérapeutiques de manière longitudinale en gardant la puissance statistique de l’étude.

Raffinement

Toutes les interventions invasives, à savoir les injections systémiques, seront réalisées sous anesthésie générale par voie gazeuse complétée par une anesthésie locale et des soins post-opératoires adaptés afin de minimiser le stress de l’animal et les douleurs liées aux interventions. Un suivi régulier et des points limites permettront d’éviter toute souffrance animale. Les souris seront hébergées par 4 ou 5 en milieu enrichi.

Choix des espèces

Ce projet a comme objectif d’évaluer de nouveaux biomarqueurs prédictifs selon quatre axes thérapeutiques prometteurs (les immunothérapies, la radiothérapie, la chimiothérapie couplé à l’immunothérapie et les thérapies ciblées). La souris est l’animal de choix pour la mise en place de modèle tumoraux, ayant une taille adaptée pour la manipulation et l’imagerie corps entiers. Les modèles permettant une implantation de la tumeur dans son environnement d’origine sont largement utilisés pour examiner le microenvironnement tumoral essentiel pour valider les stratégies thérapeutiques et les biomarqueurs prédictifs. Les souris utilisées dans ce projet auront atteint un stade jeune adulte (5 semaines) à adulte ( 8 semaines). Cette tranche d’âge permet d’être représentative des cancers pulmonaires chez les patients majoritairement à l’âge adulte.