Troubles endocriniens
- Alimentation animale
- Autres troubles humains
- Bien-être animal
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
- Maladies des plantes
- Maladies infectieuses
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Troubles cardiaques
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Troubles respiratoires
- Troubles sensoriels
- Troubles urogénitaux
Effet de la perte d’action intestinale de l’insuline sur la réponse à l’inflammation intestinale chez la souris
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
Pour tester si la perte d'action de l'insuline dans l'intestin fragilise la barrière intestinale, 816 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Selon les groupes, chaque souris subit un jeûne de quatorze heures, de deux à neuf contentions de trente secondes pour jusqu'à sept gavages, un prélèvement de sang et une ou deux injections, le prélèvement final se faisant sous anesthésie. Le porteur envisage, dans les modèles d'inflammation ou d'infection intestinale, des poils hérissés, une léthargie, une ataxie, des tremblements, des diarrhées et des saignements rectaux. Le bénéfice annoncé, concevoir des stratégies préventives et thérapeutiques, reste une hypothèse, là où les jeûnes et les gavages sont déjà planifiés.
Objectifs
L’intestin exerce trois fonctions principales, qui sont cruciales pour le maintien de l’homéostasie : i) la digestion et l’absorption des nutriments ii) la production de messages circulants et iii) un rôle de barrière contre l'entrée de substances toxiques ou de micro-organismes dans le corps. Bien que la perte d'étanchéité intestinale et le passage consécutif de produits bactériens dans le sang aient été proposées comme un des facteurs participant à l'inflammation chronique qui accompagne l'obésité et le diabète, les mécanismes à l’origine des défauts d’intégrité intestinale lors de ces pathologies demeurent mal compris. Dans ce contexte, l’objectif de ce projet est d’évaluer si la perte d'action de l’insuline, une caractéristique du diabète, conduit à une altération de la fonction barrière de l'intestin et une susceptibilité accrue à l'inflammation intestinale.
Bénéfices attendus
Le bénéfice attendu de ce projet est la mise en évidence que la perte d'action intestinale de l'insuline contribue à l'hyperperméabilité et au risque accru d'inflammation ou d'infection intestinales au cours du diabète. Ce projet identifiera à la fois les cellules cibles impliquées et les mécanismes intracellulaires permettant l'action de l'insuline dans l'épithélium intestinal, ce qui est essentiel pour la conception de stratégies préventives et thérapeutiques.
Procédures
Sur animaux vigiles : 240 animaux (1 mise a jeun de 14h, 2 à 7 contentions de 30 secondes pour 0 à 5 gavages de produit, 1 prélèvement de sang et 1 injection de produit), 216 animaux (1 mise a jeun de 14h, 3 à 8 contentions de 30 secondes pour 0 à 5 gavages de produit, 1 prélèvement de sang et 2 injections de produit), 144 animaux (2 mises à jeun de 4h, 1 mise a jeun de 14h, 4 à 9 contentions de 30 secondes pour 2 à 7 gavages de produit, 1 prélèvement de sang et 1 injection de produit), 216 animaux (1 mise à jeun de 4h, 1 mise a jeun de 14h, 3 à 8 contentions de 30 secondes pour 1 à 6 gavages de produit, 1 prélèvement de sang et 1 injection de produit). Sur animaux anesthésiés : 816 animaux (un prélèvement sanguin, 30 secondes par souris).
Impact sur les animaux
Aucune des lignées d'animaux génétiquement modifiés ne présente de caractère dommageable. Il y a un stress lors de l’anesthésie, de la contention et des injections. Concernant les modèles d'inflammation intestinale ou d’infection par un pathogène intestinal, l’apparition de signes généraux de souffrances (tels que poils ébouriffés ou hérissés, perte de poids, écoulement des yeux, léthargie, dos courbé, ataxie, tremblement, diarrhées et saignements rectaux) est envisageable.
Devenir
Les animaux seront mis à mort en vu de prélevements de sang et d'organes pour des analyses ultérieures.
Remplacement
Les modèles animaux seront développés dans le but d'obtenir des modèles de pathologies métaboliques (diabète) et inflammatoires (inflammation intestinale, infections entériques), qui reposent sur des phénomènes complexes et faisant intervenir de nombreux dialogues inter-organes. Ces modèles seront utilisés quand les questions soulevées par le projet ne pourront pas être résolues par des systèmes de culture in vitro car ils permettent d'obtenir une représentation de systèmes biologiques impossibles à étudier directement chez l'Homme. Cependant, dans des études préliminaires, nous avons utilisé des systèmes de culture à partir de fragments intestinaux pour démontrer que la perte d'action de l'insuline altère certaines fonctions propres à l'épithélium intestinal.
Réduction
L'étude statistique permettant de calculer au plus juste le nombre d'animaux sera réalisée avec un logiciel approprié. La "significativité" des résultats sera évaluée par des tests adaptés à la comparaison de deux groupes ou plus. De plus, pour caractériser la réponse de l’intestin à l’insuline, nous avons utilisé une technique qui nécessitant pas de traitement sur animaux vigiles et permettant d’étudier plusieurs parties de l’intestin et l'effet de plusieurs traitements à partir d’une seule souris, réduisant ainsi considérablement le nombre de souris.
Raffinement
La durée et dose des traitements seront réalisées selon les protocoles préétablis. Les animaux disposent de nourriture et d’eau ad libitum. Le milieu est enrichi à l’aide de coton de nidification et de petite maison. Nous nous efforçons à chaque instant de raffiner nos procédures (analgésiques, anesthésiques) afin de garantir le bien-être des animaux en cours de procédure grâce à une surveillance attentive et des soins adaptés. L’application des points limites établis (apparence, mobilité, comportement, changement de poids, suivi post- opératoire) pour chaque procédure de ce projet sera effectué.
Choix des espèces
La souris est un modèle de choix pour les études ayant attrait à la caractérisation de pathologies métaboliques et inflammatoires. Seule cette espèce possède des modèles présentant une délétion spécifique du récepteur de l'insuline dans des tissus d’intérêt, permettant ainsi la caractérisation de l'action de l'insuline au cours de ces pathologies. Les souris utilisées seront âgées de 8 semaines. Nous avons choisi de travailler sur des souris adultes afin qu’elles aient un tractus intestinal totalement mature.
Etude du profil pharmacocinétique de formulations à libération prolongée du médicament X administrées par voie sous-cutanée chez le rat
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
Le protocole sert à classer six formulations d'un médicament déjà utilisé en clinique humaine, pour le compte du laboratoire client qui les a mises au point. 48 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit onze prélèvements sanguins à la veine de la queue, le porteur reconnaissant que ces ponctions répétées peuvent provoquer des lésions et des hématomes. Il qualifie le recours à l'animal entier d'étape "nécessaire et obligatoire", et retient le rat pour sa volémie, qui autorise davantage de prélèvements par individu et réduit d'autant l'effectif de l'étude.
Objectifs
Le laboratoire pharmaceutique client a développé des matrices de type gel qui peuvent être complexées avec des composés thérapeutiques et être administrées par voie sous-cutanée afin d'induire une libération prolongée du composé complexé. Ce type de formulation (ou galénique) permet ainsi, en théorie, de réduire très sensiblement la fréquence d'administration de médicaments dont la voie d'administration est sous-cutanée. Néanmoins, il es nécessaire de tester, pour chaque composé à complexer, sa stabilité à moyen long terme dans la matrice afin que ce dernier conserve son efficacité. Par ailleurs, la durée de libération va également dépendre étroitement de la composition du gel. Le présent projet vise ainsi à explorer le profil pharmacocinétique de 6 formulations à libération prolongée du médicament X administrées par voie sous-cutanée chez le rat, dans le but d'optimiser son développement. Les données obtenues seront comparées aux profils pharmacocinétiques obtenus après administration d'une galénique classique du composé X par voie intraveineuse et sous-cutanée. La formulation permettant la meilleure stabilité du compose X et de ses paramètres pharmacocinétiques sera conservée pour la suite du développement, notamment dans un cadre clinique.
Bénéfices attendus
Le projet permettra de catégoriser les formulations à libération prolongées du médicament X de notre client en fonction de leur paramètres pharmacocinétiques et de prioriser les meilleures formulations pour la suite du développement préclinique et clinique. La formulation à libération choisie prolongée devrait à terme permettre de réduire considérablement la fréquence d'administration du composé X qui est déjà utilisé en clinique humaine sous sa forme galénique classique.
Procédures
Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : Pesée (1min ; 2 fois). Habituation aux boîtes de contention (5min ; 2 fois). Anesthésie gazeuse (5min ; 1 fois). Administration sous-cutanée du composé d'intérêt (1min ; 1 fois). Prélèvements sanguins (5min ; 11 fois).
Impact sur les animaux
La répétition des prélèvements sanguins via la veine de la queue est de nature à induire un stress aux animaux. Par ailleurs, ces prélèvements répétés pourraient s'avérer générateurs de lésions problématiques au niveau de la queue. Afin de limiter le stress, les animaux seront manipulés de façon quotidienne par les expérimentateurs et habitués aux systèmes de contention utilisés au cours des prélèvement. Afin de se prémunir de lésions potentielles au niveau du site de prélèvement sanguin, ceux-ci seront pratiqués à l'aide de microperfuseurs à ailettes, ces derniers autorisant un prélèvement sanguin en n'insérant que le premier millimètre de l'aiguille dans la veine. Une attention particulière sera portée à la queue des animaux. Si un hématome venait à apparaitre, les prélèvements suivants seraient pratiqués sur le côté opposé de la queue. Par ailleurs, le volume de sang prélevé pour chaque point est limité au volume minimum possible pour la réalisation des analyses pharmacocinétiques (PK) ultérieures.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à l'issue de l'étude. Après euthanasie, certains organes seront prélevés (coeur, poumons, cerveau...) afin d'étudier une accumulation éventuelle à leur niveau du composé X ou d'éléments constituants de la matrice de libération prolongée.
Remplacement
Le présent projet vise à déterminer les paramètres pharmacocinétiques de formulations à libération prolongée d'un médicament X. Le recours à l’animal entier reste une étape nécessaire et obligatoire d'un point de vue règlementaire pour ce type d'étude. Le choix du modèle rat a été préféré à la souris du fait des capacités accrues de prélèvements sanguins sur ce modèle (volémie plus importante).
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés par groupe a été défini comme le nombre minimum nécessaire pour être en mesure d'obtenir des données significatives sur les paramètres pharmacocinétiques étudiés. Le nombre d'animaux par groupe a été choisis selon les recommandations d'un ouvrage de référence. Le nombre de 6 animaux par groupe a été choisi en tenant compte d'une possibilité de variabilité plus importante de la biodisponibilité des drogues progressivement libérées par la matrice en sous-cutanée par rapport à une administration classique (libération immédiate).
Raffinement
Le modèle animal qui sera utilisé est parfaitement caractérisé dans la littérature et couramment utilisé dans les études pharmacocinétiques. Le protocole a été planifié de façon à limiter au maximum tout stress et tout inconfort pour les animaux. Notamment, les volumes des prélèvements sanguins en série seront limités au strict nécessaire pour l'élaboration des dosages. Par ailleurs, les prélèvements seront réalisés par ponction de la veine de la queue à l'aide de microperfuseurs à ailettes, ces derniers autorisant un prélèvement sanguin en n'insérant que le premier millimètre de l'aiguille dans la veine. Les animaux seront hébergés avec un enrichissement du milieu de vie qui sera assuré par l'ajout de petites briquettes en bois et de tubes cartons spécifiques pour rat. Enfin, un suivi journalier des animaux permettra une action rapide en cas d'atteinte des points limites établis (administration d'analgésiques).
Choix des espèces
Le rat a été préféré à la souris compte tenu du nombre de prélèvements et des volumes sanguins nécessaires à l'étude. La même étude sur la souris aurait nécessité de limiter drastiquement le nombre de prélèvements par animal, ce qui aurait eu pour conséquence d'augmenter considérablement les effectifs de l'étude. Par ailleurs à ce stade, les études sur animaux non rongeurs n'ont pas été envisagées par soucis de Remplacement (Règle des 3Rs). Il nous apparait que les études sur les mammifères non murins devraient être limitées aux études règlementaires sur des molécules actives déjà sélectionnés. Or dans le cas présent il s'agit d'une étude de sélection de formulations, permettant d'optimiser la recherche et développement du client et de limiter le développement ultérieur aux formulations présentant les meilleurs propriétés pharmacocinétiques. Les animaux utilisés seront des rats adultes (300 g à réception/350g env. au démarrage des expérimentation). Ce stade de développement a été choisis: - en se basant sur le recommendations d'un ouvrage de référence. - en considérant le nombre de prélèvements et les volumes sanguins nécessaires à la bioanalyse.
Développement d’un traitement pour une maladie neurologique associée à une cardiomyopathie par thérapie génique chez les souris (1/3)
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
3 892 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un quart de chaque portée développe une cardiomyopathie fatale, avec perte de poids, difficultés de mouvement et posture anormale, et les souriceaux nouveau-nés sont anesthésiés par hypothermie sur de la glace humide avant injection. Chaque souris peut subir jusqu'à treize échocardiographies sous anesthésie, autant de tests d'open field et de grip test, et des transports vers un centre extérieur. Le porteur affirme que le recours à la souris est "nécessaire et indispensable" pour tester des vecteurs de thérapie génique contre une maladie rare qui tue la plupart des enfants atteints avant deux ans.
Objectifs
Les mutations du gène d’intérêt provoquent une maladie rare affectant le cerveau, le cœur et le foie. Ce type de maladie se manifeste dans les premiers mois de la vie et la majorité des enfants meurent vers l'âge de deux ans. À ce jour, il n'existe aucun traitement pour cette maladie. Le gène d’intérêt code pour une protéine essentielle pour la production d'énergie dans nos cellules. L’objectif général de ce projet est de développer un traitement pour la maladie causée par des mutations du gène d’intérêt par thérapie génique chez les souris. En particulier, nous allons développer des vecteurs thérapeutiques pour transporter la version normale du gène d'intérêt humain dans le corps des souris malades. L’expression de la version normale du gène d'intérêt peut réparer les dommages causés par la mutation du gène d'intérêt. En injectant ces vecteurs thérapeutiques dans les souris malades, nous espérons restaurer la fonction de la protéine défectueuse dans les organes touchés.
Bénéfices attendus
À ce jour, les maladies causées par des mutations du gènes d’intérêt ne disposent toujours pas de traitement curatif permettant de les guérir ou de contrôler leur évolution. Le projet permettra de développer et d'évaluer l'efficacité thérapeutique de notre approche chez la souris. Une fois que nous aurons prouvé que notre approche de thérapie génique fonctionne sur les souris malades, nous pourrons envisager de la tester sur des êtres humains dans le cadre d'essais cliniques.
Procédures
-Injection par voie intraveineuse dans la veine caudale (30-60 secondes par souris; 1 fois maximum par souris ) -échocardiographie (20 min par souris; 13 fois maximum par souris) -anesthésie gazeuse (20 min par souris; 13 fois maximum par souris) -open field test (10 min par souris ; 13 fois maximum par souris) -grip test (5 min par souris ; 13 fois maximum par souris) -Injection par voie intraveineuse dans la veine temporale (30 secondes par souris; 1 fois maximum par souris) - anesthésie par hypothermie (en contact avec de la glace humide) (30-60 secondes par souris; 1 fois maximum par souris)
Impact sur les animaux
Les souris où l’expression du gène d’intérêt est abolie (seuls 25% des souris de chaque portée) développeront une cardiomyopathie fatale. En plus de la maladie cardiaque, ces souris peuvent présenter une perte de poids, des difficultés de mouvement et adopter une posture anormale. Les autres nuisances que les souris subiront sont le stress pendant la contention dans un tube en plastique spécial et l’injection, le stress pendant les tests comportementaux, l’échocardiographie et le stress pendant le transport vers le centre expert de l’échocardiographie.
Devenir
Toutes les souris seront mises à mort pour l'analyse des tissus.
Remplacement
L’utilisation d’un modèle animal est nécessaire et indispensable dans notre étude car nous devons tester l'efficacité des vecteurs thérapeutiques dans la prévention de la maladie. De plus, en testant l'efficacité thérapeutique chez les souris, qui développent normalement la maladie, nous avons la possibilité de voir si la maladie est prévenue ou si elle est retardée. En outre, l'utilisation de modèles de souris est nécessaire parce que les vecteurs thérapeutiques peuvent exprimer la version normale du gène d’intérêt de différentes manières dans les tissus et les cellules en culture..
Réduction
Afin de réduire le nombre de souris utilisées pour les expériences, nous nous sommes basés sur nos précédents travaux sur l’étude d’autres modèles murins de maladies neurologique et sur des méthodes et analyses statistiques. Pour réduire le nombre total de souris, nous testerons d'abord l'efficacité de 4 vecteurs thérapeutiques sur une partie des souris. Seul le meilleur vecteur sera utilisé après dans les études suivantes. De plus, lorsque cela est possible, les prélèvements d’une même souris seront utilisés pour plusieurs analyses. L’échocardiographie est elle-même une méthode de réduction car elle permet un suivi longitudinal des souris, par opposition à une mise à mort séquentielle.
Raffinement
Dans un contexte de raffinement adapté, les animaux seront surveillés quotidiennement par les techniciens de l'animalerie (dans les weekends par les personnes d’astreinte), et une fois par semaine par les chercheurs travaillant sur ce projet, pour détecter un éventuel état de souffrance et/ou d’angoisse. Pour minimiser la détresse causée par les symptômes de la maladie et lors de l'injection du vecteur thérapeutique, nous avons établi des critères de décision pour la mise à mort des souris lorsque cela est nécessaire. Concernant les injections le volume injecté sera réduit au minimum possible et la solution sera chauffée à la température ambiante et l'aiguille pour l'injection sera la plus fine possible. Concernant l'injection chez les souriceaux nouveau-nés, nous prendrons des mesures pour minimiser leur stress : l'éloignement temporaire de la mère et la préservation de la litière de la cage maternelle. En outre les injections des nouveau-nés seront effectuées sous anesthésie par hypothermie induite par la stimulation du petit sur de la glace humide pendant 30-60 secondes. Concernant l'échocardiographie, les souris seront anesthésiées, pour être capable de mesurer correctement les différents paramètres du système cardiaque et éviter le stress. Pour assurer le bien-être des souris, elles seront placées en cage groupée dans un milieu enrichi avec des carrés de coton, des maisonnettes et des bâtonnets à ronger. L’enrichissement social des souris sera garanti. Le transfert des souris vers le centre expert de l’échocardiographie se fera dans des cages de transport sécurisées dans des véhicules dédiés tout en réduisant les vibrations et le bruit. En plus l'échographie et les tests comportementaux ne sont effectués que 7 jours après l'arrivée des souris pour permettre leur acclimatation.
Choix des espèces
Les souris sont génétiquement, physiologiquement et anatomiquement plus proches des humains. De plus, afin de tester l'efficacité du traitement pour le développement de la thérapie génique, l'utilisation de mammifères est indispensable et les souris représentent un bon modèle. Pour nos études, nous utiliserons des souris de différentes tranches d'âge. Pour l'injection, nous utiliserons des nouveau-nés et souris juvéniles. Les tests comportementaux et les échocardiographies seront réalisés sur des souris juvéniles et adultes
Evaluation préclinique de produit de santé utilisés en diabétologie après implantation dans l’organisme
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
Rats : 900
Cochons : 150
Pour tester les dispositifs médicaux de diabétologie de fabricants qui passent commande, 900 souris, 900 rats et 150 cochons sont utilisés dans des procédures allant de la chirurgie sans réveil au niveau de souffrance sévère, tous tués à l'issue. Chaque animal subit une intervention de deux à trois heures pour implanter le dispositif, parfois une seconde du même ordre pour l'enlever et observer la cicatrisation, plus des séries de un à dix prélèvements sanguins renouvelables toutes les deux semaines. Le porteur annonce environ 35 études sur cinq ans, le total dépendant du nombre de contrats signés avec les donneurs d'ordre. Il invoque la réglementation et la "nécessité" d'organismes entiers, et cite des raisons économiques parmi les critères de choix des rongeurs.
Objectifs
Ce projet vise à évaluer la tolérance (ou sécurité) ainsi que la performance (ou efficacité) des produits de santé en diabétologie. Chaque produit destiné à être mis en contact avec le corps humain doit être préalablement testé pour garantir le bon rétablissement des patients après chirurgie, et pour garantir son efficacité lors de l'utilisation clinique. Pour cela différents fabricants font appel à nous pour réaliser ces études, afin de tester un ou plusieurs de leurs produits de santé. Nous prévoyons environ 35 études sur 5 ans au regard de notre historique. La durée de l'étude est adaptée à l'utilisation clinique et à la durée d'implantation chez l'Homme (de quelques jours à plusieurs années). La réglementation exige de prouver l'efficacité des produits de santé et de réduire au minimum le risque de réactions indésirables avant de proposer un produit sur le marché. Compte-tenu de la complexité des mécanismes de régulation d'un organisme vivant, le recours au modèle animal est nécessaire pour répondre aux objectifs du projet.
Bénéfices attendus
Ce projet permet d'obtenir dans différents modèles animaux des données de performance et de tolérance des produits de santé en diabétologie. Ainsi, il est possible d’étudier ces produits en vue de répondre aux exigences des autorités réglementaires dans l'obtention d'une autorisation de mise sur le marché, élargissant l’offre et améliorant ainsi les chances de guérison et le confort des patients humains traités.
Procédures
Pour l'ensemble des procédures, tous les animaux seront soumis à une intervention chirurgicale afin d'implanter le dispositif médical à tester ou de récupérer des îlots de Langherans (interventions chirurgicale peuvent durer entre 2h00 et 3h00). Ces intervention ont toujours lieu sous anesthésie générale (par injection et gazeuse) et analgésie. Certains animaux peuvent être soumis à une intervention chirurgicale supplémentaire si le but de l'étude est aussi d'évaluer la cicatrisation après retrait du dispositif de son site d'implantation (cette intervention chirurgicale peut durer entre 2h00 et 3h00). Cette intervention aura lieu dans les mêmes conditions que celles précédemment citées. Des prélèvements sanguins peuvent être réalisés en cours d'étude ou lors de la chirurgie (durée de prélèvements de quelques minutes maximum. Des sessions comprenant de 1 à 10 prélèvements peuvent être repetée maximum toutes les 2 semaines adapté à la durée de l'étude) . Ceux-ci pourront se faire sous anesthésie ou non, selon le contexte de réalisation de cet acte (en cours de chirurgie, pendant le temps de l’étude ou juste avant l’euthanasie des animaux en fin d’étude). D'autres type d'interventions non douloureuses, de type scanner ou radiographies pour observer le dispositif en cours d'étude, peuvent être réalisées sous anesthésie si nécessaire (en général, en fonction de la durée de l'étude 1 à 3 sessions d'imagerie peuvent être envisagées. L'anesthésie dans ce cas dure généralement moins d'1 heure).
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables pouvant survenir chez les animaux sont, selon les procédures, les suivants : - douleur et stress liés à la chirurgie, contrôlée par la prise d’analgésique (morphinique) et par la réalisation d’une anesthésie générale. Un suivi a minima quotidien des animaux permet de détecter les signes de douleur et d’adapter le traitement analgésique en conséquence pour diminuer autant que possible ces nuisances. - perte de poids ou d’appétit liée aux effets de l’anesthésie, de la chirurgie et/ou du dispositif implanté, à court ou long terme, contrôlée par le suivi quotidien du transit et/ou de l’alimentation et la mise en place de mesures de soutien, jusqu’à la reprise d’un comportement alimentaire normal spontané. Les mesures mises en place peuvent être par exemple : mise à disposition d’aliments plus appétants (friandise), distribution d’un aliment de convalescence (prise spontanée ou assistée)... - risque infectieux lié à la chirurgie, contrôlé par la mise en place de mesures d’asepsie et la prise d’antibiotiques en peropératoire. - hématome ou œdème au niveau du site opératoire, pouvant entrainer une gêne locomotrice en plus de la douleur.
Devenir
Pour répondre aux objectifs de chacune des procédures du projet, des observations post-mortem sont nécessaires. En effet, la sécurité des produits est évaluée en observant la réaction des tissus au contact du dispositif à tester, et ceci se fait par prélèvements des tissus et organes entourant le produit, afin de réaliser des analyses microscopiques (histologie notamment, qui est la meilleure méthode d'évaluation des effets locaux induits par un produit étranger à l'organisme, comme l'inflammation par exemple). De même la performance peut, elle aussi, être évaluée par des tests spécifiques sur les organes et le dispositif prélevé (exemple : évaluation de l’insulinémie, glycémie). En raison des objectifs des procédures de ce projet, il n'est pas possible de maintenir en vie les animaux utilisés.
Remplacement
L’utilisation d’animaux est requise dans la réglementation (ex : suivi des exigences des normes). A ce jour, il n'existe pas de méthode alternative permettant d’évaluer la performance et la tolérance locale des produits de santé en diabétologie. Particulièrement dans le contexte de dispositifs utilisés pour le traitement de patients diabétiques la nécessité d'organismes entier est crucial, en effet les hormones de systèmes endocrine pancréatique (par exemple: insuline, glucagon...) jouent un rôle important dans le maintien de différent systèmes (tel que la glycémie) par le biais des organes périphériques (foie, mucles...).
Réduction
Par ailleurs, pour réduire le nombre d'animaux inclus en étude, il est possible d'utiliser un même groupe "contrôle" (produit dont l'effet est déjà connu) pour plusieurs groupes "test" recevant des produits à tester différents. Les études de screening précédemment citées permettent également de sélectionner un produit test qui présente le plus d'intérêts à être développé, réduisant de ce fait le nombre de tests sur des produits ayant un intérêt moindre. Les études dites "pilotes", sur quelques animaux seulement, peuvent aussi servir à orienter les choix de poursuite de développement d'un produit ou le choix du modèle expérimental le plus approprié (matériel ou abord chirurgical le plus adéquat…), avant d'entamer les études réglementaires à plus grande échelle et devant répondre aux normes en vigueur pour l'élaboration du dossier pour la mise sur le marché (nombre d'animaux minimum, durée de mise en contact minimum, etc). Le nombre d’animaux est arbitré à partir du nombre de sites requis en analyse (par exemple pour les souris/rats/porcins, nous estimons 2 à 3 groupes expérimentaux par études à raison de n=10 animaux par groupe et d'une 30 aines d'étude rat/souris et 5 études porcins sur 5 ans répartie sur chaque procédure, ie pour rat/souris: 3 groupes x 10 animaux x 30 études = 900 animaux / pour porcins: 3 groupes x 10 animaux x 5 études = 150 animaux). Le nombre total d’animaux utilisés dépend directement du nombre d’études signées avec les différents donneurs d’ordre durant les 5 années du projet. De cette façon, le nombre d’animaux précisé ci-dessus constitue une estimation basée sur l’historique des essais conduits chez nous durant ces dernières années. De plus les normes requierent un nombre minimal d'animaux par produit analysé et par délai d'analyse, et le type de dispositif implanté ne permet pas toujours la réalisation d'un grand nombre de sites par animal.
Raffinement
Des mesures sont mises en place pour limiter : - Avant la chirurgie, une période d’habituation aux actes spécifiques est réalisée si nécessaire, pour réduire l’aspect anxiogène de ces manipulations. Des enrichissements renforcées en phase post-opératoire (ajout d’enrichissements alimentaires…). Lorsque l'hébergement est individuel un maintien des contacts visuels, auditifs, olfactifs est effectué avec la mise en place d'éléments compensatoires. - La douleur des animaux : En phase post-opératoire, les suivis sont renforcés et completée par des scores de suivi de la douleur. La présence d'un vétérinaire sur site permet également la réalisation de soins post-opératoires spécifiques et adaptés. Les signes cliniques servant de points limites sont établis en amont pour la prise de décision des mesures à mettre en place pour limiter les souffrances.
Choix des espèces
L’espèce animale choisie est définie dans le(s) texte(s) de référence. Les produits de petite taille/miniaturisés seront testés préférentiellement chez les rongeurs. Les produits de taille importante seront préférentiellement testés chez le modèles porcins. Lorsque plusieurs espèces répondent aux critères, le choix est arbitré par la durée de l’essai (pour une étude sur le long terme, utilisation d’espèces à longue durée de vie). Le choix du modèle animal peut également être défini selon la disponibilité et les caractéristiques des modèles diabétique génétique ou induit. Le choix entre les grands modèles repose aussi sur les similarités avec l’Homme : - Caractéristiques anatomiques, poids, propriétés endocrines - Caractéristiques anatomiques des rats et des souris. Ces espèces sont souvent utilisées également pour des raisons économiques et éthiques (exemple : réalisation d’études de faisabilités via la réutilisation d’animaux d’études précédentes ) Les critères pris en considération dans le choix du stade de développement sont les suivants : 1.Suivi des recommandations des textes de référence Le stade de développement est exprimé en âge ou en poids. Dans la plupart des cas, l’utilisation d’animaux adultes est recommandée. 2.Propriétés intrinsèques du produit à tester En l’absence de recommandation particulière dans le(s) texte(s) de référence et si la nature du produit le requiert, le stade de développement est pertinemment sélectionné. En l’absence d’exigence particulière, l’utilisation d’animaux au stade adulte est privilégiée. Nécessité d'utiliser des animaux doté d'un système immunitaire compétent. 3.Cas particulier des porcs Pas de recommandation spécifique réglementaire d’où choix d’utiliser des porcs domestiques en croissance (âgés d’au moins 8 semaines). Etant donné les conditions d’hébergement, le comportement social et la manipulation des animaux, l’utilisation de porcs domestiques en croissance est la plus appropriée dans ce projet.
Gestion de lignées de rongeurs génétiquement altérés
- Conservation des espèces
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Production de routine
- Protection de l’environnement
- Recherche appliquée
- Alimentation animale
- Autres troubles humains
- Bien-être animal
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
- Maladies infectieuses
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Troubles cardiaques
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Troubles respiratoires
- Troubles sensoriels
- Troubles urogénitaux
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Éthologie / comportement / biologie animale
- Multisystémique
- Oncologie
- Organes sensoriels
- Système cardiaque
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
- Système immunitaire
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
- Système respiratoire
- Système urogénital
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
- Contrôles de qualité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Rats : 25000
300 000 rongeurs vont être utilisés, 275 000 souris et 25 000 rats, dans des procédures impliquant des niveaux de souffrance légers à modérés. Chaque animal peut subir jusqu'à quatre biopsies de l'oreille ou de la queue et jusqu'à quatre prélèvements sanguins par jour, en plus du tatouage d'identification, et les lignées entretenues peuvent porter un phénotype dommageable dont le porteur admet ne pas toujours connaître l'impact avant caractérisation. À l'issue, les animaux sont soit expédiés, soit tués, le porteur précisant qu'ils "appartiennent au scientifique" et ne peuvent être replacés. L'objet du projet est de fournir des rongeurs génétiquement modifiés à des laboratoires, activité présentée comme un bénéfice en soi puisqu'elle améliore la "qualité génétique, sanitaire et zootechnique" des animaux livrés.
Objectifs
Ce projet a pour objectif la caractérisation et/ou l’élevage de lignée de rongeurs génétiquement modifiées qui développent des traits physiologiques spécifiques, et parfois pathologiques (appelés phénotypes) dû à la mutation des gènes ou encore la réalisation d'une biopsie (prélévement d’un morceau d’oreille le plus souvent, ou de queue) en plus d’une identification par tatouage des animaux. Les animaux génétiquement modifiés sont utilisés comme modèle expérimental pour la recherche (compréhension de maladies d’origine génétique, par exemple la mucoviscidose, l’hémophilie ou encore la myopathie dans différents domaines : facteurs de risque, mécanismes physiopathologiques, essais thérapeutiques, ...) ou pour le développement de médicaments. A la réception ou à la création de lignées génétiquement modifiées, si nous ne connaissons pas l’impact de la mutation génétique sur l’animal, une caractérisation de la lignée sera réalisée afin d'évaluer le bien-être animal et permettre sa gestion optimale, sa prévention ou son traitement adéquat. Si l’impact de cette mutation est avéré et connu, la gestion de cette lignée y sera adaptée par la définition / surveillance des possibles signes cliniques ainsi que leur prévention et traitement. Pour toute lignée transgénique, il est important de savoir si l’animal est porteur ou non de la mutation génétique, pour cela, une biopsie de taille réduite peut être réalisée qui permettra d’extraire l’ADN de l’animal et ensuite de vérifier si l’animal à la mutation dans son ADN. Enfin, certaines lignées transgéniques sont induites par une hormone. Pour induire cette mutation d’intérêt, une injection de l’hormone pourra également être réalisée. Pour ce projet, nous comptons 300 000 animaux (ajout de 10% en prévision de la hausse d’activité) répartis entre 500 et 600 projets différents. Entre 15- 20% de ces projets concerneront des lignées dont une partie des animaux pourront exprimer des phénotypes parfois pathologiques de leur mutation.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à fournir aux scientifiques des animaux transgéniques (avec un statut génétique et sanitaire connu) qui leur permettront de réaliser leurs études sur des organismes entiers et vivants. Ainsi, le bénéfice de ce projet sera de permettre une évaluation et une prise en charge des nuisances causées par la mutation génétique des lignées génétiquement altérées et une standardisation et raffinement des méthodes de prélèvement de tissus pour la caractérisation génétique de ces lignées. Le tout permettra d’avoir une meilleure maitrise de la production et de la qualité génétique, sanitaire et zootechnique des animaux génétiquement altérés à fournir aux scientifiques pour leurs expérimentations.
Procédures
Selon les besoins du projet, les animaux pourront être soumis par animal : A maximum 4 biopsies (à l’oreille préférentiellement ; à la queue sur justification scientifique), acte d’une durée maximale d’une minute, à des prélèvements sanguins au volume et fréquence conformément à la réglementation en vigueur (maximum 4 prélèvements sanguins par jour) d’une durée maximale d’une minute. Selon les besoins du projet, les animaux hébergés soumis aux nuisances énoncées pourront être de phénotype dommageable.
Impact sur les animaux
Expression d’un phénotype dommageable et des signes cliniques associés. Douleur, signes cliniques ou stress exprimé pendant l’évaluation Bien Etre Animal. Douleur et stress associés à une biopsie par méthode invasive (4 biopsies maximum, oreille ou queue) en plus d’une identification. Douleur et stress associés à un prélèvement sanguin. Douleur, stress et perte de poids dûs aux contentions. Douleur, stress et perte de poids dûs à l'injection du ligand.
Devenir
A la fin de la procédure, les animaux sont soit expédiés, soit mis à mort (les animaux appartiennent au scientifique et ne peuvent être replacés).
Remplacement
Ce projet vise à fournir aux scientifiques des animaux génétiquement altérés qui leur permettront d’étudier dans des organismes entiers et vivants toutes les conséquences d’une altération génétique définie et/ou l’intérêt de molécules thérapeutiques pour lutter contre ces conséquences. Ceci implique l’étude de divers processus biologiques et systèmes physiologiques complexes et nombreux au fur et à mesure de la vie du modèle et nécessite de disposer d’organismes vivants et entiers afin de pouvoir observer l’impact de l’altération génétique ou d’une molécule thérapeutique dans l’ensemble des organes, tissus et fonctions physiologiques. La complexité des mécanismes mis en jeu ne permet donc pas de réaliser de nos jours de tels projets sur des modèles in vitro.
Réduction
Le nombre d’animaux hébergé et mis en accouplement est calculé en fonction des besoins stricts de chaque scientifique. Les chercheurs sont sensibilisés à la nécessité de limiter le nombre d’animaux utilisés et nous mettons en œuvre des améliorations continues de nos méthodes de reproduction pour réduire le nombre d'animaux nécessaires pour obtenir un niveau d'élevage correspondant aux objectifs du projet (par exemple : Adaptation du sexe du reproducteur transgénique quand il est accouplé avec des animaux non transgéniques afin de maximiser les chances de fertilités (phénotype impactant la reproduction), ou d’éviter les mères dont le phénotype réduit les comportements maternels).
Raffinement
Les observations par le personnel technique permettent d’évaluer le stress, la douleur et la souffrance et d’y répondre au plus vite en faisant appel aux techniciens qualifiés et compétents et au vétérinaire. Si un point d’intervention est atteint, le technicien met en place un enrichissement adapté, un isolement et/ou si besoin la mise à mort de l’animal. En cas de signe clinique particulier, un suivi adapté est mis en place par des techniciens qualifiés et compétents au suivi vétérinaire des animaux. Les lignées connues pour pouvoir présenter un phénotype dommageable peuvent être observées et vérifiées de manière plus fréquente et plus spécifique avec des points limites et des raffinements précis. Ceci est évalué lors de la caractérisation du phénotype de la lignée ou en lien avec le scientifique en charge de cette lignée et le vétérinaire lorsque le phénotype attendu est connu. Ces observations sont facilitées par l’utilisation d’outils internes de suivi de type grille de score. En cas de détection d’un point limite terminal , l’animal est immédiatement mis à mort. Pour chaque phénotype dommageable, une mise en place de points limites non terminaux est adoptée afin de réaliser un suivi plus précis et plus optimum et la mise en place de soins adaptés (soutien nutritionnel, enrichissement spécifique, …). Si des animaux présentent des signes cliniques qui peuvent être atténués ou guéris à l’aide d’un traitement, avec accord du scientifique, ce traitement est mis en place. Les animaux déclarant un phénotype dommageable léger à modéré mais aptes à voyager seront expédiés avec une communication auprès de l’utilisateur final afin qu’il puisse gérer selon les normes éthiques et de bien-être animal leur réception et utilisation. En cas de prélèvements sanguins, les volumes prélevés ainsi que les périodes de récupération suivront la réglementation, les recommandations de la « Federation of European Laboratory Animal Science Associations » (FELASA) ainsi que les raffinements et bonnes pratiques internes. Les injections et prélèvements ne pourront être réalisées que sur des sites sans hématome ni inflammation apparente, en utilisant des aiguilles stériles adaptées (à la taille de l’animal et à la voie d’abord) et à usage unique. A chaque abord d’une voie vasculaire, un point de compression sera effectué le temps suffisant pour assurer l’arrêt du saignement. Une observation de l’animal sera réalisée au retour dans sa cage pour s’assurer de sa récupération immédiate.
Choix des espèces
Les rats et les souris sont les espèces pour lesquelles les manipulations génétiques sont développées, maitrisées et avec de nombreuses données scientifiques. De plus, ces espèces permettent d’élever rapidement un nombre d’animaux suffisamment important pour pouvoir avoir des données scientifiquement exploitables et permettent ainsi de mener de manière plus fiable des études en recherche et développement. Pour ce projet, nous devons caractériser et élever des animaux génétiquement modifiés qui peuvent développer des caractéristiques cliniques spécifiques à tout âge. Pour vérifier la présence de la modification génétique, une biopsie est réalisée le plus souvent (99% des cas) une semaine avant le sevrage ou au sevrage. Dans environ 1% des cas, une nouvelle biopsie à l’âge adulte peut être demandé pour vérification. Une analyse du sang peut également permettre de vérifier que l’animal présente les caractéristiques attendues, cette dernière se fait après 4 semaines d’âge minimum (adulte) Pour finir, la modification génétique peut être induite par l’injection d’une hormone, cette injection peut se faire à partir de 8.5j après la fécondation.
Dosages biologiques de gonadotropines humaine (hFSH) et équine (eCG) chez la ratte
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
Injectées une fois puis tuées trois jours plus tard pour peser leurs ovaires et leur utérus, 1 200 jeunes rattes de vingt à vingt-trois jours sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance léger. Ce dosage biologique suit les protocoles des pharmacopées, que le projet dit précisément vouloir remplacer par un test sur lignée cellulaire, ce qui n'empêche pas de programmer vingt expérimentations de soixante animaux sur quatre ans. Le porteur indique que les rattes arrivent juste après le sevrage, sans semaine d'habituation, parce qu'elles produiraient sinon leurs propres gonadotropines et deviendraient inutilisables pour le dosage. Il compte parmi les bénéfices attendus l'arrêt des prélèvements de grands volumes de sang sur des juments gestantes, qu'il qualifie d'"évident bénéfice éthique".
Objectifs
Dans les deux projets , nous sommes amenés à réaliser des dosages biologiques des gonadotropines équines et humaines. Un but commun dans ces deux programmes est de remplacer les dosages in vivo de la pharmacopée par des dosages biologiques in-vitro, extrèmement sensibles et spécifiques, sur une lignée cellulaire établie, bien décrite et facilement disponible.
Bénéfices attendus
Le premier bénéfice attendu est de réduire, voire éventuellement de remplacer, les dosages in vivo sur rattes des gonadotropines eCG/PMSG et FSH par des dosages biologiques in vitro sur une lignée cellulaire. Le second bénéfice, par le développement de eCG recombinantes monocaténaires originales (produites en cultures de cellules) est de diminuer ou même de cesser les prélèvements de grands volumes de sang sur des juments gestantes (évident bénéfice éthique). En outre, la production de gonadotropines recombinantes, permettra d’améliorer leurs propriétés physicochimiques et biologiques, plus faciles à exprimer efficacement et à purifier .Ces bénéfices seront donc d’abord éthiques par la réduction, puis éventuellement le remplacement, des dosages in vivo des gonadotropines par des dosages sur lignées cellulaires. Ces bénéfices seront aussi financiers si l’on considère les coûts 1/ des tests in vivo sur rattes par rapport à ceux sur lignées cellulaires et ceux 2/ de la purification en une seule étape des gonadotropines recombinantes par rapport à celles des gonadotropines naturelles provenant des juments gestantes. Ces bénéfices , enfin, seront aussi techniques grâce aux propriétés mieux choisies et mieux contrôlables des hormones recombinantes par rapport aux gonadotropines naturelles.
Procédures
Dans la grande majorité de nos dosages (gonadotropines à longue demi-vie dans la circulation sanguine), il n’y aura qu’une seule injection à J1 puis l’euthanasie / nécropsie à J4. Aucune intervention ni prélèvement dans l’intervalle. Très exceptionnellement, nous pourrions être amenés à tester une gonadotropine à courte demi-vie et devoir pratiquer deux injections supplémentaires à J2 et J3. Chaque injection ne dure que quelques secondes entre la prise de l’animal et son retour dans la cage avec ses congénères
Impact sur les animaux
Les injections en sous cutanée peuvent engendrer une légère douleur au niveau du site d’injection ainsi qu’un éventuel œdème et la ou les différentes contentions peuvent entrainer du stress pour l’animal.
Devenir
Tous les animaux sont mis à mort après la stimulation gonadotrope à fin de nécropsie pour prélever les ovaires et utérus qui seront pesés et, occasionnellement, caractérisés plus finement en microscopie.
Remplacement
Le but du premier projet est justement , à terme, de pouvoir remplacer les rattes utilisées dans les protocoles recommandés par les pharmacopées (internationale et européenne) par le dosage in vitro sur lignées cellulaires. A cette fin, un certain nombre d'expérimentations en parallèle sont indispensables pour corréler les deux dosages entre eux en introduisant le facteur d'encombrement moléculaire des hormones qui détermine leur demi-vie dans la circulation sanguine.
Réduction
Nous avons prévu, au cours des quatre ans des deux projets, 20 expérimentations de 60 animaux chacun. De manière générale, les 60 animaux par expérimentation se décomposent de la manière suivante: 3 produits x 4 doses x 5 réplicats/dose. Pour réduire le nombre d'animaux, nous dosons au moins deux produits ensemble contre une même gamme de référence et utilisons seulement 5 réplicats / dose au lieu de 7 dans les pharmacopées. Nous suivons ce protocole depuis des années et les calculs d'activités par parallel line assay (PLA) sont statistiquement solides dans ces conditions. Le second projet porte sur le design et la production de nouvelles gonadotropines recombinantes originales dont l’activité biologique in vivo doit être définie avant transfert chez les animaux de rente (saisine complémentaire chez la brebis). Ces 20 expérimentations sur 4 ans sont vraiment un minimum que nous ne dépasserons pas pour l’ensemble des deux projets. D’autant plus que le premier a précisément pour but de ne plus requérir à l’avenir ces dosages in vivo. Par ailleurs, le second projet bénéficiera des avancées du premier et permettra en cas de réussite, de remplacer l’hormone naturelle par des copies recombinantes obtenues en cultures de cellules et ainsi ne plus saigner de juments gravides. Ces 20 expérimentations sur 4 ans sont vraiment un minimum que nous ne dépasserons pas pour l’ensemble des deux projets sachant que le premier a, en outre, pour but de se passer à l’avenir de ces dosages in vivo.
Raffinement
Les animaux ne séjournent que quatre jours (mardi à vendredi) dans l'animalerie et bénéficient d'un environnement enrichi. Néanmoins, comme lors de nos précédentes demandes, nous ne pouvons pas avoir une semaine d'habituation avant expérimentation. En effet, les rattes doivent être sevrées et encore immatures (20-23 jours) . Or la puberté intervient vers 28-30 jours. Comme les animaux nous sont livrés juste après sevrage, les rattes produiraient leurs gonadotropines endogènes pendant cette période et seraient inutilisables pour nos dosages. L'acquisition de portées avec leur mère conduirait à sacrifier inutilement les mères ainsi que les mâles de la portée (ce qui, évidemment, va à l'encontre de notre but de sacrifier un nombre le plus réduit possible d'animaux). Concernant le stress/angoisse des animaux, nous avons l’habitude de les manipuler avec douceur et ils ne manifestent aucun signe de peur. Le milieu est enrichi et permet aux jeunes rattes de s’entasser dans leur nid (tube carton).
Choix des espèces
Les rattes immatures de 20-23 jours sont les animaux tests de la pharmacopée pour les dosages des gonadotropines car les ovaires de ces animaux y sont sensibles mais les animaux ne produisent pas encore de gonadotropines endogènes (seulement à J28-30 environ).
Etude des pathologies liées à l’âge associées à une dérégulation de SHP2 (EU2/2)
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
- Troubles musculosquelettiques
1 664 souris vont être utilisées pour étudier un vieillissement accéléré lié au syndrome de Noonan, toutes tuées à l'issue, dont 1 184 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles sont mises à jeun, injectées à l'insuline, gavées cinq jours sur sept pendant vingt-huit jours, piquées huit fois pour mesurer leur glycémie, irradiées puis greffées en moelle osseuse. Leur force est mesurée en les étirant par traction de la queue, leur équilibre par des tests hors de leur cage. Le porteur indique que certaines lignées créées pour le projet développeront des tumeurs, et affirme que le recours à l'animal est "indispensable" pour une étude à l'échelle de l'"organisme entier".
Objectifs
Ce projet vise à mieux comprendre la physiopathologie du syndrome de Noonan (SN), une maladie génétique relativement fréquente principalement causée par des mutations sur le gène codant la proteine tyrosine phosphatase SHP2, qui causent une trop forte activation de cette protéine. Les patients présentent de multiples atteintes développementales (malformations du cœur, du crâne, du squelette, retard de croissance), mais aussi des troubles communément retrouvés chez l’individu âgé dans la population générale : syndrome métabolique, ostéoporose, cancers du sang, inflammation systémique, faiblesse musculaire. A l’appui de ces observations cliniques, de premières données in vitro révèlent un phénomène de vieillissement accéléré (appelé sénescence) dans des cellules exprimant des formes mutées de SHP2. De même, un modèle de la maladie développé chez la souris, en mutant le gène codant SHP2 pour introduire la mutation responsable de la maladie chez l’Homme, présente ce même vieillissement dans ses tissus dès son plus jeune âge. Ces données suggèrent que l’hyperactivation de SHP2 associée au SN pourrait provoquer un phénotype de vieillissement précoce dont nous souhaitons élucider les mécanismes, et qu’en miroir, l’inhibition de SHP2 pourrait freiner le développement de maladies liées à l’âge. Les objectifs du projet sont donc - de caractériser un modèle murin du SN du point de vue des pathologies liées à l’âge et de la longévité. - d’identifier les mécanismes responsables de ce phénotype, en explorant le rôle de la sénescence, des cellules du système immunitaires et de certaines hormones, dont on sait déjà qu’elles présentent des anomalies dans le SN. - d’évaluer si l’inhibition de SHP2 permet d’améliorer les pathologies liées à l’âge.
Bénéfices attendus
Ce projet devrait permettre de mieux comprendre la physiopathologie du SN afin de proposer des stratégies thérapeutiques et un suivi adapté aux patients. Au-delà des maladies rares, ce projet pourrait permettre d’identifier de nouveaux mécanismes impliqués dans le développement des pathologies liées à l’âge.
Procédures
-La mise à jeun des animaux pendant 6h pour normaliser la glycémie. -L’injection d’insuline et la contention associée sont réalisées une fois, durée max 15s. -Le gavage et la contention associée (durée
Impact sur les animaux
-Effets indésirables liées à l’établissement de nouvelles lignées : Certaines lignées générées dans le cadre de ce projet pourraient développer des tumeurs ce qui peut être source de douleur et de perte de poids mais pourra être anticipé par le suivi de l’expression précoce d’un marqueur fluorescent dans les cellules cancéreuses. -La mise à jeun des animaux représente un stress. -L’injection d’insuline et la contention associée sont source d’inconfort et de douleur légère au point d’injection. -Le gavage et la contention associée (durée
Devenir
Tous les animaux sont euthanasiés
Remplacement
Le syndrome de Noonan (SN) est une maladie génétique pour laquelle les patients portent dans toutes leurs cellules une mutation dite « gain-de-fonction » sur le gène codant pour SHP2, c’est-à-dire qui rend la protéine plus active. Les souris modèles de cette maladie développent les principaux symptômes de la maladie et représentent en ce sens le meilleur modèle d’étude de cette pathologie. Ce projet vise à mieux comprendre la physiopathologie du SN au regard du développement de pathologies liées à l’âge, ce qui nécessite un modèle intégré permettant une étude à l'échelle de l'organisme entier prenant en compte notamment des échanges hormonaux, du dialogue inter-organe et la contribution de cellules sanguines. Le recours à l’animal est donc indispensable pour ce projet de recherche. Les procédures expérimentales présentées à l’appui de ce projet ne peuvent donc pas être remplacées par d'autres méthodes n'impliquant pas l'utilisation d'animaux vivants et susceptibles d'apporter le même niveau d'information. Toutefois, des tests in vitro sur cellules en culture ont été préalablement réalisés pour limiter au maximum l'expérimentation sur l'animal.
Réduction
Le nombre d’animaux nécessaire pour répondre aux différentes questions scientifiques exposées dans ce projet a été déterminé en se basant à la fois sur les données bibliographiques et sur des études préliminaires déjà réalisées par le porteur du projet au cours des précédents projets. Compte tenu de la variabilité des paramètres biologiques généralement observée au sein d’un groupe homogène, des groupes de 8 animaux seront nécessaires afin de pouvoir mettre en évidence des différences statistiques. Pour les suivis tout au long de la vie des animaux, 20% d’animaux supplémentaires seront prévus pour pallier des pertes d’animaux en cours de protocole. Dans un souci de réduction, le projet a été designé afin de réaliser plusieurs expériences sur les mêmes groupes dès lors qu’elles ne sont pas susceptibles d’interférer les unes avec les autres. Les tissus et organes prélevés seront collectés afin de pouvoir réaliser différents types d’analyses.
Raffinement
Les procédures seront réalisées dans le respect du bien-être animal pour limiter la souffrance, la douleur ou l’angoisse des animaux, en respectant les points limites préalablement définis. Les animaux seront placés en pièce d'acclimatation lors de leur arrivée à la zootechnie. Ils seront pris en charge par du personnel de la zootechnie compétent qui vérifie leur état et place de l'enrichissement (igloo, frisure, papier) dans les cages pour amoindrir le stress du transport et permettre aux animaux de faire un nid. Les animaux issus de différents cartons de transport ne seront jamais mélangés lors de la répartition dans les cages d'hébergement. Le caractère grégaire des souris sera maintenu puisque les animaux ne seront jamais seuls en cage (sauf si un isolement est nécessaire pour cause de bagarres ou pour certaines expériences). Les cages sont passées en revue quotidiennement et les animaux sont observés en détail au moins 2 fois par semaine pour repérer les blessures éventuelles, un comportement anormal (isolement, pas de reflexe de fuite lorsque l'on vient attraper l'animal, maigreur, problème de dentition), et pesés 1 fois par semaine. De plus, toutes les procédures engendrant de la douleur seront réalisées sous anesthésie générale et un analgésique sera utilisé en parallèle de ces procédures pour minimiser toute douleur.Les points limites sont: émaciation ou perte de poids > 20% en moins d’une semaine, hypothermie, cumul de signes de souffrance (prostration, poil hirsute, dos rond, perte d'activité, ou tout autre signe clinique jugé par le technicien expérimenté comme indiquant un état de souffrance auquel nous ne serions pas en mesure de remédier dans les 24h) atteignant un scoring >9. Ceux-ci permettront d’écarter précocement les animaux du protocole ou de les mettre à mort immédiatement en fonction de l’intensité des comportements observés et donc du niveau de souffrance. Chaque étude est discutée avec l’ensemble de l’équipe de recherche afin de garantir la pertinence de chaque expérience.
Choix des espèces
Les modèles murins utilisés dans ce projet représentent les seuls modèles de mammifères génétiquement modifiés pour reproduire la maladie humaine SN. De plus, les souris représentent un modèle bien établi pour l’analyse des fonctions métaboliques, endocriniennes et cardiaques. Pour la caractérisation d’un éventuel phénotype dommageable des lignées, les animaux seront suivis dès la période de croissance (3-8 semaines). Le reste des expériences, s’agissant de suivre des pathologies liées à l’âge, sera réalisé sur des animaux adultes de 3 à 24 mois.
Thérapie cellulaire dans la gestion du diabète et de ses complications
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
Rats : 232
Rendus diabétiques par une injection unique puis greffés d'îlots pancréatiques sous anesthésie, 232 souris et 232 rats sont tous tués pour des prélèvements terminaux, dans des procédures d'un niveau de souffrance sévère. Ils subissent une chirurgie d'environ une heure suivie d'une semaine d'isolement, des tests de tolérance au glucose avec jusqu'à dix prélèvements sanguins sur trois à six heures, des prises de sang jusqu'à trois fois par semaine pendant six mois, et une évaluation de la neuropathie par stimulation tactile et thermique des pattes. Alors que la gravité déclarée est sévère, le porteur ne décrit que des "effets indésirables légers", perte de poids, épisodes d'hypoglycémie, jeûne de seize heures et stress lié aux administrations. Il affirme que les modèles animaux "restent indispensables" pour valider la tolérance et l'efficacité du dispositif chez l'humain.
Objectifs
Le diabète est une maladie métabolique caractérisée par une hyperglycémie chronique résultant d’un défaut de sécrétion d'insuline (diabète type 1) ou d'action de l'insuline (diabète de type 2). L’hyperglycémie chronique expose les personnes atteintes à un risque accru de pathologies plus graves telles que la néphropathie, la neuropathie, les complications cardiovasculaires, oculaires (rétinopathie). Aujourd’hui, l’incidence du diabète a atteint une proportion pandémique et les estimations pour les prochaines années sont alarmantes, on estime que d’ici à 2045, le nombre de diabétiques s’élèvera à 700,2 millions dans le monde. Le diabète de type 1 (DT1), résulte d’une réaction auto-immune par une autodestruction progressive des cellules bêta des îlots de Langerhans du pancréas, productrices d’insuline. Ainsi, les patients souffrants de DT1 n’ont d’autre choix qu’un apport exogène d’insuline pour pouvoir réguler leur homéostasie glucidique. Aujourd’hui, malgré une amélioration non négligeable de la gestion du DT1 par le développement des analogues à l’insuline et l’utilisation de moniteurs de glycémie, la régulation glucidique reste compliquée pour certains patients. En effet, ces derniers sont souvent exposés à des épisodes d’hypoglycémie iatrogène.Une alternative offrant une meilleure capacité de régulation glucidique serait une greffe d’ilots pancréatiques. Toutefois, le recours systématique aux traitements immunosuppresseurs pour protéger les cellules greffes de la destruction à médiation immunitaire, reste le principal obstacle. Afin d’éviter l’utilisation de traitement immunosuppresseur, qui expose le patient à un risque accru de complications infectieuses, la greffe d’ilots pancréatiques encapsulés représente une stratégie thérapeutique prometteuse. En effet, les cellules d’ilots de Langerhans sont contenues dans une capsule semi-perméable, les protégeant ainsi du rejet par le système immunitaire, tout en permettant le passage à la fois des nutriments, de l’oxygène et de l’insuline. Ainsi, l’objectif du présent projet est d’évaluer l’efficacité des ilots encapsulés implantés chez les animaux diabétiques sur la régulation métabolique et à prévenir les complications liées au diabète (rétinopathie et neuropathie).
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’évaluer l’efficacité des implants d’ilots pancréatiques sur la régulation métabolique et leur tolérance locale chez les rats diabétiques. Par ailleurs l'effet préventif des implants sur les complications du diabète (neuropathie, rétinopathie) est également évalué.
Procédures
Les troubles métaboliques sont induits par une administration unique d'un réactif (durée d'environ 1 minute). Après sélection des animaux diabétiques, les ilots pancréatiques nus ou encapsulés sont injectés ou implantés/explantés par chirurgie sous anesthésie qui dure généralement 1 heure. Par la suite, les animaux sont maintenus isolés avec enrichissement pour une meilleure récupération post-chirurgicale (généralement pour une semaine). Juste avant la chirurgie et durant la période post chirurgicale, anti-inflammatoire et antibiotique sont administrés par bolus rapide (quelques secondes) par voie sous-cutanée ou intramusculaire (de manière générale) selon les bonnes pratiques vétérinaires. Les tests de tolérance au glucose et à l’insuline (1/ mois) nécessitent une administration unique par voie orale, intrapéritonéale ou sous cutanée (durée d’environ 1 minute) suivie de prélèvements d'une goutte de sang (durée de quelques secondes, 10 prélèvements maximum, sur 3 à 6 h de test). Par ailleurs, des prélèvements de sang peuvent être réalisés de manière répétée par exemple : 3 fois par semaine au maximum pendant la toute durée de l’étude (6 mois au maximum), chaque prélèvement durant quelques secondes à 3 minutes. De plus, un hébergement individuel (durée maximum de 24 h) peut être nécessaire au cours de l'étude pour prélèvement d'urine ou de fèces. L’évaluation de la neuropathie se fait par stimulation tactile et/ou thermique au niveau des pattes de l’animal, la procédure dure quelques minutes et peut être répétée 1 fois par semaine au maximum. Enfin, un examen du fond de l’œil (durée de quelques minutes, répété 1 fois par semaine au maximum) est réalisé par méthode non invasive (ophtalmoscope).
Impact sur les animaux
Dans ce projet, des effets indésirables légers peuvent apparaitre dans certaines procédures, ceux-ci sont essentiellement marqués par : (1) une perte de poids suite à l'induction des troubles métaboliques, (2) des phases d’hypoglycémie ou d'hyperglycémie, (3) une courte privation de nourriture (pour une durée n’excédant pas 16h ± 1 h) ou des prélèvements sanguins et/ou urinaires, (4) à un stress lié à l'administration de substance. Toutefois, si une souffrance devait apparaître, l’atteinte de points limites clairement établis permettraient l'euthanasie de l'animal. Par ailleurs, de courtes périodes d'isolement n’excédant pas 24h ± 1h sont nécessaires au projet (en veillant à conserver le contact olfactif, visuel et sonore entre les congénères). En outre, lors de la phase de récupération post-chirurgicale, une attention particulière est apportée (surveillance des cicatrices, état général, poids, appétit, excrétion de fécès…).
Devenir
Tous les animaux sont soumis à des prélèvements terminaux ce qui implique leurs euthanasies.
Remplacement
De nombreux tests ex vivo (in vitro et in silico) sont réalisés avant les tests sur l'animal. Ceux-ci constituent un point de départ permettant de générer des données préliminaires de concept, d’effectuer un tri du matériel d’encapsulation et de ne retenir que les matériaux présentant une certaine efficacité et inocuité.. Bien que ces tests permettent une réduction significative du nombre de substances à tester (et donc du nombre d’animaux), ils ne donnent aucune indication sur la tolérance et l’efficacité du complexe (capsule-ilots) chez l’Homme. Ainsi, les modèles d'animaux restent indispensables pour valider et optimiser de nouvelles thérapies pour leur utilisation en toute sécurité chez l'Homme.
Réduction
Les mesures de réduction s'intégrant à la règle des 3Rs vont consister à utiliser le plus petit nombre d’animaux possible pour chaque étude permettant d'obtenir des données suffisantes pour interpréter les résultats de façon correcte et d’éviter ainsi une répétition inutile des études. Le nombre d’animaux utilisés pour chaque étude sera optimisé de façon à intégrer dans une même expérience la comparaison par rapport à un groupe contrôle négatif (Implant sans ilots ou Placébo) et éventuellement à un contrôle positif et négatif (implantation d’ilots par voie intra-portale : ilot allogénique et ilot syngénique) si cela s'avère pertinent. Quand le protocole d'étude le permet, un groupe traité est utilisé comme son propre contrôle permettant ainsi d’utiliser un nombre d’animaux réduit. Les données de la littérature indiquent qu’un effectif de 8 animaux (rats et souris) en standard par groupe (nombre de groupes variables, selon l’objectif de l’étude) est généralement nécessaire pour atteindre une sensibilité correcte du test. L’analyse statistique prévue repose sur des tests paramétriques. Par ailleurs, des prélèvements terminaux peuvent être ajoutés en fin de procédure pour éviter une répétition inutile de l'étude.
Raffinement
Les mesures de raffinement s'intégrant à la régle des 3Rs vont consister en un suivi des points limites clairement définis et spécifiques à la procédure, permettant de stopper l'étude et/ou d'euthanasier, de façon précoce, tout animal présentant des signes de douleur, de souffrance ou d'angoisse (incluant une surveillance de l'aspect général, un suivi de poids). De plus, les animaux sont suivis par le vétérinaire et manipulés fréquemment par des techniciens préalablement formés et attentifs, prêts à agir lorsque les critères d'interruption prédéfinis sont atteints. Par ailleurs, et au quotidien, un enrichissement complet est fourni aux animaux, celui-ci inclut dans leur hébergement : litière, objets de nidification, objets à ronger, présence de congénères (sauf cas contraire imposé par la procédure). Lorsque nécessaire, les animaux sont anesthésiés et analgésiés. Le programme d’anesthésie et d’analgésie est défini par un vétérinaire, afin de réduire au maximum toute douleur ou sensation de souffrance. De la même manière, les chirurgies sont raffinées au maximum, par la mise à disposition d’oxygène ou air ambiant à concentration ajustable, de tapis chauffants et/ou de lampes chauffantes et de soins pré/post-opératoires complets.
Choix des espèces
L’impact de substances pharmacologiques sur le métabolisme de rongeurs (rats, souris), est prédictif de leur efficacité et/ou sécurité en clinique. En effet, le rongeur s'est avéré être un modèle fiable pour découvrir et valider de nouveaux traitements du Diabète, il présente une physiologie proche de celle de l'Homme. Les études sont principalement menées sur des jeunes rongeurs sains dont l'âge est compris entre minimum 4 semaines (correspond à la fin du sevrage des animaux) et maximum 20 semaines (correspond à l'apparition du processus de sénescence). Par ailleurs les rongeurs soumis à la procédure d'induction du diabète par injection de streptozotocine seront agés au maximum de 12 semaines en début de traitement et ce afin d'éviter le risque de mortalité.
Essais d’efficacité : monitoring du profil pharmacodynamique et pharmacocinétique (Testostérone) chez le rat
- Recherche appliquée
- Cancers
- Troubles endocriniens
- Troubles urogénitaux
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Soumis à l'injection intramusculaire d'un produit épais sous sédation puis à des prélèvements sanguins deux fois par semaine, 960 rats mâles seront tous tués, dans des procédures d'un niveau de souffrance léger. L'objet du projet est un contrôle qualité de lot pour un médicament de castration chimique déjà commercialisé, la mesure de la testostérone dans le sang servant à valider l'efficacité de chaque flacon. Le porteur indique qu'un essai in vitro existe, qu'il est déposé dans tous les pays et présente des avantages éthiques, et que le passage par le rat intervient quand ce test in vitro donne un profil atypique. Il affirme alors que l'essai sur animaux est "nécessaire", et exclut toute réutilisation des rats parce qu'elle risquerait d'interférer avec un test suivant.
Objectifs
L’objectif du projet est de réaliser un contrôle qualité d’un médicament injectable à libération prolongée, à base d’une hormone qui libère les gonadotrophines (hormones sexuelles), et qui est utilisé pour le traitement de certaines maladies urologiques, gynécologique et pédiatriques (cancer de la prostate, endométriose...). Ce projet a pour but d’injecter chez le rat mâle le produit à différente concentration, avec trois durées de libération différentes et de mesurer par des analyses sanguines la cinétique d’apparition de la testostérone dans le sang pour valider l’efficacité du médicament à provoquer une castration chimique.
Bénéfices attendus
Ces essais sont utilisés à des fins réglementaires et médicales. Ce médicament est bénéfique dans le traitement des patients atteints de certaines maladies urologiques, gynécologique et pédiatriques (cancer de la prostate, endométriose...). Avant la libération du médicament, un contrôle qualité est requis. Une alternative in vitro à ce test existe, néanmoins le substrat particulier dans lequel cette analyse in vitro est réalisée est parfois défaillant, invalidant le test alors que le médicament fonctionne normalement, et dans ce cas le contrôle qualité doit être répété via la méthode in vivo historique chez le rat.
Procédures
Les interventions sur les animaux sont les suivantes : L’injection en IM d’un produit épais réalisé sous sédation, les prélèvements sanguins répétés pour permettre l’obtention de sérum. Ils sont réalisés 2 fois par semaine avec un intervalle de 3 jours.
Impact sur les animaux
Les principales nuisances pour les animaux utilisés dans le cadre de ces essais sont : L’injection en intra-musculaire (IM) d’un produit épais. Les prélèvements sanguins répétés pour permettre l’obtention de sérum peuvent amener à un stress lié à la contention de l’animal et également des saignements localisés chez l’animal.
Devenir
Les animaux sont euthanasiés en fin de protocole ou en cas d'atteinte de points limites. La réutilisation des animaux pour un autre essai n’est pas possible car cela pourrait interférer avec le résultat de ce second test.
Remplacement
Les essais in vitro comporte de nombreux avantages (éthiques, rapidité, flexibilité) et permettent de valider la conformité de la cinétique de libération du produit. Ils sont déposés dans tous les pays mais néanmoins en cas de résultats non conforme avec un profil atypique de libération, l’essai in vivo est nécessaire pour valider les échantillons et vérifier l’efficacité du produit.
Réduction
Le responsable de projet s’assure dans la mesure de ses connaissances que le scientifique ait évalué les aspects 3Rs. Des groupes de 3 rats par flacon de médicament (soit 6 rats par type de produits, 2 flacons par produits) ont été identifiés comme la taille minimale de l’échantillon pour avoir des résultats valides comme indiqué dans l’AMM.
Raffinement
Les rats sont hébergés en groupes sociaux, avec différents enrichissements dans leurs cages (e.g. tunnel, lanières de papier foisonnantes ). Ils sont observés chaque jour par du personnel formé et compétent et des points limites sont mis en place). Les animaux seront manipulés par des méthodes à faible stress, et les contentions seront limitées aux gestes d’injection et de prélèvement. Avant l’injection du produit, les animaux recevront une sédation et analgésie par administration sous cutanée. En cas de boiterie suite à l’injection du produit, des anti-inflammatoires non-stéroïdiens pourront être administrés. Avant les prélèvements de sang à la veine caudale, les rats sont positionnés dans une enceinte chauffante pendant 10 minutes pour faciliter le prélèvement. Les volumes prélevés ainsi que les périodes de récupération suivent la réglementation, les recommandations de la «Federation of European Laboratory Animal Science Associations » (FELASA) ainsi que les raffinements et bonnes pratiques internes. Les injections et prélèvements ne pourront être réalisés que sur des sites sans hématome ni inflammation apparente, en utilisant des aiguilles stériles adaptées (à la taille de l’animal et à la voie d’abord) et à usage unique. Si l’accès à la veine caudale n’est pas possible, consultation du service vétérinaire pour utiliser une autre voie. Une injection de solution saline est effectuée en sous cutané pour réhydrater l’animal après chaque prélèvement sanguin.
Choix des espèces
Espèce sur laquelle le test in vivo a été validé historiquement (réponses pharmacodynamiques proches de celle de l’homme), et décrite dans les dossiers d’AMM. Test in vivo historiquement développé et validé sur la souche de rat mâle agé de 12-14 semaines comme décrit dans les dossiers d’AMM. Ce qui correspond à une tranche de poids de 300 à 400 grammes environ.
Prélèvement de tissus pour la caractérisation d’animaux génétiquement modifiés dans notre institut
- Conservation des espèces
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Alimentation animale
- Bien-être animal
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
- Maladies infectieuses
- Troubles cardiaques
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Troubles respiratoires
- Troubles sensoriels
- Troubles urogénitaux
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
Gardés vivants à l'issue de la procédure, 20 000 rats vont subir une biopsie de l'oreille dans des procédures d'un niveau de souffrance léger, leur devenir étant ensuite décidé par le chercheur en charge de la lignée. Chaque animal reçoit une bague à une oreille et un poinçon de 1,5 mm à l'autre, entre 12 et 15 jours de vie, avant le sevrage, pour permettre le génotypage. Le porteur justifie ce calendrier par l'organisation de l'animalerie, un gain "de temps, de place et de travail" et une capacité d'hébergement limitée. Ces 20 000 interventions accompagnent la gestion d'un élevage de lignées transgéniques créées sur commande, activité que l'établissement décrit comme une prestation.
Objectifs
Réaliser une biopsie d'oreille sur les rats génétiquement modifiés afin de pouvoir génotyper les animaux d'intérêt (Fondateurs, maintien de lignées, ou validation de cryoconservation des modèles).
Bénéfices attendus
Caracérisation génétique des lignées commandées pour les projets scientifiques des chercheurs et optimisation de la gestion des élevages. Il est important de réaliser le génotypage des animaux tôt, afin d'avoir les résultats si possible avant le sevrage, pour constituer les cagées directement. Cela permet un gain de temps, de place et de travail dans l'animalerie.
Procédures
Nous identifions les animaux par la pose d'une bague d'oreille et nous génotypons les animaux par une biopsie de 1.5mm de diamètre sur l'autre oreille à l'aide d'une pince spécialement dédiée. Cette procédure est réalisée une seule fois par animal. L'acte de biopsie et identification est très rapide (maximum 20 secondes pour les 2 actes d'identification et de biopsie). L'animal est donc contenu durant quelques secondes seulement et remis immédiatement à la mère.
Impact sur les animaux
Le poinçon peut entrainer douleur légère et de courte durée au site de prélèvement
Devenir
Tous les animaux sont gardés en vie à la suite de cette procédure peu invasive. La biopsie permettra de déterminer le génotype de l'animal. Le chercheur en charge de la lignée déterminera son devenir en fonction des projets qu'il mène.
Remplacement
Pas d’autre possibilité que le recours à l’animal vivant pour le prélèvement de tissus.
Réduction
La réduction du nombre d'animaux utilisés et leur bien-être est une préoccupation permanente. Le raffinement de nos techniques de transgénèse, de procréation médicalement assistée et de cryoconservation permet de générer de moins en moins d'animaux pour l'ensemble des prestations de l'institut, ce qui permet de réduire de manière importante la quantité d'animaux générés et donc biopsiés. De plus, nous utiliserons dès que possible, de schémas d’accouplement optimisés ne nécessitant pas ou peu de génotypage, afin de produire un maximum d’animaux « utiles »
Raffinement
La méthode de poinçon à l'oreille est éprouvée, précise, rapide et standardisée ce qui limite les effets indésirables stress/douleurs sur les animaux. De plus, les animaux sont surveillés quotidiennement ce qui permet de faire un suivi de la cicatrisation dans le temps. Nos rats sont hébergés en cages ventilées, en groupe, avec de multiples enrichissements : bâton de bois à ronger, balles de bois à ronger, nids, croquettes de nourriture au fond de la cage.
Choix des espèces
Le rat, comme la souris , est un très bon modèle d'expérimentation animale car il est de petite taille, son génome est parfaitement connu et il a un taux de reproduction très rapide. Il est couramment utilisé par les chercheurs qui nous commandent des prestations de création de lignées transgéniques Les rats seront prélevés entre 12 et 15j de vie, avant le sevrage. Cet âge a été judicieusement choisi car avant 12j, l'oreille ne s'est pas assez développée et ce n'est qu'un bourgeon sur lequel il est difficile de réaliser une biopsie. et après 15j, nous n'aurions pas les résultats de génotypage avant le sevrage (3 semaines), ce qui ne nous permet pas de faire les cagées définitives. Notre capacité d'hébergement est limitée et il nous faut donc optimiser la place constamment. Ce fonctionnement nous permet d'économiser du temps, des ressources et de la manutention pour les animaliers.
Mise en place de test d’exposition au froid pour étudier la thermogenèse et le métabolisme chez la souris
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
20 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent par chirurgie une sonde de température sous la peau, subissent des prélèvements sanguins, un isolement de 24 heures en calorimétrie et une exposition au froid à 4 °C pendant six heures qui abaisse leur température corporelle, pour mettre au point un test d'étude de la thermogenèse. Le projet vise à "compléter l'offre" d'analyse du métabolisme énergétique de l'établissement. Le porteur affirme qu'il n'existe pas de modèle in vitro pour étudier le métabolisme d'un organisme complet.
Objectifs
Les mammifères ont acquis la capacité de maintenir une température corporelle constante dans des environnements à température variable grâce à un processus physiologique adaptatif appelé la thermogenèse. Le tissu adipeux est considéré comme le principal site de thermogenèse et de production de chaleur, ce qui permet aux rongeurs de maintenir l'euthermie à des températures inférieures à la thermoneutralité. Les altérations de la thermogenèse sont actuellement considérées comme étant à la fois potentiellement responsables et capables de contrer l'obésité. Une compréhension et une évaluation adéquate de la thermogenèse sont donc primordiales pour les études métaboliques. En effet, des gènes impliqués dans la thermogenèse peuvent être facilement induits dans les adipocytes du tissu adipeux en réponse à une exposition au froid. Lorsqu'ils sont activés, les cellules adipeuses consomment une grande quantité de lipides circulants et de glucose. Dans ce contexte, notre projet est de mettre en place et de valider le test d’exposition au froid combiné à l’analyse de l’énergie par calorimétrie indirecte pour compléter notre offre d’étude du métabolisme énergétique chez la souris.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour objectif la mise en place et la validation d'un test d'exposition au froid pour analyser la thermogenèse et le métabolisme énergétique chez la souris. Cela nous permettra d'offrir un test qui permet de compléter l'analyse des effets métaboliques de certains gènes impliqués l'obésité.
Procédures
Implantation sous-cutanée de mini-sondes de température par chirurgie (durée 30 min par animal) -Les prélèvements sanguins par voie submandibulaire (moins de 5min par animal) -La calorimétrie indirecte : l’isolement des animaux pendant 24 heures. - Exposition au froid (+4°C) pendant 6h.
Impact sur les animaux
Notre protocole d’étude peut induire les contraintes suivantes : -les animaux subiront une implantation sous-cutanée de mini-sondes de température. Celles-ci restent sous la peau durant l’ensemble du projet, et ont une longueur de 15.5 mm, un diamètre de 6.5 mm et pèse 1.1 g. la chirurgie dure 30 min par animal. -Les prélèvements sanguins par voie submandibulaire peuvent induire du stress et douleur (moins de 5min) - La calorimétrie indirecte : l’isolement des animaux pendant 24 heures - Exposition au froid (+4°C) pendant 6h : chute de température corporelle.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort pour des analyses post-mortem biochimiques.
Remplacement
Cette étude a pour but d’étudier la thermogenèse et le métabolisme chez la souris. Pour ce faire, il est indispensable de disposer d'un modèle animal car il n’existe pas de modèle in vitro ou de systèmes cellulaires pour étudier le métabolisme énergétique à l’échelle d’un organisme complet.
Réduction
L’objectif est de réduire au maximum le nombre de souris pour l’étude tout en s’assurant d’une analyse statistique fiable des résultats. Une approche statistique basée sur la variabilité inter-individu constaté dans les études précédentes en calorimétrie indirecte, et de la revue de la littérature pour la mesure de la température corporelle (sous exposition au froid) nous permet de fixer le nombre d’individu à 10 par groupe. De ce fait, nous prévoyons au total 20 souris (10 mâles et 10 femelles).
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans des conditions optimales d'animalerie, en groupes, avec un enrichissement, nourriture et boisson à volonté avant les tests. -Implantation des mini-sondes : Les animaux recevront un antalgique par injection intra-péritonéale avant leur anesthésie. Ils auront un antalgique en post-opératoire pour couvrir les douleurs possibles lors de la cicatrisation. -Afin de diminuer le stress et la douleur liées aux prélèvements sanguins à la veine temporale superficielle, ces prélèvements se feront sous anesthésie par inhalation d’isoflurane. De plus un volume maximum de 200 μl et correspondant donc à moins de 20% du volume sanguin de l'animal sera prélevé et afin de compenser ce prélèvement, une solution de NaCl 0,9% correspondant au volume de sang prélevé sera injectée par voie intrapéritonéal. -Concernant les tests de calorimétrie indirecte, ceux-ci se déroulent dans des cages d’hébergement individuelles. La seule contrainte est donc l’isolement des animaux pendant 24 heures. A la fin de ce test, les animaux sont remis dans leurs cages d’origine avec les mêmes dispositions d’avant le test (les mêmes souris dans la même cage, et les cages sont gardées dans le même état qu’avant le début du test, et ceci afin que les animaux retrouvent leur environnement) -Exposition au froid : les souris seront soumises à une température de +4 °c pendant 6h. Les souris s’adaptent bien au froid, leur température corporelle pouvant descendre de 37°C à 34°C. Afin d’éviter de trop grandes variations dans les mécanismes d’adaptation au froid, les animaux seront placés dans des cages individuelles comprenant de la litière. Néanmoins, tout animal dont la température corporelle chuterait en dessous des 34°C , montrant son incapacité à s’adapter au froid, sera sorti du test, et placé sur une plaque chauffante. Chaque semaine, les animaux seront pesés et évalués pour constater leur état général et s'assurer qu'aucune dégradation de celui-ci n'est constatée. Si ce cas se présentait, un protocole spécifique serait mis en place avec une surveillance quotidienne approfondie. En cas de perte de poids supérieure à 20% sur une semaine, prostration avec vocalisation, lésion du site d'implantation, hypothermie, les animaux seront mis à mort
Choix des espèces
La souris est l'animal de choix pour la création et l’étude de modèle avec des mutations genetique. De plus, la souris est un modèle animal adapté à l’étude du métabolisme energetique et la thermogenèse. Enfin, il n’existe pas de modèle in vitro ou de systèmes cellulaires pour étudier des alterations de la thermogenèse d’un organisme complet. Nous allons étudier le metabolisme et la thermogenèse chez des souris adultes, en effet, nous souhaiterions mettre en place et valider ce test dans le cadre des études du métabolisme en âge adulte chez la souris.
Amélioration de la greffe d’ilots par thérapie génique
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
65 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Ils reçoivent un vecteur viral et des immunosuppresseurs, puis subissent une greffe de cellules pancréatiques dans le foie par voie portale, avec des prélèvements sanguins hebdomadaires, pour tester une thérapie génique censée rendre le foie tolérant à la greffe. Le porteur indique un risque de saignement à l'injection dans la veine porte et une baisse d'immunité exposant aux infections. Il affirme qu'aucune méthode alternative ne mime l'organisme receveur, tout en reconnaissant que le passage à l'humain supposerait d'abord un partenariat industriel et des validations chez le primate.
Objectifs
L'objectif du projet est de jeter les bases expérimentales d'une nouvelle approche de la greffe d'îlots de Langerhans en clinique humaine. Celle-ci s'effectue actuellement avec des îlots de donneur ou, dans les essais thérapeutiques en cours, avec des cellules pancréatiques issuées de cellules souches humaines. Dans les 2 cas, une immunosuppression importante est necessaire pour tolérer les cellules greffées. Comme les îlots greffés son transplantés dans le foie du receveur par voie portale, notre approche originale est de rendre le foie receveur tolérant aux cellules issues du donneurou cellules souches le cas échéant. Nous avons conçu une stratégie qui consiste à introduire dans les hépatocytes le gène d'une cytokine anti-inflammatoire (IL 10). Pour effectuer ce transfert, nous utiliserons un vecteur viral adéno-associé (AAV) employé actuelleent dans la grande majorité des thérapies géniques (+ de 200 essais de phase 1 ont utilisé/utilisent ces vecteurs pour véhiculer des gènes thérapeutiques). Le vecteur portant le gène de l'IL10 sera injecté au receveur avant la greffe d'îlots. Les cellules hépatiques capteront le vecteur et exprimeront le gène thérapeutiue dans les 2 semaines qui suivront. L'IL10 produite permettra de réduire, voire d'inhiber la réaction immunologique de rejet du greffon qui sera implanté un mois après l'administration du vecteur.
Bénéfices attendus
Après l’achèvement du projet chez le rat, nous aurons en cas de succès obtenu la preuve de concept d’un procédé permettant de rendre le foie d’un patient diabétique tolérant aux îlots (ou aux cellules souches qu’on lui greffera). Dans la mesure où la thérapie génique par vecteurs AAV étend actuellement ses applications à de nombreuses maladies humaines, la biodistribution et la tolérance de ces vecteurs ont été largement étudiées chez l’homme et ne représenteront aucune barrière inattendue dans notre projet clinique. On peut donc en cas de succès chez le rat anticiper une forte probabilité de transfert aux patients diabétiques de type 1, chez qui les greffes restent actuellement très restreintes du fait des limites et des complications de l’immunosuppression. Pour réaliser ce transfert, il faudra très probablement aborder un partenariat avec une société biotechnologique disposant des moyens financiers suffisants pour conduire des validations spécifiques chez le primate et aller vers l’homme.
Procédures
Les animaux subiront une intervention chirugicale, à savoir la greffe de cellules pancréatiques. De plus, les animaux recevront des administrations de médicaments immunosuppresseurs et d'adénovirus 4 semaine avant la greffe. Enfin, les animaux seront prélevés de sang de façon hebdomadaire (
Impact sur les animaux
La transplantation des ilots de Langerhans se faisant dans le systeme sanguin portal, cela peut engendrer des saignements +/- abondants localement. Ceux-ci seront controler par l'application d'eponge hemostatique au niveau du point d'instillation de la veine porte. Cependant, il est eventuellement possible qu'un leger signement persiste après suture et réveil de l'animal (peu probable). Egalement, du fait des traitements immunosuppresseurs, les animaux traités verront leur immunité diminuée. Ils pourraient être eventuellement plus sensible aux infections. Une vigilance accrue sera prévue.
Devenir
Les animaux seront mis à mort à la fin du protocole.
Remplacement
Le projet a pour objectif général l'amélioration de la transplantation de cellules pancréatiques humaines. Il n'existe à ce jour aucune methode alternative efficace nous permettant de mimer l'organisme receveur. L'emploi d'animaux est essentielle dans un tel projet. Néanmoins, des manipulations in vitro préalables nous permettront de déterminer les meilleures concentrations cellules/virus.
Réduction
en fixant un niveau de confiance de 95%, une puissance statistique supérieure à 80%, il faut au minimum 4 animaux par groupe pour mettre en évidence une différence statistique significative Le choix est donc orienté sur 5 animaux- receveurs par groupe pour pallier toute défaillance technique.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans un environnement favorable à leur bien-être. Les manipulations seront effectuées par du personnel formé et habitué à ce genre de geste. Pour la transplantation faite sous anesthésie, un traitement anti-douleur local sera pratiquée, et pour des douleurs plus globales, un traitement systémique est prévu. Afin de suivre le moindre inconfort, nous avons élaborer un arbre décisionnel afin d'adopter les bons gestes et soins suivant les cas (Comportement, Plaie, perte de poids). Si toutefois, ces soins étaient insuffisants pour améliorer la santé de l'animal concerné, nous procéderons à l'euthanasie de l'animal.
Choix des espèces
Le choix s'oriente chez le rat pour plusieurs : - Taille compatible avec un chirurgie (transplantation intra-hépatique aisée et moins dommageable que chez la souris) - Capacité d'hébergement adapté