Recherche fondamentale
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Etude du rôle de la voie IL-1/IL-1R1 sur la réponse à la chimio-immunothérapie dans des modèles orthotopiques de cancer du poumon EU1/2
- Recherche fondamentale
- Oncologie
Chacune des 384 souris subit les cinq interventions du protocole : implantation chirurgicale de cellules cancéreuses dans le poumon, une chimiothérapie, neuf injections d'immunothérapie sur trois semaines, cinq injections quotidiennes d'interleukine 1 bêta et six séances d'imagerie thoracique sous anesthésie. Toutes sont tuées au vingt-huitième jour pour peser et mesurer les tumeurs, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. La masse tumorale intrathoracique peut dégrader progressivement la respiration, et le site opéré peut s'infecter ou se rouvrir. Les anesthésies répétées sont créditées d'un refroidissement et d'un ralentissement transitoire de la respiration, et le porteur annonce que "l'apparition d'éventuels points limites sera recherchée", sans dire lesquels.
Objectifs
Le cancer du poumon fait partie des cancers les plus fréquents et les plus meurtriers. Son traitement repose sur l’utilisation de chimiothérapies, qui malheureusement ne conduisent que rarement à une rémission totale du patient, en particulier dans les cas de cancers avancés. Les traitements actuels n’étant pas toujours efficace, il apparait donc important d’étudier les mécanismes responsables de cette résistance. L’inflammation a un rôle ambigu dans la réponse aux traitements anti-cancéreux. Le but du projet est d’évaluer son rôle sur l’efficacité des traitements utilisés en clinique, dans un modèle de cancer du poumon chez la souris. Ce projet sera réalisé dans 2 sites, avec un site pour toutes les étapes (EU1/2), excepté les imageries (EU 2/2)
Bénéfices attendus
Les traitements actuellement utilisés en clinique pour les patients atteints d’un cancer du poumon ont une efficacité qui reste hétérogène selon les contextes biologiques et immunologiques. L’intérêt de ce travail est donc de mieux comprendre les mécanismes responsables de la résistance dans des tumeurs pulmonaires. L’identification du rôle de l’inflammation dans la résistance aux traitements permettra de confirmer l’intérêt de trouver et tester des molécules modulant cette voie chez la souris, puis chez l’Homme.
Procédures
5 interventions : - Implantation chirurgicale de cellules de cancer du poumon murines dans le poumon (EU1/2) : - Geste réalisé sous anesthésie générale gazeuse - Une seule injection par animal - Durée : 15 minutes - Nombre de souris : 384. - Traitements par chimiothérapie ou solution contrôle (EU1/2) : - Geste réalisé sur animal vigil - Une seule injection par animal - Durée : 1 minute - Nombre de souris : 384. - Traitements par immunothérapie ou solution contrôle (EU1/2) : - Geste réalisé sur animal vigil - Une injection trois fois par semaine pendant 3 semaines par animal - Durée : 1 minute - Nombre de souris : 384. - - Traitements par IL-1β ou solution contrôle (EU1/2) : - Geste réalisé sur animal vigil - Une injection quotidienne pendant 5 jours par animal - Durée : 1 minute - Nombre de souris : 384. Imagerie thoracique (EU2/2) : -Geste réalisé sous anesthésie générale gazeuse -1 imagerie par animal répétée 6 fois -Durée : 5 minutes -Nombre de souris : 384
Impact sur les animaux
- Injection de cellules tumorales dans le poumon : croissance d’une masse tumorale intrathoracique. Une altération progressive de la fonction respiratoire peut survenir au cours de la progression tumorale. - Possible altération de l’état général du fait de la pathologie cancéreuse induite. - Éventuels effets secondaires des injections d’IL-1β : perte de poids. - Possibles complications au niveau du site opératoire et de la cicatrice thoracique : infection, déhiscence de plaie, douleur. - Effets potentiels liés aux anesthésies répétées pour l’imagerie thoracique : refroidissement, ralentissement transitoire de la respiration, récupération retardée exceptionnelle. Les souris déficientes pour IL1-R1 (Il1r1-/-) ne présentent pas de phénotype dommageable en conditions basales. Aucune nuisance spécifique liée à ce génotype n’est donc attendue dans le cadre de ce projet.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure (J28), afin d’évaluer le poids et la taille des tumeurs et d’évaluer leur composition cellulaire.
Remplacement
Le cancer est une maladie complexe impliquant des mécanismes de contrôle et des interactions possibles seulement dans un organisme vivant. En effet, la recherche a permis de comprendre l’importance de l’environnement dans lequel le cancer se développe et les multiples interactions avec le système immunitaire, le stroma tumoral, le système vasculaire et le métabolisme. En conséquence, pour être prédictifs, l’évaluation de l’efficacité ou de l’échec de nouvelles combinaisons thérapeutiques en oncologie doit être réalisée sur les organismes vivants. Nous réalisons à ces fins des études translationnelles sur des modèles d‘animaux greffés avec des cellules tumorales.
Réduction
Les expériences seront réalisées sur des petits effectifs, ce qui permet donc de réduire le nombre d’animaux de l’étude. Les souris C57BL/6 doivent être utilisées comme contrôles des souris Il1r1-/-. Les expériences seront conduites en même temps sur les souris Il1r1-/-, afin de ne pas doubler le nombre de souris contrôles. Le test statistique utilisé sera celui de Kruskal-Wallis en raison de la présence de nombreux groupes. Le nombre de souris par groupe et le nombre de répétitions des expériences ont été déterminés afin de garantir la possibilité d’utiliser ce test statistique et sa fiabilité. Les expériences visant à étudier la charge tumorale, l’imagerie thoracique et les infiltrats immunitaires seront réalisées sur les mêmes souris. Le suivi longitudinal par imagerie micro-CT permet une mesure intra-individuelle de la charge tumorale, permettant de confirmer la prise tumorale et de déterminer le moment opportun pour débuter les traitements, participant ainsi à la réduction du nombre d’animaux nécessaires. Les différents modèles utilisés dans ce projet sont nécessaires. En effet, selon les mutations intrinsèques des cellules cancéreuses utilisées, le microenvironnement tumoral sera différent et affectera par conséquent la réponse aux traitements.
Raffinement
Les animaux seront habitués aux techniques de préhension. Les animaux sont suivis au minimum 3 fois par semaine par des techniciens responsables d’études. Une anesthésie générale gazeuse (isoflurane 3 % + oxygène 1,5 L/min) sera réalisée avant chaque chirurgie et entretenue tout au long de la procédure, avec contrôle de l’absence de réflexe de la patte, surveillance de la fréquence respiratoire et protection de la cornée avec un collyre ophtalmique. Pour l’analgésie, des anti-inflammatoires (carprofène 4 mg/kg et buprénorphine 0.05 mg/kg, une fois par jour) seront administrés en sous-cutané en pré-opératoire à distance du site opératoire et prolongés pendant 48 h après l’opération, ainsi que des anesthésiques locaux (lidocaïne 4 mg/kg + bupivacaïne 2 mg/kg) au niveau du site opératoire. La surveillance post-interventionnelle sera réalisée 2 fois par jour durant les 3 premiers jours, puis quotidiennement pendant 2 jours et enfin espacée à 3 fois par semaine. Pour chaque imagerie, les souris seront transportées d’un EU à l’autre dans leur cage emballée dans un sac opaque afin d’éviter le stress extérieur. Des anesthésies courtes supplémentaires seront réalisées pour l’imagerie thoracique micro-CT. Les animaux seront réchauffés pendant la procédure et surveillés jusqu’au réveil complet. Durant toute l’expérience, suivi du poids et évaluation de la NEC (Note d’Etat Corporel) au minimum trois fois par semaine. L’apparition d’éventuels points limites sera recherchée.
Choix des espèces
Les souris présentent des caractéristiques physiologiques qui permettent une variété de techniques d’administration et de prélèvements présentant des analogies avec ce qui est réalisé en recherche clinique sur l’Homme. Diverses souches de souris immunocompétentes sont disponibles pour l’établissement de modèles tumoraux syngéniques, indispensables à la recherche préclinique en immuno-oncologie. De plus, l’existence de souris génétiquement modifiées renforce le choix de cette espèce. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (entre 8 et 12 semaines d’âge) pour la mise en œuvre de modèles expérimentaux stables et reproductibles avec des animaux possédant un système immunitaire mature et un poids corporel > 20g.
Implication de l’autophagie dans l’ouverture de la barrière hémato-encéphalique à la suite d’un hémorragie intracérébrale
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
- Système nerveux
Une heure d'acclimatation dans la salle, l'anesthésie à l'isoflurane, une craniotomie, puis l'injection de collagénase ou de 100 microlitres de son propre sang dans le striatum pour provoquer une hémorragie cérébrale. Trois heures plus tard, un double cathéter est inséré aux mêmes coordonnées pour liquéfier puis aspirer l'hématome, ou une aiguille aspire quinze minutes durant, deux fois. 3 440 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, tous tués par perfusion intracardiaque pour prélever les tissus et isoler les vaisseaux du cerveau. L'effectif comprend 3 360 rats pour les expériences et 80 "dédiés à l'entraînement des expérimentateurs", nombre que le porteur dit pouvoir ajuster à la baisse selon l'aisance et l'habileté de chacun.
Objectifs
L’objectif de ce projet est de comprendre comment les vaisseaux sanguins du cerveau réagissent après une hémorragie cérébrale (un saignement dans le cerveau). Il est connu qu'une hémorragie abîme la paroi des vaisseaux, la rendant poreuse. Nous voulons étudier un mécanisme naturel de "nettoyage" et de réparation de ces cellules, pour voir s'il aide à maintenir l'étanchéité des vaisseaux sanguins. Bien que ce mécanisme ait été étudié dans d'autres cellules du cerveau, son rôle exact dans les vaisseaux sanguins après une hémorragie reste inconnu. Notre projet vise donc à : Observer comment ce système de réparation naturel évolue au fil du temps après l'hémorragie. - Comprendre comment l'opération chirurgicale consistant à retirer le sang accumulé (le traitement utilisé chez les patients à l'hôpital) modifie ce mécanisme de réparation. - Ce projet apportera de nouvelles connaissances qui pourraient, à terme, améliorer la prise en charge et les traitements des patients victimes d'une hémorragie cérébrale.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’apporter des connaissances inédites sur la façon dont les vaisseaux du cerveau réagissent et s'abîment après une hémorragie cérébrale. Ces résultats auront deux retombées principales : •Sur le plan fondamental : Mieux comprendre les systèmes d'autodéfense et de réparation des vaisseaux sanguins du cerveau. •Sur le plan médical (préclinique) : Évaluer très précisément l'impact et l'efficacité des chirurgies actuelles (qui visent à retirer le sang) sur la santé des cellules cérébrales. Cela permettra d'orienter les futures stratégies médicales.
Procédures
1- Acclimatation des animaux. Procédure : Mise en condition des rats dans la salle expérimentale avant manipulation. Durée : 1 heure. 1 fois par animal. 2- Anesthésie générale et préparation chirurgicale. Procédure : Induction et maintien de l’anesthésie à l’isoflurane (5 % induction, 2 % maintien), installation sur couverture chauffante, application de lidocaïne dans les conduits auditifs et sur la zone d’incision, pommade ophtalmique. Durée : 5–10 minutes. 3- Chirurgie stéréotaxique – Induction d’une hémorragie intracérébrale (HIC) - modèle collagénase. Procédure : Réalisation d’une craniotomie et injection intrastriatale de collagénase (2µl 1µl, 0,5µl/min, 0,2UI). Durée : 5–10 minutes. 4. Chirurgie stéréotaxique – Induction d’une hémorragie intracérébrale (HIC) -modèle sang autologue. Procédure : Réalisation d’une craniotomie et injection intrastriatale de 100 µL de sang autologue prélevé à partir de la veine caudale (20 µL/min pendant 5 min). Durée : 30–40 minutes. 5. Évacuation de l’hématome par fibrinolyse in situ. Procédure : 3 heures après induction de l’HIC, sous anesthésie, insertion d’un double cathéter (2 × 25G) aux coordonnées stéréotaxiques initiales. Injection de 2 µL de NaCl, rtPA ou urokinase, suivie 30 minutes plus tard de l’aspiration du sang liquéfié. Durée : 45–60 minutes. 6. Évacuation de l’hématome par aspiration mécanique. Procédure : insertion d’une aiguille 23G reliée à une seringue de 1 mL. Aspiration douce et contrôlée pendant 15 minutes, répétée une fois. Durée: 30-40 minutes. 7. Imagerie par résonance magnétique (IRM). Procédure : Séquences T2/T2* pour évaluation des lésions cérébrales sous anesthésie. Durée : 20–30 minutes. 8. IRM avec injection de gadolinium. Procédure : Injection intraveineuse de gadopentétate de dimeglumine suivie d’une acquisition T1 pondérée. Durée : 20 minutes. 9. IRM avec microparticules magnétiques. Procédure : Injection intraveineuse de particules magnétiques couplées à des anticorps anti-VCAM-1, puis séquence IRM T2*. Durée : 20 minutes. 10. Test de perméabilité vasculaire – Bleu Evans. Procédure: Injection en IV de Bleu Evans. Durée: 40 à 45 min. 11. Mise à mort par perfusion intracardiaque. Durée: 10-15 min.
Impact sur les animaux
Selon la procédure, des nuisances ou des effets indésirables sont à prévoir sur les animaux. Toutes les douleurs liées à des lésions de la peau des animaux (comme l’insertion d’une aiguille par exemple) seront empêchées par l’utilisation de la lidocaïne en spray ou en crème 5min avant le geste. Ces douleurs seront temporaires et se résorbent sous 48h. Pour les procédures pour lesquelles la douleur est plus importante, nous utiliserons la buprénorphine en injection sous-cutanée à la concentration de 0.3mg/mL à la posologie 0,1mg/kg, sous forme d’une injection unique. Enfin, pour les procédures où la chirurgie est estimée la plus sévère, comme la laparo-thoracotomie, sur conseil du vétérinaire affilié à notre laboratoire, un morphinique fort est préconisé. Le fentanyl pourrait être utilisé, 3-5 minutes avant le début de la procédure, à une dose de 0.3mg/kg injecté à un volume de 100µL en intra-péritonéal. Les procédures relatives aux évaluations comportementales ou d’imagerie sont indolores, mais peuvent engendrer un léger stress qui ne perdure pas dans le temps, dû soit à un nouvel environnement soit à l’isolement social. Les animaux retournent à un état basal dès qu’ils sont de retour dans leur cage et leur boxe de stabulation.
Devenir
L’ensemble des animaux utilisés seront mis à mort afin de prélever les tissus permettant des investigations histologiques, ainsi que l’isolement des vaisseaux cérébraux pour des analyses moléculaires complémentaires (Western blot, RT-qPCR ou dosage protéique).
Remplacement
Les procédures expérimentales ne peuvent pas être remplacées par d’autres méthodes expérimentales n’impliquant pas l’utilisation d’animaux vivants car des techniques de remplacement ne sont pas susceptibles d’apporter le même niveau d’information. Nous avons sélectionné le modèle présentant le meilleur compromis entre pertinence scientifique et sensibilité de l’espèce. Le rat est l’une des espèces les plus utilisés dans les études de pharmacocinétique et de pharmacodynamique. L’ensemble des acquis et des connaissances dont nous disposons rend cette espèce particulièrement intéressante dans le cadre de notre étude.
Réduction
Nous utiliserons le nombre minimal d’animaux afin de respecter le principe de réduction des 3R. Le nombre d’animaux a été déterminé en fonction : • De la spécificité et de la sensibilité des méthodes utilisées, • De nos travaux antérieurs publiés, • Et de la littérature scientifique disponible. L’effectif total nécessaire pour mener à bien ce projet est de 3360 rats, auxquels s’ajoutent 80 animaux dédiés à l’entraînement des expérimentateurs. Le nombre de 3440 animaux a été évalué et validé par un calcul de puissance statistique (power analysis, α = 0,05 ; puissance = 80 %) afin de garantir la robustesse des résultats tout en limitant le recours aux animaux. Par ailleurs, l’utilisation d’outils d’imagerie non invasive (IRM, MPIO, imagerie au gadolinium) permet de suivre les lésions cérébrales et d’étudier la distribution des produits dans le même animal, réduisant ainsi significativement le nombre total requis. Enfin, le nombre d’animaux destinés à l’entraînement (80) pourra être ajusté à la baisse en fonction de l’aisance, de l’habileté et de l’expérience de chaque expérimentateur dans la réalisation de ces gestes techniques.
Raffinement
Afin de souscrire au principe de raffinement, les animaux seront anesthésiés durant chaque procédure. Les expériences seront réalisées par du personnel qualifié en respectant les règles de bonnes pratiques de laboratoire pour le respect des animaux, tout en veillant à ne pas dépasser les points limites fixés au préalable. Le bien-être des animaux sera suivi bi-quotidiennement par du personnel qualifié 5j/7 et quotidiennement pendant les weekends et jours fériés et cela pendant toute la durée du projet. Les animaux sont hébergés dans des cages standards répondant aux normes européennes actuelles (Directive 2010/63/UE). Pour éviter de stresser les animaux, les cages seront isolées de tout bruit extérieur et l’accès à l’eau et à la nourriture sera ad lithium. Enfin, une importance particulière sera apportée au bien-être des animaux. Tout sera mis en œuvre pour réduire l’angoisse, la souffrance et la douleur de chaque animal, pouvant être occasionnées pendant le projet. Les principes éthiques et les standards de raffinement seront utilisés jusqu’à la mise à mort de l’animal. Après le réveil des animaux à l’issu de la chirurgie, les animaux seront observés jusqu’à l’obtention d’un comportement animal normal. La moitié de la cage des animaux sera placé sur une couverture chauffante leur donnant le choix quant à la température de la cage. De la nourriture humidifiée sera déposée dans la cage pour accès plus simple à l’alimentation après la chirurgie. Le transport des animaux en salle d’expérimentation sera réalisé en limitant les secousses et le bruit. La température de la salle d’expérimentation est contrôlée et adaptée au bien-être des animaux.
Choix des espèces
Le rat est l’espèce la plus appropriée pour ce projet, car il permet de reproduire une hémorragie intracérébrale (HIC) avec un volume suffisant pour envisager une évacuation chirurgicale, ce qui n’est pas réalisable dans des modèles de plus petite taille (ex. souris). Le rat est par ailleurs l’une des espèces les plus utilisées en neurosciences expérimentales. Son système nerveux central est bien documenté, et son anatomie ainsi que sa physiologie cérébrale présentent des similarités importantes avec celles de l’Homme, en particulier concernant la vascularisation cérébrale et l’organisation de la barrière hémato-encéphalique. De plus, les modèles d’HIC chez le rat (modèle à la collagénase et modèle d’injection de sang autologue) sont validés et largement utilisés dans la littérature, ce qui garantit la reproductibilité et la fiabilité des résultats. Enfin, notre équipe dispose d’une expertise reconnue dans l’utilisation de ces modèles, ce qui rend cette espèce particulièrement pertinente pour atteindre les objectifs de ce projet. Les rats utilisés dans cette étude seront âgés de 8 à 12 semaines, correspondant à un stade de jeune adulte. Ce stade est adapté car il représente un âge où le développement cérébral est complet et où la barrière hémato-encéphalique est pleinement fonctionnelle, ce qui permet de modéliser de manière pertinente les mécanismes observés chez l’adulte humain. De plus, les jeunes adultes présentent une meilleure tolérance aux procédures chirurgicales et aux anesthésies, tout en limitant la variabilité liée aux phénomènes de vieillissement ou aux pathologies liées à l’âge.
Évaluation in vivo (chez le rat) d’un implant antiadhérent pour la chirurgie de la hernie abdominale, élaboré par différentes techniques de fabrication avancées.
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Comparer des mailles chirurgicales fabriquées par différentes techniques, avant leur passage vers le dispositif médical implantable, occupe 180 rats sur cinq ans. Tous sont tués au terme d'une période de suivi de 1, 4 ou 12 semaines, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque rat subit une incision de l'abdomen sous anesthésie générale et l'implantation du matériau à tester, puis peut présenter une gêne abdominale les premiers jours, un gonflement de la cicatrice, un retard de cicatrisation ou une infection. Le porteur situe cette étape après l'épuisement des méthodes sans animaux non-humains et la présente comme "la validation finale des solutions les plus abouties", destinée à orienter la conception de futurs dispositifs chirurgicaux.
Objectifs
Après une chirurgie abdominale, il peut se former des adhérences, c’est-à-dire des zones où des organes internes se collent entre eux ou à la paroi de l’abdomen. Ces adhérences sont fréquentes et peuvent entraîner des douleurs durables, des blocages intestinaux ou la nécessité d’une nouvelle intervention chirurgicale. Malgré les progrès médicaux, il n’existe pas encore de solution totalement efficace pour prévenir ce phénomène. Lors de la réparation des hernies abdominales, des mailles chirurgicales sont utilisées pour renforcer la paroi. Si ces dispositifs améliorent les résultats de l’opération, leur contact avec les organes internes peut favoriser la formation d’adhérences. Il est donc important de développer de nouvelles mailles capables de limiter ce risque tout en restant sûres pour l’organisme. L’objectif de ce projet est d’évaluer, chez l’animal, plusieurs types de mailles chirurgicales conçues pour réduire la formation d’adhérences. Ces mailles diffèrent par leur conception et les matériaux utilisés. L’étude consiste à comparer leur comportement après implantation, notamment la formation d’adhérences et la réaction des tissus environnants, afin d’identifier les solutions les plus prometteuses. Le rat adulte est utilisé comme modèle d’étude car sa réaction à une chirurgie abdominale est comparable à celle observée chez l’être humain. Ce modèle permet d’étudier de façon fiable la cicatrisation et la tolérance des implants au fil du temps. À ce jour, aucune méthode alternative validée ne permet de reproduire ces phénomènes complexes sans recourir à un modèle animal. Ce projet s’inscrit dans une démarche de recherche visant à améliorer les dispositifs chirurgicaux implantables et à favoriser le transfert des connaissances scientifiques vers la pratique clinique. À terme, ces travaux pourraient contribuer à réduire les complications après chirurgie abdominale, limiter le nombre de réinterventions et améliorer la qualité de vie des patients opérés de hernie.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour objectif principal d’améliorer la prise en charge des patients opérés de l’abdomen en contribuant au développement de mailles chirurgicales capables de limiter la formation d’adhérences après une intervention. Les adhérences étant responsables de douleurs persistantes, de complications digestives et parfois de nouvelles opérations, leur prévention représente un bénéfice important pour les patients. Les résultats attendus permettront d’identifier les types de mailles les mieux tolérées par l’organisme et les plus efficaces pour réduire ces complications. Ces connaissances aideront à orienter le choix et la conception de futurs dispositifs chirurgicaux plus sûrs. Sur le plan scientifique, ce travail apportera de nouvelles informations sur la manière dont les tissus réagissent à la présence d’un implant après une chirurgie abdominale. Il contribuera à mieux comprendre les mécanismes de cicatrisation et les interactions entre les matériaux implantés et l’organisme vivant, dans des conditions proches de la réalité clinique. Ce projet s’inscrit également dans une démarche de recherche appliquée, visant à transformer les résultats scientifiques en améliorations concrètes pour la pratique médicale. Les données obtenues pourront servir de base au développement de dispositifs implantables innovants destinés à une utilisation chez l’être humain. À plus long terme, l’utilisation de mailles anti-adhérentes plus performantes pourrait améliorer la qualité de vie des patients, réduire le nombre de complications après chirurgie et limiter les coûts liés aux soins supplémentaires et aux réinterventions. Enfin, ce projet a été conçu dans le respect strict des principes des 3R. Le recours aux animaux est limité au strict nécessaire, les méthodes sont optimisées pour réduire leur nombre et les procédures sont adaptées afin de minimiser toute souffrance, tout en garantissant la qualité scientifique des résultats.
Procédures
Les animaux inclus dans ce projet subiront une seule intervention chirurgicale, réalisée dans des conditions strictement contrôlées afin de limiter au maximum la douleur et le stress. Tout d’abord, chaque rat sera placé sous anesthésie générale, ce qui signifie qu’il sera complètement endormi pendant toute la durée de l’intervention et ne ressentira aucune douleur. Une petite incision sera réalisée au niveau de l’abdomen afin de reproduire une situation chirurgicale comparable à celle observée lors d’une opération abdominale chez l’être humain. Le matériau à tester sera ensuite implanté selon une méthode standardisée. L’intervention est de courte durée et identique pour tous les animaux. Des traitements contre la douleur seront administrés avant et après la chirurgie afin de prévenir toute souffrance. Ces traitements sont adaptés à l’espèce animale et supervisés par un vétérinaire. Si nécessaire, des soins complémentaires pourront être apportés. Après l’intervention, les animaux seront surveillés quotidiennement. Ce suivi comprend l’observation de leur comportement général, de leur alimentation, de leur mobilité et de la cicatrisation de la plaie. Ces contrôles permettent de s’assurer du bon rétablissement des animaux et de détecter rapidement toute anomalie. Les manipulations sont limitées au strict nécessaire et réalisées sur des animaux éveillés, dans un environnement calme. À la fin de la période de suivi, les animaux seront mis à mort de manière rapide et indolore, conformément à la réglementation en vigueur. Cette étape est indispensable pour permettre l’examen des tissus et l’évaluation précise des effets du matériau implanté. Ces analyses ne peuvent pas être réalisées chez l’animal vivant. Chaque animal ne subira qu’une seule intervention chirurgicale au cours du projet. L’ensemble des procédures a été conçu pour réduire au maximum les contraintes imposées aux animaux, tout en permettant d’obtenir des résultats scientifiques fiables.
Impact sur les animaux
Comme toute étude impliquant une intervention chirurgicale, ce projet peut entraîner des effets indésirables chez les animaux. Ces effets sont attendus, connus et étroitement surveillés, et les procédures ont été conçues pour qu’ils restent modérés et temporaires. Après la chirurgie, les animaux peuvent ressentir une gêne ou un inconfort passager au niveau de l’abdomen. Cette gêne est principalement observée durant les premiers jours suivant l’intervention. Elle peut se traduire par une baisse temporaire de l’activité ou un comportement plus calme. Des traitements contre la douleur sont administrés de manière systématique afin de limiter ces effets. Une réaction locale autour de la zone opérée est également possible. Elle peut se manifester par un léger gonflement ou une sensibilité au niveau de la cicatrice. Ces réactions sont généralement transitoires et disparaissent spontanément au cours de la cicatrisation. Dans de rares cas, des complications liées à la chirurgie peuvent survenir, telles qu’un retard de cicatrisation ou une infection. Les animaux font l’objet d’une surveillance quotidienne attentive permettant de détecter rapidement toute anomalie. Si un problème est identifié, des soins adaptés sont mis en place immédiatement. Lorsque le bien-être de l’animal ne peut plus être garanti, une mise à mort anticipée et indolore est réalisée conformément aux règles éthiques. Une perte de poids légère et temporaire peut être observée chez certains animaux au cours de la phase de récupération. L’état général, l’alimentation et le comportement sont contrôlés régulièrement afin de s’assurer du bon rétablissement. La manipulation des animaux et la période de récupération peuvent également générer un stress passager. Celui-ci est limité par des manipulations douces, un environnement adapté et un suivi attentif par du personnel formé. L’ensemble de ces effets indésirables est pris en compte dès la conception du protocole. Les mesures mises en place (anesthésie adaptée, traitements contre la douleur, surveillance rapprochée et critères d’arrêt stricts) permettent de garantir que les nuisances restent limitées dans le temps et d’intensité modérée, dans le respect du bien-être animal et des principes éthiques en vigueur.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à l’issue de leur période expérimentale (1, 4 ou 12 semaines) afin de permettre l’évaluation macroscopique et histologique des adhérences ainsi que de la tolérance des implants. Les animaux présentant des signes de douleur ou de détresse non contrôlés seront euthanasiés avant la fin de la période expérimentale, conformément aux critères d’arrêt définis dans le protocole.
Remplacement
L’objectif de ce projet est d’évaluer si un implant chirurgical permet de réduire la formation d’adhérences après une chirurgie abdominale. Pour répondre à cette question, il est nécessaire d’observer ce qui se passe dans un organisme vivant après une opération : la réaction des tissus, l’inflammation, la cicatrisation et les interactions entre les organes internes et le matériau implanté. Avant de recourir à l’animal, des méthodes alternatives ont déjà été utilisées. Des essais en laboratoire, réalisés sur des cellules ou des modèles artificiels, ainsi que des analyses informatiques, ont permis d’étudier les propriétés des matériaux (composition, solidité, compatibilité avec les cellules). Ces étapes préalables ont servi à écarter les matériaux non adaptés et à ne retenir que les solutions les plus prometteuses. Cependant, ces méthodes ne permettent pas de reproduire la complexité d’un abdomen après une chirurgie. Elles ne peuvent pas simuler l’interaction simultanée entre plusieurs organes, les mouvements internes, la réponse inflammatoire globale ni la formation réelle d’adhérences, qui sont des phénomènes dynamiques se développant dans le temps. À ce jour, il n’existe pas de méthode alternative validée permettant d’évaluer de façon fiable la formation d’adhérences après une chirurgie dans des conditions comparables à celles rencontrées chez l’être humain. Le recours à un modèle animal reste donc indispensable pour cette étape précise de la recherche, avant toute application chez l’Homme. Le rat a été choisi car il s’agit d’un modèle largement utilisé et reconnu pour l’étude des adhérences post-chirurgicales. Il permet d’obtenir des informations pertinentes tout en limitant le nombre d’animaux utilisés et en réduisant les contraintes imposées, comparativement à des modèles de plus grande taille. Ainsi, l’utilisation de l’animal intervient uniquement après l’exploitation complète des méthodes alternatives disponibles et se limite à la validation finale des solutions les plus abouties.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisé dans ce projet a été soigneusement calculé afin d’obtenir des résultats fiables tout en limitant au strict nécessaire le recours aux animaux. Ce calcul repose sur les données disponibles issues d’études similaires et sur des essais préalables, permettant d’éviter l’utilisation d’animaux en nombre excessif. Seules les versions les plus prometteuses des implants sont testées chez l’animal. Les solutions moins performantes ont été écartées en amont grâce à des tests réalisés en laboratoire, ce qui permet d’éviter des expérimentations animales inutiles. Chaque animal contribue à plusieurs types d’observations au cours de l’étude. Les mêmes animaux sont suivis dans le temps et fournissent différentes informations (état général, cicatrisation, observations internes après la fin du suivi). Cette approche permet de maximiser les données recueillies sans augmenter le nombre d’animaux. Lorsque cela est possible, le suivi des animaux est réalisé sur la durée, sans intervention supplémentaire, afin d’éviter des mises à mort intermédiaires. Les groupes d’animaux sont constitués de manière équilibrée afin de limiter les différences non liées au traitement étudié et d’améliorer la qualité des comparaisons. Enfin, l’organisation rigoureuse des procédures (conditions chirurgicales maîtrisées, soins adaptés, surveillance attentive) permet de réduire le risque de complications et donc d’éviter la perte inutile d’animaux. Des critères d’arrêt clairs sont définis afin de garantir le bien-être des animaux tout en assurant la qualité scientifique du projet.
Raffinement
Toutes les interventions prévues dans ce projet sont conçues afin de limiter au maximum la douleur, le stress et l’inconfort des animaux. Lors de la chirurgie, les animaux sont entièrement endormis grâce à une anesthésie générale adaptée. Des traitements contre la douleur sont administrés avant et après l’intervention afin de prévenir toute souffrance. Les protocoles utilisés suivent les recommandations officielles et sont validés par un vétérinaire. Les interventions chirurgicales sont réalisées par du personnel formé et expérimenté, dans des conditions d’hygiène strictes. Cela permet de réduire les risques de complications et d’assurer une récupération plus rapide. Après l’opération, les plaies sont contrôlées régulièrement jusqu’à leur complète cicatrisation. L’état de santé et le bien-être des animaux sont surveillés quotidiennement à l’aide de critères simples et visibles, tels que le comportement, l’activité, l’alimentation, le poids et l’aspect général. Cette surveillance permet de détecter rapidement toute douleur ou signe de malaise et d’adapter les soins si nécessaire. Des critères d’arrêt clairement définis sont appliqués. Si un animal présente une souffrance qui ne peut pas être soulagée de manière satisfaisante, il est mis à mort de façon anticipée et indolore afin d’éviter toute détresse prolongée. En dehors des procédures expérimentales, les animaux sont hébergés dans un environnement adapté et enrichi, comprenant des abris et des matériaux de nidification. Les conditions de logement (température, lumière, calme) sont contrôlées pour répondre aux besoins de l’espèce. Les manipulations sont réalisées avec douceur afin de limiter le stress. Lorsque la mise à mort des animaux est nécessaire à la fin de l’étude, elle est réalisée rapidement et sans douleur, selon des méthodes autorisées et encadrées par la réglementation. L’ensemble de ces mesures de raffinement permet de réduire au minimum l’impact du projet sur les animaux, tout en garantissant la qualité et la fiabilité des résultats scientifiques.
Choix des espèces
Le rat a été choisi pour ce projet car il s’agit d’un modèle largement utilisé et reconnu pour l’étude des complications survenant après une chirurgie abdominale, en particulier la formation d’adhérences. De nombreux travaux scientifiques ont montré que les réactions observées chez le rat après ce type de chirurgie sont comparables à celles observées chez l’être humain, notamment en ce qui concerne l’inflammation et la cicatrisation. La structure et le fonctionnement de la cavité abdominale du rat permettent de reproduire de manière fiable les interactions entre les organes internes et les matériaux implantés. Cela rend ce modèle particulièrement adapté pour évaluer l’efficacité et la tolérance de dispositifs chirurgicaux destinés à être utilisés chez l’Homme. Le choix du rat représente également un compromis éthique approprié. Il permet de réaliser des gestes chirurgicaux précis tout en limitant le nombre d’animaux utilisés et en évitant le recours à des espèces de plus grande taille, qui ne seraient pas justifiées à ce stade du développement du dispositif. Seuls des rats adultes seront utilisés dans cette étude. À ce stade de développement, les animaux présentent une maturité physiologique complète, avec des mécanismes de défense, d’inflammation et de cicatrisation stables. Cela garantit des résultats fiables et comparables entre les animaux. L’utilisation d’animaux plus jeunes n’est pas adaptée, car leur croissance rapide pourrait modifier la cicatrisation et fausser les observations. À l’inverse, des animaux plus âgés pourraient présenter une récupération plus lente ou des problèmes de santé susceptibles d’interférer avec l’étude. Le choix de rats adultes permet également de garantir une meilleure tolérance à l’anesthésie et à la chirurgie, ainsi qu’une manipulation plus sûre et plus douce. Ce choix contribue ainsi à assurer à la fois la qualité scientifique des résultats et le respect du bien-être animal.
Analyses du métabolisme énergétique de souris génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
Les souris privées du gène étudié présentent un retard de croissance, une altération de la mémoire spatiale et des calcifications des vaisseaux du cerveau. Le porteur écrit néanmoins que leur état général n'est pas altéré et que "ces souris vivent normalement", et 56 d'entre elles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Chacune subit une biopsie de queue sous anesthésie brève pour le génotypage, cinq jours consécutifs seule en cage pour mesurer ce qu'elle ingère et ce qu'elle excrète, et une séance d'IRM sous anesthésie profonde de 4 à 30 minutes. Toutes sont tuées à la fin de la procédure pour prélever leurs organes, afin de mesurer l'effet de l'absence d'une protéine sur les masses de tissu adipeux.
Objectifs
Nous avions montré que l’absence de la protéine X chez la souris modifie le volume du tissu adipeux de la moelle au cours de la maturation squelettique et dans un modèle d’ostéoporose induite. Ces résultats nous ont conduit à étudier le rôle de cette protéine dans la régulation des tissus adipeux périphériques. Ces tissus adipeux jouent un rôle important dans la régulation du métabolisme énergétique grâce à leur fonction de sécrétion d'hormones, leur fonction de stockage des lipides dans les adipocytes blancs et leur capacité à dissiper l’énergie sous forme de chaleur. Nos travaux récents indiquent que les masses de tissus adipeux sont inférieures en absence de la protéine X. Pour aller plus loin dans la compréhension du rôle métabolique de cette protéine chez les souris mâles et femelles, nous devons maintenant mesurer l’énergie que les souris ingèrent sous forme de croquettes et l’énergie qu’elles évacuent sous forme de fèces. De plus, nous devons précisément mesurer, par imagerie par résonnace magnétique (IRM) les volumes de masse grasse et de masse maigre chez nos animaux.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’identifier les mécanismes d’action de la protéine X comme nouveau régulateur de l’activité métabolique des tissus adipeux, ce qui permettra de mieux comprendre les mécanismes physiopathologiques de certaines maladies métaboliques
Procédures
Une biopsie de queue est réalisée une fois dans la vie de l’animal pour déterminer son génotype - transfert des animaux en cage individuelle pendant 5 jours consécutif - une séance d’imagerie IRM sous anesthésie profonde (durée entre 4 et 30 min)
Impact sur les animaux
La procédure étant légère, il y a très peu d’effets indésirables prévus. L'isolement en cage individuelle pourrait induire du stress. Celui-ci est limité lors de la récolte des fèces qui est rapide (1 fois tous les matins pendant 5 jours). Pour l'imagerie IRM, le stress et la douleur pouvant être ressenti par l’animal sont limités grâce à l’utilisation d’anesthésique. Les souris mutantes adultes présentent un retard de croissance, une altération de la mémoire spatiale et des calcifications vasculaires cérébrales. Cependant, leur état général (respiration, pelage et locomotion non modifiés, pas de tremblements, pas de prostration, prise de nourriture et de boisson normale) n'est pas altéré et ces souris vivent normalement. Pour le génotypage, la biopsie au niveau de la queue peut entrainer de la douleur et du stress chez l'animal.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure pour effectuer les prélèvements d'organes d’intérêt.
Remplacement
Le projet concerne l'analyse des effets de l’absence de la protéine X sur la régulation du métabolisme énergétique dans des conditions standards. Le métabolisme énergétique est sous le contrôle de plusieurs organes (tissus adipeux, muscle squelettique, foie, cerveau), nous avons donc besoin de l’organisme entier pour répondre à la question posée.
Réduction
D’après nos travaux antérieurs et nos analyses statistiques, n=14 animaux par groupe est le nombre suffisant pour observer une différence significative entre les groupes. La production des animaux est en lien avec le nombre d'animaux prévu pour ce projet.
Raffinement
La biopsie de queue est réalisée lors du baguage sous anesthésie générale brève. Cette méthode est approuvée, précise, rapide et standardisée, ce qui limite les effets indésirables stress/douleurs. L’anesthésie permet de favoriser la bonne pose de la bague et le prélèvement de queue dans un environnement plus confortable pour le manipulateur. Les expérimentateurs sont entraînés à ne pas tenir les souris par la queue en utilisant un tunnel. Ce geste limite le stress des animaux. L'isolement en cage individuelle pourrait induire du stress, des enrichissements supplémentaires seront placés dans la cage (bâton à ronger, dôme pour cachette). Le maintien de la température corporelle pendant l'analyse IRM est possible grâce à un système de circulation d’air pulsé réchauffé intégrés au lit de la cellule d’imagerie. Les yeux sont protégés par le dépôt d’une goutte de gel pour maintenir l'humidité.
Choix des espèces
Les modèles animaux sont des modèles intégrés et sont l'unique moyen d’observer les effets systémiques de protéines régulant le métabolisme énergétique. Ce projet est la poursuite de la caractérisation de souris invalidées pour le gène X qui nous a permis de mettre en évidence un rôle potentiel de la protéine X dans la régulation du métabolisme énergétique (résultats non publiés). Sans ce modèle, cette nouvelle fonction n’aurait pas pu être découverte. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (3-5 mois), âge auquel le métabolisme énergétique est stable.
Evaluation de l’efficacité thérapeutique d’un anticorps anti interleukine 6 dans un modèle de myocardite auto-immune chez le rat : EU1/2
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
Une heure d'IRM sous anesthésie profonde après la pose d'un cathéter, aux quatorzième et vingt-huitième jours, plus trois échocardiographies sous anesthésie profonde : 130 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère. Une injection unique dans la patte déclenche chez eux une myocardite auto-immune, inflammation du muscle cardiaque qui affaiblit la contraction du cœur et peut mener à une fatigue, un essoufflement à l'effort et, plus rarement, une insuffisance cardiaque. Suivent quatre injections hebdomadaires d'un anticorps anti-interleukine 6, des pesées tous les deux jours et jusqu'à six prélèvements de sang sur six semaines. Le porteur attend du traitement "une potentielle réduction de la mortalité dans ce groupe expérimental", "ce qui pourrait se traduire par une gravité moindre", quand l'induction de la maladie, elle, est prévue pour tous.
Objectifs
La myocardite est une inflammation du tissu musculaire du cœur, le myocarde, qui affaiblit la fonction de contraction de cœur. Elle représente ainsi la 3ème cause de mort cardiaque subite chez le jeune. L’analyse d’un prélèvement du myocarde pour effectuer le diagnostic tend à être remplacée de nos jours par l’imagerie moins invasive. Pour l’instant, il n’existe pas de traitement spécifique de la myocardite. Récemment, l’interleukine 6, un médiateur pro-inflammatoire, apparaît comme une cible intéressante. Objectifs concrets : Nous souhaitons déterminer l’effet d’un traitement visant à inhiber l’interleukine 6 sanguine sur l’inflammation au niveau sanguin et au niveau du myocarde chez des animaux souffrant de myocardite. Ce projet sera réalisé au sein de deux établissements (EU1 et EU2)
Bénéfices attendus
Nos résultats permettront d’identifier le mode d’action du traitement inhibiteur de l’interleukine 6 au cours de la myocardite, afin d’envisager un traitement thérapeutique chez le patient souffrant de myocardite.
Procédures
Les animaux seront soumis aux interventions suivantes sur une durée de 35 jours : Mise en place d'un modèle de myocardite par injection unique d’un produit induisant l’inflammation, sous anesthésie (durée inférieure à 10min), EU1 Traitement anti-inflammatoire hebdomadaire par injection sous-cutanée ou intraveineuse (Durée par injection : environ 3min) 4 injections sur 4 semaines, EU1 Pesée tous les deux jours (durée : inférieure à 2 min) pendant 4 semaines, EU1 Prélèvements sanguins : maximum 6 prélèvements sur 6 semaines (Durée environ 1mn par prélèvement) EU1 Pose d’un cathéter sous anesthésie profonde (durée : environ 15min) suivie d’une imagerie IRM avec injection de produit de contraste (durée : environ 1h) au 14ème, 28ème jour EU2 Echocardiographies sous anesthésie profonde (durée : 20min) au premier jour, 21ème et 35ème jour EU1
Impact sur les animaux
Le modèle de myocardite auto-immune par immunisation peut induire une légère douleur de courte durée au moment de l’injection du produit induisant l’inflammation au niveau de la patte des animaux. Ce modèle induit une dysfonction du cœur dû au développement de la pathologie, pouvant mener à une fatigue et un essoufflement à l’effort, et dans de rares cas à une insuffisance cardiaque. Lors des protocoles d’imagerie non invasive, un léger inconfort/stress de courte durée peut apparaitre à l’induction de l’anesthésie et au réveil ; de même qu’un stress léger de courte durée lors des manipulations/contentions. Les injections peuvent entrainer une légère douleur de courte durée au point d’injection. Si le traitement par l’anticorps anti IL6 est efficace, nous nous attendons à ce que les animaux appartenant au groupe traité présentent une amélioration notable de leur état évalué par une réduction des marqueurs inflammatoires, une amélioration des paramètres fonctionnels et par conséquent, une potentielle réduction de la mortalité dans ce groupe expérimental.Ce qui pourrait se traduire par une gravité moindre.
Devenir
Les animaux seront mis à mort afin de récupérer et analyser les différents organes d'intérêt (cœur en particulier), permettant ainsi de confirmer et compléter les résultats obtenus in vivo (imagerie) en identifiant les mécanismes impliqués.
Remplacement
L’utilisation d’animaux vivants est justifiée notamment par le rôle central de l’imagerie in vivo dans la caractérisation du modèle de myocardite et de l’imagerie de l’inflammation pour le diagnostic. Le mécanisme d’action de l’anti IL-6 au niveau de l’organisme entier n’est actuellement pas reproductible in vitro ou ex vivo. En effet, il n’existe pas de modèles cellulaires ou ex vivo d’un modèle de myocardite autoimmune dans la littérature actuellement. De plus , une approche in vitro ou ex vivo ne tiendrait pas compte de l’effet sytémique de IL6 que nous voulons explorer dans cette étude car nous nous intéressons à son rôle dans la circulation sanguine et le mécanisme d’action de l’interleukine 6 requiert la communication entre les organes impliqués dans l’inflammation et le cœur.
Réduction
Le nombre d’animaux par procédure a été calculé à l’aide d’un logiciel de statistiques afin de déterminer le plus précisément possible le nombre minimal d'animaux permettant d'obtenir des résultats statistiquement exploitables, soit au maximum 130 animaux sur 4ans. Le suivi longitudinal par imagerie évite de mettre à mort des animaux à chaque point temporel d’intérêt pour récolter les informations.
Raffinement
Les animaux auront un temps d'acclimatation et un enrichissement de leur milieu. Une attention particulière sera accordée à l'évolution de la masse corporelle afin de vérifier que les animaux s'alimentent correctement. La douleur des animaux sera réduite au minimum en veillant à couvrir les différents temps d'études par une analgésie. Les prélèvements sanguins ont été mutualisés avec les examens d’imagerie pour limiter le nombre d’anesthésie et utiliser la même voie que le cathéter utilisé pour l’injection du produit de contraste lors de l’imagerie. Suite à notre expérience dans une précédente étude, l’induction de la myocardite a été raffinée par l’utilisation d’une demi-dose de la solution d’immunisation, diminuant ainsi l’altération cardiaque et la mortalité, et se rapprochant de la majorité des patients myocardite à traiter. L’un des objectifs du projet est également de valider un mode d’injection moins invasif (sous cutanée). Différents point limites ont été définis afin de ne pas poursuivre l'étude si les animaux présentent des signes de souffrance ou de douleur. Plus précisément, l’ensemble des procédures auront lieu dans l’EU1, sauf l’imagerie IRM dans l’EU2. Le transport des animaux sera assuré dans une cage de transport dédiée, et nécessite moins de 5min de marche porte à porte par les souterrains de nos bâtiments (à température ambiante).
Choix des espèces
Le rat est l'espèce animale la plus utilisée dans ce modèle de myocardite expérimentale auto-immune et parmi les espèces animales, celle qui a été la plus étudiée dans le domaine des pathologies inflammatoires. L’anatomie et la physiologie de la circulation sanguine du rat sont également bien connues et sont semblables par leurs grands traits à celles de l’Homme. L’ensemble des connaissances et des acquis dont nous disposons au laboratoire et dans la littérature rend cette espèce particulièrement pertinente pour étudier les pathologies inflammatoires. Il s’agira de jeunes adultes (250-300g) mâles et femelles. La myocardite est en effet une pathologie touchant les adultes d’environ 40 ans
Mise au point d’un dispositif expérimental externe et non-invasif pour la mesure de paramètres physiologiques chez la souris MODIFICATION
- Recherche appliquée
- Bien-être animal
- Recherche fondamentale
- Système cardiaque
Aucune des 72 souris n'est tuée dans ce projet, 8 ayant déjà été réutilisées de manière non invasive et les 64 autres pouvant l'être dans d'autres projets à l'issue de l'étude, sur avis vétérinaire favorable. Elles sont utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, pour mettre au point un harnais textile de mesure cardiorespiratoire adapté à leur taille. Chaque souris est tondue ou rasée, ce qui peut provoquer une hypothermie légère et une inflammation locale, endormie jusqu'à deux fois par jour pour l'équipement et le déséquipement, puis équipée jusqu'à 24 heures, avec un hébergement individuel si la cohabitation devient impossible. Le porteur présente ce dispositif comme une amélioration du "bien-être des animaux" et une alternative aux capteurs implantés par chirurgie, alors que ses propres procédures reposent sur des anesthésies répétées, un rasage et un isolement dont il reconnaît qu'il "peut provoquer un stress".
Objectifs
Lors d’études scientifiques, le bien-être des animaux peut être altéré par l’utilisation de dispositifs de mesure (électrocardiogramme, volume respiratoire), essentiel à la compréhension des fonctions physiologiques. Malgré leurs performances de mesure, ils nécessitent d’être implantés dans l’animal (par chirurgie) ou l’isolement des animaux. Outre les contraintes liées à leurs utilisations, (soins pré et post chirurgicaux,…) la chirurgie et l’isolement induisent des stress physiologiques pouvant altérer la qualité des résultats des études menées. Des dispositifs externes, développés chez les grands mammifères (singe, chien, porc…), permettent le recueil de données, sans chirurgie, sur des animaux éveillés et libres de leurs mouvements. Ces dispositifs ont permis l’amélioration du bien-être des animaux et contribuent à leur réutilisation et leur réduction dans les études. Grâce aux progrès de miniaturisation de la technologie, ces dispositifs ont été dernièrement adaptés aux petits mammifères de laboratoire (rat ou cochon d’inde), mais aucun dispositif de la sorte n’a été développé chez la souris notamment dû au challenge qu’elle représente (taille, comportement, manipulation…). Ce projet est initié pour aider les acteurs de la recherche à pallier cette situation dans les études nécessitant de mesurer des paramètres physiologiques chez la souris que ce soit pour évaluer les effets (bénéfiques ou néfastes) d’une molécule avant les premiers essais chez l’Homme ou comprendre les mécanismes de maladies et identifier de nouvelles pistes de traitements. L’objectif est de mettre au point un système chez la souris à partir d’un dispositif externe permettant la mesure de paramètres cardiorespiratoires dans le milieu d’hébergement habituel et avec ses congénères, sans chirurgie préalable. Un tel dispositif ayant pour seule contrainte le port d’un textile connecté, rend possible un suivi totalement indolore et plus respectueux des animaux. Ce dispositif participera à l’amélioration du bien-être des animaux et la qualité des résultats obtenus en permettant l’enregistrement de données plus pertinentes. Le projet se déroule comme suit : ● Des mesures morphométriques seront relevées afin de confectionner des prototypes du dispositif ● Des tests préliminaires des différentes formes de prototypes seront effectués sur des modèles 3D de souris Les prototypes seront évalués sur des animaux vivants, en conditions individuelles puis collectives et sur des durées progressives.
Bénéfices attendus
L’adaptation d’un dispositif de mesure externe à la souris, permettra de proposer aux acteurs de la recherche biomédicale (recherche fondamentale, appliquée, translationnelle…) un outil innovant d’investigation des paramètres physiologiques. Les bénéfices de ce projet sont donc : ● De remplacer les méthodes impliquant des actes de chirurgie (capteurs implantables) pour mesurer les paramètres physiologiques de l’espèce cible : la souris. Une alternative à ces méthodes permettra d’éviter le stress et la douleur ainsi qu’un suivi accru avant et après l’opération nécessitant des soins médicamenteux systématiques. Il permettra également le suivis de constantes physiologiques chez des animaux fragiles (génétiquement modifiés, modèle de maladie cardiaque et/ou respiratoire) ne supportant pas la chirurgie. ● D’améliorer les conditions d’hébergement lors du suivi, en rendant possible la mesure des paramètres physiologiques de l’animal directement dans sa cage d’hébergement, réduisant drastiquement le stress induit par l’isolement et permettant donc un suivi de ces paramètres sur une période longue. ● De collecter des données plus pertinentes ; le lien entre résultats et bien-être animal étant lié, l’amélioration des conditions de mesures physiologiques permettra des résultats plus précis et la diminution du nombre d’animaux utilisés dans les études.
Procédures
Les souris subiront une anesthésie de maximum 10 minutes pour effectuer différents gestes : ● Raccourcissement des griffes ● Tonte ou rasage ● Équipement ● Dé-équipement Spécifiquement pour la procédure d’évaluation des prototypes, les animaux seront maintenus jusqu’à 30 minutes sous anesthésie, afin de réaliser des mesures morphométriques pour alimenter la base de données, préalablement à l’équipement estimé, lui, à 10 minutes. Le temps total estimé est donc de 40 minutes. Les animaux pourront être amenés à être équipés plusieurs fois lors de chaque procédure selon leur comportement face aux différents prototypes. Par ailleurs l'anesthésie ne sera pratiquée que pour l’équipement et le dé-équipement des animaux soit 2 fois par jour et par individus. Lors de la procédure d’évaluation, les animaux seront équipés du dispositif pendant 90 minutes maximum. Avant la procédure de validation, les animaux seront équipés pendant 90 minutes le premier jour, et 150 minutes le deuxième jour, afin d’être habitués au dispositif. Lors de la procédure de validation, les animaux seront équipés pendant 3 heures maximum, en hébergement par 2 et par 4 individus. Puis ils seront équipés pendant 24 heures maximum (par 1, 2 ou 4 individus, en fonction des résultats de l’étape précédente) Au-delà de 2 jours sans équipement, les animaux seront ré-habitués au port du dispositif par un équipement de 150 minutes.
Impact sur les animaux
MODIFICATION Une fois équipé du dispositif (harnais textile externe), il est possible que l’animal cherche à retirer son prototype. Ce phénomène, décrit avec d’autres dispositifs externes, peut occasionner de légères irritations ou des marques de pression cutanées transitoires en cas d'ajustement sous-optimal ou de port prolongé. Pour éliminer ce risque, un ajustement fin de la tension du harnais au niveau du thorax est réalisé de façon fittée et individualisée, et l'état cutané de l'animal est régulièrement inspecté au retrait. En cas de sensibilité locale, une crème apaisante (EMLA) est appliquée. Les animaux seront hébergés individuellement pour une durée limitée à 150 minutes. Si l’hébergement collectif est impossible lors de la phase de validation de 24h maximum, les individus subiront également un hébergement individuel. L’isolement d’individus peut provoquer un stress mais aucune donnée bibliographique ne présente la possibilité d’utiliser un dispositif externe chez la souris, en hébergement collectif. Afin de permettre la pose optimale de capteurs et d’assurer le maintien du dispositif sur l’animal, en amont de l’expérience, les souris seront soit rasées soit tondues. Le rasage de l’animal peut entraîner une légère hypothermie et une inflammation locale.
Devenir
MODIFICATION Sur l’effectif total de 72 souris, 8 animaux ont déjà été réutilisés de manière non invasive. Les 64 animaux restants pourront être réutilisés dans d'autres projets à l'issue de cette étude, conformément à l'avis favorable du vétérinaire.
Remplacement
Afin de s’approcher au plus de la morphologie des souris, des modèles de souris 3D permettront, en amont de la phase sur animaux vivants, de tester les différents modèles de prototypes conçus, pour vérifier la bonne adaptation à la morphologie de la souris (forme du dos, périmètre du cou, diamètres des pattes etc…). Cette démarche permettra d’effectuer une première sélection des prototypes, et la mise en place des dispositions nécessaires pour équiper l’animal. Cependant, le recours au modèle animal reste, dans ce projet, un passage obligé étant donné que certains critères d’évaluations, tels que le comportement ou la tolérance de l’animal ne peuvent être déportés sur un modèle alternatif.
Réduction
Des calculs statistiques ont permis de déterminer le nombre d’animaux nécessaires par lot pour la réalisation de cette étude, à partir des courbes de croissances des fournisseurs et du premier jeu de mesures morphométriques obtenu sur des souris mortes issus d'autres études. Ces calculs tiennent aussi compte de la marge d’erreur de fabrication, d’un éventuel retrait des animaux de l’étude, et du schéma expérimental (équipement par 2 ou par 4 etc…). Des groupes de taille similaire ont été utilisés dans différentes publications rapportant l’utilisation de dispositif externe chez la souris (entre 5 et 9 animaux par groupe). Ce nombre d’animaux suffisait pour observer les avantages et inconvénients des dispositifs lorsque les animaux étaient équipés. Lors de la procédure d’évaluation, si plusieurs itérations doivent être réalisées, le même lot d’animaux sera équipé plusieurs fois afin de limiter au maximum l’utilisation de nouveaux lots d’animaux. Lors de la procédure de validation, le lot d’animaux sera équipé des plusieurs formes de prototypes ayant atteint cette phase. Cette méthode permettra de limiter le nombre total d’animaux requis afin de limiter au maximum l’utilisation de nouveaux lots d’animaux.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans la même salle où auront lieu les procédures. Ils effectueront une semaine d’acclimatation avant le début de l’étude. Seul un déplacement de cage sera opéré afin de réaliser l’anesthésie dans une autre salle, prévue à cet effet. Les animaux seront hébergés dans des cages standards, avec de la nourriture (standard) et de la boisson en accès libre. De l’enrichissement compatible avec le port d’un dispositif sera utilisé (litière, matériel de nidification). Les souris seront manipulées avec toutes les précautions requises et des interactions fréquentes sont prévues avec l’expérimentateur, afin de réduire le niveau de stress lié à la manipulation au cours des procédures. 24 heures avant la pose du prototype sur l’animal, une familiarisation au textile composant le prototype, similaire au protocole existant chez d’autres espèces, sera réalisée, diminuant le stress et maximisant les chances de succès de l’hébergement collectif. Une anesthésie légère sera effectuée facilitant l’équipement et le dé-équipement des souris minimisant le stress et éviter une contention des animaux éveillés. Sous anesthésie, l’hypothermie sera limitée par un tapis chauffant. Les griffes seront raccourcies. Si malgré ces précautions, des lésions ou des irritations apparaissent, des soins adaptés seront réalisés et une observation accrue de l’animal sera effectuée préalablement à sa réintégration au protocole. Les souris seront habituées progressivement à porter ce dispositif en se basant sur les protocoles d’habituation existants pour d’autres espèces. Un renforcement positif après les anesthésies sera mis en place en donnant quelques gouttes de lait concentré aux souris. Lors de la procédure d’évaluation, un test de prototype par jour par animal aura lieu pour limiter le mal être et les biais sur les résultats. Pour la procédure de validation, afin de limiter un biais éventuel dû à la présence du manipulateur dans la salle d’expérimentation, le manipulateur surveillera le comportement des souris via un suivi par vidéo, depuis une salle adjacente. Des points de contrôle seront réalisés à des temps réguliers. Chaque étape constituant la procédure de validation sera séparée par un temps de repos d’au moins une nuit. Si un des points limites prédéfinis est atteint (perte de poids importante, déshydratation, isolation dans un coin, automutilation, altération de la respiration etc…), la procédure sera arrêtée pour cet animal.
Choix des espèces
La souris représente environ 60% des modèles animaux utilisés à des fins scientifiques en France en 2021. Ce modèle est utilisé de manière importante dans des domaines nécessitant d’avoir accès aux constantes physiologiques des animaux pour répondre aux différentes thématiques de recherche ou pour suivre l’état des animaux au cours des expérimentations. Les souris seront utilisées à 10 semaines d’âge, le premier jour de l’expérience. Les animaux, à cet âge, sont les plus utilisés en recherche, et sont considérés comme adultes. Ceci permettra donc de toucher la plus grande gamme de souris utilisée dans le domaine de la recherche.
Rôle des senseurs métaboliques dans l’activité des circuits de la récompense alimentaire chez la souris en restriction alimentaire
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
Une restriction alimentaire de deux à trois semaines, la pose d'implants crâniens sous anesthésie de 45 minutes à une heure, douze injections, un gavage et des prélèvements de sang deux à trois fois par semaine composent le protocole imposé à 1 260 souris. Toutes sont tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et leur cerveau est prélevé pour analyse. La restriction leur fait perdre du poids et baisser la glycémie, afin de reproduire l'état de dénutrition des personnes atteintes d'anorexie mentale, maladie pour laquelle le porteur indique qu'il n'existe aucun traitement médicamenteux efficace. L'isolement et les tests comportementaux sont donnés comme sources de stress, sans qu'aucun de ces tests soit nommé.
Objectifs
L’anorexie mentale est un trouble des conduites alimentaires qui touche plus particulièrement les femmes et se caractérise par une restriction alimentaire et une activité physique compulsives aboutissant à une dénutrition chronique et à une détérioration de la santé physique et mentale. L’anorexie mentale présente un taux de rechute important et, parmi les troubles psychiatriques, c’est la maladie qui a le taux de mortalité le plus élevé. La compréhension de cette maladie ainsi que son évolution représentent donc un enjeu de santé publique majeur. L’objectif de ce projet, mené chez la souris qui mime l’état de dénutrition des patientes, est d’identifier les mécanismes cérébraux impliqués dans l’anorexie mentale et de voir s’il est possible de corriger ces anomalies cérébrales afin d’améliorer les symptômes de la maladie. Par une meilleure compréhension des mécanismes cérébraux impliqués dans l’anorexie mentale, cela permettra d’amener des pistes de traitement pour cette pathologie pour laquelle il n’existe, à ce jour, aucun traitement médicamenteux efficace.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d'évaluer comment un modèle de souris, rassemblant des facteurs de risque environnementaux de la maladie, peut apporter des éléments de compréhension des mécanismes mis en jeu dans les anomalies du comportement alimentaire dans l’anorexie mentale et ainsi fournir des connaissances utiles pour envisager de nouvelles cibles thérapeutiques.
Procédures
Pose d’implants sous anesthésie générale et analgésie: 1 fois, durée 45 minutes à 1 heure. Prélèvements de sang d'une durée de 5 sec (2 à 3 fois par semaine) et d'une durée de 2-3 minutes (2 à 3 fois au cours de la procédure). Injections: 12 injections, durée 5 secondes, Gavage oral : 1 fois, durée 20 secondes. Durée de la restriction alimentaire : 2-3 semaines.
Impact sur les animaux
Le protocole de restriction alimentaire entraine une perte de poids et une baisse de la glycémie. L’isolement des animaux et les tests comportementaux peuvent induire un stress. La chirurgie peut entrainer une douleur et un saignement au niveau du crâne. Une douleur et un stress peuvent également être associés aux injections d’analgésique et à l’acte chirurgical. Les mesures de glycémie nécessitent une petite incision au niveau de la pointe de la queue pour prélever une goutte de sang, ce qui peut aussi entraîner un stress transitoire chez les animaux. Le gavage orale avec une solution nutritive peut entraîner un stress de courte durée.
Devenir
Pour la procédure 1, tous les animaux seront mis à mort pour récupérer le cerveau afin de permettre des analyses histologiques, biochimiques ou moléculaires de biomarqueurs en post-mortem dans les différentes structures cérébrales.
Remplacement
Ce projet met en jeu des approches intégrées sur animal entier, des explorations fonctionnelles et comportementales complexes (cognition, comportement alimentaire, activité motrice) sur animal vigile, mimant la pathologie humaine et qui ne peuvent donc pas être substituées par des approches in vitro.
Réduction
Une analyse de puissance statistique a permis de déterminer le nombre d'animaux minimum nécessaire au projet. Les résultats obtenus sont analysés avec des tests statistiques adaptés.
Raffinement
Les animaux sont surveillés par un personnel compétent pour vérifier leur état physique et comportemental et leur poids est mesuré 2 à 3 fois par semaine au cours de la restriction alimentaire. Pour réduire le stress lié à l’isolement ponctuel pour la mesure individuelle du comportement alimentaire, les animaux sont hébergés dans un environnement en cages ouvertes permettant de sentir et entendre leurs congénères. La chirurgie est effectuée sous analgésie et anesthésie générale. D’autre part, des grilles de points limites gradés et un arbre décisionnel adaptés à chaque procédure sont mis en place. En fonction des observations faites, des mesures sont prises pour remédier à la souffrance de l’animal, à savoir soit des soins quand ceux-ci peuvent être mis en place, soit l’arrêt de l’expérience.
Choix des espèces
La souris est un modèle de choix pour l'exploration du comportement alimentaire. Les régulations mises en jeu ont été bien caractérisées dans cette espèce et il existe une similitude avec les observations chez l’Homme. L’organisation anatomique et fonctionnelle du cerveau est relativement proche de celle de l’Homme, ce qui permet des études anatomiques et fonctionnelles. De plus, les modèles génétiquement modifiés utilisés dans ce projet ont été créés chez la souris et nous permettent de réaliser des études comparatives entre les observations faites chez la souris et certains aspects de la pathologie humaine. L’anorexie mentale fait partie des pathologies psychiatriques qui touchent principalement des sujets adolescents et jeunes adultes. Le projet sera donc réalisé chez de jeunes souris adultes.
Validation préclinique d’un outil théranostique protéique innovant pour le cancer du sein et de l’ovaire
- Recherche appliquée
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Recherche fondamentale
- Oncologie
403 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré à sévère, certaines recevant jusqu'à quatre injections d'anti-inflammatoire et six injections d'un produit d'imagerie après la greffe de cellules tumorales. Le développement de la tumeur élargit leur abdomen et le rend, selon le porteur, "sensible à la palpation", avec un inconfort "voire des douleurs sévères". Le marqueur fluorescent testé doit permettre de distinguer les ganglions atteints de ceux qui restent sains lors des chirurgies du cancer du sein, et la même protéine sert de transporteur pour un anticancéreux chez des souris porteuses de tumeurs ovariennes. Le porteur annonce des "avancées majeures" pour le diagnostic ganglionnaire et un traitement qui "réduirait fortement les atteintes aux tissus sains", quand l'élargissement douloureux de l'abdomen figure, lui, parmi les effets attendus du protocole.
Objectifs
Le projet a pour objectif de développer un nouvel outil capable de détecter et de traiter certains cancers de manière ciblée. Dans le cancer du sein, les ganglions lymphatiques sont souvent retirés lors des chirurgies puis analysés afin de vérifier la présence de cellules cancéreuses, ils sont alors dits métastatiques. Cependant, le retrait de ganglions sains peut être inutile et peut réduire l'efficacité de certains traitements faisant appel au système immunitaire. Le premier objectif du projet est d'évaluer un marqueur fluorescent permettant d'identifier les ganglions contenant des cellules cancéreuses. Cette approche pourrait aider les chirurgiens à mieux identifier les ganglions métastatiques à retirer et à préserver ceux qui sont sains, afin d’optimiser l’efficacité de certains traitements. Le second objectif est d'utiliser cette même technologie pour transporter un médicament anticancéreux directement vers les cellules tumorales. L'efficacité de cette stratégie sera comparée à celle du médicament administré seul dans un modèle expérimental de cancer de l'ovaire. Des études préalables sur des cellules issues de patientes permettront de déterminer la dose la plus adaptée avant les expérimentations chez l'animal. À terme, ce projet pourrait contribuer au développement de traitements plus ciblés, limitant les effets sur les tissus sains.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à établir la preuve de concept préclinique de l’efficacité d’une plateforme protéique (i) d’une part en tant qu’agent d’imagerie pour le diagnostic préopératoire d’infiltration ganglionnaire de patientes atteintes d’un adénocarcinome mammaire et (ii) d’autre part en tant que cargo thérapeutique pour la délivrance ciblée de principe actif dans un modèle de cancer épithélial ovarien métastatique avec pour objectif de rendre les chimiothérapies hyperthermiques intrapéritonéales ciblantes pour en améliorer l’efficacité tout en minimisant les effets secondaires. La qualité et l’exhaustivité de cette exérèse est le facteur pronostic le plus déterminant pour la survie de ces patientes. Par ailleurs, la démonstration du drainage lymphatique spécifique du traceur vers les ganglions métastatiques ouvre la voie à un diagnostic préopératoire plus précis : seules les structures réellement atteintes seraient retirées, préservant ainsi les ganglions sains et améliorant l’efficacité ultérieure des immunothérapies thérapeutiques ou de maintien. Le développement de la même protéine en tant que cargo thérapeutique répond quant à lui à l’absence de chimiothérapies ciblantes pour le traitement des cancers ovariens avancés. Contrairement aux traitements actuels non ciblant, ce traitement cible spécifiquement biomarqueur universel des cancers épithéliaux, exprimé sélectivement sur le tissu tumoral et masqué sur le tissu sain, et libère sa charge cytotoxique une fois internalisé par les cellules ciblées. Cette approche réduirait fortement les atteintes aux tissus sains et augmenterait l’efficacité locale du traitement. L’ensemble du projet apporte ainsi des avancées majeures pour la précision du diagnostic ganglionnaire préopératoire et pour le développement de thérapies anticancéreuses plus efficaces et moins invasives.
Procédures
Certains animaux recevront une injection de cellules puis jusqu’à 4 injections d’un anti-inflammatoire et 6 injections d’une molécule pour l’imagerie alors que d’autres ne recevront qu’une injection de cellules et une injection de marqueur. Chaque injection durera un maximum de 30 secondes.
Impact sur les animaux
L’injection, sous anesthésie gazeuse, au niveau de la glande mammaire peut induire une douleur légère. De plus, un stress physique modéré peut être induit au moment des injections intrapéritonéales sous anesthésie gazeuse pour l’imagerie in vivo. Suite à la xénogreffe, les animaux pourront présenter un inconfort voire des douleurs sévères dû au développement tumoral causant un élargissement de leur abdomen le rendant sensible à la palpation.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de l'expérimentation (prélèvement post-mortem des ganglions lymphatiques et organes). Cela permettra d’évaluer la spécificité du signal fluorescent ex vivo.
Remplacement
Principalement 2 approches sont utilisées pour mimer les événements biologiques associés au développement tumoral : une approche in vitro, basée sur l’utilisation de lignées cellulaires ou de cellules cancéreuses isolées à partir de biopsies, en culture 2D ou 3D et des approches in vivo, basées sur l’utilisation d’animaux de laboratoire, chez lesquels des cellules cancéreuses sont transplantées. Les modèles in vitro ne recréent ni la diversité de l’environnement des tumeurs, ni la difficulté pour le traitement testé d’atteindre les cellules cibles. De plus, il est impossible d’étudier le développement métastatique dans des modèles in vitro. Ces limitations rendent donc incontournable le recours à l’expérimentation animale pour tester l’efficacité de nouvelles thérapies antitumorales.
Réduction
La taille de l’échantillon, pour ces deux études comparatives, est déterminée via l’application d’une méthodologie statistique et de la bibliographie. L'effectif nécessaire a été déterminé par une analyse de puissance, permettant de garantir l’efficacité ou non des traitements. Le nombre de souris déterminé, permettra de ne pas surdimensionner, et de ne pas utiliser des souris inutilement, ou de sous-dimensionner les deux études (rendant les résultats non exploitables). Les analyses statistiques des résultats obtenus se feront par des comparaisons multiples entre les différents groupes de souris, une moyenne +/- accompagnée d’un écart type. Concernant les deux modèles présentés, le suivi de la croissance tumorale se fera : par imagerie non invasive de luminescence, et de fluorescence ; ce qui permettra de limiter le nombre de souris utilisées. Des études pilotes auront été réalisées en amont pour déterminer les doses idéales de molécule cytotoxique. Pour un travail en aveugle, les souris issues des différents groupes seront mélangées dans les cages. Les prélèvements tissulaires post-mortem seront conservés par inclusion en paraffine à des fins d’étude histologique.
Raffinement
Les grilles de scorings spécifiques sont mises en place pour définir des points limites spécifiques à chaque modèle. Durant toute la période d’expérimentation, l’observation de l’état général des animaux et les pesées seront réalisées quotidiennement. Un analgésique locorégional sera administré avant l'injection, et cette dernière se fera sous anesthésie gazeuse, puis un second analgésique sera administré jusqu'à 3 jours post-injection pour réduire la douleur. Après l’anesthésie, l’animal sera replacé dans sa cage et observé jusqu’à son réveil complet. De plus, durant l’imagerie in vivo, les souris seront aussi anesthésiées, et déposées sur un tapis chauffant à 37°C.
Choix des espèces
Les souris sont le modèle expérimental le plus représentatif des ces pathologies. Nous utiliserons des animaux adultes, sexuellement matures (8-10 semaines)
Génération, maintien et expérimentation de lignées de souris génétiquement modifiées pour l’étude de nouvelles thérapies des maladies rénales. (1/2)
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système endocrinien
Les souris utilisées portent des modifications génétiques touchant des gènes du rein, et des embryons sont également étudiés pour observer les organes en cours de développement. 36 640 souris vont être utilisées sur cinq ans dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, réparties entre deux établissements. Chacune subit une contention d'une minute pour une biopsie de queue de 1 à 2 millimètres, puis 5, 10 ou 21 jours de traitement administrés en contention à l'état vigile, un prélèvement hebdomadaire de 100 microlitres de sang sous anesthésie gazeuse et des mesures de glycémie à la queue, une rebiopsie par poinçonnage de l'oreille étant prévue en cas d'échec des analyses. Toutes sont tuées pour permettre les prélèvements, et le porteur présente cet effectif comme "une estimation maximale" fixée pour permettre une exploitation statistique des résultats.
Objectifs
Le projet se déroulera sur deux établissements utilisateurs : l’établissement 1 assurera le maintien des lignées, tandis que nous réaliserons les expérimentations dans l’établissement 2. Ce projet a pour objectif d’explorer les mécanismes biologiques à l’origine de la progression des maladies rénales chroniques, à l’aide de modèles de souris génétiquement modifiés. Ces modèles permettront notamment de tester des approches thérapeutiques innovantes ciblant la régénération, la protection des cellules rénales ou la réduction de l’inflammation et de la formation de tissu cicatriciel (fibrose) qui aggravent la maladie. Ce projet permettra ainsi de valider l’approche pharmacologique dans ces modèles précliniques, avec l’objectif de développer de nouvelles thérapies pour traiter les maladies génétiques rénales, en particulier celles liées à des anomalies des gènes essentiels pour le bon fonctionnement de reins.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de mesurer l'effet de ces médicaments pour la restauration de la fonction et du développement rénaux. Ces protocoles permettront de vérifier la possibilité de traiter pharmacologiquement une maladie rénale et pancréatique qui n'ont pas de traitement disponible à l'heure actuelle. Ce projet a pour but d’étudier des mécanismes de maladies rénales et pancréatiques chroniques. Une meilleure compréhension des mécanismes présidant à la destruction du rein par ces affections permettra d’améliorer les traitements à destination des patients atteints par ces maladies.
Procédures
Les animaux subiront une contention d'une minute pendant laquelle une biopsie de queue de 1 à 2 millimètres sera prélevée. Ces gestes seront pratiqués une seule fois. Les souris adultes seront traitées par la voie déterminée. Chaque souris sera soumise à 5, 10 ou 21 jours de traitement (en état vigile en contention) d'un médicament (ou du placebo). Chaque administration va durer moins de 1 minute. Un prélèvement de sang de 100 µl sera réalisé 1 fois par semaine sous anesthésie gazeuse et après application d’un anesthésique local. Le prélèvement du sang dure entre 1 à 2 minutes. Un prélèvement de 1 à 2 µl du sang au niveau de la queue avec un glucomètre est nécessaire pour le suivi de la glycémie. Ce geste va durer moins de 1 minute. Le transfert entre deux animaleries peut causer un stresse aux animaux.
Impact sur les animaux
Contention : peut causer un stress léger de courte durée. Biopsies de queue et tatouage : douleur légère au moment du geste, durée du geste moins d’une minute. En cas de problèmes d’analyses, une rebiopsie à l’oreille peut être réalisée par poinçonnage à l’oreille de l’animal. Administration des composés en différentes voies : douleur légère au moment du geste. Administration des composés par voie orale : inconfort du geste. Prélèvement du sang au niveau de la queue : douleur légère.
Devenir
Les animaux seront mis à mort pour pouvoir réaliser les prélèvements nécessaires aux différentes analyses biologiques.
Remplacement
Nous utilisons en parallèle des cultures de cellules rénales in vitro, qui permettent de cribler et d'évaluer l'efficacité ou la toxicité de composés candidats avant leur validation in vivo. Toutefois, ces modèles ne reproduisent pas fidèlement l'ensemble de la physiologie rénale, ni les interactions entre organes, la pharmacocinétique ou les réponses immunitaires observées chez l'organisme entier. Ils ne permettent donc pas, à eux seuls, de répondre à l'ensemble des questions scientifiques posées.
Réduction
Les cultures de cellules rénales in vitro, le criblage à haut débit, ainsi que l’utilisation de la dose minimale efficace et de la durée de traitement la plus courte possible, permettent de réduire le nombre total d’animaux nécessaires. Le nombre d’animaux indiqué correspond donc à une estimation maximale, définie de manière à permettre une exploitation statistique robuste des résultats.
Raffinement
Les souris seront surveillées régulièrement par le personnel qualifié. Tout comportement anormal sera signalé au responsable du projet. Elles seront hébergées en groupe dans des cages enrichies pour améliorer leur bien-être. Les animaux seront observés quotidiennement et pesés pendant le traitement. Les souris disposeront également d’éléments d’enrichissement (cellulose, bâtonnets de bois, maisonnette) pour favoriser leur bien-être.
Choix des espèces
La souris est souvent utilisée en recherche scientifique car la formation du rein est similaire à celle observée chez l’humain et on peut modifier certains de ses gènes pour mieux comprendre les maladies. Des souris adultes d’au moins 7 semaines seront utilisées, car à cet âge le rein a fini de se développer. Après au moins une semaine d’adaptation à l’animalerie, les expériences commenceront quand les souris auront 8 semaines afin d’obtenir des résultats comparables. Des embryons seront aussi étudiés afin d’observer les organes pendant le développement embryonnaire.
Elevage et maintien de lignées de souris transgéniques et syngéniques exprimant différent transgènes
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Au sevrage, à partir de 21 jours, chaque jeune souris subit l'amputation d'un fragment de queue de moins de 5 mm pour le génotypage, sans anesthésie générale, une crème anesthésiante étant appliquée avant le geste. 1 920 souris de lignées transgéniques sont utilisées sur cinq ans dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, pour l'élevage et le maintien de ces lignées destinées à des travaux sur les maladies du foie. Le porteur décrit les effets de l'amputation comme "généralement de courte durée et sans conséquence durable", tout en prévoyant la mise à mort de toute souris qui perd plus de 15 % de son poids ou dont l'état général reste altéré. Le devenir déclaré porte 1 920 souris tuées, alors que le texte annonce la conservation d'un nombre limité d'entre elles pour la reproduction, les autres pouvant partir vers d'autres projets autorisés ou être tuées.
Objectifs
Le projet vise à mieux comprendre certains mécanismes impliqués dans les maladies du foie, en particulier celles liées au métabolisme et à l’inflammation. Pour cela, des souris présentant des modifications ciblées seront utilisées afin d’étudier le rôle de certaines protéines dans le fonctionnement du foie. Ces travaux permettront d’analyser comment ces protéines influencent l’inflammation, les lésions du foie et leur évolution au cours de la maladie. Les animaux pourront être soumis à des régimes alimentaires spécifiques reproduisant certaines conditions observées chez l’humain. Le projet permettra également d’explorer les liens entre l’intestin et le foie, notamment en étudiant le rôle des bactéries intestinales dans ces maladies. Les animaux feront l’objet d’un suivi régulier afin de s’assurer de leur bon état de santé. Toute altération entraînera une prise en charge adaptée et, si nécessaire, un arrêt anticipé de l’étude afin de limiter toute souffrance. Le nombre d’animaux utilisés sera réduit au minimum nécessaire. Les méthodes seront optimisées pour limiter l’inconfort, et des approches alternatives seront utilisées chaque fois que possible en complément des expériences chez l’animal. Ces recherches visent à améliorer les connaissances sur les maladies du foie et à contribuer au développement de nouvelles approches diagnostiques et thérapeutiques.
Bénéfices attendus
Le maintien de ces lignées de souris permettra à notre équipe de disposer de modèles fiables pour étudier le rôle de certaines protéines dans le fonctionnement du foie. Ces travaux visent à mieux comprendre les mécanismes impliqués dans les maladies du foie, notamment celles liées à l’alimentation, à l’inflammation et au développement de tumeurs. Ils permettront également d’étudier les interactions entre l’intestin et le foie, ainsi que le rôle des bactéries intestinales dans ces maladies. Les résultats attendus permettront d’identifier de nouveaux indicateurs utiles pour le diagnostic et de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans l’apparition et l’évolution des maladies du foie. À plus long terme, ces recherches pourraient contribuer au développement de nouvelles stratégies de prévention et de traitement. Le nombre d’animaux utilisés sera limité au strict nécessaire et les conditions expérimentales seront adaptées afin de réduire au maximum leur inconfort, conformément aux principes éthiques en vigueur.
Procédures
Un prélèvement sera réalisé sur les jeunes souris au moment du sevrage (à partir de 21 jours d'âge) afin de déterminer leur génotype et d'assurer le bon maintien des lignées. Ce prélèvement consiste en l'amputation d'un fragment de queue inférieur à 5 mm, permettant d'obtenir une quantité d'ADN suffisante pour les analyses de génotypage. La procédure est réalisée par du personnel formé et expérimenté. Elle nécessite une contention brève de l'animal et dure généralement moins d'une minute par souris. Le prélèvement est effectué à l'aide de matériel adapté et désinfecté afin de limiter les risques de douleur, de saignement et d'infection. Les animaux sont ensuite remis dans leur cage d'origine et font l'objet d'une surveillance particulière afin de détecter toute complication locale éventuelle. Compte tenu du caractère très bref et peu invasif de la procédure, aucune anesthésie générale n'est prévue. Une anesthésie locale par application d'une crème anesthésiante à base de lidocaïne et de prilocaïne (EMLA®) sera réalisée avant le prélèvement conformément aux procédures en vigueur dans l'établissement. Toutes les précautions seront prises pour limiter au maximum l'inconfort des animaux.
Impact sur les animaux
Les animaux utilisés dans ce projet sont destinés uniquement à l’élevage et au maintien des lignées. Aucun phénotype dommageable particulier n’est attendu dans les conditions d’élevage décrites et aucun effet indésirable majeur lié aux caractéristiques génétiques des lignées n’est anticipé. La seule procédure réalisée sur les animaux est le génotypage au moment du sevrage, nécessitant le prélèvement d’un fragment de queue inférieur à 5 mm. Cette intervention peut entraîner une douleur légère et transitoire au moment du prélèvement, ainsi qu’un faible risque de saignement, d’inflammation locale ou de retard de cicatrisation. Ces effets sont généralement de courte durée et sans conséquence durable sur le bien-être des animaux. Les animaux feront l’objet d’une surveillance quotidienne par le personnel de l’animalerie et d’un suivi régulier par les expérimentateurs. Une attention particulière sera portée dans les jours suivant le prélèvement afin de détecter toute complication éventuelle au niveau du site de biopsie. Les animaux seront également observés afin de détecter tout signe d’altération de l’état général, de douleur ou de stress. Si un animal présente une complication liée au génotypage, une perte de poids significative, une diminution de l’activité, une altération de l’état général ou tout autre signe de souffrance, des mesures adaptées seront mises en œuvre immédiatement. En cas d’atteinte d’un point limite précoce défini par la grille de surveillance de l’établissement, l’animal sera retiré de la procédure et mis à mort de manière humanitaire afin d’éviter toute souffrance inutile. Toute utilisation future de ces animaux dans un cadre expérimental fera l’objet d’une demande d’autorisation spécifique
Devenir
Après vérification de leurs génotypes, un nombre limité de souris sera conservé afin d’assurer la reproduction et le maintien des lignées. Les autres animaux ne seront pas gardés pour l’élevage. Ils pourront être utilisés dans d’autres projets de recherche autorisés ou, si nécessaire, être euthanasiés. Le choix des animaux conservés sera réalisé par les responsables du projet, en lien avec le personnel de l’animalerie.
Remplacement
Le remplacement complet des souris par des méthodes alternatives (comme des cultures de cellules ou des modèles informatiques) n’est pas possible dans ce projet. En effet, l’objectif est d’étudier des interactions complexes entre plusieurs organes, notamment entre l’intestin et le foie, ainsi que le rôle des bactéries naturellement présentes dans l’organisme. Ces phénomènes ne peuvent pas être reproduits de manière fiable en dehors d’un organisme vivant. L’utilisation de ces modèles animaux est donc nécessaire pour répondre aux objectifs du projet.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés sera limité au strict nécessaire pour assurer le maintien des lignées. La reproduction sera organisée de manière à éviter la production d’animaux en excès. Des méthodes de conservation à long terme (comme la congélation de matériel biologique) seront également utilisées afin de limiter l’élevage sur la durée du projet. Sur l’ensemble du projet (5 ans), le nombre total d’animaux est estimé au maximum à environ 2000 souris. Seul le nombre d’animaux indispensable au maintien des lignées sera conservé. Les animaux supplémentaires pourront être utilisés dans d’autres projets de recherche autorisés ou, si nécessaire, être euthanasiés. Une vérification sera réalisée chez les jeunes animaux afin de s’assurer qu’ils présentent bien les génotypes attendues..
Raffinement
Toutes les mesures seront mises en œuvre pour garantir le bien-être des animaux et limiter leur inconfort. Les souris seront hébergées dans des conditions adaptées, avec du matériel d’enrichissement leur permettant de se cacher et de construire un nid. Les paramètres d’élevage (température, humidité, cycle lumineux, alimentation et abreuvement) seront contrôlés et conformes aux recommandations en vigueur. Les animaux seront observés quotidiennement par le personnel qualifié afin de vérifier leur état de santé et de détecter rapidement tout signe de malaise ou de stress. Leur poids sera suivi régulièrement. Une attention particulière sera portée à l’état général des animaux, à leur comportement, à leur activité locomotrice, à la prise alimentaire et hydrique ainsi qu’à l’aspect du site de prélèvement réalisé pour le génotypage. Les manipulations seront réalisées par du personnel formé, en limitant leur durée et leur fréquence afin de réduire le stress. Des points limites précoces seront appliqués afin d’éviter toute souffrance inutile. Tout animal présentant une perte de poids supérieure à 15 % par rapport à son poids de référence, une altération persistante de l’état général, une diminution marquée de l’activité, des signes de douleur ou de détresse, une absence prolongée de prise alimentaire ou hydrique, une blessure non cicatrisante, une infection ou une complication persistante au niveau du site de prélèvement fera l’objet d’une évaluation immédiate. Si l’état de l’animal ne peut être rapidement amélioré ou si un point limite précoce défini par la grille de surveillance de l’établissement est atteint, l’animal sera retiré de la procédure et mis à mort de manière humanitaire conformément aux procédures en vigueur dans l’établissement. L’ensemble du projet est conçu pour réduire au maximum l’inconfort des animaux et assurer leur prise en charge dans le respect des règles éthiques et réglementaires.
Choix des espèces
La souris est utilisée dans ce projet car elle constitue un modèle adapté pour étudier le fonctionnement du foie et certaines maladies humaines. Elle permet notamment d’analyser le rôle de certains facteurs dans l’organisme ainsi que les interactions entre différents organes, comme l’intestin et le foie. La reproduction est réalisée uniquement avec des animaux adultes, âgés d’au moins deux mois.
Génération, maintien et expérimentation de lignées de souris génétiquement modifiées pour l’étude de nouvelles thérapies des maladies rénales. (2/2)
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système endocrinien
Biopsiées à la queue sur un à deux millimètres après une minute de contention, traitées ensuite pendant 5, 10 ou 21 jours en état vigile sous contention, prélevées de 100 microlitres de sang une fois par semaine sous anesthésie gazeuse, les souris de ce projet sont 36 640, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Le projet génère et maintient des lignées génétiquement modifiées pour tester des traitements des maladies rénales chroniques, en circulant entre deux établissements, un transfert dont le porteur écrit lui-même qu'il "peut causer un stresse aux animaux". Une rebiopsie par poinçonnage de l'oreille est prévue en cas de problème d'analyse. L'effectif de 36 640 n'est justifié que comme "une estimation maximale, définie de manière à permettre une exploitation statistique robuste des résultats".
Objectifs
Le projet se déroulera sur deux établissements utilisateurs : l’établissement 1 assurera le maintien des lignées, tandis que nous réaliserons les expérimentations dans l’établissement 2. Ce projet a pour objectif d’explorer les mécanismes biologiques à l’origine de la progression des maladies rénales chroniques, à l’aide de modèles de souris génétiquement modifiés. Ces modèles permettront notamment de tester des approches thérapeutiques innovantes ciblant la régénération, la protection des cellules rénales ou la réduction de l’inflammation et de la formation de tissu cicatriciel (fibrose) qui aggravent la maladie. Ce projet permettra ainsi de valider l’approche pharmacologique dans ces modèles précliniques, avec l’objectif de développer de nouvelles thérapies pour traiter les maladies génétiques rénales, en particulier celles liées à des anomalies des gènes essentiels pour le bon fonctionnement de reins.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de mesurer l'effet de ces médicaments pour la restauration de la fonction et du développement rénaux. Ces protocoles permettront de vérifier la possibilité de traiter pharmacologiquement une maladie rénale et pancréatique qui n'ont pas de traitement disponible à l'heure actuelle. Ce projet a pour but d’étudier des mécanismes de maladies rénales et pancréatiques chroniques. Une meilleure compréhension des mécanismes présidant à la destruction du rein par ces affections permettra d’améliorer les traitements à destination des patients atteints par ces maladies.
Procédures
Les animaux subiront une contention d'une minute pendant laquelle une biopsie de queue de 1 à 2 millimètres sera prélevée. Ces gestes seront pratiqués une seule fois. Les souris adultes seront traitées par la voie déterminée. Chaque souris sera soumise à 5, 10 ou 21 jours de traitement (en état vigile en contention) d'un médicament (ou du placebo). Chaque administration va durer moins de 1 minute. Un prélèvement de sang de 100 µl sera réalisé 1 fois par semaine sous anesthésie gazeuse et après application d’un anesthésique local. Le prélèvement du sang dure entre 1 à 2 minutes. Un prélèvement de 1 à 2 µl du sang au niveau de la queue avec un glucomètre est nécessaire pour le suivi de la glycémie. Ce geste va durer moins de 1 minute. Le transfert entre deux animaleries peut causer un stresse aux animaux.
Impact sur les animaux
Contention : peut causer un stress léger de courte durée. Biopsies de queue et tatouage : douleur légère au moment du geste, durée du geste moins d’une minute. En cas de problèmes d’analyses, une rebiopsie à l’oreille peut être réalisée par poinçonnage à l’oreille de l’animal. Administration des composés en différentes voies : douleur légère au moment du geste. Administration des composés par voie orale : inconfort du geste. Prélèvement du sang au niveau de la queue : douleur légère.
Devenir
Les animaux seront mis à mort pour pouvoir réaliser les prélèvements nécessaires aux différentes analyses biologiques.
Remplacement
Nous utilisons en parallèle des cultures de cellules rénales in vitro, qui permettent de cribler et d'évaluer l'efficacité ou la toxicité de composés candidats avant leur validation in vivo. Toutefois, ces modèles ne reproduisent pas fidèlement l'ensemble de la physiologie rénale, ni les interactions entre organes, la pharmacocinétique ou les réponses immunitaires observées chez l'organisme entier. Ils ne permettent donc pas, à eux seuls, de répondre à l'ensemble des questions scientifiques posées.
Réduction
Les cultures de cellules rénales in vitro, le criblage à haut débit, ainsi que l’utilisation de la dose minimale efficace et de la durée de traitement la plus courte possible, permettent de réduire le nombre total d’animaux nécessaires. Le nombre d’animaux indiqué correspond donc à une estimation maximale, définie de manière à permettre une exploitation statistique robuste des résultats.
Raffinement
Les souris seront surveillées régulièrement par le personnel qualifié. Tout comportement anormal sera signalé au responsable du projet. Elles seront hébergées en groupe dans des cages enrichies pour améliorer leur bien-être. Les animaux seront observés quotidiennement et pesés pendant le traitement. Les souris disposeront également d’éléments d’enrichissement (cellulose, bâtonnets de bois, maisonnette) pour favoriser leur bien-être.
Choix des espèces
La souris est souvent utilisée en recherche scientifique car la formation du rein est similaire à celle observée chez l’humain et on peut modifier certains de ses gènes pour mieux comprendre les maladies. Des souris adultes d’au moins 7 semaines seront utilisées, car à cet âge le rein a fini de se développer. Après au moins une semaine d’adaptation à l’animalerie, les expériences commenceront quand les souris auront 8 semaines afin d’obtenir des résultats comparables. Des embryons seront aussi étudiés afin d’observer les organes pendant le développement embryonnaire.
Effets thérapeutiques des molécules issues de grenouille dans les leucémies aiguës myéloïdes
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
796 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour analyser rate et moelle osseuse, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. 140 d'entre elles reçoivent une injection dans le ventre préparant la moelle osseuse, puis des cellules tumorales par voie intraveineuse sous anesthésie, puis deux à sept prélèvements de sang à la joue. 500 autres suivent ce schéma avant jusqu'à deux séries de trois injections, de chimiothérapie, de solution inactive ou des molécules testées, et 96 reçoivent des cellules tumorales d'abord traitées in vitro. Ces molécules viennent des sécrétions cutanées d'une grenouille amazonienne employées dans un rituel traditionnel, et le porteur écrit avoir besoin de souris "fortement immunodéprimées" pour que les cellules leucémiques humaines greffées ne soient pas éliminées, ces lignées étant selon lui "indispensables" à ses études.
Objectifs
Ce projet étudie les effets possibles contre certains cancers du sang, provenant des sécrétions d’une grenouille amazonienne. Ces sécrétions sont utilisées dans un rituel traditionnel. Les premières recherches ont montré que ces sécrétions contiennent des petites molécules appelées peptides qui sont capables de tuer des cellules leucémiques en laboratoire. Des expériences réalisées chez la souris ont également montré que ces substances peuvent tuer certaines cellules cancéreuses, sans endommager les cellules saines de l’animal. L’objectif du projet est de comprendre comment ces molécules agissent, d’identifier précisément celles qui sont responsables de cet effet et enfin de vérifier aussi si ces substances pourraient aider l’organisme à lutter contre ces cancers du sang.
Bénéfices attendus
Ce rituel est devenu très populaire ces trente dernières années et est maintenant pratiqué partout dans le monde, bien au-delà de ses origines traditionnelles. Les bénéfices attendus de ces travaux sont principalement scientifiques et médicaux. Ils pourraient permettre de mieux comprendre l’action de ces molécules naturelles et d’identifier leurs potentiels. À plus long terme, ces recherches pourraient contribuer au développement de nouvelles approches de traitement pour certains cancers, une maladie grave contre laquelle il existe encore peu de traitements efficaces.
Procédures
• 140 souris recevront une injection dans le ventre (secondes/injection) un médicament qui prépare la moelle osseuse à recevoir les cellules tumorales. Puis, le jour d’après ces souris anesthésiées, recevront des cellules tumorales en intra-veineuse (5 à 10 secondes/injection), puis 3 semaines plus tard, des prélèvements de sang à la joue (moins d’une minute/prélèvement), espacées d’1 à 2 semaines (2 à 7 prélèvements). • 500 souris recevront une injection dans le ventre (quelques secondes par injection) d'un médicament permettant de préparer leur moelle osseuse à recevoir des cellules tumorales. Le lendemain, sous anesthésie, elles recevront une injection de ces cellules dans le sang (5 à 10 secondes). Deux semaines plus tard, elles participeront à la suite de l'étude, qui pourra comprendre jusqu'à deux séries de traitement. Chaque série comportera trois injections, réalisées à 48 heures d'intervalle. Les injections sont les suivants : 1/ injection de solution inactive (200 souris), dans la peau (quelques secondes/injection), 2/ injection d’une chimiothérapie (50 souris) dans le sang (5 à 10 secondes /injection) 3/ injection de nos molécules (250 souris) dans la peau (quelques secondes /injection), • 96 souris recevront des cellules tumorales traitées in vitro (1 injection) sous la peau (quelques secondes/injection). Puis au moins 1 semaine plus tard, ces souris recevront des cellules tumorales dans le sang (5 à 10 secondes/injection) sous anesthésie.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables prévus sont les suivants : • Les injections peuvent entraîner un stress transitoire dû à la contention ainsi qu'une douleur légère au site d'injection. • Les prélèvements sanguins au niveau de la veine vont générer un stress transitoire et une légère douleur liée à la contention et à la ponction. • Les produits testés peuvent provoquer, pendant environ deux heures, une baisse temporaire de la température du corps ainsi qu'un état de grande fatigue avec une diminution des mouvements. Ces effets sont réversibles et les animaux retrouvent ensuite un comportement normal. Afin d'assurer leur confort, les souris seront hébergées dans une cage comportant un espace chauffé, qu'elles pourront utiliser librement selon leurs besoins. En l’absence de récupération, les animaux seront mis à mort • La progression du cancer chez les souris peut entraîner une altération de l'état général se manifestant notamment par une diminution de l'activité, une perte de poids, un aspect voûté et un pelage ébouriffé. Si ces signes apparaissent les souris sont immédiatement mises à mort. • L’administration de la chimiothérapie n’entraine pas de souffrance compte tenu de la courte durée du traitement (une semaine) et de la dose délivrée. Néanmoins, une surveillance attentive sera réalisée afin de détecter tout signe d’altération de l’état général, notamment une diminution de l’activité, une perte de poids, une posture voûtée ou un pelage ébouriffé. En cas d’apparition de ces signes, les animaux seront immédiatement mis à mort.
Devenir
L’ensemble des procédures requiert une mise à mort des animaux du fait que les analyses seront réalisées sur différents tissus (rate, moelle osseuse).
Remplacement
Certaines cellules cancéreuses humaines ne peuvent pas être étudiées correctement uniquement en laboratoire et doivent être observées dans un organisme vivant. De plus, les molécules étudiées pourraient aider l'organisme à lutter contre le cancer en agissant sur le système immunitaire. Pour comprendre leur mode d'action, il est donc nécessaire de les étudier dans un modèle vivant. Les expériences réalisées uniquement sur des cellules en laboratoire ne permettent pas de reproduire toutes les réactions du corps humain. Par ailleurs, il n'est pas éthiquement acceptable de réaliser directement ce type d'étude expérimentale chez l'Homme, car les bénéfices et les risques de ces molécules ne sont pas encore connus. Les résultats obtenus chez la souris permettront d'apporter une première preuve de l'intérêt de cette approche et pourront contribuer à évaluer son potentiel avant d'envisager de futures études chez l'Homme.
Réduction
Afin de réduire au maximum le nombre d’animaux nécessaires à l’expérimentation : 1/Le nombre de souris par groupe a été défini en tenant compte de la variabilité de la prise de greffe des cellules leucémiques humaines dans ce modèle. Cet effectif permet ainsi de garantir une puissance expérimentale suffisante tout en respectant le principe de réduction du nombre d’animaux utilisés. ; 2/ nous testerons les différentes conditions expérimentales en même temps pour que le groupe contrôle puisse servir à toutes les analyses ; 3/nous utiliserons de souris mâles et femelles générées au cours de notre élevage
Raffinement
Afin de limiter le stress, la douleur et l’inconfort, toutes les procédures seront réalisées par du personnel formé et expérimenté. • Les manipulations seront rapides afin de limiter la contention. L’identification par un petit trou dans l’oreille peut entraîner une légère rougeur temporaire, mais permet une identification fiable tout en réduisant les manipulations répétées. • L’injection du produit préparant la moelle osseuse à la greffe sera réalisée en quelques secondes. • Les cellules leucémiques seront injectées par voie intraveineuse sous anesthésie gazeuse. Cette injection sera réalisée lentement (5 à 10 secondes) afin de limiter les risques liés à la procédure. • Les prélèvements sanguins (50 µl maximum) seront réalisés au niveau de la joue, en quelques secondes, à l’aide d’une petite lancette, méthode rapide et peu inconfortable. • Les produits testés peuvent provoquer pendant environ deux heures une baisse temporaire de la température corporelle et une diminution de l’activité. Ces effets sont réversibles. Les souris disposeront d’une zone chauffée accessible librement. • Les souris seront observées quotidiennement et pesées chaque semaine afin de détecter tout signe de souffrance. Des critères d’arrêt stricts sont définis : toute souris présentant des signes de souffrance (immobilité, diminution de l’activité, difficultés à marcher, poils hérissés, faible réactivité) ou une progression importante de la maladie sera immédiatement euthanasiée. Aucun effet inattendu n’a été observé lors des expérimentations précédentes.
Choix des espèces
Ce projet vise à étudier l’effet des molécules présentes dans les sécrétions de la peau de la grenouille sur des cellules responsables d’un cancer du sang appelé leucémie aiguë myéloïde (LAM). Les cellules de LAM provenant de patients se développent difficilement en culture in vitro et meurent rapidement dans ces conditions. L’utilisation d’un modèle animal est donc nécessaire afin de permettre le développement de ces cellules La souris a été choisie comme modèle animal car il s’agit d’un mammifère partageant une grande partie de ses gènes avec l’Homme. Elle présente également de nombreuses similitudes au niveau du système sanguin et immunitaire, permettant de reproduire certains aspects de la leucémie aiguë myéloïde (LAM), notamment la prolifération des cellules leucémiques et leur développement dans l’organisme. Des modèles de souris fortement immunodéprimées sont également disponibles. Ces modèles sont indispensables pour nos études car ils permettent la greffe et le développement de cellules leucémiques humaines, qui seraient normalement éliminées par le système immunitaire d’une souris non immunodéprimée. La souris est ainsi un modèle largement utilisé en recherche sur les cancers du sang et permet d’évaluer l’efficacité et la tolérance de nouveaux traitements dans un organisme vivant avant d’envisager une application chez l’Homme. Les souris, mâles et femelles, âgées entre 10 semaines et 9 mois, seront adultes.