Recherche fondamentale

240 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune subit une ligature chirurgicale de l'uretère qui bloque l'écoulement de l'urine et provoque une fibrose du rein, puis une prise de sang et une injection de colorant sous contention. Le projet cherche des marqueurs précoces de cette fibrose dans l'urine et le plasma, prélevés après la mort avec les reins. Le porteur justifie le choix de la souris en écrivant qu'elle est l'espèce "la moins susceptible de ressentir de la douleur, de la souffrance, de l'angoisse" dans les conditions de la procédure.

Objectifs

L’insuffisance rénale chronique (IRC) est une maladie multifactorielle qui peut conduire à la dialyse ou la greffe rénale si elle n’est pas correctement prise en charge. L’IRC mettant en jeux l’interaction croisée de plusieurs organes, son étude nécessite des études précliniques sur des modèles animaux adaptés. L’IRC est très fréquemment associé à une fibrose du rein. Alors que la fibrose est une cause majeure de l’altération de la fonction rénale, sa détection précoce et les mécanismes de sa mise en place restent encore mal connus. L’obstruction urétérale unilatérale (UUO) chirurgicale chez la souris consiste en une ligature du canal d'excrétion de l'urine du rein à la vessie. C'est un modèle classique d’induction de la fibrose rénale. L’obstruction de l’uretère bloque l’écoulement de l’urine vers la vessie, entrainant une accumulation d’urine dans le pelvis induisant une fibrose des tubules rénaux et une perte de la fonction rénale. Ce projet a pour but de rechercher les biomarqueurs urinaires et plasmatiques précoces associés à la fibrose rénale induite par une UUO chirurgicale chez la souris. Le projet se déroule dans 2 Etablissements utilisateurs, EU1 et EU2.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus de ce projet sont l’identification de biomarqueurs et une meilleure compréhension des mécanismes impliqués dans le développement de l'IRC liée à une obstruction urétérale.

Procédures

- Chirurgie (obstruction urétérale unilatérale): x1 (environ 10 minutes) - prélèvement de sang: x1 (environ 2 minutes) - injection d'un colorant sous contention: x1 (maximum 5 minutes). Le projet se déroule dans 2 Etablissements utilisateurs, EU1 et EU2. Les procédures non-terminales seront réalisées dans l’EU1. Les procédures terminales seront réalisées soit à l’EU1, soit à l’EU2 selon la disponibilité des salles et du matériel nécessaires.

Impact sur les animaux

Effet indésirable lié à l'UUO dans les 10 jours avant la mise à mort. - Chirurgie : peut provoquer de la douleur et du stress et des complications sont possibles (saignement, cicatrice mal refermée ou infectée). - Mesure de la permeabilité vasculaire rénale : légère douleur liée à l’injection dans la veine caudale sous contention - Prise de sang : risque de saignement.

Devenir

Tous les animaux sont mise à mort en vue de l'analyse de leurs reins, de leur plasma et de leur urine en post-mortem.

Remplacement

Le recours à l’expérimentation sur des animaux est indispensable pour comprendre les mécanismes physiopathologiques complexes mis en jeux dans l'installation de l’IRC. Ces mécanismes restent à l’heure acutelle impossibles à modéliser in vitro. Toutefois, une veille bibliographique est réalisée régulièrement par les responsables du projet pour prendre connaissance d’éventuelles nouvelles méthodes alternatives.

Réduction

La chirurgie UUO est bien maitrisée par les expérimentateurs impliqués. Cela limite les étapes de mise au point couteuses en animaux. D’après notre expérience du modèle, le nombre d’animaux est calculé au plus juste pour permettre d’identifier statistiquement des différences intergroupes interprétables pour chaque paramètre mesuré. Il est prévu d’utiliser 240 souris. La comparaison entre 2 groupes sera réalisée en utilisant un test statistique. La comparaison entre plusieurs groupes sera réalisée en utilisant un autre test statistique.

Raffinement

Les études sont optimisées d’après la littérature et les expériences réalisées au laboratoire. Les animaux seront hébergés par groupes de 4 dans des cages comprenant des éléments d’enrichissement (papier, tunnels...), avec libre accès à l'eau et à la nouriture. Ils seront observés quotidiennement (apparence générale, comportement, absence de plaies, apparence des cicatrices après la chirurgie...) afin de s’assurer de leur bien-être, et pesés une fois par semaine. Une grille de scoring a été établie définissant précisemment les points limites à ne pas dépasser. Si un des points limites est atteint, l'animal concerné sera mis à mort. Pour les changes et les manipulations, les animaux sont tenus dans la main de l’expérimentateur mais jamais suspendus par la queue. Les personnels intervenant dans ce projet sont formés à l’expérimentation animale et à la chirurgie. Les procédures sont optimisées de façon à limiter au maximum la souffrance des animaux (anesthésie, analgésie, suivi attentif des animaux tout au long des différentes procédures). Lors de chirurgies, les animaux sont placés sur tapis chauffant, et du gel diet et de l’hydrogel sont placés dans les cages après les chirurgies pour faciliter l’alimentation et l’hydratation des animaux. Si les animaux sont transportés dans l’EU 2/2, il le seront en respectant la charte de transport. Le transport est assuré seulement par les personnes formées à l’expérimentation animale. Les cages sont transportées dans des sacs isothermes (2 cages maximum par sac) de façon à limiter au maximum le stress lié aux variations de température ou aux bruits excessifs. Le trajet du transport se fait selon un plan défini selon la pièce de destination à l’EU2/2. La durée du transport peut varier entre 5 et 8 minutes selon la pièce de destination.

Choix des espèces

L’espèce choisie permet d’utiliser le moins d’animaux possible pour atteindre les objectifs du projet. De plus, la littérature indique qu’elle est celle qui fournit les résultats les plus satisfaisants et qu’elle est la moins susceptible de ressentir de la douleur, de la souffrance, de l'angoisse ou de subir des dommages durables dans les conditions de la procédure expérimentale. Nous utilisons la souris car elle est à l’origine d’un grand nombre de données dans la littérature et qu’il existe un nombre important de modèles de souris mutantes et transgéniques ciblant des protéines d’intérêt dans la régulation de la fonction rénale. Nous utiliserons des souris adultes âgées de 8 à 10 semaines au début de l'expérience, à ces âges les reins sont pleinement développés, ce qui permet de modéliser au mieux les conditions cliniques adultes.

Des souris gestantes subissent une chirurgie abdominale d'environ une heure pour que des cellules humaines soient greffées à leurs embryons, et d'autres souris reçoivent ces cellules à la naissance, dans chaque hémisphère du cerveau, ou adultes, par une injection dans le cerveau d'une heure sous anesthésie. 1 010 souris, dont des souris immunodéficientes, vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour étudier les mécanismes de la maladie d'Alzheimer. Le porteur affirme que ces processus ne peuvent être étudiés que sur des animaux non-humains vivants "présentant des niveaux de développement cognitif et de capacités mnésiques suffisants et démontrés", alors qu'aucun test de mémoire ou de comportement ne figure parmi les procédures et que les analyses sont prévues "exclusivement ex-vivo". Toutes sont tuées à la fin de chaque procédure, et le cerveau de certaines, opérées puis cicatrisées, est prélevé pour apprendre à réaliser des coupes de tissu.

Objectifs

Le projet à caractère scientifique a pour objectif de décrypter les mécanismes conduisant aux pathologies neurodégénératives, comme la maladie d’Alzheimer (MA), et impliquant certains récepteurs cellulaires. Le rôle important de ces récepteurs dans la mémoire et les processus cognitifs, progressivement altérés lors de l’évolution de la MA est démontré. L’avantage d’un modèle de greffe de cellules humaines ou selon l’appellation de « souris humanisée » est de fournir un contexte permettant de mieux appréhender les mécanismes de la dégénérescence neuronale évolutive, à des phases bien plus précoces que celles utilisées pour le diagnostic de la maladie, c’est-à-dire ceux de l’apparition des premiers symptômes chez les patients. Les nouvelles approches d’analyses sur cellule unique permettront de mieux caractériser et comparer les mécanismes moléculaires impliqués dans les formes familiale et sporadique de la MA, qui à ce jour sont suspectés différents mais encore non clairement identifiés dans les deux cas.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus du projet sont une meilleure compréhension des mécanismes moléculaires et cellulaires impliqués dans la pathogénèse des deux formes sporadique et familiale de la maladie d’Alzheimer (MA). A court terme, le projet devrait permettre de démontrer le potentiel des méthodes in-vivo utilisées pour décrypter ces mécanismes. Enfin, un transfert des compétences acquises et extension de l’étude sur cellules issues de patients devraient aussi permettre d’autres avancées. A plus long terme, le projet devrait pouvoir s’orienter vers l’identifier de nouvelles pistes thérapeutiques pour la MA et offrir la possibilité de collaborer avec des start-ups déjà identifiées pour tester des molécules candidates pour traiter la MA.

Procédures

-Injections sur l’ensemble des animaux des 4 procédures (temps d’injection / animal : 15 secondes). -Chirurgie abdominale chez la souris gestante. Chaque chirurgie dure environ 60 min, en excluant les temps de préparation de l’animal et les temps post-opératoires. -Greffe de cellules chez l’embryon de souris au dernier tiers de gestation : injection 30 secondes au total. -Greffe de cellules chez la souris nouveau-né au dernier tiers de gestation : injection 45 secondes au total par hémisphère. -Greffe de cellules et/ ou de vecteur chez la souris adulte par injection dans le cerveau : injection 60 min /souris.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables chez les souris nouveau-nés comprennent le stress d’une courte séparation de leur mère (et réciproquement pour la mère par rapport à la portée), et une douleur modérée à l’injection difficile à évaluer à ce stade néonatal, mais bien anticipée par des antalgiques. Pour les souris adultes subissant une chirurgie pour injection stéréotaxique sous anesthésie, les effets indésirables sont une douleur post-opératoire modérée contrôlée et gérée par des antalgiques. Pour les souris devant subir une chirurgie abdominale, les nuisances sont une douleur modérée post-opératoire du fait de la chirurgie abdominale contrôlée, anticipée et contrôlée par des antalgiques.

Devenir

Tous les animaux intégrés dans l’étude seront mis à mort à la fin de chaque procédure du fait des analyses prévues exclusivement ex-vivo. Ils ne peuvent être ni réutilisés, ni replacés, ni adoptés. Certains animaux ayant subi une chirururgie et totalement cicatrisés peuvent être utilisées pour prélèvements de cerveaux (apprentissage de coupes tissulaires).

Remplacement

L’évaluation des processus associés à la maladie d’Alzheimer (MA) ne peut être réalisée autrement que sur animaux vivants, présentant des niveaux de développement cognitif et de capacités mnésiques suffisants et démontrés pour représenter un modèle d’étude pertinent. Les protocoles décrits ne peuvent s’effectuer que chez les rongeurs (rat ou souris) du fait des outils disponibles (taille des appareillages, atlas des régions cérébrales pour le repérage des structures en chirurgie), et de la manipulation plus aisée. Le modèle souris est un modèle de choix permettant de travailler sur des animaux manipulés génétiquement et est de ce fait celui retenu. Ce projet représente actuellement le seul modèle « humanisé » pour la MA permettant à terme une avancée thérapeutique ciblant les cellules humaines in-vivo et principaux acteurs en interaction constante dans l’évolution de la maladie.

Réduction

Puisqu’il s’agit d’un renouvellement de projet, les nombres d’animaux ont été optimisés par les études antérieures et sont réduits à leur minimum. Aucune étude pilote est nécessaire. Tous les protocoles d’injection sont largement maitrisés et chaque souris utilisée conduira à des résultats interprétables. Selon les résultats et leur interprétation, il est possible que la méthodologie soit à terme simplifiée sur un mode de chirurgie unique sans impact sur les objectifs scientifiques. Les analyses prévues sur cellule unique se feront selon un protocole déjà mis au point. Elles permettent d’obtenir une masse de données à partir de peu d’échantillons de tissus cérébraux. Les tissus non utilisés seront conservés à -80°C. Pour les greffes des souris dans l’utérus, les portées sont très larges, permettant de réduite à son strict minimum le nombre de souris gestantes. Le stade de greffe retenu a été optimisé lors de précédentes études, permettant une très bonne survie des nouveau-nés. Mâles et femelles seront utilisés en pourcentages les plus équivalents possibles et identifiés. Les animaux greffés seront mis à mort en fin d’expérience et non réutilisables. Le projet met en œuvre une collaboration avec un bio-informaticien possédant l’expertise des modes d’analyses transcriptomiques sur cellule unique et des tests statistiques associées. Pour les études relevant des analyses anatomiques/morphologiques, nous nous baserons sur nos études publiées selon des protocoles similaires.

Raffinement

Les chirurgies seront réalisées dans un laboratoire dédié exclusivement à la chirurgie L’élevage sera en cage individuelle par portée et des mesures seront prises pour éviter tout animal isolé au-delà d’une période de 24h. Les animaux seront placés sur dispositif chauffant pour maintenir une bonne température corporelle avant, pendant et après l’expérience et seront étroitement surveillés après chirurgie. Dans les procédures expérimentales, les souris feront l’objet d’une surveillance accrue, de soins pré- et post-opératoires, des mesures de gestion de la douleur seront entreprises pour réduire au minimum les nuisances sur le bien-être des souris. Pour les souris immunodéficientes, des conditions maximales d’asepsie seront appliquées. De façon générale et pour l’ensemble des protocoles de chirurgies sous anesthésie, nous rechercherons à minimiser la douleur par antalgiques, ajout de gel hydrique, par un réchauffement continu des animaux, et par des solutions de réhydratation maintenues à la température corporelle. Nous renforcerons également l’enrichissement des cages. Nous surveillerons l’utilisation des cotons, et l’état de la nidification le cas échéant sous les dômes en carton. Durant les chirurgies, nous assurerons l’absence d’autres manipulations d’animaux dans la pièce de chirurgie et la préparation de tout le matériel sera réalisée en amont pour réduire les temps de manipulation. Deux expérimentateurs seront présents pour réduire les temps d’action. Tous les points limites seront contrôlés pour chaque procédure et anticipés par traitements analgésiques injectables. En absence d’effet, l’animal est mis à mort.

Choix des espèces

L’évaluation du rôle du système nicotinique et d’un récepteur particulier chez l’homme dans les processus associés à la maladie d’Alzheimer ne peut être réalisée autrement que sur animaux vivants, présentant des niveaux de développement cognitif et de capacités mnésiques suffisants pour représenter un modèle d’étude pertinent. Les protocoles décrits ne peuvent s’effectuer que chez les rongeurs (rat ou souris) du fait des outils disponibles (taille des appareillages), et de la manipulation plus aisée. La souris représente un des meilleurs modèles, jusqu’à présent, sur lesquels on peut étudier les comportements liés à la psychiatrie, dont l’élevage et le maintien en bonnes conditions reste pratique à réaliser en laboratoire, et dont on sait également analyser et manipuler le génome (pour étudier notamment le rôle des sous-unités nicotiniques dans le cadre de ce projet). Les animaux seront utilisés à trois stades de développement distincts : embryonnaire, néonatal et adulte. Pour la gestation, des femelles de 8-10 semaines seront utilisées. Les souris greffées seront sevrées à 4 semaines après naissance, en séparant mâles et femelles. Tous les animaux sevrés et injectés avec des vecteurs, seront utilisés à partir de 8 semaines et testés en groupe d’âge et protocoles indépendants jusqu’à 9 mois (3, 4, 5, 7 et 9 mois). Une condition de greffe de cellules sans vecteur sera initiés dès 1 mois. Le projet vise à étudier le développement de cellules humaines dans un contexte in-vivo, se rapprochant de conditions physiologiques et pathophysiologiques et mimant au mieux ce qui se passe dans la pathogénèse de la maladie d’Alzheimer chez les patients avant l’apparition des signes cliniques et également avant celle des premiers évènements cellulaires. Mieux comprendre les interactions entre les cellules greffées et celles de l’hôte présentant des stades de maturation différents, représente également un enjeu important pour le futur et les approches de médecine régénérative à venir.

700 souris vont être utilisées sur cinq ans, chacune opérée une heure à une heure trente pour recevoir un implant optique fixé sur le crâne, puis observée sous microscope jusqu'à dix fois pendant une à deux heures. Le niveau de souffrance déclaré est modéré et toutes sont tuées, le cerveau prélevé. Une partie d'entre elles est maintenue éveillée sur un tapis roulant pendant ces séances, et le porteur signale après l'opération une douleur, une perte de poids, un risque d'inflammation et la perte possible de la barre de tête. Les retombées médicales annoncées, un meilleur ciblage des thérapies géniques en cas de maladie visuelle, restent une perspective, l'objet immédiat étant de mettre au point de nouveaux microscopes.

Objectifs

Ce projet vise à mettre au point des nouvelles technologies d’optique permettant simultanément de contrôler l’activité des neurones avec des protéines sensibles à la lumière et de les imager dans des régions du cerveau en profondeur en utilisant des sondes fluorescentes spécifiques pour détecter l’activité des neurones. Nous concevons et construisons de nouveaux microscopes combinant imagerie et activation des neurones du cerveau avec la lumière en combinaison avec des fibres optiques et des microlentilles. Ces outils constituent des techniques sans précédent pour l’étude du cerveau, permettant de contrôler l’activation de cellules choisies dans des circuits neuronaux, selon des schémas mimant des processus physiologiques. Le projet nous permettra d’obtenir la cartographie des connexions interhémisphériques des circuits visuels en profondeur dans le cerveau et de pouvoir démontrer le lien entre circuits neuronaux impliqués dans la vision ainsi que dans les comportements moteurs et sensoriels.

Bénéfices attendus

Cette étude nous permettra de développer de nouvelles techniques d’optiques pour la manipulation des neurones avec la lumière et l’imagerie en simultanée à travers de microlentilles. Les circuits neuronaux moteurs et visuels en profondeur pourront être étudiés avec ces nouvelles techniques, plus précises par rapport aux méthodes actuellement utilisées. Cette étude nous permettra aussi de comprendre la structure et l’intégration de circuits et connexions interhémisphériques responsable de la perception, navigation et de la vision, afin de cibler au mieux les thérapies géniques en cas de pathologie (par exemple visuelle).

Procédures

Tous les animaux subiront une chirurgie sous anesthésie et sous analgésie consistant à injecter des molécules d'intérêt et à poser un système optique pour étudier l'activité neuronale. (durée de la chirurgie : 1h-1h30). Une partie des animaux observés en microscopie sera éveillée, les animaux seront observés sous un microscope et sur un tapis roulant (durée : 1-2h, maximum 10 fois). Une partie des animaux observés au microscope sera injectée sous anesthésie avec un fluorophore. Une partie des animaux observés en microscopie sera libre de bouger (durée : 1-2h, maximum 10 fois). Ces animaux subiront une anesthésie pour la mise en place du support de la fibre (5 minutes).

Impact sur les animaux

Nous nous attendons à ce que certaines chirurgies, comme les implants permanents, puissent causer de la douleur, du stress ou une perte de poids temporaire (1 à 3 jours après l’opération). Un risque de stress cardio-respiratoire est aussi présent lors de l’anesthésie. Les enregistrements sous le microscope pourront causer un léger stress des animaux. Des rares effets pourront se produire pendant les chirurgies : mauvaise réaction à l’anesthésie ou saignements. Des rares effets pourront se produire après les chirurgies : perte de la barre de tête en post-opératoire ou inflammation. La contention légère de l'animal pour les injections et pour les expériences d’imagerie peut entrainer un léger stress des animaux.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés par une méthode règlementaire à la fin du projet. Les cerveaux seront prélevés afin d'obtenir des données anatomiques supplémentaires pour répondre aux objectifs scientifiques du projet.

Remplacement

Une partie des expériences avec les nouvelles protéines sensibles à la lumière et les indicateurs d’activité neuronale seront faites d’abord dans des modèles cellulaires in vitro, pour identifier les plus efficaces avec les systèmes optiques développés. Des simulations par ordinateur, préalables aux expériences, sont utilisées pour obtenir les paramètres optimaux d’illumination des tissus (température, modèles pour l’activation des protéines sensibles à la lumière…). À l’heure actuelle, ce modèle ne peut pas être entièrement remplacé par une approche alternative in vitro car les circuits neuronaux activés par la stimulation sensorielle et motrice ne sont pas observables in vitro. L’utilisation de l’animal est donc scientifiquement indispensable à notre étude.

Réduction

Dans cette étude, le nombre total d'animaux impliqués a été rigoureusement déterminé afin de répondre aux objectifs expérimentaux. La taille des effectifs a été établie en se basant sur un calcul de puissance statistique, garantissant ainsi que l'échantillon est suffisamment représentatif pour détecter un effet significatif avec des tests statistiques tout en minimisant l'utilisation d'animaux conformément aux principes éthiques. Au total, et sur 5 ans, nous utiliserons 700 animaux.

Raffinement

Dans cette expérience, les animaux seront logés par groupes de 5 dans des cages spécialement ventilées pour garantir une bonne circulation de l'air. Ils seront examinés chaque jour par des scientifiques et des professionnels qualifiés, et bénéficieront de conditions de vie optimales : ils auront un environnement enrichi pour jouer et se dépenser, ainsi que de la nourriture et de l'eau en continu. Pour les animaux en cours d’expérimentation, un marquage spécial sera utilisé afin de les surveiller de près. Chaque test est encadré par des règles spécifiques visant à s’assurer du bien-être des animaux, et des critères clairs ont été définis pour interrompre l'expérience si nécessaire. À chaque étape, les conditions sont adaptées pour minimiser le stress des animaux. Par exemple, après une intervention chirurgicale, un gel nutritif sera mis à disposition si un animal perd du poids. Selon les procédures, des traitements d’analgésie et anesthésie seront mis en place. Afin de détecter le moindre signe de souffrance le plus tôt possible, une grille d’évaluation sera utilisée, ce qui permettra de prendre des mesures rapides et, si nécessaire, de pratiquer une euthanasie dans les cas où la douleur ne peut être contrôlée. Enfin, avant certaines observations spécifiques (comme l’observation au microscope), les animaux seront progressivement habitués à cet environnement pour réduire leur stress et faciliter le déroulement des expériences.

Choix des espèces

Notre modèle animal est la souris adulte car ce modèle, très utilisé par les laboratoires de recherche, permet d’étudier le fonctionnement de circuits neuronaux complexes dans des conditions physiologiques proches de l’Homme. La taille du cerveau de souris est aussi idéale pour les études sous microscope avec haute précision. Le modèle souris permet aussi de disposer d’animaux ayant des particularités génétiques pertinentes pour notre étude. Nous utiliserons des souris âgées entre 7 semaines et 1 an avec circuits neuronaux matures.

Jusqu'à vingt et une injections, dix-huit séances de radiothérapie sous anesthésie et douze gavages pour un seul animal : 2 500 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Un des modèles de cancer du sein employés provoque des métastases pulmonaires à partir de trente jours, avec une détresse respiratoire et la mort de l'animal. Le porteur affirme que les séances de radiothérapie n'entraînent aucune douleur et se dispense donc d'antidouleur, et qu'aucune toxicité n'est attendue aux doses employées. Le recours à des souris génétiquement homogènes est présenté comme permettant de travailler avec un nombre d'animaux "relativement réduit", ici 2 500.

Objectifs

L’objectif de ce projet est de développer des combinaisons de Radiothérapie (RT) avec des médicaments anticancéreux. Ces projets nécessitent d’optimiser les schémas d’association et les fractionnements (dose et nombre de séances de RT) afin de pouvoir développer des essais cliniques avec les schémas d’associations les plus efficaces. Notre équipe possède un appareil de RT guidée par l’image et dédié au petit animal, permettant de délivrer des traitements par RT similaires à ceux délivrés pour les patients. Ce projet a été évalué et validé par le comité scientifique de notre établissement.

Bénéfices attendus

En cancérologie, les enjeux actuels sont d’améliorer l’efficacité des traitements en optimisant des combinaisons innovantes, à la fois par l’évaluation de nouvelles combinaisons à bases de RT mais aussi l’optimisation des schémas de combinaisons (médicaments administrés avant, durant ou après la RT, et optimiser les doses et fractionnement de la RT…). Les études que nous mènerons dans le cadre de ce projet nous permettront de sélectionner les combinaisons les plus prometteuses en termes d’efficacité (évaluée par la croissance des tumeurs) sans induire de toxicités. Celles-ci pourront être sélectionnées pour le développement d’essais cliniques.

Procédures

- Injections: Une seule injection de cellules tumorales durant 5 secondes avec anesthésie des animaux sera nécessaire. Les médicaments anticancéreux seront aussi administrés par injection (3 injections/semaine pendant 1 mois soit 12 injections maximum) durant 5 secondes sur des animaux non anesthésiés ou vigiles suivant le site d'injection. Il y aura également 4 séances d'imagerie maximum par IRM et bioluminescence pour une durée entre 5 et 45 minutes qui nécessitera l'anesthésie des animaux et une injection (durant 5 secondes) par séance soit 8 injections maximum. Chaque animal pourra donc recevoir jusqu'à 21 injections maximum durant une procédure. - Gavage: admnistration durant 30 secondes de médicaments anti-cancéreux par voie orale sur des animaux non anesthésiés (3 gavages/semaine pendant 1 mois soit 12 gavages maximum) - Radiothérapie: Les animaux seront traités sous anesthésie gazeuse. Les séances de radiothérapie (jusqu’à 18 au maximum) pourront durer entre 1 minute et 5 minutes selon la technique utilisée et la dose délivrée. - Des prélèvements de sang durant 30 secondes et au nombre de 4 maximum réparties sur 3 semaines pourront être réalisés sous anesthésie gazeuse.

Impact sur les animaux

La pousse de la tumeur peut engendrer une douleur de faible intensité, des faibles pertes de poids et une légère gêne à la locomotion due à l’encombrement que la tumeur peut créer. Les séances de RT et les molécules thérapeutiques évaluées n’engendrent pas de nuisances aux animaux aux doses testées et à la durée des traitements réalisés. Les injections des médicaments seront réalisées à l’aide d’aiguille induisant une douleur légère de très courte durée. Un des modèles de cancer du sein testé peut entraîner le développement de métastases pulmonaires à partir de 30 jours après l’injection dans la glande mammaire des cellules tumorales pouvant provoquer une détresse respiratoire et donc entraîner une perte de poids et la mort de l’animal.

Devenir

Etant donné que les animaux auront reçu un traitement et une injection de cellules cancéreuses, ils ne pourront être utilisés pour une autre étude. Ainsi, tous les animaux seront mis à mort à l'issue de la procédure.

Remplacement

L’étude de l’efficacité des médicaments ou des nanoparticules, combinés à la RT, ne peut se passer d’un organisme entier avec ses fonctions physiologiques (distribution, métabolisme, système immunitaire…) et donc d’étude sur animaux. De plus, l’étude de combinaisons avec des immunothérapies, nécessite de travailler sur des animaux avec un système immunitaire fonctionnel. Enfin, il est largement décrit dans la littérature que l’effet de la RT dépend du niveau d’oxygénation (hétérogène uniquement en clinique et sur le modèle animal) et du microenvironnement tumoral (composé de différents types de cellules). Le REMPLACEMENT des animaux est donc impossible pour ces études.

Réduction

Pour l’évaluation de l’efficacité d’une combinaison, il sera nécessaire de traiter 4 groupes d’animaux : 1) Contrôle ; 2) Molécule évaluée seule (chimiothérapie, thérapie ciblée, immunothérapie, nanoparticule…); 3) RT seule; 4) Combinaison molécule + RT. Nous prévoyons d’évaluer ces efficacités avec 10 souris par groupe. Ces effectifs tiennent compte de notre expérience sur la variabilité observée et permettent de pouvoir conclure à une potentielle supériorité des combinaisons en utilisant des tests statistiques adaptés.

Raffinement

Tout au long du déroulement des expériences, l’état des souris sera observé quotidiennement. Les injections des cellules cancéreuses sont réalisées sous anesthésie gazeuse, afin de réduire le stress et la souffrance de l’animal. Les tumeurs seront mesurées 2 fois par semaine afin de suivre leur évolution. Les séances de radiothérapie seront réalisées sous anesthésie afin de maintenir les animaux immobiles et de réduire leur niveau de stress. Les animaux seront réveillés sous lampe chauffante pour éviter toute hypothermie puis replacés dans leur cage après chaque séance de RT d’une durée maximale de 5 minutes. La température moyenne dans la cabine d’irradiation est d’environ 25°c. Les séances de RT n’entrainent pas de douleur chez l’animal, elles ne nécessiteront donc pas l’emploi d’anti douleur. Aucune toxicité n’est attendue suite à la RT délivrée et les doses utilisées des médicaments associés seront celles utilisées usuellement en préclinique, commue pour ne pas induire de toxicité. Les expérimentateurs sont formés pour reconnaître tout signe de souffrance. Le groupe s’occupant du bien-être animal de notre établissement a mis en place une grille détaillée de suivi des animaux et identification des signes de douleur / souffrance permettant d’identifier au plus tôt les signes et de les prendre en charge. Si besoin, les animaux recevront de l’alimentation gélifiée (pour limiter la déshydrations et/ou perte de poids. Un placement sous lampe chauffante sera mis en place en cas de diminution de la température corporelle des animaux.

Choix des espèces

Le modèle de souris est parfaitement approprié car les expérimentations sur cellules ne permettent pas de reproduire la complexité d’un organisme complet, notamment dans les études impliquant l’activation du système immunitaire. La formation de tumeurs dans des souris de même type permet de travailler avec un nombre d’animaux relativement réduit et de traiter l’ensemble du groupe au même moment. Les animaux seront utilisés à un âge minimum de 8 semaines de manière à avoir un système immunitaire fonctionnel et un poids corporel d’au moins 18-20 g afin d’avoir une efficacité homogène des médicaments.

Jusqu'à vingt prélèvements sanguins, douze injections sous-cutanées, quinze injections intramusculaires et dix injections intraveineuses par animal, puis une exsanguination par ponction cardiaque sous anesthésie : 300 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. L'immunisation dure de 90 à 365 jours et sert à fabriquer des anticorps monoclonaux et polyclonaux. Le porteur ramène les nuisances à un "léger stress" de préhension et à une boule inflammatoire de moins de quatre millimètres dans moins de la moitié des cas. Le nombre d'animaux, écrit-il, dépend de la quantité d'anticorps demandée par le client.

Objectifs

L’objectif de ce projet est de générer des anticorps à partir de souris L’immunisation des souris est réalisé par voie sous-cutanée, intra-veineuse ou par intra-musculaire sur une période de 90 à 365 jours. Cette immunisation va nous permettre de générer des anticorps spécifiques de l’antigène d’intérêt. Ces nouveaux anticorps ainsi produit sont des outils essentiels pour le monde de la recherche et développement. Les résultats obtenus grâce aux anticorps générés que nous avons générés ont participé à l’avancée des connaissances scientifiques à travers plusieurs centaines de publications de nos partenaires.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus sont la création de nouveaux anticorps monoclonaux et polyclonaux. Les anticorps jouent un rôle crucial dans la recherche scientifique et les applications thérapeutiques. Recherche Scientifique 1- Détection des protéines : Les anticorps permettent d’identifier et de mesurer certaines protéines dans des échantillons biologiques. 2- Analyse des cellules : Grâce à un marquage, les anticorps aident à reconnaître et à trier différents types de cellules. 3- Observation au microscope : Ils sont utilisés pour repérer des structures cellulaires. 4- Purification des protéines : Les anticorps permettent d’isoler des protéines d’intérêt à partir d’un mélange complexe. Applications Thérapeutiques 1- Traitements avec des anticorps monoclonaux : Utilisés contre le cancer, les maladies auto-immunes et certaines infections. 2- Thérapies ciblées : Les anticorps peuvent transporter des médicaments directement vers les cellules malades. 3- Neutralisation des microbes : Ils peuvent bloquer l’action de virus ou de toxines bactériennes pour protéger l’organisme. 4- Stimulation du système immunitaire : Les anticorps peuvent renforcer ou réguler la défense immunitaire pour traiter certaines maladies, notamment le cancer. 5- Outils de diagnostic : Présents dans de nombreux tests médicaux, ils permettent la détection de différentes maladies. 1. . Les anticorps sont des outils puissants en recherche et en thérapeutique en raison de leur spécificité et de leur capacité à se lier à des cibles moléculaires précises. Leur utilisation continue de se développer, ouvrant la voie à de nouvelles approches pour la recherche fondamentale et pour le traitement de maladies.

Procédures

- Prélèvements sanguins sur animaux anesthésiés, environ 5 min, maximum 20 prélèvements. - Injection en sous-cutané sur animaux anesthésiés, environ 1 minutes, maximum 12 injections. - Injection en intra-musculaire sur animaux anesthésiés, environ 1 minutes, maximum 15 injections. - Injection intra-veineuse sur animaux anesthésiés, environ 20 seconde, maximum 10 injections. - Exsanguination en intracardiaque sous anesthésie, sans réveil.

Impact sur les animaux

Il existe plusieurs effet indésirable pouvant toucher les souris au cours de ces programmes de recherche : La préhension de l’animal lors des prélèvements et des injections pouvant lui entrainer un léger stress. Les injections sous-cutanées peuvent entrainer l’apparition d’une petite boule inflammatoire dont le diamètre ne dépasse pas 4 mm au maximum dans moins de 50% des cas l’apparition Pour les injections intra-musculaires, une très légère douleur pourrait avoir lieu lors de l’injection avec un adjuvant, une analgésie sera mise en place dans ce cas (buprénorphine dose 0,05 mg/kg)

Devenir

Les animaux seront mis à mort en fin de projet afin d’obtenir le maximum de sérum et de pouvoir prélever des organes.

Remplacement

À ce jour, il n'est pas envisageable de remplacer le modèle in vivo chez la souris pour la génération des anticorps. En effet, la réponse immunitaire est un phénomène complexe qui implique la coopération de multiples types cellulaires, pour lequel il n'existe pas d'équivalent in vitro. Bien que des méthodes alternatives émergent, émergent, elles ne permettent pas d'obtenir des anticorps de qualité équivalente. Ces technologies de développement d'anticorps in vitro ne sont pas encore matures. Elles nécessitent un équipement spécifique et des réactifs adaptés, et les chances de succès sont limitées, comme le démontre le faible nombre d'anticorps cliniques généré par ces approches alternatives.

Réduction

Le nombre de souris utilisées pour chaque expérimentation est réduit au minimum. Le nombre d’animaux à utiliser est l dépend de la quantité d'anticorps demandé par le client Pour les anticorps polyclonaux, la purification des anticorps requiert une quantité conséquente de sérum, c'est pourquoi nous utilisons généralement 4 souris par immunogène. Pour les anticorps monoclonaux, nous immunisons entre 3 et 6 souris par immunogène. La réponse immunitaire variant d'une souris à l'autre et selon la nature des immunogènes, plusieurs souris sont nécessaires pour générer des anticorps monoclonaux de qualité.

Raffinement

Les souris sont logées dans des cages standard, avec un maximum de 10 animaux par cage et un minimum de 2. Elles bénéficient d'un enrichissement sous forme de tunnels pour améliorer leur environnement. Les animaux sont habitués au personnel pour réduire le stress. Le personnel est formé et sensibilisé à une manipulation douce des souris pour limiter le stress au maximum. De plus, ils sont anesthésiés à l'isoflurane lors de chaque intervention pour minimiser la douleur et le stress.

Choix des espèces

La souris montre une très bonne réponse immunitaire basée sur les anticorps. De plus de nombreux outils existent déjà pour l’utilisation des anticorps générés dans la recherche et le diagnostic. Nous utilisons des jeunes adultes (environ 7-8 semaines) car c'est à cet âge que la réponse immunitaire est optimale.

Les souris de ce projet sont porteuses de mutations qui détruisent progressivement leur rétine et les rendent aveugles. 80 d'entre elles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue. Chacune reçoit, entre neuf et quinze jours de vie, une injection sous la rétine de chaque œil, cinq minutes par œil, avec un risque de décollement de rétine et de cataracte, puis passe un électrorétinogramme de quinze minutes. Le porteur évalue ainsi une thérapie génique, et les organes sont collectés après la mort pour analyses histologiques et moléculaires.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’évaluer l’efficacité d’une thérapie génique dans le traitement de la dégénérescence de la rétine dans deux modèles de souris génétiquement modifiés

Bénéfices attendus

Les résultats de ce projet permettront de tester l’efficacité d’une thérapie génique pour traiter la dégénérescence de la rétine liée à des mutations génétiques bien précises.

Procédures

- Contention et anesthésie (injection intrapéritonéale): 5 secondes, 2 fois/animal. - Injection intraoculaire sous-rétinienne : œil droit+œil gauche, 5 minutes/oeil, 1 fois/animal - Electrorétinogramme (ERG) : 15 minutes, 1 fois/animal

Impact sur les animaux

Cécité Contention : peut causer un stress léger de courte durée. Injection intraoculaire sous-rétinienne : risque de décollement rétinien et de cataracte transitoire Injection intra-péritonéale de l’anesthésie : douleur légère

Devenir

A l’issue de la procédure, tous les animaux sont mis à mort et les organes seront collectés en post-mortem pour analyses histologiques et moléculaires.

Remplacement

Des recherches préliminaires in vitro ont validé le potentiel thérapeutique de la surexpression du gène d’intérêt, réduisant ainsi le recours à l’expérimentation animale. Cependant, ces travaux sont limités par la spécificité de l’expression du gène aux photorécepteurs, l’absence de protocoles pour leur culture, et la très grande complexité pour produire des organoïdes rétiniens, nécessitant l’utilisation des modèles murins développés pour ce projet thérapeutique.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisé est réduit au minimum nécessaire pour atteindre des résultats statistiquement significatifs en utilisant un test approprié pour comparer les groupes d’animaux deux à deux.

Raffinement

Les souris seront surveillées par les membres qualifiés de l'animalerie et par les responsables du projet afin de détecter tout signe de douleur ou de maladie. Tout comportement anormal sera directement communiqué à la personne en charge du projet. Afin d'assurer aux animaux les meilleures conditions d'hébergement, du coton, des maisonnettes en carton et des tunnels ainsi que des bâtonnets de bois à ronger seront ajoutés dans la cage. Les souris seront hébergées par 5 en cage ventilée. Les injections de composé sont réalisées sous anesthésie et analgésie sur une surface chauffante. Les examens ophtalmologiques seront réalisés sur une surface chauffante, sous anesthésie générale. L’application de points limites stricts et spécifiques au projet conduira à prendre en charge la douleur et la souffrance éventuelle des animaux.

Choix des espèces

La souris est l’espèce privilégiée pour ses facilités d’élevage et de reproduction ainsi que de modifications génétiques à façon permettant de modéliser les défauts génétiques identifiées chez l’homme pour en comprendre les mécanismes physiopathologiques. De plus, de nombreux outils d’analyses ont été développés et bien caractérisés dans cette espèce animale. Enfin, l’œil est un organe facilement accessible et l’organisation structurale de la rétine d’une souris est très proche de celle de l’Homme. La validation thérapeutique du composé sera initiée entre 9 et 15 jours de vie (avant le début de la dégénérescence rétinienne) et sera poursuivie jusqu’à un stade suffisamment évolué de la maladie pour différencier les souris contrôles des souris porteuses de la maladie, mais suffisamment précoce pour observer un effet thérapeutique, soit 4 semaines pour le modèle présentant une atteinte rétinienne précoce et 6 semaines pour celui présentant une atteinte rétinienne progressive.