Recherche fondamentale

480 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit une chirurgie de la tête, implantation de dispositifs ou craniotomie, puis des tests de course sur tapis et sur roue et des tests visuo-vestibulaires, la tête maintenue fixe et sous restriction hydrique pour le motiver, avant sa mise à mort pour prélever le cerveau. Le porteur indique que certaines souris subissent une atteinte vestibulaire pouvant s'accompagner de déficits auditifs, et met en avant l'analgésie. Il présente ce projet de recherche fondamentale sur l'équilibre et le regard comme ne pouvant être mené que sur animal vivant et éveillé.

Objectifs

Le système vestibulaire est responsable de la stabilisation de la posture et du regard. Dans le cas de pathologies touchant le système vestibulaire, les patients souffrent de déséquilibres et d’oscillopsies liées à une mauvaise stabilisation du corps et du regard au cours des mouvements. Se mettent alors en places des substitutions sensorielles qui visent à permettre le rétablissement de l’équilibre grâce aux informations visuelles et proprioceptives. Ces mécanismes diffèrent selon que la perte vestibulaire est congénitale ou acquise. Les patients rapportent également des perturbations différentes selon la locomotion réalisée : de manière contre-intuitive, l’instabilité est parfois moindre lors de locomotions plus dynamiques. Il a été récemment démontré chez le xénope et la souris l’existence lors de la locomotion d’un signal nerveux provenant de la moelle épinière (copie efférente spinale), générée par des neurones spinaux générateurs de rythme, qui participe au contrôle du regard. Le but de ce projet est de caractériser comment ce signal interagit avec les réflexes responsables du contrôle du regard qui dépendent des entrées vestibulaires et visuelles : les réflexes vestibulo-oculaires et optocinétiques. Nous évaluerons également dans quelle mesure ce signal participe à la substitution sensorielle lors de pertes vestibulaires plus ou moins marquées. À l'aide de techniques comportementales, pharmacologiques et électrophysiologiques, l’influence des paramètres locomoteurs sur l’intégration des signaux visuels, vestibulaires et spinaux sera étudiée, en particulier au niveau des neurones vestibulaires centraux. Ce projet utilisera un maximum de 480 souris.

Bénéfices attendus

Le projet constitue un projet de recherche fondamental qui vise à une meilleure compréhension des signaux sensoriels et nerveux qui permettent le sens de l’équilibre et de l’orientation, par l’étude d’une voie nerveuse non encore décrite, potentiellement importante lors de situation pathologiques conduisant à des substitutions sensorielles. Bien que conduit chez l’animal, les retombées sociétales du projet concernent la recherche translationnelle chez l’homme et notamment la question de la réhabilitation motrice chez des patients atteints de pertes des fonctions sensorielles et de fonctions locomotrices.

Procédures

-Les animaux seront tous soumis à une chirurgie unique permettant l'implantation de dispositifs sur la tête d'une durée comprise entre 20 minutes, ou d'une craniotomie d'une durée de 60 minutes. -Certains animaux seront utilisés lors de tests comportementaux de type course sur tapis motorisé (durée 45min), à raison de 3 tests par semaine pendant 2 semaines. D'autres seront utilisés pendant des tests comportementaux de type course sur roue non motorisée (durée 30min) pendant 2 seaines et des tests sensorimoteurs visuo-vestibulaires (durée 45min) pendant 2 semaines. -Une partie des animaux recevra une injection unique (durée

Impact sur les animaux

Des chirurgies potentiellement douloureuses nécessaires au projet sont réalisées ; afin de minimiser le stress et la douleur, des traitements analgésiques et antalgiques adaptés sont mis en place. Le protocole d’apprentissage de la tâche de locomotion sur roue nécessite une restriction hydrique afin de motiver les souris à la course. Une fois la tâche acquise, son maintien pourra être le cas échéant effectué à l’aide de récompense (eau sucrée) permettant de lever la restriction. Lors de ces apprentissages et lors des tests, les souris sont maintenues tête fixe pendant le temps expérimental qui n’excède jamais 60min. Les souris déficientes vestibulaires peuvent présenter des déficits auditifs associés.

Devenir

L'ensemble des animaux seront euthanasiées à la fin des procédures. Les cerveaux feront l'objet de prélèvements post-mortem et seront utilisés pour préciser la neuroanatomie des voies spino-oculaires étudiées ainsi que la localisation des neurones enregistrés au cours du projet.

Remplacement

L’intégration des signaux sensorimoteurs issus de l’oreille interne et de la moelle implique de nombreuses régions du cerveau et différents réseaux de neurones. Afin de comprendre les interactions entre systèmes, il est nécessaire de travailler sur un animal vivant et éveillé. Il s’agit d’un projet de Neurophysiologie intégrative qui ne peut être conduit que sur animal vivant.

Réduction

Des tests statistiques seront effectués en cours de protocole afin de réduire le nombre nécessaire d’animaux au minimum nécessaire pour atteindre des différences significatives entre les différents groupes testés. Le nombre de souris estimé l’a été en considérant que 20% des souris pourraient échouer à atteindre la vitesse minimale de 25cm/s lors de la tâche comportementale. Le nombre de souris pourra être diminué si cette estimation est supérieure à la réalité. L'électrophysiologie ne sera effectuée que sur souris contrôles et sur 1 unique groupe de souris, déterminé en fonction des résultats obtenus. Cette approche séquentielle permet de réduire de 120 le nombre de souris demandées.

Raffinement

Les souris sont maintenues par groupes de 4. Les cages sont enrichies avec des roues et rouleaux. Les animaux sont suivis individuellement, leur poids est controlé régulièrement pendant les phases de tests. Des traitements antalgiques et anesthésiques adaptés sont utilisés. Des points limites adaptés sont définis afin le cas échéant d’adapter les soins ou de mettre fin à l’expérimentation.

Choix des espèces

La souris constitue un modèle reconnu pour les expériences de neurophysiologie intégrative visant à mieux comprendre le fonctionnemnt du cerveau des mammifères. Les animaux seront utilisés à l’âge où les réflexes sensorimoteurs étudiés sont matures, soit à partir de 6 semaines et jusqu’à 12 semaines (3 mois) pour les plus âgées.

298 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit une chirurgie de pose d'une broche puis une découpe du fémur pour simuler une fracture, suivie de radiographies répétées sous anesthésie et d'injections sous-cutanées quotidiennes, avant sa mise à mort pour prélever les os. Le porteur reconnaît que la fracture provoquée est douloureuse à court terme et met en avant l'analgésie mise en place. Il justifie le rat par l'absence de modèle in vitro reproduisant une fracture et par la possibilité d'y poser des broches de chirurgie humaine.

Objectifs

La réparation des fractures a fait l’objet d’études antérieures et certaines molécules ont été développées et approuvées pour traiter les complications osseuses associées aux fractures (retard de consolidation, non consolidation, etc…). Cependant, l’utilisation de ces molécules est associée à de fortes contraintes ou effets secondaires indésirables (implantation locale via un dispositif médical nécessitant une chirurgie correctrice, augmentation localisée de la résorption osseuse, formation osseuse anarchique et anormale et quelques fois un œdème) avec en plus un fort coût économique qui ne semble pas justifié par rapport aux bénéfices apportés aux patients. Aujourd’hui, il n’y a pas de molécule, administrable par injection, permettant de faciliter la réparation des fractures et de réduire le risque de complications et de chirurgies correctrices. La consolidation des fractures osseuses nécessite une activation contrôlée des voies de la formation osseuse. La différentiation des cellules impliquées dans la réparation osseuse est conditionnée par la qualité du matériau osseux sur lequel ces cellules reposent et un changement de dureté/raideur du matériau osseux est suffisant pour activer le programme de différentiation de ces cellules. Cependant, aujourd’hui, aucune donnée sur la qualité du matériau osseux au site de fracture ou adjacent au site de fracture n’est disponible. Récemment, de nouvelles molécules ont été développés et leurs mécanismes d’action suggèrent une augmentation de la résistance osseuse dans les semaines qui suivent l’initiation du traitement. In vitro, ces composés stimulent la formation osseuse et augmente la qualité du matériau osseux déposé, résultant in fine en une meilleure résistance osseuse. Ces composés sont administrables par voie sous-cutanée et l’hypothèse de travail est qu’ils pourraient améliorer la réparation et consolidation des fractures osseuses réduisant ainsi les complications associées. Les objectifs de ce projet sont : (1) de générer un modèle animal de fracture fémorale afin d’évaluer la qualité du matériau osseux au site de fracture et juste à côté ; et (2) d’investiguer si les nouvelles molécules pourraient représenter une solution thérapeutique innovante dans la prévention des complications osseuses associées aux fractures.

Bénéfices attendus

Les principaux bénéfices de ce projet sont une meilleure compréhension de la qualité du matériau osseux afin de comprendre la contribution dans la différentiation cellulaire. Le second bénéfice est représenté par l’évaluation de nouvelles molécules qui a terme peuvent apporter un réel plus dans la prise en charge des patients avec fractures osseuses.

Procédures

Les animaux subiront une procédure chirurgicale afin de réaliser l'implantation d'une broche osseuse pour stabiliser la fracture et une découpe du fémur afin de simuler une fracture osseuse. Cette procédure sera réalisée sous anesthésie générale et une administration de médicaments anti-douleur sera réalisée avant incision de la peau. De même, un antibiotique sera administré aux animaux avant la procédure chirurgicale afin de réduire le risque d'infection. Un suivi longitudinal des animaux sera réalisé par radiographie (3 radiographies pour les temps court et 8 radiographies pour le temps long) après anesthésie gazeuse. Des traceurs fluorescents non toxiques seront injectés aux animauxpar voie sous-cutanée afin de standardiser les mesures avant mise à mort. Les nouvelles molécules seront administrées quotidiennement par voie sous-cutanée. Les injections sous cutanée seront réalisées sur animaux vigiles avec une contention adaptée.

Impact sur les animaux

La réalisation chirurgicale de la fracture osseuse et de l’ostéosynthèse pourra être perçue comme une procédure douloureuse à court terme. Cependant, il est à noter ici que la séquence utilisée, pose d’une broche pour stabiliser le fémur avant fracture, a été choisi afin de ne pas engendrer de lésions des tissus entourant le fémur et de ne pas entrainer de mouvements des fragments osseux. Ceci dans un but de réduire la douleur ressentie par les animaux. Afin de réduire la souffrance des animaux, ce geste sera réalisé sous anesthésie générale et des médicaments anti-douleur seront administrés au moment du geste (analgésie péri et post-opératoire immédiate) et maintenu sur une période de 48h. Les animaux recevront également une dose cumulative de rayons x estimé au maximum à 0.020 mSv, équivalente à 60h d’irradiation naturelle. Enfin une grille de points limites adaptés a été mise en place et sera utilisée pour évaluer l’inconfort/souffrance des animaux. Le cas échéant, une administration de médicament anti-douleur pourra être réalisée. Les administrations de traceurs fluorescents et de nouvelles molécules thérapeutiques seront réalisées par voie sous-cutanée.

Devenir

Le but de l'étude étant d'étudier le retentissement d'une fracture osseuse, avec ou sans traitement, sur la qualité de la matrice osseuse, nous devons collecter des pièces osseuses à des temps bien précis. Les animaux de l'ensemble des procédures expérimentales seront mis à mort à la fin des 4 procédures de ce projet.

Remplacement

Malheureusement, à ce jour, aucune donnée de la littérature n’est disponible et ne permet pas de développer un modèle in vitro ou in silico permettant de reproduire les conséquences moléculaires, cellulaires et tissulaires d’une fracture osseuse. Le recours à l’emploi d’un modèle de petit animal est requis pour évaluer ces questions. Le rat est un modèle animal reconnu, peu coûteux et facilement maintenu en captivité. La physiologie de réparation des fractures chez cet animal est également transposable à l’homme. De plus, la taille des os longs et notamment du fémur, rend possible l’utilisation de broches osseuses utilisées en chirurgie osseuse humaine pour la stabilisation des fractures de phalanges.

Réduction

Le modèle de fracture osseuse proposé dans ce programme (stabilisation par broche osseuse et découpe du fémur pour simuler la fracture) est maitrisé dans notre laboratoire. Les investigations osseuses sont également toutes maitrisées. Les données de la littérature permettent d’établir un échec de la procédure (non-récupération de l’anesthésie, infection osseuse, mauvaise pose de la broche osseuse, points limites) d’environ 18%. Nos études antérieures de qualité osseuse dans des modèles animaux précliniques nous ont permis de réaliser un calcul d’échantillonnage (test d’inférence statistique) afin de déterminer le nombre minimum d’animaux à inclure par groupe pour observer une différence significative de la résistance osseuse et donc in fine de la vitesse de réparation osseuse. En tenant compte de l'ensemble des paramètres, un nombre de 13 animaux par groupe devraient nous permettre d’atteindre la significativité des résultats obtenus. Des tests statistiques seront utilisés et une valeur de p

Raffinement

Les animaux seront hébergés selon les conditions d’hébergements au sein de l’établissement utilisateur, à savoir : hébergement en groupe sociaux dans des cages normalisées, dans une pièce ventilée à hygrométrie et température contrôlées. Les animaux auront à leur disposition de l’eau et de la nourriture à volonté. Un cycle automatique jour/nuit – 12h/12h sera respecté. Il sera mis à la disposition des animaux un abri et de la cellulose pour la constitution d’un nid. Des frisottis de cartons et/ou des petits morceaux de bois à ronger seront mis à disposition. La fracture (stabilisation et découpe osseuse) sera réalisée sous anesthésie générale. Des médicaments anti-douleur seront administrés avant ouverture de la peau et renouvelés pendant les premières 48h post-opératoires. Un antibiotique sera injecté avant ouverture de la peau pour réduire les risques d’infection. Une grille de points limites, adaptée au modèle, sera mise en place et comportera les items suivants : expression faciale, activité, posture, respiration, automutilation, aspect des matières fécales et déshydratation. Le cas échéant une palpation de la zone opérée pourra être effectuée afin de s’assurer que celle-ci n’est pas douloureuse et ne présente pas de signe d’infection osseuse.

Choix des espèces

Une étude préliminaire préclinique sur un modèle rongeur est un prérequis des agences de régulation du médicament pour le développement d’une thérapie osseuse. Le rat est un modèle animal reconnu, peu coûteux et facilement maintenu en captivité. La taille des pièces osseuses rend l’utilisation des dispositifs biomédicaux humains possible pour la stabilisation des fractures. La réparation des fractures chez le rat présente également des mécanismes physiopathologiques similaires à ceux observés chez l’homme. De plus, notre équipe a depuis maintenant 10 ans développés et validés des outils d’analyse de la qualité osseuse directement applicable aux modèles de rongeurs. Les animaux seront utilisés à un âge d’environ 10 semaines +/- 1 semaine. Ce stade correspond à l’entrée dans le plateau de croissance des animaux et le tissu osseux est considéré comme significativement mature à partir de cet âge. De plus, cet âge est couramment employé pour ce modèle, ce qui permettra de faire une comparaison des données obtenues avec les données de la littérature obtenus avec d’autres agents thérapeutiques.

2 040 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des injections de cellules tumorales, parfois après une irradiation du corps entier, puis des produits anticancéreux par diverses voies et des séances d'imagerie sous anesthésie, avant leur mise à mort pour prélever organes et tumeurs. Le porteur reconnaît que les tumeurs et les métastases peuvent provoquer une perte de poids traduisant une souffrance de l'animal. Il décrit un modèle de service destiné à des sponsors et conclut que la phase in vivo reste "indispensable", aucun modèle ne reproduisant selon lui un organisme greffé.

Objectifs

Ce projet comporte plusieurs objectifs : 1) Caractériser des modèles murins tumoraux en évaluant le développement de différentes lignées cellulaires tumorales injectées chez la souris en sous-cutanée, par voie intraveineuse ou en intrapéritonéale. Ces lignées cellulaires pourront être rendues bioluminescentes ou fluorescentes afin de suivre leur évolution par imagerie optique. 2) Evaluer l’efficacité et la biodistribution de différents produits anti-cancéreux (qui peuvent être fluorescents) au niveau de la tumeur ou de différents organes dans les modèles murins tumoraux déjà développés ou développés au cours de ce projet.

Bénéfices attendus

Ce projet contribuera à développer des modèles tumoraux murins qui permettront d’étudier l’efficacité et la biodistribution de produits anti-cancéreux innovants et ainsi contribuer à de nouvelles études cliniques voire à la mise sur le marché de nouveaux traitements anti-cancéreux.

Procédures

Les souris recevront une injection de cellules tumorales soit par voie sous-cutanée (sur le ou les flancs de l’animal) après une anesthésie volatile ou fixe, soit par voie intrapéritonéale ou intraveineuse sur animal vigile. Les souris vigiles pourront être irradiées par des rayons X sur le corps entier, dans les 24 heures qui précèdent l’injection des cellules tumorales humaines afin de faciliter la prise de greffe. La dose utilisée est une dose minimale pour avoir la meilleure prise tumorale sans effet délétère à long terme (dose validée en interne depuis plusieurs années). L’injection des produits anti-cancéreux se fera sur animal anesthésié pour les injections intratumorales ou péritumorales et sur animal vigile pour les injections intrapéritonéale, intraveineuse ou per os. Le ou les produits anti-cancéreux seront administrés par injection intratumorale ou en péritumoral, par voie orale, intrapéritonéale, intraveineuse (bolus ou injection lente) . Des acquisitions d’imagerie pourront être réalisées afin de suivre l’évolution de la tumeur mais également la biodistribution des produits anti-cancéreux injectés. Pour cela, les animaux seront anesthésiés. Des prélèvements sanguins pourront être réalisés au cours des études sur animal anesthésié . Dans le cas de prélèvements sanguins avec réveil, un fluide de remplacement pourra être injecté pour éviter la déshydratation. Des prélèvements sanguins terminaux, comme le prélèvement intracardiaque, pourront être réalisés mais ces actes doivent se faire sous anesthésie pour une procédure sans réveil. Des prélèvements d’organes pourront être réalisés après euthanasie des animaux pour différentes analyses. Tous les organes pourront être prélevés et pesés, ainsi que la tumeur et la carcasse.

Impact sur les animaux

Avant chaque nouvelle étude, lorsqu’un nouveau produit à tester va être utilisé, une fiche dans laquelle les caractéristiques des éléments d’essai (dont la toxicité, si le produit a déjà été injecté in vivo et les effets indésirables déjà observés tels qu’une perte de poids, des inflammations légères et locales, …) sont renseignées par le sponsor. Néanmoins, la manipulation régulière des animaux pour différents actes (administration des cellules tumorales, administration de produits anti-cancéreux, pesées, observations cliniques, prélèvements de sang, acquisitions d’imagerie) est susceptible d’induire un stress sur les animaux. Les animaux pourront présenter des réactions différentes selon les produits testés et selon les voies d’administration, pouvant entrainer l’apparition de signes cliniques (risque de déshydratation et pertes de poids liées aux éventuelles anesthésies). L’injection de cellules tumorales par voie intraveineuse ou intrapéritonéale peut induire la formation d’une tumeur et/ou potentiellement de métastases ce qui peut engendrer une perte de poids démontrant une souffrance de l’animal. L’injection par voie sous-cutanée de cellules tumorales possède un risque faible de nuisance pour l’animal puisque la tumeur sera mieux visible et régulièrement mesurée. Les injections sur animaux vigiles ou anesthésiés ainsi que les acquisitions d’imagerie sur animaux anesthésiés peuvent engendrer un stress lié à la manipulation ou lié à l’anesthésie. Les prélèvements sanguins peuvent induire un stress produit par l’anesthésie ainsi qu’un risque de déshydratation. L’irradiation ne provoque pas d’effet indésirable important. En effet, l’irradiation qui pourrait être réalisée serait faite à une dose minimale sans effet délétère à long terme.

Devenir

L’ensemble des animaux utilisés pour ce projet seront euthanasiés à la fin de chaque étude pour pouvoir réaliser des prélèvements d’organes mais aussi parce que ce sont des modèles tumoraux (animaux présentant une pathologie, ne pouvant pas être réutilisés ou adoptés).

Remplacement

Des tests in vitro sur les lignées cellulaires tumorales en culture pourront être réalisées en amont de la phase in vivo afin de valider l’efficacité des traitements anti-cancéreux sur les cellules tumorales cibles. Cependant, la phase in vivo est à ce jour indispensable car il n’existe pas de modèle de remplacement permettant de mimer de manière fiable un organisme vivant ayant été greffé avec des cellules tumorales. De plus, l’utilisation de souris greffées avec des cellules tumorales humaines ou murines est un modèle de référence pour l’évaluation de l’efficacité et de la biodistribution de traitements anti-cancéreux.

Réduction

Pour obtenir des résultats statistiquement exploitables permettant de conclure sur une réelle efficacité du traitement testé, des groupes de 6 animaux seront utilisés. Une approche statistique est prévue. Le cours à l’imagerie médicale (bioluminescence ou fluorescence) dans ce projet permet de suivre directement au cours du temps le développement des tumeurs et/ou de suivre l’évolution de produits anticancéreux dans l’organisme. Ces techniques ne nécessitent pas de mise à mort d’animaux au cours de l’étude puisque les mêmes animaux sont suivis au cours du temps. Cela a pour avantage de réduire l’impact de la variabilité individuelle mais aussi de diminuer le nombre d’animaux nécessaire par étude.

Raffinement

Une période d’acclimatation de minimum 6 jours sera respectée. Les animaux seront hébergés en groupe tout au long du projet avec des enrichissements appropriés à leur besoins. Les injections de cellules tumorales et/ou de produits anti-cancéreux, les acquisitions d’imagerie et l’euthanasie seront réalisées sous anesthésie. Tout au long du projet, l’état général de l’animal sera surveillé quotidiennement et l’évaluation de l’état clinique des animaux réalisée régulièrement. Des pesées régulières seront également réalisées afin de suivre les éventuelles pertes de poids. Des mesures de soutien nécessaires en fonction des signes cliniques observés (injection de fluides ou d’analgésiques, isolement, réchauffement, etc.) seront mise en œuvre, si possible. Tout observation clinique anormale nécessitant un examen plus spécifique et/ou régulier seront réalisés. Le vétérinaire sera consulté pour réaliser un examen clinique complet si nécessaire. De plus, si besoin, le vétérinaire pourra prescrire un traitement approprié compatible avec le projet. Une analgésie pourra être mise en place si une forme de douleur ou de souffrance est observée. L’utilisation d’un analgésique sera discutée entre le directeur d’étude, le sponsor et le vétérinaire afin de s’assurer que son utilisation (produit, délai, fréquence) soulage l’animal sans impacter l’étude en cours. Dans le cas de prélèvements sanguins avec réveil, un fluide de remplacement pourra être injecté pour éviter la déshydratation. Des points limites ont été définis. La décision de mise à mort pourra être évaluée au cas par cas, en concertation avec le responsable de l’étude en cours et/ou par le vétérinaire si besoin en cas de dégradation générale de l’animal sans atteinte des points limites pour éviter toutes souffrances supplémentaires. Dans ce projet, le recours à l’imagerie médicale (bioluminescence ou fluorescence) présente l’avantage d’être non invasive mais nécessite une anesthésie.

Choix des espèces

L’espèce souris a été choisie car c’est un modèle standard polyvalent qui est régulièrement utilisé dans les modèles d’oncologie. De plus, l’utilisation de souris greffées avec des tumeurs humaines ou murines est un modèle de référence pour l’évaluation de l’efficacité de traitement anti-cancéreux. Les animaux seront utilisés au stade de jeune adulte âgés de 5 à 9 semaines au début de l’étude. Ce stage de développement est celui habituellement utilisé pour ce type d’étude.

156 macaques, à longue queue et rhésus, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit une à deux chirurgies cérébrales par injection stéréotaxique, des prélèvements sanguins tous les quinze jours, des ponctions mensuelles de liquide céphalorachidien et des IRM répétées, avant sa mise à mort par perfusion intracardiaque pour prélever le cerveau. Le porteur affirme qu'aucun modèle in silico ni cellulaire ne permet d'étudier ces maladies et présente le primate comme "nécessaire" du fait de sa proximité avec l'humain. Les bénéfices annoncés, de nouvelles cibles thérapeutiques contre Alzheimer et Parkinson, restent formulés au conditionnel.

Objectifs

De nos jours dans le monde environ 36 millions de personnes sont atteintes de démences, dont 25 millions pour la maladie d’Alzheimer et 6 millions pour la maladie de Parkinson. En raison du vieillissement progressif de la population et de l'absence de traitement, le nombre de personnes souffrant de maladies neurodégénératives augmente considérablement et devrait croître de manière régulière dans les années à venir. Qu'elles soient génétiques ou acquises, leurs mécanismes d’initiation liés à des causes multifactorielles sont mal connus. Ainsi, il est nécessaire de créer et maîtriser des modèles le plus proche possible de la réalité pathologique. L’étude proposée ici permettra aux travers de différents modèles de primates non-humains de maladies neurodégénératives, d’étudier les mécanismes moléculaires et cellulaires responsables de l’initiation et de l’installation des différentes pathologies afin de définir des nouvelles cibles thérapeutiques.

Bénéfices attendus

Les maladies neurodégénératives sont une cause majeure d’invalidité, de dépendance, d’institutionnalisation et d’hospitalisation. Elles ont un impact très important sur la qualité de vie des personnes atteintes ainsi que sur celle de leurs proches et de leurs aidants, et touchent ainsi une part importante de la population. Les traitements actuellement disponibles sont à visée symptomatique et d’efficacité relative. Mieux comprendre les mécanismes à l’origine de ces pathologies c’est trouver les traitements de demain.

Procédures

Une chirurgie (2 heures environ), ou deux maximum espacées de 1 mois. Prélèvements sanguins de quelques minutes tous les 15 jours sur animaux vigiles en contention légère. Prélèvements de liquide céphalorachidien de l'ordre de 5 minutes une fois par mois sous anesthésie légère. IRM, avant l’injection stéréotaxique, 48 heures après et tous les 6 mois. La durée de l'IRM est de 1h30 à 2h.

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues sont celles associées à la chirurgie ou aux prélèvements biologiques. Pour la chirurgie : stress de l’anesthésie, hypothermie, douleur post opératoire possible et infection au niveau des points de sutures. Pour l’imagerie : anesthésie. Pour les prélèvements liquide céphalorachidien (LCR) et sang : stress de l’anesthésie pour le LCR et de la contention (légère et rapide) pour le sang.

Devenir

Les animaux seront mis à mort par perfusion intracardiaque aux temps expérimentaux définis. Le cerveau et éventuellement d’autres tissus seront alors prélevés puis mis à disposition pour réaliser les analyses post-mortem.

Remplacement

Ce projet recourt exclusivement à l’utilisation du PNH car il n’existe pas de modèles mathématiques ou in silico valides et réalistes permettant d’étudier les processus neurodégénératifs. Nous recherchons à travers l’utilisation des modèles animaux complexes et intégrés à mimer la pathologie humaine, impossible à trouver dans des modèles cellulaires. De ce fait, le recours à l’animal et tout particulièrement le PNH (du fait de sa proximité avec l’homme) pour étudier les mécanismes impliqués dans ces processus est une étape nécessaire à la découverte de nouvelles voies thérapeutiques.

Réduction

Nos modèles sont générés sur un plateau de haute technicité (cadre stéréotaxique, Imagerie, stabulation) nous permettant la manipulation des animaux dans les meilleures conditions (chirurgie, déplacement…) et une grande reproductibilité dans les différents modèles ce qui limite le nombre d'animaux. Les prélèvements cérébraux réalisés à chaque fin d’étude sont destinés de prime abord aux études histologiques visant à identifier des marqueurs pour déterminer de nouveaux traitements, et servent également à renforcer notre banque de tissus (cérébrothèque) afin de proposer à la communauté scientifique des tissus de PNH et ainsi réduire le nombre d’animaux.

Raffinement

Les chirurgies sont faites sous anesthésie générale et avec une couverture antalgique permettant de réduire le plus possible les douleurs ressenties, et des dispositifs de raffinement (monitoring cardiaque et respiratoire, maintien de la température corporelle, asepsie). Le suivi des animaux est quotidien, assurée par du personnel qualifié pour cette espèce sur des critères comme la posture de l’animal, son activité, son interaction, sa nutrition. La surveillance est renforcée durant la période post opératoire et en cas d’apparition de troubles. L’état des animaux est observé et quantifié selon des critères objectifs permettant d’établir des scores de bien-être et de déterminer des points limites à partir desquels les actions adaptées sont menées (des massages, le maintien de l’animal au chaud à l’aide d’une couverture, la modification de la nature et le change plus régulier de la litière, l’augmentation de la fréquence des pesées, le gavage avec des complément alimentaire, lait enrichi et jus sont quelques outils dont nous disposons en dehors de la sphère médicamenteuse pour améliorer l’état de santé de nos animaux).. . Les volumes de prélèvements de sang comme de LCR sont adapté au poids de l’animal, Les prélèvements de LCR sont faits sur animaux sédatés. Les prélèvements de sang sont réalisés sur animaux vigiles avec une légère contention. L’apparition d’hématome au point de prélèvement est surveillée. L’échelle de bien être est là aussi utilisée pour estimer la gêne occasionnée par ce geste. Les animaux seront hébergés ensemble, dans une structure spécialement agrée pour l’hébergement et l’utilisation des PNH en recherche, disposant d’équipements et de protocoles adaptés au raffinement du milieu pour cette espèce (volière, nourriture variée, « jouet », fond sonore, etc.).

Choix des espèces

Ces modèles ont déjà été réalisés et validés chez les rongeurs (rats, souris), comme base d’étude des maladies neurodégénératives, mais la proximité d’espèce avec l’homme en fera toujours un modèle de choix, surtout dans la détermination de marqueurs prédictifs. Les maladies neurodégénératives sont des maladies chroniques progressives qui touchent le système nerveux central. Leur fréquence augmente avec l'âge chez l’homme. Afin d’être au plus près de cet état, dans ce projet, les animaux utilisés seront donc adultes.

480 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Génétiquement modifiées pour développer une fibrose du foie, elles reçoivent des injections intrapéritonéales puis des gavages quotidiens pendant quatorze jours, avant d'être anesthésiées et vidées de leur sang pour analyse des tissus. Le porteur décrit des nuisances limitées à un stress, une perte de poids ou une déshydratation, sans détailler davantage les effets du modèle de fibrose. Il affirme que le recours à l'animal est "indispensable" pour étudier ces molécules de façon intégrée, la communication entre organes ne pouvant selon lui être reproduite in vitro.

Objectifs

Les maladies métaboliques du foie représentent plusieurs syndromes qui vont de la simple stéatose hépatique à la stéatose hépatique inflammatoire et peuvent évoluer vers la fibrose, la cirrhose et le cancer hépatocellulaire. Nous nous intéressons aux mécanismes impliqués dans le développement de ces maladies hépatiques. L’objectif du projet est de tester des molécules à potentielles thérapeutiques pouvant reverser ces pathologies. Cette étude sera réalisée sur un modèle de souris invalidé de manière inductible pour notre gène d'intéret spécifiquement dans le foie. Ces souris développent une fibrose spontanée sans phénotype dommageable.

Bénéfices attendus

Ce projet s'inscrit dans l'urgence clinique de trouver des traitements thérapeutiques contre les maladies du foie, puisqu’aucun traitement n'a été cliniquement approuvé à l'heure actuelle. Ainsi, cette étude permettra de tester des molécules pharmacologiques intéressantes et de comprendre à partir de quel stade de développement de la maladie ces molécules peuvent avoir un effet positif. Nous étudierons également les mécanismes mis en jeu dans l’amélioration du phénotype.

Procédures

Il y aura une identification permettant aussi le génotypage des animaux ( durée 15 secondes). Les animaux auront des injections par voie intrapéritonéale (durée 15 secondes) pendant 3 jours de suite. Ensuite, les animaux auront des gavages oraux quotidiennement pendant 14 jours. Cet acte dure 1 minute/souris. Enfin ils auront une injection par voie intrapéritonéale d'un mélange anésthésique. L'injection se fait en 15 secondes. Une fois endormie, nous prélèverons le sang par exsanguination, cet acte prend 45 secondes.

Impact sur les animaux

Nous réaliserons des injections par voies intrapéritonéale ensuite les souris seront gavées quotidiennement pendant 14 jours. Un stress de l'animal peut être observé avec éventuellement une perte de poids ou une deshydration.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort afin d'analyser des paramètres biochimiques et moléculaires.

Remplacement

Les molécules pharmacologiques ont déjà été testées in vitro cependant l’utilisation d'un modèle animal est indispensable pour étudier les effets de ces molécules de manière intégrée puisque ces molécules agissent sur différents organes, la communication entre les organes est indispensable. Par ailleurs, l'identification et la validation de cibles thérapeutiques par des traitements pharmacologiques nécessite l'utilisation d'un modèle in vivo mimant le plus fidèlement la pathologie humaine. La réalisation d'explorations fonctionnelles sur animal vigile ne peut donc pas être subsituée par des approches entièrement in vitro.

Réduction

Nous nous assurons d'utiliser le nombre d'animaux nécessaires afin de vérifier nos résultats et les valider sans que cela conduise à des répétitions inutiles. Pour cela, nous faisons en sorte, dans la mesure du possible d'exploiter au maximum nos animaux pour ne pas avoir recours à d'autres groupes expérimentaux. Un nombre minimum de souris sera inclus dans chaque groupe mais toutefois suffisant pour assurer la reproductibilité de l’expérience et appliquer des tests statistiques entre les différentes conditions. Notre expertise chez la souris et un nombre minimum de 10 animaux par groupe est requis pour avoir des données statistiquement analysables.

Raffinement

Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation. Les animaux sont stabulés en portoirs ventilés avec un système d'abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture. Les conditions de température et d'hygrométrie sont contrôlées et monitorées. Les animaux sont hébergés par 4 à 6 et l'isolement est évité. Le milieu est enrichi avec au choix : lanières de papier Kraft ou maisons en carton. Le suivi de ces animaux sera suivi quotidiennement par le personnel de l’animalerie. Le traitement pouvant induire une variation de poids, nous suivrons le poids des souris par une pesée hebdomadaire et un suivi sur fichier excel. De plus, des points limites ont été définis, s'ils sont atteints, une mise à mort anticipée sera réalisée.

Choix des espèces

L’espèce souris Mus musculus a été choisie car c’est un excellent modèle pour étudier la physiologie des mammifères dans une population homogène d’animaux (même fond génétique). De plus, la souris représente un modèle de choix pour l'étude des dysfonctionnements métaboliques car de nombreuses voies de régulation métabolique sont conservées entre souris et homme, permettant une extrapolation des résultats obtenus. De plus,l'utilisation de modèles de souris transgéniques permet une étude approfondie des méladies hépatiques et de tester de nouvelles pistes thérapeutiques. Enfin, la disponibilité de données bibliographiques importantes sur la physiopathologie de la souris est un atout important dans l'analyse et l'interprétation de nos travaux de recherche sur ce modèle animal. Nous utiliserons des souris adultes entre 8 semaines et 18 semaines. A ce stade développement, toutes les voies métaboliques hépatiques et les voies de l'inflammation sont mises en place.

360 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent du tamoxifène par gavage puis une injection de toxine diphtérique destinée à détruire les cellules de leur épithélium intestinal, pour étudier la régénération de la paroi de l'intestin. Le porteur décrit une simple étude pilote visant à établir la dose de toxine, en amont d'un projet ultérieur. Il affirme que l'infection provoque une colite modérée et transitoire et qu'aucune alternative non animale n'est possible pour ce processus.

Objectifs

Il s'agit d'une étude pilote visant à évaluer les effets de la toxine diphtérique chez les animaux sauvages par rapport aux animaux déficients en molécule SUMO (Small Ubiquitin-like MOdifier), vise à déterminer l'importance de la sumoylation dans le processus de régénération de l'épithélium intestinal après une lésion induite. Dans un contexte pathologique où des lésions mal réparées de l’épithélium conduisent à des maladies intestinales chroniques, telles que la maladie de Crohn ou la rectocolite hémorragique, ce projet participera également dans le futur à contribuer à l’avancée des recherches pour l’élaboration de nouveaux traitements.

Bénéfices attendus

Grâce à cette étude pilote, nous allons déterminer la cinétique de la toxine diphtérique dans le modèle de souris déficient en SUMO (Small Ubiquitin-like MOdifier). Cela nous permettra de réaliser un projet ultérieur, dans lequel nous administrerons de la toxine diphtérique à ce modèle pour générer une lésion intestinale, ce qui nous permettra de déterminer le rôle de SUMO dans la régénération intestinale. En effet, on sait que ces maladies sont dues à des lésions de la paroi intestinale qui ne sont pas réparées efficacement et qui conduisent ainsi à une inflammation chronique de l’intestin. Mais les mécanismes exacts à l’origine de ces maladies sont encore mal compris et les traitements actuels, qui soignent uniquement les symptômes, ne permettent pas de guérir réellement les patients. Ce modèle murin offre ainsi une bonne opportunité pour explorer les mécanismes moléculaires et cellulaires impliqués dans la maladie puisqu’il permet d’induire une lésion ponctuelle et ciblée dans l’intestin, qui entraînera la mort des cellules épithéliales associée à une inflammation marquée et d’ainsi reproduire chez la souris un phénotype proche de la maladie.

Procédures

Les animaux seront soumis à une administration orale de tamoxifène par gavage (20s), trois frois ; une tous les 5 jours puis il y aura une seule injection intrapéritonéale de toxine diphtérique à J17 (5s).

Impact sur les animaux

Le projet soumis est basé sur l'étude de la régénération intestinale à la suite d’une lésion induite par injection de toxine diphtérique, qui entraîne l'élimination de tous les types de cellules épithéliales de l’intestin. Les effets attendus seront ceux provoqués par la perte de l'épithélium intestinal. Comme aucun autre type cellulaire n'est affecté par la toxine, nous n’attendons ainsi que des effets indésirables de nature modérée. Il est possible que les animaux puissent néanmoins souffrir d'une légère colite, dérivée de la perte transitoire de la capacité d'absorption de l’intestin. Cependant, l'épithélium intestinal a la capacité de se régénérer complètement en seulement 3 jours à la suite d’une blessure, de telle sorte que les animaux ne subiront pas d'effets indésirables sur une durée prolongée. De plus, comme aucun effet secondaire n’est induit par le tamoxifène ou son véhicule et que les animaux seront maintenus en expérience seulement une semaine au maximum après l’administration de toxine diphtérique, nous n’attendons pas de perte de poids des animaux ni d’effets secondaires additionnels durant cette courte période. Le stress lié au gavage/contention, douleur au point de piqure.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin de cette procédure afin de récupérer les organes pour étudier les effets de la toxine diphtérique en fonction des doses sur l’animal. Dans le but de déterminer pour l’avenir, la dose idéale à utiliser afin d’étudier les processus de régénération musculaire sans induire de souffrance aux souris.

Remplacement

Il n'existe pas et il ne peut y avoir d'alternatives non animales dans l'étude du processus de régénération de l'épithélium intestinal, car il s'agit d'un processus auquel participent une multitude d'organes et de types de cellules, ainsi que le microbiote lui-même, présent à l'intérieur de l'intestin lumen, qui joue un rôle clé. Pour cette étude, des animaux vivants sont nécessaires car le maintien de l'ensemble du microenvironnement intestinal est essentiel, afin d'établir le rôle de chaque élément dans le dit processus.

Réduction

Les animaux auront le même fond génétique pour limiter les variations entre les lignées. - Le plus grand nombre d'analyses possible sera effectué sur chaque animal, afin d'éviter d'en utiliser inutilement. - Chaque expérience sera réalisée 3 fois, à des jours différents, pour assurer la reproductibilité des expériences. Cependant, si les deux premières expériences génèrent des résultats identiques, la troisième ne sera pas effectuée. - Les analyses statistiques seront effectuées en prenant en compte la structure des données (cages et répétition principalement) en utilisant es modèles à effets mixtes. Les animaux témoins seront comparés aux animaux de laboratoire expérimentaux par groupes de 10 (5 mâles + 5 femelles), ce qui permettra de mettre en évidence les effets attendus avec suffisamment de puissance. - La deuxième répétition d'une expérience ne sera réalisée que si les effets néfastes sur l'animal sont minimes. En cas de découverte d'effets secondaires sévères au cours d’une expérience, le traitement sera interrompu. Les animaux ne peuvent pas être réutilisés car ils seront mis à mort au cours du processus.

Raffinement

En ce qui concerne le futur projet, cette procédure nous permettra d'effectuer un affinage important puisque, grâce à cette étude pilote, nous connaîtrons la cinétique de la toxine diphtérique dans notre modèle, et nous établirons les temps d'étude et le dosage, de sorte que dans le projet sur l'étude du rôle de SUMO (Small Ubiquitin-like MOdifier), dans la régénération intestinale, les animaux auront les conditions optimales impliquant moins de souffrance, sans effets secondaires attendus. En ce qui concerne cette procédure : - Les animaux seront gardés dans un nombre maximum de 5 par cage. - Les injections et gavages seront administrés par une personne formée et compétente dans ce type de techniques. - Un criblage de différentes doses de toxine diphtérique sera effectué afin d'établir une dose minimale de toxine qui ne cause ni douleur ni stress aux animaux. - L'état de santé des animaux sera contrôlé 2 fois par jour tous les jours pendant toute la durée de l'expérience. Des points limites seront mis en place, basés sur une observation clinique de l’animal, des seuils d’intervention et des interventions adaptées (utilisation d’analgésique, mise à mort).

Choix des espèces

La souris de laboratoire Mus musculus est l’espèce indispensable dans la réalisation de ce projet. Il s'agit tout d’abord d'un mammifère, dont le système digestif est essentiellement composé des mêmes structures et des mêmes types de cellules que ceux de l’Homme. L’étude de la régénération intestinale dans cette espèce est donc tout appropriée. De plus, la création de lignées génétiquement modifiées est un processus établi et relativement facile à mettre en place. Elle génère ainsi des modèles spécifiques pour étudier par exemple des types cellulaires donnés, ici cellules épithéliales intestinales et cellules souches, nous permettant ainsi de répondre à plusieurs questions. Les souris sont également faciles à entretenir et à manipuler et se reproduisent relativement rapidement. Toutes ces caractéristiques font de la souris de laboratoire un modèle idéal pour nos besoins. De jeunes souris adultes (entre 8 et 12 semaines) seront utilisées car il est nécessaire que le développement et la maturation de l'animal soient terminés, afin qu'il n'interfère en aucune façon dans l'obtention de résultats, ainsi qu'ils soient pas trop âgé, de sorte que, de la même manière, le processus de vieillissement ne le fasse pas.

120 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles portent un modèle d'une maladie osseuse rare et subissent des radiographies sous anesthésie tous les quinze jours, jusqu'à sept injections intrapéritonéales, un séjour en cage métabolique et une ponction cardiaque terminale. Le projet vise à décrire l'apparition de la maladie pour définir une fenêtre thérapeutique. Le porteur minimise les nuisances, évoquant une simple "gêne très passagère", et présente la création de ce modèle murin comme nécessaire faute de pouvoir suivre la maladie chez les patients.

Objectifs

L’ostéopathie striée avec sclérose crânienne (OSSC) est une maladie osseuse génétique caractérisée par une augmentation de la formation osseuse par suractivation des ostéoblastes, cellules fabriquant le tissu osseux. Cette activation incontrôlée des ostéoblastes est due à une suractivation de la voie Wnt dans les ostéoblastes. Les patients présentent du fait de la formation osseuse exagérée, des compressions de structures vasculaires et nerveuses, notamment au niveau du crâne, de la mâchoire ou encore du rachis. Il n’existe à l’heure actuelle aucun traitement à proposer aux patients, qui subissent des interventions chirurgicales à répétition pour lever ces compressions. Un modèle murin de la pathologie a été généré. Cependant, seuls les animaux à 6 semaines ont été caractérisés. L’objectif de ce projet est d’analyser le phénotype osseux de ces animaux afin de définir une fenêtre d’intervention thérapeutique. Pour cela, les animaux seront suivis de 4 à 12 semaines.

Bénéfices attendus

Le suivi du développement de l’ostéosclérose n’est pas possible chez les patients puisque lorsque les patients sont diagnostiqués l’ostéosclérose est déjà établie. La description de cette apparition est la première étape qui permettra de définir une fenêtre thérapeutique afin de tester des médicaments candidats, préalable indispensable avant de pouvoir proposer un traitement aux patients qui pour le moment n’en ont pas.

Procédures

Le phénotype osseux des souris est exploré par un examen radiographique tous les 15 jours qui nécessite une anesthésie et qui dure 5 minutes, un seul recueil d’urines en cage métabolique (durée maximale 2h) pour l’analyse des marqueurs osseux urinaires, l’injection de 2 fluorochromes pour analyser la formation dynamique de l’os (2 minutes par injection) et enfin, le prélèvement sanguin intracardiaque pour l’analyse des marqueurs osseux sanguins.

Impact sur les animaux

Les animaux seront soumis au maximum à 7 injections intrapéritonéales (anesthésies et injections de fluorochromes), 2h de cage métabolique et à une ponction cardiaque terminale. Aucun autre dommage que d’être manipulé pour pratiquer les injections, lesquelles peuvent éventuellement provoquer une gêne très passagère qui ne nécessite pas de médication.

Devenir

Les animaux concernés par cette procédure sont mis à mort pour réaliser des prélèvements post-mortem des os et des caecum qui permettront de caractériser le phénotype osseux et de définir une fenêtre de traitement.

Remplacement

L'OSSC est caractérisée par une augmentation de la densité osseuse ou sclérose. La culture de cellules mutées in vitro a déjà fourni des informations sur les voies de signalisation impliquées dans le développement de cette pathologie mais toutes ces études préalables in vitro sont menées sur des cellules de patients. Or, ces derniers ne peuvent être diagnostiqués que quand l’ostéosclérose est déjà installée. C’est pourquoi un modèle de souris où le gène responsable est invalidé a été généré. Ce modèle nous permettra de décrire la mise en place de l’ostéosclérose et de définir une fenêtre thérapeutique.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés est optimisé pour obtenir des résultats statistiques. Leur nombre (120) a été restreint au minimum indispensable de façon à obtenir des données nécessaires à l’établissement de la cinétique d’apparition de l'ostéoslcérose de l'OSSC. L’analyse initiale du modèle à 6 semaines permet d’estimer la puissance statistique de nos analyses et l’échantillonnage nécessaire pour caractériser les effets biologiques souhaités.

Raffinement

Les mesures de densité minérale osseuse, seront effectuées tous les 15 jours sous anesthésie avec analgésie. Le temps de radiographie sera d’environ 5 minutes par animal et il sera surveillé jusqu’à son réveil. Le personnel de l’animalerie et les expérimentateurs assureront une surveillance quotidienne. Nous ne prévoyons pas de complications pour les animaux aux différents temps de la procédure qui se résument à 7 injections intrapéritonéales , 2h maximum d’isolement en cage métabolique. Cependant, dans l’éventualité d’apparitions de points limites, une surveillance plus fréquente et un apport de nourriture gélifiée seront mis en place. Les animaux seront hébergés sous conditions standards.

Choix des espèces

L'OSSC est caractérisée par une augmentation de la densité osseuse ou sclérose. La culture de cellules mutées in vitro a déjà fourni des informations sur les voies de signalisation impliquées dans le développement de cette pathologie. Cependant, la définition d’une fenêtre thérapeutique nécessite au préalable la caractérisation du phénotype osseux. Il a été nécessaire pour mettre en oeuvre ce projet de générer un modèle murin répondant aux besoins de notre étude, ce qui n’a jamais été fait pour le moment. A 6 semaines, les souris mutées ont une augmentation de la masse osseuse, comme précédemment décrit. Nous voulons caractériser l’évolution du phénotype osseux entre 4 et 12 semaines afin de définir une fenêtre d’intervention thérapeutique. L’etude commencera à 4 semaines correspondant au sevrage des animaux et qui correspond à un stade plus précoce que ce qui a été décrit dans la littérature et 12 semaines où le phénotype ne devrait plus s’accentuer ; les animaux étant adultes.