Système cardiaque

Pour tester des molécules dans trois modèles d'inflammation pulmonaire, dont l'asthme et la vascularite, 1460 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. La maladie est provoquée par des inhalations intranasales de molécules bactériennes sous anesthésie et des injections répétées dans l'abdomen, avec inconfort et désorientation au réveil. Tous les animaux sont tués en fin d'étude pour évaluer l'évolution de la maladie et l'effet des molécules. Les bénéfices annoncés, une nouvelle génération de traitements et une baisse des dépenses de santé, sont renvoyés au moyen et au long terme.

Objectifs

Les maladies pulmonaires liées au système immunitaire sont causées par divers mécanismes. Parmi elles, l’asthme allergique résulte d’une réaction excessive de l’immunité face à un allergène (comme les acariens, le pollen, etc.). L’asthme constitue un problème de santé publique majeur, car il touche un nombre croissant de personnes. L’un des éléments clés dans l’apparition de l’asthme est l’activation de cellules appelées lymphocytes B, qui produisent des molécules pathogènes. Ces dernières reconnaissent l’allergène et déclenchent une série de phénomènes responsables des symptômes de l’asthme. Par ailleurs, l’activation du système immunitaire dans les poumons peut parfois conduire à la formation de structures appelées structures lymphoïdes tertiaires. Ces regroupements de cellules immunitaires peuvent être bénéfiques, notamment lors d’infections pulmonaires ou de cancer du poumon, en renforçant les défenses locales. Cependant, lorsqu’elles sont mal régulées, elles peuvent provoquer des lésions et aggraver certaines maladies. Il est donc essentiel de mieux comprendre comment elles se forment et comment les contrôler selon les besoins. Un sous-type particulier de lymphocytes B, appelés lymphocytes B régulateurs, joue un rôle important dans ces deux phénomènes. Ils peuvent atténuer les symptômes de l’asthme et limiter la formation des structures tertiaires, empêchant ainsi les dommages aux tissus pulmonaires. Ce projet a donc pour objectif de tester des molécules capables d’induire l’activation des lymphocytes B régulateurs, à la fois dans un modèle d’asthme allergique et dans un modèle de formation de structures lymphoïdes tertiaires dans les poumons. Enfin, le projet s’intéresse à une autre maladie grave : la vascularite, une maladie auto-immune sévère qui peut toucher les petits vaisseaux sanguins, notamment au niveau des poumons et des reins. Le traitement repose actuellement sur des médicaments immunosuppresseurs, qui doivent être administrés rapidement pour limiter les dommages. Cependant, ces traitements présentent de nombreux effets secondaires, et leur efficacité dépend de la rapidité du diagnostic. L’objectif est donc de développer de nouvelles approches thérapeutiques, à la fois plus ciblées, mieux tolérées, et utilisables plus précocement dans le cours de la maladie. Ce projet vise ainsi à enrichir les options de traitement disponibles pour les patients.

Bénéfices attendus

L’asthme allergique touche de plus en plus de personnes, et les traitements disponibles aujourd’hui ne sont souvent que partiellement efficaces. Avec ce projet, à moyen terme, nous espérons développer de nouvelles approches thérapeutiques capables de rétablir une tolérance du système immunitaire face aux allergènes, afin de mieux contrôler la maladie. À long terme, nous espérons ouvrir la voie à une nouvelle ère thérapeutique fondée sur l’induction de la tolérance immunitaire, plutôt que sur la suppression de l’immunité. Un autre objectif de nos recherches, à moyen terme, est de mieux comprendre la formation de certaines structures immunitaires au niveau des poumons. Ces structures peuvent être utiles ou nuisibles selon les contextes. Une fois ces mécanismes élucidés, à long terme, les bénéfices attendus seraient un meilleur contrôle du système immunitaire, notamment dans des cas tels que le cancer du poumon ou les infections pulmonaires chroniques. Enfin, notre étude s’intéresse également à une maladie auto-immune grave : la vascularite, qui peut affecter les poumons ou les reins. Cette maladie est difficile à traiter et peut entraîner des complications sévères. Notre objectif est de mieux comprendre ses mécanismes, afin de développer des traitements plus spécifiques, plus ciblés, et mieux tolérés, dans le but de soigner plus efficacement les patients et d’améliorer leurs chances de guérison. À moyen terme, cela permettra une meilleure prise en charge des patients. À long terme, cela pourrait réduire drastiquement les dépenses de santé, car les traitements actuellement disponibles ont un coût sociétal important.

Procédures

Les souris seront prélevées pour des analyses sanguines une fois au début de la procédure et une fois à la fin. Afin de minimiser le stress lié à ces prélèvements, les souris seront sous anesthésie générale pendant le prélèvement, qui dure moins de 2 minutes. Selon les mêmes modalités, certaines souris recevront des traitements par voie intraveineuse tous les deux jours (entre 3 et 4 injections). Ce geste dure également moins de 2 minutes. L’induction des pathologies pulmonaires se fera par inhalations intranasales (entre 1 et 8 selon les modèles) de molécules issues de bactéries, effectuées sous anesthésie générale et durant moins de 2 minutes. Ces inhalations pourront, dans certains cas, être associées à une injection intrapéritonéale réalisée sur souris vigile pour induire la pathologie. Ce geste dure également moins de 2 minutes. Certaines souris seront traitées par injection intrapéritonéale sur souris vigile (entre 4 et 8 injections).

Impact sur les animaux

Dans le cadre de ce projet, certaines procédures pourraient entraîner des changements de comportement chez les souris, en lien avec la modulation de leur fonction pulmonaire. Des injections répétées dans la cavité abdominale pourront occasionner un inconfort momentané. Par ailleurs, des prélèvements sanguins seront réalisés sous anesthésie générale afin d’éviter toute douleur. Après leur réveil, les souris pourraient être temporairement désorientées.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés selon des régles stricte à la fin de l'étude afin d'évaluer l'évolution de la maladie et d'analyser l'impact des molécules testées sur cette dernière.

Remplacement

Les études réalisées dans des systèmes simplifiés ont démontré l’efficacité de ces molécules. Cependant,ces systèmes ne parviennent pas à reproduire la complexité des interactions cellulaires dans un organisme entier et ne permettent pas d’évaluer l’efficacité thérapeutique de nos molécules dans un contexte aussi complexe que l’asthme allergique, la formation de structures lymphoïdes tertiaires dans un organe, ou la vascularite.

Réduction

Le nombre de souris nécessaire a été déterminé en fonction du nombre minimum requis pour atteindre une puissance statistique suffisante. Ce calcul prend en compte l’hétérogénéité intrinsèque des modèles de maladies induites. Pour éviter tout biais lié aux cages, les animaux seront aléatoirement répartis entre les différentes cages. De plus, des études préliminaires seront menées sur les souris génétiquement modifiées afin d’évaluer le développement normal de la maladie. En cas de résultats non concluants, cela permettra de réduire le nombre d’animaux utilisés.

Raffinement

Chaque animal bénéficiera d'une période d'acclimatation d'une semaine après sa réception. Chaque cage sera équipée d'enrichissements, tels que des igloos en plastique, pour permettre aux souris de se cacher et d'améliorer leur bien-être. Par ailleurs, le bien-être des animaux sera régulièrement évalué par le personnel de l'animalerie à l'aide d'une grille de score spécifique. Cette grille permet d'évaluer le bien-être animale et, si un seuil critique est atteint, des soins particuliers seront fournis aux animaux. Si les niveaux de souffrance dépassent un seuil prédéfini, les animaux seront euthanasiés conformément à cette grille.

Choix des espèces

Les modèles disponibles d’inflammation pulmonaire sont, le rat et la souris. Les modèles murins ont été privilégiés, car notre équipe ainsi que le personnel de l’animalerie possèdent une meilleure expertise dans ces modèles. Les souris utilisées seront âgées de 8 à 10 semaines.

Soumises à des gavages, des injections, une chirurgie et des séjours en cage métabolique, 1 877 souris vont être utilisées, toutes tuées pour prélèvement d'organes, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Les injections peuvent provoquer une réaction inflammatoire et une atteinte rénale. Le projet vise à cerner le rôle d'une molécule dans l'hypertension et les vascularites auto-immunes qui touchent les reins. Le nombre d'animaux est justifié par un logiciel de calcul, le porteur indiquant avoir maximisé les analyses réalisées sur chaque individu.

Objectifs

L’inflammation des vaisseaux joue un rôle central dans le développement et la progression du risque cardiovasculaire. Elle est impliquée dans des pathologies fréquentes comme l’hypertension artérielle, mais également dans des maladies rares telles que les vascularites auto-immunes, où elle contribue à la destruction et au remodelage des parois vasculaires. Parmi les acteurs de cette réponse inflammatoire, une molécule occupe une place particulière. Son expression est souvent augmentée dans des contextes inflammatoires, ce qui suggère un rôle régulateur visant à atténuer l’inflammation vasculaire excessive. Le projet visera a évaluer le rôle de cette molécule dans deux maladies vasculaires qui touchent les reins: l'hypertension artérielle et la vascularites auto-immunes.

Bénéfices attendus

En utilisant des modèles murins qui permettent d'éteindre l'expression de la molécule que nous ciblons, nous pourrons déterminer comment cette molécule influence la réponse inflammatoire, le remodelage vasculaire et la progression des lésions rénales. Ce projet permettra des avancées des connaissances fondamentales sur les mécanismes immuno-inflammatoires impliqués dans les maladies cardiovasculaires et auto-immunes. Ce projet pourrait permettre l'identification de nouvelles cibles thérapeutiques pour limiter l’inflammation vasculaire et ses conséquences.

Procédures

Gavage (5 x 1 minute), Injections (de 1 à 3 x 1 minute), Injection (2 x 20 secondes), Injection (jusqu'à 5 x 20 secondes), prélèvement urinaire en cage métabolique ( jusqu'à 5), Chirurgie (1 x 10 minutes)

Impact sur les animaux

Gavage: un stress lié à la contention et à la manipulation, ainsi qu’un risque faible d’irritation œsophagienne. Chirurgie: douleur légère à modérée au site d’implantation. Injection de produits : risque de réaction inflammatoire, atteinte rénale. Prélèvements urinaires en cage à métabolisme : inconfort lié à l’isolement temporaire.

Devenir

Tous les animaux sont mis à mort pour prélèvements des organes

Remplacement

Les vascularites et les maladies systémiques impliquent des réponses immunitaires complexes au sein de divers organes. Actuellement, les modèles in vitro ne permettent pas de reproduire finement l’environnement physiopathologique dans lequel la réponse immunitaire est mise en jeu au cours du développement de ces pathologies. L’expérimentation animale est indispensable afin de se rapprocher de la physiopathologie des maladies observées chez l’Homme.

Réduction

Les paramètres expérimentaux ont été définis selon des études déjà publiées (temps de traitement, doses et voies d’administration). Grâce à un logiciel de calcul nous avons déterminé un nombre d’animaux restreint au maximum, de sorte à obtenir des résultats robustes. Pour chacune des expériences nous avons maximisé les prélèvements et analyses biologiques. Des analyses statistiques seront effectuées sur chacune des expériences.

Raffinement

Les animaux seront élévés en cages enrichies et surveillés au cours des procédures pour repérer l’éventuelle apparition de signes cliniques pouvant indiquer une souffrance ou un mal-être. Une grille de score de souffrance et des points limites spécifiques au projet ont été établis, permettant d'intervenir pour soulager les animaux en cas de souffrance. Les procédures chirurgicales sont réalisées sous anesthésie générale avec une analgésie péri-opératoire.

Choix des espèces

La physiologie des fonctions rénales chez la souris étant similaire à celle de l’homme, les expériences menées chez la souris offrent des modèles valides d’étude des pathologies humaines. De plus, le modèle d'hypertension artérielle et les modèles de vascularites utilisés au cours de ce projet sont établis et validés par la communauté scientifique. Nous utilisons des souris adultes agées de 10 à 20 semaines car il faut de jeunes adultes. En effet, l'age est un facteur de risque de fibrose rénale et de dsyfonction vasculaire, et utiliser des souris trop agées induirait une plus grande variabilité de nos résultats expérimentaux

1 440 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des molécules candidates par voie orale, sanguine, cutanée, musculaire ou abdominale pendant six semaines, avec des prélèvements de sang répétés, sans qu'aucun analgésique ne puisse leur être administré car il fausserait les mesures immunitaires. Ces essais sont menés à façon pour des laboratoires publics et privés, chaque protocole étant fixé par le partenaire. Le porteur qualifie l'ensemble de "recherche responsable" respectant les 3R, alors que le service consiste à tester en série des composés pour des tiers.

Objectifs

Ce projet vise à évaluer la tolérance et l’efficacité de nouvelles molécules thérapeutiques chez la souris, dans le cadre d’études réalisées pour des laboratoires publics et privés. Ces molécules peuvent cibler différentes maladies, comme les maladies auto-immunes ou inflammatoires, ou agir sur certaines fonctions précises du système immunitaire. Les expériences consistent à administrer ces molécules à des souris saines ou présentant un modèle de maladie, afin d’étudier les effets sur leur organisme et d’identifier les réponses immunitaires associées. Les modèles utilisés sont choisis en accord avec les partenaires, selon la nature du traitement et les objectifs scientifiques recherchés. Ce projet s’inscrit dans une démarche de recherche responsable : toutes les procédures sont standardisées et encadrées par des protocoles validés, dans le respect de la réglementation et du bien-être animal. Le personnel impliqué est spécifiquement formé et qualifié pour garantir des manipulations sûres, des résultats fiables et la prise en compte des principes des 3R (Remplacement, Réduction, Raffinement). En centralisant et en harmonisant ces études, notre unité contribue à la production de données scientifiques robustes tout en réduisant le nombre d’animaux utilisés et en assurant la qualité éthique et technique des expérimentations.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour finalité d’évaluer la tolérance et l’efficacité de composés thérapeutiques développés par différents partenaires académiques et industriels. Ces études précliniques constituent une étape essentielle dans le développement de nouveaux médicaments, avant toute évaluation chez l’être humain. L’objectif scientifique est de déterminer si les molécules testées présentent une activité biologique mesurable et compatible avec une utilisation thérapeutique potentielle. Les données obtenues permettront d’orienter la poursuite du développement de ces candidats, soit vers des études complémentaires, soit vers des essais cliniques lorsqu’ils démontrent un profil de sécurité et d’efficacité satisfaisant. La mise en œuvre de ces expérimentations chez la souris se justifie par la pertinence de ce modèle dans l’étude du système immunitaire et des mécanismes inflammatoires, ainsi que par la possibilité de transposer certaines réponses physiologiques à l’humain. En standardisant ces études au sein d’une même structure d’appui, le projet garantit la fiabilité des résultats, la reproductibilité des analyses et le respect rigoureux du bien-être animal. Il contribue ainsi à la qualité scientifique et éthique des recherches précliniques et à la réduction du nombre global d’expérimentations nécessaires pour valider les candidats thérapeutiques.

Procédures

Administration des traitements candidats : applications de crème et/ou administrations par différentes voie systémique (orale, sanguine, cutanée, musculaire, abdominale) selon le schéma défini avec le partenaire : pendant 6 semaines maximum (durée du geste : environ 0.5 à 3min selon le geste). Une anesthésie gazeuse ou chimique peut être nécessaire suivant la voie d’administration choisie. Prélèvements sanguins (sur animaux vigiles) : le nombre de prélèvement est établi par le partenaire, chaque prélèvement est espacé d’au moins 7 jours (durée : environ 2min) (à partir de J0), et le volume de sang prélevé respectera les limites recommandées pour éviter tout risque pour l’animal. Pesées : 2 fois par semaine, durée : 2 min (à partir de J0). Observation quotidienne (quelques dizaines de secondes par cage) (à partir de J-3). Mise à mort à la fin de l’étude ou plus tôt si un point limite (critère prédéfini indiquant que l’animal ne peut plus continuer l’expérience sans souffrance majeure) est atteint.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables seront principalement liés à l’administration des traitements, aux anesthésies et aux prélèvements sanguins. Anesthésies : -Isoflurane : Stress lié à la répétition et irritation respiratoire légère. -Anesthésie/analgésie chimique : Récupération lente, diminution transitoire de l’activité motrice, hypothermie, baisse d’appétit, parfois respiration ralentie. Une surveillance rapprochée et des mesures de confort (tapis chauffants, hydratation) seront mises en place. Prélèvements sanguins : Gêne transitoire au point de prélèvement, stress de contention Voies d’administration des composés (préalablement testés pour toxicité par les partenaires, sans effets indésirables attendus) : -Intramusculaire : Douleur locale, gêne musculaire, risque de nécrose. -Sous-cutanée/Intradermique : Douleur modérée, irritation locale, croûtes, réaction inflammatoire locale, persistant de quelques jours à plusieurs semaines. En phase avancée, une mobilité réduite peut survenir en cas de gêne mécanique. -Intraveineuse Rétro-orbitale : Douleur légère. -Intraveineuse Caudale/Intrapéritonéale : Douleur légère, stress de contention. -Voie orale (gavage) : Stress de contention, risque d’irritation œsophagienne. -Voie orale (eau de boisson) : Altération possible du goût, réduction de la consommation. -Topique : Irritation cutanée mineure. Impact global : Chaque intervention (anesthésie, injections, prélèvements, pesées) aura un impact léger à modéré sur le bien-être de l’animal. Cependant, leur répétition ou leur accumulation pourra entraîner un stress plus marqué. Par ailleurs, une réaction systémique exceptionnelle (réponse immunitaire et inflammatoire généralisée) pourrait provoquer une perte de poids ainsi que des signes cliniques généraux et comportementaux. L’ensemble de ces effets indésirables fera l’objet d’un suivi quotidien à l’aide d’une grille de score. Le respect strict des points limites permettra d’assurer l’arrêt ou l’adaptation des procédures avant toute atteinte majeure au bien-être animal.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à l’issue de l’expérimentation. Cette étape est indispensable pour permettre le prélèvement des tissus et organes nécessaires aux analyses histologiques, biochimiques et immunologiques.

Remplacement

Aucune méthode alternative ne permet aujourd’hui de reproduire de façon fiable le fonctionnement complet du système immunitaire. L’étude des effets des molécules thérapeutiques doit se faire dans un organisme vivant, où toutes les interactions biologiques et les mécanismes de régulation sont présents. Le modèle murin (la souris) est le plus adapté pour ces recherches, car son système immunitaire est bien connu et proche de celui de l’être humain. De plus, il existe de nombreux outils scientifiques validés permettant d’étudier avec précision les réponses immunitaires chez ce modèle.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisés dans chaque expérience est déterminé à partir de données issues d’expériences précédentes. Cela permet de calculer le nombre minimal d’animaux nécessaires pour obtenir des résultats fiables sur le plan statistique, sans multiplier inutilement les essais. Avant toute expérimentation animale, des tests préliminaires réalisés in vitro (en laboratoire sur des cellules, sans animal) par nos partenaires permettent également de réduire le nombre de groupes à tester. En moyenne, chaque groupe comporte huit animaux, un nombre suffisant pour assurer la solidité des résultats tout en limitant le recours à l’animal. Le nombre total de groupes peut varier selon le type de molécule ou le nombre de doses à comparer. Les données recueillies sont ensuite analysées avec des outils statistiques adaptés, afin d’exploiter au mieux les résultats et d’éviter de répéter les expériences. Toutes les procédures sont conçues pour minimiser le nombre d’animaux utilisés et optimiser la qualité scientifique des études, dans le respect des principes des 3R (Remplacement, Réduction, Raffinement).

Raffinement

Les animaux sont observés chaque jour par un personnel formé et qualifié, afin de détecter rapidement tout signe de douleur ou de mal-être. Une grille de suivi, adaptée à chaque protocole, permet d’évaluer l’état général des souris (comportement, poids, apparence, activité). Si un seuil critique est atteint, l’animal est retiré de l’étude et mis à mort de manière éthique et respectueuse, selon des procédures validées. Les manipulations pouvant provoquer une gêne ou une douleur sont réalisées par du personnel formé et compétent sous anesthésie appropriée, généralement gazeuse, ou chimique pour les interventions plus douloureuses. Lorsqu’un traitement est administré dans l’eau, la consommation est contrôlée chaque jour. Si le goût modifié entraîne une baisse de consommation, un sirop sans sucre peut être ajouté pour garantir une bonne hydratation et un confort alimentaire suffisant. L’administration d’antalgiques ou d’anti-inflammatoires n’est pas possible dans ce projet, car ces produits modifieraient les paramètres immunitaires étudiés. Pour compenser cette contrainte, plusieurs mesures de confort sont mises en place : utilisation de tapis chauffants pendant les anesthésies, manipulation douce et calme pour limiter le stress, alimentation enrichie et hydratée après les interventions, surveillance renforcée durant les périodes sensibles. Toutes les décisions sont guidées par une grille de score et un arbre décisionnel garantissant une évaluation objective et rigoureuse du bien-être animal. Les euthanasies sont réalisées dans des conditions adaptées, à l’écart des autres animaux, afin d’éviter toute source de stress.

Choix des espèces

La souris a été choisie car il s’agit d’un mammifère dont le patrimoine génétique est très proche de celui de l’être humain (environ 99 % des gènes sont communs). C’est un animal de petite taille, facile à élever et à manipuler, avec un cycle de reproduction rapide, ce qui en fait un modèle de référence en recherche biomédicale. Le fonctionnement du système immunitaire de la souris est bien connu et présente de fortes similitudes avec celui de l’homme. Cela permet d’obtenir des informations utiles pour mieux comprendre les mécanismes immunitaires et évaluer le potentiel de nouvelles molécules thérapeutiques avant leur utilisation chez l’humain. Les souris seront utilisées à partir de l’âge de 6 semaines, moment où leur système immunitaire est complètement mature. L’utilisation d’animaux jeunes adultes (pesant environ 20 g) permet d’assurer des réponses immunitaires stables, de limiter les variations liées à la croissance et de garantir la reproductibilité et la fiabilité des résultats expérimentaux.

Produites pour être vendues à des chercheurs et à des entreprises, 72 000 souris immunodéficientes vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Dans la méthode principale, les nouveau-nés de moins de cinq jours reçoivent une irradiation de trois minutes puis une injection de cellules souches humaines dans le foie, avant un transport de quarante-cinq minutes en camion vers un éleveur professionnel. Le porteur explique que seules les femelles sont humanisées, "car il n'existe pas de demande du marché pour les mâles", et que la production est ajustée chaque semaine aux besoins prévus. Aucune de ces souris n'est tuée dans le cadre du projet, toutes étant gardées vivantes pour être utilisées ensuite par les clients, ce qui laisse leur devenir réel hors du champ de ce résumé.

Objectifs

Depuis plusieurs années, certaines souris spéciales, dites « immunodéficientes », sont utilisées comme modèles pour étudier le système immunitaire humain. Ces souris n’ont pas de défenses immunitaires propres, ce qui permet d’y greffer des cellules humaines. On leur injecte notamment des cellules souches du sang humain, capables de reconstruire un système immunitaire complet. L’objectif est de créer des souris dont le système immunitaire est en grande partie humain, afin de mieux comprendre les maladies, tester des traitements ou développer des vaccins. Le but de ce projet est de produire ces souris « humanisées » et de les mettre à disposition de chercheurs et d’entreprises pour enrichir la connaissance et développer les médicaments de demain.

Bénéfices attendus

Les souris dotées d’un système immunitaire humain sont des modèles essentiels pour la recherche médicale, car elles reproduisent des caractéristiques proches de celles de l’être humain. Elles permettent de tester des médicaments dans des conditions plus réalistes, notamment pour des maladies liées au système immunitaire, au cancer, à l’inflammation ou au métabolisme. Ces modèles améliorent la qualité des recherches en offrant des résultats plus fiables et reproductibles. Cela contribue à réduire les échecs lors des essais cliniques et à accélérer le développement de nouveaux traitements. En utilisant des modèles adaptés, la recherche gagne en pertinence et limite le recours à des approches moins efficaces.

Procédures

Deux méthodes sont utilisées pour humaniser le système immunitaire humain chez les souris. Méthode 1, la plus courante, concerne les nouveau-nés âgés de moins de 5 jours. Ils reçoivent une irradiation unique, très courte (environ 3 minutes), suivie d’une injection de cellules souches humaines directement dans le foie, qui ne dure que quelques secondes. Méthode 2, utilisée uniquement dans de très rares cas (2% d'humanisations), concerne des jeunes femelles âgées de 4 à 5 semaines. Elles reçoivent deux injections intrapéritonéales de busulfan à 24 heures d’intervalle, chacune ne durant que quelques secondes. Ensuite, une seule injection de cellules est réalisée par voie rétro-orbitale sous anesthésie gazeuse. Bien que l’injection elle-même prenne seulement quelques minutes, l’animal reste anesthésié pour une durée totale maximale de 7 à 10 minutes. Chaque animal ne suit qu’une seule méthode complète, soit au stade nouveau-né, soit à l’âge adulte.

Impact sur les animaux

Les souris utilisées dans ce projet sont des animaux immunodéficients et doivent donc être maintenues dans des conditions très protégées pour éviter les infections. Lorsqu’elles ne sont pas exposées à des agents infectieux, elles restent en bonne santé. Un léger stress peut survenir lors de leur transport entre les sites, ainsi que lors de la manipulation des nouveau-nés et de leur séparation avec la mère. Chez les nouveau-nés, l’injection dans le foie peut provoquer une légère gêne de courte durée. Les injections intrapéritonéales de busulfan peuvent entraîner un inconfort transitoire au point d’injection ainsi qu’une période limitée de malaise, se manifestant par une baisse d’activité, un appétit diminué et une légère perte de poids. L’injection rétro-orbitale peut causer une irritation oculaire passagère liée à la manipulation, mais le produit injecté n’est pas irritant. Pour garantir une qualité optimale des soins et des conditions sanitaires, les animaux humanisés sont hébergés chez un éleveur professionnel jusqu’à leur expédition vers l’utilisateur final. En conséquence, ils doivent être transportés depuis notre site vers celui de l’éleveur. Ce trajet, d’une durée d’environ 45 minutes en camion agréé, est direct et réalisé dans des conditions contrôlées. Bien que court, ce déplacement peut entraîner un stress transitoire chez les souris.

Devenir

Tous les animaux sont gardés à vie à l’issue de chaque procédure de ce projet. Ils sont destinés à être utilisés dans des études scientifiques menées par les utilisateurs finaux, ce qui constitue l’objectif principal de leur production.

Remplacement

Les souris immunodéficientes portant un système immunitaire humain reconstitué sont aujourd’hui des modèles essentiels pour étudier le fonctionnement de cellules humaines dans un organisme vivant, avant les phases cliniques. Des méthodes alternatives sans animaux se développent, comme les systèmes organ-on-chip, les co-cultures avancées ou les organoïdes, qui permettent de reproduire certaines fonctions de tissus humains. Ces approches offrent des avantages, notamment la possibilité d’utiliser des cellules provenant de patients, et elles sont progressivement intégrées aux stratégies de développement pour réduire l’usage d’animaux. Toutefois, elles ne permettent pas encore de reproduire les interactions complexes entre organes, les régulations hormonales ou métaboliques, ni la dynamique complète du système immunitaire. Pour ces raisons, les modèles de souris humanisées restent indispensables pour comprendre les réponses immunitaires dans un organisme entier et obtenir des données fiables avant les essais chez l’homme.

Réduction

Le nombre de souris humanisées produites est défini en fonction des besoins prévus pour les six prochains mois. La production est répartie en petits lots hebdomadaires, ce qui permet d’ajuster les objectifs de production chaque semaine. Les fluctuations naturelles peuvent être compensées grâce à des lots produits jusqu’à deux semaines avant ou après. Ainsi, seules les souris réellement nécessaires sont produites et toute surproduction est évitée. Enfin, seules les femelles sont actuellement humanisées, car il n’existe pas de demande du marché pour les mâles. Des méthodes innovantes sont à l’étude pour, à terme, permettre l’utilisation des mâles ou réduire leur proportion à la naissance.

Raffinement

Les souris sont maintenues en conditions sanitaires strictes afin de les protéger des infections, auxquelles elles sont très sensibles en raison de leur immunodéficience. Pour l’humanisation selon la méthode 1, les petits sont manipulés avec précaution afin de limiter leur stress et permettre leur retour sans difficulté auprès de la mère. Avant toute manipulation, le technicien frotte ses gants avec de la litière afin de conserver l’odeur du nid. Cela est appliqué lors de l’irradiation et de l’injection des cellules humaines. Pour la méthode 2, l’injection rétro-orbitale est réalisée sous anesthésie afin de garantir le confort de l’animal. Après chaque procédure, les animaux font l’objet d’une surveillance attentive pendant 1 à 2 jours afin de détecter rapidement toute complication. En cas de perte d’appétit ou de poids, de la nourriture molle ou en gel est ajoutée pour faciliter l’alimentation.

Choix des espèces

Les progrès en génétique permettent aujourd’hui de créer des rongeurs présentant un système immunitaire humain ou l’humanisation de certains organes. Ces modèles sont essentiels pour mieux comprendre les maladies humaines et développer des traitements adaptés. Le rongeur est choisi pour sa taille et sa manipulation aisée, ce qui en fait un modèle idéal pour l’humanisation du système immunitaire par injection de cellules souches humaines. Ces modèles sont utilisés pour des études précliniques avant les essais chez l’Homme, notamment pour évaluer l’efficacité de nouveaux médicaments. Ils permettent d’analyser le rôle des cellules immunitaires humaines dans des contextes complexes, comme les tumeurs ou les réactions inflammatoires. Le stade de développement des animaux utilisés est déterminé par la méthode d’humanisation : pour l’humanisation par irradiation et injection intra-hépatique de cellules souches de sang, des nouveau-nés âgés de 4 à 5 jours sont utilisés, car cette approche fonctionne mieux chez les très jeunes animaux. Pour la méthode utilisant le busulfan et l’injection en rétro-orbitale, des rongeurs âgés de 4 à 5 semaines sont choisis, car ils tolèrent ce traitement, qui serait toxique chez les nouveau-nés.

À partir de six semaines, les souris reçoivent deux injections par semaine, un prélèvement sanguin toutes les quatre semaines, une mesure de pression artérielle au brassard de queue de vingt minutes, et quatre échographies cardiaques sous anesthésie, jusqu'à l'âge de neuf ou dix mois. 2 880 souris porteuses d'un syndrome de Noonan vont ainsi être utilisées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur indique que ces souris présentent un retard de croissance, des dysmorphies du crâne et des troubles cardiaques reproduisant les manifestations humaines, et qu'elles restent "globalement en bonne santé" jusqu'à dix mois. Toutes sont tuées à l'issue pour prélever leurs organes et conduire des analyses biochimiques, histologiques et métaboliques.

Objectifs

Ce projet s’inscrit dans la continuité de recherches précédentes portant sur des approches innovantes pour traiter certaines maladies génétiques rares. Le syndrome de Noonan est une maladie héréditaire qui se manifeste dès la naissance par des traits du visage particuliers, une petite taille, des malformations cardiaques et un retard du développement. Il existe une forme apparentée de ce syndrome, caractérisée par des taches pigmentaires sur la peau et un épaississement du muscle cardiaque. Ces maladies sont liées à des anomalies du fonctionnement cellulaire, qui perturbent la croissance et le développement de l’organisme. À ce jour, il n'existe pas de traitement spécifique pour ces troubles. Nous souhaitons explorer une piste thérapeutique originale fondée sur la stimulation des mécanismes naturels de protection et de renouvellement des cellules. Ces mécanismes permettent notamment de préserver l’équilibre interne des cellules et de limiter les effets du vieillissement prématuré ou des défauts liés à la maladie. Le but de notre projet est de tester, dans un modèle animal adapté, si l’activation de ces processus naturels permet de réduire les signes cliniques associés à la maladie. Pour cela, nous utiliserons différentes méthodes, comme l’administration de substances actives ou la stimulation des défenses internes, et nous observerons leur effet sur la croissance, le fonctionnement du cœur et l’état général des animaux. À terme, ce projet pourrait déboucher sur de nouvelles stratégies de traitement visant à améliorer la qualité de vie des personnes atteintes par ce syndrome.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour objectif de valider, dans plusieurs modèles précliniques, une nouvelle stratégie thérapeutique ciblant les mécanismes moléculaires du syndrome de Noonan (SN) et de ses variantes. Le syndrome de Noonan, une maladie génétique autosomique dominante, touche environ 1 naissance sur 1 000 à 2 500 et se caractérise par des malformations cardiaques, un retard de croissance, des anomalies crâniofaciales et des complications hématologiques et lymphatiques. Une thérapie capable de corriger ces altérations pourrait améliorer la qualité de vie des patients, prolonger leur espérance de vie et réduire les complications graves associées à cette pathologie. En validant cette approche, ce projet pourrait non seulement transformer la prise en charge des patients atteints de SN, mais aussi ouvrir des perspectives pour le traitement d’autres pathologies similaires.

Procédures

À partir de l’âge de six semaines, les animaux recevront des injections sur animal vigile deux fois par semaine. Chaque injection durera environ cinq secondes, et ces traitements seront poursuivis jusqu’à 9–10 mois d’âge maximum. Des prélèvements sanguins seront réalisés toutes les quatre semaines sur animal vigile, sous contention manuelle brève. Chaque prélèvement durera environ dix secondes et sera jusqu’à 9–10 mois d’âge maximum. Les animaux vigiles seront également soumis à des mesures de la pression artérielle toutes les quatre semaines, à l’aide d’un système non invasif utilisant un brassard de queue. Chaque session de mesure durera environ vingt minutes par animal, secondes et sera jusqu’à 9–10 mois d’âge maximum. Enfin, 4 échographies cardiaques seront réalisées sous anesthésie légère générale afin d’évaluer la morphologie et la fonction cardiaque. Chaque séance d’échographie durera environ 30 minutes par animal, soit sur une durée totale d’environ 3 mois.

Impact sur les animaux

Les animaux transgéniques porteurs d’un syndrome de Noonan présentent un phénotype clinique progressif, qui peut entraîner un certain inconfort au fil du temps, notamment des anomalies de croissance, des troubles cardiaques et une altération de l’état général. Ces animaux restent globalement en bonne santé jusqu’à 10 mois. À partir de l’âge de 6 semaines, les souris sont soumises à différentes manipulations expérimentales répétées, susceptibles d’occasionner du stress ou une douleur transitoire. Les injections bihebdomadaires peuvent induire une douleur brève au point d’injection. Les prélèvements sanguins réalisés sur animal vigile sont générateurs de stress, avec un risque modéré d’hématome ou d’inflammation locale. Les mesures de pression artérielle, bien que non invasives, nécessitent une contention prolongée dans un environnement spécifique, ce qui peut engendrer un stress. Enfin, les échocardiographies réalisées sous anesthésie légère exposent les animaux à un inconfort temporaire lié à la contention, à la tonte et à la procédure elle-même.

Devenir

Tous les animaux du projet seront euthanasiés afin de prélever les différents organes pour analyses biochimiques, histologiques, métaboliques.

Remplacement

Avant d’engager des expérimentations in vivo, des étapes préalables ont été réalisées sur modèles non animaux : études bio-informatiques et analyses in silico pour identifier les voies moléculaires d’intérêt ; expérimentations in vitro sur lignées cellulaires et cultures primaires. C’est pourquoi, les études in vivo chez la souris sont indispensables pour étudier les mécanismes systémiques complexes impliqués dans le syndrome de Noonan et ses variantes. Cette pathologie affecte simultanément plusieurs organes (cœur, tissu adipeux, système squelettique, système immunitaire), et repose sur des interactions dynamiques entre différents tissus et compartiments physiologiques. Ces interactions ne peuvent être correctement modélisées ni reproduites dans des systèmes in vitro, même complexes, comme les cultures organotypiques ou les organoïdes. À ce jour, aucun modèle cellulaire, informatique ou ex vivo ne permet d’évaluer les effets systémiques, chroniques et multifactoriels des traitements envisagés dans ce projet. Avant d’engager des expérimentations in vivo, des étapes préalables ont été réalisées sur modèles non animaux : études bioinformatiques et analyses in silico pour identifier les voies moléculaires d’intérêt ; expérimentations in vitro sur lignées cellulaires et cultures primaires afin d’évaluer la faisabilité des approches et affiner les doses de traitement.

Réduction

Ce projet implique l’utilisation d’un maximum de 2880 souris, réparties entre les phases d’élevage, de traitement expérimental et d’analyses biologiques. Le nombre d’animaux a été rigoureusement estimé à l’aide d’un calcul de puissance statistique, afin de garantir que les résultats obtenus soient fiables tout en limitant au strict nécessaire le recours aux animaux. Les expériences seront organisées de manière à regrouper les groupes témoins, et chaque animal contribuera à plusieurs types d’analyses (immunologiques, histologiques, moléculaires, métaboliques), permettant ainsi d’extraire un maximum de données de chaque individu. Certaines analyses seront également réalisées en collaboration avec d’autres équipes, ce qui contribuera à réduire globalement le nombre d’animaux utilisés. Enfin, des tests statistiques appropriés seront réalisés afin d’assurer une interprétation rigoureuse des résultats obtenus dans les différents groupes expérimentaux.

Raffinement

Les conditions d’hébergement respecteront les normes réglementaires et seront adaptées avec le personnel de l’animalerie. Les animaux auront un accès ad libitum à une alimentation standard et à de l’eau. L’environnement sera enrichi (coton de nidification, objets manipulables) pour favoriser l’exploration et limiter le stress. Une surveillance quotidienne permettra de détecter précocement tout signe de mal-être : yeux mi-clos, baisse d’activité, altération du pelage, posture anormale, respiration difficile, comportements stéréotypés. La douleur sera évaluée notamment à l’aide de la grille de score reconnue basée sur les expressions faciales des animaux, outil validé de reconnaissance faciale. Le poids sera contrôlé au moins une fois par semaine. Une perte supérieure à vingt pour cent du poids maximal ou une diarrhée persistante pendant plus de quatre jours sera considérée comme un point limite. Les sites d’injection seront régulièrement inspectés pour détecter toute inflammation ou infection; des soins locaux seront administrés si nécessaire (antiseptique). Les signes de douleur justifieront l’administration d’un traitement analgésique adapté au cas par cas. En cas de faiblesse ou de réduction de la prise alimentaire, un gel nutritionnel sera ajouté dans la cage. Toutes les manipulations seront réalisées par un personnel qualifié, formé aux bonnes pratiques. Les procédures expérimentales seront réalisées sous anesthésie ou analgésie lorsqu’elles sont indiquées (échocardiographie, gestes potentiellement douloureux). Des lampes chauffantes seront utilisées pendant l’anesthésie et la phase de réveil pour maintenir la température corporelle. En cas de comportement agressif, les mâles seront hébergés individuellement afin de prévenir les blessures, qui seront immédiatement soignées. Des ajustements seront effectués en temps réel si une souffrance imprévue est observée. Toutes les interventions seront réalisées par du personnel spécifiquement formé aux bonnes pratiques d’expérimentation animale, en veillant à limiter au maximum le stress et l’inconfort des animaux.

Choix des espèces

Le choix de la souris comme modèle expérimental s’explique par des raisons scientifiques et pratiques. La souris est largement utilisée en recherche, techniques expérimentales et suivi vétérinaire. Les lignées transgéniques disponibles permettent d’étudier des modèles spécifiques, comme les souris développant un syndrome de Noonan, présentant un phénotype clinique similaire à celui des patients humains. Ces souris affichent un retard de croissance (taille réduite, masse corporelle moindre), des anomalies corporelles (dysmorphies du crâne et traits du visage, cou court) et des troubles cardiaques. Ces caractéristiques reproduisent fidèlement les manifestations humaines, rendant ce modèle particulièrement pertinent pour l’étude des pathologies liées. Bien que leur viabilité soit réduite pendant la gestation, ces souris survivent généralement jusqu’à 10 mois, permettant des études approfondies tout en maintenant leur état de santé global. Les animaux seront inclus dans les procédures expérimentales à partir de 7 semaines, âge correspondant à un stade de développement physiologique complet, garantissant la fiabilité des résultats expérimentaux.