Système nerveux

980 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque souris subit une chirurgie du crâne d'environ une heure avec deux injections dans l'hippocampe, pour étudier le rôle de vésicules libérées par les astrocytes dans la mémoire. Le porteur indique que la chirurgie peut provoquer douleur, perte de poids et infection du site opératoire. Il affirme que l'étude in vivo est "indispensable", d'éventuelles pistes contre la maladie d'Alzheimer restant renvoyées au long terme.

Objectifs

Depuis maintenant plusieurs décennies, de nombreuses études indiquent que certaines cellules du cerveau, que l’on appelle « astrocytes », jouent un rôle clé au cours de la communication entre neurones. En effet, un astrocyte peut détecter l’information qui est transmise dans la zone de communication entre deux neurones et en retour venir réguler cette communication neurone-neurone en libérant des transmetteurs. Des études récentes sur des modèles de cultures cellulaires suggèrent cependant qu’une autre voie encore très peu explorée permettrait également aux astrocytes de réguler la communication neurone-neurone: la voie des vésicules extracellulaires. En effet, les astrocytes libèrent de petites vésicules contenant des protéines et des acides nucléiques capables de réguler l’expression de protéines à l’intérieur des cellules voisines. Ces vésicules, une fois libérées par les astrocytes, pourraient être capturées par les neurones voisins et modifier l’expression de protéines jouant potentiellement un rôle clé dans la communication entre neurones. Il est maintenant crucial de vérifier si cette voie des vésicules extracellulaires, identifiée dans des cultures cellulaires, est également présente dans des conditions physiologiques. Pour ce faire, nous allons étudier leur rôle dans l’hippocampe, une région du cerveau jouant un rôle clef dans la mémoire. Les astrocytes y régulent les communications neurone-neurone qui sont considérées comme la base cellulaire de la mémoire. Si les vésicules extracellulaires jouent un rôle dans cette régulation, alors empêcher leur libération par les astrocytes aura un impact sur les communications neurone-neurone et affectera potentiellement la mémoire. Notre projet vise donc à mieux comprendre le rôle des vésicules extracellulaires libérées par les astrocytes dans l’hippocampe de souris adultes en évaluant leur impact sur la communication neuronale et sur la mémoire.

Bénéfices attendus

Ce projet nous permettra de mieux comprendre les mécanismes astrocytaires sous-tendant les bases cellulaires de la mémoire. Au travers des résultats attendus, ce travail pourrait avoir des répercutions positives sur la recherche pré-clinique s’intéressant aux maladies neurodégénératives touchant la mémoire, comme la maladie d’Alzheimer, et pourrait à terme mettre en lumière de nouvelles pistes thérapeutiques.

Procédures

Les différents gestes techniques utilisés lors de ce projet sont au nombre de 5 : 1/ Chirurgie pour injections intrahippocampiques: les animaux seront anesthésiés durant toute la chirurgie (soit environ 1h par animal). Elle consiste en une incision de la peau au niveau du crâne, puis deux petites craniotomies permettant la descente de l’électrode d’injection au niveau des deux hippocampes. Les animaux subiront donc au total 2 injections chacun, puis seront suturés. 980 soit la totalité des animaux seront concernés. 2/ Anesthésie pour perfusion : Avant de réaliser les perfusions intracardiaques, les animaux recevront une injection intra-péritonéale unique d’un mélange d’anesthésiques. Tous les animaux utilisés pour les études immunohistochimiques sont concernés, soit un total de 180 animaux. 3/ Perfusions intracardiaques sur animal anesthésié : une fois l’injection d’anesthésiques réalisée, une perfusion intracardiaque sera effectuée. Les mêmes 180 animaux seront utilisés. 4/ Expériences d'électrophysiologie et de PatchSeq : les animaux seront anesthésiés puis le cerveau prélevé. 680 animaux sont concernés. 5/ Spectrométrie de masse et de nanocytométrie de flux : les animaux seront anesthésiés par une injection intra-péritonéale unique du mélange d'anesthésiants. Puis, 30 min après l’induction de l’anesthésie, et suite à la surveillance de la respiration et des réflexes de la patte et palpébral, le cerveau sera prélevé et transféré dans de l’azote liquide. Pour ce geste technique, 120 animaux sont concernés.

Impact sur les animaux

Suite aux procédures chirurgicales, une douleur ainsi qu’une perte de poids peuvent survenir dans des cas très rares. Pour prévenir ces phénomènes, un analgésique sera injecté en préemptif par voie sous-cutanée. Si nécessaire, l’injection sera renouvelée 24 heures après la chirurgie pour calmer la douleur. La plaie chirurgicale sera observée quotidiennement afin de déceler les traces d’infection au niveau du site opératoire (rougeur, enflure, écoulement, saignement). Si la plaie présente un de ces signes, nous appliquerons quotidiennement une pommade cicatrisante, jusqu’à complète cicatrisation et pendant 7 jours maximum. Si l’état de l’animal ne s’améliore pas, nous ferons intervenir la vétérinaire responsable. Enfin, en cas d’absence d’amélioration de l’état de l’animal après traitement, il sera mis à mort. Les animaux seront observés quotidiennement et la douleur sera évaluée jusqu’à J2 après chirurgie selon la grille d’évaluation (cf grille jointe), organisée selon 5 grands critères : apparence physique, comportement non provoqué, changements de poids corporel, la locomotion ou encore l’aspect de la plaie. Si l’animal présente des signes de douleur (score entre 3 et 6), nous injecterons immédiatement un analgésique en sous-cutané pour calmer la douleur. Si nous n’observons pas d’amélioration de l’état de l’animal, nous ferons intervenir la vétérinaire responsable. Enfin, en cas d’absence d’amélioration de l’état de l’animal après traitement ou en cas de souffrance avérée (score entre 7 et 15), l’animal sera mis à mort.

Devenir

A l’issue de toutes les expériences, les animaux ne seront pas gardés du fait des procédures subies et seront de ce fait mis à mort.

Remplacement

Travaillant sur les interactions des cellules neuronales et astrocytaires dans un réseau adulte, il est impossible de recourir à des modèles bioinformatiques ou à des cellules en culture. L’étude in vivo et sur tranches aigües de cerveau est donc indispensable. De plus, la souris est classiquement utilisée afin de mieux comprendre le rôle des astrocytes dans la communication neuronale et la plasticité synaptique à long terme (base cellulaire de la mémoire). Nous ne pouvons donc pas recourir à des techniques de remplacement.

Réduction

Le nombre de souris par groupe a été évalué sur la base des travaux précédents en tenant compte des divers problèmes que nous pourrons rencontrer au cours des différentes phases expérimentales (problème au cours de la chirurgie, pipette utilisée pour injecter le virus bouchée, injection dans la mauvaise structure cérébrale, problème au moment de la dissection, problème rencontré au moment de l’expérience d’électrophysiologie). Le projet sera réalisé sur des souris mâles et femelles. Si au cours du projet nous observons que les résultats sont similaires entre les mâles et les femelles, nous regrouperons les données obtenues ce qui permettra de REDUIRE de moitié le nombre d’animaux utilisés.

Raffinement

Dispositions d’hébergement : Pour chacune des études, les animaux seront placés dans des cages enrichies (carrés de cellulose lab’nest et sizzle nest), jusqu’au nombre de huit animaux par cage. Ils seront stabulés dans une animalerie thermorégulée avec hygrométrie contrôlée. L’accès à la nourriture et à l’eau sera ad libitum et un changement de litière effectué chaque semaine. Dispositions visant à réduire la douleur : Si l’animal présente des signes de douleur (score entre 3 et 6) au cours de l’expérimentation, nous administrerons immédiatement un analgésique en sous-cutané pour calmer la douleur. Si nous n’observons pas d’amélioration de l’état de l’animal, nous ferons intervenir la vétérinaire responsable. Enfin, en cas d’absence d’amélioration de l’état de l’animal après traitement ou en cas de souffrance avérée (score entre 7 et 15), l’animal sera mis à mort.

Choix des espèces

Le modèle utilisé est la souris. La souris est classiquement utilisée afin de mieux comprendre le rôle des astrocytes dans la communication neuronale et la plasticité synaptique à long terme (base cellulaire de la mémoire). Ce modèle permet de produire des tranches aiguës de cerveau afin de réaliser des études d’électrophysiologie. Les souris seront âgées de 7 semaines minimum au moment des injections intra cérébrales. Ensuite, les diverses études seront réalisées 3 à 5 semaines après les injections intra cérébrales. Les questions que nous posons concernent le stade adulte, c’est pourquoi les expériences seront réalisées sur des souris adultes âgées de 10 à 12 semaines.

5 440 souris et rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent des administrations répétées puis une injection intracérébrale sous anesthésie, avant d'être mis à mort par décapitation, y compris des nouveau-nés décapités à la guillotine ou après refroidissement, pour tester ex vivo des molécules candidates de laboratoires clients. Le porteur indique que ces gestes peuvent provoquer stress, inflammations, infections et blessures de l'œsophage. Il décrit une activité de prestation pour l'industrie pharmaceutique et affirme que ces enregistrements sur tissu vivant constituent la "meilleure approche".

Objectifs

Les groupes pharmaceutiques et les sociétés biotechnologiques souhaitent avoir des informations pharmacologiques fonctionnelles sur leurs molécules en développement pour traiter des maladies du système nerveux central ou pour traiter la douleur. D’autre part, pour une meilleure prédictibilité d’éventuels effets secondaires, les agences réglementaires exigent une connaissance complète des cibles et des mécanismes d’action associés à ces nouvelles molécules qui sont soumises à une demande d’autorisation de mise sur le marché. En phases précliniques réglementaires, il n’est pas possible de tester les effets des molécules sur de grandes quantités d’animaux, à la fois pour des questions de quantité disponible des molécules (quelques milligrammes le plus souvent) et pour des questions éthiques (aucune idée sur les effets éventuels qui pourraient être observés). A l’importance de mise au point de nouvelle molécule, il faut ajouter le développement de modèle rongeur génétiquement modifié. Ces modèles permettent de mimer des pathologies humaines, leur utilisation est alors un avantage pour l’évaluation de l’efficacité de molécule d’intérêt. Il faut pour cela que ceux-ci soient électrophysiologiquement caractérisés. L'utilisation de tranches et/ou de cellules nerveuses de système nerveux central de rongeurs, traités par des molécules directement dans ce système nerveux central, permet une étude sur l'activité du composé et une information sur ses mécanismes d’action dans le modèle rongeur considéré. Pour ce faire, nos laboratoires utilisent deux types de technique, le Multi-Electrode Array (MEA) = enregistrements extracellulaires multipoints avec circuit imprimé d’électrodes et le Patch = un enregistrement à l'échelle du neurone. Le projet vise à déterminer, ex vivo, les effets pharmacologiques et/ou toxiques de nouvelles entités chimiques en développement préclinique afin de permettre à nos clients d’évaluer les propriétés de leur(s) molécule(s) - et/ou les propriétés d’une famille de molécules.

Bénéfices attendus

Notre projet permet de mieux caractériser, évaluer et comprendre les effets de futurs candidats médicaments pour traiter les pathologies du système nerveux central. Nos techniques mises en œuvre dans ce projet, pour l’évaluation ex vivo des effets pharmacologiques fonctionnels et/ou toxiques sur des explants de tissus vivants, exposés de façon chronique ou de façon aigüe, injectés directement dans le cerveau constitue la meilleure approche car elle permet : - de franchir la barrière hémato-encéphalique ; - de limiter le nombre d’animaux à tester par l’utilisation de tissus (mesures multipoints sur le même tissu séparé en petits échantillons) ; - de faire, dans un premier temps, une analyse pharmacologique/toxicologique précise à l’échelle du tissu et/ou du neurone et/ou de la protéine tout en s’affranchissant des problèmes de passage de la barrière hémato-encéphalique et des problèmes de pharmacocinétique. Ce projet permet ainsi d’affiner la sélection et l’orientation du développement de futurs médicaments avant de lancer les premières étapes précliniques couteuses de leur mise sur le marché.

Procédures

Les animaux seront administrés deux fois par jour avec une manipulation de 5 minutes maximum par animal, soit 10minutes da manipulation au total par jour. Ces injections pourront durer trois mois, mais durent en moyenne trois semaines au cours de nos études. Ces multiples manipulations et peuvent souffrir d’inflammation ou de blessure à l’œsophage en fonction des sites d’injections choisis. Tous les animaux subiront l’injection intracérébrale, durant 30-45 minutes sous anesthésie générale et analgésie. Les nuisances pouvant apparaitre sont des inflammations aigues, des infections et, en conséquence indirecte, un défaut de reconnaissance et de soin de la part des mères pour les individus entre 0 et 21 jours post naissance (c’est-à-dire non sevrés). Les temps de mise à mort varient en fonction du moyen utilisé mais n’excèdent pas dix minutes sous anesthésie et analgésie quand cela est nécessaire. Pour les Rats et Souris < P5 sont anesthésiés sur un bloc froid réfrigérant, sans contact direct, jusqu’à perte des réflexes au pincement d’une patte postérieure, puis décapités avec une paire de ciseaux adaptés, il temps entre l’anesthésie et la mise à mort est de 7 min ; Pour lesP5 < Rats et Souris P10 : les animaux seront anesthésiés par induction gazeuse à l’isoflurane (3.5% rat et 2.5% souris) puis décapités grâce à une guillotine adaptée, pour un temps de manipulation de maximum 7min. Si les animaux sont mis à mort par exsanguination, la totalité de l’intervention est de 12 minutes et passe par une anesthésie gazeuse, puis une analgésie sous masque anesthésique, 5 minutes d’attente et enfin exsanguination.

Impact sur les animaux

Nous avons une procédure qui peut amener à des effets indésirables. La procédure peut par : *-la manipulation régulière d’un animal, générer du stress ; *-l’injection régulière, provoquer des effets indésirables au site d’injection comme des inflammations, des infections, de blessure de l’œsophage ; *- la mise à mort par perfusion intracardiaque sous anesthésie gazeuse peut amener un stress premortem important ; *-la nature des animaux génétiquement modifiés, créer des douleurs auxquelles les animaux ne peuvent s’échapper ; *-l’injection intra-cérébrale peut induire des problèmes de type opératoire et post-opératoire, comme des inflammations aigues, des infections et une conséquence indirecte : un défaut de reconnaissance et de soin de la part des mères pour les individus opérés entre 0 et 21 jours post naissance.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort pour mesurer l’efficacité du traitement par la molécule à tester. Ces mises à mort seront nécessaires pour assurer l’évaluation d’efficacité et la détermination des mécanismes d’action de futurs candidats médicament, grâce aux modèles d’animaux mimant les pathologies neurodégénératives et à la maîtrise des protocoles d’enregistrement d’activité électrique cérébrale.

Remplacement

Nos évaluations ou caractérisations nécessitent de pouvoir réaliser des observations sur des réseaux neuronaux natifs et connectés, « donc plus physiologiques ». Il n’est pas envisageable de réaliser sur l’Homme ces tests que nous proposons. Nous devrons, en effet, tester des molécules avec des effets potentiellement inconnus, en les administrant à un organisme vivant. De plus, nous utilisons des tissus fraichement prélevés, car il n’est pas possible, in silico, de reproduire la complexité de ces connexions et/ou la particularité d’un neurone spécialisé.

Réduction

Notre capacité à utiliser un même animal pour plusieurs mesures et plusieurs conditions d’exposition diminue le besoin en nombre d’animaux et nous permet de faire, dans un premier temps, une analyse pharmacologique/toxicologique précise à l’échelle du tissu et/ou du neurone et/ou de la protéine tout en s’affranchissant des problèmes de passage de la barrière hémato-encéphalique et des problèmes de pharmacocinétique. Grâce à notre expérience sur les projets antérieurs, nous avons déterminé un nombre suffisant d’animaux nous permettant de valider nos enregistrements. Compte tenu des variations du taux de réussite attendu lors de l’injection intracérébrale au cours des études utilisant cette procédure, nous adapterons ce nombre grâce à une étude pilote qui sera réalisée avant d’introduire plusieurs conditions de test. Cette étude pilote ne sera pas réalisée si les données de notre client sont suffisantes pour garantir une significativité. Les enregistrements validés sont rassemblés par condition pour l’analyse. Nos analyses statistiques des résultats permettrons de déterminer l’efficacité du test. Lors de l’étude pilote, nous pourrons évaluer la significativité statistique et si elle n’est pas atteignable, l’étude sera suspendue. Si celle-ci est présente, l’étape suivante pourra donc être menée en poursuivant par 4 conditions différentes au maximum.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en groupe sociaux (4 souris adultes et 2 rats adultes/cage). Ils bénéficient d’enrichissement adaptés, deux types différents par cage (système permettant la création de nid soit tunnel ou soit pièce de bois à ronger par exemple). Cet enrichissement est validé par le fournisseur ou le partenaire et l’information est conservée et partagée dans les documents de renseignement de la lignée. .Les animaux préalablement administrés seront habitués aux différentes contentions utiles pour les voies d’administration des composés à tester. Nous diminuerons les futurs stress dus à ces manipulations. Ces administrations seront réalisées par du personnel compétent et formé en respectant les recommandations vétérinaires. Les solutions injectées seront contrôlées pour s’assurer de leur innocuité. Les animaux seront surveillés deux fois par jour et pesés. Un contrôle de l’apparition d’infection ou d’inflammation sera effectué. Si un animal infecté apparait, il sera sorti temporairement du projet et le vétérinaire sera consulté pour un traitement adapté jusqu’à récupération. Les animaux génétiquement modifiés auront une semaine d’acclimatation et un mois de temps d’hébergement, maximum. Il se fera en groupes sociaux en mélangeant les génotypes pour assurer la meilleure expression de phénotypes normaux. Chaque lignée modifiée aura une documentation de suivi spécifique. Ces animaux seront asymptomatiques. L’injection intracérébrale sera précédée d’une prémédication et suivi par des soins antalgiques et enfin d’une couverture antalgique et de suivi clinique deux fois par jours. Les animaux seront mis à mort sous anesthésie gazeuse et analgésique pour assurer l’enregistrement des activités neuronales.

Choix des espèces

La grande quantité d’informations scientifiques disponible sur le fonctionnement du système nerveux central des rongeurs, ajoutée à la maîtrise de leurs élevages, de leur génétique, de leur relative petite taille et au développement de technique d’enregistrements électrophysiologiques sur explants vivants font de ces espèces un modèle de choix pour l’évaluation pharmacologique de molécules. Ponctuellement, nous utilisons d’autres lignées de ces espèces, après discussion de la pertinence du modèle espèce-lignée-lignée génétiquement modifiée-protocole avec notre client. Toute demande de caractérisation de lignée modifiée fera l’objet d’une analyse bibliographique et circonstanciée en amont. L’impact du phénotype devra être décrit. Nous ne travaillerons qu’avec des animaux asymptomatiques. L’âge des animaux testés est déterminé en fonction du type de test et d’une analyse bibliographique. Nous pouvons travailler aussi bien avec des animaux nouveaux nés, juvéniles, adultes ou âgés en fonction des cibles fonctionnelles à observer et de l’évolution de la pathologie considérée (maladies neurodégénératives le plus souvent). Les choix de l’espèce, de la lignée et de l’âge sont validés en collaboration avec le client. En effet, l’expression phénotypique de la pathologie et/ou d’un déficit et/ou d’une lésion est souvent déterminante pour le choix de l’âge d’utilisation des animaux.

3 900 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Selon les groupes, elles subissent une injection intracérébrale de vecteurs viraux ou la pose chirurgicale d'un implant dans le cerveau, suivies de tests comportementaux dont le détail n'est pas précisé, pour étudier le rôle de la dopamine dans la peur et l'anxiété. Le porteur indique que ces chirurgies peuvent provoquer une perte de poids, un détachement de l'implant ou des troubles du comportement. Il affirme que la souris est le "seul organisme modèle" permettant ce type d'étude, d'éventuelles approches thérapeutiques restant renvoyées au long terme.

Objectifs

Le cerveau possède des systèmes dits de récompense qui évaluent les effets bénéfiques de certaines actions et facilitent leur apprentissage. Ils attribuent ainsi une valeur plus ou moins grande à des signaux annonçant une « récompense » et règlent leur valeur motivationnelle. Symétriquement des valeurs motivationnelles sont attribuées à des signaux prédictifs de situations « menaçantes ». Les neurones produisant la dopamine jouent un rôle important dans ces phénomènes et la libération de dopamine module la force de la valeur motivationnelle. Le dérèglement de ces systèmes intervient dans l’addiction aux drogues (valeur motivationnelle excessive) ou dans les troubles anxieux généralisés (valeur « menaçante » excessive). De multiples facteurs participent au contrôle de la libération de dopamine. Parmi eux, les récepteurs de la dopamine appelés autorécepteurs D2 exercent un rétrocontrôle négatif empêchant ainsi une libération excessive de dopamine. Une faible expression de ces récepteurs est un facteur de risque d’addiction chez les humains. Dans ce projet, nous émettons l’hypothèse que le même type d’anomalie favorise l’apparition de troubles anxieux en exacerbant la valeur motivationnelle attribuée à certains signaux prédisant une situation « menaçante ». Nous testerons cette hypothèse en manipulant sélectivement les autoD2R au sein de populations de neurones dopaminergiques spécifiques. Nous utiliserons une combinaison d’approches allant de la génétique moléculaire à la mesure de l’activité des neurones, le tout couplé à des études comportementales.

Bénéfices attendus

Cette étude s’inscrit dans le cadre d’une meilleure compréhension des circuits neuronaux contrôlant les réponses émotionnelles associées à des stimuli aversifs (réponse de peur). Les résultats de ce projet permettront de préciser certains des mécanismes neuronaux et moléculaires sous-tendant l’apparition de troubles anxieux observés dans différentes affections psychiatriques et à terme de proposer des approches thérapeutiques innovantes

Procédures

600 animaux subiront une injection dans la cavité abdominale pour induire des mutations de nos gènes d’intérêts (durée : >1min). 2100 animaux auront une chirurgie pour injecter dans des régions précises du cerveau des vecteurs (virus recombinant non pathogène) pour induire des mutations spécifiques de certains neurones (Durée >45min). 1200 animaux subiront une chirurgie pour poser un implant (fibre photométrique) pour révéler l’activité de certains neurones dans le cerveau (Durée >45min). Tous les animaux auront des tests de comportement.

Impact sur les animaux

La procédure prévoit des injections stéréotaxique. Ces actes pourraient induire une nuisance ou des effets indésirables sur les animaux (perte de poids, détachement de l'implant, dégradation de l'apparence physique ou troubles du comportement). C'est pour cela que la procédure est classée modérée. Cependant nous mettrons en place une grille de scores dès l'apparition de signes cliniques (voir annexe). D'autre part, selon notre expérience le type de chirurgie prévue est très bien supporté par les animaux.

Devenir

A la fin de cette procédure tous les animaux seront mis à mort pour prélèvement de tissus.

Remplacement

La réalisation de notre projet repose sur l'utilisation de nombreuses lignées transgéniques exprimant la protéine fluorescente GFP et l'enzyme Cre recombinase nous permettant ainsi d'identifier les neurones et d'invalider par recombinason homologue (système Cre/Lox) notre protéine d'intérêt. La souris est le seul organisme modèle permettant ce genre d'étude. L'utilisation d'animaux demeure donc la seule option à ce jour pour évaluer avec précision et pertinence les liens de causalité entre l'identité moléculaire et cellulaire des neurones dopaminergiques et le controle des réponses émotionnelles dans notre projet de recherche.

Réduction

Ce nombre a été déterminé de manière à reduire au maximum le nombre d'animaux utilisés tout en en gardant suffisamment pour ne pas compromettre la validité statistique des expériences qui seront menées. Le nombre d'animaux nécessaire a été déterminé selon Dell et al. (Sample size determination, Ilar Journal, 2002, 43 :207) et le logiciel G*power, sur la base de publications précédentes et de notre expérience de manière à allier réduction du nombre d'animaux et validité statistique des expériences (niveau de significativité : p=0.05). Seules les expériences considérées comme absolument indispensables seront réalisées. Dans le but d'une exploitation maximale des données obtenues, plusieurs régions cérébrales seront systématiquement analysées.

Raffinement

Des dispositions seront prises pour le raffinement des conditions d'élevage et d'expérimentation. Le maintien d'enrichissement de la naissance à l'expérimentation sera effectif dans toutes les cages. Un enrichissement supplémentaire de type paille en carton ("sizzle"), igloo, ou maison en carton sera mis en place en cas d'isolement des souris pour les besoins des expériences. Un suivi régulier sera appliqué dès le débuts de nos expérimentations. Les chirurgies sont faites avec des anesthésiques et analgésiques adaptés. Une grille de score avec des points limites sera mise en place dès l'apparition de signes cliniques : dos vouté, poils ébouriffés, comportement anormal, stéréotypies.

Choix des espèces

L'espèce souris (Mus musculus) est un modèle très étudié dans tout projet de recherche. Les souris fournissent des excellents modèles pour l'évaluation du rôle des recepteurs D2R , au cœur de notre projet. De plus sa physiologie générale nous permet de nous rapprocher suffisamment de l'homme pour obtenir des données pertinentes sur un point de vue médical. Les animaux seront utilisésentre 3 et 8 mois ce qui permettra de travailler sur une système cérébral stable, mature, qui n'évoluera pas au cours des procédures expérimentales qui prendront plusieurs semaines.

235 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent une à deux chirurgies cérébrales pouvant durer quatre heures, des injections répétées et des enregistrements tête fixée qui les immobilisent, certaines étant isolées. Le projet étudie le rôle de neurones du cervelet dans l'apprentissage spatial, bénéfices thérapeutiques renvoyés au long terme. Le porteur affirme qu'analyser en parallèle le comportement et l'activité neuronale est "indispensable" et possible seulement chez l'animal vivant.

Objectifs

Le but de ce projet est d'examiner la fonction de neurones du cervelet dans l’apprentissage d’une tâche cognitive complexe de navigation spatiale orientée vers la récompense. Il a été montré chez l'Homme et la souris que ce type de tâche met à contribution le cervelet. Ces neurones participent à l'activité que le cervelet exerce sur le reste du cerveau. Nous mettrons au point des outils génétiques afin d’interférer avec leur activité, et modifier l'influence du cervelet pendant un apprentissage. L’efficacité d’expression des outils sera validée in vitro puis in vivo. L'évolution des performances d'apprentissage sera comparée entre les souris exposées à la stimulation et contrôles. En parallèle à l’étude comportementale, nous étudierons le rôle des neurones dans les mécanismes de plasticité synaptique dans le cortex cérébelleux in vitro. Cette étude nous permettra de mieux comprendre le rôle du cervelet et les mécanismes cellulaires de l’apprentissage in vivo et in vitro. Les protocoles seront optimisés afin de respecter les devoirs de Réduction et Raffinement et pour assurer l'absence de douleur. La surveillance continue de l'animal permettra d'arrêter toute procédure expérimentale lorsque l'animal montre des signes d’anxiété. Les procédures visent à optimiser le confort des animaux et réduire le nombre d'animaux utilisés. L'optimisation des soins aux animaux nous permettra d'utiliser certains animaux pour plusieurs sessions d'enregistrement.

Bénéfices attendus

Comprendre les mécanismes neuronaux qui sous-tendent des fonctions cognitives complexes telles que la navigation est un des enjeux majeurs de la recherche en neuroscience. Il contribue à appréhender le fonctionnement du cerveau en conditions normales et par conséquent, il aide à mieux cibler les altérations qui se présentent en conditions pathologiques et à long terme développer des thérapeutiques.

Procédures

Un lot de souris sera soumis à une chirurgie qui durera 2h, un deuxième lot sera soumis à deux chirurgies de 2h et neuf injections intrapéritonétales (une injection par jour) et un troisième lot sera soumis à une chirurgie de 2h puis une chirurgie de 4 h et douze injections intraperitonéales (1 injection par jour).

Impact sur les animaux

Les souris subiront plusieurs chirurgies. Elles sont donc susceptibles de ressentir de la douleur postopératoire. Certaines seront utilisées pour des enregistrements avec tête fixée ce qui peut engendrer un stress car elles ne sont alors pas libres de leurs mouvements. D’autre part, il sera parfois nécessaire d’isoler un animal, ce qui peut aussi engendrer du stress.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort soit pour prélèvement du cervelet, soit pour analyser l'expression des outils génétiques dans le cervelet et l'implantation des électrodes.

Remplacement

Afin de comprendre le rôle des interneurones dans le comportement moteur il est indispensable d'analyser le comportement et l'activité des neurones en parallèle. Ceci est possible exclusivement chez un animal vivant. Les études in vitro et les animaux invertébrés ne permettent pas l'étude des comportements complexes ; la souris est donc l'espèce la plus appropriée pour ce type d'études.

Réduction

Le nombre d'animaux prévu est inspiré du nombre d’animaux utilisé dans des travaux précédents de l’équipe et est réduit au minimum pour nous permettre de générer des données statistiques solides

Raffinement

Les procédures tiennent compte des temps de récupération et du nombre de tests pour réduire le stress et la fatigue des animaux. Les animaux sont placés dans des cages au format réglementaire, en communauté de 2 à 5, dans des conditions d’hébergement contrôlées (12:12 h cycle jour/nuit, 22°C ± 2°C, humidité de 50%). L’eau, la nourriture et du matériel de nidification, seront placés dans chacune des cages. Lorsque la procédure nécessite l’isolement d’un animal, un jouet d'exploration supplémentaire (cube, tunnel ou abri) est placé dans la cages de manière à lui offrir plus d’enrichissement. Les animaux sont suivis quotidiennement par les mêmes manipulateurs afin de réduire leur stress au maximum. Toutes les conditions sont réunies pour prendre en compte la douleur de l’animal (anesthésie, analgésie, suivi post-opératoire). Des points limites sont définis et un suivi régulier des souris par un personnel qualifié sera réalisé après chirurgie à l’aide de grilles d’évaluation (étude du comportement, du poids et de l’apparence). Des méthodes seront mises en place pour réduire ou supprimer la douleur, la souffrance et l’angoisse des animaux.

Choix des espèces

Les souris ont été choisies pour trois raisons : - la taille de l’animal qui permet son installation sur le poste d’observation dont le laboratoire dispose et sur les postes de travail. - la disponibilité de souches de souris transgéniques nécessaires à ce projet. - nos études comportementales ont été validées sur des souris. Par soucis de reproductibilité nous souhaitons poursuivre avec la même espèce. Le projet porte sur l'étude des réseaux neuronaux à l'âge adulte. Les animaux seront utilisés à partir de P30 afin de préparer l'expérimentation et jusqu'à 3 mois.

1 910 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent des chirurgies cérébrales d'injection virale et d'implantation d'électrodes et de fibres optiques, l'implantation sous-cutanée de puces RFID, puis une exposition à la nicotine et une manipulation optogénétique de leurs circuits neuronaux. Le porteur indique que les bagarres entre animaux peuvent les blesser gravement, que les manipulations répétées peuvent diminuer leur bien-être et qu'une trop forte dose de nicotine risque une overdose. Il affirme que seul l'animal vivant permet cette étape d'intégration entre comportement social et neurophysiologie, le bénéfice annoncé visant les troubles addictifs et psychiatriques.

Objectifs

L’addiction au tabac est un problème majeur de santé publique. Cependant nous ne sommes pas tous égaux devant l’addiction et les raisons pour lesquelles nous fumons sont souvent très variées. Les mécanismes qui sous-tendent des différences de vulnérabilité, bien qu’essentiels pour comprendre pourquoi un individu devient et reste dépendant, sont peu étudiés d’un point de vue neurobiologique. Dans ce projet, nous développerons une approche intégrative pour lier les variations dans les traits individuels et la vulnérabilité aux drogues. Nous analyserons l’histoire individuelle de souris au sein d’un groupe pour étudier, sur de longues périodes, les dynamiques sociales entre congénères et les différentes stratégies utilisées dans des tâches de prise de décision. La consommation et le sevrage nicotiniques seront ensuite évalués pour lier les variations de comportements individuels observées avant exposition à la drogue et la vulnérabilité à la nicotine. Nous étudierons électrophysiologiquement comment les relations sociales et les prises de décision individuelles façonnent l’activité des circuits neuronaux impliqués dans la réponse à la nicotine et la susceptibilité à la drogue. Nous insisterons sur les circuits dopaminergiques impliqués dans la motivation et la réponse aux récompenses, ainsi que leurs innervations cholinergiques à travers les récepteurs nicotiniques. Ces circuits seront ensuite manipulés à l’aide d’outils optogénétiques, chémogénétiques ou de « modifications de l’environnement de l’animal » afin de modifier la vulnérabilité individuelle. Tous ces paramètres neuronaux et comportementaux seront des facteurs prédictifs utiles pour comprendre la mise en place des dépendances. Ce projet aborde donc le problème de l’individu face à la drogue. Cela représente un effort unique pour comprendre, à plusieurs niveaux d'analyse (de la molécule au comportement), le rôle des caractéristiques et des histoires individuelles dans le processus d’addiction.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d'identifier des voies neuronales spécifiques de la vulnérabilité individuelle aux substances addictives, mais aussi comment un individu adapte ses stratégies face à celles-ci, dans un milieu social. Les prises de décision dans un environnement social sont d'une importance majeure pour s'adapter à son environnement. De nombreuses pathologies sont associées à un déficit d'adaptabilité dans un environnement complexe et social, notamment les troubles du spectre autistique, la schizophrénie ou encore les conduites addictives, souvent favorisées par un contexte favorable à leur développement. Une meilleure compréhension de ces mécanismes, notamment à un niveau comportemental et physiologique, permettra donc d'appréhender plus efficacement les cibles cellulaires en vue de traitements futurs face à un enjeu sociétal majeur.

Procédures

Les souris subiront des procédures chirurgicales en vue d'injecter des adenovirus-associés (AAV) permettant l'expression de gènes spécifiquement dans le cerveau, mais aussi d'implantations d'électrodes d'enregistrements et de fibres optiques afin d'enregistrer l'activité neuronales. Les chirurgies d'injection durent environ 45 mins à 1h. Les chirugies d'implantation d'électrodes et de fibres aux alentours de 1h aussi. Les chirurgies d'injection d'AAV et d'implantation sont séparées car l'expression d'un AAV au sein du cerveau est d'environ 3 semaines. Ainsi, afin d'éviter d'abimer les électrodes et les fibres implantées, celles-ci seront implantées 3 semaines plus tard, augmentant grandement les chances d'avoir des résultats exploitables à l'enregistrement. A leur réveil, le comportement des animaux sera évalué pour coupler la neurophysiologie et l'aspect comportemental. Des micropuces RFID seront implantées en sous-cutané pour permettre de suivre la position de l'animal au sein de l'environnement étudié. Le comportement des animaux sera évalué durant 2 semaines où ceux-ci vivront en communauté dans une grande cage enrichie de 50cm sur 50cm et seront placés par 3. Pour la procédure où l'animal sera étudié seul, le comportement dans la cage durera 5 jours pour limiter l'isolement. En fin de certaines procédures, les animaux seront anesthésiés et un enregistrement unitaire de neurones sera effectué. A la fin de l'enregistrement, la souris sera euthanasiée sans être réveillée.

Impact sur les animaux

Les animaux qui subiront des neurochirurgies peuvent éventuellement avoir des douleurs associées aux craniotomies effectuées sur l'os mais aussi au niveau des sutures. Certaines infections au niveau des sutures pourraient éventuellement survenir. Les bagarres entre animaux peuvent aussi arriver, blessant superficiellement ou gravement certaines souris lors du comportement en groupe. Une même souris passera dans un nombre maximum d'expériences afin de réduire l'utilisation d'animaux. Le fait de passer dans plusieurs expériences d'affilées peut possiblement diminuer le bien-être de l'animal avec les manipulations répétées. Certains effets indésirables liés à la stimulation optogénétique peuvent survenir et troubler l'activité locomotrice. Si de tels troubles sont visibles, la stimulation sera immédiatement arrêtée et l'animal laissé au repos. L'administration de nicotine en eau de boisson ou injection intrapéritonéale peut induire un risque d'overdose à trop forte concentration.

Devenir

A l'issue des procédures, tous les animaux seront euthanasiés. - Soit directement à la fin de la procédure si aucune autre procédure n'est nécessaire à effectuer sur ces animaux. Les animaux n'ayant effectué que du comportement seront euthanasiés. - Soit pour extraire le cerveau de l'animal pour l'étudier. En effet, nous devons confirmer la bonne expression des virus injectés dans le cerveau et l'emplacement des électrodes/fibres implantées. Cette confirmation est indispensable comme contrôle pour prouver que l'enregistrement ou la manipulation de l'activité neuronale est bien liée à la zone cérébrale étudiée.

Remplacement

Notre projet vise à étudier la complexité du comportement de la souris. Nous souhaitons utiliser cette méthodologie afin de mesurer de manière automatique les comportements sociaux, la hiérarchie et son incidence sur les comportements individuels ainsi que sur la susceptibilité de certains profils comportementaux à s'administrer des drogues d'abus. Le découplage et la corrélation entre comportement et neurophysiologie est aussi une composante majeure de ce projet. Au sein du laboratoire, l'expérience sur les animaux a été préparée en amont par des méthodes ex-vivo (telle que le patch-clamp recording). Cette dernière étape d'intégration ne peut être réalisée in silico et nécessite donc de se faire sur des animaux vivants. Cette étude n’est donc réalisable que sur des animaux.

Réduction

Le nombre d'animaux, pour ce projet, est déterminé sur la base d'une litterature vaste et robuste dans des domaines similaires. Afin de réduire l'utilisation de souris au minimum, nous nous imposerons un cahier des charges strict. Pour ce faire, les procédures ont été pensées pour qu'une même souris puisse passer dans un nombre maximum d'expériences afin de réduire l'utilisation de nouveaux animaux pour chaque expérimentation. De plus, notre projet s'inscrit dans un temps long, avec l'observation d'une même souris sur une période étirée, limitant de ce fait l'utilisation répétée d'animaux. Les effectifs d'animaux à utiliser ont été calculés au plus juste grâce à des tests de puissance statistique effectuées en amont des expériences. De plus, l'analyse de la littérature dans ce domaine, qui est vaste, nous permet d'estimer au mieux le nombre d'animaux à utiliser pour chaque expérience. Enfin, de notre propre expérience au sein du laboratoire, ayant l'habitude d'effectuer ce genre de procédures, tout ceci nous permet d'estimer un nombre juste d'animaux afin de générer des résultats consistants et interprétables.

Raffinement

Dans nos environnements, l'espace pour chaque souris, ainsi que l'enrichissement, sont supérieurs aux cages conventionelles de stabulation. La taille de la cage, les différentes zones accessibles, la présence d'un nid au centre de l'environnement ainsi que d'un levier permettant d'obtenir de la nourriture ad libitum permettent de diversifier les actions locomotrices et exploratrices des animaux, contribuant à leur bien-être. Tout ceci relève donc d'un plus grand enrichissement. Les souris sont pesées tous les jours et suivies en temps réel via des caméras nous permettant de monitorer à distance le comportement des animaux. Il nous est donc possible d'intervenir rapidement en cas de quelconque soucis. De plus, le bien-être des souris est conditionné par la mise en place de protocoles et de points limites lors des procédures visant à réduire les éventuelles souffrances animales. Par exemple, en cas d'agression entre animaux, des soins seront apportés aux souris blessées et celles-ci seront isolées le temps de la récupération. Si l'animal n'a pas pu récupérer dans une temps raisonnable, la procédure s'arrêtera pour celui-ci. Une fois le regroupement effectué, une surveillance accrue sera effectuée pour observer tout comportement agressif envers l'animal préalablement blessé. Si les comportements aggressifs persistent, la procédure sera arrêtée pour l'animal. Notre design d'électrode pour enregistrer l'activité des neurones est plus léger et moins encombrant que les autres systèmes connus et vendus sur le marché. Lors des chirurgies, certaines douleurs peuvent survenir en post-opératoire. Pour diminuer et abolir ces douleurs, des anesthésiques locaux et des anti-douleurs seront administrés. Les chirurgies sont effectuées sous anesthésie générale gazeuse controlée durant la totalité de la chirurgie afin de permettre un rétablissement rapide de l'animal. Si l'animal n'a pas récupéré dans les 48h, la procédure s'arrêtera pour celui-ci. Un tapis chauffant sera placé sous l'animal afin d'éviter l'hypothermie.

Choix des espèces

Le système dopaminergique mesocorticolimbique des rongeurs est relativement bien conservé par rapport à l’Homme, anatomiquement et fonctionnellement. Les récepteurs nicotiniques et les afférences cholinergiques sont organisées de manières similaires. Ce n’est pas le cas chez les invertébrés, poissons et oiseaux. Par ailleurs, il existe beaucoup d’endophénotypes de l’addiction clairement établis chez la souris. De plus, la génétique de la souris offre des outils de modulations des réseaux neuronaux, difficilement accessibles chez d’autres modèles. Si les modèles d’invertébrés et poisson peuvent être utilisés pour étudier les mécanismes de renforcement aux drogues, l’organisation anatomique est trop différent pour qu'ils puissent être utilisés pour comprendre la modulation nicotinique du système dopaminergique. Des modèles de mammifères (rat, singe) ne se justifient pas non plus car les outils génétiques nécessaires pour disséquer les mécanismes sous-jacents n’existent pas chez ces espèces. Enfin, notre environnement élargi et enrichi a été spécifiquement développé et adapté à l'étude de la souris. Les animaux utilisés seront à l'âge jeune adulte - adulte. Avant 8 semaines, les souris sont considérées comme étant au stade adolescent. Ainsi, sachant que le comportement à cet âge est différent de l'âge adulte, et que notre étude porte sur l'âge adulte uniquement, nous éviterons d'étudier le comportement de souris avant 8 semaines. De plus, l'implantation de fibres et d'électrodes représentant une certaine charge de poids sur la tête de l'animal, nous préférons le faire une fois que ceux-ci sont plus grands et ne pas influencer leur comportement avant 8 semaines. Ainsi, les procédures qui nécessitent des injections virales uniquement se feront sur l'animal entre 4 et 6 semaines afin d'observer un temps d'infection nécessaire par le virus concerné (entre 3 et 6 semaines d'expression). Les souris qui se verront implanter des fibres optiques ou des électrodes d'enregistrement subiront une chirugie à partir de 8 semaines (âge adulte pour une souris). Les expériences comportementales se feront aussi à partir de 8 semaines d'âge.

400 rats et 100 souris vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit l'implantation chirurgicale d'une prothèse crânienne sous anesthésie de 2 à 6 heures, puis jusqu'à une dizaine de sessions d'enregistrement, certaines en contention sur plateforme rotative, d'autres après une lésion vestibulaire provoquant des troubles de l'équilibre. Le porteur indique que la lésion vestibulaire entraîne des vertiges et une désorientation transitoires, et que les lignées modèles d'épilepsie-absence figent l'animal quelques secondes à minutes. Il affirme qu'aucune simulation ni organoïde ne reproduit ces interactions neuronales, l'euthanasie survenant entre 3 et 12 mois.

Objectifs

Le fonctionnement du cerveau est basé sur l'interaction réciproque entre les neurones, qui traitent l'information, et le réseau sanguin, qui répartit en permanence le soutien métabolique selon les contributions de différentes aires cérébrales. Ce couplage entre métabolisme et traitement cognitif sert de moyen d’exploration des processus cérébraux, grâce à l’imagerie des processus vasculaires et métaboliques pour identifier et comprendre les réseaux neuronaux associés à chaque comportement, activité physiologique ou pathologique. Le but de ce projet est de mieux comprendre comment les différentes aires fonctionnelles du cerveau interagissent pour produire des processus cognitifs, des comportements, ou des anomalies handicapantes telles que les absences (brêves périodes de passivité associée à une perte de conscience). Ce projet associe trois axes d’analyse complémentaires : 1/Comment mesurer simultanément la dilatation des vaisseux sanguins et la charge en oxygène du sang pour estimer la charge métabolique des aires cérébrale à travers l’ensemble du cerveau ? On développe des méthodes pour la mesure du métabolisme tissulaire in vivo sur l’ensemble du cerveau de façon minimalement invasive, en combinant des moyens acoustiques et optiques. 2/L’orientation spatiale nécessite des repères visuels stables, i.e. dont le mouvement apparent est uniquement causé par les mouvements de l’animal. Comment le cerveau identifie et utilise de tels repères à partir des signaux visuels et vestibulaires ? On aborde une situation physiologique, la dynamique des réseaux impliqués dans des fonctions cognitives d’orientation spatiale, où des aires cérébrales spécialisées coopèrent pour produire une fonction intégrée. 3/Existe-t-il des marqueurs de l’activité cérébrale annonçant la survenue d’absence, et quels en sont les mécanismes déclencheurs? On explore une situation pathologique, l’épilepsie de type absence (non convulsive), où des réseaux distribués à travers le cerveau perturbent l’ensemble de l’activité jusqu’à interrompre le comportement et figer l’animal de façon transitoire (typiquement 3s à 3min).

Bénéfices attendus

Les données obtenues dans ce projet apporteront une meilleure connaissance de mécanismes cérébraux physiologiques et pathologiques. D’un point de vue scientitifque on attend de mieux comprendre quelles aires cérébrales sont impliquées dans l’orientation et dans l’attention (interrompue par les absences) et globalement de mieux comprendre comment les différentes aires cérébrales spécialisées interagissent pour produire un effet de conscience. D’un point de vue technologique on développe des moyens d’observation donnant une vision étendue des liens entre mécanismes métaboliques et cognitifs. L’ensemble de ces progrès constitueront une base pour mieux comprendre et à terme traiter les pathologies impliquant l’orientation, les absences, ou les troubles métaboliques, dont l’impact sur la santé est significatif.

Procédures

Chaque animal est soumis à une unique procédure chirurgicale d'implantation d'une prothèse crânienne et d'un système d'attache permettant des mesures ultérieures non invasives (EEG, imagerie ultrasonore, imagerie optique). Cette étape est réalisée en une seule chirurgie sous anesthésie profonde d’une durée de 2-6h, suivie d’une période de récupération de 5-7 jours. Chaque animal participe ensuite à une campagne d’observation non invasive, composée au maximum d’une dizaine de sessions d’enregistrement espacées de 3 jours à 3 mois, étalée sur une durée totale maximale de 1 an. Chaque session nécessite une brêve anesthésie initiale, pour fixer le système d’enregistrement, pendant environ 30 minutes. Une fois le système attaché la session peut se dérouler de trois façons différentes : 1/L’animal est maintenu anesthésié pour la session de mesure, d’une durée maximale de 6h ; 2/L’animal réveillé reste en contention sur une plateforme rotative, pour évaluer des stimuli visuo-vestibulaires imposés, sur une durée maximale de 6h ; 3/L’animal est mobile, en restant attaché au système de mesure par un cordon léger, pour une durée d’enregistrement des mesures en continu de 6h à une semaine. Les animaux participant à l'étude de l'intégration visuo-vestibulaire sont soumis à une brève chirurgie de lésion vestibulaire (environ 30 minutes), sous anesthésie profonde, au milieu de la période d'observation. Les animaux sont euthanasiés à l'issue de la dernière session d'observation.

Impact sur les animaux

La procédure chirurgicale d’implantation d’une prothèse crânienne est associée à un risque post-opératoire de douleur à traiter de façon préventive, d’infection ou de dégradation de la prothèse à surveiller. La procédure de lésion vestibulaire produit un stress lié à un défaut de sens de la verticale et des accélérations de la tête, se traduisant par des mouvements déséquilibrés de l’animal et/ou une immobilisation inhabituelle. Ce handicap est transitoire, grâce à compensation du système nerveux atteinte en une semaine environ. Les sessions d’observations avec l’animal en contention sur une plateforme rotative peuvent induire des vertiges brefs et du stress en cas de stimuli visuel et vestibulaire discordants. Les sessions d’observation sur animal éveillé peuvent produire un stress pendant la durée de la session, lié à la contention ou à la gêne occasionnée par le câble rattachant la tête au système de mesure. Les lignées établies comme modèles d’absence spontanée présentent des périodes de quelques secondes à quelques minutes pendant lesquelles l’animal est figé, interrompant son comportement pour le reprendre à la fin de l’absence. Bien que le comportement soit inhabituel pour des rongeurs il n’est pas dommageable dans le cadre sécurisé du laboratoire (notamment absence de prédateur). La rotation imposée sur une plateforme mobile, et la lésion vestibulaire provoquent des vertiges et perte d'équilibre. La récupération spontanée d'une lésion vestibulaire est de 3 jours.

Devenir

La qualité des mesures obtenues au moyen d'une prothèse crânienne permettant l'observation décroit avec le temps, ce qui ne permet pas de conserver les animaux pour obtenir plus de données. Les animaux sont gardés en vie durant au maximum 12 mois pour permettre d’obtenir des données suffisantes en qualité et quantité pour établir des observations répondant aux questions abordées par le projet. On prévoit une euthanasie entre un âge de 3 et 12 mois.

Remplacement

Les questions abordées dans ce projet concernent les propriétés émergentes des interactions entre assemblées de populations neuronales réparties à travers le système nerveux, en rapport avec des questions de physiologie et pathologies des mammifères. La diversité des types cellulaires, de leurs connexions, la richesse des intéractions moléculaires -d’ailleurs tous encore incomplètement décrits- font qu’il n’existe aucun moyen de simulation ou de remplacement par des organismes plus simples ou des organoïdes. En outre les mécanismes étudiés sont très dynamiques et propres aux animaux vivants, ce qui ne permet pas de les aborder sur des tissus fixés.

Réduction

On prévoit d’employer au maximum 400 rats et 100 souris sur 5 ans. Nos études déjà publiées ont montré que la bonne sensibilité des méthodes utilisées dans nos approches EEG-imagerie fonctionnelle permet typiquement de dresser un panorama de l’activité fonctionnelle et d’exhiber des variations statisiquement significatives avec un nombre limité d’animaux (par exemple sur la dynamique d’activation, la comparaison avec une situation contrôle). Ces animaux permettront d’aborder nos trois axes d’étude (méthode, orientation, absence). L’étude de méthode compare les variations temporelles des signaux cérébraux entre des activités de base et des activité induites pharmacologiquement sous anesthésie, suivant un protocol établi. L’étude sur l’orientation spatiale repose sur un groupe avec lésion vestibulaire et un groupe contrôle, tous deux soumis à des stimuli concordants ou discordants. L’étude sur les absences compare également deux groupes d’animaux, présentant des absences spontanées contre animaux contrôles. Pour réduire les effectifs, étant donné les similitudes techniques entre les procédures engagées pour ces 3 axes d’étude, des données pourront être partagées et le cas échéant des animaux pourront participer à plusieurs axes d’étude.

Raffinement

Les animaux sont acclimatés pendant 5 jours suivant leur arrivée aux conditions de température et d'humidité de l'animalerie. Les conditions de stabulations sont conformes aux standards: taille des cages, nourriture et eau ad libitum, éclairage suivant un cycle régulier jour/nuit. L'environnement est enrichi par des buchettes. Les animaux sont hébergés par groupes sauf lorsque cela représente un risque post-opératoire (détérioration des prothèses par un congénère). Le projet n’a pas de finalité associée à la douleur et ne prévoit pas l’occurrence de situation douloureuse, en dehors d’un épisode d’intensité au maximum modérée, post-opératoire sur une durée de 3 jours, pris en charge de façon systématique et anticipée. La survenue éventuelle d’autres épisodes douloureux pourrait se produire en cas de complication chirurgicale, impliquant une vigilance quotidienne. Afin de minimiser les douleurs post-opératoires les animaux recevront un traitement antalgique initié dès le début de la chirurgie. Durant toute l'étude : les animaux seront évalués quotidiennement par les zootechniciens pour des comportements tels qu'une posture ou des mouvements anormaux. En cas de comportement anormal, les animaux seront isolés et feront l'objet de soins adaptés par les expérimentateurs pendant 72h. Les animaux seront euthanasiés s'ils présentent des signes de douleur persistants ou perdent 10% ou plus de leur poids pendant cette période, selon une grille standard. L'atteinte d'un point limite exige une ou plusieurs des actions suivantes : -l'isolation et la surveillance bi-quotidienne, injection de solution glucosée en sous-cutanée en cas de dénutrition - l'administration d'un analgésique -l'euthanasie de l'animal.

Choix des espèces

Les rats et souris forment un modèle des activités cérébrales et du couplage neuro-vasculaire des mammifères. Ils forment des modèles particulièrement développés pour étudier les circuits cérébraux de l’orientation spatiale, des comportements cognitifs simple et du sommeil. De plus, des lignées spécifiques (WAG/Rij, GAERS) sont des modèles de référence pour les absences. Le projet repose sur des rats et souris adultes, dès la fin du sevrage, soit un âge compris entre 4 semaines et 1 an, poids d'un animal sain (souris 10-20g, rat 150-500g). Des animaux adultes présentent un référentiel stable des capacités cognitives et du couplage neurovasculaire. Les lignées WAG/Rij et GAERS présentent des absences spontanées qui émergent dans les 2-4 semaines suivant la naissance, ce qui en fait d'excellents modèles. Les modèles rats et souris sont complémentaires : la taille du cerveau de rat est particulièrement adaptée à la technique d'imagerie ultrasonore (résolution spatiale, masse de la sonde fixée sur le tête de l'animal), la souris offre une perspective de comparaison avec un corpus d’études plus diversifié.