Recherche appliquée

1 864 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un œil reçoit des impacts laser sous anesthésie, provoquant une cécité partielle, puis des injections intraoculaires d'anti-VEGF et de molécules inflammatoires, tandis qu'un complément enrichi en polyphénols leur est administré par gavage pendant quarante-deux jours. Le porteur affirme n'impacter qu'un seul œil pour éviter la cécité totale et juge les supplémentations sans effet indésirable d'après des tests antérieurs. Il indique que ces compléments, déjà testés sur cellules rétiniennes, doivent être évalués sur l'ensemble de la rétine, les organes étant prélevés après la mise à mort.

Objectifs

La Dégénérescence Maculaire Liées à l’Age (DMLA) est la première cause de la perte partielle de la vision centrale chez les plus de 50 ans dans les pays industrialisés. La DMLA ne rend pas complétement aveugle mais reste très invalidante. Elle se traduit par une dégradation d’une partie de la rétine responsable de la vision haute définition et en couleur. La forme la plus sévère est la forme humide caractérisée par une formation excessive de vaisseaux sanguins. La phase précoce de la DMLA est caractérisée par un contexte de stress oxydant qui participe à la mise en place d’un stress inflammatoire favorisant la création de nouveau vaisseaux (néoangiogenèse). Ces néovaisseaux sont désorganisés et de mauvaises qualités, ce qui entraîne d’éventuelles hémorragies rétiniennes. Ils sont à l’origine d’une accumulation de liquide au niveau de l’épithélium rétinien entrainant une désorganisation des photorécepteurs et un décollement de la rétine, ce qui provoque une perte partielle de la vision centrale. Le traitement principal consiste en des injections dans l’œil d’anticorps permettant de contrecarrer l’action d’une molécule appelée VEGF qui favorise la néoangiogenèse. S’il permet de retarder l’évolution de la maladie, ce traitement n’est aucunement curatif et certains patients acquièrent une résistance aux anti-VEGF entrainant une perte de leur efficacité. Il est nécessaire de développer de nouvelles approches thérapeutiques permettant de prévenir la survenue de résistance et/ou d’améliorer les thérapies actuelles. La prise de compléments alimentaires riches en anti-oxydants tels que les oméga-3 ou encore les polyphénols est recommandée aux patients souffrant de DMLA de manière à diminuer son développement. Les polyphénols possèdent aussi des propriétés anti-angiogéniques démontrées dans le cadre de cancers. Dans ce contexte, l’objectif de ce projet est d’identifier si différentes supplémentations en polyphénols et/ou oméga-3 pourraient prévenir ou retarder la progression de la DMLA, dans un contexte pro-inflammatoire induit (Lipopolysaccharide) ou non. Pour cela, le modèle murin de néovascularisation choroïdienne, induit par impact laser dirigé contre la rétine et classiquement décrit dans la littérature pour mimer le phénotype de la DMLA, sera utilisé pour identifier de possibles nouveaux traitements.

Bénéfices attendus

Cette étude permettra d’identifier les compositions de supplémentations polyphénoliques les plus prometteuses dans la lutte contre la DMLA et de déterminer la fréquence de supplémentations ainsi que les doses nécessaires afin d’obtenir un effet bénéfique lors de leur utilisation seules ou en combinaison avec les traitements actuels anti-VEGF. Si les supplémentations s’avèrent accroitre l’efficacité du traitement anti-VEGF dans le temps, ce projet pourrait faire émerger de nouveaux schémas thérapeutiques incluant des traitements nutritionnels en combinaison avec des injections d’anti-VEGF et notamment suggérer qu’avec certaines supplémentations un espacement entre ces injections est possible, tout en préservant l’efficacité du traitement. Ce serait d’autant plus précieux puisque ces injections d’anti-VEGF sont coûteuses et que leur trop grande fréquence est une contrainte majeure dans le parcours de soin des patients et augmente le risque de phénomènes de résistance. Cette étude permettra de mieux comprendre les mécanismes moléculaires qui sous-tendent l’efficacité de ces supplémentations. Les différents prélèvements d’organes ou de sang vont permettre de savoir si les différents agents, extraits et formulations sont capables de franchir la barrière hémato-encéphalique, s’accumuler dans la rétine (en globalité ou seulement certains de leur composants ou métabolites) et s’ils ont un effet protecteur global. De plus, des analyses protéiques et transcriptomiques de ces échantillons permettront d’analyser les mécanismes moléculaires responsables des effets bénéfiques des différentes supplémentations, effets anti-inflammatoires y compris.

Procédures

Tous les animaux seront soumis qu’à 3 types d’interventions. Afin de mimer la maladie, les animaux seront soumis à une séance d’impact laser touchant qu’un seul œil et durant laquelle les animaux seront anesthésiés. L’anesthésie sera réalisée par injection intrapéritonéale de kétamine, injection qui durera environ 5 secondes. Les souris resteront anesthésiées pendant 30 minutes, période au cours de laquelle elles recevront des impacts laser durant 30 secondes. Elles seront soumises, toujours sous anesthésie, à des injections intraoculaires d’anti VEGF (soit une injection à J31 soit 2 injections à J31 et J42) et de molécules conduisant à l’inflammation (une injection à J31) ou de solvant contrôle, et ce uniquement dans l’œil ayant reçu les impacts laser. Chaque injection durera 5 secondes. Enfin, il leur sera administré quotidiennement par gavage ou par alimentation des supplémentations ou des solvants contrôles pendant 42 jours. Seule cette dernière procédure sera réalisée sur animal vigile et durera 10 secondes lors des gavages et jusqu’à 30 minutes lors de l’administration à l’aide d’une croquette appétente. L’implantation de mini-pompes osmotiques sera réalisée par un personnel qualifié, avec du matériel chirurgical stérile, et se fera selon une procédure de chirurgie au niveau abdominal de 336 souris préalablement anesthésiées. La durée de la chirurgie est estimée à 5 minutes.

Impact sur les animaux

Les procédures expérimentales ont été définies de manière à minimiser les dommages, souffrances, douleurs et angoisse. Supplémentation : l’innocuité des différentes supplémentations ont déjà été testées sur des modèles murins, elles n’induisaient pas d’effet indésirable. Impacts Laser : Les impacts lasers induisent une cécité partielle (atteinte de la vision centrale). Le fait de n’impacter qu’un seul des 2 yeux permet d’éviter la cécité totale. Cette pratique clinique est couramment utilisée chez l’Homme souffrant de pathologies rétiniennes et ne nécessite ni anesthésie générale ni prise d’antalgique. Cependant, tout animal sur lequel nous aurons induit une NVC à un œil et qui présenterait une anomalie sévère sur l’œil controlatéral (cataracte, kératite sévère) sera systématiquement mis à mort. Nous impacterons un seul œil ceci en pleine conformités avec les règles d’utilisation des animaux pour la recherche en ophtalmologie (directives de l’ARVO), qui interdisent l’intervention sur les 2 yeux d’un même animal. Implantation de mini-pompes osmotiques au niveau abdominal et traitement LPS : Des effets secondaires pourront être observés tels que des signes de fatigue, des diarrhées et une perte de poids. L’état générale des animaux sera évalué de manière journalière. De plus, tout animal présentant des signes de souffrance extrême tels qu’une perte de poids de plus de 20 % en 72 h sera mis à mort. Traitement intravitréen d’anti-VEGF et de LPS : Les effets secondaire associés aux injections intravitréennes d’anti-VEGF pourront être observés tels que l’apparition d’une cataracte ou kératite sévère. Tout animal sur lequel un œil présenterait une anomalie sévère (cataracte, kératite sévère) sera systématiquement mis à mort.

Devenir

Afin de prélever différents organes pour réaliser nos différentes analyses, tous les animaux serons mis à mort à l’issue de chaque expérience.

Remplacement

Les différentes supplémentations utilisées dans cette étude ont déjà fait l’objet d’études in vitro ayant démontrées leurs bénéfices sur une lignée cellulaire rétinienne humaine. Cependant, ces études ne montrent des résultats que sur des cellules séparées de leur environnement d’origine au sein de la rétine. Le modèle animal nous permet d’étudier l’impact de nos supplémentations sur l’ensemble de la rétine. Le modèle animal nous permettra d’étudier l’impact de nos supplémentations sur l’ensemble de la rétine. De plus, un de nos objectifs est de détecter et mesurer les taux de métabolites, ce qui est possible uniquement sur modèle animal car il est nécessaire d’avoir l’effet de premier passage hépatique. Les études sur lignées cellulaires ou encore sur des organoïdes de rétines ne nous permettraient pas d’étudier ce mécanisme. Des études précliniques avec des animaux sont incontournables pour la finalité de ce projet puisqu’il est nécessaire de considérer l’aspect pharmacocinétique et pharmacodynamique des molécules de nos différentes supplémentations incluant le processus de transformation de ces molécules par l’organisme (pouvant conduire à une augmentation de leur efficacité ou bien une perte de leur efficacité). Notre projet vise également à étudier l’impact de nos supplémentations sur l’inflammation aussi bien au niveau de la rétine qu’au niveau systémique. Si les études sur des macrophages primaires humains isolés nous permettent d’apprécier la capacité des supplémentations à diminuer l’inflammation produite par ce type cellulaire, elles ne nous permettent pas pour autant d’étudier l’inflammation au niveau systémique d’où la nécessité d’utiliser un modèle animal.

Réduction

L’induction par impact laser du modèle de murin de DMLA utilisée dans ce projet ainsi que les méthodes de suivi de l’angiogenèse associées sont parfaitement maitrisées au sein de notre équipe, évitant ainsi de réaliser des étapes de mises au point supplémentaires et, par conséquent, l’utilisation d’un trop grand nombre d’animaux. Dans le cadre de manipulations in vivo antérieures à ce projet, la majorité des supplémentations décrites dans ce nouveau projet ont déjà fait preuve d’une certaine efficacité dans un contexte de DMLA quand elles sont utilisées seules. Comme précédemment mentionné, cela permet d’avoir déjà des schémas de traitement (doses, fréquence) fiables et ainsi d’éviter la réalisation de mises au point supplémentaires et de réduire le nombre d’animaux nécessaires pour ce projet. La maladie sera mimée sur un seul œil (droit) ce qui permettra d’utiliser le second d’œil (gauche) comme contrôle (sans NVC, sans traitement avec LPS et anti-VEGF) et ainsi de réduire le nombre d’individus utilisés. Le nombre d’animaux par groupe a été déterminer de façon à avoir le minium d’animaux nécessaire pour obtenir des résultats statiquement analysables.

Raffinement

Les souris seront hébergées en groupe (entre 3 et 10 animaux par cage) pour favoriser les contacts sociaux, avec un enrichissement du milieu approprié et nécessaire à leur bien-être, à savoir par cage : des objets et des jouets leur permettant de se cacher, de maintenir une activité et de développer leur répertoire comportemental. La nourriture et l’eau de boisson seront fournies ad libitum. Si les points limites que nous avons établis sont atteints, les souris seront mises à mort selon la méthode choisie. Après chaque procédure nécessitant une anesthésie (séance d’impact laser, injection intravitréenne, incision abdominale), nous instillerons une goutte de gel de méthylcellulose (Methocel® 2%) sur chaque œil afin d’éviter tout dessèchement de l’œil pouvant favoriser l’apparition d’une inflammation de la cornée non souhaitée. Les animaux seront ensuite replacés par groupe dans une cage de réveil sous conditions optimales de température et d’hygrométrie (respectivement 23°C et 55%). L’état des animaux sera évalué chaque 15 minutes jusqu’à leur réveil, puis toutes les 12 heures pendant les 36 heures suivantes.

Choix des espèces

La littérature justifie pleinement l’utilisation de la NVC induite par laser chez la souris pour mimer et étudier la DMLA in vivo et identifier à la fois les facteurs promouvant la maladie et l’impact bénéfique possible de traitements utilisés seuls ou en combinaison. Bien que d’autres modèles mimant la DMLA chez l’animal existe, le modèle de NVC est recommandé pour faire de la recherche à haut débit d’un grand nombre de molécules ou de formulations complexes pouvant aboutir à une utilisation chez l’Homme. Il est important de conserver ce modèle d’étude de la DMLA car il a déjà été démontré un potentiel santé du Resvega® et du Nutrof® à partir de ce même modèle. Ce nouveau projet nous permettra d’accroitre nos connaissances sur les différentes supplémentations en combinaison avec les anti-VEGF afin d’optimiser les traitements actuels utilisé chez l’Homme. Pour ce projet, nous utiliserons des souris de 8 semaines correspondant à un stade de développement adulte de l’animal et d’un poids minimum de 20 g. Nous pouvons considérer qu’à ce stade les souris ont acquis une maturité physiologique, ainsi qu’une maturité de l’acuité visuelle.

441 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une partie des mâles subit une ablation des testicules sous anesthésie, toutes sont infectées par un ver intestinal avec prélèvements sanguins répétés, puis euthanasiées quatorze jours après l'infection pour analyser la charge parasitaire et la réponse immunitaire. Le porteur indique que la chirurgie peut induire de faibles douleurs abdominales et affirme que le parasite, éliminé naturellement par les animaux, ne s'accompagne pas de douleur. Il conclut que la coordination des cellules immunitaires dans plusieurs organes ne peut être reproduite in vitro.

Objectifs

Comme c'est le cas pour la plupart des infections microbiennes, les individus mâles éliminent plus difficilement les parasites que les femelles. Les objectifs de notre projet seront d'identifier les mécanismes biologiques à l'origine de la plus grande susceptibilité des mâles à des infections par des parasites intestinaux. Nous évaluerons si la réponse immunitaire anti-parasitaire est différente entre les souris mâles et les femelles lorsqu'ils sont infectés avec le ver intestinal Strongyloïdes Ratti. Nous étudierons si les hormones sexuelles mâles, les androgènes, influencent la réponse immunitaire anti-parasitaire en particulier en régulant une population immune clé dans l'élimination des parasites, les cellules lymphoïdes innées de type 2.

Bénéfices attendus

La prise en compte des différences liées les sexes dans la santé et la maladie a toujours été négligée, voire intentionnellement mise de côté. Cependant, à l'ère du développement d'approches thérapeutiques personnalisées, il est essentiel de considérer le sexe comme une variable critique pour les maladies infectieuses. Connaître les mécanismes à l'origine des biais de sexe dans l'immunité permettra non seulement une meilleure connaissance physiopathologique des maladies chez les hommes et les femmes mais aussi le développement de nouvelles pistes thérapeutiques. Ce projet permettra de contribuer à identifier les mécanismes à l'origine de la plus grande susceptibilité des individus mâles aux maladies parasitaires.

Procédures

Une partie des animaux sera orchidectomisée (ablation des testicules) afin d'éliminer la source principale de production des androgènes (durée de l'opération = 5 min/souris). L'opération aura lieu sous anesthésie générale (l'animal est anesthésié pendant 60 min environ par une injection qui dure moins de 10 secondes). Toutes les souris seront infectées avec le parasite S. ratti (durée de l'infection = 1 min). Leur sang sera aussi prélevé à jour 0, 6 et 12 post-infection (durée de la prise de sang = moins d'1 min). L'infection et le prélèvement de sang auront lieu sous anesthésie gazeuse (durée de l'anesthésie = 2 min). Nombre total d'interventions chez les animaux non castrés = 4. Nombre total d'interventions chez les animaux castrés = 6

Impact sur les animaux

Les animaux récupèrent parfaitement d'une orchidectomie. Cependant, la chirurgie peut induire de faibles douleurs abdominales post-opératoires. Le parasite qui sera administré est naturellement éliminé par les animaux immuno-compétents qui seront utilisés dans ce projet. Son administration ne s'accompagne pas de douleurs chez les animaux.

Devenir

A l'issue de l'orchidectomie, les souris mâles castrés ainsi que d'autres lots d'animaux seront infectés par le parasite s.ratti. 14 jours après l'infection, toutes les souris seront euthanasiées. Les souris seront euthanasiées afin que nous prélevions et analysions dans les tissus (intestin, poumons) la charge parasitaire ainsi que le niveau d'inflammation et la réponse immunitaire induite par le parasite.

Remplacement

Les mécanismes de défense mis en place pour éliminer les parasites sont complexes. Ils nécessitent l'implication de plusieurs types de cellules immunitaires qui agissent de manière coordonnée et séquentielle avec des cinétiques précises dans différents organes (Intestins, poumons). Ces différentes étapes ne peuvent donc pas être reproduites in vitro.

Réduction

Les calculs de puissance statistique pour obtenir des résultats interprétables et reproductibles ont mis en évidence qu'un nombre de 7 animaux par groupe est requis. Nous répéterons les expériences 3 fois. Nous essayons d'effectuer le maximum d'analyse sur le même animal : analyse des tissus inflammés par histologie, analyse en cytométrie en flux pour analyser la nature, le phenotype et la fonctionnalité des cellules immunitaires infiltrant les tissus post-mortem et prélevements sanguins et de fèces au cours du temps pour évaluer l'inflammation et la charge parasitaire sur animal vivant.

Raffinement

Ce modèle n'induit généralement pas de dommages chez la souris qui, lorqu'elle est immuno-compétente comme c'est le cas avec les animaux ici utilisés, est capable d'éliminer complètement le ver. Les souris infectées ne perdent généralement pas de poids et n'ont pas de signes de douleurs apparentes. Cependant, les animaux seront attentivement observés après l'infection. Le poids des animaux sera mesuré et si les souris devaient perdre 20% de leur poids initial ou si nous observons des signes de douleurs apparentes (isolement, baisse importante de l'activité, posture voûtée ou prostrée, pilo-érection, absence de toilettage), l'animal sera mis à mort. Le même soin sera apporté aux animaux ayant subi une orchidectomie qui est cependant une procédure dont les animaux se remettent parfaitement mais qui recevront en complément un bolus d'antalgique en post-opératoire. Les animaux seront placés dans des cages avec enrichissement : igloo/maison, papier kraft pour nidification.

Choix des espèces

Tout comme chez l'Homme, il existe des biais de sexe dans les infections parasitaires chez la souris, les souris mâles étant plus sensibles aux infections. Du point de vue immunitaire, les souris présentent des caractéristiques proches de l'espèce humaine. Nous disposons aussi de modèles murins génétiquement modifiés qui nous permettront d'évaluer de manière directe si la plus grande susceptibilité des mâles à être infectés par un parasite est en partie expliquer par l'inhibition de la réponse immunitaire par les androgènes. Une partie des animaux mâles sera orchidectomisée autour de 4-5 semaines de vie, avant maturité sexuelle. Tous les animaux seront ensuite infectés à l'âge adulte avec les parasites (9-15 semaines).

160 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Porteuses d'une myopathie liée à un déficit en cavéoline 3, elles subissent des tests de force hebdomadaires, des courses forcées jusqu'à épuisement contraintes par de petits chocs électriques, un isolement de douze heures, des prélèvements sanguins par la queue et des examens cardiaques sous anesthésie. Le porteur reconnaît que les nuisances comprennent la contention, la chute dans la litière et l'extension de l'animal par tirement de la queue, tout en indiquant que les souris ne présentent pas de symptômes cliniques sévères. Il affirme qu'évaluer la force musculaire in vivo est "indispensable" pour tester deux thérapies, les souris étant tuées pour prélever leurs muscles.

Objectifs

Les cavéolinopathies sont des maladies rares du muscle associées à de la faiblesse, des crampes et des douleurs musculaires chez les patients. Actuellement, aucun traitement n’existe. Le but de ce projet est d’évaluer le potentiel thérapeutique de deux thérapies, capables d’améliorer les fonctions motrices de souris atteintes d’autres maladies du muscle et présentant des symptômes similaires.

Bénéfices attendus

Ce projet pourra fournir les premières preuves de concept pour soigner des patients atteints d'une maladie rare du muscle. Elle permettra, en outre, de mieux comprendre cette maladie et les acteurs impliqués.

Procédures

Des tests de force non invasifs et durant 1 minute au maximum seront réalisés une fois par semaine entre 7 et 12 semaines. Chacun de ces tests sera réalisé 3 fois par jour avec un temps de repos minimal de 10 mins. Un autre test de fonction motrice consistant à faire courir la souris jusqu'à épuisement sera réalisés entre 1 et 3 fois durant la période de test des animaux et durera au maximum 1h40. L'animal sera également laissé libre dans une cage pendant 12h afin d'étudier ses mouvement spontanés. Des prélèvements de sang seront effectués toutes les deux semaines au maximum et ne dépasseront pas 10% du volume total de l'animal. Durant ces prélèvements, les souris seront maintenues dans un tube pendant moins de 5 mins afin d'avoir accès à leur queue pour la prise de sang. Des tests cardiaques seront réalisés sur des souris anesthésiées au cours de la même expérience, afin de limiter le nombre d'anesthésies. Ces tests dureront au maximum 30 mins. Un test final sera effectué sur souris anesthésiées précédant l’euthanasie des animaux pour mesurer la force musculaire des souris. Ce test dure au maximum une heure. Une biopsie auriculaire durant moins de 2 mins sera effectuée à 3 semaines afin d'identifier les animaux ainsi que leur mutation grâce à l'ADN qui sera extrait de cette biopsie.

Impact sur les animaux

Il est attendu que les animaux n’aient pas de symptômes cliniques sévères. Les nuisances causées par les différents tests sont la contention temporaire de l’animal, la chute de l’animal dans une cage remplie de litière, l’extension de l’animal par tirement progressif de la queue par l’expérimentateur, l’isolement de l’animal dans un cage spéciale pendant 12 h, la contrainte à la course par délivrance de petits chocs électriques et l’anesthésie générale de l’animal.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés à l'issu des tests afin de récolter les muscles nécessaires aux analyses moléculaires et d'évaluer à une échelle plus petite les effets potentiellement bénéfiques des thérapies.

Remplacement

Le projet consiste à évaluer l'effet bénéfique de deux thérapies sur le muscle et la fonction cardiaque. Malheureusement, l’utilisation d’un modèle cellulaire ne permet pas d’évaluer les effets sur la contractilité du muscle, ni sur l’ensemble de l’organisme. Evaluer les fonctions motrices et la force musculaire in vivo est indispensable pour déterminer l'efficacité d'un traitement contre des myopathies. Le modèle murin est suffisament proche physiologiquement et structurellement pour étudier la physiopathologie ainsi qu'une potentielle amélioration des symptômes dans le cadre d'une thérapie.

Réduction

La grande majorité des tests étant non invasif, il est possible de réaliser un suivi longitudinal en répétant les expérimentations sur les mêmes animaux au cours du temps. Les tests histologiques et moléculaires seront effectués sur les mêmes animaux après euthanasie. Ces deux points nous permettent de réduire drastiquement le nombre d'animaux. Le nombre d'animaux a été choisi à partir des données présentes dans la littérature, ainsi que de façon à pouvoir détecter une différence statistiquement significative entre les animaux malades, sains et traités.

Raffinement

Les nouveau-nés seront hébergés avec leurs parents jusqu’au sevrage avant d'être hébergés en groupe. Chaque cage sera enrichie avec des nids de chanvre ainsi que du carton, pour permettre aux souris de ronger. Les animaux seront observés quotidiennement et pesés 1 à 2 fois par semaine. Dès lors qu’une perte de poids sera notée, les animaux seront pesés quotidiennement. Si des difficultés de locomotion apparaissent, la nourriture sera placée dans la cage. L’animal sera sorti de la cage à l’aide d’un tube ou les mains du manipulateur disposées en coupe pour réduire leur stress. Lors de l'évaluation des fonctions cardiaques sous anesthésie, une crème ophtalmique sera appliquée pour éviter l’assèchement des cornées et la phase de réveil s’effectuera sous une lampe chauffante dans une cage où l’animal sera seul, puis l’animal sera replacé dans sa cage avec ses congénères. Durant les mesures de force, l'animal sera anesthésié et analgésié afin d'éliminer le stress et la douleur liés à la procédure. Pour chaque anesthésie, la température corporelle de l'animal sera maintenue au moyen d'une plaque et d'une lampe chauffante. Pour chaque expérience de phénotypage, l'animal sera tout d'abord familiarisé avec le matériel pour minimiser autant que possible son stress.

Choix des espèces

Le modèle murin utilisé reproduit les problèmes de dégénérescence de fibres musculaires retrouvés chez les patients. Les souris malades ne présentent cependant pas de symptômes cliniques importants et peuvent vivre aussi longtemps que des souris saines sans être handicapées au quotidien. Dès 8 semaines, on retrouve des défauts de fibres musculaires, et à 12 semaines une forte régénération des fibres. Les tests seront donc réalisés entre 7 et 12 semaines, sur souris adultes.

30 lapins vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Vingt-huit reçoivent le dépôt d'un produit test dans les deux yeux, puis un prélèvement sanguin sous anesthésie, avant d'être tués pour prélever les structures oculaires, deux lapins de réserve pouvant être replacés s'ils ne servent pas. Le porteur affirme n'attendre aucun effet indésirable du produit, de la classe infectiologie, et prévoit une surveillance des yeux pour repérer rougeurs et gonflements. Il conclut qu'aucune méthode ne reproduit la diffusion d'un produit dans le sang et qu'il est donc "nécessaire de recourir à l'animal dans son ensemble".

Objectifs

Les objectifs de ce projet sont de déterminer les paramètres pharmacocinétiques d'un produit test aprés une simple administration oculaire dans les deux yeux chez le lapin et de mesurer la tolérance, l'impact de ce produit au niveau structural.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus sont de pouvoir déterminer les paramètres PK de la formulation test et de démontrer la bonne tolérance de cette formulation au niveau des structures oculaires. Cela sera bénéfique pour l'homme dans le cadre des infections au niveau de l'oeil.

Procédures

Les animaux seront contentionnés pour réaliser l'administration oculaire. L'administration consiste à un simple dépôt (50 µL dans chaque oeil en utilisant une micropipette et cônes adaptés). Durée estimée de l'ordre de quelques minutes. Puis les animaux seront anesthésiés durant le temps du prélèvement sanguin. De l'ordre de quelques minutes également. Les animaux seront euthanasiés pour pouvoir collecter les structures oculaires par administration d'un euthanasique. Durée de l'injection de l'euthanasique: de l'ordre de la minute.

Impact sur les animaux

Le produit test fait partie de la classe thérapeutique infectiologie. Il n'y a pas d'effets indésirables attendus. Un suivi quotidien (et plusieurs fois par jour le jour des administrations) sera mis en place pour l'observation générale des animaux et la détection précoce de signe clinique pour une prise en charge rapide d'éventuels effets secondaires (observation de l'état de santé général) plus particulièrement observation des mouvements de tête. Observation au niveau des yeux comme rougeurs, gonflements, présence au non de larmes....

Devenir

Dans ce projet 30 animaux seront inclus. 28 animaux seront administrés et 2 animaux seront des animaux de réserves. Si les animaux de réserve ne sont pas utilisés ils pourront être replacés. Les 28 animaux administrés seront mis à mort pour récupérer un échantillon de sang et les structures oculaires pour être analysés.

Remplacement

Aucune méthode alternative ne permettant actuellement de reproduire la diffusion d’un produit dans le sang et aucune méthode alternative ne permet d'évaluer l'impact de la formulation à testée au niveau oculaire sur du tissus vivant il est donc nécessiare de recourir à l'animal dans son ensemble.

Réduction

30 animaux seront inclus dans ce projet. 28 animaux seront administrés et 2 animaux de réserve sont prévus. Les animaux seront réparti en 7 groupes de 4 animaux. 4 animaux par groupe est le nombre d'animaux minimal pour avoir des résultats significatifs par rapport aux paramètres pharmacocinétiques et par rapport aux éventuelles modifications tissulaires.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en boxes collectifs dés l'arrivée jusqu'à la fin de la phase animale. 6 boxes de 5 animaux. Cet hébergement collectif est nécessaire durant l'étude pour un contact visuel et olfactif entre congénères, surface suffisante de l'hébergement, milieu enrichi adapté à l'espèce (copeaux, cachette, buchette à ronger ..) Toutes les manipulations sur les animaux seront faites par un personnel formé, conformément aux bonnes pratiques vétérinaires. Les animaux seront observés pendant la phase de réveil. Un suivi quotidien (et plusieurs fois par jour le jour des administrations) sera mis en place pour l'observation générale des animaux et la détection précoce de signe clinique pour une prise en charge rapide d'éventuels effets secondaires (observation de l'état de santé général) plus particulièrement observation des mouvements de tête. Observation au niveau des yeux comme rougeurs, gonflements, présence au nom de larmes.... L'animal sera préalablement anesthésié avant la réalisation du prélèvement sanguin et avant de ce fait avant d'être euthanasié. Les points limites stricts et spécifiques de ce projet seront appliqués à savoir: - Douleurs ( animal prosté, oreilles en arrières, grattage au niveau de la gueule, oeil mi-clos) - Rougeurs, gonflements, grattage au niveau des yeux - Ecoulement oculaire important - Oeil complètement fermé - Lésions tissulaire oculaire

Choix des espèces

Le lapin est une espèce fréquemment utilisée en recheche pre-clinique pour le développement de médicaments destinés à l'homme et la taille de cet animal permet de le manipuler assez facilement. Les animaux utilisés sont de jeunes adultes afin de ne pas avoir de pathologies liées au vieillissement au niveau des structures oculaires.

Implantées au cerveau de cellules de glioblastome issues de patients, sous anesthésie, puis suivies par imagerie deux fois par semaine pendant 28 jours, 864 souris immunodéficientes, dépourvues de lymphocytes, sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. À partir du septième jour, elles reçoivent deux ou trois fois des lymphocytes T humains, par chirurgie dans la tumeur ou dans un ventricule cérébral, ou par voie intraveineuse, chaque méthode étant d'abord appliquée à 108 souris. La méthode jugée la plus favorable est ensuite appliquée à 540 souris de plus. Le porteur attend des douleurs postopératoires, une cicatrisation difficile, de l'agressivité, une prostration, une fonte musculaire et une tête penchée. Toutes sont tuées à l'issue pour l'analyse de leur cerveau.

Objectifs

Les glioblastomes sont les tumeurs du cerveau les plus fréquentes, affectant 3 personnes sur 100 000. Elles sont caractérisées par leur grande agressivité, et leur résistance aux traitements actuellement utilisés en clinique conduit à une survie inférieure à 15 mois chez la moitié des patients atteints. La mise en place de nouvelles stratégies thérapeutiques est donc primordiale. Les immunothérapies, basées sur l’exploitation du système immunitaire du patient, sont extrêmement prometteuses dans le traitement des glioblastomes, et contribuent au développement actuel de nouvelles thérapies. Dans ce projet, nous nous intéressons a une sous-population spécifique de cellules immunitaires, appelés lymphocytes T γδ Vδ2 négatifs, qui a déjà montré son potentiel pour le traitement de différents cancers, mais n’a pas été exploitée jusqu’ à présent pour le traitement des glioblastomes. Nous avons effectué de nombreuses expériences préliminaires in-vitro montrant que ces lymphocytes T sont capables d’éliminer des cellules cancéreuses provenant de tumeurs cérébrales de patients. Néanmoins, pour compléter ces études in-vitro, il nous faut valider et approfondir les résultats, notamment en déterminant si les lymphocytes T γδ Vδ2 négatifs sont capables d’infiltrer et d’éliminer durablement les tumeurs de cerveau dans un organisme vivant (in-vivo), et ce en utilisant des modèles animaux. L’objectif de cette étude est donc de mettre en évidence les propriétés anti-glioblastome de ces lymphocytes T γδ in-vivo, pour permettre ensuite leur utilisation en essais cliniques.

Bénéfices attendus

A court terme, ce projet permettra d’améliorer la connaissance fondamentale des propriétés anti-tumorales de cette sous-population de cellules immunitaires, les lymphocytes T γδ Vδ2 négatifs. Il nous permettra notamment de mieux comprendre comment ces cellules peuvent atteindre la tumeur, la reconnaitre spécifiquement, et l’éliminer. D’autre part, ce projet constituera la première évaluation de l’efficacité de cette thérapie cellulaire chez des organismes vivants. Cette évaluation préliminaire est nécessaire avant tout développement d’essai clinique chez les patients atteints de glioblastome. Ainsi, si les résultats obtenus dans ce modèle sont satisfaisants, on s’attend à des bénéfices sur le long terme en essais cliniques et plus généralement pour la prise en charge des patients atteints de glioblastomes. Améliorer la survie de ces patients est actuellement un enjeu de santé public majeur.

Procédures

La totalité des animaux de ce projet (864 souris) seront soumis à une procédure chirurgicale unique d’implantation intracrânienne de cellules de glioblastome. Cette chirurgie sera réalisée sous anesthésie générale plus locale, sur une durée de dix minutes par souris. Suite à cette chirurgie, la taille des tumeurs sera suivie par une méthode d’imagerie non invasive, qui dure 20 minutes environ, et sera réalisée 2 fois par semaine, entre le jour 0 et le jour 28 d’expérimentation (post-implantation). Suite à l’implantation de cellules de glioblastome, les animaux seront injectés 2 à 3 fois par la thérapie cellulaire de lymphocytes T (aux jours 7 puis 14 puis après implantation). Cette injection sera faite selon trois procédures différentes. Les deux premières seront des procédures chirurgicales d’implantation intracrânienne de lymphocytes T, soit au niveau de la tumeur, soit au niveau du ventricule, réalisées sous anesthésie générale plus locale, sur une durée de 25 minutes par souris. La troisième procédure d’injection sera intraveineuse. Ces trois méthodes d’injection de lymphocytes T concerneront chacune 108 souris dans un premier temps (324 souris au total). Puis, dans un second temps, la méthode associée au meilleur bénéfice pour les souris sera sélectionnée, et concernera alors 540 souris supplémentaires.

Impact sur les animaux

Suite à l'implantation dans le cerveau des souris de cellules de glioblastome puis de lymphocytes T, les effets indésirables suivants peuvent être attendus : des douleurs post-opératoires, des points sautés suite à la chirurgie, une cicatrisation difficile, un comportement anormal (dont agressivité, perte de masse musculaire, comportement névrotique, prostration), ou encore un penchement de la tête. Par ailleurs, sur la durée totale des expérimentations, une perte de poids des animaux peut être attendue.

Devenir

A l'issue de chaque procédure, toutes les souris concernées par ce projet (864 animaux) devront être euthanasiées pour permettre l'analyse de leur cerveau et ainsi l'étude des lymphocytes T injectés et du bénéfice apporté par cette thérapie sur la progression de la tumeur et la survie des souris.

Remplacement

La capacité des lymphocytes T utilisés ici à éliminer des cellules tumorales de glioblastomes issues de différents patients a déjà été démontrée in vitro, posant ainsi de solides bases pour cette étude in vivo. L’utilisation de ce modèle animal répondra uniquement aux questions ne pouvant être élucidées in vitro, notamment en déterminant si les lymphocytes T peuvent migrer jusqu’à la tumeur, l’infiltrer, éliminer les cellules tumorales et améliorer significativement la survie des souris.

Réduction

Grâce à des analyses bioinformatiques et statistiques, nous utiliserons le minimum nécessaire d’animaux pour être statistiquement significatifs et scientifiquement irréprochables. Par ailleurs, un suivi longitudinal de la croissance des tumeurs sera effectué par imagerie, ce qui permettra de réduire le nombre de souris par groupe expérimental. Enfin, nous utiliserons toutes les femelles et tous les mâles issus de croisements, ce qui réduit de 50% l’utilisation des animaux.

Raffinement

Afin de respecter la notion de raffinement, et éliminer ou réduire toute douleur, souffrance, angoisse, ou tout dommage durable susceptible d’être infligé aux animaux, leur bien-être sera pris en compte quotidiennement de leur naissance à leur mort et évalué par le personnel zootechnique expérimenté. Notamment, afin de réduire les douleurs liées aux chirurgies d'implantation de tumeurs et aux procédures de transfert de lymphocytes T, des protocoles analgésiques et antalgiques seront mis en place. Un suivi quotidien des animaux permettra aussi de prévenir leur affaiblissement et de prendre une décision rapide quant à leur sacrifice. Enfin, le suivi non invasif de la croissance des tumeurs par imagerie participera à maximiser le bien-être animal.

Choix des espèces

Un modèle de souris (Mus musculus) immunodéficientes est utilisé. Leur système immunitaire ne possède pas de lymphocytes. Ce modèle présente un double intérêt pour ce projet : -Les tumeurs de glioblastomes issues de patients s’y développent de manière très reproductible, permettant de réduire le nombre d’animaux utilisés. Ce modèle est très pertinent d’un point de vue préclinique, car les tumeurs y reconstituent les caractéristiques complexes observées chez les patients humains. - Ce modèle immunodéficient permet le transfert de lymphocytes T humains sans que ceux-ci ne soient rejetés par le système immunitaire de la souris receveuse. Nous utiliserons des souris âgées de 7 à 9 semaines, qui permettent une croissance tumorale optimale en s’affranchissant de l’affaiblissement d’individus plus âgés.

1 500 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des administrations orales et des injections répétées de composés, subissent des prélèvements de sang et d'urine, dont un recueil par pression sur la vessie, avant une autopsie et le prélèvement des os, pour rechercher une toxicité osseuse de médicaments. Le porteur indique qu'une réaction inflammatoire peut apparaître en cas de toxicité. Il affirme qu'aucune méthode alternative ne reproduit le remodelage de l'os et qualifie l'usage d'animaux d'"indispensable".

Objectifs

L’objectif du présent projet est d’évaluer les atteintes osseuses potentielles qui pourraient survenir lors de traitements thérapeutiques. En effet, des études de pharmacovigilance ont montré que la fragilisation osseuse peut être induite par des médicaments, par carence ou pertes en calcium, phosphate et vitamine D, ou réduction de la minéralisation / densité minérale de l’os. La classe thérapeutique la plus fréquemment en cause est celle des corticoïdes mais d’autres médicaments sont aussi suspectés comme les antirétroviraux, des antiacides, des médicaments antiépileptiques, des antithrombotiques mais aussi des antidépresseurs, des neuroleptiques, et médicaments utilisés par exemple dans le traitement du cancer du sein. A noter aussi qu’un risque d’ostéoporose est évoqué pour les statines, et retrouvé significatif à forte dose. D’autre part, si le risque d’effets indésirables osseux est plus ou moins bien documenté les mécanismes mis en jeu ne sont pas encore connus avec précision. Il devient donc essentiel et indispensable dans le développement de nouveaux médicaments et tout particulièrement pour les classes thérapeutiques citées ci-dessus, de vérifier l’absence d’effets secondaires délétères pouvant intervenir sur l’os afin de ne pas dégrader la qualité de vie des patients. C’est donc, dans ce contexte que s’inscrit ce projet et cette demande de renouvellement afin d’évaluer sur l’animal les effets secondaires potentiels de composés thérapeutiques actuellement en développement chez nos clients. Les études permettront de définir les types de lésions osseuses qui pourraient être observées, et d’améliorer les schémas thérapeutiques d’administration des composés évalués afin de réduire et/ou abolir les effets délétères, voire même de stopper le développement de certains composés.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus de ce projet se mesurent sur plusieurs niveaux : - Court terme : chaque protocole inclus dans ce projet, permettra à son échelle d’informer sur la potentielle toxicité osseuse des composés étudiés. - Long terme : ce projet permettra d’obtenir des informations sur l’évaluation, la détection, le contrôle ou les modifications des conditions physiologiques osseuses chez les animaux après application du composé. De plus, ce projet doit permettre d’établir des plans de prévention, prophylaxie (ensemble des mesures à prendre pour prévenir les maladies), et diagnostic robustes indispensables à la prise en charge et au suivi de maladies, chez l'homme et/ou les animaux.

Procédures

Les administrations orales de composés seront réalisées sur animaux vigiles (moins de 5 minutes par administration). Les fréquences d’administration (au maximum 2 fois par jour) dépendent de la prophylaxie des composés testés. Les injections de composés en parentéral (sous cutanée ou intramusculaire ou intrapéritonéale : dans le cadrant caudal droit de l'abdomen ventral) seront réalisées sur animaux vigiles ou anesthésiés (moins de 5 minutes par injection). Les fréquences d’injection (au maximum 2 fois par jour) dépendent de la prophylaxie des composés testés. Les prélèvements sanguins seront effectués sur animaux vigiles ou anesthésiés (moins de 5 minutes par prélèvement). Un traitement analgésique sera systématiquement appliqué aux animaux. Si un prélèvement à l’aorte abdominale est effectué, il ne se fera qu’en point final sous anesthésie avant sacrifice de l’animal. Les urines pourront être prélevées en cours de protocole sur animaux vigiles, en pressant sur la vessie des animaux (moins de 5 minutes par prélèvement) ou en point final, sur animaux euthanasiés. Elles peuvent être également collectées suite au placement des animaux en cage métabolique pendant 24h au maximum où l’urine libérée par l’animal pendant ce laps de temps sera collectée.

Impact sur les animaux

Une possible réaction inflammatoire pourra apparaître au cours du temps en cas de toxicité osseuse (due à l’administration du traitement thérapeutique). Pour prévenir ce cas de figure, les animaux sont suivis de près et des grilles d’évaluation clinique ainsi que les conduites à tenir en cas de l’observation de ces signes ont été prévus.

Devenir

A l’issue de chaque procédure tous les animaux seront humainement euthanasiés et autopsiés minutieusement. Les organes d'intérêts, dont les pièces osseuses, seront prélevés. Les prélèvements sanguins et urinaires seront utilisés pour doser le composé et/ou évaluer sa toxicité et/ou évaluer les modifications induites par son administration. Les organes seront également utilisés pour doser les composés et / ou réaliser des analyses histopathologiques et d’imagerie.

Remplacement

De manière systématique, les composés que nous évaluons in vivo ont fait l’objet de tests préliminaires in vitro mais le passage chez l’animal reste indispensable afin d’évaluer de potentielles interactions avec l’organisme. En effet, les tests in vitro actuels permettent de prévoir le devenir des agents thérapeutiques testés, mais ne renseignent pas sur leurs effets sur l’ensemble des organes/tissus d’un organisme. Aucune méthode alternative ne permet actuellement de reproduire tous les paramètres physiologiques qui sont liés à un individu dans sa globalité. De plus, le tissu osseux est un tissu en perpétuel remodelage avec une activité de résorption et de formation osseuse. Cet équilibre repose sur des mécanismes de régulations systémiques et locaux grâce à une communication étroite entre les différentes cellules osseuses afin de maintenir les différentes constantes du tissu entre les limites des valeurs normales. Ce mécanisme complexe ne peut être mimé par un modèle simple de culture in vitro. Il n'existe donc pas de méthode alternative à l'expérimentation animale pour évaluer l’apparition de lésions osseuses. L'utilisation d'animaux est donc indispensable pour atteindre les objectifs de ce projet

Réduction

Le nombre d’animaux est réduit au maximum afin d’avoir des résultats exploitables, permettant de conclure de manière certaine, tout en évitant la réalisation d’une deuxième étude pour confirmer les résultats obtenus au cours du présent projet. Etant donné la variabilité probable des réponses aux principes actifs et en accord avec l’article R.214-105 du Code rural et de la pêche maritime, 10 animaux par groupe au maximum sont prévus afin d’assurer un nombre minimum d’animaux nécessaire pour une analyse pertinente et une comparaison statistique fiable tout en prenant en compte le bien-être animal. Ce nombre d’animaux a été déterminé par approche statistique (calcul de puissance), sur nos données historiques et l’utilisation de chaque animal a été optimisée (analyses et recueil de données longitudinales, études pilotes…) tout en limitant les contraintes au maximum. Cet effectif sera revu à la baisse dans le cas où le traitement évalué est connu, et après analyse des résultats d’études précliniques préliminaires d’efficacité, afin de donner des résultats reproductibles et similaires d’un animal à l’autre. Pour chacune des procédures, des tests statistiques seront réalisés.

Raffinement

Les animaux seront hébergés en groupes sociaux dans des locaux adaptés permettant leur maintien dans un environnement adéquat, n'induisant pas de stress. Nous mettrons en place des mesures spécifiques et adaptées aux douleurs éventuelles occasionnées par les différents traitements pour éviter toute souffrance inutile et prolongée : les conditions d’hébergement seront optimisées (litière spécifique, augmentation de l’enrichissement, facilité d’accès à l’alimentation et ajout de nourriture appétente), nous utiliserons un anesthésique lors des prélèvements sanguins en submandibulaire. Un suivi quotidien des animaux sera effectué et un suivi approfondi avec prise de poids et observations sur des caractéristiques spécifiques (gonflement, locomotion, sensibilité mécanique, ...) sera effectué deux ou trois fois par semaine. Tout animal ayant atteint un ou plusieurs des points limites (repérés le plus précocement possible grâce à un suivi quotidien et à l’appui des grilles du bien-être animal adaptées) sera euthanasié. Nous maintiendrons les animaux le minimum de temps dans une situation d’inconfort et de douleur (lors du traitement expérimental et lors des prises de mesures). Dans la mesure du possible, la prise de mesures sera effectuée dès l’apparition de la première phase de douleur aigüe de manière quotidienne et seulement deux fois par semaine dans les phases de douleurs chroniques

Choix des espèces

La souris a été choisie pour ce projet car cette espèce mammifère (à l’identique du rat) présente des caractéristiques physiopathologiques et réponses tissulaires notamment en termes de remodelage osseux, proches de celles observables chez l'homme. La souris, étant fréquemment utilisé à des fins de recherche, l’étude des effets de composés chez cet animal de laboratoire, permet de transposer assez facilement les résultats à l'homme, par simples approches/méthodes statistiques. Par ailleurs, un volume suffisant de liquides biologiques peut-être récupéré et analysé. Enfin, les données obtenues chez ce rongeur permettent de calculer facilement les doses administrables à l’homme prévues dans le cadre des premiers essais cliniques nécessaires au développement de nouveaux médicaments. Sous le couvert de la réglementation française, le stade de développement des animaux sera défini avant chaque protocole et dépendra de l'indication thérapeutique dans laquelle les différents composés seront utilisés.

466 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent une ablation des testicules, puis des injections intrapéritonéales quotidiennes et des gavages pendant 28 jours, pour tester deux molécules contre la récidive du cancer de la prostate après castration. Le porteur indique que le gavage comporte un risque de perforation de l'oesophage et de détresse respiratoire, et que les injections répétées peuvent irriter la zone d'injection. Il affirme qu'aucun système in vitro ne reproduit les stades du développement tumoral et que la validation chez la souris est "nécessaire".

Objectifs

Le cancer de la prostate est le cancer le plus diagnostiqué chez les hommes en France et le second en termes de mortalité par cancer. Pour les cancers de la prostate invasifs sa seule thérapeutique proposée est la castration chimique (déprivation en androgène) qui est, dans un premier temps efficace, mais dans 100% des cas la tumeur récidive en étant agressive (métastases). Dès lors, il n’existe aucun traitement efficace conduisant inéluctablement au décès du patient. Une équipe de recherche a identifié des cellules potentiellement initiatrices de cette récidive tumorale dans la prostate chez la souris, Dans un modèle de souris génétiquement modifié développant un cancer de la prostate résistant à la castration, le contingent de ces cellules est fortement amplifié. Ces cellules alors ont pu être isolées et caractérisées, ce qui a permis d’une part de montrer que cette population était constituée de plusieurs sous populations et de déterminer deux cibles thérapeutiques théoriques exprimées par ces cellules de la sous population la plus agressive. En utilisant deux drogues, chacune agissant sur une des deux cibles, nous montrons que ces drogues sont très efficaces pour tuer ces cellules et que leur effet est additif dans un modèle de culture de ces cellules en 3D, et ce en présence et en absence d’androgènes. Ces cellules ont aussi été identifiées chez l’Homme. Sur une lignée cellulaire humaine de ce type de cellules issue d’une tumeur prostatique de patient, nous avons montrés la même efficacité de ces drogues. L’objectif de ce projet est, chez le modèle de souris génétiquement modifié qui développe des tumeurs prostatiques résistantes à la castration : - d’une part de caractériser finement les sous populations cellulaires identifiées et ce, notamment post-castration, - d’autre part d’évaluer/confirmer l’impact thérapeutique de ces deux composés chimiques sur le développement et la récidive tumorale directement. Ces deux drogues seront administrer seule ou en combinaison chez la souris castrée ou non.

Bénéfices attendus

Pour améliorer la survie des patients développant des cancers de la prostate résistant à la castration, il est nécessaire de comprendre les mécanismes à l’origine de la récidive tumorale et notamment d’identifier les cellules à son origine, afin de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques. Les études préliminaires in silico et in vitro ont permis d’identifier une nouvelle population cellulaire présentant toutes les propriétés théoriques recherchées. Des résultats et des tests fonctionnels in vitro de sur ces cellules ont permis de déterminer deux cibles potentielles majeures dont l’inhibition pourrait affecter la survie de ces cellules. Ce projet permettra de mieux caractériser ces cellules afin de comprendre l’évolution de leurs sous-populations au cours de divers traitements, dont la castration, et de confirmer l’efficacité de l’utilisation d’inhibiteurs spécifiques, seul ou en combinaison pour empêcher ou ralentir la récidive tumorale. Les tests seront basés sur le traitement d’un modèle murin développant des formes de cancer de la prostate résistant à la castration.

Procédures

Les interventions subies par les animaux seront : - 1- Des chirurgies (ablations de testicules) de 15 min sous anesthésie gazeuse et sous analgésique (injection sous cutanée 30 min avant l’intervention puis à J+1 et à J+2 si nécessaire). - 2- Des traitements en injections (de moins d’une minute) intra péritonéal de drogues quotidiennement pendant 28 jours. - 3- Des traitements en gavage (de moins d’une minute) bi-hebdomadaires pendant 28 jours. Chaque animal subira une combinaison de ces interventions: dans un cas, l’ensemble des souris, sera soumis à l’intervention 1. Dans un deuxième cas les animaux seront soumis aux interventions selon leur groupe : - 108 souris subiront une chirurgie de castration (intervention 1) puis les animaux recevront des traitements comme suit : • 36 souris seront soumises à l’intervention 2 uniquement ; • 36 souris seront soumises à l’intervention 3 uniquement ; • 36 souris seront soumises aux interventions 2 et 3. - 108 autres souris recevront des traitements comme suit : • 36 souris seront soumises à l’intervention 2 uniquement ; • 36 souris seront soumises à l’intervention 3 uniquement ; • 36 souris seront soumises aux interventions 2 et 3.

Impact sur les animaux

L’ablation des testicules est un acte non douloureux car réalisé sous anesthésie et analgésie mais il peut occasionner une hypothermie, une déshydratation et l’asséchement des yeux. Suite à la chirurgie, les animaux peuvent souffrir et la plaie chirurgicale peut présenter des signes d’inflammation ou d’infection. Les anesthésies lors des chirurgies sont un stress. L’administration par gavage comporte un risque de perforation de l’œsophage ainsi qu’un risque d’arrivée de la solution dans les poumons, entrainant des signes de détresse respiratoire. Les injections intra péritonéales répétées peuvent induire une irritation et/ou une douleur au niveau de la zone d’injection.

Devenir

Chaque animal intégré sera mis à mort : - soit parce qu’il atteint avant la fin un score supérieur ou égale à 3 de la grille d’évaluation indiquant une souffrance nécessitant sa mise à mort. - soit parce qu’il est un animal d’intérêt ou contrôle pour lequel il est nécessaire à la fin de prélever la prostate afin d’évaluer l’efficacité du traitement testé.

Remplacement

Nous avons dans un premier temps mené l’étude par différentes approches pour aborder ces questions, incluant, des études de prédiction par analyse bio-informatiques de données transcriptomiques, des cultures cellulaires 2D et 3D in vitro, selon le principe de Remplacement. Pour remplir nos objectifs, nous sommes contraints d’utiliser des modèles murins, car aucun système in vitro et aucun modèle d’organismes plus simples ne permet de reproduire les différents stades du développement tumoral prostatique et de sa récidive post-castration.

Réduction

Le nombre d’animaux utilisé est une estimation permettant de couvrir les diverses études que nous réaliserons sur 5 ans. Il est important de noter qu’une souris permettra de réaliser plusieurs études in vitro par différentes méthodes de biologie cellulaire ou moléculaires. La multiplicité des tests réalisés grâce à une souris permet de réduire drastiquement le nombre d’animaux utilisé au cours de nos études. Une validation in vivo de l’efficacité des inhibiteurs testé in vitro est cependant nécessaire après validation sur divers modèles cellulaires. Selon le principe de Réduction, le nombre d'animaux utilisé in vivo pour valider ces données est calculé pour permettre d’obtenir la puissance statistique nécessaire à l’obtention de conclusions biologiquement pertinentes. En revanche, des animaux pourraient être écartés de l’étude, il est donc nécessaire de prévoir un effectif légèrement supérieur à celui calculé dans cette section. C’est pour cette raison que nous avons fixé un nombre final de 18 animaux par condition, tenant compte de tous ces paramètres.

Raffinement

Pour s’assurer du bien-être des souris tout au long de leur vie, elles bénéficieront de coton, de maisonnettes, de tunnels et de bâtonnets de bois à ronger afin de les occuper et afin qu’elles puissent se construire un nid. Les souris seront surveillées quotidiennement par les membres qualifiés de l'animalerie. A la suite des chirurgies, la personne en charge du protocole les observera tous les jours (pendant une semaine) et une fois par semaine par la suite. A leur entrée en traitement, elles seront pesées tous jours pendant les 28 jours. Afin de réduire la douleur associée à la castration, la chirurgie sera réalisée sous anesthésie générale. Un analgésique sera administré en pré- et post-opératoire. A la suite de la chirurgie la souris sera réveillée au chaud et surveillée pendant les heures qui suivent et la bonne cicatrisation sera observée tous les jours durant la semaine qui suit l’opération par la personne en charge du protocole. Des points limites spécifiques ont été définis. Tout animal en souffrance sans possibilité de le soulager sera mis à mort. Si, pour des raisons de protocole (mise à mort de certains congénères ayant atteint un point limite), une souris devait se retrouver seule dans une cage, l’enrichissement sera augmenté.

Choix des espèces

La souris est préférée comme espèce car elle permet l’étude d’animaux génétiquement modifiés particulièrement informatifs pour la compréhension des mécanismes physiopathologiques. De plus, de nombreux outils d’analyses ont été développés et bien caractérisés dans cette espèce animale. Enfin, les modèles animaux créent le lien indispensable entre les tests in vitro et les études cliniques. Les animaux seront pour une première partie castrés entre 3 et 13 mois afin de regarder l’effet de l’orchidectomie sur des populations cellulaires, avant et après avoir laissé les structures tumorales se développer. Après la castration, les animaux seront mis à mort après un lapse de temps pouvant aller de 5 jours à 6 mois maximum (si la castration s’est faite entre 3 à 7 mois d’âge). Les animaux dans une deuxième partie subiront à partir de 6 mois une orchidectomie, afin d’attendre la mise en place du développement tumoral avant de les castrer. Ils seront ensuite traités à 8 mois. S’ils ne subissent pas d’orchidectomie, mais reçoivent uniquement le traitement, les animaux seront traités à partir de 8 mois afin de comparer l’efficacité du traitement entre le groupe de souris non castrées et le groupe de souris castrées.