Recherche appliquée

15 000 rongeurs, soit 7 000 souris, 7 000 rats, 800 hamsters dorés et 200 gerbilles, vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent des composés chimiques ou radiomarqués par de multiples voies, dont des chirurgies de pose de mini-pompe sous anesthésie, certains étant rendus diabétiques, obèses ou hypertendus, avant mise à mort pour prélever organes et sang. Le porteur décrit une plateforme d'évaluation pharmacologique en série plutôt qu'un projet ciblé, avec un bénéfice réduit à la mesure d'effets sur des biomarqueurs. Il indique que les tests in vitro sont "souvent insuffisants" et retient la souris comme l'espèce la plus décrite.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’évaluer les effets pharmacologiques et la distribution in vivo de composés biologiques ou chimiques après une ou plusieurs administrations chez le rongeur, sur une période allant de 1 à 12 jours maximum. Le mécanisme d’action de la molécule évaluée, déterminé préalablement in vitro, conditionnera le choix de l’espèce rongeur (souris, rat, hamster, gerbille) et de la souche à utiliser pour suivre les marqueurs d’efficacité appropriés qu’ils soient circulants, urinaires, fécaux, ou tissulaires. Dans toute étude utilisant des animaux, il est possible de mesurer différents paramètres en utilisant diverses méthodes d’analyse (dosage de protéines ou lipides ou acides animés, expression génique, analyse histologique…). Toutefois, ces techniques d’analyse dites « froides », c’est-à-dire sans utilisation de radioélément, ne sont pas toujours suffisamment sensibles pour quantifier les effets pharmacologiques des composés testés, notamment lorsqu’il s’agit d’études courtes. Les deux premières procédures de ce projet permettent de révéler l’efficacité des composés testés in vivo, soit par administration d’une molécule froide qui activera une voie biologique précise dans l’organisme, soit par administration d’un traceur radioactif qui sera incorporé dans une voie de synthèse particulière. Ces deux méthodes permettront de sensibiliser l’organisme au mécanisme d’action ciblé par le composé testé, et de mieux appréhender la réponse pharmacologique de ce composé in vivo. La troisième procédure de ce projet couvre l’utilisation d’un composé chimique ou biologique test qui a été préalablement radiomarqué afin de suivre son devenir lors d’une administration in vivo et de vérifier qu’il va bien atteindre les organes cibles pour délivrer son efficacité pharmacologique. Ces études pourront nécessiter l’utilisation d’animaux présentant une pathologie dommageable telle que le diabète, l’obésité, l’hypertension, la néphropathie. Un programme de soins spécifiques sera mis en place avec une surveillance rapprochée de ces animaux afin de leur éviter toute souffrance.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d’évaluer les effets pharmacologiques sur certains biomarqueurs d’intérêt de composés biologiques ou chimiques après une ou plusieurs administrations chez le rongeur, sur une période allant de 1 à 12 jours maximum.

Procédures

Afin d’évaluer la pharmacocinétique et l’effet sur des paramètres biologiques de potentiels traitements, des composés chimiques ou biologiques froids ou radiomarqués seront administrés aux animaux par voie : intranasale ou intratrachéale, sous anesthésie générale de maximum une heure, ou intramusculaire ou intradermique sous anesthésie générale d’environ une heure avec analgésie, ou orale sur animaux vigiles (acte bref d’une minute environ), ou sous cutanée ou intrapéritonéale sur animal anesthésié ou vigile (acte bref d’une minute sur animal vigile, anesthésie d’environ une heure sinon), ou par minipompe osmotique (intraveineuse, sous cutanée ou intrapéritonéale) posée lors d’une chirurgie sous anesthésie générale avec analgésie (chirurgie d’environ 15 minutes, anesthésie d’environ une heure). Pour évaluer l’efficacité des composés sur certains paramètres biologiques, il pourra être nécessaire d’administrer de petites molécules radiomarquées (glucose etc) par voie : intranasale ou intratrachéale, sous anesthésie générale de maximum une heure, ou intramusculaire ou intradermique sous anesthésie générale d’environ une heure avec analgésie, ou orale sur animaux vigiles (acte bref d’une minute environ), ou sous cutanée ou intrapéritonéale sur animal anesthésié ou vigile (acte bref d’une minute sur animal vigile, anesthésie d’environ une heure sinon), ou par minipompe osmotique (intraveineuse, sous cutanée ou intrapéritonéale) posée lors d’une chirurgie sous anesthésie générale avec analgésie (chirurgie d’environ 15 minutes, anesthésie d’environ une heure). Si l’alimentation peut biaiser la pharmacocinétique, les animaux pourront être mis à jeun au maximum 16h. Les volumes administrés et fréquences d’administration respecteront les recommandations. La phase in vivo pourra durer jusqu’à 12 jours. Des prélèvements de sang ou d’urine pourront être réalisés afin de suivre la biodistribution et l’élimination des produits administrés. Les prélèvements de sang sur animal vigile prendront environ deux minutes. En cas d’anesthésie, celle-ci durera au maximum une heure. Pour les prélèvements individuels d’urine ou de fèces, il pourra être nécessaire d’héberger individuellement maximum une heure. En fin de projet, les animaux seront euthanasiés pour récupération de tissus, organes, et sang. Avant euthanasie, sous anesthésie générale profonde avec analgésie forte, une perfusion pourra être réalisée pour rincer les organes. Cela durera moins d’une heure avant euthanasie.

Impact sur les animaux

Afin de réaliser certains tests (par exemple les tests métaboliques), il pourra être nécessaire de mettre les animaux à jeun, au maximum 16 heures. Des pertes de poids liées aux composés administrés pourraient être observées.

Devenir

Après les deux procédures, les animaux seront mis à mort afin de pouvoir procéder à la récupération des organes et de grands volumes de sang, nécessaires pour évaluer l’effet des composés testés.

Remplacement

Les molécules chimiques ou biologiques dont l’efficacité sera évaluée dans ce projet auront été si possible au préalable sélectionnées dans des tests in vitro afin de s’assurer de leur efficacité, de leur spécificité et de leur absence de toxicité. Elles auront aussi si possible été sélectionnées in vivo chez le petit animal sur leurs propriétés pharmacocinétiques (vérification de la compatibilité avec une efficacité dans la maladie visée). L’ensemble de ces données est souvent insuffisant pour prédire l’efficacité in vivo des molécules, car recréer in vitro une pathologie complexe est difficile, notamment lorsque différents types cellules et/ou tissus sont impliqués. L’efficacité réelle des meilleures molécules devra donc être vérifiée chez le rongeur en choisissant le modèle animal se rapprochant le plus de la pathologie telle que décrite chez l’homme. Dans le cas de molécules dont la biodistribution serait évaluée, dans la mesure du possible, l’absence de toxicité et les paramètres mesurables in vivo d’ADME auront au préalable été évalués.

Réduction

Le nombre d’animaux par lot pour les études sera défini en fonction de la bibliographie existante sur le modèle animal et les paramètres d’intérêt à mesurer dans l’étude. Une revue bio-statistique a déjà été réalisée sur des données historiques de mesure de quelques paramètres lors d’études internes. Cette analyse nous permet de déterminer le nombre minimal d’animaux requis afin d’obtenir des résultats significatifs malgré les variations interindividuelles. Par exemple, lors d’une étude sur la tolérance orale au glucose (OGTT), il est nécessaire d’avoir 10 animaux par groupe pour obtenir une différence significative de 30% entre 2 groupes sur les AUC de glucose sanguin. Pour les dosages d’acides gras plasmatiques, un nombre minimal de 8 animaux par groupe est requis. Les analyses statistiques à réaliser sur les autres paramètres mesurés en cours d’étude seront effectuées au moyen du test ANOVA.

Raffinement

Les animaux seront pesés au minimum 2x/semaine / quotidiennement à partir de 10% de perte de poids. La cause de la perte de poids sera évaluée: déshydratation, accès à la nourriture, diarrhée, nausées... Si possible, un traitement pharmacologique symptomatique sera mis en place. Un gel nutritif et de l’eau gélifiée et de la nourriture seront placés au fond de la cage en cas de perte de poids constatée. En cas de suspicion de toxicité du composé chimique ou biologique administré, un arbre décisionnel validé par le vétérinaire et la SBEA sera utilisé. Les personnes en charge du bien-être et du soin des animaux veillent au respect des points limites. Les principaux points limites concernent l’état général de l’animal et sont listés en détail dans les procédures. Les animaux présentant des signes de douleur ou de souffrance seront mis en suivi clinique. Ces animaux seront examinés tous les jours et recevront si nécessaire un traitement pharmacologique compatible ou non avec l’objectif de l’étude. Un vétérinaire est joignable tous les jours si besoin. Toute opération chirurgicale sera réalisée sous anesthésie générale en matinée afin d’assurer un meilleur suivi post-chirurgical (observation toutes les 2 heures durant les 6 heures post opératoires puis au moins 1 fois par jour), avec analgésie. En cours d’étude, plusieurs anesthésies seront pratiquées notamment en cas de prélèvements de sang ou d’injections de produits : Les administrations IV, IM, IP, SC, ID ou topiques cutanées ou oculaires de composés tests se feront si nécessaire sous anesthésie générale. Une administration de buprénorphine sera réalisée avant les administrations IM/ID. Afin de minimiser les risques d’infection lors d’injections intradermiques, une tonte de la peau avec désinfection sera réalisée avant injection. Les injections intradermiques se feront sous un volume de 50 µL par site d’injection afin de limiter la douleur. Les administrations IN ou IT de composés tests se feront sous anesthésie générale. L’implantation d’une mini pompe (IP, IV ou SC) ou la pose d’implants diffusant le produit en sous-cutané pourra être nécessaire lors d’une délivrance continue du composé test. La chirurgie d’implantation sera réalisée sous anesthésie générale et dans des conditions d’asepsie, avec une prise en charge analgésique. Le suivi de la cicatrisation sera enregistré, et les sutures désinfectées si nécessaire.

Choix des espèces

Si le profil pharmacocinétique est adéquat dans cette espèce, la souris sera privilégiée pour évaluer des nouveaux composés in vivo, car c’est l’espèce mammifère la plus décrite dans les modèles d’évaluation de molécules chimiques ou biologiques. La souris sera aussi préférée dans le cas d’une administration d’un composé ou d’un traceur radioactif, si le mécanisme d’action de la molécule le permet, pour des raisons pratiques de gestion de la radioactivité et de ses déchets. Pour certaines études pré-réglementaires comme l’étude de l’élimination d’un composé radiomarqué in vivo, le rat sera l’espèce préférée. Des hamsters et des gerbilles pourront être occasionnellement utilisés si besoin, en cas d’études préalables à la mise en place d’un modèle particulier bien décrit dans ces espèces (exemple : hamster pour une étude préalable à une étude d’infection au SARS-CoV2). Seuls des animaux sevrés seront utilisés (jeunes adultes et adultes, 6 semaines minimum), tel que référencé dans la littérature.

256 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ces souris exprimant une forme humaine mutée de la protéine tau reçoivent des injections intrapéritonéales ou orales deux fois par semaine pendant deux mois, avant mise à mort pour analyser le cerveau. Le porteur teste des sucres complexes censés freiner les tauopathies comme la maladie d'Alzheimer, dont il affirme déjà qu'ils "se révèlent utiles". Il présente la souris comme "la seule espèce mammifère" modifiée pour exprimer la tau humaine mutée et juge la confirmation in vivo "nécessaire".

Objectifs

Les tauopathies, auxquelles appartiennent la maladie d’Alzheimer et les démences fronto-temporales, se caractérisent par une perte neuronale due à l’accumulation de la protéine tau sous une forme anormale (=tauopathie) dans le cerveau des patients. À ce jour, aucun traitement curatif de ces pathologies n’existe sur le marché. Dans le but de développer un traitement pour ces pathologies, notre laboratoire étudie le rôle de certains sucres complexes (=oligosaccharides), sur la modification anomale de la protéine tau. Il a notamment été montré que certains sucres complexes sont critiques pour le développement et l’évolution de la maladie d’Alzheimer. La forme anormale de tau dans les cellules neuronales résulte de l’interaction de la protéine avec ces oligosaccharides complexes internalisées dans les neurones des sujets malades. Enfin des études préliminaires ont montré la capacité d'un oligosaccharide mimétique à diminuer le développement des tauopathies en rentrant en compétition avec les sucres complexes de la membrane cellulaire et en diminuant la propagation de la tauopathie. Les oligosaccharides mimétiques se révèlent dès lors être utiles dans le traitement des tauopathies, et tout particulièrement dans le traitement de la maladie d’Alzheimer. Notre objectif va être de démontrer qu'il est possible en utilisant nos oligosaccharides mimétiques de diminuer le développement de la tauopathie dans un modèle murin exprimant la protéine Tau humaine mutée responsable du développement de la maladie. Ainsi en poursuivant l’étude de ces molécules dans ce modèle, sélectionné pour sa capacité à reproduire plusieurs aspects de la maladie (modification de la tau, mort des neurones et troubles cognitifs aux âges avancé…), nous espérons avoir des preuves solides de l’efficacité de cette stratégie thérapeutique pour débuter de premières études chez l’homme. En effet, il est nécessaire d'un point de vue réglementaire de démontrer que notre concept est efficace dans un modèle se rapprochant de l'homme pour débuter des essais cliniques.

Bénéfices attendus

Actuellement les traitements sur le marché sont uniquement symptomatiques et ont un bénéfice clinique limité pour les patients. Il est ainsi important de développer un traitement capable de stopper ou ralentir les mécanismes impliqués dans le développement de la maldie d'Alzheimer. Ce projet consiste donc à caractériser l'effet d'une nouvelle classe de molécules thérapeutiques ciblant un mécanisme impliqué dans l'agrégation anormale de la protéine Tau, qui mène aux troubles cognitifs de la maladie.

Procédures

Les procédures 1 et 2 consistent en des traitements 2 fois par semaine (les matinées du lundi et jeudi) pendant 2 mois par injection intra-péritonéale ou administration par voie orale des molécules d'intérêt (max 0,1 ml/souris) ou des mises à mort afin de récupérer le tissu cérébrale en vue d'analyses. Pour un groupe d’animaux (6 animaux par cage) il faut environ 10 min par traitement. Cela comprend la pesée et l’injection intra-péritonéale (ou administration par voie orale) des 6 animaux du même groupe.

Impact sur les animaux

Les nuisances et effets indésirables attendus sur les animaux dans nos procédures sont liés à l’élevage en captivité des animaux sur plusieurs mois et la manipulation des animaux (contention, change). Pour information, les animaux sont utilisés à des âges inférieurs à 5 mois, c'est-à-dire avant le début des signes cliniques moteurs modérés induits par la tauopathie dans ce modèle. Nos deux procédures sont classées modérées et les nuisances et effets indésirables attendus sont liés à la contention et à l'insertion répétée de l'aiguille en intra-péritonéale même si le site d'injection est alterné (droite et gauche). Pour information l'analyse toxicologique de nos molécules faite chez la souris C57BL6 par un laboratoire pharmaceutique n'a pas montré de toxicité même à forte dose (500 mg/kg) pour la voie orale. Les effets indésirables pourront également être évalués lors des études de biodisponibilité des produits qui seront réalisées par la même société en amont de cette partie expérimentale. Par ailleurs de précédentes études utilisant nos molécules n'ont pas mis en évidence de potentiels effets toxiques de la molécule aux doses utilisées (voie intra-péritonéale, 2 mois, 2x/semaine, 25 mg/kg).

Devenir

Les animaux de l'ensemble des procédures seront mis à mort à la fin des procédures expérimentales afin de réaliser les analyses nécessaires à la quantification de nos paramètres biologiques dans le cerveau.

Remplacement

La tauopathie est une maladie humaine et la souris est la seule espèce mammifère actuellement modifiée pour exprimer la protéine Tau humaine avec la mutation qui induit la tauopathie caractéristique de la maladie d'Alzheimer. Des résultats antérieurs obtenus sur des cellules primaires issues de ce modèle de souris montrent des effets prometteurs de notre molécule d'intérêt. La confirmation dans un modèle murin est maintenant nécessaire.

Réduction

Pour les études chez l'animal, nous avons optimisé le nombre d’animaux par groupe (12 souris / groupe pour la procédure 1 et 20 souris / groupe pour la procédure 2) afin d’obtenir des résultats statistiquement exploitables et réaliser des analyses avec un nombre d’animaux réduit au strict nécessaire. Pour chaque animale, différentes régions du cerveau seront étudiés afin de caractériser l'évolution de la pathologie. Ainsi chaque groupe sera subdivisé en sous-groupe de 12 ou 20 animaux, selon leur âge, qui seront maintenus vivants dans les conditions standard d’animalerie pendant 2 et 4 mois. Aux temps correspondants, les différents groupes d’animaux seront mis à mort afin d’étudier l’évolution de la maladie dans le cerveau ainsi que sa corrélation avec notre cible. Pour répondre à ces objectifs au maximum, 256 souris seront nécessaires (sur 5 ans). Les différentes lignées de souris utilisées dans le projet seront disponibles par un élevage en interne. De plus, dans le but de réduire le nombre d'animaux dans le cadre de la sélection de la dose optimale, la biodisponibilité des molécules les plus efficaces a été réalisée en externe par un laboratoire pharmaceutique.

Raffinement

Afin de détecter et de limiter la douleur, la souffrance et l'angoisse des animaux, nous surveillerons leur état général et leur comportement. Une liste de vérifications contenant l’ensemble de points définis pour identifier la douleur ou la détresse de l’animal est établie : -L’évolution du poids de la souris -L’état de ses poils : poil hérissé -Sa posture, sa démarche et comportement : dos voûté, léthargie ou réticence à se déplacer, état défensif, grattage ou morsure. -On explore son environnement : absence de toilettage, redressement sur ses pattes arrière, diminution de la quantité de nourriture et d’eau ingérée. L’ensemble permet d’identifier si les animaux souffrent. Les animaux sont observés 2 fois/jour jusqu’à leur mise à mort (sacrifice). En cas de douleur : Les souris souffrantes seront transportées dans des cages isolées. Une injection d'un anti-douleur sera réalisée pour un effet antalgique et l’état de l’animal sera suivi. Durant la période d’hébergement, l’eau de boisson sera changée chaque jour et un régime alimentaire normal sera fourni. En cas de non-récupération observée nous allons consulter le personnel vétérinaire du laboratoire afin d’obtenir leur expertise en matière de signes cliniques de la douleur ou de la détresse.

Choix des espèces

Notre objectif est de valider l’importance de certains sucres complexes, dans un modèle mammifère de tauopathie. L’expérimentation sur le rongeur reste une étape indispensable avant toute expérimentation sur des modèles plus proche de l’homme (primate). Les rongeurs sont adaptés aux études scientifiques : 98% des gènes partagés avec l’homme, faibles tailles, grandes fécondités, courtes durées de vie, accessibilité et disponibilité d’outils biologiques. De plus, la souris est la seule espèce mammifère actuellement modifiée pour exprimer la protéine tau humaine avec la mutation qui induit la tauopathie (modèle reconnu par la communauté scientifique). Les souris qui développent la tauopathie sont utilisées à l'âge adulte à partir de 2 mois et jusqu'à 4,5 mois (mise à mort à 4 et 4,5 mois), c’est -à-dire de l'âge où la tauopathie commence à se développer (2 mois) et sacrifiées avant l'apparition des signes cliniques moteurs (8 mois). Les souris « contrôle » de même fond génétique ne possédant pas la mutation, servant de référence à ces études sont utilisées aux mêmes âges. Les organes périphériques des souris traitées avec les molécules seront également utilisés pour étudier les effets secondaires périphériques possibles des molécules. Ces souris seront utilisées à l'âge adulte (2-4 mois).

160 souris d'une lignée génétiquement modifiée vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. La moitié reçoit des antibiotiques dans l'eau de boisson pendant huit semaines pour supprimer leur microbiote, toutes subissent des jeûnes de six heures, des prélèvements sanguins répétés à la queue et des gavages, avant mise à mort pour trier les cellules intestinales. Le porteur étudie l'effet des bactéries intestinales sur les hormones digestives, avec une application humaine dans l'obésité et les maladies inflammatoires présentée comme lointaine. Il indique que la déplétion du microbiote produit "a priori peu d'effets indésirables" et affirme qu'aucun modèle in vitro ne reproduit l'interaction entre bactéries et intestin.

Objectifs

Les intestins sont un organe majeur pour la santé car ils sont à l’interface entre alimentation, les bacteries intestinales et l’organisme. L’intestin permet notamment la digestion et l’absorption des aliments, tout en faisant barrière aux microbes et aux toxines. L’intestin produit également des produits (hormones) qui régulent les fonctions de différents organes, modulant ainsi par exemple le comportement alimentaire, la régulation énergétique ou les fonctions intestinales (transit intestinal, digestion…) elles-mêmes. Ces hormones sont produites par des cellules intestinales spécifiques, appelées cellules entéroendocrines. Ces cellules jouent le rôle de senseurs, libérant les hormones en réponse à des modifications de leur environnement Des modifications des fonctions intestinales et notamment des hormones intestinales sont associées à différentes maladies telles l’obésité ou des maladies digestives. Ces maladies sont également associées à une modification des bactéries intestinales. Notre travail de recherche vise à mieux caractériser comment les bactéries de l’intestin influent sur les hormones intestinales et les cellules qui les produisent. Dans ce projet, nous éliminerons les bactéries intestinales par l’action d’antibiotiques, mesurerons le niveau des hormones et analyserons précisément ces cellules grâce à l’utilisation de souris exprimant une fluorescence associée à ces cellules et permettant de les isoler.

Bénéfices attendus

Le rôle de l’intestin et en particulier des hormones intestinales pour la santé de l’homme apparait comme étant très important, en particulier dans l’obésité ou les maladies inflammatoires l’intestin, qui touchent plus de 650 millions d’individus à travers le monde. Un lien entre microbes et les cellules produisant les hormones intestinales a déjà été établi. Cette étude nous permettra d’identifier plus précisément comment les cellules produisant les hormones intestinales sont impactées lors de la suppression du microbiote intestinal. Pour cela, nous utiliserons un modèle de souris permettant de trier cette population cellulaire rare, et mesurerons les niveaux d’hormones après différentes stimulations. Cela nous permettra d’identifier comment ces cellules sont régulées. Compte tenu du rôle important de ces hormones, ce projet permettra de proposer de nouvelles voies modulant leurs niveaux lorsque les fonctions de ces hormones sont altérées, dans le but à terme de prévenir et/ou guérir des maladies.

Procédures

La moitié des animaux recevra un mélange d’antibiotiques dans leur eau de boisson pendant toute la durée de la procédure, soit 8 semaines, conduisant à la déplétion de leur microbiote intestinal. Pour mesurer les niveaux des hormones et les activités des cellules produisant ces hormones, trois tests métaboliques seront réalisés, espacés de 15 jours, sur tous les animaux. Un test métabolique permet de mesurer l’effet d’un stimulus particulier sur l’animal, notamment au niveau intestinal en comparant l’animal avant et après ajout du stimulus. Chaque test comporte une phase de jeun (6h), trois prélèvements sanguins, un avant l’administration du stimulus, et deux après, à 5 et 15 minutes respectivement après l’administration pour un volume total de 150µLet un gavage par voie orale ou une injection en intrapéritonéal, permettant de mesure la libération des hormones en réponse au stimulus. La durée d’un test métabolique n’excède pas une heure entre la première prise de sang et la dernière. Des mesures de transit intestinal par gavage (au maximum trois par animal, deux au cours de l’expérience (avec un suivi pendant 48h) et un au moment de la mise à mort (gavage une heure avant) seront également réalisées pour mesurer les fonctions intestinales, ainsi que des prélèvements de sang avant la mise à mort et la récupération des tissus intestinaux.

Impact sur les animaux

Ce protocole produit a priori peu d’effets indésirables sur les animaux : la consommation des antibiotiques dans l’eau de boisson a déjà été pratiquée à de nombreuses reprises sans impact sur la santé et le comportement des animaux, les antibiotiques étant introduits séquentiellement pour éviter tout rejet par néophobie. Les animaux seront conservés en groupe et manipulés régulièrement. Le gavage oral et la prise de sang à la queue seront réalisés par des personnes compétentes, avec des temps de manipulations réduits. Les prises de sang séquentielles se faisant de manière rapprochées, une seule incision à la queue est nécessaire pour réaliser le prélèvement. Les jeûnes seront limités dans le temps, induisant une perte de poids réduite qui est en général rattrapée les jours suivants. Les souris seront suivies pendant l’heure qui suit l’administration des stimuli puis pendant le reste de l’expérimentation pour s’assurer qu’aucun n’induit d’effets indésirables, aucun n’effet étant attendu sur le type de stimuli testés.

Devenir

L’ensemble des animaux sera mis à mort afin de récolter leurs tissus pour l’isolement des cellules produisant les hormones intestinales par tri cellulaire. Les fonctions des cellules pourront alors être analysées par différentes techniques

Remplacement

L’utilisation de souris pour cette expérimentation est nécessaire par l’impossibilité d’étudier in vitro ou de modéliser l’interaction entre les bactéries et l’intestin. La lignée de souris utilisée permettra d’étudier spécifiquement les fonctions des cellules entéroendocrines, ce qui n’est pas possible dans un autre modèle. Les intestins récupérés dans ces expérimentations serviront à la production de culture de cellules intestinales (organoïdes intestinaux) qui seront utilisés dans des projets ensuite pour étudier (1) le développement de l’épithélium intestinal issu de souris déplétées en microbiote et (2) la réponse des cellules entéroendocrines à des produits spécifiques, notamment produits par les bactéries.

Réduction

160 animaux au total répartis en 20 lots seront utilisés dans ce projet, répartis en 10 procédures. Chaque procédure incluera un lot de 8 souris traitées par antibiotiques et un lot contrôle de 8 souris non traitées et sera effectuée sur des animaux de même sexe pour tester l’effet de trois stimuli et récupérer les tissus pour un usage spécifique. 5 procédures différentes permettront de tester au total 15 stimuli de cellules entéroendocrines (par exemple, glucose, mélange d’acides aminés et protéines, acides gras, produits microbiens..), ainsi que pour récupérer les tissus intestinaux des souris pour différents usages, un seul tissu ne pouvant être utilisé que pour un seul usage lors du tri cellulaire (transcriptomique, peptidomique, génération d’organoides, histologie…). Les procédures seront reproduites sur les femelles et les mâles.

Raffinement

Les animaux bénéficieront d’un enrichissement avec du papier absorbant à déchiqueter et d'un abri en propylène rouge et auront accès à la nourriture et à l’eau ad libitum et seront hébergés à plusieurs par cage. L’hydratation, notamment lors de l’introduction des antibiotiques, sera surveillée et si nécessaire, l’ajout d’antibiotiques sera modifié pour permettre une meilleure tolérance. Pour détecter l’apparition de signes de souffrance et/ou blessures, les animaux seront surveillés quotidiennement. En cas de blessure, un traitement local sera appliqué si celle-ci est légère sinon l’animal sera exclu du protocole. Les animaux seront observés quotidiennement et pesés (ainsi que leur ingéré alimentaire) 2 fois par semaine. Une grille de décision (points limites) est établie et permet d’agir de façon appropriée en cas d’apparition de signes de souffrance chez un animal, Les volumes de gavage seront adaptés aux poids des animaux, avec un maximum de 10µL/g et celui-ci sera pratiqué par des expérimentateurs entrainés à la contention et au gavage. Les animaux seront habitués à être manipulés avant et pendant toute la durée de l’expérimentation afin de diminuer leur stress lors de la contention et les prélèvements. Les souris seront au moins 2 par cage pour éviter l'isolement. Une grille de score de bien être permettra de suivre régulièrement chaque animal individuellement en prenant en compte son aspect général, son poids et son comportement. En cas de hausse modérée du score, un suivi plus attentionné sera réalisé avec l’ajout de nourriture plus facilement accessible. Dans le cas d’une forte dégradation du score les animaux seront euthanasiés.

Choix des espèces

Les souris utilisées sont issues d’une lignée génétiquement modifiée pour exprimer une protéine fluorescente dans toutes les cellules entéroendocrines. Cette lignée est un modèle particulièrement utile pour l’étude des cellules entéroendocrines, permettant de les trier ou de les distinguer facilement lors de l’analyse des tissus. Les procédures seront appliquées sur les femelles et les mâles avec un lot de souris traitées aux antibiotiques et un lot contrôle. Les procédures seront reproduites 5 fois pour tester différents stimuli et pour différents usages des tissus, chaque tissu ne pouvant être utilisé que pour un seul usage. L’étude portant sur les cellules entéroendocrines matures, des souris adultes (8 à 12 semaines au démarrage du protocole) seront utilisées.

78 souris femelles vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Comme dans le volet complémentaire du même projet, des composants de bioprothèse cardiaque sont implantés sous la peau de leur dos sous anesthésie, avec deux séances d'imagerie TEP, avant euthanasie à J29 pour prélever le sang et les tissus. Le porteur teste un revêtement censé réduire l'inflammation déclenchée par les valves biologiques, un bénéfice pour les patients qu'il formule au conditionnel. Sur le remplacement, il affirme qu'il n'existe aucune méthode fiable sans animaux et que la souris reproduit fidèlement la réaction humaine aux biomatériaux.

Objectifs

Les valves cardiaques artificielles sont utilisées pour remplacer des valves malades chez l'Homme. Certaines valves dites biologiques sont composées de tissus biologiques d’origine animale (porc ou bovin). Elles présentent de nombreux avantages par rapport à des prothèses complétement synthétiques (valves dites mécaniques), notamment en termes de fonction et risque de formation de caillots (thrombose). En revanche, la composition des valves biologiques reste « étrangère » au système immunitaire du receveur les rendent susceptibles d’être rejetées par le tissu receveur. En effet, malgré toutes les mesures mises en place pour rendre le tissu biologiquement inactif, les cellules qui assurent la défense de notre organisme reconnaissent inéluctablement la différence d’origine du tissu implanté et déclenchent une réaction inflammatoire qui réduit sensiblement la durée de vie des bioprothèses par rapports aux solutions mécaniques. Ainsi, bien que plus performantes, les bioprothèses sont rarement implantées chez les sujets jeunes en raison de ce risque de vieillissement prématuré. L’objectif de cette étude est de tester le potentiel d'un traitement de surface sur les valves biologiques capable de diminuer cette réaction inflammatoire.

Bénéfices attendus

Les effets attendus sont une diminution de l'inflammation des tissus environnants lorsque les bioprothèses sont recouvertes avec le traitement de surface à l'étude avant implantation par rapport aux bioprothèses standard non traitées. L'évaluation pré-clinique du bénéfice apporté par le revetement proposé peut considérablèment accélérer le transfert de l'innovation chez l'homme (application aux bioprothèses cardiovasculaires qui sont utilisées en pratique clinique).

Procédures

Les animaux seront soumis à une seule procédure d'implantation des composants des bioprothèses (traitées avec le traitement de surface ou non) sous la peau du dos sous anesthésie générale et à deux séances d'imagerie dans les suites (TEPscanner, 7 jours et 28 jours après implantation, toujours sous anesthésie générale) pour visualiser et mesurer la réaction inflammatoire au niveau de la zone d'implantation. Ces procédures d'imagerie comportent une injection d'un traceur par voie intraveineuse. Les procédures de chirurgie dureront 20 minutes et les séances d'imagerie 40 minutes.

Impact sur les animaux

Concernant l'intervention chirurgicale, les effets indésirables potentiels après l'intervention comportent des douleurs au site d'implantation sur la peau du haut du dos, des démangeaisons et des troubles de la cicatrisation. Concernant les scanners, ces examens sont peu invasifs et ne comportent pas d'effets indésirables attendus.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés le lendemain de la dernière imagerie (soit J29) afin de prélever du sang et d'étudier les biomarqueurs de l'inflammation. Les composants des bioprothèses implantés 29 jours plus tot seront également prélevés pour etre analysés en microscopie.

Remplacement

Dans ce projet, il n'existe pas de moyens alternatifs à l'expérimentation animale. En effet, à ce jour il n'existe pas de méthode fiable permettant d'estimer de facon fiable l'efficacité du traitement de surface à l'étude. Toutefois, des manipulations préliminaires sur des cellules endothéliales aortiques humaines (expériences "in vitro") ont permis d'affiner le protocole du traitement de surface et d'utiliser le nombre minimal d'animaux.

Réduction

Afin de diminuer au maximum le nombre d'animaux, un calcul statistique a été réalisé en amont. De la meme facon, une mutualisation des résultats expérimentaux au sein de l’unité de recherche pourrait permettre l'exploitation des résultats par d'autres chercheurs et de limiter l'utilisation ultérieure d'animaux.

Raffinement

Le confort, la douleur et le stress des animaux seront scrupuleusement recherchés à l'aide de grille de surveillance journalière. Un recours à l’anesthésie générale sera systématique pour toutes les procédures et des soins spécifiques pourront etre conduits en fonction de l'examen (désinfectant, anti-douleurs). L'administration d'anti-douleurs sera réalisée en cas d'inconfort ou de douleurs et une euthanasie sera pratiquée dans les plus brefs délais en cas de non-amélioration. La surveillance de points limites (devant faire stopper l'expérimentation) sera systématique et faite quotidiennement. Les conditions d’hébergement seront également optimisées au maximum avec respect du rythme veille/sommeil. Afin de minimiser le stress post-chirurgie, des éléments d’enrichissement des cages comme des bâtons à ronger et du coton, ainsi que de la nourriture en gélée, seront placés. Enfin, nous priviliégerons des procédures d’imagerie non invasive (TEPscanner) pour visualiser l'inflammation des tissus.

Choix des espèces

Le modèle animal (souris) a été soigneusement choisi d’après les publications internationales les plus pertinentes sur le sujet. Des souris adultes C57Bl6/J de 6 à 9 semaines d'âge seront utilisées. Bien qu'il n'existe pas d'impact de genre attendu, des sujets femelles seront utilisés pour une meilleure cohabitation. La reaction aux biomatériaux chez cette espèce reproduit de façon très fidèle les réponses observées chez l'homme (mammifère). Les tests précliniques sont communemment effectués dans cette espèce et sont abondamment documentés dans la littérature scientifique.

15 lapins vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. La peau de leur dos est incisée à trois endroits sur 4 cm en une seule chirurgie sous anesthésie, puis ils sont mis à mort à J21 pour prélever la ligne de suture et évaluer la cicatrisation. Le porteur compare des colles de suture développées par son laboratoire à des techniques courantes, dans une étude pilote de trois réplicas par formule. Il indique que le lapin est choisi parce qu'il tolère un gilet de protection là où les rongeurs arrachent la suture, et qu'aucun modèle in vitro ne reproduit les forces mécaniques d'une plaie.

Objectifs

L’objectif de cette étude est de déterminer l’efficacité de différentes formules de suture nouvelle génération développées par notre laboratoire (comparativement à des techniques utilisées couramment) pour la suture d’incision chirurgicale. 1 – évaluer la qualité de la cicatrisation en fin du processus cicatriciel : un prélèvement histologique sera réalisé à J21 à la fin de la phase de ré-épithélialistaion de la plaie. 2 – évaluer la durée de cicatrisation : un contrôle visuel 2 fois par semaine permettra d’évaluer le stade de cicatristaion de la plaie.

Bénéfices attendus

La suture de plaie traumatique ou d’incisions chirurgicales est réalisée soit par colles chirurgicales, soit par un fil de suture, soit une agrafe. La suture par fil/agrafe créé des lésions du derme et implique la présence d’un corps étranger dans la suture, engendrant un risque d’apparition d’une infection cutanée post-opératoire. Ils ont également comme inconvénient de ne pas stabiliser parfaitement la plaie lorsque des tensions sont exercées dessus. Le bord à bord des berges cutanées est maintenu uniquement au niveau du point de suture ; ceci a pour conséquence de rouvrir la plaie, gênant la cicatrisation et laissant une cicatrice fibreuse voire des cicatrices hypertrophiques ou chéloïde. Des rapports montrent que l’incidence de la formation d’une cicatrice hypertrophique après une chirurgie se trouve entre 33% et 91%. D’après l’enquête nationale de prévalence des infections nosocomiales en France, la prévalence des patients infectés était de 4,97% en 2006 (au niveau du site opératoire dans 14% des cas). Ainsi, l’utilisation d’une colle chirurgicale ayant une force d’adhésion équivalente à une suture permettrait de résoudre les limites détaillées cidessus (bord à bord parfait, pas de corps étranger, pas de lésion, une parfaite stabilisation des berges de la plaie…). Les seuls produits actuellement utilisées pour cette application sont les colles de cyanoacrylate (Leukosan). Elles ont pour avantage d’avoir un temps de prise rapide et une haute résistance au déchirement. Cependant leurs faibles propriétés adhésives à la peau font qu’elles ne sont indiquées que pour les sutures de petites plaies avec un taux de déhiscence de 20%. Elles ne peuvent ainsi pas être utilisées en alternative d’une suture par fil ou agrafe. L’étude des propriétés adhésives des colles chirurgicales actuellement commercialisées montre que la faible adhérence de ces colles est due au fait qu’elles se fixent sur la surface desquamante des tissus biologiques. Or, il s’avère que l’adhésion à un tissu biologique repose sur un ancrage à son extrême surface. Les produits testés dans cette étude reposent sur ce principe. Cet ancrage à la superficie du tissu permet d’atteindre des performances techniques inégalées (équivalente à une suture par fil et dix fois supérieures aux colles chirurgicales)

Procédures

Procédure chirurgicale d’incision et suture cutanée sous anesthésie générale. L’anesthésie durera 30-45 min.

Impact sur les animaux

La peau du dos de l’animal va être incisée à 3 endroits en une chirurgie. Chaque incision mesurera 4 cm de long. L’animal sera endormi généralement au cours de la chirurgie. Pour limiter la douleur ressentie, l’animal recevra un traitement antiinflammatoire en pré chirurgie puis toutes les 24h jusqu’à ce que l’animal ne présente plus de signes cliniques d’inconfort. Au cours de l’anesthésie, l’animal pourrait se refroidir. Pour pallier cet inconfort qui pourrait engendrer une mauvaise récupération des suites de l’anesthésie, l’animal sera placé sur un tapis chauffant tout le long de la chirurgie.

Devenir

Tous les animaux de l’étude seront mis à mort. A 21 jours, à la fin de la phase de ré-épithélialisation de la plaie, les animaux seront mis à mort et des prélèvements seront réalisés le long de la ligne de suture pour évaluer la qualité de la cicatrisation.

Remplacement

Les plaies traumatiques et les incisions chirurgicales sont des plaies complexes qui touchent les différentes structures de la peau (allant de l’hypoderme à l’épiderme) et qui subissent des forces mécaniques qui peuvent être importantes en fonction de la localisation de la plaie. Il n’existe donc pas de modèles in vitro permettant de prendre en compte tous ces paramètres. Par ailleurs dans le développement d’un nouveau dispositif médical, il est nécessaire de tester les formulations sélectionnées sur des modèles animaux afin d’appréhender la biocompatibilité des matériaux avant le passage chez l’Homme.

Réduction

Cette étude est une étude pilote qui nous permet principalement de faire de l’imagerie pour observer les différences sur le processus cicatriciel en fonction de la solution de suture utilisée. Pour chaque formule trois réplicas seront réalisés afin de pouvoir observer et comparer la cicatrisation sur 3 individus (lapins). Ces 3 réplicas nous permettrons également de comparer la différence de temps de cicatrisation entre différentes solutions de suture.

Raffinement

Les animaux bénéficient de plateforme dans leurs cages, de jouets et de morceaux bois à ronger dans leur environnement de vie. Les animaux recevront un traitement anti-inflammatoire et antalgique les 3 premiers jours post opératoire qui permettra de réduire la douleur ressentie. Le traitement pourra se poursuivre en fonction des signes cliniques observés quotidiennement les jours suivants. Les animaux seront suivis environ 21j le temps de la cicatrisation puis seront mis à mort.

Choix des espèces

Les modèles animaux préférentiellement utilisés dans la littérature dans ce type d’expérimentation sont les rongeurs, le lapin ou encore le porc. Les rongeurs ont tendance à retirer/arracher tout corps étranger présent sur leur peau, ce qui empêche toute chance de conclusion sur l’efficacité d’un système de suture de plaie. Chez le lapin, il est possible de protéger la zone lésée grâce à un gilet de protection conçu sur mesure. Ce gilet permet à la plaie de cicatriser sans que l’animal ne sollicite sa suture. Ces gilets de protection sont conçu pour des animaux mature d’un poids d’environ 2.5kg. Par ailleurs, chez un lapin adulte de 2.5kg, la surface (cm²) du dos adaptée à la réalisation des incisions prévues dans cette étude. Enfin, un animal mature dispose de structures anatomiques cutanée et système immunitaire adaptés aux besoins de l’étude.

78 souris femelles vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des composants de bioprothèse cardiaque sont implantés sous la peau de leur dos sous anesthésie, suivis de deux séances d'imagerie TEP avec injection d'un traceur, avant euthanasie à J29 pour prélever le sang et les tissus. Le porteur teste un traitement de surface censé réduire l'inflammation, un bénéfice pour les patients humains qu'il renvoie au conditionnel et à un transfert futur. Sur le remplacement, il affirme qu'il n'existe pas de moyens alternatifs et que la réaction aux biomatériaux chez la souris reproduit celle de l'homme.

Objectifs

Les valves cardiaques artificielles sont utilisées pour remplacer des valves malades chez l'Homme. Certaines valves dites biologiques sont composées de tissus biologiques d’origine animale (porc ou bovin). Elles présentent de nombreux avantages par rapport à des prothèses complétement synthétiques (valves dites mécaniques), notamment en termes de fonction et risque de formation de caillots (thrombose). En revanche, la composition des valves biologiques reste « étrangère » au système immunitaire du receveur les rendent susceptibles d’être rejetées par le tissu receveur. En effet, malgré toutes les mesures mises en place pour rendre le tissu biologiquement inactif, les cellules qui assurent la défense de notre organisme reconnaissent inéluctablement la différence d’origine du tissu implanté et déclenchent une réaction inflammatoire qui réduit sensiblement la durée de vie des bioprothèses par rapports aux solutions mécaniques. Ainsi, bien que plus performantes, les bioprothèses sont rarement implantées chez les sujets jeunes en raison de ce risque de vieillissement prématuré. L’objectif de cette étude est de tester le potentiel d'un traitement de surface sur les valves biologiques capable de diminuer cette réaction inflammatoire.

Bénéfices attendus

Les effets attendus sont une diminution de l'inflammation des tissus environnants lorsque les bioprothèses sont recouvertes avec le traitement de surface à l'étude avant implantation par rapport aux bioprothèses standard non traitées. L'évaluation pré-clinique du bénéfice apporté par le revetement proposé peut considérablèment accélérer le transfert de l'innovation chez l'homme (application aux bioprothèses cardiovasculaires qui sont utilisées en pratique clinique).

Procédures

Les animaux seront soumis à une seule procédure d'implantation des composants des bioprothèses (traitées avec le traitement de surface ou non) sous la peau du dos sous anesthésie générale et à deux séances d'imagerie dans les suites (TEPscanner, 7 jours et 28 jours après implantation, toujours sous anesthésie générale) pour visualiser et mesurer la réaction inflammatoire au niveau de la zone d'implantation. Ces procédures d'imagerie comportent une injection d'un traceur par voie intraveineuse. Les procédures de chirurgie dureront 20 minutes et les séances d'imagerie 40 minutes.

Impact sur les animaux

Concernant l'intervention chirurgicale, les effets indésirables potentiels après l'intervention comportent des douleurs au site d'implantation sur la peau du haut du dos, des démangeaisons et des troubles de la cicatrisation. Concernant les scanners, ces examens sont peu invasifs et ne comportent pas d'effets indésirables attendus.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés le lendemain de la dernière imagerie (soit J29) afin de prélever du sang et d'étudier les biomarqueurs de l'inflammation. Les composants des bioprothèses implantés 29 jours plus tot seront également prélevés pour etre analysés en microscopie.

Remplacement

Dans ce projet, il n'existe pas de moyens alternatifs à l'expérimentation animale. En effet, à ce jour il n'existe pas de méthode fiable permettant d'estimer de facon fiable l'efficacité du traitement de surface à l'étude. Toutefois, des manipulations préliminaires sur des cellules endothéliales aortiques humaines (expériences "in vitro") ont permis d'affiner le protocole du traitement de surface et d'utiliser le nombre minimal d'animaux.

Réduction

Afin de diminuer au maximum le nombre d'animaux, un calcul statistique a été réalisé en amont. De la meme facon, une mutualisation des résultats expérimentaux au sein de l’unité de recherche pourrait permettre l'exploitation des résultats par d'autres chercheurs et de limiter l'utilisation ultérieure d'animaux.

Raffinement

Le confort, la douleur et le stress des animaux seront scrupuleusement recherchés à l'aide de grille de surveillance journalière. Un recours à l’anesthésie générale sera systématique pour toutes les procédures et des soins spécifiques pourront etre conduits en fonction de l'examen (désinfectant, anti-douleurs). L'administration d'anti-douleurs sera réalisée en cas d'inconfort ou de douleurs et une euthanasie sera pratiquée dans les plus brefs délais en cas de non-amélioration. La surveillance de points limites (devant faire stopper l'expérimentation) sera systématique et faite quotidiennement. Les conditions d’hébergement seront également optimisées au maximum avec respect du rythme veille/sommeil. Afin de minimiser le stress post-chirurgie, des éléments d’enrichissement des cages comme des bâtons à ronger et du coton, ainsi que de la nourriture en gélée, seront placés. Enfin, nous priviliégerons des procédures d’imagerie non invasive (TEPscanner) pour visualiser l'inflammation des tissus.

Choix des espèces

Le modèle animal (souris) a été soigneusement choisi d’après les publications internationales les plus pertinentes sur le sujet. Des souris adultes C57Bl6/J de 6 à 9 semaines d'âge seront utilisées. Bien qu'il n'existe pas d'impact de genre attendu, des sujets femelles seront utilisés pour une meilleure cohabitation. La reaction aux biomatériaux chez cette espèce reproduit de façon très fidèle les réponses observées chez l'homme (mammifère). Les tests précliniques sont communemment effectués dans cette espèce et sont abondamment documentés dans la littérature scientifique.

2 100 souris et 2 100 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une tumeur est implantée dans leur cerveau, un geste que le porteur décrit comme sévèrement douloureux, avec irradiation, traitements répétés et exsanguination terminale. L'établissement réalise une douzaine d'études par an selon les commandes de clients. Il affirme que les méthodes alternatives ne permettent pas de prévoir l'efficacité in vivo, les retombées cliniques étant renvoyées aux essais ultérieurs.

Objectifs

Au niveau mondial, il a été constaté une forte augmentation de l’incidence du cancer du fait du vieillissement de la population et de facteurs environnementaux qui se dégradent. En 2020, quelque 19,3 millions de nouveaux cas de cancers ont été diagnostiqués et 10 millions de décès sont à déplorer des suites de cette maladie, selon des données publiées par le Centre international de recherche contre le cancer (CIRC). Selon l’OMS, une personne sur cinq souffrira d’un cancer dans sa vie. Un homme sur huit et une femme sur onze en décèderont. Le cancer se caractérise par une dégradation pathologique des processus contrôlant la prolifération cellulaire, la différenciation et la mort programmée de certaines cellules. Tous les tissus ou organes peuvent être atteints. Bien que possédant des caractéristiques communes, différents types de cancers ont des causes très éloignées et répondent de façon extrêmement différente à un traitement. L’objectif de ce projet est d’utiliser des modèles de tumeur intracrâniennes (tumeur implantée dans le cerveau des animaux, = tumeur stéréotaxique), déjà mis en place dans nos laboratoires ou bien d’en développer de nouveaux (dans nos laboratoires) chez les rongeurs (rats ou souris) afin de refléter la pathologie cancéreuse humaine et de pouvoir évaluer des nouveaux médicaments pour traiter le cancer. L’évaluation des traitements potentiels chez l’animal permettra d’étudier ces nouveaux médicaments, seuls ou en combinaison, dans un contexte physiologique le plus proche possible de la pathologie humaine et d’arriver, avant les essais cliniques, à réaliser une réelle évaluation de l’efficacité des molécules destinées à traiter les cancers chez l’homme. Grace à ces modèles précliniques de cancer, une évaluation de la toxicité, de la pharmacocinétique et de la biodistribution des traitements pourra aussi être réalisée en plus de l’évaluation de l’efficacité antitumorale.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour finalité de sélectionner des molécules thérapeutiques ou diagnostiques grâce à des modèles précliniques les plus prédictifs possibles afin de pouvoir transposer l’utilisation de ces molécules chez l’homme lors d’essais cliniques. Pour cela, les expériences chez l’animal, représentant un système d’essai physiologiquement proche de l’homme, permettent la première évaluation de l’efficacité, la toxicité, la pharmacocinétique et la pharmacodynamique de nouveaux composés. Au cours des expériences, il sera possible d’étudier les mécanismes de croissance d’une tumeur ou mimer l’apparition de sites métastatiques dans un environnement mimant la pathologie chez l’homme, d’étudier les mécanismes de résistance/échappement après des traitements avec de nouvelles molécules ou des molécules déjà utilisées en clinique, et les mécanismes de progression tels que la formation de métastases. Grâce à ces études dans un environnement adapté, il sera aussi par exemple possible de suivre la réaction du système immunitaire de l’hôte face à la progression de la maladie, de moduler et/ou orienter le système immunitaire afin de donner à l’organisme des moyens de défense.

Procédures

- Identification des animaux (implantation d’un transpondeur ou clips aux oreilles ou tatouage), sous anesthésie - Transport vers le site ou est réalisé l’irradiation (durée totale moins de 30 minutes, les animaux restant dans leur cage de stabulation). - Irradiation - Greffe des cellules tumorale dans le cerveau, sous anesthésie et antalgie. - Traitements par voies intraveineuse, intrapéritonéale ou sous-cutanée sous anesthésie, mais pouvant être réalisés sur animaux vigiles - Traitements par voies intradermique ou intramusculaire, sous anesthésie et analgésie - Traitements par voie orale, sur animaux vigiles sous contention. - Suivi des animaux (poids) - Suivi des animaux par imagerie (sous anesthésie) - Prélèvements de sang, sur animaux anesthésiés, par ponction dans : la veine jugulaire. - Prélèvements de sang, sur animaux vigiles sous contention, par piqure dans la veine saphène (possibilité de déposer de la poudre hémostatique pour limiter le saignement s’il se produit après le prélèvement). - Prélèvements de sang, sur animaux vigiles sous contention, par piqure dans la veine caudale (animal placé dans 1 boite thermorégulée à +37°C). - Prélèvement d’un grand volume de sang lors de l’euthanasie (« exsanguination terminale ») par ponction intracardiaque ou via l’aorte abdominale, sous anesthésie profonde, suivi d’une confirmation de la mort par une deuxième méthode physique - Mise à mort en fin de procédure (overdose d’anesthésique confirmée par une deuxième méthode physique, CO2 suivi d’une deuxième méthode physique - Prélèvements de tissus après euthanasie (post-mortem)

Impact sur les animaux

Une douleur sévère sera induite par la procédure de greffe, l’analgésie mise en place permettra de l’atténuer très significativement. Un stress sera ressenti par les animaux, pendant 1 ou 2 jours, lors de la randomisation et/ou le début des traitements. De même un stress léger sera ressenti lors de la réalisation des gestes techniques pour identification des animaux (tatouage par exemple), lors d’un transport de courte durée, ainsi que pour les traitements (par voie intraveineuse, orale, sous-cutanée ou intrapéritonéale) et le suivi des animaux (mesures des poids et par imagerie). Une douleur légère sera également ressentie lors de la piqure pour traitement par voies intraveineuse et intrapéritonéale. Un stress et une douleur légère liée à la piqure seront ressentis par les animaux lors des prélèvements de sang (en cours d’étude). Une douleur forte sera ressentie dans le cas d’injections intramusculaires et intradermiques, celle-ci sera fortement atténuée par une analgésie adaptée. Les animaux pourront perdre du poids à la suite des traitements avec de nouveaux composés. Une douleur forte sera ressentie par l’animal lors de prélèvements de sang à l’euthanasie par ponction intracardiaque, elle sera fortement réduite par une analgésie adaptée.

Devenir

A la fin de la procédure tous les animaux seront mis à mort (la méthode utilisée étant l’une de celles autorisées par la Directive 2010/63). Les animaux étant porteur de tumeur dans le cerveau et ayant fait l’objets de gestes techniques, aucune autre utilisation ne peut être envisagée.

Remplacement

Les méthodes alternatives ne permettent pas, à ce jour, de prévoir l’efficacité in vivo de potentiels candidats-médicaments En effet, les étapes nécessaires au développement d’un médicament pour lesquelles il est nécessaire d’étudier les interactions du médicament dans un contexte globale ne peuvent pas être étudiées dans un système alternatif (in vitro par exemple). Des méthodes alternatives de reconstruction d’organes ou de tumeurs en 3D peuvent être utilisées mais reste toutefois marginales et les résultats obtenus restent à ce jour difficilement transposables à l’homme.

Réduction

Dans chaque étude, les animaux seront répartis en groupes expérimentaux selon le(s) critère(s) défini(s). Le nombre de groupes sera ajusté à la question scientifique posée et aux paramètres étudiés. Les variations de ces paramètres et de la survie des animaux entre les différents groupes de l’étude seront comparées pour évaluer l’efficacité des composés testés. La validité scientifique nécessite d’utiliser un nombre minimum d’animaux par groupe pour que les tests statistiques soient valides et représentatifs d’éventuelles variations inter individuelles. L’analyse statistique sera effectuée au moyen d’un test d'analyse de la variance (ANOVA). Près de 12 études seront réalisées chaque année, mais le nombre pourra varier en fonction des commandes des clients. Une étude peut être composée de 3 à 10 groupes [un groupe contrôle (= véhicule), un groupe recevant un médicament de référence, 1 à 8 groupes recevant des nouvelles molécules]. Le nombre d’animaux par groupe varie généralement entre 7 et 20. Pour réduire le nombre d’animaux utilisés dans ces procédures, il sera toujours proposé d’utiliser, si possible, des biomarqueurs (cytokine plasmatique par exemple) et des techniques faiblement invasives d’imagerie (IRM par exemple) chez le petit animal. Ces techniques permettent de suivre les biomarqueurs sur le même animal tout au long de l’étude, ceci réduisant la taille de la cohorte nécessaire pour la réalisation de l’expérience. Ces techniques peuvent également constituer un moyen d’atteindre les objectifs de l’étude avant l’apparition des signes cliniques, et donc limiter la souffrance des animaux.

Raffinement

Toutes les procédures sur les animaux seront réalisées par des techniciens formés et qualifiés, selon des modes opératoires validés. La greffe des tumeurs sera réalisée sous anesthésie et analgésie pour atténuer fortement la douleur que ce geste technique engendre. Les animaux bénéficieront également de soins adaptés après la greffe. Les animaux ressentiront un stress léger lorsque ceux-ci seront attribués aux groupes de traitement, stress toutefois limité par l’enrichissement de leur environnement. Un stress léger sera également perçu lors des manipulations pour suivre le poids des animaux ou bien lors des séances d’imagerie (pour suivi de l’évolution de la tumeur). La fréquence des mesures de poids sera adaptée, elle pourra être quotidienne et ce afin de prodiguer des soins adaptés aux animaux dès que nécessaire et éviter toute souffrance. Les traitements avec des nouveaux produits à tester induiront un stress léger. C’est pourquoi, la plupart seront réalisés sous anesthésie. Si jamais des traitements engendre une douleur quelconque, les animaux bénéficieront d’une analgésie adaptée pour la supprimer. Des prélèvements de sang pourront être réalisés. Ils induiront un stress léger de l’animal. C’est pourquoi, ils seront réalisés sous anesthésie. Une douleur légère liée à la piqure sera également ressentie. La perte de poids des animaux sera suivie. Un animal montrant une perte de poids égale ou supérieure à 15% de son poids initial sera euthanasié. Toute intervention sur un animal qui pourrait engendrer une douleur sera réalisée avec une analgésie adaptée afin de l’atténuer fortement.

Choix des espèces

Les petits rongeurs, outre l’avantage lié à leurs caractéristiques physiologiques, sont les seules espèces animales disponibles pour l’expérimentation présentant un statut immunodéprimé (avec des mutations spontanées ou génétiquement modifiées) indispensable à l’implantation de cellules tumorales humaines dans le cadre de la recherche en oncologie. Diverses souches de souris et rats immunocompétents sont également disponibles pour l’établissement de modèles tumoraux syngéniques. Enfin, les rats et les souris autorisent une variété de techniques d’administration, de prélèvements et de chirurgie présentant des analogies avec ce qui peut être réalisé en recherche clinique sur l’homme. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (8 semaines minimum à la date d’induction tumorale). L’utilisation d’animaux adultes garantit la reproductibilité l’injection des cellules tumorales, c’est-à-dire que cette injection est toujours réalisée au niveau des coordonnées souhaités. Cela garantit également que la vitesse de croissance des tumeurs sera similaire d’une expérience à l’autre. L’utilisation d’animaux plus jeunes ne permet pas de garantir que l’injection des cellules est réalisée au niveau des coordonnées souhaitées (une injection au niveau de coordonnées non connues peut induire des effets neurologiques néfastes).

5 040 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un fragment de tumeur humaine leur est greffé pour développer des modèles dits PDX, avec traitements et prélèvements sanguins, y compris par ponction intracardiaque terminale. L'établissement, prestataire, développe ces modèles pour des partenaires afin de cribler des molécules. Le porteur affirme que les PDX sont les seuls à reconstituer la complexité des tumeurs humaines, une perte de poids déclenchant supplémentation ou arrêt du traitement.

Objectifs

En Europe, les cancers pédiatriques sont la 1ère cause de mortalité infantile non accidentelle. 20% des enfants et adolescents diagnostiqués meurent chaque année et bien que 80% survivent, les 2/3 d’entre eux souffrent au long terme d’effets secondaires associés à un traitement souvent inadapté. Le développement de thérapies efficaces en oncologie pédiatrique est aujourd'hui devenu un enjeu majeur. Ces dernières années, grâce à l’avancée des thérapies ciblées, une augmentation très importante de nouvelles molécules approuvées pour le traitement des cancers chez l’adulte a été enregistrée. Or, il existe encore peu d’options thérapeutiques accessibles aux enfants et adolescents atteints de cancers. Pour pallier à ce retard, ce projet a été mis en place pour permettre le développement de systèmes de criblages performants dans le but de tester de nouvelles molécules développées chez l'enfant et des molécules développées ou en cours de développement chez l'adulte qui pourraient aussi être efficaces chez l'enfant. Dans le cadre de ce projet, notre société est chargée de finaliser le développement de modèles de tumeurs humaines xénogreffées sur souris ou Patient Derived Xenografts (PDX) représentants au mieux l'hétérogénéité et la variété des cancers pédiatriques solides. Ces modèles seront utilisés pour réaliser des études précliniques avec un nombre d'animaux réduit afin d'identifier les meilleures thérapies potentielles dont pourraient bénéficier les enfants et les adolescents malades. Le développement de modèles PDX est indispensable car ces modèles sont les seuls permettant de reconstituer la complexité des tumeurs humaines et bien que l'environnement cellulaire qui entoure les greffons est constitué de tissus de souris, ce sont sans doute les modèles qui s'approchent le plus de la maladie humaine. Ces PDX sont donc, à l'heure actuelle, les outils les plus performants pour mimer les réponses observées chez les patients en clinique et établir une liste des meilleurs traitements potentiels pour lutter contre les cancers pédiatriques.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour objectif de développer les modèles nécessaires pour déterminer l’efficacité de nouvelles molécules développées chez l'enfant ou de molécules développées ou en cours de développement chez l’adulte afin d’améliorer et d'identifer des thérapies efficaces pour le traitement des différents types de cancers pédiatriques solides. Dans le cadre de développement de médicaments pour des populations bien définies (médecine personnalisée), il est indispensable de développer de nouveaux modèles sur un organisme complexe (souris) avec une activité du métabolisme pouvant changer la distribution et l’efficacité thérapeutique. Parmi un très grand nombre de molécules à tester, incluant de nouvelles molécules ou des molécules développées ou en cours de développement chez l’adulte, et dont l’efficacité doit être démontrée chez l’enfant, les études précliniques avec un nombre d'animaux réduit sont une première étape vers l’identification des traitements les plus efficaces pour l’ensemble des cancers pédiatriques.

Procédures

Tous les animaux seront soumis à une greffe correspondant à l'implantation d'un fragment de tissus tumoral. Avant la greffe, les souris sont anesthésiées (anesthésie générale). La peau est incisée au niveau du dos de l'animal après désinfection préalable. La greffe est réalisée par l'implantation d'un fragment tumoral. Afin d'identifier avec précision le modèle implanté, les souris seront marquées au niveau des oreilles ou avec une puce insérée en sous cutané. L'incision est alors refermée par 2-3 agrafes préalablement aseptisées. La procédure a une durée globale de 30 minutes maximum par souris. Le réveil des animaux sera surveillé au maximum 24h après l'anesthésie. Les animaux seront observés quotidiennement pour s'assurer de leur bien-être et de leur comportement (isolement du groupe, prostration, aspect du poil...). Les animaux seront manipulés une à trois fois par semaine si leur état général ne nécessite pas une surveillance renforcée: les souris seront pesées 1 fois par semaine et les tumeurs seront mesurées jusqu'à 3 fois par semaine en fonction de la croissance tumorale. Selon les molécules, l’administration sera réalisée par voie orale, intrapéritonéale, intraveineuse ou sous-cutané en fonction du schéma de traitement associé. Dans le cadre d'une meilleure connaissance des modèles des prélèvements de sangs pourront être effectués au niveau du sinus retro-orbital (sous anesthésie gazeuse) ou de la veine caudale, dans le respect des directives européennes. Des ponctions intracardiaques pourront être pratiquées lors de prélèvements terminaux, sous anesthésie générale.

Impact sur les animaux

Certains modèles de PDX sont susceptibles d’induire une perte de poids chez la souris. L'administration de molécules est susceptible d’induire une perte de poids chez la souris. En cas d'une perte de poids supérieure à 15% du poids en début d'expérimentation pour les souris porteuses de modèles en développement ou une perte de poids supérieure à 10% pour les souris porteuses de modèles en traitement, une supplémentation sous forme de gel sera ajoutée dans la cage. Dans ce cas, la mesure du poids corporel est effectuée tous les jours jusqu'au retour à une perte de poids

Devenir

L'ensemble des animaux de ce projet étant porteur d'un fragment tumoral, à l'issue de chaque procédure tous les animaux seront euthanasiés. La réutilisation ne peut pas être possible car les effets des procédures précédentes que les animaux ont subies (greffe de fragment tumoral, traitement par des molécules) pourraient introduire une variabilité indésirable dans les résultats de toute étude ultérieure.

Remplacement

Ce projet a pour objectif de développer les modèles nécessaires pour déterminer l’efficacité de nouvelles molécules développées chez l'enfant ou de molécules développées ou en cours de développement chez l’adulte afin d’améliorer et d’identifier des thérapies efficaces pour le traitement des différents types de cancers pédiatriques solides. Dans le cadre de développement de médicaments pour des populations bien définies (médecine personnalisée), il est indispensable de développer de nouveaux modèles sur un organisme complexe (souris) avec une activité du métabolisme pouvant changer la distribution et l’efficacité thérapeutique. Il n'existe pas de méthode alternative autre qu’in vivo dans le modèle murin permettant de valider les résultats avant un transfert chez l'homme.

Réduction

Le développement de PDX est standardisé et la parfaite connaissance de ce type de modèles permet de mettre en place une stratégie expérimentale n’utilisant que le nombre strictement nécessaire d’animaux. Nous estimons développer 100% des modèles transférés par les partenaires du projet. L'approche sélectionnée pour la réalisation d'études précliniques permet d'évaluer, sur un nombre réduit de souris, l'efficacité et la toxicité de molécules sur une large cohorte de modèles. Ce format d'étude permet de réduire le champ d’investigation en diminuant le nombre important de molécules à tester dans des études précliniques plus approfondies et donc de réduire le nombre global d'animaux utilisés. La taille des groupes des études précliniques sur un nombre d'animaux réduit se base également sur la valeur classiquement utilisée du taux d'inhibition présentant un intérêt qui permet de réduire au maximum le nombre d'animaux utilisés tous en garantissant la puissance de l'expérimentation. A partir de nos données, nous avons pu déterminer les variables liées à la croissance tumorale de ce type de modèles et définir le nombre d’animaux minimum et nécessaire à l’observation significative d’un effet >58%.

Raffinement

Les animaux seront suivis quotidiennement pour monitorer leur bien-être général et leur comportement (isolement du groupe, prostration, aspect du poil...). Pour chaque animal, tout signe clinique observé susceptible de causer une douleur, une souffrance ou une angoisse, sera immédiatement enregistré. En cas d’apparition de signes cliniques importants, l’observation pourra être portée à 4 fois par jour au lieu d'une. Lors de l’acte chirurgical, la greffe se fera sous anesthésie générale par une injection par voie intrapéritonéale. Le réveil des animaux sera surveillé au maximum 24h après l'anesthésie. En cas d’une perte de poids supérieur à 15% du poids en début d'expérimentation, une supplémentation sous forme de gel alimentaire sera ajoutée dans la cage et/ou les traitements seront arrêtés jusqu'à ce que la perte de poids soit inférieure à 10% du poids en début d'expérimentation. En cas de diarrhée causant une perte de poids, les dispositions associées à la perte de poids seront prises. L'ensemble de ces mesures permet d'anticiper et de réduire une éventuelle souffrance de l'animal.

Choix des espèces

L'objectif du projet est le développement de modèles nécessaires pour la détermination de l’efficacité de nouvelles thérapies pour le traitement des différents types de cancers pédiatriques solides. Dans le cadre de développement de médicaments pour des populations définies (médecine personnalisée), il est indispensable de développer de nouveaux modèles sur un organisme complexe (souris) avec une activité du métabolisme pouvant changer la distribution et l’efficacité thérapeutique. Il n'existe pas de méthode alternative autre qu’in vivo permettant de valider les résultats avant un transfert chez l'homme. Nous utilisons des souches murines immunodéprimés qui sont classiquement utilisées pour des greffes de tumeurs humaines et dans le cadre d'évaluations pharmacologiques et qui ont été utilisées lors du pré-développement des modèles par les partenaire du projet. Les souris présentant un système immunitaire résiduel qui se développe avec l'âge et qui peut réduire le taux de prise de greffe, nous utiliserons des animaux, en fin de période d'acclimatation, de plus de 18g, âgés entre 6 et 10 semaines pour augmenter nos chances de succès.

60 porcs vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des porcelets subissent une chirurgie de cerclage de l'artère pulmonaire pour créer une insuffisance cardiaque droite, avec IRM et prises de sang, puis une sternotomie terminale sans réveil. Le porteur indique des effets possibles comme hémorragie, troubles du rythme et troubles respiratoires. Il affirme que la culture cellulaire ne peut se substituer à l'animal, les retombées thérapeutiques étant renvoyées au terme du projet.

Objectifs

L’hypertension pulmonaire, qu’elle soit idiopathique ou associée à des pathologies respiratoires, est caractérisée par une élévation de la pression artérielle pulmonaire au repos. Au niveau cardiaque, le ventricule droit (VD) tolère mal la surcharge de pression imposée par ces pathologies ce qui conduit rapidement à une détérioration de sa fonction contractile (insuffisance cardiaque droite) qui s’accompagne d’un risque accru d’arythmies. L’insuffisance cardiaque droite demeure la première cause de mortalité chez ces patients mais aucun traitement ciblant le VD malade n’est actuellement disponible. Malgré une forte progression de la prévalence de l’insuffisance cardiaque droite ces dernières années, les mécanismes à l’origine de la dysfonction de ce ventricule demeurent assez mal compris. Ce projet a pour objectif d’identifier les mécanismes impliqués dans la dysfonction électrique et contractile du VD en surcharge de pression chez le porc mâle afin d’identifier de potentielles cibles thérapeutiques.

Bénéfices attendus

Il n’existe aucun traitement curatif pour l’hypertension pulmonaire et la mortalité chez ces patients provient essentiellement d’une insuffisance cardiaque droite et d’arythmies. Le projet a pour objectif d’identifier des cibles moléculaires impliquées dans la dysfonction électrique et contractile du VD dans ce contexte. A terme, ce projet permettra la mise en place de traitement et une meilleure prise en charge des patients atteints d’hypertension pulmonaire.

Procédures

Les animaux subiront une opération chirurgicale permettant de mettre en place le modèle pathologique de la maladie cardiaque, cette opération est réalisée sur animal anesthésié, la durée de l'intervention sour anesthésie est de maximum 2 heures. L'animal est ensuite réveillé et des tests sont réalisés quelques semaines après afin de répondre à l'objectif du projet. Ces tests consistent en la réalisation d'une IRM cardiaque (examen d'imagerie non-invasif) et d'une prise de sang, ceci est réalisé sous anesthésie générale, durée inférieur à 3 heures. Toujours sous anesthésie générale ; sternotomie médiane, ouverture du péricarde, examen électrophysiologique épicardique : durée anesthésie

Impact sur les animaux

L’opération des animaux induira les effets indésirables identiques à une opération réalisée chez l’Homme, au niveau de l’anesthésie générale, celle-ci peut induire au réveil : hypothermie nausée, tremblements, apathie temporaire. Lors de l’opération (mini-thoracotomie latérale gauche pour tous les animaux et cerclage de l’artère pulmonaire uniquement pour les animaux CAP) les effets indésirables suivants : hémorragie, trouble du rythme cardiaque, hypothermie peuvent être constatés. Les nuisances induites au-delà de la période péri-opératoire peuvent être : une infection de la zone opératoire, et pour les animaux CAP, les effets indésirables liés à la pathologie peuvent être : troubles respiratoires, augmentation du rythme cardiaque, fatigue.

Devenir

La première étape du projet consiste à créer le modèle pathologique de dysfonction ventriculaire droite ainsi que les animaux contrôles appropriés. Leur devenir est de permettre l’étude du remodelage électrique et mécanique du ventricule droit dans ce contexte. Il est donc nécessaire pour cela que l’ensemble des animaux soient gardés en vie et soient soumis à la deuxième étape qui a pour objectif de réaliser des examens de suivi des animaux à différents temps. La deuxième étape, vise à caractériser l’état pathologique des animaux cerclés par rapport aux contrôles, mais également à permettre à posteriori de corréler les modifications hémodynamiques, contractiles, et structurelles aux modifications électrophysiologiques relevées in vivo puis ex vivo. Il est donc nécessaire d’euthanasier les animaux à la fin du projet pour permettre des expérimentations ex vivo/in vitro plus approfondies.

Remplacement

L’utilisation d’animaux est la seule façon de répondre aux objectifs du projet car elle permet de reproduire de façon fiable la situation pathologique humaine dans sa globalité. La culture cellulaire ne peut se substituer à l’utilisation d’animaux dans le cadre de notre projet car les cardiomyocytes adultes se dédifférencient rapidement en culture entrainant une modification de leurs propriétés électrophysiologiques. D’autre part, les études menées in vivo et ex vivo permettent d’obtenir des informations spatiotemporelles liées à la structure 3D du myocarde pouvant influencer l’électrophysiologie et non accessibles sur des cultures cellulaires.

Réduction

Le nombre d’animaux prévu (N=60 sur 3 ans) a été déterminé par calcul statistique afin d’évaluer le nombre minimal d’animaux nécessaire à la mise en évidence des effets de la pathologie de façon robuste. Pour répondre également à la réduction du nombre d’animaux, les expérimentations in vivo seront réalisées sur les mêmes animaux que ceux prévus pour les expérimentations ex vivo/in vitro. D’autre part, les expérimentations in vitro seront réalisées par plusieurs chercheurs à partir des mêmes cœurs pour limiter l’utilisation des animaux.

Raffinement

Les mesures de raffinement sont mises en place tout au long du projet. Dès leur prise en charge au laboratoire. Des observations biquotidiennes seront réalisées en post-opératoire pendant 4 à 10 jours. Ensuite, un suivi quotidien sera réalisé par des personnes formées, compétentes et soucieuses du bien-être animal, basées notamment sur l’apparence physique externe, le comportement (sociabilité, appétit) et les réponses comportementales aux stimuli externes (peu enclin aux manipulations, tentative de fuite). Ces contrôles permettent de repérer tout animal en souffrance, d’en avertir le responsable du projet et de prendre les mesures appropriées. Les animaux sont hébergés dans un environnement adapté pour réduire l’angoisse des animaux, dans des locaux adaptés, en groupes sociaux avec un enrichissement adapté à l’espèce : jouets (ballons, chaînes,…) changés régulièrement. La procédure expérimentale est réalisée par du personnel qualifié et expérimenté permettant un temps interventionnel réduit au maximum sous anesthésie générale avec une prise en charge adaptée de la douleur (analgésie). Tout constat d’un mal-être est remonté au responsable du projet et au vétérinaire délégué pour des examens approfondis et traitements adaptés. Si la douleur, la souffrance et l’angoisse ne pouvaient être réduites à leur minimum), une décision d’interruption d’expérimentation sera prise.

Choix des espèces

Parmi les différentes espèces animales, le Porc a des paramètres physiologiques cardiaques comparables à ceux de l’Homme. De plus, la fonction cardiaque de l’Homme et du porc sont très proches sur le plan hémodynamique et électrophysiologique (contrairement aux rongeurs). Enfin, la croissance rapide du porc permet la mise en place progressive de la surcharge de pression dans notre modèle, représentant un modèle de la pathologie humaine plus réaliste. En début de la procédure expérimentale, des porcelets de moins de un mois, de 10 kg en moyenne, seront inclus. La croissance rapide des cochons (poids attendu à 4 mois post-chirurgie de 65-85 kg) va permettre la mise en place progressive de la pathologie d’intérêt. Ces paramètres correspondent à ce qui se passe chez l'Homme, et donc cela permet de répondre à l'objectif du projet.