Recherche appliquée
- Alimentation animale
- Autres troubles humains
- Bien-être animal
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
- Maladies des plantes
- Maladies infectieuses
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Troubles cardiaques
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Troubles respiratoires
- Troubles sensoriels
- Troubles urogénitaux
Évaluation de trois inhibiteurs chez des souris sauvages et modèles de myopathie constitutionnelle : analyse fonctionnelle, électrophysiologique et histologique du muscle squelettique (3-7 semaines).
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
80 souris, la moitié atteintes d'une myopathie congénitale, sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré à sévère, toutes tuées à l'issue. Elles reçoivent une injection hebdomadaire de l'âge de trois à sept semaines, subissent des tests de force et de démarche, puis une mesure de force musculaire sous anesthésie profonde d'une heure suivie de la mise à mort. Les souris myopathiques, plus vulnérables, peuvent développer une faiblesse progressive et des complications respiratoires. Le porteur qualifie ce protocole de conforme aux 3R et destiné à minimiser la souffrance, alors qu'il programme la mise à mort de quarante animaux en gravité sévère.
Objectifs
Les objectifs de ce projet sont d’évaluer de manière préclinique l’effet de trois inhibiteurs d’une cible protéique clé de la dynamique membranaire sur le phénotype neuromusculaire de souris sauvages et de souris présentant une myopathie congénitale de type X, dans un schéma de traitement précoce débutant au sevrage, et de caractériser l’impact de ces molécules sur la fonction locomotrice, la force musculaire, l'activité électrique des muscles, la structure microscopique, du muscle tibial antérieur afin d’identifier des candidats thérapeutiques prometteurs pour les myopathies congénitales associées à cette voie moléculaire. Il s’agit également de définir un protocole expérimental standardisé, reproductible et conforme aux principes des 3R, qui pourra servir de base à des études ultérieures, tout en produisant des données scientifiques robustes sur l’efficacité et la tolérance de ces inhibiteurs, tout en minimisant la souffrance animale et en garantissant la qualité méthodologique des résultats.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra d’approfondir la compréhension du rôle d’une cible protéique clé de la dynamique membranaire dans la physiopathologie des myopathies congénitales de type X, ainsi que des mécanismes par lesquels son inhibition peut moduler la fonction neuromusculaire et la structure musculaire. Il vise également à identifier, parmi les trois inhibiteurs testés, ceux qui présentent un effet bénéfique sur la fonction locomotrice, la force musculaire, l’électrophysiologie et l’architecture histologique du muscle tibial antérieur, en vue de leur éventuelle valorisation comme candidats thérapeutiques. Le projet contribuera à définir un protocole expérimental standardisé, reproductible et conforme aux principes des 3R, qui pourra servir de référence pour des études futures, tout en minimisant la souffrance animale. Les données produites pourront alimenter des publications scientifiques, des collaborations avec d’autres laboratoires ou des partenariats avec l’industrie pharmaceutique, dans une logique de transfert de connaissances et de technologies. À plus long terme, ce projet pourra contribuer à l’amélioration des perspectives thérapeutiques pour les patients atteints de myopathies congénitales, en apportant des preuves précliniques solides sur l’efficacité et la tolérance de nouvelles approches pharmacologiques.
Procédures
Chaque animal sera pesé et une fois par semaine de 3 à 7 semaines. Les animaux recevront une injection intrapéritonéale hebdomadaire de l'âge de 3 semaines jusqu'à l'âge de 7 semaines. L’analyse de la démarche sera réalisée à 3, 5 et 7 semaines, avec une séance de marche d’environ 1 minute par animal. Le test de la grille retournée sera effectué à 3, 5 et 7 semaines, avec 3 essais de 60 secondes maximum chacun, espacés de 15 minutes de repos entre essais. L'enregistrement de l’activité musculaire sera réalisé une fois à 7 semaines, sous anesthésie, avec une durée maximale d’environ 15 minutes par animal. La mesure de force musculaire sera réalisée à 7 semaines sous anesthésie générale profonde, avec une durée totale de procédure d’environ 1 heure par animal, suivie d’une mise à mort.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables prévus sur les animaux sont principalement liés aux manipulations, aux injections et aux procédures fonctionnelles. Les prises en main répétées, les pesées et les tests comportementaux peuvent induire un stress modéré transitoire, limité par une acclimatation préalable et des conditions de travail standardisées. Les injections intrapéritonéales peuvent provoquer une douleur ou un inconfort local minime, ainsi qu’un stress lié à la contention, mais ces effets sont limités par l’utilisation d’aiguilles fines, de volumes faibles et d’un geste rapide. Les tests fonctionnels sont non invasifs ou peu invasifs mais peuvent entraîner une fatigue ou un stress modéré transitoire, en particulier chez les souris présentant une myopathie congénitale de type X, plus vulnérables. Ces tests commencent au sevrage à 3 semaines d’âge et se répètent jusqu’à 7 semaines pour la démarche et le test de la grille retournée et à 7 semaines pour la mesure de force musculaire. La mesure de force musculaire sous anesthésie générale profonde comporte des risques de dépression respiratoire et d’hypothermie, limités par un monitoring et une gestion adaptée réalisé à 7 semaines.
Devenir
Le protocole prévoit des prélèvements terminaux de tissus musculaires (tibial antérieur) et, le cas échéant, d’autres organes, nécessaires pour des analyses histologiques, biochimiques et moléculaires. Ces prélèvements entraînent la mise à mort de l’animal, réalisée sous anesthésie profonde immédiatement après la dernière procédure fonctionnelle à 7 semaines. Cette approche permet de limiter la durée de souffrance potentielle et d’éviter toute détérioration clinique ultérieure, en particulier chez les souris myopathiques susceptibles de développer une faiblesse progressive et des complications respiratoires. La collecte terminale de muscles et d’organes est indispensable pour corréler le phénotype fonctionnel avec les analyses moléculaires et histologiques, et pour évaluer l’impact bénéfique potentiel des traitements sur le phénotype musculaire. Les prélèvements étant réalisés après la mise à mort, ils ne s’accompagnent d’aucune douleur supplémentaire pour l’animal.
Remplacement
Les tests précliniques in vitro et in cellulo (culture cellulaire, modèles cellulaires de myotubes) ont été utilisés en amont pour identifier les trois molécules testées, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaires à la phase de criblage. Les analyses histologiques, moléculaires et ultrastructurales seront réalisées sur un même lot de tissus musculaires (tibial antérieur), permettant de répondre à plusieurs questions scientifiques avec un même prélèvement et d’éviter des expérimentations supplémentaires sur de nouveaux animaux. Le recours à un modèle animal est justifié par l’objectif de tester l’effet des molécules sur un organisme entier, afin d’évaluer la biodistribution, la tolérance systémique, l’impact sur la fonction musculaire globale et les interactions entre tissus, ce que les modèles in vitro ou in silico ne permettent pas d’appréhender de manière satisfaisante. Des approches alternatives (cultures cellulaires, modèles bio‑informatiques) sont utilisées en amont ou en parallèle lorsque cela est pertinent, mais ne remplacent pas la nécessité d’un modèle murin vivant pour l’étude de la myopathie congénitale et de l’effet des traitements.
Réduction
Les procédures de phénotypage non invasif (pesée, mesure de la longueur corporelle, analyse de la démarche sur Digigait, test de la grille retournée) et les mesures de force musculaire in situ sont regroupées autant que possible sur les mêmes animaux, afin d’obtenir un maximum d’informations fonctionnelles par individu. Les prélèvements terminaux de muscles et d’organes sont réalisés sur chaque animal à la fin de la période de traitement ou de survie, ce qui permet de corréler données fonctionnelles et analyses moléculaires/histologiques sans multiplier les cohortes. Le nombre d’animaux est calculé de façon statistique afin d’obtenir des résultats scientifiquement robustes avec le minimum d’individus nécessaires, en évitant les répétitions inutiles. Les mêmes animaux servent pour l’ensemble des tests fonctionnels et pour les prélèvements terminaux, ce qui maximise l’information obtenue par animal et limite le recours à de nouvelles expérimentations. Les analyses histologiques, moléculaires et ultrastructurales seront réalisées sur un même lot de tissus musculaires Tibialis Antérior (TA), permettant de répondre à plusieurs questions scientifiques avec un même prélèvement et d’éviter des expérimentations supplémentaires sur de nouveaux animaux.
Raffinement
Au sevrage vers 3–4 semaines, les animaux sont pesés une fois par semaine afin de surveiller leur état général ; en cas de perte de poids, la pesée est effectuée quotidiennement pour suivre l’évolution et adapter rapidement la prise en charge. En cas de difficultés de locomotion ou de prise alimentaire, de la nourriture en gel est ajoutée dans les cages pour faciliter l’accès à la nourriture, améliorer l’hydratation et prévenir la dénutrition. Les animaux sont progressivement habitués aux manipulations et aux tests comportementaux non invasifs (pesée, mesure, Digigait, grille retournée) au cours des semaines précédant l'expérience, afin de minimiser le stress et d'améliorer la fiabilité des mesures. Les procédures de phénotypage comportemental et locomoteur (grille retournée, analyse de la démarche) et l’enregistrement de l’EMG sont non invasifs ou peu invasifs et réalisés chez l’animal vigile ou sous anesthésie, avec une durée de test strictement limitée et une fréquence régulée pour éviter la fatigue et le stress cumulatif. Les mesures de force musculaire in situ sont réalisées sous anesthésie générale profonde et anti‑douleur, avec une durée d’anesthésie minimale, une surveillance respiratoire continue et un maintien de la température corporelle afin de préserver le bien‑être de l’animal. Pour l'électromyographie (EMG) et la mesure in situ de la force musculaire, un gel ophtalmique est appliqué sur les yeux afin de prévenir le dessèchement cornéen pendant l’anesthésie. Les injections intrapéritonéales (anesthésie et traitement) sont réalisées avec une contention douce et une manipulation rapide. Enfin, la mise à mort en fin de procédure, suivie de prélèvements terminaux, évite la poursuite de l’expérience au‑delà d’un stade où la progression de la myopathie pourrait entraîner une détérioration importante de l’état des animaux. Des points limites clairs ont été définis et seront strictement appliqués afin d'assurer le bien-être animal conformément aux principes des 3R.
Choix des espèces
La souris est choisie comme espèce car elle constitue le modèle mammifère de référence pour l’étude des myopathies génétiques, avec une physiologie musculaire, une organisation du système neuromusculaire et une génétique très proche de celles de l’Homme, ce qui permet d’extrapoler les données fonctionnelles et moléculaires aux patients. Les animaux sont utilisés du sevrage (3–4 semaines) jusqu’à 7 semaines, stade correspondant à la jeune souris adulte où le phénotype musculaire est suffisamment exprimé pour permettre l’évaluation de la myopathie et de l’effet des traitements. Cet intervalle couvre la période où la progression de la myopathie est mesurable par tests comportementaux et locomoteurs (grille retournée, analyse de la démarche, électromyographie (EMG) ) et où les prélèvements terminaux de muscles et d’organes fournissent des tissus de qualité pour les analyses histologiques et moléculaires. Ce choix d’espèce et de stade de développement est considéré comme le plus raffiné et pertinent pour atteindre les objectifs du projet : tester des molécules sur un organisme entier, corréler phénotype fonctionnel et analyses moléculaires, et minimiser le nombre d’animaux tout en garantissant la robustesse des données.
Développement de nouvelles approches thérapeutiques contre le virus de la Dengue
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
Les souris qui perdent plus de 20 % de leur poids ou présentent des troubles neurologiques sont tuées. 7 800 souris sont utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance léger à modéré, toutes mises à mort à l'issue. Infectées par le virus de la dengue, certaines très sensibles faute de défenses immunitaires, elles peuvent développer fièvre, paralysie ou tremblements avant l'atteinte du point limite. Le prélèvement final se fait par ponction intracardiaque sous anesthésie, pour tester de nouveaux composés antiviraux.
Objectifs
La dengue reste aujourd’hui un problème majeur de santé publique. Chaque année, plus de 400 millions de personnes sont infectées par ce virus transmis principalement par le moustique Aedes aegypti. Environ 100 millions développent des symptômes : fièvre, douleurs, fatigue, et parfois des formes graves comme la dengue hémorragique ou le choc dengue, qui peuvent être mortels. Le virus de la dengue existe sous cinq formes différentes (appelées sérotypes). Cette diversité complique la protection à long terme : être infecté une première fois ne protège pas toujours des infections suivantes (surtout des sérotypes différents), qui peuvent même être plus sévères. Un vaccin est disponible mais son utilisation est limitée. Il fonctionne seulement chez les personnes ayant déjà été exposées au virus et pourrait augmenter les risques chez celles qui ne l’ont jamais été. Par ailleurs, il n’existe actuellement aucun traitement antiviral spécifique contre la dengue. Les médecins peuvent seulement traiter les symptômes et surveiller les complications. Dans ce projet, nous souhaitons tester de nouveaux composés capables d’empêcher le virus de progresser. Nous chercherons à bloquer différentes étapes clés : l’entrée du virus dans les cellules, sa capacité à reproduire son matériel génétique, ou encore d’autres mécanismes essentiels à son cycle infectieux. Nous étudierons également la réponse immunitaire déclenchée par la dengue et vérifierons si des composés thérapeutiques peuvent aider l’organisme à éliminer le virus plus rapidement et plus efficacement. L’objectif final est d’identifier des pistes prometteuses pour le développement de futurs traitements contre la dengue, afin de mieux protéger les populations exposées.
Bénéfices attendus
À court terme, ce projet permettra de tester l’efficacité de nouveaux traitements susceptibles de bloquer le virus de la dengue ou de renforcer les défenses immunitaires chez l’homme. Pour cela, nous utiliseront différents types de souris, car chacune réagit au virus d’une manière particulière. Certaines sont très sensibles et aident à comprendre les formes les plus graves de la maladie, d’autres permettent surtout d’observer la façon dont le virus se multiplie et comment l’organisme réagit. Enfin, des souris possédant un système immunitaire complet donnent des indications précieuses sur la production d’anticorps et l’activation des cellules immunitaires. En combinant ces modèles, le projet offrira une vision plus complète de ce qui se passe lors d’une infection : l’évolution du virus, les réactions immunitaires et les effets sur l’organisme. Cette approche permettra de repérer les candidats thérapeutiques les plus prometteurs et d’évaluer leur action, que ce soit en prévention ou en traitement. À long terme, ce projet contribuera à accélérer le développement de nouvelles stratégies contre la dengue. L’utilisation de modèles variés, allant de souris très sensibles au virus à d’autres possédant un système immunitaire entièrement fonctionnel, aidera à mieux comprendre les interactions entre le virus et l’hôte. Elle permettra également d’identifier les mécanismes qui protègent l’organisme ainsi que les raisons pour lesquelles certains patients développent des formes graves. Les connaissances obtenues serviront de base pour créer des traitements plus précis et plus efficaces. À terme, ces avancées pourraient améliorer considérablement la prise en charge de la dengue et réduire son impact sur les populations exposées, en diminuant la gravité des infections et la charge que représente cette maladie dans les régions touchées.
Procédures
Selon les procédures appliquées : - Infection des souris par le virus de la Dengue : Injection rétro-orbitale : anesthésie générale, 1 fois par animal, 2 minutes OU Injection Sous cutanée : anesthésie générale, 1 fois par animal, 2 minutes OU Injection Intradermique : anesthésie générale, 1 fois par animal, 2 minutes OU Injection intrapéritonéale : anesthésie générale, 1 fois par animal, 2 minutes - Administration de composés thérapeutiques sur une durée max de 8 jours. Par voie orale, vigile, 1 à 3 fois par jour par animal, 1 minute OU Par voie sous-cutanée : anesthésie générale, 1 fois par jour maximum, durée 1 minute OU par voie intramusculaire : anesthésie générale, 1 fois par patte arrière et par semaine, soit 2 fois par animal max, durée 1 minute OU par voie intrapéritonéale : vigile, 1 fois par jour maximum, durée 1minute (pendant 8 jours max) - Suivi clinique et pondéral : Pesée et bilan clinique tous les jours par animal sur la durée de l’étude (30 jours), sur animal vigile. La périodicité sera adaptée en fonction des signes cliniques et des recommandations du vétérinaire. - Prélèvement sanguin : A la veine submandibulaire (1x/2semaines) ou à la queue (50uL max/jour), vigile, pendant 2 semaines maximum tout du long de l’étude ; pendant 30 jours max Prélèvement terminal sous anesthésie profonde, par ponction intracardiaque, durée 2 minutes, sur tous les animaux du projet
Impact sur les animaux
Lorsqu’on infecte les souches de souris utilisées avec le virus de la dengue, certains effets sur leur santé peuvent apparaître. Ces souris sont très sensibles au virus parce qu’elles n’ont pas certains types de défenses immunitaires. Elles peuvent donc perdre du poids, parfois plus de 10 %, avoir de la fièvre ou au contraire une baisse de température, et montrer des changements de comportement comme une diminution de l’activité ou un état de fatigue marqué. Dans certains cas particuliers, surtout quand l’infection touche directement le cerveau, des signes neurologiques peuvent apparaître, comme des problèmes d’équilibre, des tremblements ou une paralysie. Des effets indésirables peuvent aussi apparaître selon les produits testés, en fonction de leur nature et de leur éventuelle toxicité. Pour protéger au mieux les animaux, des critères stricts sont établis afin d’arrêter l’expérience si leur état se dégrade trop fortement : par exemple une perte de poids supérieure à 20 %, l’apparition de troubles neurologiques importants ou une altération générale de leur état de santé. Une surveillance quotidienne permet de repérer rapidement tout signe inquiétant et d’intervenir si nécessaire.
Devenir
Tous les animaux dans cette procédure sont euthanasiés en fin d’étude en raison des prélèvements de fin d'études nécessaires, et pour des raisons de sécurité biologique.
Remplacement
À ce jour, il n’existe pas de méthode entièrement alternative qui permettrait d’éviter totalement l’utilisation d’animaux pour les expériences prévues, car les exigences scientifiques et réglementaires nécessitent encore des études en organisme vivant. Les méthodes In Vitro (sur cellules cultivées en laboratoire) sont utiles pour comprendre certaines étapes du cycle du virus et tester des pistes de traitements. Toutefois, elles restent limitées : elles ne reproduisent pas toute la complexité du corps humain, par exemple la réponse immunitaire complète, les réactions entre différents organes ou encore la structure 3D d’un organisme vivant. C’est pourquoi des études In Vivo, réalisées chez l’animal, restent indispensables pour comprendre comment l’infection se développe, comment le virus se propage, comment le système immunitaire réagit, et pour évaluer la toxicité et l’efficacité de nouveaux traitements dans un organisme complet.
Réduction
Le schéma expérimental du projet repose sur des données bibliographiques robustes préalables permettant de définir le nombre minimal d’animaux nécessaire pour obtenir des résultats fiables. Seuls les modèles et conditions présentant un intérêt scientifique clairement démontré seront retenus. Les études In Vitro réalisées en amont permettront de réduire le nombre de molécules ou approches à tester In Vivo, limitant ainsi l’utilisation d’animaux aux candidats les plus prometteurs. Le nombre d’animaux sera strictement limité grâce à plusieurs critères. Les différents modèles murins disponibles seront utilisés de manière complémentaire, permettant de sélectionner pour chaque question scientifique le modèle le plus pertinent, évitant toute expérimentation redondante. Par ailleurs, chaque animal contribuera à plusieurs types d’analyses (virologie, immunologie, histologie), maximisant l'information obtenue par individu et réduisant le recours à de nouvelles cohortes.
Raffinement
Enfin, en ce qui concerne le Raffinement pour les expériences : A. Raffinement des manipulations pour limiter le stress des animaux : les expérimentateurs sont formés afin d’appliquer les méthodes dans les conditions les moins contraignantes pour les animaux (préhension adaptée). Toute manipulation considérée comme invasive et/ou stressante pour l’animal sera faite sous anesthésie. B. Les signes cliniques seront observés quotidiennement : perte de poids, érection des poils et altération de la posture, isolement, vocalisation lors de la manipulation, positionnement des vibrisses, température. Si les animaux présentent une perte de poids jusqu’à 10% par rapport à leur poids initial, une observation renforcée sera faite et un gel nutritif sera mis dans la cage afin de faciliter l’ingestion de liquides et nutriments. Si les animaux présentent différents signes cliniques, ou une perte de poids jusqu’à 20%, l’animal sera sacrifié en accord avec les points limites définis en amont de chaque procédure.
Choix des espèces
L’utilisation de la souris constitue l’option la plus appropriée pour étudier l’infection par le virus de la dengue (DENV), car elle offre un modèle fiable, bien caractérisé et largement validé dans la littérature. Les lignées transgéniques présentent des niveaux contrôlés et prédictibles de sensibilité au DENV, permettant d’explorer de manière progressive la dissémination virale, la réponse antivirale précoce et les atteintes systémiques, tout en limitant l’exposition à des procédures plus invasives. Les lignées immunocompétentes, permettent d’analyser la réponse immunitaire dans un cadre physiologique. Le recours à ces modèles établis maximise la pertinence scientifique des résultats tout en réduisant le nombre d’animaux nécessaires. Les procédures sont conçues pour minimiser la douleur, le stress et tout dommage durable, conformément aux exigences réglementaires, en privilégiant les conditions expérimentales les moins contraignantes compatibles avec les objectifs de recherche.
Étude des mécanismes de contrôle des tumeurs dans le cadre d’immunothérapies innovantes
- Recherche appliquée
- Cancers
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système immunitaire
6 612 souris vont être utilisées dans ce projet sur les cellules CAR T, chacune recevant d'abord une greffe de cellules tumorales. Le niveau de souffrance déclaré est modéré, et toutes sont tuées en fin de protocole, sans réutilisation ni adoption possibles puisqu'elles portent une tumeur. Une partie subit la pose chirurgicale d'une fenêtre d'observation, puis des séances d'imagerie sous anesthésie de deux à huit heures. Le porteur présente l'imagerie sur animal vivant comme un moyen de réduire les effectifs, argument qui coexiste avec un total de plus de six mille souris.
Objectifs
Le cancer est une maladie qui touche de nombreuses personnes et dont certains types restent très difficiles à traiter. Ces dernières années, un nouveau type de traitement a été développé : les immunothérapies. Plutôt que d’agir uniquement sur la tumeur, ces traitements aident le système immunitaire du patient à reconnaître et à éliminer les cellules cancéreuses. Parmi ces traitements, les cellules CAR T sont une approche prometteuse. Il s’agit de cellules du système immunitaire du patient, modifiées en laboratoire pour mieux cibler la tumeur. Elles ont déjà permis de soigner certains cancers du sang, mais leur efficacité est encore limitée. L’objectif de notre projet est donc de mieux comprendre comment ces cellules CAR T agissent et pourquoi elles ne fonctionnent pas toujours de manière optimale. Pour ce faire, nous comparerons l’efficacité des cellules CAR T dans des modèles de tumeurs liquides répondant à ce traitement, par rapport à celle obtenue dans des modèles de tumeur solides. En particulier, nous allons étudier : - Par quels mécanismes ces cellules CAR T impactent-elles la croissance des tumeurs ? - Quels sont les obstacles qui empêchent les cellules CAR T d’éliminer efficacement les cellules cancéreuses ? - Comment optimiser ces traitements en favorisant une coopération des cellules CAR T et le système immunitaire du patient Pour répondre à ces questions, nous devons observer en temps réel ce qui se passe dans la tumeur lorsque l’on administre le traitement, et comment le système immunitaire est recruté au site tumoral. Comme c’est impossible chez l’humain, nous utilisons des modèles animaux, en particulier la souris, dont le système immunitaire fonctionne de manière très similaire au nôtre. Nous avons recours à des techniques d’imagerie avancée qui nous permettent de suivre le comportement des cellules dans la durée en minimisant les perturbations pour l’animal et en diminuant le nombre de souris nécessaires aux expériences. En comprenant mieux ces mécanismes, notre objectif est d’améliorer ces thérapies, en les rendant plus efficaces et plus accessibles aux patients, tout en respectant au maximum le bien-être animal, et en limitant l’utilisation d’animaux aux expériences strictement nécessaires.
Bénéfices attendus
Le développement des immunothérapies a profondément transformé la prise en charge du cancer, offrant de nouvelles perspectives aux patients pour lesquels les traitements conventionnels sont inefficaces. Cependant, malgré des succès notables, ces thérapies présentent encore des limites, en particulier dans le traitement des tumeurs solides. Notre projet vise à lever ces freins en approfondissant la compréhension des mécanismes d’action de certaines cellules et en explorant des stratégies pour améliorer leur efficacité. Les bénéfices scientifiques et médicaux attendus sont multiples : 1. Améliorer la compréhension des mécanismes par lesquels ces cellules limitent la progression tumorale : en étudiant à la fois leur capacité à détruire les cellules cancéreuses et leur potentiel à stopper la croissance tumorale, nous pourrons mieux anticiper les mécanismes de résistance et identifier des leviers pour renforcer l’action thérapeutique de ces cellules. 2. Développer des stratégies innovantes pour mobiliser le système immunitaire naturel : nous chercherons à exploiter la capacité de ces cellules à recruter et activer d’autres cellules immunitaires pour amplifier leur efficacité. 3. Identifier des biomarqueurs prédictifs de réponse au traitement : en mettant en lumière de nouveaux mécanismes de contrôle tumoraux et en précisant leur contribution relative, nous pourrons identifier de nouveaux biomarqueurs prédictifs de l’efficacité de ces cellules. Sur le plan clinique, ces avancées pourraient contribuer à accélérer l’intégration des nouvelles immunothérapies en clinique, en fournissant des données précises sur leur fonctionnement et en optimisant leur utilisation pour un plus grand nombre de patients. En outre, notre étude vise à proposer de nouvelles alternatives thérapeutiques basées sur le mode d’action des cellules que nous allons explorer. À terme, il pourrait ouvrir la voie à des thérapies plus efficaces, mieux tolérées et accessibles pour un plus large éventail de patients atteints de cancers résistants aux traitements actuels. .
Procédures
Les animaux recevront au début du protocole une injection de quelques secondes pour implanter la tumeur. Ils seront ensuite manipulés trois fois par semaine pendant moins de cinq minutes pour mesurer la taille de la tumeur dans le cas des tumeurs solides. Les animaux seront observés tous les jours pour évaluer leur état général. Certains animaux recevront une injection de traitement d’une durée de quelques secondes, réalisée une à plusieurs fois selon le protocole. Pour les études nécessitant une observation en temps réel, certains animaux subiront une intervention chirurgicale d’environ 30 minutes à 1 heure afin de poser une fenêtre d’observation. Les animaux concernés par les séances d’imagerie seront anesthésiés puis maintenus endormis entre deux et huit heures selon la durée d’acquisition. Cette séance d’imagerie sera sans réveil pour la plupart des animaux hormis ceux ayant une fenêtre d’observation. Dans les études de tumeurs liquides, certains animaux recevront une injection intraveineuse ou intrapéritonéale de quelques secondes pour transférer les cellules tumorales ou les cellules thérapeutiques ou les autres thérapies. Ces animaux seront ensuite manipulés brièvement une à deux fois par semaine pour un suivi clinique. En fin de protocole, tous les animaux feront l’objet d’une euthanasie d’une durée de quelques minutes pour permettre les analyses cellulaires, protéiques ou génomiques prévues.
Impact sur les animaux
Dans le cadre de ce projet, les animaux pourront être exposés à divers effets indésirables liés aux tumeurs, aux traitements administrés et aux procédures expérimentales. Si on se base sur la définition des libertés individuelles de l’animal, les effets indésirables pourraient être les suivants : Faim, soif, malnutrition : certaines tumeurs solides peuvent induire une perte de poids progressive lors d’un développement tumoral avancé, et la fatigue des animaux peut occasionner des difficultés d’accès à la nourriture. Peur, détresse : les manipulations, la contention, constituent des sources potentielles de stress et de détresse. Douleur, lésions, maladie : la croissance tumorale peut être à l’origine de douleurs, notamment en cas de rupture
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure car ils ne peuvent être ni réutilisés, ni replacés, ni adoptés car ils auront reçu initialement des cellules tumorales.
Remplacement
Les hypothèses seront validées préalablement sur des modèles in vitro avant toute expérimentation animale. En outre, les différentes doses de traitement seront testées in vitro afin de déterminer la dose optimale de la thérapie. Nous utiliserons la littérature scientifique et les bases de données existantes pour optimiser la conception des expériences et réduire la nécessité d’expérimentations in vivo. Néanmoins, les tests in vitro ne permettent pas de récapituler la complexité des réponses immunitaires ayant lieu in vivo. Par exemple, la composition du microenvironnement de chaque organe est très différente et peut difficilement être reproduit in vitro. C’est la raison pour laquelle nous avons recours aux animaux afin de décortiquer le mécanisme d’action de certaines thérapies.
Réduction
L'utilisation de l'imagerie sur l'animal vivant permet de réduire le nombre d'animaux utilisés car l'observation en temps réel permet d'acquérir plusieurs données à partir d’un même animal, en observant les cellules immunitaires avant traitement, puis dans les heures qui suivent l'administration des traitements. Dès que possible, plusieurs analyses seront effectuées sur les mêmes animaux. D'après notre expertise issue des projets précédents et notre collaboration avec le département de statistiques, nous avons déterminé le nombre d'animaux par groupe qui nous permettront de tirer des conclusions scientifiques robustes pouvant directement bénéficier le développement thérapeutique en clinique. Selon les procédures, les paramètres évalués seront variables avec des effets attendus plus ou moins forts. En fonction de notre question le nombre de groupes peut être variables. Ils sont optimisés et réduits au maximum tout en conservant une forte puissance statistique. Nous pourrons donc obtenir des résultats significatifs tout en limitant le nombre d’animaux utilisés. Les animaux de ce projet ne seront pas réutilisés car ils ont reçu de la tumeur.
Raffinement
Des points limites précoces seront appliqués afin de détecter rapidement toute altération de l’état général (baisse d’activité, début de déshydratation, diminution de prise alimentaire, taille de la tumeur). Dès l’apparition de ces signes, des mesures de soutien simples seront mises en place : - Mise à disposition précoce de gel hydrique et de nourriture humide, pour faciliter l’hydratation et l’alimentation des animaux. - Regroupement des manipulations pour réduire la fréquence de contention et limiter le stress associé. - Réhydratation par injection lors des anesthésies profondes prolongées, notamment lors des procédures d’imagerie intravitale - Maintien thermique systématique lors des anesthésies et des procédures d’imagerie pour éviter les variations de température. - Litière douce et soins si ulcération des tumeurs Ces mesures permettront de limiter la douleur et l’inconfort et d’améliorer la qualité de vie des animaux tout au long du protocole.
Choix des espèces
La souris est le modèle le plus adapté à notre étude, car son système immunitaire est proche de l’humain et permet d’évaluer l’efficacité des cellules étudiées dans un environnement tumoral réaliste. Par ailleurs, c’est un modèle très utilisé ce qui permet d’avoir une bibliographie importante. Contrairement aux modèles in vitro, le modèle murin permet d’analyser les dynamiques cellulaires en temps réel. Les interactions entre cellules évoluent au fil du temps, et ces changements ne peuvent pas être reproduits en culture. De plus, nous étudions le recrutement du système immunitaire par certaines cellules, un processus impliquant de nombreuses cellules et signaux provenant d'autres organes qui ne peuvent pas être reproduit en dehors d’un organisme vivant. Enfin, le modèle murin permet d’utiliser des techniques d’imagerie intravitale, qui offrent une observation directe, précise et longitudinale, ce qui réduit ainsi le nombre d’animaux nécessaires en maximisant les données obtenues par individu. Toutes les souris utilisées seront d’âge adulte entre 6 et 16 semaines afin d’étudier un système immunitaire mature et proche de la réponse immunitaire humaine.
Comparaison des données histologiques, échographiques et IRM du muscle squelettique de rats dystrophiques
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
32 rats porteurs d'une dystrophie musculaire sont opérés sous anesthésie et tués avant tout réveil, dans des procédures classées sans réveil. Ils subissent une échographie puis une IRM des pattes, avant que leurs muscles ne soient prélevés pour histologie. Le projet affiche pourtant l'objectif inverse, remplacer à terme la mise à mort par un suivi non invasif afin de réduire le nombre d'animaux tués. Pour valider cette méthode censée épargner des animaux, 32 rats sont donc tués.
Objectifs
L'objectif de ce projet est de corréler à l'histologie les données d'échographie et d'IRM de muscles de rats dystrophiques. Ceci permettra à terme de remplacer les prélèvements de muscles pour analyses histologiques, nécessitant la mise à mort des animaux, par un suivi longitudinal non invasif, ce qui réduira le nombre d'animaux dans les études.
Bénéfices attendus
A l'issu de ce projet, nous espérons que l'utilisation des approches échographiques et IRM permettront de caractériser des biomarqueurs spécifiques d'atteintes histologiques, ce qui permettra de diminuer la mise à mort des animaux pour le suivi de l'évolution des maladies neurodégénératives. A plus long terme, ces travaux contribueront à une meilleure caractérisation des muscles squelettiques sur des images d'échographies et d'IRM chez l'Homme, notamment dans le cadre de pathologies.
Procédures
Tous les animaux réaliseront une échographie musculaire et un IRM musculaire des pattes inférieures sous anesthésie.
Impact sur les animaux
Les rats dystrophiques (Dystrophie musculaire de Duchenne, DMD) développent spontanément une dystrophie musculaire. La caractérisation du phénotype de ces animaux a été déjà été réalisée et publiée. Jusqu'à l'âge de 9 mois, les anomalies fonctionnelles des rats dystrophiques ne causent pas de problème majeur pour la vie quotidienne des animaux (rythme circadien, toilette, alimentation, sommeil, état général). A partir de 9 mois, la force musculaire des rats diminue, leurs muscles masticatoires sont moins efficaces et ils ont tendance à moins s'alimenter. Nous réaliserons le protocole expérimental avant 8 mois, c'est à dire avant l'apparition des phénotypes dommageables.
Devenir
Une échographie musculaire puis une IRM des pattes inférieures sera réalisée chez les rats sous anesthésie sans réveil. Les muscles des pattes inférieures seront ensuite étudiés par histologie afin de corréler l'ensemble des mesures et identifier des biomarqueurs spécifiques de l'évolution de la maladie.
Remplacement
Ce projet a pour objectif de remplacer la mise à mort des animaux pour des prélèvements musculaires pour histologie en effectuant un suivi longitudinal des animaux vivants pour la caractérisation phénotypique du muscle par des approches non -invasives (échographie et IRM).
Réduction
Les calculs de puissance statistique nous recommandent d'utiliser 8 rats par groupe, ce qui a déjà été validé par l'équipe ayant généré le modèle pour la caractérisation d'autres paramètres.
Raffinement
Les animaux sont stabulés en portoirs à cages ventilées, dans des pièces dont la température et l’hygrométrie sont contrôlées, monitorées et fidèles à la réglementation. Les animaux ont un accès ad libitum à la nourriture et à l'eau. Le cycle d'éclairage est de 12h par jour. Dans l'animalerie dans laquelle sont nés les ratons, les animaux sont hébergés avec leurs congénères, à 7 ou 8 ratons par cage à l'âge d'un mois. Puis ce nombre est réduit progressivement jusqu'à atteindre 3 rats par cage pour les animaux de plus de 600 g. L'isolement n'existe jamais et le milieu est enrichi avec des lanières de papier Kraft, des bâtons de bois à ronger, des balles rondes, des tunnels ou des carrés de coton compacté. Pour éviter une réponse de stress induite par les divers tests, les animaux seront habitués dès leur plus jeune âge à être manipulés régulièrement, le plus en douceur possible. Des points limites ont été établis et seront constamment évalués en observant individuellement les animaux chaque jour, week-ends et jours fériés inclus. Tout dépassement des points limites sera suivi d'une action correctrice et en cas d'absence de bénéfice, la mise à mort compassionnelle de l'animal sera réalisée avant qu'il ne souffre. Le suivi des animaux sera conduit par un personnel autorisé et compétent pour reconnaître, quantifier, atténuer ou supprimer les signes de douleur ressentie chez les animaux.
Choix des espèces
Le modèle de rat DMD utilisé dans ce projet est à ce jour le modèle de rongeur mimant au mieux la Dystrophie Musculaire de Duchenne chez l'Homme. Deux groupes d'âges seront étudiés: 2-5 mois et 6-8 mois afin de pouvoir réaliser le suivi longitudinal de la pathologie, avant l'apparition des phénotypes dommageables.
Résilience et adaptation des îlots pancréatiques en vue de leur transplantation 2/2
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
1 844 souris sont utilisées dans ce projet sur le diabète de type 1, dont 1 784 subissent des prélèvements sanguins hebdomadaires et 1 504 une transplantation chirurgicale d'îlots pancréatiques. Le niveau de souffrance déclaré va de léger à modéré, et toutes les souris sont tuées en fin de procédure pour prélever les tissus. Une partie des animaux est rendue diabétique, par induction ou génétiquement, et certains sont immunodéficients pour permettre la greffe de cellules humaines. Le porteur transporte les souris d'un établissement à l'autre et conclut que seule la transplantation chez l'animal permet d'étudier la fonction des cellules sur la durée.
Objectifs
Certains récepteurs sont des modulateurs du métabolisme et de l'inflammation notamment des cellules du pancréas. Leurs actions ciblent la viabilité et de la fonction des cellules pancréatiques. Notre hypothèse est qu'en modulant leur activité respective dans les cellules du pancréas produisant l'insuline, on pourrait prévenir les processus inflammatoires qui se produisent lors du diabète de type 1 et entrainerait une sécrétion d'hormone défaillante. Leur possible modulation pourrait donc jouer un role majeur. Le projet sera mené dans deux établissements-utilisateurs (EU1 et EU2).
Bénéfices attendus
Les résultats escomptés sont l'identification de cibles spécifiques dans la création d'ilots pancréatiques résilients capables de survie et d'adaptation à long terme. De plus, il pourra montré l'intérêt de certaines molécules anti- diabètiques.
Procédures
Les animaux seront soumis à : 1/ des injections quotidiennes au maximum en respectant les volumes maximum (280 animaux en EU1 et 60 animaux dans EU2), 2/ ainsi qu'à des prélèvements sanguins hebdomadaires en respectant les volumes (1784 animaux dans EU 1) , 3/ une unique transplantation d'ilots pancréatiques pour certains animaux (1504 animaux au sein de EU 1).
Impact sur les animaux
Les nuisances induites dans ce projet seront de plusieurs types : Nous utiliserons des modèles de souris diabétiques (induits ou génétiques) qui créera un inconfort pour les animaux (palié par la gestion de leur environnement). Certains animaux subiront une transplantation de cellules qui sera faite par voie chirurgicale qui induit une ouverture des parois cutanée et musculaire qui engendrera une douleur modérée (paliée par traitements associés). Des traitements avec des molécules seront faits par injection intrapéritonéale (douleur légère très transitoire) ou intravasculaire sous anesthésie. Les molécules utilisées n'ont pas d'effets néfastes connus. Les virus utilisés sont sans impact direct sur le phénotype et bien-être murin. Les prélèvements sanguins faits à la queue lors notamment des tests au glucose engendreront une douleur légère paliée par les anti-douleurs locaux.
Devenir
Les animaux sont mis à mort en fin de procédure afin de pouvoir prélever les tissus et les étudier ensuite (histologie).
Remplacement
Le diabète est un maladie qui affecte tous les organes. Aussi les expériences de culture cellulaire et études ex vivo ne sont pas appropriées dans ce contexte. La nécessité de l'étude de la réponse auto-immune nécessite l'usage des animaux. A l"heure actuelle, il n'existe pas de méthode alternative à l'usage des animaux pour étudier la fonction des cellules au long court. Le seul moyen est de les transplanter chez l'animal.
Réduction
1844 animaux sont inclus dans ce protocole. Nous avons estimé un nombre moyen de 3 à 10 souris par groupe pour avoir des résulatsts statistiquement satisfaisants (confiance 95% et puissance 80%). Aprés étude, l'analyse statistique se fera par test Two way anova.
Raffinement
Les animaux utilisés dans ce projet seront hébergés en portoir ventilé, en cage de 5 maximum. Les animaux diabètiques seront changés plus régulièrement que les congénères sains. Ils seront traités avec soin avec visite quotidienne; enrichissement de l'environnement et traitement anti-douleur le cas échéant. Pour les animaux subissant une chirurgie, des granulés de nourriture seront disposés au sol, avec une portion de nourriture gélifiée pour une meilleure récupération post-opératoire. Le bien-être animal sera observé au quotidien et un arbre décisionnel permettra de guider le personnel quant à la démarche de soin pour éviter d'atteindre un point-limite non réversible. Les animaux immunodéficients seront hébergés dans des portoirs ventilés clos afin de préserver leur environnement. Le transport des animaux d'un EU à l'autre se fera dans des cages spécifiques comportant de la litière, de l'eau gélifiée, des croquettes et de l'enrichissement (cocon et tunnel) dans un véhicule à température adéquate (22 +/_ 2 °C).
Choix des espèces
Nous disposons de l'ensemble des outils adaptés aux modèles "souris". De plus, sa petite taille permet un hébergement aisé. Pour ce projet, nous utiliserons des souris adultes (maturité sexuelle atteinte). Des souris avec une immunité affaiblie seront utilisées pour permettre la greffe de cellules humaines et ainsi éviter le rejet.
Evaluation d’approches de thérapie génique et de stratégies oligonucléotidiques dans la dystrophie musculaire de Duchenne
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
1 500 souris porteuses du gène humain vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chaque animal reçoit une seule molécule par injection dans le sang ou sous la peau, répétée chaque semaine jusqu'à six mois, pour tester des stratégies contre la dystrophie musculaire de Duchenne. Le porteur affirme qu'aucun modèle cellulaire ne peut remplacer un organisme vivant et conclut à la "nécessité" de la souris. Les bénéfices attendus, la sélection de molécules pour de futurs essais cliniques, restent au conditionnel, alors que les injections hebdomadaires et la mise à mort sont certaines.
Objectifs
Notre équipe mène des travaux visant à développer de nouvelles stratégies thérapeutiques pour une maladie génétique rare et sévère, la dystrophie musculaire de Duchenne, caractérisée par une perte progressive de la force musculaire. Cette pathologie est causée par une altération d’un gène essentiel au bon fonctionnement des fibres musculaires. En raison de cette anomalie génétique, l’organisme ne produit plus correctement une protéine indispensable à la stabilité et à l’intégrité des muscles, affectant notamment la marche, la respiration et le coeur. L’une des approches thérapeutiques étudiées consiste à favoriser la production d’une version plus courte mais fonctionnelle de cette protéine pour ralentir la dégénérescence musculaire. Dans ce cadre, nous évaluons deux stratégies complémentaires visant à modifier le message génétique transmis aux cellules afin de produire une protéine fonctionnelle. Avant toute application chez l’être humain, ces approches sont testées dans un modèle murin exprimant le gène humain entier.
Bénéfices attendus
L’objectif principal de notre projet est d’identifier une ou plusieurs molécules thérapeutiques susceptibles d’être utilisées dans de futurs essais cliniques pour le traitement de la dystrophie musculaire de Duchenne. Les bénéfices attendus de ce projet sont donc de pouvoir sélectionner les molécules efficaces et qui pourraient ensuite être testées sur des patients.
Procédures
Chaque animal ne reçoit qu’un seul type d’injection (dans le sang ou sous la peau) avec une seule molécule, pour voir si elle est efficace. Ces deux voies d'injections sont rapides (moins d’une minute) et peuvent être répétées toutes les semaines, jusqu’à 6 mois.
Impact sur les animaux
Les injections peuvent entraîner chez les animaux : une douleur modérée sur de courte période, et de faibles pertes de poids et présentent un risque d’infection au point d’injection.
Devenir
En fin de projet, tous les animaux seront mis à mort afin d’analyser, au niveau des organes, les effets des molécules injectées.
Remplacement
La recherche en bioinformatique de candidats et les analyses réalisées sur modèles cellulaires permettent d’effectuer un premier criblage des molécules. Cependant, aucun modèle cellulaire ne peut remplacer complètement un organisme vivant. Il est donc indispensable de mener ces études dans un modèle animal, qui permet d’évaluer l'efficacité de la molécule.
Réduction
Le nombre d’animaux a été réduit au strict minimum nécessaire pour obtenir des résultats représentatifs et fiables. Nous avons utilisé un outil informatique pour calculer le nombre d’animaux nécessaires.
Raffinement
La fréquence des injections pourra être réduite si les résultats initiaux indiquent une efficacité suffisante de la molécule. De la nourriture en gelée sera mise à disposition dans les cages des individus fragiles ou ayant subi une procédure, afin de faciliter leur prise alimentaire. De plus, toutes les interventions douloureuses seront précédées de l'administration d’un antidouleur et se feront sous anesthésie. Un suivi, accompagné d’une grille d’évaluation, sera assuré tout au long de la procédure et des mesures seront prises afin d'éviter toute souffrance inutile (utilisation de points limites ou critère d’arrêt précoce).
Choix des espèces
L’utilisation de souris portant le gène humain nous permettra d’évaluer l'efficacité de nos molécules sur le gène humain à l’échelle d’un organisme entier. La souris étant l’un des modèles les plus utilisés et les mieux documentés en recherche préclinique, ce modèle est particulièrement pertinent pour ce type d’étude.
EndoSAS-2 : Analyse de l’endothélialisation de Stents sur Artères Saines 1/2
- Recherche appliquée
- Troubles cardiaques
Pour étudier l'endothélialisation de stents implantés dans des artères saines, 200 lapins sont utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue. Chaque animal subit de deux à six interventions chirurgicales sous anesthésie générale, avec jusqu'à quatre séances d'imagerie aux rayons X, et une partie reçoit un traitement par gavage quotidien pendant trois mois. Le projet compare des dispositifs médicaux implantables et évalue leur sécurité avant usage chez l'humain, des analyses que le porteur décrit comme non réalisables sur des patients. Tous les lapins sont mis à mort pour prélever les dispositifs et les pièces anatomiques destinées aux analyses tissulaires.
Objectifs
Le traitement de pathologies cardio-vasculaires (anévrismes, sténoses, dissection) nécessite souvent le recours à des stents, dispositifs médicaux apparenté à un minuscule tube expansible qui maintient une artère ouverte. Cependant, malgré la mise en place d’un stent, il existe un pourcentage de cas (de 10 à 30 % en fonction du dispositif) dans lequel l’endothélialisation du stent, c’est-à-dire la bonne reconstruction biologique de l’intérieur du vaisseau sanguin, n’est pas obtenue, ce qui incite aujourd’hui à développer de nouvelles technologies de ces dispositifs afin d’améliorer la cicatrisation biologique. Les industriels modifient également parfois la composition et/ou la forme du dispositif afin d’améliorer ses performances, ou créent de nouveaux dispositifs permettant de s’affranchir de traitement médicamenteux antiagrégant. L’adjonction d’un autre type de traitement médicamenteux pourrait en revanche permettre de favoriser cette cicatrisation. Le projet consiste à étudier la conformabilité, la biocompatibilité et/ou l’endothélialisation de stents sur artères saines (accompagné ou non par l’adjonction d’un traitement médicamenteux). Ce projet, qui sera scindé en plusieurs études pilotes, utilisera des contrôles par imagerie à rayons X avec possibilité d'imagerie optique et nécessitera donc l'utilisation de l'animal pour être mené à bien. L’analyse sur artères saines permettra d’étudier l’endothélialisation des stents. Cela permettra, au sein d’un même animal, de comparer plusieurs dispositifs implantés (de 1 à 3). Ce projet sera réalisé sur deux sites différents identifiés EU 1/2 et EU 2/2.
Bénéfices attendus
Ce projet se déclinera en plusieurs études pilotes et permettra d’effectuer des analyses non réalisables chez l’être humain afin évaluer la faisabilité d'implantation, la sécurité et/ou la réponse biologique in vivo à l’implantation du dispositif, en fonction du ou des traitements administrés aux lapins. Il permettra notamment d’évaluer l’efficacité et la sécurité du dispositif dans des conditions proches de l’humain. L’analyse de la prolifération tissulaire sur le dispositif et sa susceptibilité à engendrer une thrombose (formation de caillots dans les vaisseaux sanguins), apportera des connaissances supplémentaires et une meilleure compréhension sur les indications du dispositif avant de l’utiliser chez l’Homme.
Procédures
Les animaux seront soumis entre 2 et 6 interventions sous anesthésie générale : l’implantation du dispositif et le contrôle avant la mise à mort, d’une durée de 1h chacune +/- 15min. Des contrôles intermédiaires (jusqu’à 4 imageries à rayons X avec possibilité d'imagerie optique nécessitant une nouvelle anesthésie générale et chirurgie) pourront être effectués d’une durée attendue de 45 min. La fréquence des anesthésies générales sera discutée en amont, en fonction des hypothèses de recherches définies par l’étude, en étroite collaboration avec un vétérinaire pour la faisabilité. Pour les animaux recevant un traitement, ils seront manipulés 1 à 2 fois par jour (pendant 3 mois maximum) et le traitement sera donné par une sonde de gavage (environ 1 min par animal). En fonction des études issues de ce projet, des prélèvements sanguins pourront être effectués (jusqu’à 4 prélèvements sur la durée du projet, dans des volumes raisonnables et en laissant un temps de récupération à l’animal entre chaque prélèvement). De manière générale ces prélèvements seront effectuées lorsque l’animal sera sous anesthésie générale, ou sous contention adaptée avec la possibilité de recourir à une sédation légère ou une anesthésie locale. Ces interventions seront réalisées dans l’EU1.
Impact sur les animaux
Les animaux étant hébergés en cages individuelles, le niveau basal de stress peut être plus important que la normale et sera monitoré au long de l’étude (stéréotypies, etc) (EU 1/2 et 2/2). Le reste des nuisances concernera uniquement l’EU 1/2. L’anxiété et le stress sont des effets indésirables attendus avant, et après chaque geste/prélèvement. Un stress supplémentaire peut être observable sur les animaux qui seront amenés à recevoir un traitement oral quotidien. Une gêne et une douleur post-chirurgicales sont possibles au niveau des abords artériels, de même qu’une infection locale au niveau de l’incision. Une thrombose au niveau du dispositif implanté peut également survenir, mais reste un évènement rare. Dans le cas de la procédure 2, les animaux recevront tout au long du projet un traitement oral antiagrégant 1 fois par jour (sonde de gavage, 2 minutes/jour). Par expérience, aucun effet indésirable dû à un traitement oral antiagrégant n’a été observé. Les animaux subiront plusieurs anesthésies générales : une pour la procédure chirurgicale, une pour chaque contrôle intermédiaire et une pour les imageries de contrôle avant mise à mort avec un maximum de 6 prévues pour le projet (et 2 semaines entre chaque anesthésie). Indépendamment de la procédure, la durée d’anesthésie est d’une heure (+/- 15 min), qu’il s’agisse de la phase d’implantation et / ou de contrôle). L'administration d'un analgésique est possible. Les transports d’animaux entre les EU1/2 et EU 2/2 se feront à une fréquence définie en amont selon les conditions spécifiques des études. Des temps d’acclimatation et de récupération post-opératoires seront respectés à l’arrivée et avant chaque départ, avec un examen clinique réalisé par le vétérinaire de la structure.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort pour le prélèvement des dispositifs et pièces anatomiques d’intérêt à des fins d’analyse sur les tissus.
Remplacement
Le projet consiste à étudier la sécurité, la conformabilité, la biocompatibilité et l’endothélialisation (l’endothélium étant le tissu cellulaire qui tapisse l’intérieur des vaisseaux sanguins) de dispositifs médicaux implantables dans des artères saines (accompagné ou non par un traitement médicamenteux) dans des conditions in vivo. Les phénomènes biologiques, tels que l’endothélialisation, la coagulation sanguine, la pression sanguine, ou encore les contraintes liées au déploiement du dispositif implantable n’ont à l’heure actuelle aucune méthode alternative, in vitro ou ex vivo, permettant de reconstruire un modèle proche de ces conditions, ainsi que son suivi au cours du temps. L'utilisation d'animaux dans le cadre de ce projet est ainsi indispensable.
Réduction
Ce projet est à visée exploratoire et a pour objectif l'obtention de résultats préliminaires au cours d'études pilotes de faisabilité et de sécurité. Ces données pourront au besoin servir de base pour établir un nouveau projet intégrant des analyses d'efficacité avec calcul statistique, dans un dossier APAFiS dédié (distinct de ce dossier). Nous sommes donc ici dans le cadre d’un APAFIS général pour lequel plusieurs études pilotes distinctes pourront être développées. Dans le cadre de ce présent projet d’APAFIS, pour chaque étude, le nombre minimal de lapin sera utilisé. Ainsi, pour chaque dispositif testé dans les conditions de procédure choisie (c'est-à-dire avec ou sans antiagrégants), de groupes nécessaires ; et pour prendre en compte le risque d'échec de la procédure, de 5 à 20 lapins par étude seront utilisés, conformément aux études pilotes précédemment réalisées. Par ailleurs, l’implantation chez le même lapin de plusieurs dispositifs pourra éventuellement servir de contrôle et ainsi diminuer le nombre de lapins nécessaires. Le nombre d’animaux nécessaire dans le cadre de prochaines études supportées par cet APAFIS sera défini méthodologiquement, en fonction de(s) l’hypothèse(s) de recherche, en association avec la puissance définie à la conception de l’étude. Ce nombre sera également validé en amont par le Conseil Scientifique de l’EU 1/2.
Raffinement
Dans le cadre de chaque étude les animaux seront indifférenciés (mâles ou femelles). Les animaux seront hébergés dans des cages individuelles disposant de mezzanine, mais dont les parois sont vitrées et non étanches ou comportent des trous, permettant des échanges visuels, auditifs et olfactifs entre animaux. Les animaux seront gardés pendant une période d'acclimatation de 5 jours minimum entre leur entrée dans l’animalerie expérimentale de l’EU 1/2, et leur première entrée en procédure. Dans les deux EU, une attention particulière sera apportée afin que les animaux disposent d’un enrichissement adapté et suffisant (bûchettes ou blocs de cellulose à ronger, foin (+/- compressé), jouets, cachettes...). Les animaux seront suivis quotidiennement et leur état de santé et de bien-être sera évalué tout au long du protocole expérimental, avec un suivi comportemental du fait de l’hébergement individuel. Les animaux seront anesthésiés et analgésiés pendant les procédures chirurgicales et seront suivis au cours de la procédure. Un suivi renforcé sera effectué durant les premiers jours après chaque procédure opératoire. Si un animal présente un signe de douleur ou de souffrance, des analgésiques pourront lui être administrés. Au besoin, un traitement antibiotique pourra être mis en place. Dans le cas où l'animal présenterait une souffrance, une maladie ou une altération physique sans qu'il soit possible de le soulager efficacement (atteinte d'un point limite), l'animal sera sorti d'expérimentation et mis à mort. L’avis du vétérinaire est systématiquement demandé pour chaque EU. Le transport des animaux entre les EU sera pris en charge par l’EU 2/2, fournisseur d’animaux, qui possède un agrément pour le transport d’animaux ainsi qu’un véhicule agréé. La durée du transport est estimée à 4h. Une nouvelle période d’acclimatation de 5 jours sera observée à l’issue de chaque transport pour permettre à l’animal de récupérer. Les animaux seront transportés en cage individuelle adaptée à l’espèce avec des copeaux de bois. Des précautions supplémentaires seront prises pour tous les transports post-opératoires avec délivrance d’un certificat médical (vétérinaire de l’EU 1/2) attestant que l’animal peut être transporté sans risque.
Choix des espèces
La biologie de la néoendothélialisation des dispositifs implantables est bien étudiée chez le lapin et similaire aux mécanismes humains. Par ailleurs, la taille des vaisseaux sanguins du lapin est similaire à celle des vaisseaux sanguins humains où sont implantés les dispositifs étudiés. Les animaux utilisés seront des adultes indifférenciés (males et/ou femelles) de plus de 3 kg pour la taille des artères et la taille des dispositifs usuellement utilisés chez l'Homme. Historiquement la majorité des études précliniques sur l’implantation de dispositifs utilisaient des mâles. Cependant on retrouve également quelques études incluant les deux sexes et discutant des différences.
Mise en place d’un modèle d’infection par le virus de la grippe aviaire pour l’évaluation de l’efficacité de candidats vaccins chez le macaque cynomolgus
- Recherche appliquée
- Maladies infectieuses
Jusqu'à quarante et une anesthésies, douze lavages broncho-alvéolaires et vingt-deux séances d'imagerie par individu : 112 macaques à longue queue sont utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré à sévère. Ils sont infectés par un virus de grippe aviaire, puis subissent prélèvements sanguins, ponctions de moelle osseuse et biopsies répétés, pour mettre au point un modèle d'évaluation de candidats vaccins. Le porteur envisage des atteintes pulmonaires importantes pouvant conduire à mettre les animaux à mort, et un hébergement individuel jusqu'à huit semaines après l'infection. Sur les 112 individus, 64 sont tués pour prélever leurs organes et 48 réutilisés dans de futurs projets, ce que le porteur présente comme une façon de réduire le nombre d'animaux utilisés.
Objectifs
La grippe aviaire peut être causée d’une part, par des virus influenza aviaires faiblement pathogènes qui induisent des infections asymptomatiques ou cliniquement modérées chez les oiseaux sauvages et les volailles, ou d’autre part, par des virus influenza aviaires hautement pathogènes qui sont responsables de pathologies sévères et de fortes mortalités chez les oiseaux. Chez l’humain, la contamination se produit principalement à la suite d’un contact direct avec des oiseaux infectés ou un environnement souillé. Certaines espèces mammifères peuvent également s’infecter par les oiseaux ou l’environnement et transmettre à l’humain, alors que la transmission interhumaine reste sporadique et très rare. L’infection chez l’humain se traduit par l’apparition de symptômes similaires aux infections grippales saisonnières par les virus humains (rhume, fièvre, toux) conduisant à des difficultés respiratoires, une pneumonie sévère, un syndrome respiratoire aigu pouvant conduire au décès. Les premières infections par un virus de la grippe aviaire chez l’humain ont été documentées à la fin des années 1990. A ce jour, entre début 2003 et mars 2024, l’OMS a répertorié 888 cas humains confirmés d’infection par le virus H5N1 dans 23 pays, dont 463 décès, ce qui correspond à un taux de mortalité très élevé d’environ 52%. Bien que les cas humains restent isolés, ces virus peuvent muter ou se recombiner faisant craindre la capacité à franchir la barrière d’espèces. Une adaptation favorable à l’humain pourrait transformer une zoonose occasionnelle, c’est-à-dire une maladie passant de l’animal à l’humain, en épidémie pouvant aller jusqu’à une pandémie, dans le cas où la maladie se propagerait à travers les pays ou les continents à un rythme rapide. La vaccination reste une solution privilégiée pour limiter les infections, le nombre de cas graves et de décès et pour réduire le risque d’une propagation. Dans ce projet, nous développerons un modèle d’infection par le virus de la grippe aviaire chez le primate non-humain permettant l’évaluation de nouveaux candidats vaccins qui ont pour objectif d’empêcher une crise sanitaire mondiale.
Bénéfices attendus
Les candidats vaccins qui auront montré des résultats satisfaisants chez les modèles primates non-humains pourront à court terme être évalués lors d’essais cliniques chez l’humain. Ils pourront, à moyen-long terme, recevoir une autorisation de mise sur le marché pour être utilisés en cas d’émergence de nouvelles épidémies de grippe aviaire chez l’humain.
Procédures
Les différentes interventions prévues dans ce projet sont réalisées sous anesthésie générale : - Anesthésie des animaux (20 fois environ (16 animaux) ; 41 fois environ (96 animaux), 30 minutes) - Administration de solutions lors des événements d’immunisation (3 fois environ, 5 minutes, 96 animaux) - Infection par un virus influenza (1 fois si naïfs ; 2 fois si convalescents, 15 minutes, 112 animaux) - Prélèvement de sang (20 fois environ (16 animaux) ; 41 fois environ (96 animaux), 5 minutes) - Prélèvement de moelle osseuse (3 fois environ (16 animaux) ; 7 fois environ (96 animaux), 10 minutes) - Biopsie (5 fois environ maximum (16 animaux) ; 9 fois environ (96 animaux), 30 minutes) - Ecouvillonnage mucosal (19 fois environ (16 animaux) ; 28 fois environ (96 animaux), 2 minutes) - Lavage broncho-alvéolaire (7 fois environ (16 animaux) ; 12 fois environ (96 animaux), 20 minutes) - Implantation d’une puce de télémétrie (1 fois, 30 minutes, 112 animaux) - Imagerie in vivo (7 fois environ (16 animaux) ; 22 fois environ (96 animaux), 45 minutes) - Examen permettant de mesurer les variations de volume pulmonaire (7 fois environ (16 animaux) ; 19 fois environ (96 animaux), 10 minutes) Hébergement individuel (1 fois si naïf ; 2 fois si convalescent, 8 semaines maximum après exposition virale, 112 animaux)
Impact sur les animaux
Dans ce projet, des nuisances ou effets indésirables pourront être observés selon les interventions : Nuisances liées aux injections de vaccin (peu attendues) : Réaction locale, suppuration, démangeaisons/douleur dans les heures/jours suivant l’injection. Nuisances liées à l’infection par le virus influenza aviaire : Fatigue, difficultés respiratoires avec encombrement bronchique, toux, inactivité, fièvre, déshydratation, trouble de l’appétit. Nous envisageons des atteintes pulmonaires importantes qui peuvent s’atténuer spontanément dans les 2 premières semaines selon le modèle. L’ensemble de ces symptômes peuvent s’aggraver et entrainer une euthanasie pour limiter la souffrance des animaux. Nuisances liées aux anesthésies répétées, prélèvements de sang, moelle osseuse et biopsies : Trouble de l’appétit avec plus ou moins de perte de poids mineure, anémie transitoire (légère à modérée), hématome au niveau du site du prélèvement, infection cutanée dans les jours qui suivent le prélèvement. Nuisances liées aux lavages broncho-alvéolaires : Irritation trachéale liée à l’intubation. Nuisances liées à l’implantation de puces de télémétrie : Réaction locale au site d’incision : gonflement, suintement de la plaie (rare), démangeaisons, durée de 1 à 5 jours. Nuisances liées à l’hébergement individuel : L’hébergement individuel peut entrainer un stress ou de l’ennui. Il sera limité au strict minimum.
Devenir
Certains animaux seront euthanasiés afin de prélever les organes d’intérêt dans le but de réaliser des analyses d’histopathologie. L’accès à ces prélèvements permet d’analyser en profondeur l’impact de la vaccination ou de l’exposition sur les organes, ce qui ne serait pas possible chez l’humain. Les animaux qui seront gardés en vie pourront être réutilisés, sur avis vétérinaire, dans de nouveaux projets compatibles avec leur historique afin de réduire le nombre d’animaux utilisés en recherche.
Remplacement
Dans le cadre de ce projet, l’utilisation de l’animal de laboratoire est nécessaire pour reproduire la physiopathologie observée chez l’être humain suite à l’infection par le virus influenza aviaire, notamment la réponse à l’infection et l’immunité induite, et suite à la vaccination. La caractérisation de la maladie, y compris les impacts tissulaires, et la mise en évidence des vaccins qui protègent de la maladie n’est pas réalisable avec les modèles actuels in vitro, in silico ou ex vivo. Enfin, le primate non humain étant proche physiologiquement de l’humain, son utilisation permet une transposition rapide des résultats précliniques à la clinique humaine.
Réduction
Le nombre d’animaux dans chaque groupe est réduit au minimum nécessaire. Afin de sélectionner les conditions expérimentales d’infection les plus appropriées, des études pilotes de groupes de 2 individus seront utilisés en amont des tests d’efficacité. Afin de tester l’efficacité des candidats vaccins, le nombre d’animaux a été établi à 6 animaux par groupe expérimental permettant une analyse statistique des résultats obtenus.
Raffinement
Les interventions et prélèvements seront réalisés sous anesthésie générale. Un maximum de prélèvements et interventions seront regroupés lors d’une même anesthésie afin de réduire le nombre d’anesthésies. Les anesthésies répétées pouvant entrainer une diminution de l’appétit, une diversification et complémentation de l’alimentation pourront être instaurées par l’apport de fruits secs, fruits frais additionnels, compléments nutritionnels. Une grille de notation a été mise au point pour évaluer l’état de santé des animaux suite à l’exposition au virus influenza. Les animaux seront observés quotidiennement par un personnel qualifié, dont des vétérinaires. Des points limites, tenant compte du stress et de leur souffrance, ont été définis. Lorsque ces points limites sont atteints, les animaux seront sortis de l’étude et l’euthanasie pourra être envisagée. Les prélèvements de sang, moelle osseuse et les biopsies pouvant entrainer l’apparition d’une réaction locale, un traitement symptomatique pourra être mis en place (désinfection, analgésie locale). Une analgésie est systématiquement appliquée lors de la ponction de moelle osseuse. L’implantation de puces permettant un suivi régulier de paramètres physiologiques, peut induire une réaction au site d’incision. Un signalement au vétérinaire sera effectué qui pourra décider du retrait de la puce et éventuellement de la sortie de l’animal de l’étude et appliquer un traitement symptomatique (désinfection, analgésie locale). Un traitement analgésique est appliqué en peropératoire. Les animaux seront hébergés en cages individuelles suite à l’exposition virale pour empêcher toute surinfection liée à une contamination croisée et le stress lié à la cohabitation d’animaux développant la maladie. Le programme d’enrichissement sera étendu par ajout de dispositifs alimentaires, jouets, renforcement du contact positif. La durée de l’hébergement en cage individuelle sera limitée au maximum et validée par la structure chargée du bien-être animal. Elle pourra être réduite lorsque le virus ne sera plus détecté dans les fluides corporels.
Choix des espèces
Le macaque cynomolgus est justifié pour sa proximité phylogénétique de l’humain, rendant la transposition des résultats plus optimale. En effet, les symptômes induits par l’infection influenza et les réponses immunitaires induites par la vaccination sont similaires à ceux qui sont observés chez l’humain. La grippe infectant des personnes de tout âge en clinique, nous envisageons de réaliser les procédures sur des animaux ayant un panel d’âge étendu. Cependant, les nouveau-nés n’ayant pas un système immunitaire complètement développé, nous nous focaliserons sur des animaux sevrés et ayant un système immunitaire mature.
Etudes de toxicologie, tolérance locale, pharmacocinétique et pharmacologie chez le chien
- Recherche appliquée
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
2 688 chiens vont être utilisés pour des études réglementaires de toxicologie, dans des procédures d'un niveau de souffrance léger à modéré. Chaque animal reçoit un candidat médicament de façon unique ou répétée, subit des prélèvements de sang, parfois la pose de cathéters ou d'implants enregistrant ses paramètres physiologiques, et des effets toxiques légers à modérés sont attendus. La plupart seront tués pour l'examen de leurs organes exigé par la réglementation, 200 réutilisés dans d'autres études, une dizaine renvoyés à l'élevage et une vingtaine placés. Ces essais sur le chien sont présentés comme une obligation réglementaire avant tout passage à l'humain.
Objectifs
La réalisation d’études de toxicologie (générale, de reproduction, juvénile, de pharmacologie de sécurité) est une obligation réglementaire avant de réaliser des essais cliniques avec un médicament à visée humaine ou pour obtenir une Autorisation de Mise sur le Marché pour les dispositifs médicaux, médicament vétérinaire ou produit chimique. Ces études consistent à administrer le candidat médicament de manière unique ou répétée, puis de réaliser des observations régulières des animaux incluant des pesées corporelles, un suivi des paramètres sanguins ou urinaires, une évaluation des fonctions respiratoires, musculaires et cardiovasculaires. Ces études permettront d’accéder aux essais cliniques afin de confirmer la sécurité et l’efficacité du produit, mais aussi de choisir ou ajuster de manière raisonnée les doses et les protocoles d’études réglementaires avant les essais chez l’Homme.
Bénéfices attendus
Les études de toxicologie dans lesquelles un candidat médicament est évalué, sont réglementairement requises par les lignes directrices Européennes et Internationales. Elles représentent une étape essentielle avant de réaliser des essais cliniques sur un médicament humain (d’abord sur des volontaires sains, puis sur des patients à moyen et long terme) ou pour l’obtention d’une autorisation de mise sur le marché (dispositifs médicaux, médicament vétérinaire, produit chimique). Pour les médicaments (humains et vétérinaires) et dispositifs médicaux, ces études sont des pré-requis indispensables aux essais cliniques. Elles visent à définir la toxicité ou la tolérabilité des produits à tester et donc de rendre les essais cliniques plus sûres pour les patients ou volontaires participants à l'essai. Les résultats récoltés permettent aussi de définir le niveau de dose (marge de sécurité) pour la première administration à l’homme ou l’animal (dans le cadre de médicament vétérinaire). Ces études incluent des évaluations toxicocinétiques pour déterminer les taux d’exposition entrainant une toxicité. Ce projet permettra également d’évaluer la sécurité des molécules chimiques dans l’intérêt de la santé ou du bien-être de l’homme ou de l’animal comme demandé par la loi et par les lignes directrices Européennes. Ce projet permettra donc d’avancer dans le développement des solutions thérapeutiques, prophylactiques ou diagnostiques innovantes pour le traitement de certaines maladies chez l’homme, les animaux ou les plantes et de contribuer à l’évaluation de la sécurité des produits chimiques.
Procédures
Ces études consistent en administration unique ou répétée du produit à tester. La fréquence de ces administrations varie en fonction du produit (par exemple 1 fois par jour, 1 fois par semaine). La durée des administrations est généralement rapide quelques secondes à quelques minutes, pour les administrations orales, sous-cutanée ou intraveineuse en bolus. Les administrations peuvent être faite avec échoguidage si nécéssaire. Elles peuvent parfois être plus longue pour les perfusions (de plusieurs minutes à continue). Les administrations sont suivies d’observations régulières des animaux (plusieurs fois par jours), pesées corporelles (généralement de 1 fois par jour à 1 fois par semaine), évaluation des effets sur les paramètres sanguins ou urinaires (généralement 1 à 4 fois par étude), sur le développement neurocomportemental, squelettique et des fonctions reproductives, évaluation des fonctions respiratoires et cardiovasculaires et histopathologique. Les techniques engendrant le moins d’inconfort ou sur une durée la plus courte possible pour l’animal seront privilégiées. Les autres techniques ou procédures chirurgicales seront réalisées sous anesthésie avec le cas échéant un protocole d’analgésie adapté. Le nombre et la durée des interventions sont adaptés en fonction de l'utilisation clinique, de la durée d'étude, de la cinétique d'exposition, des effets attendus et sont définis dans le plan d'étude. A la fin de l’étude, les animaux seront euthanasiés pour examen macroscopique, pesée des organes et collecte des organes/tissus pour analyse microscopique.
Impact sur les animaux
Les nuisances pour les animaux peuvent être les suivantes : - Stress, inconfort ou douleur brève, n’excédant pas quelques minutes, lors des procédures d’administration, de prélèvement de sang ou de pose de cathéter - Stress, ou inconfort lié à à l'enregistrement de certains paramètres physiologiques (ECG, BP par exemple) ou certaines administrations nécessitant le placement en hamac ou le port d’un gilet contenant une pompe ou des dispositifs d’enregistrement, ou la mise en place d'électrodes ou de brassards. Modification ponctuelle et de courte durée du cycle nycthémèral lorsque des actes d’études (prise de sang pour de la bioanalyse, par exemple) doivent se faire pendant la période nocturne - Pour des cas exceptionnels, stress, inconfort lié à la mise dans un compartiment individuel pour une durée maximum de 16 h pour recueil d’urines/fèces - Douleur légère à modérée en post-opératoire (quelques jours) pour la pose des cathéters ou d’implants de capteurs collectant des données physiologiques (par exemple pression artérielle, ventriculaire, pleurale, ECG, EMG ou autres) - Effets toxicologiques ou pharmacologiques légers à modérés dus à l’administration des médicaments ou produits chimiques à tester (perte de poids, léthargie, excitation, baisse en consommation de nourriture, tremblements, irritation ou inflammation locale au site d’administration…). Des points limites précoces adaptés sont mis en place selon la typologie d’etude et la classe du produit à tester afin d’eviter une prolongation inutile des effets observés. En cas d’atteinte de ces points limites, des mesures seront rapidement prises pour limiter la souffrance (mise en place d’un traitement analgésique, diminution de la dose testée, suspension de la procédure ou euthanasie).
Devenir
En accord avec le plan d’étude, les animaux pourront être : 1) euthanasiés en fin d’expérimentation en vue d’examen et de prélèvements d’organes ou tissus (examens macroscopiques, microscopiques et/ou squelettiques) tels que requis par la réglementation pour la détermination des organes cibles ; 2) gardés en vie et retournent en zone d’hébergement hors étude suite après avis vétérinaire avec l’évaluation de la gravité réelle des procédures subies ; 3) replacés en accord avec la structure en charge du bien-être animal et les vétérinaires ; 4) hébergés en attente d’inclusion en étude qui sera conditionnée par un examen vétérinaire favorable.
Remplacement
Il n’existe actuellement pas d’alternatives à l’utilisation d’animaux permettant de déterminer la toxicité de substances suite à une exposition systémique. Il est nécessaire d’avoir accès à un modèle expérimental, tel que le chien, pouvant mimer au mieux les interactions biologiques et physiologiques complexes observés chez l’Homme. L'utilisation du chien répond aux exigences réglementaires pour la réalisation d'études précliniques. Le choix du chien est fait en fonction des données de pharmacocinétiques, de métabolisme et de pharmacodynamiques disponibles ainsi qu’en fonction des similitudes entre l’homme et l’animal. Pour les produits à usage vétérinaire administré chez le chien, on choisira et utilisera cette espèce cible. De plus, dans ces études, un relevé des signes cliniques et un suivi des paramètres sanguins et une observation microscopiques des organes post-mortem sont requis ce qui serait impossible à faire via des méthodes alternatives. Il est donc nécessaire d’avoir accès à l’animal dans son intégralité pour évaluer les effets du produit.
Réduction
Le nombre d’animaux pour les études réglementaires est défini dans les lignes directrices internationales applicables. Ce nombre est adapté selon le nombre de produits testés, le nombre de doses testées et de la présence ou non d’une période de réversibilité (effet à long terme). Pour les études préliminaires, le nombre d’animaux par lot est réduit au minimum permettant d’obtenir des résultats exploitables et en tenant compte des objectifs de l’étude, du nombre de doses testées et du nombre de produits. Le nombre d’animaux est revu par le Directeur d’étude et est mentionné dans le plan d’étude.
Raffinement
Pour améliorer leur bien-être, les chiens seront hébergés en groupes sociaux sauf incompatibilité avec la procédure expérimentale ou incompatibilité comportementale. Les chiens seront hébergés dans des boxes équipés de planchette de repos et ont à disposition des jouets (dont le renouvellement est effectué régulièrement). Pour se défouler, les chiens bénéficient d’un temps d’activité/exercice dans une zone dédiée plusieurs fois par semaine. Les techniques engendrant le moins d’inconfort ou sur une durée la plus courte possible pour l’animal seront privilégiées. Les actes pouvant engendrer du stress ou de l’inconfort seront réduits au minimum nécessaire (fréquence et durée) et seront réalisés sous anesthésie avec un protocole analgésique adapté le cas échéant. Les animaux seront observés au moins 1 fois par jour (incluant les week ends et jours fériés) afin de permettre la détection rapide de signes cliniques par un personnel d’étude formé et d’agir au plus vite pour limiter toute souffrance ou douleur. En cas de signes cliniques ayant un impact sur le bien-être animal, des mesures rapides et appropriées seront prises par le vétérinaire (mise en place d’un traitement médical, interruption des administrations, réduction de la dose testée par exemple, euthanasie si nécessaire).
Choix des espèces
Il s’agit d’une justification réglementaire. En effet, le chien est une espèce non-rongeur acceptée par les agences réglementaires. Le choix de cette espèce répond à des critères scientifiques précis telles que des données de pharmacocinétiques, de métabolisme et de pharmacodynamiques disponibles mais aussi en fonction des similitudes entre l’Homme et l’animal. De la naissance à adulte mature. En fonction du type d’étude, de la population visée (ou animaux visés si médicament vétérinaire), l’âge le plus adéquat sera choisi.
Utilisation de souris transgéniques pour étudier des interactions protéiques dans la régulation du métabolisme énergétique en physiologie et en physiopathologie
- Recherche appliquée
- Troubles gastrointestinaux
- Recherche fondamentale
- Oncologie
- Système endocrinien
- Système gastrointestinal
1 664 souris génétiquement modifiées, privées d'un à trois facteurs dans le foie, vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Une partie est nourrie quinze semaines avec un régime hypercalorique jusqu'à développer diabète et accumulation de graisse dans le foie, l'autre suivie un an avec des tests de glycémie répétés. Toutes sont tuées pour prélever sang et organes. Le projet étudie la coopération entre facteurs de transcription du métabolisme, présentés comme des cibles thérapeutiques contre les maladies liées à l'obésité.
Objectifs
L’obésité est en constante augmentation et représente un facteur de risque majeur pour le diabète de type 2 et d’autres maladies telles que la stéatose hépatique métabolique. Le foie est un organe majeur pour la régulation de l’homéostasie énergétique et contrôle de nombreuses fonctions métaboliques et des réponses inflammatoires. De nombreuses fonctions hépatiques sont assurées par des facteurs de transcription qui coopèrent pour réguler l’expression de gènes. La dérégulation de ces processus est l’un des mécanismes observés lors du diabète de type 2 et de la stéatose. Dans ce projet, nous souhaitons étudier les rôles respectifs et les coopérations potentielles entre plusieurs facteurs de transcription dans la régulation du métabolisme en condition physiologique et dans l’obésité induite par l’alimentation. Nous disposons au laboratoire de souris spécifiquement délétées pour un ou plusieurs facteurs de transcription dans les hépatocytes. Ces animaux, hébergés pour certains d'entre eux à thermoneutralité, seront soit nourris avec un régime standard et suivis au cours du temps, soit nourris avec un régime hypercalorique pendant 15 semaines. Les effets seront évalués grâce à des bilans sanguins et des analyses du foie.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de déterminer les rôles spécifiques ainsi que les potentielles interactions ou redondances entre différents facteurs de transcription impliqués dans la régulation du métabolisme hépatique, en condition physiologique et physiopathologique.Les facteurs de transcription étudiés sont des cibles thérapeutiques de choix pour le traitement des maladies métaboliques associées à l’obésité et il existe actuellement un intérêt croissant pour le développement de molécules ciblant simultanément plusieurs de ces facteurs. Les résultats obtenus lors de ces expériences apporteront ainsi une contribution à la recherche biomédicale.
Procédures
Des groupes d’animaux seront nourris à volonté avec un régime standard et suivis pendant 1 an (512 animaux). D’autres groupes, hébergés à thermoneutralité, seront nourris à volonté avec un régime standard ou hypercalorique pendant 15 semaines (1152 animaux). -pesées hebdomadaires - 6 mesures de la glycémie (tous les 2 mois sur 1 année) pour 512 animaux à partir d’une goutte de sang . La mesure ne nécessite pas de contention et prend moins de 5 secondes. - 2 mesures de la glycémie pour 1152 animaux - 3 tests de tolérance au glucose et 3 tests de tolérance à l’insuline sur une année pour 512 animaux, consistant en 6h de jeûne, suivi d'une mesure de la glycémie (temps 0) puis administration orale de glucose ou injection d'insuline prenant moins de 30 secondes, puis de mesures de la glycémie toutes les 15 min pendant 2 h (6 prélèvements de moins de 5 secondes). - 1 test de tolérance au glucose et 1 test de tolérance à l’insuline sur 1152 animaux - un dernier prélèvement sanguin avant la fin de l’étude pour tous les animaux
Impact sur les animaux
Les animaux nourris avec le régime hypercalorique vont progressivement prendre du poids associé à des perturbations métaboliques progressives telles que le développement d’un diabète (hyperglycémie, intolérance au glucose, résistance à l’insuline) et d’une stéatose (accumulation de lipides dans le foie). Ces altérations s’installent de manière progressive sur plusieurs semaines et correspondent à une nuisance d’intensité modérée, sans altération brutale de l’état général des animaux. La piqûre pour obtenir la goutte de sang peut entraîner une douleur ponctuelle de faible intensité (quelques secondes), sans effet persistant. Le dernier prélèvement de sang peut entraîner un stress des animaux lié à la contention et une brève douleur d’intensité très modérée. L'administration de glucose ou d'insuline peut également entraîner un stress de quelques minutes lié essentiellement à la contention. Lorsqu'il est réalisé par du personnel expérimenté, ce geste n'entraîne pas de douleur significative ni de complication.
Devenir
A la fin des procédures, tous les animaux seront euthanasiés afin de récolter le sang et différents organes pour effectuer les analyses permettant de répondre à la question scientifique.
Remplacement
Des méthodes alternatives utilisant des cellules de foie par exemple pourraientt être envisagées. Néanmoins, le métabolisme énergétique est un processus complexe qui met en jeu des interactions entre plusieurs organes (foie, tissu adipeux, intestin, muscle, cerveau) qui sont difficiles à reproduire avec des cellules en culture. L’utilisation d'un organisme vivant, dans lequel tous les organes fonctionnent ensemble, est donc nécessaire. De plus, l’utilisation de souris transgéniques rend possible la délétion d’une protéine d’intérêt dans un organe spécifique pour étudier son rôle et il est possible d’induire une obésité chez la souris grâce à un régime hypercalorique.
Réduction
Le nombre d'animaux pour ce projet est défini pour permettre d'une part de répondre aux questions scientifiques et d'autre part de respecter la réduction du nombre d'animaux au maximum. Ainsi nous utiliserons le plus petit nombre d'animaux possible qui est requis pour répondre à nos questions scientifiques et conduire à des résultats exploitables et statistiquement significatifs. Ce nombre d'animaux a été déterminé par des tests statistiques appropriés et est basé sur des résultats provenant d'expériences antérieures du laboratoire.
Raffinement
Nous veillerons au bien-être des animaux tout au long des expérimentations en leur assurant les meilleures conditions d’hébergement (hébergement collectif, environnement contrôlé, enrichissements du milieu de vie). L’hébergement à thermo-neutralité permet de limiter le stress dû au froid. Les animaux seront habitués à l’expérimentateur et les gestes techniques seront réalisés par une personne formée et expérimentée. Nous surveillerons également attentivement l’apparence physique externe, le poids et le comportement des animaux, et nous mesurerons les consommations alimentaire et hydrique. Des points limites gradés seront mis en place pour l’évaluation de ces différents paramètres. Si un critère d'arrêt est atteint, l'animal sera retiré de la procédure et replacé en conditions d’hébergement standard après examen par la vétérinaire référente.
Choix des espèces
L’utilisation de souris de laboratoire permet d’étudier le rôle de protéines spécifiques en utilisant des souris transgéniques. Les modèles utilisés dans ce projet (délétés pour 1, 2 ou 3 protéines dans le foie) existent uniquement chez la souris. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (8 semaines d’âge minimum) car le développement du foie est terminé et nous nous intéressons au métabolisme chez l’individu adulte.
Etude de pharmacocinétique d’un nouveau traitement contre les pathologies neurodégénératives administré par voie orale chez le macaque cynomolgus.
- Recherche appliquée
- Troubles nerveux
Gardés en vie et réutilisés à l'issue, 3 macaques à longue queue vont être utilisés dans une étude de pharmacocinétique, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit jusqu'à trente prélèvements de sang, une administration intraveineuse sous anesthésie et deux administrations orales en contention vigile, sur six à neuf semaines. Le projet teste une forme orale d'un médicament contre les maladies neurodégénératives, déjà administré par voie intraveineuse. Le macaque est retenu pour la ressemblance de son système digestif avec celui de l'humain.
Objectifs
Ce projet concerne le développement d’un nouveau médicament destiné au traitement de maladies neurodégénératives graves, comme la sclérose latérale amyotrophique. Les études déjà réalisées chez plusieurs espèces animales ainsi que chez des volontaires sains ont montré que ce médicament est bien toléré et ne présente pas de toxicité notable. Actuellement, ce traitement est administré par injection intraveineuse plusieurs fois par semaine à l’hôpital. Ce mode d’administration est contraignant pour les patients, car il nécessite des interventions répétées par du personnel médical, et entraîne des coûts élevés. L’objectif principal du projet est de développer une forme du médicament pouvant être prise par voie orale, sous forme de comprimé. Cette approche vise à simplifier le traitement, en le rendant plus facile à administrer et plus adapté à une utilisation sur le long terme. Le projet a pour but de vérifier si cette nouvelle formulation permet au médicament de passer correctement dans la circulation sanguine et de rester suffisamment longtemps dans l’organisme pour agir. Ces paramètres seront étudiés chez des primates non humains, afin d’obtenir des informations pertinentes pour une utilisation future chez l’Homme. À terme, cette nouvelle voie d’administration pourrait améliorer la prise en charge des patients et permettre d’envisager l’utilisation de ce médicament dans d’autres maladies neurodégénératives chroniques, comme la maladie d’Alzheimer.
Bénéfices attendus
A court terme, ce projet permettra d’établir l’intérêt de la formulation de comprimés pour l’administration par voie orale d’un nouveau médicament qui est prometteur pour les pathologies neurodégénératives (diminution des symptômes ou de l'avancée des maladies) pour ensuite poursuivre avec des études d’efficacité puis des études réglementaires de mise sur le marché d’un nouveau médicament. Si ce projet démontre que l’administration du médicament par voie orale est équivalente à l’administration par voie intraveineuse cela permettra aux patients de bénéficier d’un meilleur confort de traitement.
Procédures
Dans ce projet, les 3 animaux sont soumis à : - Trois périodes d’isolement en cage individuelle (sans isolement visuel et olfactif avec ces congénères) pendant une durée
Impact sur les animaux
Ce nouveau médicament a déjà été évalué chez plusieurs espèces animales dont le macaque cynomolgus et n’a pas montré d’effet indésirable après administration par voie intraveineuse. Nous ne connaissons pas les éventuels effets indésirables après administration par voie orale. Les administrations et les prélèvements sanguins réalisés en contention vigile engendreront du stress et une douleur liée à la piqûre, et les prélèvements sanguins répétés pourront entrainer l’apparition d’hématomes.
Devenir
Tous les animaux (3) sont gardés en vie à la suite de cette procédure. Ils seront examinés par un vétérinaire pour vérifier qu’ils ont recouvré leur état de santé en fin de protocole.
Remplacement
Il n'existe pas de méthodes alternatives pour remplacer le présent projet. Des études in vitro ont déjà été réalisées mais ne permettent pas de reproduire toutes les conditions représentant la complexité d'un système digestif humain. Le modèle animal est donc nécessaire pour évaluer le passage dans le sang et l'élimination de ce nouveau médicament après administration par voie orale dans le temps.
Réduction
Étant donné que ce nouveau médicament est éliminé rapidement de l’organisme, l’utilisation continue des 3 mêmes animaux au cours de l’étude est possible, tout en respectant des phases de repos (2 à 3 semaines) entre les différentes phases expérimentales. Le nombre pertinent d’animaux retenu est de 3 par phase. Ce choix repose sur des données issues d’études antérieures réalisées chez le primate non-humain, notamment lors d’injections intraveineuses de ce nouveau médicament, ainsi que sur l’analyse d’études similaires rapportées dans la littérature. Dans ces travaux précédents, un effectif de 3 animaux par groupe avait permis d’obtenir des résultats satisfaisants concernant le passage du médicament dans la circulation sanguine ainsi que son élimination. Ainsi, cet effectif est considéré comme scientifiquement pertinent pour générer des données fiables tout en respectant le principe de réduction du nombre d’animaux.
Raffinement
- Hébergement : Les animaux pourront être temporairement placés en cage individuelle pendant de courtes périodes (moins de 24 heures), toutes les 2 à 3 semaines, afin de faciliter leur manipulation et d’éviter les conflits entre individus ne se connaissant pas. Ils garderont un contact visuel et olfactif avec leurs congénères. En dehors de ces périodes, les animaux seront maintenus dans leurs groupes sociaux habituels. Dès leur arrivée, ils sont habitués à la présence humaine et aux manipulations. Un programme d’enrichissement adapté à l’espèce et à l’âge des animaux est mis en place sur tout le site, comprenant des structures, des objets à manipuler et des friandises, et est supervisé par le responsable du bien-être animal. - Procédures : Pour l'administration par injection intraveineuse, les animaux seront anesthésiés afin de réduire le stress et la douleur liés aux manipulations et aux prélèvements sanguins. Après réveil, les prélèvements suivants seront réalisés sans anesthésie pour éviter des anesthésies répétées. Pour les administrations par voie orale, aucune anesthésie ne sera utilisée pour garantir la sécurité des animaux. Toutes les manipulations sont effectuées de manière à minimiser le stress. - Prélèvements et suivi : Pour réduire l’impact des prélèvements sanguins répétés, différents sites de ponction seront utilisés et alternés. En cas de marque ou de petite réaction locale, des soins appropriés seront appliqués. Des critères précis de surveillance permettent d’évaluer l’état des animaux tout au long de l’étude. Si des signes de souffrance apparaissent, la procédure sera interrompue immédiatement.
Choix des espèces
Parmi les différentes espèces envisageables, le macaque cynomolgus apparaît comme le modèle le plus pertinent, en raison de la proximité de son système digestif avec celui de l’Homme. À l’inverse, la souris et le rat présentent un système digestif trop différent de celui de l’humain. Par ailleurs, cette étude constituant une analyse préliminaire et la vitesse de passage du nouveau médicament dans la circulation sanguine après administration par voie orale restant inconnue, nous souhaitons éviter des modèles présentant une vidange de l'estomac trop rapide, comme c'est le cas chez le chien, ou trop lente, comme chez le porc. Les animaux utilisés seront des juvéniles ou de jeunes adultes ne dépassant pas les 5kg afin de pouvoir garantir une contention vigile sécuritaire pour le personnel lors des administrations par voie orale notamment (absence de canines adultes).
Evaluation de l’efficacité, de l’innocuité et de la durabilité de nouvelles méthodes et techniques pour l’hémostase – 2/2
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Diagnostic des maladies
- Troubles cardiaques
Moutons : 100
200 animaux, 100 porcs et 100 moutons, vont être utilisés pour tester des dispositifs d'hémostase chirurgicale, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Chaque animal subit des prélèvements de sang répétés, une anesthésie générale et des interventions chirurgicales pouvant durer plusieurs heures pour implanter et évaluer les dispositifs. Tous sont tués à la fin pour une nécropsie et un examen des tissus exigés par la réglementation. Le projet mêle une phase de mise au point des prototypes et une phase réglementaire de validation, sur des espèces choisies pour la ressemblance de leurs vaisseaux avec ceux de l'humain.
Objectifs
Les dispositifs implantables chirurgicalement sont des dispositifs médicaux conçus pour être insérés en totalité ou partiellement dans le corps humain, ou à remplacer une surface épithéliale, grâce à une intervention chirurgicale et à demeurer après l'intervention de façon temporaire ou définitive, pour soutenir les fonctions d'organes ou de tissus spécifiques, surveiller les activités physiologiques ou administrer des médicaments. L'hémostase est l'ensemble des mécanismes biologiques pour le maintien du sang à l'intérieur des vaisseaux, qui se mettent en place pour arrêter le saignement après la lésion d'un vaisseau, qu'elle soit d'origine traumatique, pathologique ou iatrogène. Quand les techniques conventionnelles sont insuffisantes, l’hémostase peut être améliorée en chirurgie par les hémostatiques dits chirurgicaux. Les hémostatiques chirurgicaux regroupent des médicaments et des dispositifs médicaux qui ont un champ d’utilisation très large à l’hôpital. Ceci est expliqué par les nombreux facteurs de risques hémorragiques liés aux patients ainsi qu'à la chirurgie. A ce jour, il n’existe encore aucune stratégie thérapeutique validée pour orienter le chirurgien vers le choix de produit le plus adapté à chaque situation. Ce projet de recherche s’intéresse au traitement des plaies vasculaires et à l’hémostase chirurgicale et se déroulera dans deux Etablissements Utilisateurs (EU 1 et 2). Il a pour objectif ultime de développer de nouvelles approches multimodales de prise en charge. Ces stratégies intéressent directement le développement de modèles animaux pertinents afin de valider de nouvelles approches thérapeutiques pour s'assurer de l'innocuité et de l'efficacité de ces dispositifs d'hémostase. En l'absence de méthodes de remplacement pour reproduire fidèlement les contextes clinique, fonctionnel, anatomique et tissulaire, l'évaluation et le développement des nouveaux dispositifs et techniques pour l’hémostase chirurgicale par des méthodes de chirurgie standard et mini-invasives requièrent une phase préclinique de recherche et de développement sur l'animal vivant. Les objectifs du projet sont doubles : raffiner les prototypes pour en geler les versions jugées efficaces (efficacité) et sécuritaires (innocuité) dans la phase initiale du projet, puis ces versions entreront alors dans la phase règlementaire du projet pour valider les dispositifs, méthodes et techniques selon la règlementation en vigueur (ISO 10993, BPL OCDE, GLP FDA 21 CFR part 58).
Bénéfices attendus
L'avantage escompté et les bénéfices attendus sont une amélioration de la prise en charge des patients, une amélioration de la durabilité, de l’efficacité et de la sécurité des implants pour améliorer leur tolérance et éviter leur rejet et ainsi les ré opérations parfois multiples des patients, pour réduire les temps de cicatrisation et le traumatisme tissulaire, corollaires de ces interventions et qui handicapent les patients, ainsi que l'occurrence d'effets indésirables comme les infections grâce au recours à des méthodes d'implantation mini-invasives. Un autre avantage important des techniques mini-invasives est de permettre une récupération plus rapide des patients avec des durées d'hospitalisation et de convalescence réduites.
Procédures
Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : - Des prélèvements sanguins sur animaux vigiles ou légèrement sédatés, pour tous les animaux du projet. La fréquence des prélèvements pouvant être couramment d’un prélèvement par semaine et d'une durée de moins de cinq minutes - Des préparations à l’anesthésie pour les examens d'imagerie et d'implantation chirurgicale qui consistent en la pose d'un cathéter et en l'injection des produits utilisés pour la prémédication et l'anesthésie. Durée de moins de dix minutes. Comme pour les interventions chez l'Homme, les interventions chirurgicales et les examens d'imagerie sont toujours réalisés sous anesthésie générale (évitant tous stress et douleur pour les animaux) et pourront durer jusqu'à plusieurs heures en cas d’intervention chirurgicale complexe pour tous les animaux du projet. Dans ce projet, les actes d'imagerie pourront être réalisés dans les EU 1/2 et 2/2. La période d'acclimatation d'une durée de 7 jours se fera dans l'EU 2/2. Les actes chirurgicaux d'implantation de dispositif et/ou d'évaluation de technique chirurgicale avec ou sans réveil seront réalisés dans l'EU 1/2. Le suivi clinique et fonctionnel des animaux après les procédures chirurgicales ainsi que les administrations de soins pourront être réalisées dans les EU 1/2 et 2/2. Pour les études chroniques, les évaluations finales avec euthanasie pourront être réalisées dans les EU 1/2 et 2/2.
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables attendus sur les animaux sont exactement les mêmes que ceux attendus sur un futur patient humain : - La faim ,lors de la mise à jeun (12 heures pour les porcs, 12 à 16 heures pour les ovins) de l’animal préalablement à l’anesthésie, - Le stress physique induit par la contention/manipulation/pose de cathéter au moment de la préparation de l’anesthésie, - En fonction des besoins et préalablement à la procédure d'évaluation du dispositif, l'induction d'une lésion à la faveur d'une intervention chirurgicale mini-invasive, - La douleur en phase postopératoire : jusqu'à plusieurs jours en fonction de l’invasivité de la technique, pour ces derniers points, des mesures de raffinement sont mises systématiquement en place pour minimiser ces effets (comme par exemple le recours systématique à l'anesthésie générale avec prise en charge multimodale de l'analgésie per, et post-opératoire avec l'usage systématique de traitements anti-inflammatoires et anti-douleur opiacés avec ajout d'anesthésiques locaux pour certains actes chirurgicaux, la protection et la surveillance des plaies, la surveillance du reveil d'anesthésie dans des espaces calmes et spécialement aménagés avec évaluation et scoring de la douleur réguliers, ou la mise en place d'un suivi clinique quotidien des animaux avec surveillance des signes de douleur par des Techniciens spécialement formés supervisés par des Véterinaires).
Devenir
Pour toutes les procédures du projet, la nécessité de collecter des données scientifiques se fera au niveau clinique, au niveau biologique (hématologie et biochimie par exemple), au niveau fonctionnel (données issues des scanners, IRM par exemple) et enfin au niveau tissulaire par la réalisation d'une évaluation nécropsique et d'une évaluation histopathologique après euthanasie des animaux qui déterminera la tolérance locale et générale ainsi que l’altération du dispositif (durabilité). La bonne réalisation de ce suivi règlementaire garantit donc une évaluation complète et des dispositifs testés dans le projet.
Remplacement
La validation des dispositifs médicaux implantables et des méthodes techniques innovantes dans ce projet requiert la vérification de la sécurité et de l’efficacité des implants. Le recours à l’animal vivant pour évaluer les différentes versions de prototypes afin de reproduire fidèlement les contextes clinique, fonctionnel, anatomique et tissulaire qui seront visés par les applications chez les patients est indispensable. En effet leur utilisation in fine chez les patients représente des procédures à haut risque létal et il est donc indispensable d’avoir recours à l’expérimentation animale au préalable afin de vérifier le bon fonctionnement des dispositifs et des méthodes d’implantation, leur innocuité et leur durabilité. L’expérimentation sur l’organisme entier, et donc sur l'animal vivant est incontournable, c’est une obligation règlementaire dans le cadre de l’évaluation des dispositifs médicaux implantables.
Réduction
Le nombre d’animaux a été évalué prospectivement et réduit au minimum nécessaire pour répondre aux besoins et objectifs scientifiques du projet, aucune approche statistique n'a été réalisée. Pour réduire le nombre d’animaux, des sélections par méthodes d’imagerie non invasives sont mises en place (IRM, Scanner, Echographie, RX …), permettant par exemple une reconstruction 3D des structures d’intérêt. Un bilan intermédiaire en cours de projet sera effectué pour s’assurer de la pertinence de cette estimation.
Raffinement
Les modèles animaux suivront exactement le cheminement d’un futur patient avec les mêmes exigences et techniques médicales mises en oeuvre pour la réalisation des interventions (personnel hautement qualifié, plateaux techniques opératoires et d’imagerie de pointe). L’ensemble des procédures est conçu pour réduire au maximum le stress, l’angoisse et les contraintes sur les animaux comme le recours systématique à l’anesthésie générale durant les interventions d’imagerie et les procédures chirurgicales. La localisation de la plateforme d'imagerie sur le site même des animaleries permet de réaliser ces examens sur place, réduisant ainsi le recours aux transports pour les animaux et le stress associé. Les paramètres vitaux sont enregistrés et contrôlés par des techniciens spécialisés en anesthésie afin d’adapter les perfusions, l’assistance respiratoire et les dosages d’anesthésiques et d’antalgiques. Un suivi de la température est réalisé pendant toute la procédure d'implantation chirurgicale et des dispositifs de maintien de la normothermie tels que le système de couverture de réchauffement Bair Hugger© ou des tapis chauffants sont utilisés. Les protocoles de réanimation sont standardisés et réalisés par des vétérinaires chirurgiens spécialisés. Pendant et après ces procédures, des protocoles de prises en charge de la douleur sont systématiquement appliqués (AINS et/ou opioïdes). Les animaux sont hébergés systématiquement en groupe sociaux ou individuellement pour les besoins de l'étude, ils ont accès à un enrichissement environnemental multimodal (social, alimentaire, manipulatoire et physique) et dans des conditions environnementales d'hébergement contrôlées et maîtrisées (température et ventilation). Des points limites stricts et spécifiques sont appliqués tout au long du projet. Les transports d'animaux réalisés entre les 2 EU (35 km) seront réalisés à l'aide de véhicules de types camionnettes fermées ayant reçu une autorisation AT1 délivrée par la DDPP, ventilés, climatisés et spécialement équipés pour le transport des animaux vivants (dispositifs d'abreuvement, tapis antidérapants ou cages de transport, suivi et enregistrement des températures lors des trajets, système de surveillance vidéo des animaux). Les personnels en charge sont formés et titulaires du certificat de convoyeur (CCTROV) et le transport est validé par un Vétérinaire. Un bilan intermédiaire en cours de projet sera effectué pour évaluer les dommages réellement subis par les animaux.
Choix des espèces
Les dispositifs testés dans ce projet doivent l’être sur une anatomie semblable à celle de l’Homme avec les mêmes dimensions. Les modèles utilisés ont fait l'objet d'études similaires et sont considérés comme pertinents et appropriés à cette fin. - Les systèmes cardio-vasculaires du mouton et du porc reproduisent fidèlement la physiologie et l'anatomie humaines (taille des vaisseaux, fonction cardiaque, pression et débits,...) et les processus d'hemostase et de cicatrisation sont similaires à ceux observés chez l'homme. - La taille relative de ces modèles animaux permet une visualisation à l'aide d'équipements de chirurgie interventionnelle et d'imagerie standards utilisés chez l'Homme. Les animaux utilisés pourront être des juvéniles ou adultes. L’objectif scientifique est d’avoir une anatomie de taille, une physiologie ou une situation clinique comparable à celle observée chez l’Homme.