Recherche appliquée

Une échographie par semaine sous anesthésie, deux IRM d'une heure chacune, une imagerie optique et un prélèvement sanguin hebdomadaires : 3 900 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des cellules tumorales pancréatiques leur sont injectées sous la peau ou implantées chirurgicalement dans le pancréas, avant les chimiothérapies hebdomadaires et les produits de thérapie génique. Le porteur décrit une douleur liée à la croissance tumorale qui apparaît dans les 12 à 48 heures après l'implantation puis s'intensifie, avec une perte de poids pouvant atteindre 20 %. Le choix se porte sur des lignées immunodéficientes permettant la greffe de tumeurs humaines, que le porteur présente comme des approches de référence en préclinique.

Objectifs

Le cancer du pancréas (adénocarcinome canalaire) représente la troisième cause de mortalité par cancer dans les pays occidentaux. Son pronostic reste très défavorable, en raison de l'absence de biomarqueurs permettant un diagnostic précoce et du manque d'alternatives thérapeutiques efficaces lorsque la chirurgie curative n’est pas possible. Les chimiothérapies actuelles n’offrent qu’un bénéfice limité en termes de survie, et les thérapies ciblées ou immunothérapies n’ont pas encore démontré d’impact clinique significatif. Dans ce contexte, notre équipe mène depuis plusieurs années des recherches fondamentales et translationnelles, avec pour objectifs de mieux comprendre les mécanismes d’initiation de la maladie, d’identifier les patients à risque ou porteurs de lésions précoces, de surmonter la résistance aux traitements et de développer des stratégies thérapeutiques personnalisées.

Bénéfices attendus

Notre recherche vise à mieux comprendre le cancer du pancréas afin de développer des traitements plus efficaces et mieux adaptés à chaque patient. Nous étudions les mécanismes à l’origine du développement de la tumeur et de sa résistance aux traitements, en particulier le rôle des gènes, des protéines et de leurs interactions. Nous nous intéressons également à de nouvelles approches thérapeutiques, comme l’utilisation de virus capables de cibler spécifiquement les cellules cancéreuses, ainsi qu’au développement de tests de diagnostic non invasifs à partir de biomarqueurs présents dans le sang. L’objectif est de transformer ces découvertes en solutions thérapeutiques innovantes et personnalisées, avec l’espoir d’améliorer à terme la prise en charge des patients atteints de cancer du pancréas.

Procédures

Sur la période considérée, les souris recevront une injection sous-cutanée de cellules tumorales pancréatiques. D’autres feront l’objet d’une implantation de cellules tumorales directement dans le pancréas, réalisée par voie chirurgicale. La transplantation sera réalisée en une seule intervention par animal, sous anesthésie générale, pour une durée d’environ 15 à 20 minutes. Un traitement antidouleur adapté sera administré afin de prévenir et de réduire toute douleur après l’opération. Les chimiothérapies seront administrées une fois par semaine, pour une durée maximale de trois semaines, par voie intrapéritonéale, intraveineuse ou sous-cutanée, en fonction des propriétés de la molécule testée. Les produits de thérapie génique seront administrés soit directement au niveau de la tumeur, soit par voie intraveineuse ou intrapéritonéale, en fonction du type de vecteur utilisé et des objectifs de l’étude. Lorsque nécessaire pour garantir la précision du geste et le bien-être des animaux, les administrations seront réalisées sous anesthésie et en présence d’antalgique. Dans certains cas, des prélèvements sanguins pourront être réalisés chez des animaux vigiles au cours du développement tumoral. Ces prélèvements servent à détecter des signes précoces de la maladie, à mieux comprendre la progression du cancer et à suivre l’efficacité de traitements expérimentaux. Ils seront limités à un seul prélèvement avant l’apparition de la tumeur, puis à une fréquence maximale d’un prélèvement hebdomadaire pendant la durée de l’expérimentation. Un suivi régulier de la croissance tumorale sera assuré par imagerie non invasive. Des échographies seront réalisées une fois par semaine sous anesthésie générale légère. Des examens d’imagerie par résonance magnétique (IRM) seront effectués sous anesthésie générale à deux reprises : avant administration du traitement puis 1 à 2 semaines après. Chaque examen d’IRM durera environ une heure. Un suivi complémentaire par imagerie optique (environ 5 minutes) pourra également être réalisé avant traitement puis hebdomadairement. L’ensemble des animaux fera l’objet d’une surveillance clinique régulière incluant l’évaluation de l’état général, du poids et de la taille tumorale. Des points limites prédéfinis seront appliqués afin d’éviter toute souffrance inutile, et les animaux atteignant ces critères seront retirés de l’étude et euthanasiés selon des méthodes réglementaires.

Impact sur les animaux

Les procédures expérimentales peuvent entraîner une altération de l’état général des animaux, se traduisant par des modifications comportementales (diminution ou augmentation de l’activité, agitation, agressivité, léchage excessif, automutilation), observables généralement dans les 24 à 72 heures suivant l’intervention ou l’administration expérimentale et pouvant persister de quelques heures à plusieurs jours selon la sévérité de l’atteinte et la réponse individuelle. Des changements de l’aspect physique (perte de poids atteignant 20 %, pilo-érection, variations de la température cutanée), peuvent apparaître de manière progressive entre 48 heures et plusieurs jours après le début de la procédure et se maintenir pendant plusieurs jours à une à deux semaines selon l’évolution clinique et la prise en charge mise en place. Des troubles moteurs peuvent survenir dans un délai de 24 à 96 heures selon la nature du protocole et durer de quelques heures à plusieurs jours. Des douleurs liées à l’implantation et à la croissance des tumeurs peuvent apparaître précocement dans les 12 à 48 heures suivant l’implantation, puis s’intensifier progressivement au cours des jours ou semaines suivants en fonction du développement tumoral. Par ailleurs, l’IRM est susceptible d’induire des effets indésirables indirects liés au stress et à la contention, ainsi qu’à l’anesthésie nécessaire à l’examen (hypothermie transitoire, dépression respiratoire, retard au réveil), ces effets étant généralement de courte durée et réversibles en quelques heures après la fin de l’examen. Des effets liés de manière plus générale au stress (anxiété, agitation), à l’anesthésie (hypothermie, dépression respiratoire, retard au réveil) et aux injections (douleur, réactions locales, inconfort transitoire) peuvent également contribuer à l’altération de l’état général des animaux, avec une durée habituellement limitée à quelques minutes à quelques heures pour les réactions aiguës, et jusqu’à 24 à 48 heures pour certaines réactions locales ou effets résiduels de l’anesthésie.

Devenir

La mise à mort des animaux en fin de procédure est indispensable afin de permettre des analyses comparatives post-mortem nécessaires à l’identification et à la compréhension des mécanismes antitumoraux mis en jeu. À l’issue de la procédure, des prélèvements biologiques multiples seront réalisés afin de maximiser les données obtenues à partir de chaque animal et de limiter le recours à de nouveaux animaux, conformément au principe de réduction. Les organes et tissus prélevés seront soit fixés, soit congelés. Les tissus fixés permettront la réalisation d’analyses histologiques et histochimiques destinées à évaluer l’architecture tissulaire, l’évolution tumorale et l’impact des traitements au niveau cellulaire. Les tissus congelés seront utilisés pour des analyses biochimiques, notamment l’étude de l’expression et de l’activation de protéines d’intérêt impliquées dans les voies antitumorales. Des prélèvements seront également effectués pour l’extraction d’ARN afin d’analyser les niveaux d’expression des gènes d’intérêt et de caractériser les mécanismes moléculaires modulés par les traitements. Des prélèvements sanguins seront réalisés et congelés afin de permettre l’analyse de paramètres circulants et de biomarqueurs reflétant la réponse systémique des animaux. L’ensemble des échantillons sera stocké et répertorié dans une base de données interne à l’équipe, assurant leur traçabilité et leur utilisation dans le cadre des analyses prévues par le projet.

Remplacement

Notre projet sur le cancer du pancréas utilise en priorité des modèles cellulaires et des organoïdes afin de limiter le recours aux animaux. Les cellules tumorales cultivées en laboratoire sont utilisées pour étudier les mécanismes moléculaires, identifier des biomarqueurs et tester de premières stratégies thérapeutiques. Les organoïdes, qui sont des structures tridimensionnelles dérivées de tumeurs, reproduisent mieux certaines caractéristiques des tumeurs humaines, notamment leur organisation et leur hétérogénéité. Ils permettent d’évaluer plus finement l’efficacité de traitements dans un système proche de la réalité biologique. Ces approches in vitro sont systématiquement utilisées pour sélectionner et valider les hypothèses avant toute expérimentation animale. Toutefois, certaines questions, comme l’étude des interactions avec le système immunitaire, la dissémination métastatique ou les effets globaux d’un traitement sur l’organisme, nécessitent l’utilisation de modèles murins. Notre recours à l'expérimentation animale est limitée aux situations où les modèles cellulaires et les organoïdes ne permettent pas de répondre à nos objectifs scientifiques.

Réduction

La taille des groupes de souris est déterminée à partir de nos données antérieures, de la littérature utilisant des modèles tumoraux comparables et d’une estimation statistique préalable. Celle-ci indique qu’un minimum de 6 à 8 animaux analysables par groupe est nécessaire pour détecter une différence biologiquement pertinente dans la progression tumorale. Afin de tenir compte de la variabilité inter-individuelle, de l’hétérogénéité de la prise de greffe, ainsi que d’éventuels décès ou arrêts anticipés pour raisons éthiques, un effectif majoré d’environ 10 % est prévu. Ainsi, 10 souris par groupe recevront une greffe tumorale expérimentale, permettant d’obtenir in fine 6 à 8 individus analysables sans devoir répéter l’étude. Ce dimensionnement garantit la robustesse statistique des résultats tout en respectant le principe de Réduction des 3R. Au cours de l’expérimentation, un maximum de mesures fonctionnelles et de paramètres biologiques sera réalisé de manière longitudinale et non invasive, sans compromettre la finalité scientifique. Les effets et paliers de douleur liés à l’évolution de la pathologie seront pris en compte, avec application stricte des critères d’arrêt et des mesures de bien-être animal. L’enrichissement de l’environnement et le maintien en groupes sociaux seront assurés tout au long de l’étude.

Raffinement

À leur arrivée, les animaux sont hébergés en salle d’acclimatation et bénéficient d’un examen clinique réalisé par un personnel compétent afin d’évaluer leur état général. Leur bien-être est ensuite surveillé quotidiennement tout au long de l’étude à l’aide d’une grille d’observation spécifique, sous la responsabilité de la structure en charge du bien-être animal. Les actes susceptibles d’induire une douleur (interventions chirurgicales, prélèvements, injections intratumorales) sont effectués par des opérateurs qualifiés, avec une gestion appropriée de la douleur et un suivi post-opératoire rigoureux. L’étude est interrompue lorsque les critères d’arrêt prédéfinis sont atteints, notamment en cas de volume tumoral excessif ou de signes de détresse, après avis du vétérinaire référent. Les déplacements entre les zones d’hébergement et les espaces expérimentaux sont organisés de manière à préserver la santé et le confort des animaux. Des mesures d’accompagnement, telles que l’analgésie ou un accès facilité à la nourriture, sont mises en œuvre si nécessaire. Toute manifestation de souffrance est évaluée par le responsable du projet en concertation avec le vétérinaire référent et peut conduire, le cas échéant, à une interruption anticipée de l’expérimentation, conformément aux points limites définis dans le protocole et précisés dans la grille de scoring associée.

Choix des espèces

La souris est le modèle le plus pertinent pour ce projet, en particulier les lignées immunodéficientes permettant les allo- et xénogreffes, qui sont des approches de référence en préclinique oncologique. Ces modèles reproduisent de manière fiable des aspects essentiels de la pathologie humaine et offrent une transposabilité pertinente vers la clinique. De plus, les protocoles expérimentaux sont bien établis, standardisés et partagés, ce qui assure la robustesse des résultats et permet de limiter le nombre d’animaux utilisés, conformément aux principes des 3R. Les animaux pourront être mis à l'étude à partir de 6 à 8 semaines d'âge car ils bénéficient d'un système immunitaire et métabolique matures. Ils seront donc commandés à l'âge de 5 semaines pour prendre en compte la phase d'acclimatation.

Pour démontrer le rôle d'un gène exprimé dans des cellules non neuronales du cervelet, deux lignées de souris reproduisant l'ataxie spinocérébelleuse de type 1 et l'ataxie de Friedreich sont utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. 360 souris sont concernées par ce volet. Chacune subit un prélèvement de tissu à l'oreille, une chirurgie d'une heure sous anesthésie pour injecter un vecteur dans le cervelet, puis des séries de tests comportementaux répétés jusqu'à cinq fois, et une partie d'entre elles une dernière chirurgie d'injection de fixateur. 52 femelles sont réutilisées pour la reproduction avant d'être tuées, les 308 autres tuées pour prélèvement de tissus. Les tests comportementaux, que le porteur qualifie d'indolores et sans dommage durable, ne sont jamais nommés.

Objectifs

Les ataxies cérébelleuses sont un groupe de maladies neurodégénératives caractérisées par des troubles de la marche, une perte d'équilibre et de coordination motrice. Ces troubles sont causés par la dégénérescence des neurones du cervelet. Du fait de la faible prévalence de ces maladies, la mise en place d'études cliniques s'est avérée difficile et, à ce jour, aucun traitement curatif n'est disponible et très peu de médicaments sont proposés aux patients. Au fil des années, des modèles murins reproduisant les symptômes de plusieurs formes d'ataxie cérébelleuse ont été développés. Chaque modèle reproduit les principales caractéristiques génétiques, la dégénérescence cellulaire et les symptômes observés chez les patients. Au sein de ce projet multi-établissement (effectués dans 4 établissements utilisateurs, nommés ici EU1/EU2/EU3/EU4) nous avons sélectionné deux modèles murins d'ataxie cérébelleuse pouvant servir de paradigme pour ce groupe de maladies : l'ataxie spinocérébelleuse de type 1 (SCA1) et l'ataxie de Friedreich (AF). En fait, ces maladies couvrent l'hétérogénéité de ce groupe en termes de mode de transmission, de type de mutation génétique et de fonction de la protéine mutée. Nous avons récemment réalisé une analyse du cervelet afin d'identifier les principaux dysfonctionnements impliqués dans ces maladies. Nous avons constaté que la perte neuronale peut être influencée par des anomalies de certains types cellulaires non neuronaux qui contribuent au bon fonctionnement des neurones. Parmi ces anomalies, nous avons identifié un gène dont l'expression est plus faible chez les souris malades que chez les souris saines, dans les deux modèles de maladie. Ce projet vise donc à rétablir l'expression de ce gène au même niveau que chez les souris saines afin de démontrer son rôle dans la maladie. Dans cette optique, nous injecterons dans le cervelet de souris anesthésiées un vecteur portant un fragment génétique destiné à augmenter l'expression du gène spécifiquement dans un type particulier de cellules non neuronales, avant l'apparition des symptômes. En surveillant le comportement des souris et en réalisant des analyses moléculaires et histologiques ultérieures, nous espérons améliorer ou retarder l'apparition des symptômes chez les souris injectées. En complément, la seconde partie de notre projet tend à démontrer que la diminution d’expression de ce gène à elle seule suffit à faire apparaître les symptômes moteurs de la maladie chez des souris saines.

Bénéfices attendus

Par la modulation d'un gène spécifique et la combinaison de tests comportementaux, d'analyses histologiques, moléculaires et biochimiques, ce projet vise à élucider le rôle des cellules non neuronales dans l'ataxie cérébelleuse. Plus précisément, grâce à deux modèles murins paradigmatiques d'ataxie cérébelleuse, nous cherchons à démontrer la fonction cruciale d'une protéine produite par les cellules non neuronales pour protéger la fonction neuronale et ainsi prévenir les symptômes neurologiques. Ce projet pourrait prouver l'intérêt de ce gène pour le développement de futurs médicaments applicables à plusieurs types d'ataxies cérébelleuses.

Procédures

Les animaux de ce projet seront soumis à un prélèvement de tissus à l’oreille unique, procédure prenant environ 5 secondes au sein de l’EU1 et de l’EU2. Par la suite, un traitement sera administré par une intervention chirurgicale unique durant 1 heure et qui sera réalisée sous anesthésie et analgésie au sein de l’EU3. Des tests comportementaux, dont la durée totale est de 15 minutes, seront réalisés sur les animaux (au maximum 3 répétitions par test, EU3). En fonction du traitement reçu, ces tests seront réalisés soit 1 fois sur les animaux soit 5 fois (au maximum). Pour finir, une partie des animaux recevra une dernière chirurgie avec injection d’un fixateur sous anesthésie et analgésie pour prélèvements d’organes (intervention prenant 10 minutes au sein de l’EU4).

Impact sur les animaux

Un des deux modèles murins de ce projet commence à perdre du poids à partir de 20 semaines d’âge accompagné de symptômes ataxiques. Le second modèle de ce projet ne présente pas de symptômes ataxiques avant 9 mois mais à partir de 4 à 5 mois des symptômes légers de défaut de coordination motrice sont visibles lors de tests comportementaux. Les tests comportementaux ne sont pas invasifs, sont indolores et n’impliquent qu’un court et léger stress ne causant donc aucun dommage durable aux animaux. La procédure chirurgicale d’injection est accompagnée des mesures d’anesthésie et analgésie nécessaires en amont et lors de l’opération. Il est toutefois possible que les animaux soient soumis à de la douleur post-opératoire pendant les jours suivant la procédure. En prévision de cela, nous optons pour un traitement analgésique post-opératoire pour tous les animaux ayant reçu une injection.

Devenir

Les animaux utilisés dans ce projet sont des organismes génétiquement modifiés qui ne peuvent être replacés ou relâchés. Une partie des animaux produits (femelles) sera réutilisée pour reproduction au sein d’un projet d’élevage déjà en place dans l’EU2 avant mise à mort. Le reste sera étudié puis mis à mort pour prélèvement de tissus et analyses histologiques, moléculaires et biochimiques.

Remplacement

Ce projet comprenant un axe d’études comportementales, il n’est pas possible de se passer du modèle animal. De plus, il n’est pas possible à l’heure actuelle de reproduire en culture cellulaire des réseaux neuronaux complexes comme ceux que nous allons étudier.

Réduction

Toutes les procédures ont été conçues pour réduire au minimum le nombre d’animaux utilisés, sans compromettre la fiabilité des résultats des expériences. Les analyses statistiques ont été prévues en amont pour déterminer les tailles d’effectifs adéquates. De plus, afin de minimiser le nombre d’animaux, les mêmes individus seront utilisés pour les analyses comportementales, histologiques, moléculaires et biochimiques Des animaux des 2 sexes seront utilisés car l'ataxie spinocérébelleuse de type 1 et l’ataxie de Friedreich affectent de manière égale les mâles et les femelles. Ceci nous permet de générer moins d’animaux pour former nos groupes expérimentaux.

Raffinement

Le transport court des animaux entre les différents établissements utilisateurs sera réalisé à pied et de préférence en début de journée, pour limiter l’impact sur la phase de repos des animaux, dans une cage fermée placée dans un double emballage opaque et fermé. Les animaux seront habitués à l’expérimentateur avant le début des manipulations pour minimiser leur stress. Nous utiliserons des méthodes de contention peu stressantes, comme des tunnels ou le fait de simplement prendre les souris dans la paume de la main au lieu de les prendre par la queue. Les animaux seront aussi habitués aux dispositifs pour tests comportementaux en amont de la réalisation des tests. De plus, nous effectuons un marquage temporaire de couleur à la base de la queue avec un feutre non toxique afin de différencier plus facilement les souris sans avoir besoin de contention pour les identifier lors du comportement. Les animaux seront surveillés tout au long de l’étude à l’aide d’une liste de points limites adaptés et précoces. Pour la prise en charge de la douleur péri-opératoire, nous avons mis en place un protocole analgésique complet accompagné d’une grille de score adaptée pour surveiller le bon rétablissement des animaux. En complément, une grille de score est mise en place afin de surveiller l’état de santé des animaux et de pouvoir mettre en place un traitement précoce et adapté à l’apparition de symptômes.

Choix des espèces

Dans ce projet, nous avons choisi d'utiliser des modèles murins parce que ces derniers présentent des similitudes anatomiques et physiologiques avec le tissu humain : les mêmes types de cellules avec une organisation tissulaire similaire. Ces similitudes entre le cerveau de la souris et celui de l'homme sont cruciales pour disposer de connaissances solides qui pourront être transférées à l'avenir pour soigner l'homme. Il n'existe pas encore d'outils cellulaires capables de récapituler l'état de développement et la complexité de la structure du cerveau animal. La souris est actuellement l’animal de laboratoire sur lequel nous disposons des plus nombreux outils génétiques et moléculaires pour travailler. Les deux modèles utilisés au sein de ce projet sont déjà bien caractérisés ce qui nous permet de prévoir et gérer l’apparition des symptômes ataxiques ainsi que de tester un traitement par modulation génique avant apparition des symptômes. Les tests comportementaux seront effectués à l’âge où les symptômes ataxiques sont significativement visibles afin de mesurer l’efficacité de notre traitement.

Neuf tests comportementaux répartis sur deux semaines, deux gavages de glucose, une injection d'insuline, dix-neuf prélèvements de sang et un jeûne pouvant aller jusqu'à seize heures sont infligés à 96 souris génétiquement modifiées, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Toutes sont tuées pour prélever cerveau, pancréas, foie, intestin et contenu du cæcum. L'étude cherche à établir si le fond génétique modifie la réponse des souris au fructose, étape que le porteur présente comme préalable à une future étude sur les mécanismes d'action. Les neuf tests censés mesurer l'anxiété, l'humeur dépressive et la mémoire ne sont pas nommés.

Objectifs

La consommation de fructose a fortement augmenté au cours des dernières décennies, notamment par le biais des produits alimentaires ultratransformés et par les boissons sucrées. Plusieurs études ont montré l’impact négatif de cette surconsommation sur la santé (obésité, diabète de type 2, etc.), troubles de l’humeur (anxiété, dépression). On ne sait pas comment le fructose provoque ces effets néfastes. Dans l’intestin grêle, il est peu absorbé par rapport au glucose. Son excès provoque sa présence en quantités anormales dans le gros intestin et y altère la flore bactérienne. Ce phénomène est amplifié chez près de la moitié de la population qui présente des problèmes d’absorption intestinale du fructose, pathologie encore mal diagnostiquée. Des travaux préliminaires sur la souris montrent que les cellules immunitaires du cerveau sont activées par l’excès de fructose indiquant un état inflammatoire néfaste à long terme. De plus, des tests de comportement révèlent un état dépressif de ces animaux. Mais on ne sait pas si le fructose agit directement sur le cerveau ou/et si ses effets sont la conséquence d’un dysfonctionnement intestinal ou sanguin. Cette étude va nous permettre de déterminer si les différences génétiques ont un impact sur les effets du fructose chez la souris.

Bénéfices attendus

Les résultats de ce projet permettront d’évaluer dans quelle mesure le fond génétique des souris et leurs conditions d’hébergement influencent leur réponse au fructose, tant sur le plan comportemental que physiologique. Ces données sont cruciales pour mettre en place une étude sur les mécanismes d’action du fructose.

Procédures

Tous les animaux seront soumis à des tests de comportement durant 5 à 20 minutes pour permettre d’analyser des comportements émotionnels et de mémoire : 4 tests différents répartis sur 4 jours une semaine (jour de repos le mercredi) et 5 tests différents répartis sur 5 jours une autre semaine. Trois semaines sépareront les 2 semaines de tests. Au cours du protocole expérimental, les animaux vigiles seront soumis à 2 reprises à un test de tolérance au glucose et une fois à un test de résistance à l’insuline. Ils recevront au total 2 gavages de glucose et 1 injection d’insuline pour un suivi de la glycémie pendant 2 heures (glycémie mesurée à 7 et 5 temps différents par prélèvement d’une goutte de sang d’une durée inférieure à 10 secondes, soit un total de 19 prélèvements). Les gavages et injections ne durent qu’une dizaine de secondes, maximum 20 secondes. Les animaux seront mis à jeun 16 heures maximum une fois, et 6h deux fois, une fois 4h, puis 2h en fin de protocole. Un prélèvement sanguin sera effectué une fois, d’une durée d’environ 20 secondes.

Impact sur les animaux

Les animaux seront soumis à un stress sur des temps très courts au cours de la contention nécessaire lors des gavages et des prélèvements (moins de 20 secondes). Les animaux seront soumis à un stress durant les tests de comportement (10 minutes maximum). Les animaux seront soumis à une légère douleur lors des prélèvements sanguins. Les souris seront soumises à des périodes de jeûne (16 heures, 6 heures et 4 heures) ce qui n’entraine qu’une diminution modérée de la glycémie et aucune hypoglycémie.

Devenir

L'ensemble des animaux sera mis à mort afin de prélever et analyser certains tissus (cerveau, pancréas, foie, intestin et contenu de caecum).

Remplacement

L’étude des comportements de type anxieux et dépressif, des performances cognitives ne peut être faite que sur des animaux vivants, tout comme l’étude des effets physiologiques d’un changement de consommation alimentaire. Il n’existe pas de modèle in vitro pouvant les remplacer. Enfin, les analyses tissulaires doivent être réalisées sur des organes entiers qui tiennent compte de l’anatomie réelle qui existe chez les individus, en particulier le cerveau constitué d’un réseau de voies nerveuses encore impossible à reproduire.

Réduction

Le nombre d’animaux sera réduit au maximum en se basant sur des articles scientifiques qui ont montré par le biais de tests statistiques des différences entre plusieurs groupes. D’après de précédentes études, 12 animaux par groupe expérimental semblent nécessaires pour obtenir des résultats rigoureux suite aux tests comportementaux.

Raffinement

Pour réduire au maximum le stress des animaux, une semaine avant le début du protocole, ils seront habitués à être pris de leur cage au moyen d’un tunnel en plastique et à être manipulés pour les gestes de contention. Un suivi visuel quotidien des animaux sera opéré et leur poids sera mesuré 1 fois par semaine. Des points limites ont été mis en place et seront appliqués pour limiter au mieux la souffrance des animaux.

Choix des espèces

Le modèle utilisé est la souris, qui est un mammifère comme l’Homme. Les tests de glycémie et de comportement sont bien connus chez ces rongeurs et nous pourrons comparer nos résultats à ceux d’études antérieures. Elles seront étudiées à l’âge adulte (10 semaines) pour reproduire la malabsorption intestinale du fructose observée chez l’Homme lorsque la flore intestinale est mature et évaluer leur santé mentale. Nous utiliserons des animaux génétiquement modifiés qui seront nécessaires pour la poursuite de notre projet, où le transporteur au fructose sera invalidé spécifiquement dans le cerveau ou l’intestin afin de déterminer si l’effet du fructose est du à son action directe au niveau du cerveau ou à sa malabsorption au niveau intestinal.

1 530 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent une ou deux injections provoquant la présence de bactéries dans le sang, puis cinq prélèvements sanguins étalés sur quatre à dix jours selon la procédure, avant récupération de leurs organes. Le bénéfice annoncé, l'identification de nouvelles cibles thérapeutiques face à la résistance aux antibiotiques, reste au conditionnel, quand les atteintes décrites sont l'inconfort des injections et des prélèvements répétés et une perte de poids liée aux infections. L'effectif de 1 530 animaux tient en une phrase, justifié par des "calculs statistiques" dont le détail n'est pas donné.

Objectifs

Les maladies infectieuses sont responsables d’un grand nombre de décès dans le monde et représentent la troisième cause de mortalité en France, avec un impact sanitaire et économique majeur. Les bactéries dites « pathogènes » sont à l’origine de la majorité de ces maladies, soit par leur simple présence dans les tissus infectés, soit par la production de molécules qui déclencheront une réponse immunitaire. L’inflammation est un mécanisme naturel qui permet à l’organisme de se défendre contre les infections. Mais lorsqu’elle est mal contrôlée ou excessive, elle peut contribuer à des déficits immunitaires et des cancers. Une bonne connaissance des phénomènes de contrôle de cette inflammation est donc indispensable pour la protection de l’hôte contre les microbes. L’objectif de ce projet est d’identifier les systèmes impliqués dans la défense de l’organsime contre l’infection. Une étude de la littérature, ainsi que des résultats préliminaires obtenus in vitro sur cellules, ont mis en évidence le rôle de certaines protéines dans la réponse immunitaire contre les bactéries. Nous souhaitons donc confirmer le niveau d’implication de ces protéines dans la bactériémie (présence de bactéries dans le sang) induite chez la souris.

Bénéfices attendus

Du fait de l’étendue actuelle et à venir de la résistance aux antibiotiques, le développement de nouveaux médicaments dans le traitement des maladies infectieuses est crucial. Une meilleure compréhension des mécanismes mis en jeu dans ces échanges entre l’hôte et le pathogène devrait permettre d’identifier de nouvelles cibles pour de nouvelles applications thérapeutiques dans la prise en charge des patients atteints d’infections bactériennes.

Procédures

Les animaux subiront des injections : selon les procédures 1 injection, ou 2 injections espacées de 15 jours. Ils subiront également des prélèvements sanguins à différents temps post injection : 5 prélèvements étalés sur 4 jours ou 5 prélévements étalés sur 10 jours en fonction de la procédure. La durée de chaque intervention n’excède pas une dizaine de secondes. A la fin de l'expérimentation, tous les animaux seront mis à mort.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus sont : un léger inconfort produit par les injections intra-veineuses et les prélèvements de sang répétés, et une perte de poids possible liée aux infections.

Devenir

Les animaux utilisés dans cette demande seront infectés, et leurs organes récupérés après leur mise à mort. Ils ne pouront donc pas être réutilisés.

Remplacement

Des expériences préliminaires ont été réalisées in vitro afin d’identifier au préalables les acteurs du dialogue entre la bactérie et l’hôte. Ces résultats doivent maintenant être confirmés in vivo.

Réduction

Le nombre d’animaux nécessaires à la réalisation de ce projet est basé sur des calculs statistiques permettant de déterminer le nombre minimal d’animaux à utiliser pour avoir des résultats robustes et fiables.

Raffinement

Après infection et/ou toute intervention, ils seront surveillés quotidiennement par les responsables du projet afin de détecter toute apparition de signes de souffrance durables non reliés à l’infection. Le cas échéant les animaux seraient plus particulièrement surveillés et si les symptômes se prolongeaient au-delà de 24 heures, les animaux concernés seraient mis à mort.

Choix des espèces

Le modèle souris est largement décrit dans la littérature comme modèle d'étude pertinent de l'infection in vivo. De plus, les systèmes de défense contre les bactéries pathogènes sont très conservés de la drosophile aux mammifères, et en particulier, les réponses cellulaires de l'hôte vis-à-vis du pathogène sont très similaires entre la souris et l'homme. Nous utiliserons des animaux âgés de 6 à 8 semaines.

Huit passages au scanner sous anesthésie et huit sessions de suivi de la démarche par animal, sur les huit semaines qui suivent l'opération : 36 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue. Un défaut osseux de 2 mm est percé dans un fémur après ouverture des tissus musculaires et cutanés, pour évaluer la combinaison de deux biopansements déjà testés séparément lors d'un projet précédent. Le porteur indique que la douleur postopératoire peut s'accompagner d'une perte de poids, d'une baisse de mobilité et d'une agressivité accrue envers les congénères pendant la première semaine. Il présente cette étude comme un moyen de réduire ensuite le nombre de rats soumis à un modèle de fracture fémorale complète, qu'il décrit lui-même comme plus invasif et plus douloureux.

Objectifs

Le projet vise à évaluer le potentiel de biopansements actifs (scaffolds) et de différents enrichissements sur l'étude de la cicatrisation osseuse. À la suite d’une lésion osseuse, un processus complexe de régénération se met en place. Dans ce contexte lésionnel, une solution innovante permet d'améliorer la régénration osseuse : les scaffolds. Ces biomatériaux offrent une matrice dont les propriétés physico-chimiques guident et stimulent la croissance cellulaire, favorisant ainsi la reconstruction progressive du tissu osseux. Leur potentiel peut encore être renforcé grâce à l’ajout de molécules bioactives, capables d’accélérer et d’amplifier le processus de cicatrisation. Dans ce volet, le projet souhaite étudier le pouvoir cicatrisant de deux biopansements combinés sur le tissu osseux. Ceux-ci ont déjà été testés et validés par le passé lors d'un précédent projet, de façon indépendante et sans enrichissement. Nous souhaitons aujourd’hui tester leur pouvoir cicatrisant en les combinant sur un modèle plus représentatif des contraintes mécaniques que peut subir le tissu osseux.

Bénéfices attendus

Ce projet ambitionne de valider la combinaison de deux biopansements innovants capables de stimuler fortement la cicatrisation osseuse, y compris dans des contextes lésionnels sévères. Ainsi, deux pansements testés lors d'un précédent projet et qui se sont révélés efficaces sur la régénération du tissu osseux indépendamment, ont été retenus afin d’être combinés sur ce projet pour leur propriétés respectives. Le bénéfice final attendu de ce projet sera la mise au point d'un biopansement combiné capable d'accélérer la réparation de défauts sévères.

Procédures

Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : 1- Procédure chirurgicale osseuse (30 min) sous anesthésie volatile (30 min) avec deux injections sous-cutanées pour l'analgésie et l'antibiothérapie (10 secondes chacune) ; Tonte et aseptie (5 min), ouverture des volets cutanés et musculaires (5 min) avec exposition du fémur (5min). Un défaut osseux sera réalisé dans l'un des deux fémurs (5 min). Les volets musuclaires puis cutanés seront refermés à l'aide de fils chirurgicaux (10 min). Les animaux seront mis dans une chambre de réveil pour faciliter le retour à l'état vigile (30 min). Sur les jours suivants la chirurgie, l'antibiothérapie sera poursuivie sur deux jours (2 injections sous-cutanées) et de nouvelles injections d'analgésique seraient réalisées en cas d'apparition de signes de douleur (10 sec). 2- Suivi de la locomotion par un appareil de suivi de la démarche rongeurs toutes les semaines pendant 8 semaines (8*15 min par animal) sans qu'aucune contrainte ne leur soit réalisée. 3- Suivi de la régénération osseuse par imagerie Scanner sous anesthésie volatile (isoflurane) toutes les semaines pendant 8 semaines (8*15 min par animal). 4- Mise à mort terminale avec récupération des tissus en fin d'étude (30 min).

Impact sur les animaux

L'induction des défauts osseux circuclaires de 2mm au niveau des fémurs de rats vont premièrement nécessiter une anesthésie (volatile) et des injections sous-cutanées d'analgésiques. L'anesthésie peut entrainer une hypothermie qui sera à surveiller. Par la suite, ces défauts osseux qui seront induits sont susceptibles d’entraîner des niveaux de douleur modérés. Les nuisances cliniques attendues comprennent notamment une perte de poids et/ou déshydration, une diminution de la prise alimentaire, une diminution de la mobilité, une augmentation du stress (notamment visible par les aspects corporels) ainsi qu’une potentielle agressivité accrue envers les congénères. Des signes d’infection et/ou d’inflammation pourraient également survenir (membre chaud, rouge, glonflé,…) et seront surveillés. Ces manifestations apparaitront principalement au cours de la première semaine suivant la chirurgie et vont tendre à s’atténuer progressivement au fil des semaines.

Devenir

Une mise à mort des animaux est prévue en fin de procédure pour la récupération des fémurs afin de réaliser leur analyse en histologie.

Remplacement

Les biopansements ici testés ont déjà fait l’objet de tests in vitro et in vivo par le biais d'un précédent projet sur le calvarium de rats. Afin de vérifier le potentiel cicatrisant de la combinaison de ces deux pansements sur un modèle plus sévère, et répondre à cette hypothèse scientifique, un nouveau modèle in vitro serait insuffisant. Ainsi, un modèle animal est ici nécessaire afin d’étudier le processus de cicatrisation osseuse dans son ensemble, avec les contraintes que ce tissu peut subir au sein d’un organisme vivant (inflammation locale, vascularisation, remodelage, …). Ceci permettra de garantir la validité, la robustesse et la transposabilité des résultats, condition essentielle pour le développement d’outils thérapeutiques réellement applicables en médecine humaine.

Réduction

Cette étude sera dédiée à la caractérisation de la cicatrisation osseuse dans un modèle de fracture légère. Les données obtenues permettront de valider l'intérêt de ce nouveau biopansement combiné, d’optimiser les paramètres expérimentaux et, surtout, de réduire significativement le nombre de rats utilisés sur le modèle de fracture fémorale complète plus invasive et douloureuse qui viendra compléter cette étude. Ainsi, cette approche progressive contribue directement à limiter l’exposition des animaux aux procédures les plus contraignantes, conformément au principe de Réduction des 3R. Un nombre de 36 rats est prévu sur la procédure, incluant 18 mâles et 18 femelles. Ce nombre a été réduit au maximum afin d’apporter à minima 3 données sur chacun des temps de l’étude tout en gardant une significativité des résultats.

Raffinement

Raffinement de la technique chirurgicale : Des cadavres de rats issus de précédents projets ont été utilisés par le personnel de l’animalerie pour des sessions d’entraînement afin d’affiner et de sécuriser les gestes chirurgicaux de cette procédure. Raffinement des soins pré-per-post opératoires : Tous les rats seront induits en chambre d’induction puis maintenus sous anesthésie gazeuse à l’isoflurane sur un plateau chauffant. Ils recevront également une injection sous-cutanée d'analgésique afin d’assurer une prise en charge optimale de la douleur et seront également mis sous antibiothérapie .Après la chirurgie osseuse, l’animal sera placé dans une chambre de réveil offrant des conditions optimales afin de faciliter un retour à l’état vigile dans un environnement sécurisé et confortable. Au cours des premières heures et jours post-opératoires, la surveillance des rats sera renforcée afin de permettre une prise en charge rapide et adaptée dès l’apparition des premiers signes de souffrance. En cas de détection de signes de souffrance, une administration d'analgésique sera effectuée afin de soulager efficacement la douleur des rats. De plus, de l’hydrogel sera ajouté dans chacune des cages afin de faciliter l’hydratation des rats et de contribuer à réduire leur inconfort post-opératoire. Par la suite, les animaux subiront une surveillance quotidienne, permettant d’intervenir le plus rapidement en cas d’apparition de signes de douleur / stress.

Choix des espèces

Le rat est largement utilisé dans la recherche preclinique, notamment sur les modèles chirurgicaux orthopédiques. La souche de rat choisie est réputée robuste et facilement manipulable, ce qui nous permettra un suivi clinique facilité. D’autre part, les structures anatomiques osseuses sont suffisamment proches de celles de l'homme et assez grandes pour être opérées et pour réaliser une perforation de 2mm dans l'un des deux fémurs. Une revue en cours de publication sur le critical-size defect ainsi que les entraînements ex vivo ont permis de déterminer que des rats âgés de 15 semaines constituent le modèle le plus adapté afin d’étudier la régénération osseuse. En effet, à ce stade de développement, la croissance osseuse est fortement réduite (stade adulte) ce qui réduit les interactions avec l’étude. De plus, les fémurs à 15 semaines, que ce soit chez les mâles ou les femelles, présentent la taille suffisante pour les modèles chirurgicaux réalisés.

Plus petites, dotées d'un cerveau plus petit, les souris double mutantes de ce projet peinent à se déplacer et à communiquer avec le reste de la portée, et leur mortalité augmente vers trois semaines de vie. 942 souris vont être utilisées dans des procédures déclarées d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour prélever le cerveau, à des stades allant de l'embryon à vingt jours de vie. Le porteur écrit pourtant qu'elles "ne subiront aucune procédure expérimentale". Tout animal délaissé par sa mère ou sans poche à lait visible pendant vingt-quatre heures est tué, et les collectes s'arrêtent à vingt jours pour devancer la mortalité.

Objectifs

Notre recherche est orientée vers l’étude de la physiopathologie des maladies neuro-développementales d’origine génétique. Des mutations dans de nombreux gènes ont été identifiées chez des patients avec des troubles du neurodéveloppement. Notre objectif est de comprendre le rôle de ces gènes dans les cellules du système nerveux central et les mécanismes physiopathologiques associés à ces maladies. Plusieurs patients avec des troubles du neurodéveloppement présentent une mutation dans le gène d’intérêt. La protéine issue de ce gène (gène 1) forme un complexe avec une autre protéine (encodée par le gène 2). Ce complexe est indispensable au décodage de certains gènes. Notre collaboration avec des généticiens et d’autres équipes de recherche a permis de mettre en avant l’importance du gène d’étude dans le développement du cerveau. La technique utilisée lors de ces précedentes études nous a permis de moduler l’expression dans une partie des cellules de cortex (environ 1%) et de visualiser un défaut de migration. Nous souhaitons à présent moduler cette expression dans toutes les cellules du cortex pour comprendre les mécanismes impliqués dans les troubles du neurodeveloppement. Afin d’avoir toute la population de cellules du cortex à analyser (et non 1% comme les expériences précédentes), nous avons étudié des souris cKO (Knock-Out conditionnel, c’est-à-dire que le gène d’intérêt est absent uniquement dans le cortex des souris) soit pour le gène 1 soit pour le gène 2. Ces souris ne présentent aucune anomalie au niveau du cerveau. Nous souhaitons à présent étudier les souris cKO pour les deux gènes du complexe (perte de l’expression des gènes 1 et 2 simultanément), ici encore en limitant l’excision des gènes au cortex cérébral des souris. Cette étude permettra de comprendre par quels mécanismes moléculaires le complexe influe sur le développement du cortex.

Bénéfices attendus

Notre étude permettra de comprendre la fonction du complexe étudié dans le neurodéveloppement et les mécanismes par lesquels sa déplétion conduit à des troubles du neurodéveloppement, plus précisément au niveau moléculaire.

Procédures

Ils ne subiront aucune procédure expérimentale.

Impact sur les animaux

Les animaux mutants sont plus petits et ont un cerveau plus petit. Ils pourront avoir du mal à se déplacer et à communiquer avec le reste de la portée, notamment dans le cas des études post-natales. Vers 3 semaines après la naissance, les animaux présentent une mortalité qui semble augmentée d’après nos premières données préliminaires. Dans ce projet, nous n’étudions pas les animaux agès de plus de 3 semaines.

Devenir

Tous les animaux sont mis à mort à la fin du projet afin de prélever les cerveaux et de réaliser les analyses sur ceux-ci.

Remplacement

L’utilisation de l’expérimentation animale pour nos travaux est rendue nécessaire par la complexité de l’environnement du cortex cérébral en développement qui ne peut pas totalement être recréé par des approches in vitro. Nous incluons d’ailleurs dans cette étude des méthodes de culture cellulaire, mais qui nécessitent tout de même des embryons « donneurs ». Le développement du cerveau est très bien caractérisé chez la souris, ce qui nous permet de déterminer efficacement les effets de l’altération de gènes sur le développement embryonnaire cortical.

Réduction

Notre projet est composé de trois études dont la première a pour but de déterminer les stades clés pour les études suivantes, afin de limiter le nombre de stades étudiés en détail et de limiter le nombre d’animaux générés. De plus, nous allons combiner les analyses de protéines et d’ARN sur une même portée (1 hémisphère pour chaque étude au lieu du cerveau entier). Nous utilisons les test statistique adaptés afin d’évaluer différents paramètres chez les animaux portant la mutation par rapport aux contrôles (embryons non porteurs de la mutation de la même portée). Nous avons aussi adapté le nombre de portées à analyser en fonction des expériences à réaliser.

Raffinement

Nous prenons en compte avec la plus grande attention le bien être de nos animaux. L’élevage et la reproduction de nos animaux se font dans un environnement contrôlé permettant une réduction du stress pour l’animal, notamment avec l’ajout de nid et de tunnel dans les cages d’hébergement. La mise à mort est faite par du personnel qualifié. Pour les animaux à 3 semaines de vie (21-22 jours après la naissance), bien qu’ils soient plus petits et aient un cerveau plus petit, nous n’avons jusqu’à présent pas détecté de signe de détresse ou de souffrance. Aucun point limite (maigreur, absence de lait maternel dans l’estomac) n’a été constaté dans les premières portées. Nous faisons toutefois nos collectes les plus tardives à 20 jours de vie, avant l’apparition de la mortalité. Nous effectuons le prélèvement pour le génotypage en post-mortem pour éviter une douleur inutile. En post-natal, pour les animaux étudiés le jour de la naissance ou à 6 jours de vie : nous comptons les nouveaux nés à la naissance et nous nous assurons qu’ils sont bien en groupe dans le nid, attestant que la mère s’occupe de tous ses petits. Tout animal délaissé sera euthanasié pour éviter hypothermie et hypoglycémie. 3 fois par semaine, nous apportons une attention particulière aux points limites suivants : i) l’absence de prise alimentaire par observation de la poche à lait : tout animal sans poche à lait visible pendant 24h est euthanasié ; ii) cyanose: les animaux étant glabres jusqu’à 6 jours de vie, nous observons la couleur de la peau : tout animal cyanosé est euthanasié. Entre 6 et 20 jours de vie: Nous surveillons l’attitude de la mère et tout animal délaissé sera euthanasié pour éviter hypothermie et hypoglycémie. L’apparence du pelage des petits est également un bon indice du soin apporté par la mère. Nous avons noté une taille des nouveaux nés double mutants plus petite (mais de corpulence normale, c’est-à-dire qu’ils ne sont pas anomalement maigres), des cerveaux plus petits et des animaux moins vifs. Le point limite étant une perte anormale de poids, les animaux sont pesés 3 fois par semaine. Si une perte de poids ou un état de maigreur est observé, l’animal est euthanasié. Les animaux ne réagissant pas à une stimulation lors de l’ouverture du nid sont euthanasiés.

Choix des espèces

Nous avons choisi la souris pour étudier les gènes impliqués chez des patients souffrant de troubles neurodéveloppementaux. Les étapes du développement du cerveau sont très bien caractérisées chez la souris, ce qui nous permet de voir les effets des mutations dans des gènes impliqués dans les maladies neurodéveloppementales chez l’homme. Cet animal de petite taille avec environ 8 embryons par portée est couramment modifié génétiquement, ce qui nous permet de mimer les mutations observées chez l’homme. De plus la culture de cellules souches neurales et la culture primaire de neurones à partir de cortex murins sont des techniques bien établies au laboratoire. Selon nos études préliminaires, les très jeunes embryons mutants (avant 2/3 de gestation) ne présentent aucune différence avec les embryons sauvages. A la naissance, nous notons une taille légèrement inférieure et juste avant le sevrage, cette taille ainsi que la taille du cerveau, sont très inférieures chez les double cKO. A deux semaines de vie, on observe également une diminution de la taille (corps et tête) chez les animaux avec une seule copie d’un des deux gènes. Nous souhaitons dans un premier temps étudier tous les stades du développement du cerveau afin de déterminer précisement la dynamique d’apparition des phénotypes et d’identifier le timing précis auquel réaliser la caractérisation moléculaire qui permettra de comprendre les mécanismes qui mènent à l’apparition des phénotypes : stades embryonnaires 14.5 jours, 15.5 jours, 16.5 jours et 18.5 jours post-fécondation et stades postnataux jour de la naissance et 6, 14 et 20 jours de vie. Dans les études suivantes, nous étudierons plus en détail uniquement les stades clé.

Dix-huit vaccins croisés avec et sans adjuvant et selon six voies d'administration : 3 612 souris reçoivent deux à trois injections aux semaines 0, 3 et 5, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Les injections passent par voie intrapéritonéale, sous-cutanée, intradermique, intranasale, intramusculaire ou intravaginale, et sept prélèvements sanguins échelonnés complètent le suivi de chaque animal. Toutes les souris sont tuées pour analyser la moelle osseuse, la rate, les ganglions et les muqueuses par lesquelles entrent les pathogènes. L'effectif découle du criblage lui-même, sept souris par groupe multipliées par le nombre de combinaisons, et le porteur affirme que "la réponse immunitaire générée est sans conséquence sur l'animal".

Objectifs

Les objectifs du projet sont de tester la capacité de vaccins à activer des réponses immunitaires dans les infections comme l’infection à SARS-CoV-2 (nouveaux variants), à Nipah virus (un virus léthal qui émerge contre lequel il n'existe pas de vaccin), HBV (le virus de l'hépatite B contre lequel il n'existe pas de vaccin), Chlamydiae trachomatis (CT, une bactérie sexuellement transmissible contre laquelle il n'existe pas de vaccin), Bordetella pertussis (responsable de la coqueluche dont les cas sont en nette augmentation du fait d'une diminution de la protection induite par le vaccin acellulaire) ou encore Tuberculosis mycobacterium (afin de traiter les formes latentes de la tuberculose) et d’identifier pour chaque vaccin la meilleure voie d’administration et le meilleur adjuvant afin d’obtenir des réponses immunitaires optimales et adaptées à chaque pathogène. Les vaccins que nous évaluons dans ce projet ont démontré leur innocuité dans une précédente étude. Ce qui change ici ce sont les antigènes (petits morceaux de microbes qui ne donnent pas la maladie) véhiculés par ces vaccins. Nous devons nous assurer que ces antigènes sont bien capables d'activer des réponses immunitaires dans un organisme vivant. Cette évaluation préclinique est primordiale avant de pouvoir tester ces vaccins chez l'homme dans des essais cliniques. Certains de nos vaccins sont des anticorps associés à des petits fragments de microbes. Ces anticorps reconnaissent des protéines humaines à la surface des cellules clefs pour activer le système immunitaire. Pour tester ces vaccins, nous devons utiliser des souris génétiquement modifiées qui expriment ces protéines humaines. Le projet vise également à déterminer la persistance de la réponse immunitaire induite par les vaccins après avoir choisi les plus efficaces et l’adjuvant le plus efficace pour chaque vaccin.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus sont le développement de nouveaux vaccins dans des maladies infectieuses avec un impact sur la santé humaine.

Procédures

Les interventions effectuées seront des injections de vaccins (durée: 30 secondes) par voie intrapéritonéale, sous-cutanée, intradermique, intranasale, intramusculaire ou intravaginale selon les procédures ( à semaine 0, 3 et 5) et un prélèvement périodique de sang (durée 30 secondes) pratiqué sur les souris (Semaine (S)-1, S0+1 jour, S2, S3+1jour, S4, S5+1 jour, et le jour de la mise à mort) après la vaccination.

Impact sur les animaux

Les animaux recevront 2 à 3 injections de vaccin et seront soumis à des prélèvements sanguins réguliers. La réponse immunitaire générée est sans conséquence sur l’animal tout le long de la cinétique expérimentale. Les effets indésirables pourraient être une infection après l'utilisation d'aiguilles au moment de l'injection des vaccins ou des prélèvements de sang. Les aiguilles sont changées entre chaque animal pour limiter cet effet indésirable.

Devenir

Les animaux sont mis à mort à la fin de chaque procédure afin d'évaluer les réponses immunitaires induites par les vaccins dans les organes lymphoïdes primaires (moelle osseuse) et secondaires (rate et ganglions lymphatiques) et dans les tissus périphériques portent d'entrée des pathogènes.

Remplacement

Les vaccins utilisés dans ce projet ont déjà été évalués dans un précédent projet. Ce qui change ici se sont les antigènes (petits fragments de microbes qui ne provoquent pas la maladie) véhiculés par nos vaccins. Nous devons nous assurer que ces antigènes sont bien capables d'activer des réponses immunitaires dans un organisme vivant. Cette évaluation préclinique est primordiale avant de pouvoir tester ces vaccins chez l'homme dans des essais cliniques. Les nouvelles versions de vaccins que nous allons tester dans ces modèles animaux ont été présélectionnés sur la base de plusieurs tests in vitro sur des cellules en culture. Ainsi seuls les vaccins candidats qui auront donné les meilleurs résultats seront ensuite utilisés chez l’animal. Nous nous proposons ici de tester l’efficacité de ces vaccins pré-sélectionnés dans des modèles de souris (induction de réponses immunitaires systémiques, muqueuses et de longue durée). Les réponses immunitaires sont des processus complexes dont la mise en place est conditionnée par des interactions dynamiques impliquant de nombreux partenaires cellulaires présents dans différents compartiments de l’organismes (site d’entrée du pathogène/antigène, ganglion drainant, site effecteur). A l’heure actuelle, aucune approche in vitro ne permet de reproduire de façon satisfaisante l’ensemble des phénomènes impliqués dans l’initiation des réponses immunitaires dans le cadre d’une infection naturelle ou après une vaccination. C’est pourquoi nous avons besoin de travailler avec ces modèles animaux.

Réduction

Dans le cadre de la « Réduction », nous avons calculé le nombre minimal de souris (n=7 par groupe) nécessaires pour que les résultats soient significatifs et selon nos précédents travaux. Il s'agit ici de tester 18 vaccins avec et sans adjuvant et injectés selon différentes voies afin de trouver les meilleures conditions d'utilisation de ces vaccins c'est-à-dire l'adjuvant et la voie d'administration qui induiront les réponses immunitaires optimales. Ce nombre est estimé à 3612 souris et est calculé sur la base d’une formule statistique couramment utilisée dans l'expérimentation animale afin de calculer au plus juste le nombre d'animaux par procédure.

Raffinement

Les souris sont élevées avec soin et respect, en présence d’éléments d’enrichissement (bandelette de coton et neslets pour faire un nid et un tunnel en carton pour se réfugier et jouer) afin de réduire au maximum la souffrance animale, qu’elle soit physique ou psychique. Nous avons ainsi établi une grille de bien-être des animaux qui comprend l'évaluation de 10 signes cliniques et prend en compte des points limites. Les animaux sont toujours manipulés par une personne expérimentée.

Choix des espèces

Nous avons choisi de travailler chez la souris car notre projet nécessite d’étudier les réponses immunitaires chez des animaux génétiquement modifiés afin de d'exprimer un gène humain dans un type cellulaire donné. En effet, certains de nos vaccins sont des anticorps associés à des petits fragments de microbes. Ces anticorps reconnaissent des protéines humaines à la surface des cellules clefs pour activer le système immunitaire. Pour tester ces vaccins, nous devons utiliser des animaux génétiquement modifiées qui expriment ces protéines humaines. Ces modifications génétiques sont possibles chez la souris. D’autre part, les modèles murins de vaccination ont déjà été mis au point et sont largement décrits dans la littérature. Les souris seront utilisées à l’âge adulte (après 8 semaines afin de minimiser l’impact des perturbations endocriniennes observées avant cette tranche d’âges).

Pour tester la tenue à six mois d'électrodes cérébrales souples destinées aux troubles de la conscience, 58 miniporcs se font implanter ces électrodes en profondeur dans le cerveau, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal enchaîne des séances d'imagerie d'une à deux heures sous anesthésie, deux enregistrements de l'activité cérébrale par semaine le premier mois puis un toutes les deux semaines pendant cinq mois, et des anesthésies générales de quatre heures destinées à simuler une altération de la conscience. Le porteur annonce des douleurs, une hypothermie, une déshydratation, des troubles neurologiques, un risque d'infection et un risque de rejet de l'implant. Tous les miniporcs sont tués pour l'examen histologique des tissus, sans qu'aucun élément n'indique comment l'effectif de 58 a été arrêté.

Objectifs

Jusqu’à 6 % de la population mondiale souffrirait de troubles de la conscience (DoC) caractérisés par une altération aigue et globale des fonctions mentales et une incapacité à répondre à des stimuli. Les DoC comprennent le coma, l’état végétatif (absence de conscience en dépit d’une vigilance préservée) et l’état de conscience minimale (mais incapacité à communiquer). Ils sont dus à une perte de l’intégrité de réseaux neuronaux (comprenant des millions de neurones interconnectés) et de leurs neurotransmetteurs qui régulent l’état d’éveil et de conscience. Les causes des DoC sont diverses : traumatisme crânien, hémorragie, ischémie, infection… induisant de multiples mécanismes d’un patient à l’autre qu’il est indispensable d’explorer afin d’élaborer une thérapie personnalisée. A ce jour, aucun traitement n’est reconnu. Des études utilisant des agents pharmacologiques ou une neurostimulation ont montrées des améliorations chez certains patients. Mais les bénéfices sont hétérogènes et la neurostimulation, lourde et peu accessible pour les patients, nécessite un gros développement pour la mise en place de paramètres personnalisés. L’objectif de ce projet est de mieux comprendre les mécanismes impliqués dans les DoC et de permettre la mise en place d’une thérapie personnalisée. Pour cela, nous utiliserons un implant innovant biocompatible miniature mimant les propriétés mécaniques du tissu cérébral et minimisant la réponse immunitaire. Ce dispositif unique offre aussi la possibilité d’effectuer des enregistrements de l’activité cérébrale et de la neurostimulation des zones cérébrales périphériques au plus profondes. Les électrodes seront implantées dans des régions cérébrales impliquées dans les DoC, sur 6 mois chez le miniporc, afin d’évaluer ses performances d’enregistrements et de neurostimulations à long terme. Le miniporc est un modèle adapté de par une anatomie cérébrale et des contraintes chirurgicales similaires à l’Homme. Les DoC seront simulés grâce à des niveaux d’anesthésie plus ou moins profonds. Les principaux agents pharmacologiques utilisés chez l’Homme seront aussi administrés afin d’évaluer leur action sur l’activité cérébrale.

Bénéfices attendus

Cette étude pourrait, à court terme, permettre de valider et de mettre en place chez le miniporc une nouvelle approche d’anesthésie déjà bien développée chez l’Homme et qui présente de nombreux avantages en comparaison aux méthodes « conventionnelles » : réveil et récupération plus rapide, dosage plus précis, profondeur d’anesthésie plus stable et contrôlable (modérée ou profonde) et moins d’effets secondaires. Elle permettra aussi d’enrichir les connaissances sur le cerveau du miniporc grâce aux imageries réalisées ce qui nous permettra d’améliorer la précision de futures chirurgies. Les autres bénéfices attendus du projet sont d’évaluer à long terme un nouveau type d’électrodes miniatures et souples, mimant les propriétés mécaniques du tissu cérébral ce qui minimise la réponse immunitaire. Ces électrodes, qui permettent un enregistrement tout au long de leur axe, offriraient une possibilité de recueillir des signaux cérébraux sur une importante profondeur et permettraient d’enregistrer de multiples zones cérébrales avec un seul dispositif. Ici nous les utiliserons dans le cadre des DoC afin de mieux évaluer les mécanismes impliqués dans cette pathologie et d’analyser les effets thérapeutiques d’une neurostimulation. La double fonction des électrodes, enregistrements et neurostimulation, leur confèrerait également un potentiel de traitement dans certains troubles neurologiques. La souplesse des électrodes, tout comme leur capacité d’enregistrements, pourraient aussi grandement participer à développer le domaine des interfaces cerveau-machine qui prend de plus en plus d’ampleur.

Procédures

Avant la chirurgie, des séances d’imagerie (de 1 à 2h00) seront réalisées sous anesthésie afin de déterminer la meilleure trajectoire d’implantation des électrodes. Pour le transport entre la zone d’hébergement (stabulation) et le service d’imagerie, les animaux seront anesthésiés par injection afin d’éviter tout stress. La chirurgie d’implantation sera réalisée sous anesthésie générale et analgésie. Les animaux seront aussi exposés, sous anesthésie générale, après la chirurgie, à une séance d’imagerie (de 1 à 2h) mensuelle au maximum pour vérifier la position des électrodes. Après la chirurgie et une période de récupération d’une semaine au minimum, les animaux seront exposés éveillés (1h environ) et sous anesthésie générale pour simuler les DoC (qui se limitera à 4h pour ne pas trop les fatiguer) à des sessions d’enregistrement de l’activité cérébrale : signaux EEG (électroencéphalogramme). Le 1er mois 2 enregistrements par semaine sont prévus (espacés de 72h au minimum) et les 5 mois suivants un enregistrement toutes les 2 semaines. Après obtention d’une ligne de base de l’activité cérébrale, les enregistrements seront effectués, bimensuellement au maximum, sous microstimulation cérébrale ou sous agents pharmacologiques utilisés chez l’Homme pour traiter les DoC. Chaque animal pourra être soumis, sous anesthésie générale, à une prise de sang si son état requière une analyse. L’euthanasie sera effectuée sous anesthésie générale et analgésie.

Impact sur les animaux

Tout acte chirurgical visant à poser un implant cérébral en profondeur peut engendrer chez les animaux : douleur, pertes de poids, hypothermie, déshydratation, troubles neurologiques, risque d’infection au niveau du site d’incision ou d’implantation. Le réveil après une anesthésie générale peut induire une désorientation et un stress de courte durée. Une anesthésie générale peut engendrer un état de fatigue transitoire. La pose d’un dispositif implantable peut induire une irritation, une réaction inflammatoire, une infection ou encore un rejet.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés selon un protocole approprié, afin d’obtenir les prélèvements requis pour les analyses histologiques pour compléter scientifiquement l’étude. L’étude des tissus est indispensable pour valider la bonne tolérance de l’implant à long terme.

Remplacement

Même si les techniques d’aujourd’hui comme la construction d’organoïdes permettent de limiter l’utilisation d’animaux à des fins scientifiques, il n’existe pas à ce jour de modèle in vitro ou in silico permettant de réaliser ces travaux sans perte d’informations scientifiques. Les mécanismes des DoC étant très mal connus, ces derniers ne peuvent être reproduits qu’in vivo pour le moment. Nous devons aussi évaluer et valider à long terme l’intégrité et la fonctionnalité du dispositif implantable composé d’électrodes souples, ce qui ne peut être réalisé que sur des organismes entiers, complets avec leur physiologie et leur complexité sur le plan biologique. En amont, des premiers tests de cytotoxicité et de biocompatibilité, pour sécuriser au maximum l’implantation des dispositifs, ont été réalisés et validés, notamment chez le rongeur.

Réduction

Même si les techniques d’aujourd’hui comme la construction d’organoïdes permettent de limiter l’utilisation d’animaux à des fins scientifiques, il n’existe pas à ce jour de modèle in vitro ou in silico permettant de réaliser ces travaux sans perte d’informations scientifiques. Les mécanismes des DoC étant très mal connus, ces derniers ne peuvent être reproduits qu’in vivo pour le moment. Nous devons aussi évaluer et valider à long terme l’intégrité et la fonctionnalité du dispositif implantable composé d’électrodes souples, ce qui ne peut être réalisé que sur des organismes entiers, complets avec leur physiologie et leur complexité sur le plan biologique. En amont, des premiers tests in vitro pour sécuriser au maximum l’implantation des dispositifs, ont été réalisés et validés, notamment chez le rongeur.

Raffinement

Les animaux seront habitués à la manipulation par des personnes expérimentées, afin d’assurer leur bien-être pendant les changes, les pesées, les protocoles, les anesthésies, les prises de sang ou tous soins nécessaires post chirurgie. Ils seront également entraînés par renforcement positif à rester dans un hamac avant le début des sessions d’enregistrements. Pour chaque chirurgie, l’animal sera sous anesthésie générale et analgésie, ses fonctions cardiaques et respiratoires seront monitorées tout comme la quantité d’oxygène dans le sang, sa température corporelle qui sera maintenue à 37 °. Un gel ophtalmique sera également appliqué pour éviter son inconfort. Des soins post opératoires adéquates seront adaptés pour chaque animal et des antalgiques seront utilisés le temps nécessaire. Toutes les imageries ou les prises de sang en cas de besoin seront réalisées sous anesthésie générale. L’état de santé des animaux sera surveillé quotidiennement tout au long de l’expérience, avec une surveillance accrue en sortie de chirurgie et d’anesthésie générale et tout sera mis en œuvre pour que les animaux aient un niveau d’inconfort aussi limité que possible. Des points limites suffisamment prédictifs et spécifiques au projet seront appliqués et en cas d’effets inattendus des traitements appropriés seront immédiatement mis en œuvre et/ou il pourra être décidé d’interrompre l’expérimentation. En parallèle, le vétérinaire sera alerté.

Choix des espèces

Compte tenu des objectifs de l’étude, le modèle porcin est plus pertinent que le modèle rongeur notamment du fait de la taille de l’implant à tester (semblable à celui destiné à l’Homme), de la durée sur laquelle le dispositif doit rester implanté et du déroulé des sessions d’enregistrement et de neurostimulation. Le miniporc offre aussi la possibilité de simuler les conditions d’une future implantation humaine du dispositif. Enfin, les mouvements du cerveau produits chez le miniporc génèrent une instabilité des signaux similaire à celle rencontrée chez l’Homme. Ce projet nécessite de travailler avec des animaux adultes du fait de la durée d’implantation (6 mois) et de la taille des implants. Des animaux juvéniles âgés de 6 semaines (permettant une meilleure habituation à la manipulation et une meilleure constitution des groupes sociaux du fait de leur jeune âge) seront réceptionnés et utilisés seulement après une période d’acclimatation d’une semaine. Les chirurgies seront réalisées sur les animaux jeunes adultes d’environ 8 semaines. Les animaux seront utilisés dans la procédure à l’âge adulte, entre 2 et 8 mois.

10 660 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent jusqu'à trente-cinq injections sur animal vigile, une biopsie d'oreille, trois tests de mémoire épisodique, trois tests de mémoire spatiale et un test d'épilepsie de deux heures. Certaines molécules administrées provoquent un état cataleptique et épileptique, et les souris mutantes développent une mâchoire proéminente qui allonge les dents, coupées si besoin. Le projet porte sur un gène du nanisme et sur des molécules candidates, sans qu'aucun élément n'explique comment un effectif de 10 660 individus a été arrêté.

Objectifs

Le nanisme, caractérisé par une petite taille disproportionnée et des difficultés d'apprentissage, est dû à une mutation dans un gène appartenant à une famille de récepteur. L'objectif de ce projet est d'étudier le rôle de ce gène au cours du développement squelettique, du vieillissement et son implication sur la cognition afin de mieux comprendre la pathologie humaine et de tester in vivo des molécules "médicament candidat".

Bénéfices attendus

Les principaux bénéfices attendus pour ce projet sont de proposer aux patients une solution thérapeutique pour traiter le nanisme et de déchiffrer la fonction du gène d'intérêt au cours de la croissance, du vieillissement et son implication dans la cognition.

Procédures

Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : injection sur animaux vigiles (35 fois max; 30sec), prélèvement de tissu à l'oreille (1 fois; 5sec), test mémoire épisodique (3 fois;5-10 et 15 minutes),test mémoire spatiale (3 fois;5-10 et 15 minutes), test épilepsie (1 fois;2heures).

Impact sur les animaux

Les injections induisent une douleur légère et brève. La biopsie à d'oreille entraine une douleur légére et brève. Les étapes d’anesthésie et de contention peuvent provoquer egalement un stress chez l’animal. Certaines molécules causent un état cataleptique et épileptique. Les souris mutantes peuvent avoir une proéminence anormale de la mâchoire vers l’avant avec pour conséquence des dents longues. Les tests de comportement peuvent induire du stress également.

Devenir

Chaque souris sera mise à mort et de nombreux tissus seront collectés après mise à mort, afin d'approfondir les études moléculaires, cellulaires et protéomiques.

Remplacement

L'objectif étant de comprendre la physiopathologie du nanisme et d'identifier des molécules susceptibles de corriger un défaut de croissance, seuls les modèles animaux peuvent apporter des réponses à nos hypothèses de travail. La souris est un modèle largement utilisé et pertinent en raison de ses similitudes physiologiques et génétiques avec l'humain. Pour les tests de comportement, il n'existe pas d'alternative à l'utilisation d'animaux décrite actuellement dans la littérature.

Réduction

Chaque souris fournira des données détaillées sur plusieurs aspects de la physiopathologie. En effet, de nombreux tissus seront collectés après mise à mort, afin d'approfondir les études moléculaires, cellulaires et protéomiques. Les effectifs ont été déterminés et les résultats analysés avec des tests statistiques adaptés. Le nombre de souris par groupe a été déterminé afin de pouvoir réaliser une analyse statistique en tenant compte de la variabilité intra-groupe.

Raffinement

Pour les tests de comportement les souris auront 3 jours minimum entre chaque test pour réduire le stress. Les souris seront sous surveillance quotidienne et des points limites ont été établis. Elles vivront en groupe avec des matériaux pour construire un nid. Elles seront anesthésiées avec des produits adaptés. Afin de limiter l'impact de l'avancement des dents, les souris seront observées tous les trois jours et une coupe des dents sera réalisée si nécessaire. La grille des scores est remplie tous les trois jours pour les souris 16,24 et 32 jours et hebdomadaire pour les souris 3,12,18 et 24 mois.

Choix des espèces

Le modèle murin est un modèle de choix pour étudier le développement squelettique. En effet, les processus d’ossification chez l’homme et la souris sont similaires. Le modèle de souris de nanisme utilisé reproduit assez fidèlement la pathologie osseuse et est un modèle de choix pour tester des molécules à visée thérapeutique. Le phénotype squelettique est évolutif au cours du développement d'où la nécessité d'étudier des moments bien précis du développement. Le phénotype osseux sera étudié au cours de la période post-natale à différents stades de la vie des souris (16-24-32 jours et 3 -12-18 et 24 mois). Etude de la plaque de croissance à 16 jours. Etude de l'ossification secondaire à 24 jours. Etude de l'os trabéculaire et cortical à 32 jours. Etude de la formation et résorption osseuse à 3 et 12 mois.- Etude du vieillissement à 2 différents temps: 18 mois et 24.