Maladies animales

Fournir des anticorps à des équipes de recherche publiques ou privées, à raison d'environ 2 milligrammes par animal : 200 lapins New Zealand White sont utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacun reçoit quatre injections d'une information génétique codant l'antigène visé, par voie intradermique, intramusculaire ou sous-cutanée, puis subit trois prélèvements sanguins de 25 à 40 minutes après administration orale d'un tranquillisant. Le porteur signale de la fièvre, un inconfort modéré et l'apparition de petites boules au point d'injection, et compte deux lapins par protocole. Tous sont tués en fin de protocole parce que chaque immunisation est spécifique d'un antigène, ce qui interdit de les réutiliser ailleurs.

Objectifs

L’objectif du projet est de générer par une approche d’immunisation génique des anticorps de lapin contre des antigènes d’intérêt pour le compte de différentes équipes de recherche publiques ou privées. L’immunisation correspond à un processus d’éducation et d’activation du système immunitaire contre un antigène spécifique. Parmi les différentes approches d’immunisation existantes, l’immunisation génique sera utilisée. Cette approche émergente vise à faire produire transitoirement un antigène en administrant une information génétique codant in situ pour un antigène spécifique, initiant ainsi une réponse immunitaire. Les anticorps obtenus seront utilisés dans des approches allant de la recherche au diagnostic. Le nombre de lapins prévus par protocole permettra d’obtenir une quantité suffisante d’anticorps (environ 2 milligrammes par lapin) pour une utilisation sur plusieurs années.

Bénéfices attendus

Les anticorps polyclonaux seront des auxiliaires et des réactifs employés non seulement dans des procédés relatifs à la biochimie, à la biologie moléculaire et à l’immunohistochimie, mais aussi à des fins diagnostiques voire thérapeutiques. Les anticorps développés dans le cadre de projets de recherche, permettront de localiser, d’identifier ou de purifier des protéines synthétisées au sein des cellules, d’un tissu ou d’un organe.

Procédures

4 injections en intradermique, en intramusculaire ou en sous-cutanée de l’information génétique codant pour l’antigène d’intérêt (8 minutes) 3 prélèvements (durée 25 à 40 minutes par prélèvement).

Impact sur les animaux

Les prélèvements de sang n’entrainent pas de gêne particulière (inconfort mineur), le volume de sang étant adapté au poids de l’animal en accord avec les recommandations relatives aux volumes sanguins maximaux prélevés du guide Gircor. Les prélèvements seront réalisés après administration par voie orale d’un tranquillisant à effet vasodilatateur, permettant de prélever le lapin dans de bonnes conditions pour le lapin et l'expérimentateur. L'injection couplée à un agent de transfection peut provoquer l’apparition de fièvre et d’inconfort modéré, pouvant se traduire par une légère diminution de la mobilité pendant les premières heures suivant l’injection (apparition de petites boules correspondant au dépôt de l’émulsion antigène-agent de transfection). Les manipulations des lapins étant source de stress, une habituation sera mise en œuvre, afin de mettre en place une relation de confiance entre le lapin et les expérimentateurs.

Devenir

Tous les animaux sont concernés par l'euthanasie. Les projets étant spécifiques d’un antigène, nous ne pouvons pas réutiliser les animaux pour d’autres protocoles, les animaux sont donc tous euthanasiés en fin de protocole.

Remplacement

La méthode usuelle pour produire des Anticorps Polyclonaux (AcP) reste l’immunisation de l’animal avec des préparations antigéniques, souvent combinées à un adjuvant qui accroît la réponse immunitaire. Les AcP sont produits chez les animaux vivants, puisqu’il n’existe pas de méthode substitutive aussi efficace pour cette production. L’immunité humorale correspond à un processus complexe impliquant différents acteurs du système immunitaire in vivo. Ce processus se traduit par la production d’un répertoire diversifié d’immunoglobulines répondant à un grand nombre d’antigènes. In vivo, l’adaptation accrue du système immunitaire vis à vis de l’antigène au fur et à mesure des immunisations est indispensable pour obtenir des anticorps notablement plus spécifiques et pertinents que ceux obtenus avec des systèmes de développement in vitro. En effet, les techniques partant de banque naïve ne permettent généralement pas une obtention aisée (en termes de temps, budget et matériels) d’une large gamme d’anticorps de hautes affinités ciblant différents épitopes.

Réduction

Le nombre d’animaux (2 lapins par protocole) pour l’obtention de réactifs intervenant notamment dans la caractérisation de molécules thérapeutiques, a été adapté au plus juste par rapport au besoin de sérum pour les investigations et les recherches au regard de notre recul sur ce protocole. La quantité d’anticorps générés sera suffisante pour des investigations poussées sans avoir à réimmuniser des animaux.

Raffinement

Les animaux sont prélevés et euthanasiés en dehors de la pièce de stabulation pour éviter toute transmission de stress. La pièce de stabulation est à l'abri de toute nuisance sonore. L'observation quotidienne des animaux par le personnel compétent permet une détection précoce de tout risque d'atteinte d'un point limite et ainsi une intervention adaptée au plus tôt. Des tableaux de points limites ont été mis en place avec notre vétérinaire. L’établissement des points limites mis en œuvre se base sur 3 critères principaux : comportementaux (éveil, posture, comportement exploratoire, locomotion, agressivité, vocalisation…), signes cliniques (apparence générale, aspect du pelage, ouverture des paupières, éventuelles lésions…) et zootechniques (abreuvement, poids, …). L’observation de l’un de ces paramètres, permet de définir un score clinique, avec différents niveaux : normal, observer attentivement avec mise en œuvre potentielle d’antalgies, souffrance sévère : arrêt immédiat du protocole et remise en cause de la procédure expérimentale. Ces mesures en accord avec le principe d’amélioration (raffinement), constitue un outil permettant d’atteindre les objectifs scientifiques tout en minimisant autant que possible la souffrance animale. Les points limites mis en place au sein de notre structure pour ce protocole permettent d’atteindre l’objectif de l’étude avant même l’installation d’une souffrance. Les prélèvements seront réalisés après injection d’une molécule, qui possède un effet tranquillisant, permettant une réalisation du prélèvement moins stressante pour l'animal.

Choix des espèces

L'espèce utilisée est choisie avec soin. Nous prenons en compte les facteurs suivants : 1) la quantité nécessaire d'anticorps ou d'antisérum (choix d’animaux de plus grandes tailles lorsqu'on a besoin de grandes quantités d'anticorps); 2) la relation phylogénétique entre l'espèce d'où provient l'antigène protéique et l'espèce utilisée pour produire l'anticorps; 3) la fonction effectrice des AcP provenant de l'espèce productrice d'anticorps; 4) l'utilisation prévue des anticorps. Dans le cadre de cette procédure expérimentale, les lapins New Zealand White ont été retenus, car ils permettront de fournir une quantité suffisante d'anticorps, via la mise en protocole d'un nombre restreint d'individus, avec un risque d'échec du projet très faible. De plus, ces lapins sont communément utilisés pour la production d'AcP, ils sont faciles à manipuler et produisent des antisérums à titre élevé et à forte affinité. La meilleure production d’anticorps est obtenue chez les jeunes adultes. Les lapins entreront en protocole dès l’âge de 3 mois. Auparavant ils auront subi une période de quarantaine de 21 jours, en absence d’incident durant ce temps, ils seront alors aptes à rentrer en protocole.

1 225 rats vont être utilisés dans ce projet, chacun recevant un fil de suture serré autour d'un globe oculaire pour faire monter la pression, puis une anesthésie par semaine pendant un mois et jusqu'à huit instillations de gouttes par jour. Tous sont tués à l'issue pour l'analyse des tissus, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur décrit les examens ophtalmiques comme "totalement indolores et non invasifs" parce qu'ils se pratiquent aussi en cabinet chez l'humain, et reconnaît ailleurs que la pose du fil peut causer une douleur légère à modérée pendant les premières heures. Les bénéfices annoncés, identifier des cibles thérapeutiques et fournir des données précliniques avant les essais humains, restent au futur, la mise en place du modèle étant l'objet immédiat du projet.

Objectifs

Le glaucome est une maladie oculaire chronique caractérisée par des lésions progressives du nerf optique, souvent associées à une élévation de la pression intra-oculaire (PIO). Cette pression élevée résulte généralement d’un déséquilibre entre la production et le drainage de l’humeur aqueuse, un liquide clair à l’intérieur de l’œil. Le glaucome peut entraîner une perte de vision irréversible si elle n’est pas traitée. Il existe plusieurs types de glaucome, mais le plus courant est le glaucome à angle ouvert, où le système de drainage de l’œil est partiellement obstrué. Les symptômes peuvent inclure une vision floue, des douleurs oculaires et une perte progressive du champ visuel. Le glaucome touche environ 1 à 2 % de la population mondiale de plus de 40 ans, avec une prévalence qui augmente avec l’âge. En France, environ 800 000 personnes sont traitées pour le glaucome, mais on estime que 400 000 à 500 000 personnes supplémentaires pourraient être atteintes sans le savoir. Malgré les traitements disponibles, certains patients peuvent ne pas répondre adéquatement aux thérapies conventionnelles, ce qui peut conduire à une progression de la maladie. Les traitements actuels visent principalement à réduire la PIO, mais ils ne sont pas toujours efficaces pour tous les patients. La recherche sur le glaucome est donc cruciale pour développer de nouvelles méthodes de diagnostic et de traitement. Comprendre les mécanismes sous-jacents de l’élévation de la PIO et des lésions du nerf optique peut conduire à des thérapies plus efficaces et à une meilleure prévention de la cécité liée au glaucome.

Bénéfices attendus

Les bénéfices de la mise en place d'un modèle expérimental chez l'animal sont multiples et visent principalement à améliorer la compréhension de cette maladie ainsi qu'à développer de nouveaux traitements. Ce projet pourra nous aider à : 1. Identifier de nouvelles cibles thérapeutiques, tester l'efficacité de nouveaux traitements potentiels ou de médicaments existants pour ralentir ou inverser la progression de la maladie. 2. Observer comment les traitements sont absorbés, distribués, métabolisés et excrétés dans un organisme vivant, ce qui est crucial pour le développement de médicaments. 3. Fournir des données précliniques sur la sécurité et l'efficacité des traitements avant de passer aux essais sur l'homme.

Procédures

Les animaux seront soumis à plusieurs types d’intervention : 1. L’établissement du modèle est réalisé avec la mise en place d’un fils de suture autour du globe oculaire. 1 seule fois par animal, le jour de l’induction. Cette étape ne devrait pas durer plus de 5 à 10 minutes sans compter l’anesthésie et le réveil de l’animal. Un seul œil est concerné. 2. Les anesthésies qui ne devraient pas durer plus d’une vingtaine de minutes, le temps du réveil. Ces anesthésies seront réalisées 1 fois pour l’induction et lors d’examens pour maintenir l’animal immobile soit 1 fois par semaine et durant 1 mois. 3. Les examens ophtalmiques (lampe à fente, tomographie, électrorétinogramme) qui sont réalisées soit quotidiennement la première semaine pour la tonométrie et la lampe à fente soit 1 fois par semaine. Ces examens ne durent pas plus de 5 minutes par animal. Les animaux seront anesthésiés afin de faciliter l’évaluation et maintenir l’animal immobile. Tous ces examens sont pratiqués chez l’homme en cabinet médical par un ophtalmologiste sans anesthésie et sans hospitalisation et également chez l’animal en clinique vétérinaire. Ils sont totalement indolores et non invasifs. 4. Les administrations de produits se feront soit par instillations (gouttes oculaires), par voie sous cutanée, intramusculaire ou intrapéritonéale. Ces procédures durent moins d’une minute. Les gouttes oculaires peuvent être administrées plusieurs fois par jour (on estime un maximum de 8 fois). Les injections (intrapéritonéale, sous cutanées...) peuvent être quotidiennes. Les administrations de produit par injection au niveau de l'œil se feront sous anesthésie locale et générale si besoin, avec une procédure qui dure cinq minutes tout au plus, leur fréquence est limitée, une à deux fois par semaine.

Impact sur les animaux

La mise en place d’un fil de suture autour du globe oculaire est un acte chirurgical sans difficulté́ technique pouvant entrainer pour l’animal un léger inconfort notamment à cause de la pression exercée et des frottements. Les pesées hebdomadaires, les contentions quotidiennes et répétées nécessaires pour les observations, le suivi ou les administrations des produits peuvent induire chez l’animal un stress non négligeable bien que ces actes qui ne durent tout au plus que quelques dizaines de secondes soient réalisés par un personnel sensibilisé et formé au bien-être. Il en va de même pour les piqures réalisées notamment pour l’anesthésie des animaux. De l’anesthésie jusqu’au réveil, une baisse de la température corporelle pouvant induire un inconfort et un stress supplémentaire est attendue, elle sera minimisée par l’utilisation de lampes ou d'armoires chauffantes. L’administration des produits pourraient entrainer l’apparition de signes d’irritation comme des rougeurs et un inconfort. Bien que les travaux publiés ne montrent pas de changement de comportement, d'effet secondaires ou de manifestations de douleur, on ne peut pas exclure que l'affection recherchée, soit l’élévation modérée de la pression intraoculaire, entraine une douleur légère à modérée durant les premières heures qui suivent la mise en place des fils de sutures.

Devenir

En fin de procédure, les animaux seront mis à mort pour l'analyse des tissus.

Remplacement

L’œil est un organe complexe. Il est composé de plusieurs tissus anatomiquement et physiologiquement très différents (très vascularisés ou très innervés pour certains, totalement avasculaires ou faiblement innervés pour d’autres). Il est soumis à d'importantes variations environnementales (température et humidité ambiantes), mécaniques (mouvements des globes, des paupières) et physicochimiques (osmolarité...), ainsi qu'à de nombreuses interactions biologiques avec les tissus et organes voisins. C'est pour cela que nous utiliserons des animaux vivants dans nos procédures expérimentales.

Réduction

Le nombre maximum d’animaux prévu pour ce projet a été déterminé en fonction de la distribution théorique rencontrée dans les données bibliographiques et historiques de l'établissement. Il tient aussi compte du nombre d'études estimées, des variations du métabolisme et de la robustesse des mesures. Ce nombre limité doit nous permettre de conclure sur l’efficacité ou non d’un traitement. L'effet d'un traitement sera évalué à chaque moment à l'aide de tests statistiques ; chaque groupe traité sera comparé à celui du groupe témoin non traité. Afin d’avoir une puissance aux tests au moins égale à 0,80, un calcul de l’effectif sera réalisé avant chaque étape afin d’ajuster et de revoir à la baisse si possible le nombre d’animaux à inclure dans les procédures. De plus, dès que les procédures expérimentales le permettront, des évaluations non invasives seront choisies tout au long du projet pour améliorer la condition animale et éviter la mise à mort inutile des animaux.

Raffinement

Les animaux, hébergés par deux au minimum, sont maintenus sur toute la période de l’étude dans un environnement enrichi (bouts de bois, tunnel) avec un accès à l'eau et à la nourriture ad libitum. Afin de minimiser au maximum le stress des animaux, le change des cages s’effectue par un personnel sensibilisé à la manipulation des animaux tout comme le suivi sanitaire quotidien. Dans le cas de l’administration de produits par injections péri ou intraoculaire, une anesthésie générale sera pratiquée et associée à une anesthésie locale. L'ensemble des examens envisagés n'engendre pas de douleur pour l'animal, ils sont non invasifs et semblables à ceux pratiqués chez l'homme en cabinet d'ophtalmologie ou chez l’animal en clinique vétérinaire. Des points limites adaptés, suffisamment prédictifs et précoces permettent de limiter une éventuelle douleur à son minimum tout comme l'administation si nécessaire d'un analgésique. Ce projet a été soumis pour évaluation à un comité d’éthique et sera suivi par la structure en charge du bien-être animal de l'établissement

Choix des espèces

Ce modèle est connu et utilisé dans de nombreuses publications scientifiques depuis 2015 et est bien caractérisé chez le rongeur. Ce modèle, chez la souris et le rat est relativement facile et rapide à mettre en place chez ces animaux avec une bonne reproductibilité, une bonne fiabilité et relativement peu de nuisances ou d'effets indésirables. De plus, ces animaux ont une physiologie, une anatomie et un métabolisme largement décrits dans la bibliographie scientifique. L’extrapolation à l’homme des effets sur l’œil en est d’autant plus facilitée.

Une lésion de la cornée pratiquée sur un œil, des gouttes instillées jusqu'à huit fois par jour, des injections dans l'œil une à deux fois par semaine sous microscope chirurgical, des examens sous anesthésie légère. 2 240 lapins et 2 280 rats vont être utilisés dans ces procédures d'un niveau de souffrance modéré, au service à la fois de la recherche, de tests d'efficacité réglementaires et de la formation professionnelle. Le porteur rappelle que la cornée est un tissu "richement innervé et sensible" et attend une gêne ou une douleur de quelques heures après l'induction de la lésion. Tous les animaux ayant suivi la procédure complète sont tués pour les évaluations histologiques et le dosage des produits.

Objectifs

Le but de ce projet est d'utiliser un modèle expérimental de cicatrisation cornéenne consécutif à une lésion de la cornée chez le lapin et le rat. Ce modèle contribuera à participer au développement de substances thérapeutiques qui amélioreront la cicatrisation en luttant contre l’apparition de la fibrose et des opacités. Un modèle expérimental de cicatrisation cornéenne de l’épithélium seul ou de l’épithélium et du stroma a déjà été mis en place dans notre établissement. Le but de cette demande est de pouvoir à nouveau utiliser ces modèles afin de tester l’efficacité de substances thérapeutiques sur l’amélioration de la cicatrisation cornéenne. Les traumatismes de la cornée sont un problème de santé majeur dans le monde et un des principaux motifs de consultation aux urgences ophtalmiques. Les opacités cornéennes sont la quatrième cause de cécité dans le monde. La cornée est le tissu transparent et avasculaire, ne contient pas de vaisseaux sanguins ou lymphatiques, situé en avant de l’œil, elle est finement structurée en trois couches : épithélium séparé par une membrane basale du stroma et un endothélium coté interne. L'organisation des fibres du stroma et l'absence de vaisseaux garantissent la transparence de la cornée. L'épithéllium est en contact avec le film lacrymal et l'endothélium avec l'humeur aqueuse (liquide présent dans la partie antérieure de l'œil entre la cornée et l'iris). La transparence de la cornée, élément crucial pour notre vision, est altérée lors d’une lésion qui peut avoir des origines multiples : infections, traumatismes physique ou chimique, greffes de cornée, complications de chirurgie réfractive au laser pour corriger les défauts de la vision (myopie, hypermétropie, astigmatisme…) ou dystrophies cornéennes (maladies héréditaires entraînant des malformations de la cornée). L’atteinte des différentes couches de la cornée peut aboutir à des réactions cicatricielles au niveau de l’épithélium ou du stroma selon la profondeur de l’atteint, entrainant des apparitions de vaisseaux, des opacités cornéennes permanentes jusqu'à la cécité. Le stroma contient les kératocytes qui secrètent les constituants de la matrice extracellulaire, les kératocytes quiescents se différencient en myofibroblastes activés lors de blessure. L’activation excessive des kératocytes et la présence de fibre de stress dans les myofibroblastes, sont responsables d’une cicatrisation fibreuse générant des opacités.

Bénéfices attendus

Les pathologies de la cornée sont un réel handicap et un problème majeur de santé publique puisqu’elles peuvent conduire à la cécité. Ce projet permettra de participer à la recherche de nouveaux traitements réparateurs pour rétablir la transparence de la cornée après un traumatisme.

Procédures

La mise en place de la pathologie se fera uniquement sur un œil et par un acte unique le jour de l’induction. Les procédures correspondantes décrites en détails dans la partie 4 ne dureront pas plus de 10 minutes. Les examens ophtalmologiques se feront à l'aide de techniques non invasives. Ces examens sont d’ailleurs réalisés chez l’homme en cabinet médical en ambulatoire sans anesthésie. Ces examens sont également régulièrement pratiqués sur l’animal en clinique vétérinaire dans le cadre des consultations. Pour notre projet, ces examens pourront se faire pour une partie sur animaux vigiles (examens au biomicroscope) mais certains (examens OCT, HRT) qui nécessitent l’immobilisation complète de l'animal seront pratiqués sous anesthésie légère. Ces examens sont rapides et ne dureront pas plus de quelques minutes (2-3 minutes pour un examen au biomicroscope, lampe à fente et 5 minutes pour les examens types OCT ou HRT). Les administrations de produits se feront soit par instillations (gouttes oculaires), soit par voie sous cutanée, soit par voie intramusculaire ou intrapéritonéale. Ces instillations ou injections nécessitent le maintien de l’animal afin de l’immobiliser. Ces procédures sont extrêmement rapides et ne prendront pas plus d’1 ou 2 minutes. Les gouttes oculaires peuvent être administrées plusieurs fois avec généralement une moyenne de 3 administrations et un maximum de 6 à 8 administrations par jour Les administrations de produit par injection au niveau de l'œil se feront sous anesthésie locale et générale si besoin, leurs fréquences sont plus limitées, une à deux fois par semaine. Ces procédures sont aussi un peu plus longues et nécessitent de placer l’animal sous un microscope chirurgical. Il faudra compter quelques minutes (en général 5 minutes par animal) pour réaliser de telles administrations. Des prélèvements de sang pourront être réalisés au cours des procédures expérimentales afin de doser le principe actif du traitement administré ou tout autre marqueur d'intérêt. Ces prélèvements se feront sur animal vigile et le temps nécessaire aux prélèvements ne dépassera pas les 5 minutes par animal.

Impact sur les animaux

Outre les nuisances dues aux manipulations de l'animal pour les observations, le stress dû aux contentions manuelles de l'animal pour les administrations de produits, les instillations ou la douleur éventuelle de la piqûre lors des injections de produits ou d'anesthésiant, le modèle induit une lésion de la cornée. La cornée est un tissu richement innervé et sensible, un seul œil sera induit. L’induction de la lésion cornéenne devrait entrainer une gêne ou une douleur pendant quelques heures après l’induction. Elle sera soulagée par l’administration d’un analgésique. Nous avons déjà expérimenté ces modèles dans notre laboratoire, il n'a pas été observé d'altération de comportement des animaux envers leurs congénères ou concernant la prise alimentaire. L'administration des produits devrait engendrer tout au plus une douleur légère et de courte durée notamment lors de l’anesthésie. Au cours de l’anesthésie jusqu’au réveil, une baisse de la température corporelle pouvant induire un stress est attendue. Elle sera minimisée par l’utilisation de tapis chauffant, de lampe chauffante ou d’armoire de réveil chauffée en fonction des espèces. Les examens ophtalmologiques se feront à l'aide de techniques non invasives. Ces examens sont d’ailleurs réalisés chez l’homme en cabinet médical en ambulatoire sans anesthésie. Ces examens sont également régulièrement pratiqués sur l’animal en clinique vétérinaire dans le cadre des consultations. Pour notre projet, ces examens pourront se faire pour une partie sur animaux vigiles (examens au biomicroscope) mais certains (examens OCT, HRT) qui nécessitent l’immobilisation complète de l'animal seront pratiqués sous anesthésie légère. Ces examens sont rapides et ne dureront pas plus de quelques minutes (2-3 minutes pour un examen au biomicroscope, lampe à fente et 5 minutes pour les examens types OCT ou HRT). Les administrations de produits se feront soit par instillations (gouttes oculaires), soit par voie sous cutanée, soit par voie intramusculaire ou intrapéritonéale. Ces instillations ou injections nécessitent le maintien de l’animal afin de l’immobiliser. Ces procédures sont extrêmement rapides et ne prendront pas plus d’1 ou 2 minutes. Les gouttes oculaires peuvent être administrées plusieurs fois avec généralement une moyenne de 3 administrations et un maximum de 6 à 8 administrations par jour.

Devenir

A l'issue de chaque procédure, tous les animaux qui auront suivi la totalité de la procédure expérimentale seront mis à mort pour permettre de réaliser les évaluations ex vivo (évaluations histologiques, dosage de produit...).

Remplacement

Les modèles in vitro existants ne permettent pas de recréer un environnement approprié pour conserver simultanément l’épithélium et l’endothélium, les durées de conservation sont limitées, il n’existe pas de modèle de cornée reconstituée complète permettant d’observer la cicatrisation, le projet nécessitera donc d’avoir recours à des animaux.

Réduction

Le nombre maximum d’animaux prévu pour ce projet a été déterminé en fonction de la distribution théorique rencontrée dans les données bibliographiques et tient compte des variations du métabolisme, de la robustesse des mesures et de notre expérience. Ce nombre limité doit nous permettre de conclure sur l’efficacité ou non d’un traitement. L'effet d'un traitement sera évalué à l'aide des tests statistiques paramétrique ou non paramétrique suivant la distribution des données. Chaque groupe traité sera comparé à celui du groupe témoin, un calcul de l’effectif sera réalisé avant chaque étape afin d’ajuster et de revoir à la baisse si possible le nombre d’animaux à inclure dans les procédures. Les modèles in vitro existants ne permettent pas de recréer un environnement approprié pour conserver simultanément l’épithélium et l’endothélium, les durées de conservation sont limitées, il n’existe pas de modèle de cornée reconstituée complète permettant d’observer la cicatrisation, le projet nécessitera donc d’avoir recours à des animaux.

Raffinement

Un suivi quotidien des animaux sera effectué afin de minimiser au maximum l’impact des procédures sur leur bien-être. Les animaux seront hébergés par deux au minimum en première intention, avec différents enrichissements adaptés à l'espèce. Les examens choisis pour évaluer les signes cliniques de la maladie sont non invasifs et semblables à ceux pratiqués chez l'homme en cabinet d'ophtalmologie ou chez l’animal en clinique vétérinaire. Afin de réduire le stress de l'animal lors d'examens nécessitant l'immobilisation de l'animal, une administration d'anesthésique sera réalisée. Une analgésie sera mise en place lors des procédures d'induction. Des points limites adaptés, suffisamment prédictifs et précoces permettent de limiter une éventuelle douleur à son minimum.

Choix des espèces

Les espèces animales choisies ont une physiologie, une anatomie et un métabolisme largement décrits dans la bibliographie scientifique. L’extrapolation à l’homme des effets sur l’œil en est d’autant plus facilitée. De plus, les modèles expérimentaux concernant cette pathologie sont largement utilisés et décrits sur ces espèces dont les publications de référence sur laquelle le projet est basé. Pour ce projet, des souris, des rats et des lapins ont été retenus pour tenir compte des particularités anatomiques et physiologiques de chaque espèce afin d’augmenter les chances de mener ce projet à terme. Le choix de l’espèce se fera en fonction de la quantité et des caractéristiques des produits à administrer. Les animaux utilisés seront de jeunes adultes à leur arrivée dans notre animalerie. Les lapins inclus dans ce projet auront 8 à 15 semaines et les rongeurs 6 à 12 semaines conformément aux publications de référence qui servent de base aux modèles et qui correspond à la maturité visuelle chez ces animaux. Ils observeront ensuite une période d’acclimatation de 5 jours minimum avant leur entrée dans les procédures expérimentales.

Chacun des 8 singes verts d'Afrique utilisés subit environ quinze anesthésies, quinze prélèvements de sang, quatre ponctions de moelle osseuse et sept retraits chirurgicaux de ganglions lymphatiques, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Tous sont d'abord infectés par le virus de l'immunodéficience simienne, l'espèce étant choisie parce qu'elle héberge naturellement ce virus sans développer le sida. Le porteur annonce comme effets possibles une perte de poids, des diarrhées, une baisse sévère des lymphocytes, des lésions cutanées, une anémie transitoire, des hématomes, et un stress lié à l'hébergement individuel des animaux qui présentent des symptômes. Tous seront tués en fin de projet pour accéder à l'ensemble de leurs organes lymphoïdes, les tissus prélevés étant ensuite "mis à disposition pour d'autres études".

Objectifs

Actuellement, il n'existe ni vaccin, ni traitement curatif contre le VIH. Pour avancer dans ce domaine, nous utilisons le singe vert africain (AGM) comme modèle. Ces singes, hôtes naturels d’un virus proche du VIH appelé SIV (virus de l'immunodéficience simien) ne développent pas le SIDA malgré une charge virale élevée. Cette résistance remarquable est due à leur capacité à éviter l’activation immunitaire chronique et à contrôler efficacement le virus dans les ganglions lymphatiques, des organes clés du système immunitaire. Un acteur essentiel de cette défense est un type de cellules immunitaires appelées cellules NK (Natural Killer pour tueuses naturelles), capables de reconnaître et de détruire rapidement les cellules infectées. Ces cellules jouent un rôle déterminant dans le contrôle du virus au tout début de l’infection. Nous pensons qu’une sous-population spéciale de cellules NK, dites adaptatives, acquiert directement cette capacité dans les ganglions lymphatiques. Nos recherches visent à comprendre comment ces cellules NK adaptatives se développent et agissent. Nous cherchons à : 1. Identifier les mécanismes qui rendent ces cellules si efficaces. 2. Étudier l’environnement des ganglions avant et après l’infection pour découvrir les signaux qui les activent. 3. Tester leur capacité antivirale en laboratoire. Ces recherches pourraient offrir de nouvelles pistes pour le développement de traitements contre le VIH.

Bénéfices attendus

Cette étude sur les singes verts africains vise à mieux comprendre comment certaines cellules immunitaires, appelées cellules NK adaptatives, parviennent à contrôler l'infection par le virus SIV, un équivalent du VIH chez ces animaux. En combinant des expériences en laboratoire et des observations directes sur les singes, nous cherchons à découvrir comment ces cellules se développent et comment elles parviennent à supprimer l'infection. Pour cela, nous utilisons des techniques de pointe, comme la cytométrie de flux et le séquençage de l'ARN à l'échelle d'une seule cellule, afin d'analyser en détail les cellules NK durant l'infection. Ces méthodes nous fourniront des informations précieuses sur la diversité et le rôle de ces cellules chez les singes verts, qui ne développent pas de maladie malgré la présence du virus. L'objectif à long terme est d'identifier les facteurs qui rendent ces cellules NK particulièrement efficaces chez le singe vert pour éliminer les cellules infectées. Ces découvertes pourraient aider à développer de nouvelles stratégies de traitement pour le VIH chez l'humain, en ciblant les réservoirs du virus dans le corps et en contribuant à une rémission durable de l'infection.

Procédures

Les différentes interventions dans ce projet sont : - Infection par le virus SIV (une fois, 5 min, tous les animaux) - Anesthésie des animaux (15 fois environ, 30 minutes, tous les animaux) - Prélèvements de sang (15 fois environ, 5 min, tous les animaux) - Prélèvement de moelle osseuse (4 fois, 10 minutes, tous les animaux) - Retrait chirurgical de ganglions lymphatiques périphériques (7 fois environ, 20 minutes, tous les animaux)

Impact sur les animaux

Plusieurs nuisances ou effets indésirables peuvent survenir selon le type d’intervention : Nuisances suite à l’infection (peu attendu car les AGM sont les hôtes naturels du virus) : Perte de poids, diarrhée, baisse sévère des lymphocytes, observation de nodules à la palpation, lésions cutanées Nuisances suite aux prélèvements de sang, moelle osseuse et anesthésies répétées : Troubles de l’appétit avec plus ou moins des pertes de poids mineures, anémie transitoire (légère à modérée), hématome au niveau du site du prélèvement, infection cutanée dans les jours qui suivent le prélèvement. Nuisances suite à l’hébergement individuel : L’hébergement en individuel peut entraîner un stress. Nuisances possibles suite à l’exérèse de ganglions : Réaction locale au site d’incision : gonflement, suintement de la plaie rare, durée de 1 à 5 jours.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés en fin de projet afin d’avoir accès à tous les organes lymphoïdes primaires et secondaires où l’activité des NK pourrait être essentielle au contrôle du virus

Remplacement

Les expériences uniquement in vitro ne peuvent pas refléter le comportement de la cellule dans son contexte physiologique, ni mimer les conditions de fonctionnement d’un organisme entier. C’est pourquoi les études in vivo sont nécessaires. Le primate est, pour toutes ses proximités avec l’humain, le plus adapté aux études physiopathologiques. Par ailleurs, pour le SIDA, il n’existe pas d’autre modèle animal que le primate non humain. Par opposition aux études menées chez l’humain infecté par le VIH, l’utilisation des modèles primates où l’infection est non-pathogène nous permet d'analyser et de comprendre, en absence de traitement les réponses cellulaires efficaces dans différents tissus en plus du sang, notamment les ganglions lymphatiques, l’intestin et la rate qui jouent un rôle essentiel dans l’infection SIV/VIH. L’analyse des interactions hôte/virus chez l’hôte naturel nous permet d’identifier les facteurs d’hôte qui pourraient aboutir à l’élimination des réservoirs viraux (et qui ne sont pas atteints par les traitements antirétroviraux actuels).

Réduction

Le nombre d’animaux est réduit au minimum nécessaire à une analyse statistique fiable des résultats par des tests adaptés aux petits échantillons. L’élaboration et l’analyse des résultats de cette étude sont réalisées en collaboration avec une équipe de Bioinformatique et Biostatistique . Les tissus prélevés à l’euthanasie seront mis à disposition pour d’autres études.

Raffinement

Toutes les interventions seront réalisées sous anesthésie pour éviter d’éventuelles douleurs. Si possible, les prélèvements seront groupés lors d’une seule anesthésie. Si des troubles alimentaires apparaissent suite aux anesthésies répétées, une diversification/complémentation alimentaire sera instaurée (monkey dough, fruits secs, fruits frais additionnels, fortimel etc.). Les volumes de sang et de moelle osseuse prélevés seront réduits au minimum. Si apparition de réaction locale un traitement symptomatique pourra être instauré. Les animaux sains seront hébergés en groupe; les animaux chroniquement infectés seront hébergés en groupe sauf en cas de symptômes ou avis contraire des vétérinaires de l’installation: dans ce cas, ils seront hébergés en modules individuels permettant des interactions sociales avec un enrichissement augmenté. Les animaux seront observés quotidiennement. Des points limites sont prévus et le vétérinaire de l’installation sera alerté en cas d’apparition de signes cliniques inattendus afin d’adapter le suivi et les soins aux animaux.

Choix des espèces

Les singes d'Afrique, comme le singe vert possèdent une protection naturelle unique contre le SIDA. Ces singes sont les porteurs naturels des virus de l'immunodéficience simiens (SIV), qui ont donné naissance au VIH chez l'humain. Ils ne développent jamais la maladie malgré la présence du virus en grandes quantités dans le sang. Cela fait d'eux un modèle précieux pour étudier comment le système immunitaire peut se défendre efficacement contre le SIDA. Les recherches se concentrent sur les singes adultes, car leur système immunitaire est pleinement développé, ce qui permet de mieux comprendre les mécanismes de protection. En étudiant ces animaux, les scientifiques espèrent découvrir des pistes pour renforcer la réponse immunitaire contre le VIH chez l'humain.

12 chats de trois ans, six mâles et six femelles, sont utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, puis renvoyés à l'animalerie où ils pourront être inclus dans un autre projet. Chacun subit deux poses de cathéter veineux sous anesthésie générale à trois semaines d'intervalle, six prélèvements sanguins, un régime enrichi à 10 % d'huile et un isolement d'environ un jour et demi autour de chaque cathétérisation. Il s'agit d'évaluer si un extrait de feuille d'olivier limite les altérations métaboliques liées au surpoids, un débouché de médecine vétérinaire préventive que le porteur adosse au chiffre de 63 % de chats en surpoids dans certains pays. Sur le remplacement, il écrit que le recours à ce modèle animal est "pertinent et indispensable" parce que l'étude porte sur les réponses physiologiques propres à cette espèce.

Objectifs

Le surpoids chez le chat est un problème fréquent en médecine vétérinaire, touchant jusqu'à 63% des chats dans certains pays. Outre ses implications économiques pour les propriétaires, le surpoids a des conséquences graves sur la santé des chats et favorise les affections telles que le diabète de type 2, pour lequel il n'existe actuellement aucun traitement efficace. Il est donc impératif de mettre en place des mesures préventives pour ralentir l’apparition du surpoids et des comorbidités associées. Récemment, l’utilisation de composés naturels à base de plantes, notamment l’extrait de feuille d’olivier, a émergé comme une approche prometteuse pour la prévention du surpoids. Chaque composé pris indépendamment possèdent des propriétés bénéfiques pour la santé et limite la croissance du tissu adipeux. Cependant, malgré des études approfondies, les avantages spécifiques de cet extrait n’ont pas encore été étudiés chez le chat. Ainsi, notre étude vise à évaluer la capacité de l’extrait d’olivier à limiter les altérations biologiques liées à une surcharge lipidique, mimant les dysfonctions associées au surpoids chez le chat, en se focalisant sur l’inflammation et les dysfonctions des vaisseaux sanguins.

Bénéfices attendus

A ce jour, de nombreux traitements et modifications du mode de vie des chats sont utilisés pour lutter contre le surpoids et les altérations métaboliques associées. Malheureusement, la plupart d'entre eux s'avèrent coûteux, peu efficaces sur le long terme et peuvent induire des effets secondaires graves. Par ailleurs, bien que des résultats prometteurs aient été obtenus quant aux effets préventifs des extraits d’olivier sur le surpoids chez l'homme, le domaine de la prévention chez le chat est très peu étudié. Ainsi, tous les résultats obtenus au cours de cette procédure contribueront à une meilleure compréhension des mécanismes physiologiques sous-jacents au surpoids chez le chat, ainsi qu'à une meilleure compréhension de l’impact d’une supplémentation en un extrait de feuille d’olivier chez le chat soumis à un régime hyperlipidique, reproduisant ainsi les altérations biologiques liées au surpoids. À terme, l'objectif final serait de proposer une stratégie de prévention primaire reposant sur l'extrait d'olivier, suffisamment efficace pour réduire l'inflammation systémique et les altérations de la fonction endothéliale associées au surpoids chez les chats. Cette approche pourrait potentiellement prévenir la progression des altérations métaboliques, telles que le diabète, et réduire l'incidence des cas de surpoids chez les chats.

Procédures

Les chats subiront deux poses de cathéter veineux à 3 semaines d’intervalle sous anesthésie générale. Le cathéter sera retiré le lendemain de sa pose. Par l'intermédiaire de ce cathéter, chaque chat aura un total de 6 prélèvements sanguins : 3 prélèvements espacés de 2h, puis 3 semaines après, 3 prélèvements espacés de 2h. Un prélèvement sanguin dure environ 5 minutes mais le stress global dure environ 15 minutes car 3 chats seront prélevés sur la même période.

Impact sur les animaux

Au cours de cette procédure, plusieurs effets indésirables sur les chats peuvent être notés. Deux poses de cathéters veineux espacées de 3 semaines sont effectuées, chacune suivie de prélèvements sanguins via le cathéter. La pose du cathéter engendre un stress lié à la contention de l'animal, à l’anesthésie et la pose du cathéter, d'une durée d'environ 30 minutes, à une intensité de gravité modérée. De plus, un stress de gravité légère est induit par la contention nécessaire pour prélever le sang via le cathéter en place (5 minutes / chat). Enfin un stress léger pourrait également exister lors du retrait du cathéter veineux à l’issue des prélèvements, stress de durée de 5 minutes. Par ailleurs, un stress de gravité léger peut également être généré par la modification de l'appétence du régime alimentaire « standard » au moment de l'expérience, par l’ajout de 0.1% d’extrait d’Olivier (pendant 3 semaines) ou des 10% d’huile pour le régime « hyperlipidique » (pendant 1 jour) durant les 5 semaines de la procédure. Cela peut perturber les habitudes alimentaires des chats et entraîner une réticence éphémère (3 jours maximum) à consommer leur nourriture habituelle. Enfin, les animaux seront isolés à la fois lors de la distribution des repas quotidien durant une quinzaine de minutes et aussi lors de la pose du cathéter jusqu’à son retrait, soit une durée d’environ 1 jour et demi. Cet isolement peut également être une source de stress, par limitation de leurs interactions sociales et de leur environnement.

Devenir

Les chats retourneront à l'animalerie et pourront être inclus dans un autre projet.

Remplacement

Notre projet vise à prévenir le surpoids et les altérations métaboliques associées spécifiquement chez les chats. L’utilisation de ce modèle animal est donc pertinent et indispensable, et permet de cibler précisément les besoins et les réponses physiologiques propres à cette espèce.

Réduction

En amont de ce projet, nous réalisons des tests de toxicité in vitro, à la fois sur les molécules isolées et sur l'extrait total d’olivier, en utilisant des lignées cellulaires de chat : les cellules intestinales et les macrophages. Nous examinons également le potentiel effet anti-inflammatoire et anti-oxydant de cet extrait. Cette approche nous permet de prédire les effets toxiques en fonction des doses testées, et de déterminer la dose la plus efficace à tester chez le chat, réduisant ainsi le nombre de chats nécessaires à inclure dans notre procédure. Nous minimiserons le nombre de chats utilisés par des méthodes expérimentales validées et reproductibles réalisées par un personnel expérimenté et en ayant recours à des analyses statistiques appropriées. Ainsi, nous avons trouvé que 6 animaux par groupe seront nécessaires à notre étude. Notre projet inclut donc 12 chats (6 mâles et 6 femelles).

Raffinement

Pendant la procédure, nous mettrons en place plusieurs mesures visant à assurer le bien-être des animaux et à minimiser toute forme de stress. Tout d’abord, une feuille de suivi des soins, comprenant une évaluation quotidienne du comportement des chats ainsi que des examens cliniques réguliers, permettra d’évaluer tout signe de détresse ou de problème de santé au cours de la procédure. Pour limiter le stress lié à la pose du cathéter, la cathétérisation sera réalisée sous anesthésie générale, dans un lieu calme. Pour stopper la sédation et accélérer le réveil du chat, nous utiliserons un antidote 30 à 60 min après l'anesthésie. Le réveil des animaux sera surveillé attentivement. Chaque semaine, nous suivrons le poids de chaque animal. Cela nous permettra de détecter rapidement tout changement dans les habitudes alimentaires ou dans le poids des animaux, et d'ajuster en conséquence le régime alimentaire ou les doses d'extrait d'olivier si nécessaire. Enfin, en dehors des jours de prélèvements sanguins où les chats seront isolés, les chats seront logés en 2 groupes de 6 chats (n=6) au sein de la chatterie d’ONIRIS, où des étagères et des cachettes murales sont installées.

Choix des espèces

Notre projet vise spécifiquement à prévenir le surpoids et les altérations métaboliques associées chez les chats. L'utilisation de ce modèle animal est donc essentielle pour cibler précisément les besoins et les réponses physiologiques propres à cette espèce. Cela permet la transposabilité directe des résultats à la pratique clinique vétérinaire. Par ailleurs, nous travaillerons sur des animaux sains, ce qui permet d'étudier les mécanismes physiopathologiques de la maladie à un stade précoce (prévention). Au cours de cette procédure, 12 chats de 3 ans seront inclus. Il a été montré que l’augmentation de l’âge pouvait avoir un impact sur le métabolisme lié au surpoids et à la gestion de l’inflammation. Afin de minimiser l'impact de l'âge sur nos résultats et d'assurer la comparabilité des données, notre projet inclut des jeunes chats de même âge : 3 ans.

Inoculées à 14 jours avec un virus de la maladie de Marek modifié pour être suivi par fluorescence, 54 poules subissent ensuite six prélèvements de sang et quatre prélèvements de plumes sur animal éveillé. Ces procédures sont déclarées d'un niveau de souffrance modéré, alors que le porteur décrit une maladie hautement contagieuse et fatale pour la majorité des oiseaux infectés et attend que la plupart des animaux inoculés la développent en 63 jours, avec fièvre, ataxie, difficultés respiratoires et fatigue. Toutes les poules sont tuées en fin d'expérience pour prélever organes et plumes, les plus atteintes étant tuées plus tôt. Le porteur retient le poulet parce que cet herpèsvirus ne provoque des lymphomes que chez les gallinacés, ce qui exclut selon lui tout modèle animal moins sensible.

Objectifs

Le virus de la maladie de Marek est un herpesvirus aviaire hautement contagieux et entrainant des lymphomes mortels pour les animaux en quelques semaines. Ce virus se transmet entre animaux par l'intermédiaire de poussières d'élevage contaminées. Les virions présents dans l'environnement sont excrétés à partir des follicules plumeux infectés, contaminant durablement l'environnement. En effet, l'infectiosité de ce virus dans l'environnement perdure pendant plusieurs mois, ce qui est tout à fait inhabituelle pour un herpesvirus. L’objectif de ce projet est d’approfondir les connaissances sur l'excrétion de ce virus dans l'environnement en suivant les particules virales par imagerie dans les plumes et dans les poussières et de caractériser la nature du matériel infectieux. Ce virus permettra aussi d'approfondir nos connaissances sur la latence et la réactivation virale dans les tumeurs et la rate aux stades tardifs de la maladie. Dans le cadre de ce projet, nous proposons de générer un nouveau virus avec un système innovant qui permet de suivre le génome viral par fluorescence. Il sera validé en culture de cellule avant d'être testé in vivo chez le poulet. L’approche in vitro a montré ses limites, car elle ne permet pas la formation de tumeurs dans leur environnement naturel ni l'excrétion virale telles que décrites à partir des plumes avec la libération de virions infectieux, à haut titre, indépendamment de cellules vivantes.

Bénéfices attendus

Le suivi du génome viral en fluorescence dans les tumeurs, les rates, les plumes et les poussières d'élevage requiert un volet in vivo. Aucun nouveau virus n'a jamais été décrit pour MDV (virus de la maladie de Marek). Au travers de ce projet, nous espérons (i) visualiser les particules virales matures dans l'épithélium des plumes et dans les poussières de l'environnement; (ii) visualiser les cellules infectées (en latence et/ou en réactivation (centre de réplication)) dans les tumeurs et les rates, voire de les quantifier ; (iii) collecter des poussières infectieuses pouvant servir de matériel pour déterminer la nature des poussières infectieuses (taille) mais aussi l'ultrastructure des particules virales dans les poussières après enrichissement sur la base de la fluorescence. Les poussières d'élevage pourront aussi servir de matériel pour réinfecter des animaux, mais aussi pour développer un test d'infectiosité avec des cellules en culture. Les bénéfices sont donc à répartir sur plusieurs niveaux : - Maladie de Marek : Meilleure caractérisation de la maladie par une détection des cellules infectées directement dans les tissus par imagerie. - Virologie : Méthode pour visualiser les particules virales MDV dans les plumes et les poussières. Description de la nature des particules virales excrétées présentes dans les poussières et des poussières contaminées. Capacité à infecter des cellules directement à partir de poussières infectieuses. - Diagnostic : Méthode pour l'évaluation de l'infectiosité des poussières dans un système en culture. Aucune méthode de ce type n'existe actuellement.

Procédures

une inoculation de virus sur animaux vigiles + 6 prélèvements de sang sur animaux vigiles + 4 prélèvements de plumes sur animaux vigiles. Durée de chaque acte : moins d’une minute

Impact sur les animaux

(i) Hébergement. L’hébergement des animaux en isolateurs est nécessaire dans le cadre des recherches portant sur le virus de la maladie de Marek afin de protéger l'environnement de la contamination par le MDV. L’hébergement en isolateurs peut induire une compétition sur les ressources alimentaires en fonction de la fréquence des nourrissages. (ii) Maladie de Marek. La maladie de Marek est une maladie virale hautement contagieuse et fatale pour la majorité des animaux infectés. Il est attendu que la majorité des animaux inoculés développent la maladie durant le temps de l’étude (63 jours). Parmi les symptômes de la maladie de marek qui conduisent à un mal être de l’animal, sont retrouvés : fièvre, ataxie, difficultés respiratoires, fatigue. (iii) Gestes techniques. Les injections et prélèvements de sang et de plumes entraineront un stress chez les animaux concernés. Ces manipulations entraineront également des douleurs ponctuelles au niveau du site d'injection ou de prélèvement.

Devenir

En fin d’expérience, tous les animaux seront euthanasiés pour réaliser différents prélèvements d'organes et de plumes.

Remplacement

Il est impossible de remplacer le modèle par des approches in vitro ou in silico car les méthodes actuelles n‘offrent qu‘une approche limitée de la maladie. Notamment, il n‘est pas possible d‘étudier in vitro la lymphomagenèse et l'excrétion à partir des plumes sous la forme de poussière. L’utilisation d’un autre modèle animal, moins sensible, est également impossible car cet herpèsvirus n’infecte que les gallinacés.

Réduction

Le nombre d’animaux nécessaire par groupe a été déterminé statistiquement sur la base de résultats d’expériences précédentes avec des constructions de virus mutants. Ce nouveau virus est construit de la même façon.

Raffinement

Les animaux seront maintenus en groupe dans des isolateurs adaptés en nombre et en taille, dans des conditions environnementales contrôlées, avec nourriture et boisson à volonté. Ils bénéficieront d’un enrichissement social. Dans les isolateurs, des objets à picorer seront à disposition. Une visite des animaux sera effectuée 2 fois par jour par le personnel technique qualifié. Les animaux présentant des symptômes graves seront euthanasiés après confirmation du diagnostic de la maladie de Marek. Les animaux présentant des symptômes légers seront surveillés plus attentivement pour détecter l'apparition de nouveaux symptômes. Les euthanasies seront réalisées par injection de pentobarbital. L'ensemble des gestes techniques est assuré par du personnel formé et compétent, ce qui limitera le stress des animaux. La contention sera effectuée en douceur et les prélèvements seront réalisés le plus rapidement possible. Les prélèvements de petites plumes et de sang seront réalisés simultanément pour limiter le stress. Le nombre de prélèvements sera réduit au minimum et espacés au minimum de 7 jours pour limiter la manipulation et la souffrance liées aux prélèvements répétés. Dans le cas des prélèvements de plumes, de petites plumes seront prélevées, ce qui limite la douleur par rapport aux prélèvements de plus grosses plumes. Afin de limiter la douleur lors de l'inoculation du virus, nous utiliserons des seringues à insuline et des aiguilles courtes et fines. Les injections seront réalisées sous PSM (poste sécurité microbiologique) avant l'entrée des animaux dans les isolateurs afin de faciliter la manipulation, notamment la contention des animaux et ainsi rendre l’injection plus simple et moins stressante pour les animaux.

Choix des espèces

Le virus de la maladie de Marek ne provoque des lymphomes que chez les gallinacés. De plus, chaque année, malgré la vaccination, des élevages de poulets présentent des cas de maladie de Marek. Cela peut être dû à une mauvaise vaccination, à des souches hypervirulentes ou à des environnements très contaminés. Pour des raisons techniques, les poulets seront infectés à l’âge de 14 jours. Ils seront euthanasiés à maximum 78 jours d’âge. L’âge d’inoculation de 14 jours a été choisi car il permet de commencer les prélèvements sanguins dès le début de l’expérience, tout en restant suffisamment sensible à la maladie pour obtenir des résultats robustes en un minimum de temps.