Maladies animales
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- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Troubles respiratoires
- Troubles sensoriels
- Troubles urogénitaux
Modèles expérimentaux d’allergie oculaire.
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Troubles sensoriels
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
Rats : 1440
Sensibilisés à l'ovalbumine ou au pollen d'ambroisie puis exposés à l'allergène dans l'œil, 3 600 souris et rats vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Gonflement de la conjonctive, rougeur et larmoiement sont les effets attendus, auxquels s'ajoutent des nodules sous-cutanés au site d'immunisation, des injections péri-oculaires sous anesthésie légère et des prélèvements sanguins. Le porteur souligne que les examens ophtalmologiques employés se pratiquent chez l'être humain en cabinet et chez les autres animaux en clinique vétérinaire, sans anesthésie ni hospitalisation. Environ 360 animaux écartés du protocole pour un défaut anatomique de l'œil détecté avant l'induction de la maladie pourront être réutilisés ailleurs, les 3 240 autres sont tués pour analyses.
Objectifs
Comme l’allergie respiratoire, l’allergie oculaire est associée à une hypersensibilité allergique de type immédiat. Elle concerne essentiellement les conjonctivites allergiques bégnines c’est-à-dire la conjonctivite allergique saisonnière et la conjonctivite allergique péri-annuelle. Cette hypersensibilité concerne aussi pour partie les conjonctivites sévères compliquées de kératite comme la kératite conjonctivale vernale et la kératite conjonctivale atopique. Les allergènes responsables sont des pneumallergènes, aussi responsables de symptômes respiratoires, tels que les acariens ou les pollens ainsi que des trophallergènes comme l’arachide ou le blanc d’œuf. Ce projet a pour but de contribuer au développement de nouveaux traitements médicaux en permettant d’identifier et de tester l’efficacité de substances thérapeutiques visant à diminuer l’effet des allergènes dans la conjonctivite allergique. Dans ce cadre, nous proposons de mettre en place un protocole de sensibilisation à deux antigènes (l’ovalbumine et le pollen d’ambroisie) chez la souris ou le rat. Dans un second temps, nous testerons différents types de traitements.
Bénéfices attendus
Le bénéfice attendu du projet est de proposer des modèles expérimentaux qui permettront d'évaluer l'efficacité de nouveaux traitements. La recherche de traitements est en constante évolution et nécessite de pouvoir les tester dans les meilleures conditions possibles et dans le plus grand respect du bien-être animal.
Procédures
Les nuisances attendues se manifesteront au niveau local après le challenge par un gonflement de la conjonctive accompagné d'une hyperémie et d'un larmoiement. Les procédures expérimentales nécessitent l'administration de différents produits par instillations (gouttes oculaires), par voie sous cutanée, intramusculaire ou intrapéritonéale (pour administrer les anesthésies également). Ces procédures ne durent que quelques secondes. Les examens ophtalmologiques se feront à l'aide de techniques non invasives (imagerie, observations au biomicroscope). Ces examens sont réalisés chez l’homme en cabinet médical par un ophtalmologiste sans anesthésie et sans hospitalisation. Ils le sont également chez l’animal en clinique vétérinaire. Ces examens pourront se faire pour une partie sur animaux vigiles mais certains qui nécessitent l’immobilisation complète de l'animal seront pratiqués sous anesthésie légère, ce type d'examen ne dure que quelques minutes. Des prélèvements de sang pourront être réalisés au cours des procédures expérimentales afin de doser le principe actif ou tout autre marqueur d'intérêt. Ces prélèvements de sang se feront par ponction et dureront quelques minutes.
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues se manifesteront au niveau local après le challenge par un gonflement de la conjonctive accompagné d'une hyperémie et d'un larmoiement. Au niveau du site d'immunisation, une réaction inflammatoire avec potentiellement la présence de nodules sous-cutanés peut être observée. Les examens et administrations nécessitent une contention brève, pouvant induire un stress ponctuel de quelques minutes, puis l’animal est replacé dans sa cage d’hébergement. Des mesures spécifiques (habituation, manipulation douce, environnement calme) seront mises en place pour limiter cet impact. Les procédures plus invasives, telles que les injections péri-oculaires ou les examens nécessitant une immobilisation prolongée, seront réalisées sous anesthésie légère afin de garantir le confort de l’animal. Ces anesthésies peuvent occasionner une gêne transitoire mais ne présentent pas de risque significatif à long terme. En dehors de ces périodes d’examen ou d’administration de traitement, l’animal est libre de ses mouvements, avec un accès à l’eau et à la nourriture. Lors des prélèvements de sang, le volume sera adapté au minimum pour ne pas nuire à l’animal. Le stress dû au maintien de l'animal, à la piqûre de l'aiguille, une rougeur peut apparaitre au site de prélèvement, ne doit pas impacter le mode de vie de l'animal une fois l'action finie.
Devenir
À l’issue de la procédure expérimentale, tous les animaux seront euthanasiés de manière éthique et réglementée, pour réaliser des analyses ex vivo nécessaires à la validation des résultats (analyses histologiques, dosages biochimiques, études moléculaires, etc.). Cependant, les animaux n’ayant pas été inclus dans la totalité de la procédure — estimés à environ 10 %, hors exclusions liées aux points limites — pourront être réutilisés dans d’autres protocoles expérimentaux compatibles, sous réserve de l’avis favorable du vétérinaire responsable. Ces animaux sont généralement exclus en raison d’un défaut anatomique ou physiologique détecté lors des examens de baseline, notamment au niveau de l’œil, avant le début de l’induction de la pathologie. Ces individus n’auront reçu ni induction de l'allergie (immunisation et/ou challenge), ni administration de traitement, mais auront uniquement été soumis à des examens non invalidants, parfois réalisés sous anesthésie légère. Leur réutilisation, lorsqu’elle est possible, s’inscrit dans une démarche de réduction du nombre d’animaux utilisés, conformément aux principes des 3R, tout en garantissant le respect du bien-être animal et des exigences scientifiques.
Remplacement
L’œil est un organe complexe. Il est composé de plusieurs tissus anatomiquement et physiologiquement très différents. Il est de plus soumis à d'importantes variations environnementales mécaniques et physicochimiques, ainsi qu'à d’importantes interactions biologiques avec les tissus et organes voisins. A ce jour, aucune méthode alternative tels que les modèles in vitro (2D, 3D, organoïdes) ne permet de mimer l’œil dans sa globalité fonctionnelle et environnementale. L’allergie oculaire est une pathologie systémique impliquants plusieurs acteurs biologiques qui ne sont pas simultanément présents ou fonctionnels in vitro. C'est pour cela que l’utilisation d’animaux vivants dans ces procédures expérimentales sont nécessaires pour atteindre les objectifs de ce projet.
Réduction
Le nombre maximum d’animaux prévu pour ce projet a été déterminé en fonction de la distribution théorique rencontrée dans les données bibliographiques et historiques de l'établissement, du nombre d'études estimées et tient compte des variations du métabolisme, de la robustesse des mesures et de notre expérience. Ce nombre limité doit nous permettre de conclure sur l’efficacité ou non d’un traitement. L'effet d'un traitement sera évalué à chaque moment à l'aide de tests statistiques; chaque groupe traité sera comparé à celui du groupe témoin. Un calcul de l’effectif sera réalisé avant chaque étape afin d’ajuster et de revoir à la baisse si possible le nombre d’animaux à inclure dans les procédures. De plus, dès que les procédures expérimentales le permettront, des évaluations non invasives seront choisies tout au long du projet pour améliorer la condition animale et éviter la mise à mort inutile des animaux. De même, l'analyse des deux yeux sera privilégiée autant que possible afin de réduire le nombre d'animaux utilisé.
Raffinement
Un suivi quotidien des animaux sera effectué afin de minimiser au maximum l’impact des procédures sur leur bien-être. Les rongeurs seront placés en groupe dans des cages d’hébergement contenant nourriture et boisson ad libitum et enrichissement à ronger et un abri. Les examens non invasifs choisis pour évaluer les signes cliniques de la maladie sont semblables à ceux pratiqués chez l'homme en cabinet ophtalmologique ou chez l’animal en clinique vétérinaire. Les examens de l'œil qui requièrent l’immobilité de l'animal pourront être réalisés pour son confort sous anesthésie. Des points limites adaptés, suffisamment prédictifs et précoces permettent de limiter une éventuelle douleur à son minimum.
Choix des espèces
Les espèces animales choisies ont une physiologie, une anatomie et un métabolisme largement décrits dans la bibliographie scientifique. L’extrapolation à l’homme des effets sur l’œil en est d’autant plus facilitée. De plus, les modèles expérimentaux concernant cette pathologie sont largement utilisés et décrits sur ces espèces dont les publications de référence sur laquelle le projet est basé. Pour ce projet, des souris et des rats ont été retenus pour tenir compte des particularités anatomiques et physiologiques de chaque espèce afin d’augmenter les chances de mener ce projet à terme. Les rongeurs ont minimum 6 semaines au début de l’étude correspondant à de jeunes adultes conformément aux publications de référence qui servent de base aux modèles et qui correspond à la maturité visuelle chez ces animaux. Ils observeront ensuite une période d’acclimatation de 5 jours minimum avant leur entrée dans les procédures expérimentales.
Développement d’un modèle d’infection à Erysipelothrix rhusiopathiae chez la poule domestique et évaluation de vaccins contre cette infection
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
Inoculées avec Erysipelothrix rhusiopathiae, les poules peuvent développer une léthargie, une perte d'appétit, parfois une septicémie et des arthrites. 180 poules domestiques vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et toutes seront tuées pour le prélèvement de leurs tissus et la mesure de la colonisation bactérienne. Elles subissent cinq à sept prises de sang, deux administrations de vaccin et une pesée hebdomadaire, dans un projet dont la finalité est de constituer le dossier d'autorisation de mise sur le marché d'un vaccin vétérinaire. Le porteur justifie 30 animaux pour la première procédure et 30 pour la seconde, sans expliquer les 120 restants.
Objectifs
L'objectif principal de ce projet est de développer un modèle d'infection expérimental pour Erysipelothrix rhusiopathiae chez la poule domestique (Procédure 1) et d'utiliser ce modèle pour évaluer l'efficacité d'un vaccin contre cette infection (Procédure 2). La Procédure 1 vise à déterminer la dose optimale qui reproduit fidèlement l'infection naturelle. La Procédure 2 utilisera les paramètres optimisés de la Procédure 1 pour évaluer l'efficacité protectrice d'un vaccin candidat contre Erysipelothrix rhusiopathiae.
Bénéfices attendus
Les études d'efficacité vaccinale réalisées chez l'espèce cible sont nécessaires au dossier d'AMM des vaccins vétérinaires. Ce projet vise à développer des vaccins chez la poule domestique contre Erysipelothrix rhusiopathiae. L'évaluation de l'efficacité protectrice permet de déterminer les conditions d'utilisation du vaccin (doses, fréquence et protocole vaccinal) afin d'utiliser les vaccins avec un maximum d'efficacité et de sécurité. Par ailleurs, le développement de vaccins efficaces permet de réduire significativement l'utilisation d'antibiotiques dans la filière avicole puisque la prévention vaccinale évite le recours aux traitements préventifs ou curatifs à base d'antibiotiques. Ces vaccins contribueront à améliorer la santé animale, réduire les pertes économiques dues aux infections à Erysipelothrix rhusiopathiae et soutenir une approche préventive durable évitant le développement d'antibiorésistance en élevage avicole. Ces infections sont connues de longue date chez les volailles, et notamment chez les poules pondeuses, mais leur incidence était extrêmement réduite par une conduite d'élevage en cage. L’abandon des cages conventionnelles au profit de systèmes alternatifs (volières, élevages au sol ou plein air), encouragé par les attentes sociétales et les pratiques en faveur du bien-être animal, s’est accompagné d’une recrudescence de l’érysipèle aviaire. Erysipelothrix rhusiopathiae est un microorganisme ubiquitaire, zoonotique et commensal de nombreux animaux et est capable de persister durablement dans les sols et les matières organiques grâce à sa forte résistance environnementale. Les systèmes d’élevage alternatifs augmentent les contacts des animaux avec l’environnement contaminé, favorisant ainsi la circulation de la bactérie. La gestion actuelle de l’infection repose principalement sur les mesures de biosécurité, l’hygiène des bâtiments, la maîtrise des facteurs de stress et les traitements antibiotiques en chimioprophylaxie ou lors d’épisodes cliniques. Cependant, la persistance environnementale de la bactérie et la difficulté d’éradication limitent l’efficacité de ces approches. Dans ce contexte, le développement de stratégies vaccinales adaptées représente un enjeu majeur afin de prévenir les épisodes cliniques, réduire l’usage des antibiotiques et sécuriser durablement les systèmes de production alternatifs.
Procédures
Les animaux seront soumis à des contentions pour : - Pesées: animal placé dans un seau pendant environ 1 minute une fois par semaine. - Prises de sang (au minimum 5 et au maximum 7), préleveur assis avec l'animal sur ses genoux; Durée attendue de la contention: environ 2 minutes. - Administration de l'inoculum (une administration), du vaccin (deux administrations) ou pour euthanasie chimique: animal tenu en contention par un animalier; Durée attendue de la contention: environ 30 secondes
Impact sur les animaux
Les injections de l'inoculum et des vaccins peuvent provoquer une douleur transitoire minimale au site d'injection. L'infection expérimentale peut provoquer des signes cliniques incluant léthargie et perte d'appétit, parfois septicémie et arthrites, qui seront surveillés quotidiennement. Les prélèvements sanguins répétés (5 fois pour la Procédure 1, 7 fois pour la Procédure 2) et la contention associée provoquent un stress mineur et transitoire; le volume prélevé ne doit pas avoir de conséquences sur la santé des animaux.
Devenir
L'ensemble des animaux utilisés pour ce projet sera euthanasié pour prélèvements tissulaires nécessaire au projet (colonisation tissulaire de la souche bactérienne).
Remplacement
Il n'existe pas d'alternative validée pour remplacer l'utilisation d'animaux vivants pour ce projet. L'évaluation de l'infection à Erysipelothrix rhusiopathiae et de l'efficacité vaccinale nécessite un modèle animal intégrant les interactions complexes entre l'agent pathogène, le système immunitaire et la physiologie de l'hôte. Les modèles in vitro ou les cultures cellulaires ne permettent pas de reproduire la complexité de la réponse immunitaire systémique, la dissémination de l'agent pathogène dans les organes, et l'évaluation clinique de la protection vaccinale. La poule domestique constitue l'une des espèce cible naturelle pour cette infection et représentent le modèle le plus pertinent et éthiquement justifié. D'autre part, la législation actuelle impose l'utilisation de l'espèce cible pour le développement de vaccins.
Réduction
Le nombre d'animaux a été calculé pour assurer la validité statistique tout en minimisant l'utilisation d'animaux. Pour la Procédure 1, 30 animaux (3 groupes de 10) permettront de comparer trois doses de challenge et d'identifier la dose optimale avec une puissance statistique adéquate. Pour la Procédure 2, 30 animaux (2 groupes de 15) doivent fournir une puissance statistique suffisante pour détecter une différence significative d'efficacité vaccinale. Ces effectifs sont basés sur les publications existantes. L'approche séquentielle (Procédure 1 conditionnant la Procédure 2) optimise l'utilisation des animaux en s'appuyant sur les résultats de la première étude. A ce titre, il est possible que le nombre d'animaux nécessaire pour mener à bien la procédure 2 soit modifié, à la hausse comme à la baisse.
Raffinement
Plusieurs mesures de raffinement sont mises en œuvre pour minimiser la douleur, la détresse et le stress. Utilisation d'animaux EOPS permettant de réduire les variables confondantes et d'améliorer, voir de standardiser la réponse à l'inoculation et/ou à la vaccination. Période d'acclimatation d'au moins une semaine avant le début des procédures. Surveillance clinique quotidienne avec critères d'arrêt prématuré (points limites) pour prévenir la souffrance excessive. Logement en groupes dans des conditions enrichies respectant les besoins comportementaux et la directive 2010/63/UE pour les surfaces par animal (taille minimale du compartiment, densité, couchage, accès à l'aliment et à l'eau, etc.). Techniques de contention et de prélèvement réalisées par du personnel experimenté pour minimiser le stress. Euthanasie réalisée selon les méthodes recommandées pour assurer une mort rapide et sans douleur. La SBEA pourra être impliquée sur ces points.
Choix des espèces
Dans le cadre du développement des médicaments vétérinaires (essai réglementaire ou étude pilote), l’étude doit être menée sur l’espèce cible du produit à tester. Dans le cas de ce projet, la poule domestique (Gallus gallus domesticus). Les animaux seront utilisés au stade juvénile/jeune adulte: 6-9 semaines d'âge pour la Procédure 1 (développement du modèle d'infection) et 3 semaines d'âge au début de la Procédure 2 (évaluation vaccinale, avec utilisation jusqu'à 12 semaines d'âge). Ces âges correspondent aux périodes de susceptibilité maximale à l'infection (inoculation) et aux tranches d'âge cibles pour la vaccination en conditions pratiques.
Maintien et génotypage de lignées de souris pour l’étude de maladies rénales chroniques.
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Système urogénital
64 320 souris vont être utilisées pour maintenir et génotyper des lignées destinées à l'étude des maladies rénales chroniques, dans des procédures classées légères. Chacune subit un unique prélèvement de queue de quelques secondes, seul acte du protocole. Le porteur présente ces modifications génétiques comme sans conséquence dommageable pour les animaux. Les souris sont tuées après reproduction ou quand leur génotype ne correspond pas, celles qui conviennent partant vers d'autres projets où elles seront mises à mort.
Objectifs
Les maladies rénales chroniques représentent un problème de santé publique majeur, touchant 850 millions de personnes dans le monde. Ces pathologies, d'origine génétique ou acquise, se caractérisent par une altération progressive et irréversible de la fonction et de la structure du rein. Actuellement, il n'existe aucun traitement permettant d’enrayer efficacement cette progression, qui conduit souvent à l’insuffisance rénale terminale, nécessitant alors une dialyse ou une greffe rénale. Cette absence de solutions thérapeutiques curatives souligne la nécessité de mieux comprendre les mécanismes biologiques et cellulaires impliqués dans la progression des MRC. L’objectif de ce projet est de permettre la création et/ou le maintien de lignées murines transgéniques, avec ou sans phénotype rénal observable, afin de fournir des modèles pertinents pour l’étude de ces mécanismes. Ces lignées sont essentielles pour identifier les voies physiopathologiques impliquées et, à terme, développer de nouvelles approches thérapeutiques. Les modifications génétiques concernées n’entrainent pas de conséquences dommageables pour les souris. Ces modifications génétiques sont deteminées par génotypage qui consiste en l’analyse de l’ADN pour identifier la présence, l’abscence ou la modification d’un gène.
Bénéfices attendus
Ce projet a pour but de générer et de maintenir des modèles de souris permettant l’étude des mécanismes de maladies rénales chroniques pour lesquelles aucun traitement n’est actuellement disponible. Une meilleure compréhension de mécanismes responsables de la destruction du rein permettra d’améliorer les traitements à destination des patients atteints par ces maladies.
Procédures
Prélèvement de queue sur animal vigile (1 fois, 5sec).
Impact sur les animaux
La contention et le prélèvement peuvent provoquer un stress et une souffrance légère et transitoire de quelques minutes.
Devenir
Les animaux sont mis à mort après accouplement ou si leur génotype n’est pas celui attendu. Les animaux de génotype souhaité mais non utilisés pour le maintien des colonies feront l'objet d'une utilisation dans le cadre de projets d'expérimentations faisant l’objet d’une demande d’autorisation séparée et seront mis à mort au terme de cette utilisation.
Remplacement
Compte tenu de l’absence de modèle cellulaire complet, il n’est pas possible du substituer des approches in vitro aux modèles murins impliqués dans ce projet. Il n’y a pas de remplacement possible fiable à l’heure actuelle pour le prélèvement de queue.
Réduction
Les stratégies d’accouplements ont été calculées selon les expériences antérieures pour générer un nombre suffisant d’animaux pour mener à bien les projets de recherche. Le nombre d’animaux est justifié par l’utilisation de différents fonds génétiques car nous avons montré que le fond génétique est un déterminant essentiel des lésions rénales. D’autre part, les deux sexes sont étudiés car la sensibilité aux lésions rénales peut différer entre mâles et femelles.
Raffinement
Les souris seront surveillées par les membres qualifiés de l'animalerie et par les responsables du projet afin de détecter tout signe de douleur ou de maladie. Tout comportement anormal sera directement communiqué à la personne en charge du projet. Des points limites spécifiques ont été établis. Tout animal en souffrance recevra un soin adapté (anti-septique, compression). Si les points limites établis sont atteints sans possibilité de soulager l’animal, celui-ci sera mis à mort.
Choix des espèces
La souris permet l’étude d’animaux génétiquement modifiés particulièrement informatifs pour la compréhension des mécanismes physiopathologiques. De plus, de nombreux outils d’analyses ont été développés et bien caractérisés dans cette espèce animale. Afin de permettre l’identification des souris et l’analyse de leurs gènes avant leur sevrage, le tatouage des coussinets et le prélèvement de queue sont effectués entre 7 et 10 jours de vie.
Etude de l’impact du microbiote sur les interactions hôte / agent pathogène infectieux viraux et bactériens
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
3 600 poissons zèbres vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance allant de léger à sévère pour 2 000 d'entre eux, tous tués à l'issue pour prélever leurs organes. Ils sont infectés par bain pendant deux à cinq heures, ce qui peut provoquer nécroses, lésions vasculaires et nage erratique. Le projet étudie comment le microbiote intestinal protège le poisson contre les infections virales et bactériennes. Le porteur présente le poisson zèbre comme un modèle qui "permet de remplacer en partie les modèles mammifères", tout en soumettant 3 600 individus à l'infection expérimentale.
Objectifs
L’étude des maladies infectieuses chez le poisson zèbre consiste à caractériser (1) les microbes qui causant des maladies infectieuses, (2) les bactéries naturellement associées au poisson (son microbiote), et leurs interactions. Pour comprendre les maladies infectieuses et leurs mécanismes, on les reproduit au laboratoire. Ceci permet d’étudier les signes cliniques et la mortalité induite, et de comparer les stratégies des microbes causant des maladies en aquaculture, ou affectant la santé humaine. Le microbiote joue un rôle très important pour protéger le poisson contre les infections, en induisant une résistance à la colonisation. Cette protection s’exerce via la compétition pour les ressources, la stimulation du système immunitaire et les interactions complexes au sein des communautés microbiennes. Cependant ces mécanismes restent mal compris. Les recherches menées sur des poissons zèbres « gnotobiotiques », c’est-à-dire à microbiote contrôlé, ont mis en évidence son influence sur la sensibilité aux infections, le développement immunitaire et les réponses inflammatoires. Ces études concernent surtout les stades larvaires, laissant encore peu explorés les effets aux stades juvénile et adulte, alors que la composition du microbiote évolue au cours du développement. Les modèles « gnotobiotiques » s’imposent donc comme des outils essentiels pour étudier les interactions entre l’hôte, son microbiote et les agents pathogènes. L’importance de ces interactions est soulignée par l’usage du poisson zèbre comme modèle en biologie du développement, infectiologie, neurologie et cardiologie. Comprendre les interactions microbiome–hôte permettrait une meilleure standardisation des modèles d’étude. Des modèles de poisson zèbre gnotobiotique existent déjà, couvrant les quatre premières semaines de vie du poisson, potentiellement jusqu’au stade jeune adulte. Divers modèles d’infection ont été standardisés. Les infections par balnéation reproduisent les voies naturelles d’infection des pathogènes étudiés et seront dans ce projet combinées à des prélèvements biologiques post-mortem. Ce projet vise à : (1) caractériser l’impact du microbiote sur les infections virales et bactériennes, (2) analyser les mécanismes des réponses immunitaires chez des poissons à flore contrôlée, et (3) évaluer l’influence du microbiome sur le développement du système immunitaire.
Bénéfices attendus
Les résultats attendus en fin de projet sont les suivants : - Compréhension de l’impact du microbiome sur la sensibilité aux infections - Compréhension des mécanismes des réponses immunitaires des poissons à flore contrôlée lors de ces infections - Compréhension de l’impact du microbiome sur le développement de l’immunité du poisson-zèbre. Ces éléments sont essentiels pour le développement du modèle poisson zèbre en infectiologie, qui permet de remplacer en partie les modèles mammifères. Le modèle poisson zèbre gnotobiotique peut offrir un contexte expérimental particulièrement pertinent pour modéliser les interactions entre le microbiote et l’hôte et leur impact sur les infections, à la fois chez l’homme (dans le cadre d’approches « One health ») et chez les poissons d’élevage. La prévention des pathologies est un élément essentiel du développement d’une aquaculture plus « durable ».
Procédures
Les immunisations ou infections expérimentales sont réalisées sur poissons vigiles par bain et impliquent une séance de 1 heure (immunisation) - éventuellement réalisée de nouveau une seconde fois si rappel nécessaire- ou 2 à 5 heures (infections)
Impact sur les animaux
Les manipulations ainsi que la mise à jeun 24 heures avant l’infection peuvent engendrer un stress. L’infection peut conduire chez certains individus à une perte d’appétit, un excès d’excrétion de fèces, une nécrose au point d’injection, différentes lésions en particulier vasculaires, et une nage erratique.
Devenir
Les poissons de ce projet encore en vie en fin d’expérience seront euthanasiés pour prélèvement d’organes.
Remplacement
Il n’existe pas de modèles cellulaires permettant d’étudier les réponses immunitaires systémiques des poissons. La compréhension des processus infectieux, la quantification des réponses immunitaires à l’échelle de l’organisme entier et en particulier la protection induite par les vaccins/immunostimulants, les migrations des globules blancs responsables de la protection et de la mémoire immunitaire, plus généralement la compréhension des interactions hôte-agent infectieux nécessitent de soumettre l’animal à une immunisation ou à une infection expérimentale. Le projet associé à cette DAP chez le poisson zèbre ne peut donc être réalisé avec des méthodes alternatives. Seul un animal ayant un système immunitaire adaptatif permet d’évaluer l’induction d’une réponse spécifique de l’antigène par globules blancs, ou un état de résistance lors d’une épreuve d’infection expérimentale.
Réduction
La taille des groupes (50 individus) a été fixée pour permettre à la fois d’évaluer des taux de survie ou de protection et de réaliser les échantillonnages pertinents sur un nombre suffisant d’individus dans le contexte très particulier des poissons zèbres gnotobiotiques sur lesquels nous avons très peu de recul à ce stade. Cette étude permettra précisément de réduire le nombre d’animaux utilisés dans les projets à venir.
Raffinement
Le stress lié à la manipulation est compensé par anesthésie jusqu’à sédation pour une durée < 2 min. Tout au long de leur vie, les poissons sont élevés dans les meilleures conditions possibles. Ils sont nourris 2 fois par jour. Ils sont toujours en présence de congénères. Sous les aquariums, nous positionnerons un poster imitation « substrat ». Les animaux sont observés au moins deux fois par jour. Les individus atteignant le point limite défini dans le projet sont sortis du protocole et euthanasiés.
Choix des espèces
Le poisson-zèbre est un modèle d’étude important des relations hôte-pathogène. La disponibilité de poissons zèbres gnotobiotiques est essentielle pour réaliser les recherches décrites ici. Des outils de manipulations de l’expression des gènes, de nombreux mutants, et la séquence complète du génome de cette espèce concourent aussi à son succès. De nombreux modèles de maladies humaines ont été développés chez le poisson-zèbre, non seulement chez la “larve” ou le jeune alevin, mais aussi aux stades plus tardifs ; le poisson-zèbre au stade adulte a été en particulier utilisé pour l’étude des relations entre les mycobactéries et leur hôte. Le modèle poisson zèbre est aussi un modèle de criblage de drogues. Il est donc important de comprendre les mécanismes et modalités des réponses immunitaires innées et adaptatives dirigées contre des agents infectieux, dans ce modèle. Dans ce projet, les poissons seront utilisés entre jour 6 post éclosion et 6 mois. Le modèle gnotobiotique a été caractérisé entre 6 et 28 jours post-éclosion. Des expériences seront aussi réalisées à des stades postérieurs, jusqu’à 6 mois afin d’examiner des poissons dont le système immunitaire adaptatif est complètement mature.
- Formation professionnelle
- Recherche appliquée
- Maladies animales
40 moutons vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance léger, infestés par des vers parasites pour entretenir des souches et produire des larves. Pendant quatre mois, chaque animal subit des prélèvements de fèces cinq jours par semaine et une prise de sang mensuelle, l'infestation pouvant provoquer une anémie surveillée par l'hématocrite. La plateforme fournit du matériel biologique aux centres de sélection ovine et sert aussi de support de travaux pratiques pour des étudiants. Les moutons ne sont pas tués à l'issue mais réutilisés dans d'autres projets, non encore définis.
Objectifs
La résistance des helminthes aux anthelminthiques est une problématique croissante pour l’élevage de ruminants ; aussi tous les objectifs de ce projet s’inscrivent dans la recherche de solutions alternatives contre le parasitisme helminthique des ovins/caprins. Notre plateforme permet d’une part de fournir aux organismes de sélection de la filière ovine/caprine des doses de larves de parasites gastro-intestinaux (PGI) nécessaires à la réalisation d’infestations expérimentales contrôlées de béliers afin d’estimer les paramètres génétiques (résistants ou sensibles) de ces derniers. D’autre part, d’entretenir des souches sensibles et résistantes de ces parasites afin d’avoir du matériel biologique à étudier in vitro dans le but de comprendre et décoder leurs mécanismes de résistance. De plus, ce projet étant destiné à être pérenne, il pourra bénéficier aux apprenants dans le cadre de séance de travaux pratiques (TP) afin d’initier les étudiants à l’exercice de leurs fonctions professionnelles.
Bénéfices attendus
Les ovins infestés expérimentalement permettront de produire des doses infestantes de parasites et ainsi, fournir durablement les centres ovins/caprins engagés dans la sélection d’animaux résistants aux PGI. De plus, la production de ce materiel biologique permettra de conduire des essaies in vitro contribuant à comprendre les mécanismes de résistance mis en place par ces parasites afin de ne pas laisser l’éleveur dans une impasse préjudiciable pour le devenir de son activité. En proposant des solutions alternatives, cette démarche doit permettre de diminuer significativement l’utilisation d’antiparasitaires et donc l’impact négatif des traitements chimiques sur l’environnement. En participant au suivi des animaux de la plateforme, les étudiants seront sensibilisés à cette problématique de résistance et apprendront aussi comment pratiquer sur un petit ruminant un examen clinique ainsi que des prélèvements sanguin et coprologique, tout en respectant le bien être de l’animal. Ce volet du projet sera assujetti à l’entrainement préalable des étudiants en salle de simulation.
Procédures
A partir de J21 post-infestation jusqu'à J120 (4 mois), 5 fois par semaine, des prélèvements de fèces seront réalisés pour vérifier la bonne implantation du parasite. Le prélèvement rectal de fèces est reconnu indolore en médecine humaine. Il y aura un prélèvement de sang mensuel pendant les 4 mois d'infestation. L'admnistration de l'antiparasitaire sera faite en une seule administration orale, au terme des 4 mois d'infestation. La contention et les prélèvements seront réalisés sur les animaux vigiles soit par une personne compétente soit supervisée par celle-ci quand l’acte sera fait par un apprenant. La contention de l'animal sera de maximum 3 minutes, pendant lesquelles seront faits le prélèvement du contenu rectal avec un gant en latex humidifié et la prise de sang.
Impact sur les animaux
L’infestation par ces parasites peut induire une anémie modérée chez son hôte. Celle-ci est bien tolérée par l’animal. Néanmoins les animaux seront observés quotidiennement afin d'évaluer toute altération de l'état général (anorexie, prostration). Tout animal ayant un hématocrite inférieur à 15 % sera déparasité afin que ces paramètres sanguins se normalisent rapidement.
Devenir
Les animaux pourront être réutilisés dans d'autres projets (non encore définis)
Remplacement
Le cycle biologique de ces helmintes passe obligatoirement par le petit ruminant qui est l’hôte définitif au sein duquel la reproduction sexuée du parasite s’effectue ; le petit ruminant ne peut donc pas être remplacé.
Réduction
Le nombre d’animaux prévus dans l’expérimentation sera limité au maximum pour d’une part avoir un effectif garantissant de large temps de repos aux animaux qui ne seront donc pas tous infestés simultanément, tout en conservant une production suffisante de larves de parasite et d’autre part la possibilité de sortir temporairement si nécessaire des animaux de la procédure sans impacter la finalité du projet.
Raffinement
Les ovins seront hébergés sur une litière paillée et en lots, femelles et mâles séparés, de manière à pouvoir exprimer leurs comportements sociaux. Ils auront accès à du foin à volonté et à du complément pour satisfaire leur besoin nutritionnel. Progressivement, ils s’habitueront à être manipulées et les prélèvements seront réalisés soit par du personnel expérimenté, soit par l’apprenant sous la surveillance du personnel expérimenté. L’aprenant aura au préalable exercé son savoir faire en travaux pratique de simulation. Les animaux seront surveillés quotidiennement. Le milieu sera enrichi avec des brosses et des pierres à sel. Le contact homme/animal sera favorisé afin de limiter le stress lié aux manipulations. L’accès à la mangeoire sera suffisant pour ne pas induire de compétition concernant l’alimentation ce qui induirait un stress pour les animaux et des biais dans l’interaction hôte/parasite.
Choix des espèces
Le petit ruminant dont l’ovin est l’espèce cible de ces helmintes (application ensuite en élevage). Il n'existe malheureusement pas de système alternatif pour produire ces parasites. L’âge minimum requis des animaux doit être de 3 mois. À partir de cette période ils peuvent être infestés sans qu’il y ait d’impact sur leur développement. Pour ce projet, il n’est pas nécessaire d’avoir une homogénéité en âge des animaux ; c’est pour cela que nous pouvons les garder dans le temps.
Evaluation des interventions thérapeutiques sur la dynamique de développement oculaire.
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Troubles sensoriels
Rats : 240
Lapins : 200
740 rats, souris et lapins, le plus souvent juvéniles, vont être utilisés dans des procédures d'un niveau de souffrance léger. Ils reçoivent des traitements oculaires par gouttes jusqu'à six fois par jour ou par injections dans l'œil, sous anesthésie, pour étudier des traitements de la myopie sur un œil en croissance. La plupart sont tués à la fin pour analyser leurs yeux. Environ 10 %, surtout des mères et des petits écartés avant le début, peuvent être réutilisés dans d'autres protocoles.
Objectifs
Le développement de l’œil durant l’enfance et l’adolescence constitue un processus dynamique et particulièrement sensible aux influences environnementales, génétiques et biologiques. Au cours des premières années de vie, la croissance oculaire est marquée par une série d’étapes critiques conduisant à la maturation des structures anatomiques essentielles – cornée, cristallin, rétine, sclère – ainsi qu’à l’établissement des fonctions visuelles fondamentales telles que l’acuité, la coordination binoculaire et l’amétropie. Cette période de plasticité accrue rend l’œil des jeunes particulièrement réactif aux facteurs externes, notamment aux traitements pharmacologiques, interventions optiques ou approches thérapeutiques émergentes. Dans un contexte où la prévalence des troubles de la vision, en particulier la myopie, connaît une augmentation importante à l’échelle mondiale, l’intérêt pour des stratégies de prévention ou de modulation de la croissance oculaire s’est intensifié. Plusieurs traitements existent déjà pour influencer cette croissance — comme les collyres à faible dose d’atropine, les lentilles défocalisantes ou certaines approches comportementales. Parallèlement, le développement de nouveaux agents thérapeutiques, fondés sur des mécanismes cellulaires, moléculaires ou biomécaniques, ouvre des perspectives prometteuses mais encore insuffisamment comprises. Étudier les effets de traitements actuels ou innovants sur l’œil en développement constitue donc un enjeu scientifique majeur. Une telle recherche permettrait de mieux comprendre comment ces traitements modulent la physiologie oculaire (croissance axiale, remodelage scléral, réponses rétiniennes) tout en garantissant leur innocuité à long terme. Elle contribuerait également à éclairer les mécanismes fondamentaux qui sous‑tendent la croissance oculaire, améliorant ainsi la prise en charge des jeunes patients et orientant le développement de futures interventions thérapeutiques plus ciblées et plus sûres.
Bénéfices attendus
Le principal bénéfice attendu de ce projet est d’évaluer avec précision l’impact de nouvelles approches thérapeutiques sur la croissance de l’œil en développement. Durant l’enfance et l’adolescence, les structures oculaires – notamment la sclère, la choroïde et la rétine – subissent des processus de maturation complexes qui peuvent être influencés par l’administration de traitements. Il est donc essentiel de caractériser de manière rigoureuse les effets potentiels, bénéfiques ou indésirables, d’un produit administré par voie oculaire ou systémique au cours de cette période sensible. Le projet permettra d’examiner finement les modifications structurelles et fonctionnelles susceptibles d’apparaître après exposition au traitement. Les paramètres d’intérêt pourront inclure : des variations de la croissance axiale du globe oculaire, des modifications du remodelage scléral ou de l’épaisseur cornéenne, des altérations des couches rétiniennes ou choroïdiennes, des perturbations éventuelles des voies de signalisation impliquées dans la régulation de la croissance oculaire. L’évaluation s’appuiera sur des examens ophtalmologiques in vivo reconnus pour leur fiabilité et leur caractère non invasif, tels que : l’examen à la lampe à fente, la rétinographie, la pachymétrie, l’électrorétinographie (ERG), et, si nécessaire, des examens complémentaires comme la biométrie axiale ou l’OCT. Ces techniques permettront de suivre avec précision l’évolution des structures oculaires ainsi que la fonction visuelle, et de détecter à la fois les effets recherchés et d’éventuels effets indésirables induits par le traitement. Ces travaux contribueront à identifier les stratégies thérapeutiques les plus sûres et les plus efficaces pour intervenir sur un œil en croissance, tout en approfondissant la compréhension des mécanismes biologiques impliqués. Ils permettront également d’optimiser les modalités d’administration du produit et d’assurer que son utilisation future s’inscrive dans une démarche rigoureuse, conforme aux exigences scientifiques et éthiques.
Procédures
Les animaux inclus dans ce projet seront soumis à différentes interventions réparties sur une période allant de 1 à 12 mois, selon les objectifs et la réponse au traitement évalué. Ces interventions comprennent : 1. L’administrations du produit : Elles pourront être réalisées par instillation (1 à 6 fois/jour), nécessitant seulement une contention et durant quelques secondes ; par injection intra ou péri oculaire, généralement hebdomadaire mais pouvant aller jusqu’à une fréquence tous les deux jours si nécessaire ; par injection systémique, quotidienne ou espacée, durant 1 à 2 minutes. Les injections seront effectuées sous anesthésie locale et/ou générale légère afin d’immobiliser l’animal et d’éviter toute douleur. 2. Les examens ophtalmologiques : Les animaux feront l’objet d’un suivi in vivo comprenant : Lampe à fente (en baseline puis régulièrement, durée < 5 min), la biométrie axiale pour la mesure de la longueur du globe, l’OCT pour l’analyse de l’épaisseur et de l’organisation rétino choroïdienne, la rétinographie, l’ERG pour l’évaluation de la fonction rétinienne, la pachymétrie pour mesure de l’épaisseur cornéenne, la tonométrie si nécessaire pour mesurer la pression intraoculaire. Ces examens qui durent en moyenne 10-15min seront effectués une fois par semaine le premier mois, et regroupés autant que possible sous une seule anesthésie. Ils seront mensuel par la suite. Si plusieurs séances sont nécessaires, un intervalle de 1 à 2 jours sera respecté pour le bien être de l’animal. 3. Suivi et conditions d’examen : Les procédures nécessitant une immobilité stricte (biométrie, OCT, ERG…) seront réalisées sous anesthésie générale légère. Pendant la manipulation les yeux seront régulièrement humidifiés pour éviter le dessèchement cornéen et les animaux seront maintenus sur un support chauffant pour prévenir l’hypothermie. Après chaque intervention, les animaux seront replacés rapidement dans leur cage pour limiter le stress. Les conditions d’hébergement seront adaptées à chaque espèce, avec des enrichissements favorisant le bien être (abris, matériaux à ronger, plateformes…). 4. Les prélèvements sanguins: Ils pourront être effectués en général une fois par semaine, sous contention ou anesthésie selon l’espèce et la technique, et dureront 1 à 2 minutes.
Impact sur les animaux
Dans le cadre des procédures prévues dans ce projet – incluant l’administration du produit par voies oculaires ou systémiques, les anesthésies répétées nécessaires aux gestes techniques et les évaluations in vivo de la structure et du fonctionnement oculaires – plusieurs nuisances ou effets indésirables potentiels peuvent être attendus. Bien que ces procédures soient globalement peu invasives et généralement bien tolérées, certains points doivent être anticipés. 1. Effets indésirables liés aux anesthésies légères. Les anesthésies utilisées pour l’administration du produit ou les examens ophtalmologiques (ERG, rétinographie, OCT, etc.) peuvent provoquer des effets transitoires tels qu’une hypothermie per- et post‑anesthésique, compensée par un tapis chauffant, une sécheresse cornéenne due à la diminution du clignement, ou une brève désorientation au réveil. Ces effets sont réversibles et bien contrôlés par les mesures habituelles. 2. Effets indésirables liés aux administrations oculaires. Les instillations ou injections péri‑ ou intra‑oculaires peuvent entraîner une irritation conjonctivale légère, une augmentation temporaire des sécrétions oculaires, une sensation de gêne ou un comportement de frottement, surtout en début d’intervention, ainsi qu’un faible risque d’inflammation locale, en général transitoire. Ces manifestations sont attendues, modérées et diminuent rapidement. 3. Effets indésirables liés aux examens répétés. La répétition des examens ophtalmologiques in vivo peut induire un stress léger et transitoire lié aux manipulations, ainsi qu’un risque mineur d’irritation locale, notamment en cas d’utilisation répétée de collyres. 4. Effets potentiels liés au traitement étudié. Selon la nature du produit administré, des effets spécifiques peuvent apparaître, tels que des modifications temporaires de la surface oculaire, des variations des paramètres anatomiques (comme l’épaisseur cornéenne ou le volume choroïdien) ou encore des altérations fonctionnelles détectées par ERG. Ces éléments feront l’objet d’un suivi régulier afin d’évaluer leur intensité, leur évolution et leur réversibilité. Globalement, les nuisances attendues sont modérées, transitoires et réversibles, et feront l’objet d’une surveillance continue. Des mesures adaptées seront systématiquement mises en place afin de minimiser l’inconfort et garantir le respect des exigences éthiques et réglementaires en vigueur.
Devenir
À l’issue de la procédure expérimentale, l’ensemble des animaux ayant suivi la totalité du protocole seront euthanasiés de manière éthique et conforme à la réglementation, afin de permettre les analyses ex vivo nécessaires. Ces analyses comprendront notamment : des études histologiques des structures oculaires (rétine, choroïde, sclère), des dosages biochimiques ou moléculaires, ainsi que des évaluations morphologiques complémentaires indispensables à la validation scientifique des résultats. En revanche, les mères et les animaux non inclus dans l’intégralité de la procédure, estimés à environ 10 % (hors exclusions pour atteinte d’un point limite), pourront être réutilisés dans d’autres protocoles compatibles, sous réserve de l’avis favorable du vétérinaire responsable. Ces animaux sont généralement retirés avant l’induction car les examens de baseline peuvent révéler : une anomalie anatomique ou physiologique, un défaut oculaire préexistant, ou un critère rendant l’induction de la myopie non pertinente ou non fiable. Ces individus n’auront subi ni induction, ni administration de traitement expérimental. Ils n’auront été exposés qu’à des examens non invalidants, parfois réalisés sous anesthésie légère (lampe à fente, OCT, biométrie), sans conséquences durables. Dans ces conditions, leur réutilisation éventuelle s’inscrit pleinement dans les principes des 3R, en permettant une réduction du nombre total d’animaux utilisés tout en garantissant la protection du bien‑être animal et le respect des exigences scientifiques du projet.
Remplacement
L’œil est un organe sensoriel d’une grande complexité, composé de structures anatomiques et physiologiques étroitement interconnectées (cornée, cristallin, rétine, choroïde, sclère, nerf optique). Ces tissus interagissent en permanence avec leur environnement local et systémique, et leur fonctionnement dépend d’équilibres mécaniques, physicochimiques et biologiques essentiels à la régulation de la croissance oculaire. Bien que des approches alternatives telles que les cultures cellulaires, les organoïdes ou les modélisations in silico aient progressé ces dernières années, elles restent insuffisantes pour reproduire l’ensemble des interactions structurelles, fonctionnelles et pharmacocinétiques d’un œil vivant. Ces systèmes ne permettent notamment pas de simuler de manière fiable les modifications tridimensionnelles des tissus oculaires, l’évolution de la croissance axiale, les réponses sclérales, choroïdiennes ou rétiniennes, ni les mécanismes intégrés impliqués dans la régulation du développement du globe oculaire. Dans ce contexte, l’étude in vivo demeure indispensable pour atteindre les objectifs du projet, permettant : D’observer de manière complète et dynamique les processus physiologiques impliqués dans la croissance oculaire, incluant l’allongement axial, le remodelage scléral et les adaptations rétiniennes et choroïdiennes. D’évaluer l’efficacité et la tolérance de traitements administrés par voies oculaires ou systémiques au sein d’un organisme intégrant vascularisation, innervation, contraintes mécaniques et régulations neuro sensorielles. D’étudier les effets potentiels à long terme sur les tissus oculaires – sclère, rétine, choroïde – dans un environnement physiologique complet, ce qui n’est pas réalisable in vitro ou par simulation numérique.
Réduction
Le nombre d’animaux utilisés a été volontairement limité afin de respecter les principes éthiques en expérimentation animale, tout en garantissant une puissance statistique suffisante pour assurer la fiabilité et la robustesse des résultats. Une analyse de puissance sera réalisée avant chaque série expérimentale afin de déterminer l’effectif nécessaire pour détecter un effet significatif. Ce calcul permettra, lorsque possible, de réduire le nombre d’animaux requis sans compromettre la validité scientifique du projet. Dans une démarche active de réduction, plusieurs stratégies complémentaires seront mises en œuvre. L’utilisation de méthodes non invasives de suivi oculaire in vivo (imagerie, biométrie, examens fonctionnels) permettra de réaliser des suivis longitudinaux chez les mêmes individus, évitant ainsi des sacrifices à différents temps d’analyse. Lorsque scientifiquement pertinent, les deux yeux d’un même animal pourront être examinés, l’un recevant le traitement et l’autre servant de contrôle interne, ce qui limite l’augmentation des effectifs. Par ailleurs, l’optimisation et la standardisation des protocoles expérimentaux, incluant les paramètres d’administration du produit, les conditions environnementales et les variables biologiques, contribueront à réduire la variabilité interindividuelle et à renforcer la cohérence des résultats. Enfin, une attention particulière sera portée à la qualité des soins et à la compétence des expérimentateurs afin d’assurer le bien être des animaux tout au long de l’étude.
Raffinement
Un suivi quotidien rigoureux des animaux sera mis en place afin de détecter précocement tout signe de stress, d’inconfort ou d’effet indésirable lié aux procédures expérimentales. Cette surveillance s’inscrit dans une approche proactive reposant sur des points limites adaptés aux modèles utilisés et aux interventions réalisées, permettant d’identifier rapidement toute altération du bien‑être et de déclencher sans délai des mesures appropriées afin de prévenir toute souffrance. Les animaux seront hébergés dans des conditions conformes à leurs besoins physiologiques et comportementaux, avec un logement en groupe pour les rongeurs dans des cages enrichies. Les rongeurs auront un accès ad libitum à l’eau et à la nourriture. Chez les lapins juvéniles, une alimentation ad libitum sera maintenue durant la phase de transition (environ dix jours), puis un rationnement adapté sera appliqué selon les recommandations en vigueur. L’environnement sera enrichi (abris ou mezzanine selon l’espèce, matériaux à ronger, supports favorisant l’exploration) afin de préserver un bon équilibre comportemental et psychologique. Certaines procédures nécessiteront une anesthésie générale, notamment pour l’administration de traitements ou des examens exigeant une immobilité stricte ; une anesthésie locale pourra y être associée si pertinent. Une analgésie pré‑opératoire sera mise en œuvre dans une logique préventive, et une antibioprophylaxie locale pourra être ajoutée en fonction du risque infectieux. Le suivi reposera principalement sur des techniques non invasives permettant une évaluation répétée de la structure et de la fonction oculaires. Lorsque nécessaire, une anesthésie légère et brève sera utilisée. Après chaque anesthésie, les animaux seront maintenus sur un support chauffant avec hydratation oculaire jusqu’au réveil, puis replacés dans leur environnement habituel afin de limiter le stress. Le projet s’inscrit dans une démarche de raffinement continu, intégrant l’ajustement des pratiques sur la base des observations cliniques et comportementales et l’application de seuils d’intervention adaptés. Il a été validé par un comité d’éthique et sera suivi par la structure dédiée au bien‑être animal, garantissant la conformité réglementaire et la pertinence des mesures mises en œuvre.
Choix des espèces
Ces espèces offrent une grande flexibilité pour les suivis longitudinaux, la biométrie, l’imagerie oculaire et l’analyse fonctionnelle ou moléculaire. Leur physiologie oculaire connue contribue à la reproductibilité des observations et à la comparabilité des données avec d’autres études précliniques. Le choix du rat, de la souris et du lapin s’inscrit dans une démarche scientifique et éthique visant à maximiser la pertinence biologique tout en respectant les principes de réduction du nombre d’animaux. Leur complémentarité permet d’aborder la croissance oculaire à différentes échelles anatomiques. Les animaux seront inclus à un stade juvénile (période s'étendant à quelques jours pour les rongeurs à quelques semaines pour les lapins) correspondant à une période de croissance oculaire active, durant laquelle les tissus comme la rétine, la choroïde et la sclère présentent une plasticité élevée tout en étant suffisamment matures pour répondre aux manipulations expérimentales. Cette phase est essentielle pour étudier l’évolution de la croissance axiale et les effets d’un traitement administré par voie oculaire ou systémique chez des rats, des souris et des lapins. À ce stade, la présence de la mère reste indispensable pour les rongeurs. Les animaux pourront ainsi être reçus avec leur mère, ou issus de femelles gestantes dont la mise bas aura lieu directement dans l’établissement. Lorsque les petits seront suffisamment autonomes, les mères seront progressivement séparées et pourront être réutilisées dans un autre projet si leur état le permet. Pour les lapins, la période d'intérêt étant plus importante, la présence de la mère ne sera pas nécessaire.
Test d’efficacité de gélule à base d’oxyde de cuivre pour lutter contre Haemonchus contortus chez l’ovin
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
Infestées volontairement par un ver parasite, 20 jeunes agnelles vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance léger, avec seize prises de sang et vingt-deux prélèvements de matières fécales sur dix-neuf semaines. L'étude teste si des gélules d'oxyde de cuivre freinent Haemonchus contortus, un parasite devenu résistant aux médicaments dans les élevages laitiers. Le porteur affirme que l'ovin est l'animal cible et ne peut donc pas être remplacé. À l'issue, toutes les agnelles sont tuées et autopsiées pour dénombrer les vers présents dans leur caillette.
Objectifs
Actuellement, de nombreux élevages ovins ou caprins laitiers font face à une impasse thérapeutique pendant la lactation liée à la résistance ou la multirésistance de parasites aux médicaments utilisables pendant la lactation. Trouver des alternatives est donc une priorité pour ces élevages, démunis face à ces infestations. Certains travaux ont identifiés l'oxyde de cuivre comme pouvant être une alternative efficace contre un parasite très préocupant en élevage de petits ruminants. Cependant, le manque de données disponibles ne nous permet pas de vulgariser cette pratique. L'objectif est donc d'évaluer le niveau d'efficacité d'administration d'oxyde de cuivre sur une infestation expérimentale d'ovins. Si l'oxyde de cuivre est effectivement efficace, il permettrait une alternative aux traitements usuels permettant ainsi de limiter leur utilisation et donc de retarder d'une part l'apparition de résistance et d'autre part de limiter l'impact environnemental lié à l'utilisation de certains de ces médicaments. Nous vérifierons aussi l'absence d'impact de la supplémentation sur la santé des animaux.
Bénéfices attendus
Si l'administration d'oxyde de cuivre se revèle efficace, cela permettra aux éleveurs de disposer d'une alternative pour le traitement des infestations durant la lactation. Dans le cas contraire, cela permettra d'informer les éleveurs sur les limites de ce complément. En cas d'efficacité, l'utilisation d'oxyde de cuivre pourra limiter l'utilisation de médicaments et donc le rejet de certaines matières actives, néfaste pour la microfaune du sol. De plus, nous profiterons de la présence des animaux et du suivi de l'anémie pour tester un hémoglobinomètre qui pourrait faciliter le suivi de l'état d'anémie des animaux dans les élevages.
Procédures
Les animaux seront infestés expérimentalement. Des prélèvements de matières fécales seront réalisés une fois par semaine pendant les 3 premières semaines puis 2 fois par semaine de la 3ème semaines jusqu'à la 11ème semaine et une fois toutes les deux semaines de la 11ème à la 19ème semaine. Les prélèvements de sang une fois par semaine jusqu'à la 11ème semaine puis une fois toutes les 2 semaines jusqu'à la 19ème semaine. Au total, 16 prélèvements de sang et 22 prélèvements de matières fécales seront réalisés. La durée des prélèvements est d'environ 5/6 minutes par animal.
Impact sur les animaux
Un stress léger peut être ressenti par les brebis lors de la contention pour les prélèvements de fécaux. Ces interventions n’entrainent pas d’altération de l’état général. Les prises de sang seront réalisées par une personne habilitée en limitant le temps de contention. Le volume prélevé, inférieur à 5mL par animal et la fréquence des prélèvements ne présentent pas de risque pour la santé des animaux. Les animaux seront maintenus dans leur groupe tout le temps des prélèvements. Ces interventions n'entrainent pas d'altération de l'état général des animaux.
Devenir
A l'issu de la procédure, les animaux seront euthanasiés et une autopsie sera réalisée afin de pouvoir dénombrer et caractériser les vers présents dans la caillette. Le foie sera également inspecté à la fois macroscopiquement, lors d'une analyse histologique et un dosage du cuivre hépatique sera effectué.
Remplacement
Les ovins sont la cible de l'étude, l'animal ne peut donc pas être remplacé. Une publication scientifique montre l'intérêt de l'oxyde de cuivre pour la gestion d'H. contortus chez les ovins mais elle a été réalisée il y a plus de 20 ans, sur des ovins de race tropicale et sur des isolats d'H. contortus dont le statut vis à vis des anthelminthiques n'est pas spécifié. Nous souhaitons donc reproduire cette expérimentation sur des animaux de race locale (romane x rouge de l'ouest), et en utilisant un parasite résistant à l'éprinomectine, principal médicament utilisé en élevage pour la production laitière et vis à vis duquel les résistances augmentent.
Réduction
Le nombre d'animaux utilisé pour les tests de réduction est réduit au maximum et est calculé en fonction des résultats attendus (d'après les résultats de l'étude précédente et nos résultats d'infestation sur les animaux de race romane avec un logiciel de statistique. En partant d'une moyenne d'excrétion de 4500 opg pour les animaux non traités et de 500 opg pour les animaux traités, nous avons besoin de 10 animaux par lot.
Raffinement
Les brebis seront dans leurs conditions de vie habituelles (en groupes) dans un bâtiment d’élevage conventionnel sur litière paillée. Pour les prélèvements de fèces, la contention sera faite par des animaliers expérimentés, dont la présence journalière répétée en interaction positive (alimentation, soins) est associée à une diminution du comportement de fuite des brebis et donc de leur stress face à la contention. Elles auront accès à des brosses, à des pierres à lecher. Du granulé sera distribué après les prélèvements pour le renforcement positif. Les brebis en demande de contact seront gratouillées à la demande.
Choix des espèces
L'ovin, en tant qu'animal d'élevage, est l'animal cible de cette étude. Il n'existe pas d'alternative in vitro pour valider l'efficacité de l'oxyde de cuivre sur les vers H. contortus adultes. Afin de limiter l'effet hôte sur l'excrétion des parasites, nous utiliserons de jeunes agnelles (entre 3 et 6 mois), provenant du même élevage et n'ayant jamais eu de contact avec les strongles gastro-intestinaux. Cela nous permet de limiter le nombre d'animaux inclus dans le projet.
Création de lignées murines génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Maladies animales
4 435 souris vont être utilisées par une plateforme commerciale de création de lignées génétiquement modifiées, dans des procédures d'un niveau de souffrance léger à modéré. Les femelles sont superovulées puis tuées pour récupérer leurs embryons, les mâles vasectomisés et les femelles ovariectomisées tués après un an devenus "trop âgés", les porteuses tuées six semaines après la chirurgie. Les souris hétérozygotes produites sont expédiées aux clients, aucun bénéfice direct n'étant attendu de ces actes. Le porteur revendique une baisse de 930 à 887 animaux par an, à l'échelle d'une activité qui répond à la demande de ses clients.
Objectifs
Pour comprendre les fonctions de l’ensemble de nos gènes, il est nécessaire de générer, analyser et caractériser des modèles de souris génétiquement modifiées. Notre module est en charge de la création des lignées de souris génétiquement modifiées par des techniques de transgénèses. Ces lignées de souris peuvent devenir des modèles de maladie humaine et vont permettre de mieux comprendre le processus de développement de ces maladies. Ces modèles peuvent également répondre à d’autres intérêts scientifiques tout aussi importants (comme par exemple devenir des modèles de choix pour la recherche fondamentale). Ces souris, en tant que modèle de maladies humaines, vont également permettre de tester des médicaments et de valider ou d’invalider des cibles thérapeutiques.
Bénéfices attendus
Les bénéfices ne sont pas directs après nos procédures dans le cas de création de modèles murins génétiquement modifiés. Tous les animaux hétérozygotes pour la mutation souhaitée sont expédiés et étudiés chez nos clients. Les nouveaux modèles permettront de mieux comprendre des mécanismes biologiques ou des maladies humaines, de tester de nouveaux traitements ou encore d’améliorer les stratégies thérapeutiques, en contribuant ainsi aux progrès de la recherche biomédicale.
Procédures
Une injection sous cutanées et intrapéritonéale sont réalisées sur 240 femelles par afin de les super-ovuler (1200 sur 5 ans). Pour toutes les autres procédures les animaux (587 au total par an soit 2935 sur 5 ans) subissent des injections en sous cutanée et en intrapéritonéale pour l'analgésie et l'anesthésie pour les différentes chirurgies. Nous réalisons également sur tous ces animaux une laparotomie. La vasectomie est réalisée sur 55 mâles par an (275 sur 5 ans). L'ovariectomie est réalisée sur 40 femelles par an (200 sur 5 ans). La réimplantation d'embryons est réalisée sur 480 femelles par an, cela consiste à l'injection des embryons modifiés dans l'utérus ou dans l'oviducte. Le protocole i-GONAD est réalisé sur 12 femelles par an, cela consiste à l'injection d'une molécule dans l'ampoule ovarienne et son électroporation in situ.
Impact sur les animaux
Le degré de sévérité de nos chirurgies est de classe modéré (laparotomie). Les points de surveillance en phase post-opératoire sont : l’apparence et la posture de l’animal (apparence du pelage et animal prostré), son comportement (utilisation de son environnement, toilette et fèces), l’aspect du site de chirurgie (rougeur, gonflement, écoulement, automutilation, cicatrisation,). La prise de poids ou la non perte de poids est surveillée à différents moments de la période de convalescence (au plus tard deux semaines après la chirurgie).
Devenir
A la fin de chaque procédure (fin du projet), les animaux sont mis à mort. Les femelles super-ovulées sont mises à mort pour la récupération de leurs embryons afin d'effectuer leur modification. Les mâles vasectomisés sont mis à mort après un an d'utilisation car après ils deviennent trop âgés pour produire des femelles porteuses nécessaires à la réimplantation de nos embryons génétiquement modifiés. Les femelles ovariectomisées sont mises à mort après un an d'utilisation car elles deviennent trop âgées et peuvent mettre en danger le statut sanitaire de l’animalerie. Les femelles réimplantées sont mises à mort 6 semaines après leur chirurgie et après le sevrage des animaux d'intérêt… Les femelles utilisées dans le protocole i-GONAD sont également mises à mort 6 semaines après la chirurgie et après le sevrage des animaux d'intérêt. Les animaux générés hétérozygotes (non dommageables) sont envoyés chez le client pour maintient et utilisation des animaux. Aucun animal est gardé sur Ciphe pour maintient, élevage ou utilisation.
Remplacement
Le modèle animal ne connait pas à ce jour de remplacement total et notamment pour notre domaine qui est la création de modèle murin. Il est primordial d'avoir le modèle animal pour comprendre ou étudier certaines maladies ou fonction physiologique. Aucune méthode alternative ne reproduit entièrement la complexité d'un organisme vivant et ses interactions globales. Cependant, les alternatives développées permettent de réduire progressivement l’utilisation des animaux et notamment son nombre.
Réduction
Le nombre d'animaux est réduit au minimum afin de garantir le succès d'une création de lignée. Nous ne pouvons pas descendre en dessous de ce nombre car sinon nous devrions reproduire la procédure plusieurs fois et ainsi utiliser plus d'animaux que prévus. Il est cependant réduit depuis notre dernière demande d'autorisation de projet. Nous sommes passés de 930 animaux utilisés annuellement à 887 animaux. Nous avons mis en place plusieurs éléments (exemple l'utilisation d'une hormone synchronisant les cycles ovariens) afin de permettre une réduction du nombre d'animaux tout en garantissant le succès expérimental. Nous sommes une plateforme de prestation de service, nous devons répondre à la demande de nos clients et assurer la création des modèles.
Raffinement
La prise en charge de la douleur ainsi que le bien-être animal est au centre de nos procédures. L'analgésie et la douleur sont prises en charge par plusieurs médicaments et couvrent une période plus longue que la période de convalescence. Une grille de score est mise en place pour chacune de nos procédures et nous permettent de suivre les premiers signes de souffrance. Des points limites sont mis en place et une surveillance quotidienne est effectuée sur les animaux. Nous respectons au mieux l'asepsie pour réaliser les chirurgies, en effet tous nos instruments sont lavés puis autoclavés et nous utilisons des champs stériles pour chaque animal. Durant la phase per-opératoire, un tapis chauffant ou isolant est installé sous la hotte de chirurgie pour pallier l'hypothermie des animaux. Les conditions d'hébergement sont également surveillées. La température, l'hygrométrie et le cycle nycthéméral sont relevés quotidiennement. L'enrichissement dans les cages est présent et les animaux disposent de plusieurs objets pour effectuer leur nid. Nous faisons également en sorte qu'aucune cage soit isolée sur le portoir ventilé afin d'éviter l'isolement visuel des congénères. Sauf contre-indication, tous nos animaux sont plusieurs dans la cage afin d'éviter l'isolement social. Toutes les manipulations sur ces animaux sont réalisées par du personnel formé afin de réduire le stress et éviter les blessures. Nous plateforme de prestation de service veille à appliquer les meilleures recommandations dans ce domaine.
Choix des espèces
La souris est un mammifère dont 99% des gènes sont orthologues à l’homme. C'est également un animal de petite taille et à reproduction rapide. La gestation de trois semaines environ permet d'obtenir rapidement un grand nombre de descendants. La modification génétique est facile et reproductible sur la souris, ce qui permet d'obtenir des animaux génétiquement modifiés pour différentes études. L'hébergement des souris est moins coûteux que certaines autres espèces animales et il est possible de la maintenir dans différentes conditions d'hébergements (statut sanitaire différent). La souris est l'animal le plus utilisé et étudié depuis de nombreuses années ce qui permet d'avoir un large panel d'études bibliographiques et peut faciliter les résultats pour d'autres études. Nous avons également une bonne connaissance anatomique, physiologique et biologique de ce modèle. Tous les animaux seront utilisés à maturité sexuelle sauf pour certaines femelles qui rentre dans la procédure de superovulation. Selon les fonds génétiques, il est impératif d'utiliser des femelles prépubères pour assurer une meilleure production d'ovocytes. Tous les animaux seront utilisés à maturité sexuelle sauf pour certines femelles qui rentre dans la procédure de superovulation. Selon les fond génétique, il est impératif d'utiliser des femelles pré-pubères pour assurer une meilleure production d'ovocytes.
Tests d’efficacité et mise au point de vaccins innovants chez le chat.
- Recherche appliquée
- Maladies animales
250 chats vont être utilisés pour tester des vaccins, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent le vaccin candidat puis se voient inoculer volontairement le virus ou la bactérie visés, calicivirus, panleucopénie, herpès, chlamydiose ou leucose, avec le risque de développer coryza, typhus ou anémie si le vaccin échoue. Cent d'entre eux seront réutilisés dans d'autres études et cent proposés à l'adoption, les autres tués. Le porteur décrit une socialisation par renforcement positif, appliquée à des chats qu'il expose ensuite à ces agents pathogènes.
Objectifs
Le projet vise à développer de nouveaux vaccins pour les chats, notamment dirigé contre le calicivirus félin (FCV), le virus de la panleucopénie féline (FPV), le virus de l’herpès félin (FHV), la chlamydiose féline et le virus de la leucose féline (FeLV). Les objectifs principaux sont la vérification de sûreté/innocuité des vaccins mis au point, ainsi que la vérification de leur efficacité.
Bénéfices attendus
Le projet vise à mettre au point de nouveaux vaccins à destination des chats, afin d'offrir une meilleure protection contre des maladies courantes et potentiellement graves, telles que le coryza, le typhus, l'herpèse virose, la chlamydiose et la leucose féline.
Procédures
Les animaux recevront des injections sous-cutanée (2 injections du vaccin sur les animaux vigiles) ainsi que des administrations du virus : intranasales, orales, intra-oculaires ou intrapéritonéales (sous anesthésie générale une fois par chat) et dans le respect des lignes directrices sur les volumes reçus. Cela représente environ 5 minutes par animal Des prises de sang seront effectuées régulièrement, en respectant les volumes maximaux, non préjudiciables aux animaux (7% du poids de l’animal maximum par semaine). À titre d’exemple, durant la phase de vaccination, nous prévoyons d’effectuer des prélèvements avant chaque vaccination ainsi qu’une fois par semaine durant les deux semaines suivant la dernière injection. En période de challenge, les prélèvements seront réalisés une fois par semaine. Afin de ne pas stresser les animaux, elles pourront être effectuées sous sédation (environ 2 minutes par prise de sang). Des écouvillonnages seront également effectués, parfois quotidiennement, au niveau oculaire, buccal, nasal, rectal, pour mesurer la présence des virus ou bactéries. Le matériel utilisé est de très petite taille, de façon à être compatible avec la taille des animaux, et à ne pas générer de douleur (environ 2 minutes par jour).
Impact sur les animaux
Dans le cas du développement des nouveaux vaccins, les chats recevront 2 doses du nouveau vaccin candidat. Des réactions locales au niveau du site d’injection peuvent apparaître durant quelques jours : inflammation, douleur locale et autres. Ces signes cliniques locaux restent rares et seront suivis le jour même de l’injection, puis quotidiennement grâce à une grille de scoring durant les 4 jours suivants chacune des injections. Après vaccination, les animaux peuvent développer certains signes cliniques généraux légers et transitoires (quelques jours) tels qu’un abattement, une perte d’appétit, une hyperthermie. Ces signes locaux et généraux seront suivis à l’aide de grilles de scoring le jour même de l’injection et durant les 4 jours qui suivent, un suivi hebdomadaire sera ensuite réalisé jusqu’à l’administration du phatogène. Le projet nécessite ensuite d’aministrer le phatogène aux chats, dans le cas où le vaccin candidat ne permettrai pas de protéger les animaux, ils pourraient développer des symptômes spécifiques aux maladies ciblées. - Pour le calicivirus félin, le virus de l’herpès félin, la chlamydiose féline : symptômes du coryza, incluant abattement, perte de poids, fièvre, écoulements nasaux et/ou oculaires, éternuements, toux, ulcères buccaux et/ou nasaux, conjonctivite, gène respiratoire. - Pour le virus de la panleucopénie féline : symptômes du typhus félin, tels qu’abattement, perte de poids, fièvre, perte d'appétit, diarrhées, vomissements, déshydratation, douleurs abdominales - Pour le virus de la leucose féline : abattement, perte de poids, fièvre, anémie, infections récurrentes, problèmes digestifs. Après administration, l’état général des chats sera suivi minimum 3 fois par semaine (signe d’abattement, perte de poids, température). L’apparition de signes spécifiques au pathogène administré sera aussi suivie (troubles digestifs, troubles respiratoires, ulcères, écoulements nasaux ou oculaires, etc). La même grille de scoring des signes cliniques généraux sera utilisée durant la phase de vaccination et d’inoculation. Les animaux seront également soumis à des contentions brèves (quelques minutes) et à des anesthésies légères pour la réalisation des différents actes techniques. Un programme de socialisation débutera dés leur arrivée et un conditionnement positif sera mis en place afin de réduire la contrainte et le stress, garantissant ainsi leur bien-être.
Devenir
Les animaux n'ayant pas retrouvé un état de santé suffisant, présentant des risques de contagion, ou ayant atteint un point limite seront euthanasiés. Dans le cas contraire, les animaux pourront être réutilisés, sous réserve de leur état de santé, ou adoptés, à condition d'avoir retrouvé un état de santé compatible, de ne présenter aucun risque de contagion pour l'humain ou d'autres animaux et sous réserve de la validation de l'adoption par les autorités sanitaires.
Remplacement
Les tests d’efficacité et de sureté necessitent un organisme complet avec un système immunitaire fonctionnel, un système sanguin et la présence des organes cibles des pathogènes, qui ne peuvent être reproduits artificiellement du fait de la complexité des mécanismes/intéractions.
Réduction
Le nombre sera réduit au minimum nécessaire à l'obtention de données pertinentes, tout en respectant les exigences réglementaires, nous estimons qu’un nombre de 5 chats par groupe expérimental sera suffisant. A titre d’exemple, la pharmacopée européenne préconise l’utilisation de 10 chats par groupe pour les tests d’effficacité des vaccins contre la FCV (Ph. Eur. N°1102), le FHV (Ph. Eur. N°1206), la FeLV (Ph. Eur. N°1321), la chlamidiose (Ph. Eur. N°2324) et 5 chats par groupe pour la FPV (Ph. Eur. N°0251). Par conséquent, sur la base de ces recommandations et en tenant compte de la nature expérimentale de ces études et des données précédentes provenant des expériences de vaccination montrant une faible variabilité des signes cliniques entre les individus, nous avons estimé que 5 chats par groupe permettront d'obtenir suffisamment d'informations pour les objectifs des études. Lors des précédentes études réalisées, ce nombre est apparus suffisant pour obtenir des résultats satisfaisants. Les animaux ayant uniquement participé à la phase de vaccination pourront être réutilisés et participeront ainsi à plusiseurs études.
Raffinement
Les animaux seront hébergés dans le respect de leurs besoins éthologiques avec des enrichissements propres à l’espèce. Afin de préserver le bien-être des animaux pendant l’essai, les chats seront évalués quotidiennement par du personnel qualifié. Les animaux seront retirés de l'étude s'ils doivent suivre un traitement concomitant qui compromet leur aptitude à participer à l'étude, ou si leur état de santé se détériore au point de compromettre leur bien-être. Dans le cas où une altération de leur bien-être serait constatée, des mesures correctives appropriées seront mises en place, notamment des soins de soutien (nursing) tels que l’administration de gel nutritif, l’hydratation par injections de NaCl par voie sous-cutanée ou intraveineuse, ainsi que l’administration d’anti-inflammatoires non stéroïdiens en cas de fièvre ou d’abattement, etc. Des grilles de scoring de signes cliniques spécifiques à chaque pathogène inoculé seront utilisés afin de déterminer un score journalier d'état clinique. Dans le cas où l'animal présenterait de la douleur, de la souffrance ou de la détresse, selon la ponctuation obtenue dans l'évaluation des signes cliniques, un vétérinaire examinera l'animal afin de déterminer l'origine de la douleur, de la souffrance ou de la détresse et appliquera les actions correctives nécessaires (traitement si possible, sortie d'étude ou euthanasie). Les animaux seront hébergés en groupe d'individus compatibles, dans de grandes salles d'hébergement, avec un enrichissement adapté à l'espèce et à leur âge, et avec des intéractions positives quotidiennes avec le personnel en charge des soins. Un programme de socialisation basé sur le renforcement positif (friandises, jeux) sera mis en place dés l’arrivée des animaux afin de limiter le stress engendré par les manipulations nécessaires à l'étude, et de diminuer autant que possible le recours aux sédations..
Choix des espèces
Le chat est l'espèce cible des vaccins mis au point et des pathogènes utilisés. Les animaux seront de jeunes chats âgés de 8 à 24 semaines, de façon à correspondre aux âges du schéma vaccinal envisagé et aux âges des infections expérimentales à réaliser (1 à 3 semaines après la 2ème vaccination, en général).
Séquençage des anticorps dirigés contre le virus de la maladie d’Aujeszky
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Vaccinés à deux reprises, puis infectés deux fois par le virus de la maladie d'Aujeszky par voie oro-nasale, 4 porcs subissent sur onze semaines treize ponctions sanguines totalisant près de 300 ml de sang. Les procédures sont classées en souffrance modérée, avec fièvre, perte d'appétit et possibles troubles respiratoires ou nerveux après l'infection. Le porteur retient quatre animaux comme effectif minimal pour avoir 94 % de chances de détecter les anticorps recherchés. Tous sont tués à la fin pour prélever leurs organes.
Objectifs
Le système immunitaire de chaque individu est conçu pour détecter des microbes et apprendre à les combattre. Cela conduit l’organisme à notamment produire des anticorps qui vont neutraliser ces microbes. Parmi ces anticorps, certains sont communs à plusieurs individus. Identifier et étudier des anticorps communs à plusieurs individus est particulièrement intéressant car cela permet de cibler des réponses immunitaires communes et efficaces contre un microbe, facilitant ainsi la conception de vaccins et le développement de tests de diagnostiques des maladies. La maladie d’Aujeszky est une maladie virale qui touche les porcs et qui se caractérise par des troubles nerveux chez les jeunes, et des troubles respiratoires et de la reproduction chez les adultes. C’est un modèle expérimental souvent utilisé en immunologie pour l’étude des anticorps. Il a été montré que des porcs vaccinés contre le virus de la maladie d’Aujeszky produisaient des anticorps ciblés contre ce virus et que ces anticorps peuvent être communs à plusieurs porcs. De nouvelles techniques permettent aujourd’hui de les caractériser. L’objet de la présente étude consiste à immuniser un groupe de porcs contre le virus de la maladie d’Aujeszky. Il s’agit de caractériser, directement dans les cellules, les anticorps produits contre ce virus en apportant une attention particulière aux anticorps susceptibles d’être communs à plusieurs individus.
Bénéfices attendus
Les bénéfices de ce projet sont multiples. Tout d’abord, il permettra de mettre au point la méthode de séquençage des anticorps produits par chaque lymphocyte chez le porc. Cette méthode, qui sera mise en oeuvre dans le modèle d’infection par le virus de la maladie d’Aujeszky (VMA) pourra également être appliquée à d’autres modèles infectieux. De plus, les résultats obtenus dans ce projet permettront de caractériser les anticorps capables de reconnaitre des souches de VMA. Ces connaissances peuvent être utiles pour étudier plus finement les interactions virus/anticorps, développer de nouveaux vaccins ou des kits de diagnostic.
Procédures
Tous les actes prévus sur les animaux se feront sur animaux vigiles. Les animaux seront vaccinés à deux reprises avec un vaccin inactivé. Ils recevront donc 2 doses de 2ml en intra-musculaire dans le cou. La vaccination prend moins d’1 minute. Ensuite, à deux reprises, ils recevront 5ml par voie oro-nasale de virus de la maladie d’Aujeszky. L’inoculation oronasale prend moins d’1 minute. Tout au long de la procédure expérimentale, les animaux seront soumis à des ponctions sanguines, 1 à 2 fois par semaine. C’est un total de 13 ponctions sanguines (volume total de sang : 296ml) qui sera réalisé au cours des 11 semaines d’expérimentation. Du fluide oral individuel sera également collecté (0,5 ml de salive) à onze reprises au cours de la procédure. Tous ces actes sont réalisés par un personnel expérimenté et sont effectués le plus rapidement possible (les prélèvements prennent environ 1 min. et 30 sec.). A l’issu de ces actes, les animaux sont récompensés par la distribution d’une friandise type sirop de grenadine.
Impact sur les animaux
La vaccination avec le vaccin inactivé peut provoquer de la fièvre pendant les 24h suivant l’injection du vaccin. Suite à l’inoculation du VMA, les animaux vaccinés peuvent aussi présenter de la fièvre de J2 à J8, une baisse d’appétit et une perte de poids. Les animaux pourront également présenter des troubles respiratoires (ex : toux) et neurologiques (ex : tremblement). Aucun symptome sévère n’est attendu, les animaux étant vaccinés avec un vaccin ayant une bonne efficacité. Toutefois, un soin particulier sera apporté au suivi clinique quotidien de chaque porc. Un suivi rapproché sera mis en œuvre dès que l’évolution de l’état de santé d’un animal le nécessitera. L’animal concerné sera observé le matin, en début d’après-midi et en fin de journée (y compris le week-end) afin d’évaluer l’évolution de son état de santé et de procéder à sa mise à mort en cas d’atteinte de l’un des points limites. Enfin, les prélèvements multiples peuvent engendrer un stress chez l’animal. Pour limiter ce stress, les prélèvements sont réalisés par du personnel expérimenté afin de minimiser au maximum leur durée et l’inconfort qu’ils peuvent provoquer.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort afin de récolter les organes d’intérêts pour analyses.
Remplacement
Pour répondre aux objectifs de ce projet, il n’y a aucune possibilité de remplacement du modèle animal par une étude in vitro ou in silico. En effet, nous avons besoin d’un organisme entier capable d’induire la production d’anticorps suite à la vaccination et à l’infection virale. Ce mécanisme immunitaire est complexe et ne peut pas être reproduit par d’autres modèles (in vitro, ex vivo et in silico).
Réduction
Le nombre de 4 porcs est l’effectif minimal pour avoir une forte probabilité (93,8%) d’atteindre notre objectif de détecter dans au moins 1 porc les anticorps d’intérêt pour les caractériser finement (données obtenues sur la base de nos connaissances préalables et en utilisant la loi binomiale).
Raffinement
L’expérimentation sera conduite dans le respect de l’éthique et du bien-être des animaux. Les animaux seront répartis dans 1 animalerie contenant deux parcs. Du début à la fin de la procédure, chaque parc accueillera 2 animaux. Les porcs seront alimentés et abreuvés à volonté. Le confort thermique des animaux sera assuré par des lampes chauffantes et des plaques de couchage dans les jours qui suivent le sevrage. Ils auront accès à des jouets type "mordille", "tourniquet", etc. Après chaque prélèvement, une récompense type grenadine leur sera distribuée. Une attention particulière sera apportée au suivi clinique de chaque animal pendant toute la durée de la procédure expérimentale. Des points limites précoces ont été définis et seront appliqués.
Choix des espèces
Le porc est l’espèce cible du virus de la maladie d’Aujeszky. Il est donc la seule espèce adaptée aux objectifs et aux conditions de cette procédure. Les porcs seront sevrés à 4 semaines d’âge. Ils seront vaccinés à 8 semaines d’âge puis à 11 semaines, ce qui correspond à l’âge préconisé par le fabricant de vaccin. Les animaux seront ensuite inoculés par le virus de la maladie d’Aujeszky à 13 semaines d’âge, soit 2 semaines après le rappel vaccinal afin de s’assurer que la réponse immunitaire post-vaccinale soit bien établie. Enfin, la deuxième inoculation de virus aura lieu à 16 semaines d’âge. Les 3 semaines d’intervalle entre les deux inoculations sont nécessaires pour laisser le temps au système immunitaire de mettre en place une réponse post-challenge.
Modèle préclinique de vaccination avec biopuces
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Système immunitaire
Gavées une fois avec des salmonelles vivantes, 696 souris sont utilisées pour tester un vaccin à base de biopuces, 120 d'entre elles dans des procédures classées en souffrance sévère. L'infection provoque perte de poids, pelage hérissé, prostration et anorexie, et le RNT signale qu'une mortalité aiguë peut survenir sans aucun signe clinique préalable. Le même document affirme par ailleurs que l'injection des biopuces n'induit aucun effet nuisible et est bien tolérée. Toutes les souris sont tuées pour prélever les tissus, l'écart restant net entre les procédures dites indolores et une infection qui peut tuer sans prévenir.
Objectifs
Les salmonelles sont des bactéries qui peuvent infecter les cellules de l’organisme et représentent un problème important de santé publique. Certaines formes provoquent des infections digestives généralement bénignes, mais dans certains cas, notamment chez les personnes fragiles (personnes âgées ou immunodéprimées), elles peuvent entraîner des infections graves pouvant être mortelles. La transmission se fait principalement par contact avec des animaux ou par la consommation d’aliments contaminés (viandes, œufs, produits laitiers). Il est donc important de développer de nouvelles stratégies pour mieux protéger les populations à risque, notamment par la vaccination. Dans ce projet, nous développons une approche vaccinale innovante basée sur des « biopuces ». Il s’agit de petits dispositifs en silicium capables de transporter des bactéries inactivées dans l’organisme. Ces biopuces, appelées ICARO (Intracellular Carriers Against Resistant microOrganisms), peuvent être internalisées par certaines cellules du système immunitaire. Elles permettraient ainsi de déclencher une réponse immunitaire efficace contre la bactérie, en particulier une réponse dite « cytotoxique », essentielle pour éliminer les cellules infectées. L’objectif est de démontrer que cette stratégie peut protéger les souris contre une infection par les salmonelles, constituant ainsi une première preuve de concept pour le développement de nouveaux vaccins.
Bénéfices attendus
Ce projet apportera une preuve de concept de l'utilisation de biopuces en silicium chargées en agents pathogènes inactivés comme méthode de protection contre ces agents in vivo et potentiellement une solution vaccinale innovante. En effet, s’il existe une solution vaccinale disponible dans un cadre vétérinaire pour les poulets, aucun vaccin contre les salmonelles n’est disponible chez les mammifères. Or, comme indiqué plus haut, les souches de salmonelles non typhiques comme Salmonella enterica Typhimurium peuvent entrainer des infections systémiques chez les enfants, personnes âgées et patients immunodéprimés avec des taux de létalité élevés, rendant la recherche de nouvelles approches vaccinales telles que celle proposée dans ce projet indispensable.
Procédures
Les animaux ne seront pas soumis à des procédures chirurgicales. 1- Le gavage des souris Salmonella enterica Typhimurium sauvage sera effectué une seule fois sur des souris vigiles, pendant environ 1 minute. 2- L’injection des biopuces par différentes voies (10 secondes par injection) sera réalisée une à trois fois, à une semaine d’intervalle, sur des souris vigiles (injections intrapéritonéales), ou anesthésiées (injections intraveineuses par voie rétro-orbitale et injections intraplantaires). 3- Dans certaines expériences, nous préleverons du sang chez les souris immunisées ou infectées. Cela sera réalisé une fois par semaine dans le cadre du schéma d’immunisation, et une seule fois chez les souris infectées.
Impact sur les animaux
Les effets indésirables de courte durée attendus (incluent le stress, un inconfort léger et la douleur modérée) sont les anesthésies à l'isoflurane nécessaires à l'injection des biopuces, aux prélèvements rétroorbitaux ainsi qu’aux injections intrapéritonéales et gavages sur des souris vigiles. Dans des études précédentes, nous avons démontré que l’injection de ces bioparticules n’induit aucun effet nuisible et est bien tolérée. Pour la procédure impliquant une infection par les salmonelles, les symptômes classiques de la maladie chez la souris, seront observés chaque jour dès le début de l’infection (signes extérieurs : perte de poids, pelage hirsute, yeux tirés larmoyants, posture voûtée, dos rond, prostration, anorexie). Une mortalité aiguë peut survenir sans signes cliniques dans les infections fulminantes chez les individus très sensibles.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin de chaque procédure et les tissus d'intérêt prélevés en vue d'analyses.
Remplacement
Les analyses préalables effectuées in vitro sur des cellules primaires pertinentes permettent d’évaluer la cytotoxicité et la dose optimale de biopuces par cellule cible. Ces approches in vitro et ex vivo permettront de réduire de manière substantielle le nombre d’animaux nécessaires pour le projet. En revanche, la protection conférée par cette stratégie vaccinale innovante ne peut être évaluée que dans un modèle murin entier dont l’infection par Salmonella Typhimurium est connue pour reproduire les conditions d’infection systémique chez l’homme (recherche préclinique).
Réduction
Le projet est organisé de façon à réduire au strict nécessaire le nombre de tests et donc de souris utilisées. Le nombre estimé de souris nécessaires à ce projet (696) a été calculé à l'aide de méthodes statistiques validées () afin d’obtenir une puissance statistique. Ce calcul inclut la réalisation de mesures multiples par animal afin de réduire le nombre total de souris utilisées.
Raffinement
Afin de limiter leur stress, les souris seront acclimatées à leur nouvel environnement pendant une semaine avant toute expérimentation. Les souris seront anesthésiées à l'isoflurane pour réaliser les injections des biopuces et les prélévements sanguins rétroorbitaux. Les injections intraplantaires seront réalisées sur le dessus de la patte pour éviter toute gêne lors de la marche. Lors des expériences d’injection des biopuces et d'infection par les salmonelles sur les animaux vaccinés ou non avec les biopuces, le poids et l’apparition des symptômes de la salmonellose seront suivis quotidiennement en fin de journée afin de respecter le cycle de sommeil de la souris. Lors des procédures de biodistribution des biopuces, d’optimisation de la cross-présentation antigénique et d’évaluation de l’immunogénicité (procédures de gravité légère), les animaux feront l’objet d’une surveillance régulière et le suivi sera réalisé selon une grille d’évaluation du bien-être adaptée, incluant notamment l’apparence générale, le comportement et la prise alimentaire. Une surveillance accrue et, si nécessaire, une prise en charge analgésique seront mises en place en cas d’altération de l’état général. Lors de la procédure d’infection par Salmonella (procédure de gravité sévère), les animaux seront suivis quotidiennement afin d’évaluer l’apparition de signes cliniques et l’évolution de la pathologie. Un score de souffrance sera utilisé pour le suivi du bien-être animal. Les critères d’arrêt immédiat incluent notamment une perte de poids supérieure à 20 %, l’apparition de signes cliniques sévères ou une altération marquée de l’état général, entraînant une euthanasie immédiate. Pour l’ensemble des procédures, en cas de dégradation de l’état des animaux, une surveillance renforcée sera mise en place (trois fois par jour) avec administration d’un analgésique (buprénorphine, voie sous-cutanée, 0,1 mg/kg en dose initiale, renouvelée à 0,05-0,1 mg/kg toutes les 6-8 h si nécessaire) et, si nécessaire, apport de nourriture adaptée et réhydratation sous-cutanée. La buprénorphine est utilisée à visée préventive ou curative selon les procédures. En cas de persistance de la souffrance malgré les mesures mises en place pendant plus de deux jours, une euthanasie sera réalisée afin d’éviter toute souffrance prolongée. Des critères d’arrêt indépendants du score, tels que définis dans la grille d’évaluation, s’appliquent à tout moment.
Choix des espèces
Le modèle murin est le modèle idéal pour effectuer les expérimentations prévues dans ce projet. Son infection orale par Salmonella enterica Typhimurium est en effet connue pour mimer une infection systémique par les salmonelles chez l’homme et est donc idéale pour tester l’efficacité vaccinale dans un modèle préclinique. Le modèle murin permet aussi d'étudier les réponses immunitaires spécifiques d'antigènes modèles utilisés dans le cadre de ce projet et d'analyser précisément les populations immunitaires et leur état d'activation grâce au grand nombre d'anticorps disponibles sur le marché pour cette espèce.
Validation de biothérapie contre une parasitose intestinale chez la souris.
- Recherche appliquée
- Maladies animales
- Maladies infectieuses
- Recherche fondamentale
- Système gastrointestinal
Les souris chez qui la sonde de gavage part dans la trachée sont mises à mort sur-le-champ. 260 souris sont utilisées dans des procédures classées en souffrance modérée, toutes tuées à l'issue pour prélever leurs organes. Elles sont infectées par le parasite Giardia puis gavées chaque jour pendant douze jours au maximum, pour tester un traitement à base de probiotiques. Le RNT décrit l'infection comme asymptomatique et spontanément résolutive, l'essentiel des atteintes venant alors des gavages répétés eux-mêmes.
Objectifs
Giardia intestinalis est un parasite de l’intestin de nombreuses espèces de mammifères dont l’Homme. Il est à l’origine d’infections intestinales souvent chroniques se traduisant par des diarrhées et parfois des signes de malabsorption. Le nombre croissant de cas de giardiose liés à la contamination de l’eau potable, aux effets secondaires des traitements, ainsi qu’à l’émergence de souches résistantes aux médicaments, fait de la giardiose un sujet d’actualité de plus en plus préoccupant qui nécessite le développement de traitements alternatifs. Il est établi que la microflore intestinale et certains probiotiques, tels que les bactéries Lactobacillus johnsonii, jouent un rôle important dans la protection contre cette parasitose. Des résultats obtenus in vitro et in vivo montrent que ces bactéries agissent en produisant des composés toxiques pour le parasite, permettant de réduire les signes de la maladie. Une souche de L. johnsonii a également fait l’objet d’un essai clinique chez le chiot, au cours duquel ses propriétés anti-Giardia ont pu être confirmées. À partir de ces résultats encourageants, cinq nouvelles souches de probiotiques présentant des propriétés anti-Giardia augmentées comparativement à la souche d’origine in vitro ont été obtenues au laboratoire. Afin de déterminer quelle souche sera utilisée chez l’espèce hôte cible (le chien), et afin d’étudier in situ dans l’intestin les mécanismes à l’origine de ces effets, il est nécessaire de valider les résultats obtenus in vitro par des essais in vivo d’infection à Giardia sur des modèles rongeurs. L’objectif est de proposer une méthode de lutte novatrice de la giardiose chez le chien fondé sur la biothérapie.
Bénéfices attendus
La majorité des traitements humains ou vétérinaires actuels reposent sur l’emploi d’antibiotiques, qui provoquent d’importants effets secondaires et sont de moins en moins efficaces en raison de l’émergence de souches résistantes. Ce contexte préoccupant impose le développement de traitements alternatifs innovants, ainsi que des avancées majeures dans la compréhension des interactions hôte/Giardia/microbiote, qui constituent la base de nombreuses thérapies nouvelles. Giardia est un parasite présentant une prévalence importante pour l’élevage en Europe et dans le monde. La diminution de l’utilisation des antibiotiques dans les traitements des animaux constitue un enjeu majeur compte tenu de l’apparition de nombreuses souches résistantes. Le développement de traitements alternatifs est donc essentiel, en particulier dans ce secteur. La réduction des souches résistantes aux antibiotiques ainsi que la diminution des résidus d’antibiotiques dans l’alimentation humaine et animale sont au cœur des enjeux sociétaux et environnementaux actuels et futurs. Ce projet permettra, à court terme, le développement et la mise sur le marché vétérinaire de probiotiques anti-Giardia, puis à plus long terme une application potentielle chez l’Homme. Il contribuera à élargir l’éventail thérapeutique, à améliorer la prise en charge et le traitement de la maladie, et in fine à améliorer la qualité de vie des individus concernés. Il permettra également de faire progresser les connaissances fondamentales relatives à l’application de souches probiotiques produisant des BSH, notamment dans leur action synergique avec le microbiote. Le microbiote est au centre de découvertes majeures en médecine vétérinaire et humaine depuis plus de 20 ans. Ce projet vise à en comprendre les mécanismes clés, ouvrant ainsi la voie à l’identification de nouveaux axes de recherche fondamentaux et appliqués.
Procédures
Au cours des études et pour l’ensemble des animaux rentrant en procédures, les interventions seront : - Pesée et gavage oesogastrique quotidiens pendant 12 jours maximum (5 min maximum par animal) - Deux gavages oesogastriques quotidiens espacés d’une demi-journée : 1 fois - Mise à mort
Impact sur les animaux
L’infection à Giardia duodenalis est asymptomatique et auto-résolutive en une dizaine de jours chez la souris. Les potentiels effets indésirables seront les erreurs de gavage (fausse route avec passage de la sonde dans la trachée, détectable par présence de sang sur la sonde). Dans ce cas les animaux concernés seront mis à mort immédiatement.
Devenir
A l’issue de l’ensemble des procédures, les animaux seront mis à mort afin de procéder au prélèvement des différents organes nécessaires à la quantification de la giardiose et aux traitements des données expérimentales.
Remplacement
L’utilisation d’animaux est nécessaire pour confirmer les observations faites in vitro. En effet, le test in vitro ne permet d’apprécier que l’efficacité du surnageant de culture bactérienne sur Giardia. Il est donc nécessaire de vérifier l’efficacité de ces stratégies thérapeutiques dans des conditions physiologiques. De plus, il n’existe pas de modèle in vitro envisageable qui permet l’étude des interactions hôte/Giardia/microbiote. L’ensemble des souches de probiotiques qui seront administrées in vivo auront fait l’objet d’études préliminaires in vitro et seront le fruit d’une première sélection visant à ne garder que les souches ayant un réel intérêt anti-Giardia. Des tests en laboratoire auront d’abord été effectués afin d’évaluer l’efficacité des différentes souches et de ne retenir que les plus prometteuses avant les essais in vivo. Pour chaque formulation, des études de faisabilité, de stabilité de l’activité sont réalisées. Ainsi les formulations qui seront étudiées in vivo seront également issues d’un processus de sélection afin de limiter le nombre de groupes et donc le nombre d’animaux entrant dans cette étude.
Réduction
Pour le modèle de souris âgés de 3 semaines, une publication récente a démontré qu’un effectif de 10 souris par groupe étaient suffisants. Aussi, le choix d’un effectif de 10 souris par groupe repose sur des modèles précédemment publiés, dans lesquels des groupes de 10 animaux ont été utilisés pour évaluer la charge parasitaire et les réponses immunitaires en réponse à un traitement. Le nombre d’animaux inclus dans cette étude a été déterminé en amont à l’aide d’outils méthodologiques reconnus, afin de garantir un équilibre entre la robustesse scientifique des résultats et le respect du principe de réduction du nombre d’animaux utilisés. Chaque expérience comprendra quatre groupes distincts, avec un effectif équilibré entre les groupes, pour un total de 40 individus. L’organisation des animaux (notamment leur répartition par cage) a été prise en compte afin de limiter les biais potentiels liés aux conditions d’hébergement. Cette précaution permet d’assurer une interprétation rigoureuse des résultats. Les données recueillies feront l’objet d’analyses statistiques adaptées à leur nature et à leur distribution, conformément aux standards méthodologiques en vigueur.
Raffinement
Un suivi quotidien du bien-être des animaux sera assuré à l’aide d’un cahier de suivi renseigné chaque jour par des animaliers et les expérimentateurs. Les points limites, fondés sur des critères objectifs et facilement mesurables, tels que la perte ou l’absence de gain de poids entre deux prises, les troubles de mobilité et la posture des animaux, permettront de détecter précocement toute altération de l’état général et d’éviter aux animaux l’apparition d’une souffrance inutile. Les gavages œsogastriques seront réalisés par des expérimentateurs formés et entraînés, conformément à une procédure dédiée, ce qui contribuera au raffinement de l’ensemble des manipulations prévues dans le projet. Un enrichissement du milieu d’hébergement sera également mis en place afin d’améliorer le confort des souris, notamment par l’ajout de maisons, de roues, de tubes transparents, de cellulose déchiquetée et de bâtons à ronger
Choix des espèces
Deux espèces de Rongeurs sont habituellement utilisées pour les études expérimentales de la giardiose : la souris et la gerbille de Mongolie qui est beaucoup plus difficile à manipuler et très sensible au stress et qui n’est utilisée que lorsque le modèle souris ne peut pas être utilisé notamment pour étudier la giardiose chronique. Deux espèces de Rongeurs sont utilisées pour les études expérimentales de la giardiose : la souris et la gerbille de Mongolie qui est beaucoup plus difficile à manipuler et très sensible au stress et qui n’est utilisée que lorsque le modèle souris ne peut pas être utilisé notamment pour étudier la giardiose chronique. Les modèles souris sont des modèles reproductibles. Ils correspondent aux modèles les plus utilisés pour tester des traitements contre la giardiose. L’infection par Giardia n’est possible que chez le souriceau avant sevrage et jusqu’à l’âge de 4 semaines. Après cet âge, l’infection est inconstante ou nécessite un traitement préalable des animaux (immunosuppression ou antibiothérapie pour détruire la flore digestive). La variabilité de l’infection est plus faible avant sevrage.