Recherche fondamentale

Quatre prélèvements sanguins sur animal vigile, à six, huit, dix et douze semaines d'âge, attendent chaque souris de ce projet. 46 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour observer les effets d'une mutation reproduite d'après le cas d'un nourrisson de sept jours atteint d'un déficit immunitaire. Le texte des objectifs annonce 32 souris "nécessaires pour obtenir des résultats fiables", quand le tableau des dommages attendus en déclare 46. Le porteur reconnaît qu'une partie de la caractérisation du gène se fait sans animaux vivants, sur des lignées cellulaires, puis conclut que la souris reste "indispensable" pour l'"organisme entier". Toutes sont tuées à la fin, pour collecter leurs organes.

Objectifs

Notre recherche porte sur une protéine présente dans les cellules, qui joue un rôle important dans la régulation du calcium. Ce calcium est essentiel à de nombreuses fonctions du corps : il participe à la croissance, à la production d’énergie, au bon fonctionnement des cellules et même à leur disparition quand cela est nécessaire. Cette protéine semble donc impliquée dans plusieurs mécanismes clés, bien que son rôle exact ne soit pas encore totalement compris. Un cas particulier nous a récemment interpellés : un bébé de 7 jours souffrant d’un trouble rare du système immunitaire. Il présente une anomalie génétique inhabituelle, jamais décrite auparavant et portant sur la protéine mentionnée ci-dessus, qui pourrait être liée à son déficit en cellules immunitaires. Ce lien possible a poussé notre équipe à explorer cette piste plus en détail. Pour mieux comprendre les effets de cette anomalie, nous avons mis au point un modèle animal, en modifiant le patrimoine génétique de souris grâce à une technique de pointe. Le but est d’observer les conséquences de cette modification, en particulier sur le sang et le système immunitaire. L’étude prévoit d’analyser deux groupes de souris : celles qui portent la modification, et celles qui ne l’ont pas. Des prélèvements sanguins seront effectués pour comparer leur état de santé et leur fonctionnement immunitaire. Au total, 32 souris seront nécessaires pour obtenir des résultats fiables.

Bénéfices attendus

L'objectif de notre projet est l'étude du système immunitaire, nous souhaiterons comprendre les mécanismes biologiques qui découlent de la mutation du gène d'intérêt et son effet sur l'immunité des souris.

Procédures

Dans le cadre de cette procédure, quatre prélèvements de sang seront réalisés sur chaque animal à 6 semaines, 8 semaines, 10 semaines et 12 semaines d'âges. Pour compenser la perte de volémie, la quantité de sang prélevé sera équilibré par une injection sous-cutanée de sérum physiologique d’un volume équivalent. Ce geste dure environ une minute.

Impact sur les animaux

Comme la mutation chez l’homme induit une dysfonction de la fonction immunitaire, un faible risque de faiblesse immunitaire pourrait être observé sur notre modèle de souris mutantes. Le prélèvement sanguin sera effectué sur animal vigile pouvant induire un stress.

Devenir

En fin de protocole, tous les animaux sont mis à mort afin de procéder a la collecte de différents organes afin de les analyser.

Remplacement

Une partie importante de l’étude de caractérisation du gène ne nécessite pas l’utilisation d’animaux vivants et peut être étudié in vitro sur des lignées cellulaires modifiées génétiquement. Cependant, le modèle animal reste indispensable et nécessaire pour identifier l’effet de la modification du gène à l’échelle de l’organisme entier dans le cadre d'un syndrome multi-systémique ; le système in vitro ne pouvant apporter un même niveau d’information. De plus, le système immunitaire est complexe et impliques plusieurs organes. Ce projet vise à mettre en évidence l'impact de la modification d’une protéine sur des fonctions métaboliques complexes lors d’une maladie immunitaire. Celles-ci ne sont modélisables que dans un organisme complet à même d'exprimer l'ensemble des fonctions physiologies de régulations (régulation et production des cellules immunitaires). Seul une approche sur un mammifère permet une première collecte de données concernant les mécanismes physiologiques complexes mis en jeu dans cette étude (fonctionnement du système immunitaire), fournissant de nombreuses données qui pourront ensuite servir dans une approche translationnelle afin de mieux comprendre la physiologie humaine.

Réduction

L’objectif est de réduire au maximum le nombre de souris pour l’étude tout en s’assurant d’une analyse statistique fiable et reproductible. Vu l'expérience que nous avons sur l'étude de mutation génétique notamment au sein de consortiums, des groupes de 8 animaux par sexe sont nécessaire pour obtenir des résultats robustes. Durant cette étude nous allons générer des données (analyses sanguines, caractérisation des populations cellulaires du système immunitaire) qui seront analysées à l'aide de tests statistiques appropriés.

Raffinement

Dans le cadre des procédures expérimentales, nous nous efforcerons de réduire autant que possible le stress des animaux. Un suivi régulier de leur état général sera mis en place pour garantir leur bonne santé. Si la surveillance générale (apparence, comportement, posture, présence de vocalisation) indique un changement pouvant impacter la santé de l’animal, une surveillance rapprochée comportant un tableau de suivi sera mise en place. Par ailleurs, nous nous engageons à offrir les meilleures conditions d'hébergement possibles, avec un enrichissement adéquat. Ils disposeront sans limitation de nourriture, boisson et d'un milieu enrichi. Des soins locaux seront administrés à tout animal blessé. Si une douleur est présente, un antalgique pourra être administré selon les recommandations vétérinaires. Des points limites sont mis en place, si un des points limites est atteint, la mise à mort de l'animal pourra être envisagée afin d'éviter toute souffrance.

Choix des espèces

Le modèle souris est très pertinent et est nécessaire pour étudier de la modification de notre gène d'intérêt à l’échelle de l’organisme entier dans le cadre d'un syndrome multi-systémique. Le modèle de souris est très étudié pour les fonctions immunitaires. La souris est un animal dont la modification génétique est aisée et nous possédons des techniques éprouvées pour obtenir une lignée génétiquement modifiée. Par ailleurs, ce mammifère permet une première approche informative concernant les mécanismes physiologiques, fournissant de nombreuses données qui pourront ensuite servir dans une approche translationnelle afin de mieux comprendre la physio-pathologie humaine. En particulier, les systèmes immunitaires chez l’humain et chez la souris ont de nombreuses similitudes (réponse innée et adaptative, même protéines exprimées…). Les prélèvements commenceront sur les animaux à 6 semaines car c'est un âge compatible avec un prélèvement sanguin suffisant pour effectuer les analyses, mais aussi un âge où le système immunitaire est développé et permet une analyse fonctionnelle. Les prélèvements sont échelonnés sur quelques semaines pour permettre d'observer une modification du système immunitaire si la modification devait apparaitre plus tardivement. Les prélèvements s'arrêteront au plus tard à 12 semaines d'âge. Sur le temps des prélèvements, les résultats nous permettront de déterminer l'intérêt de ce gène. Si les résultats devaient montrer une modification importante des paramètres immunitaires, les animaux pourraient être sacrifiés avant pour prélèvement des organes.

Les souris utilisées sont diabétiques par construction génétique, nourries d'un régime riche en graisses et rendues hypertendues par une molécule administrée en continu, ce qui les affaiblit et allonge leurs délais de cicatrisation. 232 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour prélever cœur, foie, poumons et rate. Elles passent deux ou trois échocardiographies de vingt minutes sous anesthésie gazeuse et reçoivent trois injections intraveineuses par voie rétro-orbitaire, l'anesthésie répétée pouvant provoquer une hypothermie. Le porteur a ajouté 30 % d'animaux à son effectif pour anticiper la mortalité prématurée qu'il attend de ce modèle, sans indiquer combien de souris devraient mourir avant la fin du protocole.

Objectifs

L’insuffisance cardiaque avec fraction d’éjection préservée (HFpEF) est une forme particulière d’insuffisance cardiaque dans laquelle le cœur pompe normalement, mais se remplit mal. Elle représente environ la moitié des cas d’insuffisance cardiaque et touche de plus en plus de personnes, notamment en lien avec le diabète et l’obésité. Les traitements restent encore peu efficaces et les modèles expérimentaux sont limités. Dans cette étude, nous testons de nouvelles pistes thérapeutiques basées sur de petites structures libérées naturellement par les cellules cardiaques issues de cellules souches. Ces structures, appelées vésicules extracellulaires, pourraient aider à réparer le cœur grâce à leurs effets protecteurs. Nous utilisons pour cela un modèle de souris conçu pour reproduire les principaux signes de cette maladie.

Bénéfices attendus

Ce projet atteindra deux objectifs clés : 1. Cette étude a pour objectif de développer un modèle murin pertinent pour l’évaluation de traitements ciblant l’insuffisance cardiaque à fraction d’éjection préservée. 2. Nous visons à démontrer que les vésicules extracellulaires représentent une stratégie thérapeutique prometteuse pour améliorer la fonction cardiaque diastolique et réduire la fibrose et l'inflammation dans un modèle de souris d'insuffisance cardiaque avec fraction d'éjection préservée.

Procédures

Les souris subiront des échocardiographies d’une durée d’environ 20 minutes chacune. Dans la première procédure, deux échocardiographies seront réalisées (aux semaines 6 et 12), tandis que dans la deuxième procédure, trois échocardiographies seront effectuées (aux semaines 6, 12 et 15). Dans la deuxième procédure, les animaux recevront trois injections intraveineuses par voie rétro-orbitaire, administrées sur une période de deux semaines, aux jours 0, 5 et 10 après la semaine 12. Toutes les interventions (échocardiographies, injections et prélèvements d’organes) seront réalisées sous anesthésie gazeuse anesthésie. L’anesthésie sera induite pendant environ 3 minutes, jusqu’à l’absence de réponse au test de pincement (pinch test). Une fois l’animal profondément anesthésié, il sera placé sous masque facial avec un maintien de l’anesthésie gazeuse à tout au long des procédures : environ 20 minutes pour les échocardiographies, 5 minutes pour le prélèvement cardiaque, et 5 minutes pour les injections.

Impact sur les animaux

Le diabète induit, l'obésité et l'hypertension peuvent être des sources de douleur pour la souris. De plus, les animaux peuvent présenter des signes de stress lors de l'anesthésie, ainsi qu'une douleur légère et de brève durée au point d'injection intraveineuse (rétro-orbitaire). L’anesthésie générale utilisée pour les échocardiographies peut entraîner une hypothermie. Le modèle db/db peut induire un affaiblissement général et un allongement des temps de cicatrisation.

Devenir

Pour évaluer la distribution dans le cœur et d'autres organes (foie, poumons, rate) à une échelle microscopique, ces tissus doivent être prélevés pour une analyse, ce qui nécessite la mise à mort des animaux à la fin de chaque procédure.

Remplacement

Les vésicules extracellulaires ne seront injectées par voie intraveineuse (rétro-orbitaire) chez les souris qu’après validation de leur fonctionnalité et de leur bioactivité par des tests sur cellules humaines, incluant notamment des essais de viabilité cellulaire et d’angiogenèse. Les études sur des souris vivantes sont essentielles dans ce projet, car elles visent à évaluer le potentiel thérapeutique des vésicules extracellulaires dans l’insuffisance cardiaque avec fraction d’éjection préservée, un syndrome systémique complexe. En effet, cette pathologie ne peut être modélisée de façon pertinente sans recourir à un modèle animal, un système cellulaire ne permettant pas de reproduire la complexité d’un organisme entier, notamment en ce qui concerne le système immunitaire fonctionnel et la signalisation neurohormonale. Par ailleurs, la visualisation de la biodistribution des vésicules extracellulaires après injection intraveineuse est également cruciale. Ces expériences constituent une étape préclinique indispensable avant toute application clinique.

Réduction

Les données seront analysées à l’aide d’un logiciel statistique afin de comparer les différences entre les groupes expérimentaux. Le nombre de souris a été déterminé en collaboration avec un biostatisticien. Une marge supplémentaire de 30% a été intégrée pour anticiper la mortalité prématurée et les pertes de données attendues, en lien avec la complexité du modèle de l’insuffisance cardiaque à fraction d’éjection préservée. Ce modèle associe des souris diabétiques, un régime alimentaire riche en graisses et l’administration d’une molécule conçue pour provoquer de l’hypertension, créant ainsi un stress métabolique et cardiovasculaire systémique susceptible d'augmenter la mortalité. Utiliser un nombre insuffisant d’animaux augmenterait le risque de résultats faussement négatifs ou non concluants, en particulier compte tenu de la variabilité biologique du modèle. Cette stratégie permet de garantir le maintien d’une puissance statistique adéquate tout au long de l’étude, même en cas de pertes imprévues

Raffinement

Les examens d’imagerie médicale sont non invasifs. Tout au long du protocole, la consommation d’eau et la glycosurie (présence anormale de sucre dans l’urine) seront étroitement surveillées chez les souris diabétiques. La glycosurie sera mesurée chaque semaine à l’aide de bandelettes urinaires, afin de suivre l’évolution du diabète. Les animaux seront régulièrement observés afin d’évaluer leur comportement, leur état général, ainsi que tout signe de douleur ou de détresse. Les animaux étant diabétiques, une attention particulière sera portée sur la consommation d’eau. En cas de signes persistants de souffrance ou d’inconfort malgré les mesures de soulagement, les procédures seront interrompues et les animaux seront mis à mort conformément aux points limites prédéfinis (cf. 4.2). L’usage de techniques de raffinement est prévu, notamment l’utilisation d’aiguilles fines pour les injections, afin de minimiser la douleur. Les animaux seront sous anesthésie gazeuse associée à une injection d’un anti-douleur pour l’analgésie. Des groupes sociaux seront formés dans un environnement enrichi afin de favoriser leur bien-être tout au long de l’étude.

Choix des espèces

L'utilisation d'animaux vivants est nécessaire, car cette étude vise à évaluer le potentiel thérapeutique de petites structures libérées par les cellules, connues pour transporter des messages biologiques, et leurs effets sur la fonction cardiaque. Les souris ont été choisies pour cette expérience car elles constituent un modèle bien établi et largement accepté pour étudier la physiopathologie de l'insuffisance cardiaque avec fraction d'éjection préservée, en raison de leurs similarités physiologiques avec les humains en ce qui concerne la fonction cardiovasculaire. Il s'agit d'une étape préclinique nécessaire avant de passer aux applications cliniques. Les animaux arriveront à environ 7 semaines d'âge et resteront dans l’animalerie pendant une semaine pour l'acclimatation. Nous utiliserons des souris jeunes adultes pour nos manipulations entre 8 et 10 semaines, car : 1. À cet âge, les cœurs des souris sont bien formés et peuvent supporter l'induction du modèle. 2. Le cœur possède des capacités de régénération spontanée limitées, ce qui n'est pas le cas pour les cœurs des très jeunes souris.

Capturés en milieu naturel, transportés isolément en moins de trente minutes, anesthésiés puis injectés d'hormones pour déclencher la ponte : trois couples de grenouilles vertes et six couples de xénopes ouvrent ce protocole, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Leurs têtards, 1 152 répartis dans 24 bacs placés en milieu naturel à raison d'un ou trois par litre, plus 165 passés en test de comportement de quinze minutes dans un aquarium d'un litre, servent à mesurer si la présence du xénope ralentit la croissance de la grenouille verte. 1 335 amphibiens sont déclarés au total. Les six grenouilles vertes adultes et leurs 636 têtards sont remis à l'eau sur leur mare d'origine, tandis que les 693 xénopes, adultes et têtards, sont anesthésiés puis tués par surdose d'anesthésiant parce que leur espèce est classée exotique envahissante.

Objectifs

L’objectif de cette étude est d’apporter des éléments de connaissance sur la sensibilité des populations d’amphibiens autochtones comme la grenouille verte à des changements environnementaux majeurs auxquels l’espèce est confrontée. Si les études scientifiques sur l’écologie de la grenouille verte sont nombreuses, l’impact de la présence de potentiels compétiteurs invasifs sur la dynamique des populations de grenouille verte restent très mal documentés. L’étude se propose ici de tester l’impact de la présence des têtards de xénope lisse Xenopus laevis sur la grenouille verte Pelophylax spp. Le xénope lisse est une espèce d’amphibien originaire d’Afrique australe introduite et envahissante depuis une quarantaine d’années en France. Cette espèce au stade adulte est aujourd’hui connue pour menacer la biodiversité locale par de la compétition directe avec les amphibiens ou encore par la transmission de maladies. Cependant, il n’a pas encore été décrit l’impact indirect de la présence du xénope lisse dès les premiers stades de vie sur la faune locale. Ce projet visera à étudier l’impact de la présence du xénope sur la croissance (durée de la période larvaire), la survie, la taille à la métamorphose et le comportement de la grenouille verte. Pour ce faire, il est nécessaire d’obtenir des pontes de grenouille verte et de xénopes à partir d’adultes capturés en milieu naturel puis injectés à l’aide d’une hormone. Une fois les pontes obtenues les adultes de grenouille verte seront relâchés et les adultes de xénopes seront mis à mort (dû à son statut d’espèce exotique envahissante) puis les têtards seront placés en bacs en milieu naturel. Les têtards seront placés sous des conditions de compétition différentes (intra- et interspécifique) et sous une ou deux densité différentes (1 et 3 têtards par litre). Ce projet apportera des informations essentielles sur l’impact du xénope lisse sur une espèce locale d’amphibien, la grenouille verte qui est aujourd’hui classée en quasi-menacée sur la liste rouge de l’IUCN (Union Internationale pour la Conservation de la Nature) en France. Ce classement implique que si des mesures rapides ne sont pas prises, leur statut de conservation sera menacé.

Bénéfices attendus

Ce projet s’insère dans les problématiques de conservation et gestion de la biodiversité. Il s’inscrit dans le défi scientifique actuel visant à comprendre les mécanismes en lien avec la sensibilité des organismes à l’altération spatio-temporelle de leur habitat dont la présence des espèces exotiques envahissantes est annoncée comme l’une des principales causes de l’érosion de la biodiversité. Ce projet nous permettra de tester pour la première fois l’impact de la présence du xénope sur la croissance, la survie, la taille à la métamorphose et le comportement des grenouilles vertes en milieu naturel. Nous émettons l’hypothèse que la présence de têtards de xénope dans le milieu de vie des grenouilles vertes pourrait induire une diminution de leur croissance et survie en affectant des fonctions écologiques vitales chez la grenouille verte. D’un point de vue comportemental, nous émettons l’hypothèse que la présence de têtards de xénope induirait un changement dans l’occupation spatiale des têtards de grenouille verte. Ces résultats permettraient une meilleure compréhension de la biologie et de l’écologie de ces deux espèces et plus encore sur leur interaction. De manière plus globale, cette étude permettra d’apporter des éléments scientifiques qui viendront enrichir les discussions sur les stratégies de gestion/conservation de ces espèces à l’échelle du territoire notamment depuis que le xénope a colonisé beaucoup de zones humides dans l’Hexagone.

Procédures

Le transport sera assuré jusqu’au laboratoire en moins de 30 minutes. Les femelles préalablement anesthésiées seront injectés d’hormones une fois (durée d’injection : 30 secondes) pour induire l’ovulation et stimuler l’accouplement. Après isolement et éclosion des pontes, les têtards seront répartis dans des bacs placés en milieu naturel sous deux densités différentes (1 têtard par litre et 3 têtards par litre) et en interaction inter- et intra-spécifique (plurispécifiques ou monospécifiques). D’un côté, nous testerons quatre réplicats pour chaque modalité, nous aurons donc 24 bacs et 576 têtards de grenouille verte et 576 têtards de xénopes en tout. Au moment de la métamorphose (dès la sortie de la première patte) les individus seront pesés et mesurés. D’un autre côté, des têtards seront répartis, au sein de quatre bacs pour les xénopes et trois bacs pour les grenouilles vertes (env. 1 têtard par litre). Nous aurons besoin de 60 têtards de grenouille verte et 105 têtards de xénopes. Une fois que les individus ont trois jours, ils seront placés par groupe dans un dispositif de test de comportement (aquarium de 1 L contenant de l’eau de mare). Les têtards seront placés en acclimatation pendant 15 minutes dans le dispositif (3 réplicats de 5 grenouilles vertes seules, 3 réplicats de 5 xénopes seuls puis 3 réplicats avec trois densités différentes (5, 10, 15) de xénopes confrontés à 5 grenouilles vertes). Le test durera 15 minutes puis les individus seront tous replacés dans un bac à part afin de ne pas repasser les mêmes individus en test. Une fois les tests passés, les adultes et les têtards de grenouilles vertes seront replacés dans le milieu naturel sur leur site d’origine. Les xénopes ne pouvant pas être libérés dans la nature seront placés dans un bain de sédatif pour être anesthésiés puis une surdose d’anesthésiant sera ajoutée pour la mise à mort des têtards et des adultes.

Impact sur les animaux

Fort de notre expérience, nous ne prévoyons aucun problème lors de la capture d’adulte et le transfert vers l’EU. Il est envisageable qu’un amphibien soit blessé lors de la capture ou de la manipulation et donc développe une maladie. Pour l’injection d’hormones (1 fois pendant la durée de la procédure, douleur légère et temporaire (10 secondes) lors de l’injection), les amphibiens seront anesthésiés pendant 15 minutes. Le transport (1 fois pour les xénopes, 2 fois pour les grenouilles vertes) entre le site de prélèvement et l’EU (< 30 km), est un stress léger à modéré sur la durée (30-40 minutes). Afin de limiter les agressions entre les individus ils seront transportés isolément dans leur boîte. Seront contrôlés pendant l’expérimentation, l’activité et la décoloration de la peau. Le nourrissage se déroulera en fin de journée (intervention de 5 minutes maximum dans l’EU). La bonne prise alimentaire sera vérifiée par la prise de poids.

Devenir

Les 6 grenouilles vertes adultes et les 636 têtards seront remis en liberté avec une acclimatation à leur milieu naturel en ouvrant les boites de transports à côté de leur mare d’origine. Les animaux seront observés le temps qu’ils sont visibles après l’ouverture des boites afin de s’assurer de leur bonne acclimatation à leur milieu. Les 12 xénopes adultes et les 636 têtards seront mis à mort avec une surdose d’anesthésiant après une anesthésie car il est impossible de relâcher dans le milieu naturel cette espèce classée comme espèce exotique envahissante.

Remplacement

L’objectif de l’étude étant d’étudier la survie et la croissance des premiers stades de vie de la grenouille verte face à la présence d’un compétiteur, il n’est pas possible de remplacer les animaux prévus pour cette expérimentation. Il est donc nécessaire de recourir à des animaux. De plus, il est impossible de modéliser les réponses des têtards face à la compétition car c’est la première fois que cette question sera posée pour ces deux espèces dans un contexte semi-contrôlé et en testant la compétition indirecte. Par conséquent, aucun modèle ne pourra permettre de prédire ce qu’il va se passer.

Réduction

Les trois couples de grenouille verte et les six couples de xénopes soit trois femelles et trois mâles Pelophylax spp. et six femelles et six mâles Xenopus laevis seront amenés au laboratoire et injectés d’hormones permettant d’induire la ponte et de stimuler l’accouplement. Les trois couples de chaque espèce sont le minimum pour assurer la quantité d’œufs nécessaire pour l’expérimentation en bacs. Par ailleurs, la densité de têtards (1 ou 3 têtards par litre), nous semble appropriée pour pouvoir observer des interactions entre les individus.

Raffinement

Le transport de la zone de prélèvement en milieu naturel vers le laboratoire sera effectué dans des bacs fermés et à l’abri de la lumière pour limiter le stress des animaux. Les amphibiens étant des espèces proies, il est important de leur fournir un abri. Des tuyaux en plastiques et des objets flottants seront alors disposés dans les bacs permettant aux amphibiens de se cacher. De plus, afin d’apporter un environnement plus complexe aux amphibiens, des pierres seront disposées dans les bacs. Avant, l’expérimentation, la qualité de l’eau (dureté et chlore) sera testée. Chaque jour, une personne habilitée et formée sera en charge de vérifier le comportement des amphibiens avant et après l’injection d’hormones (en dehors des périodes de nourrissage). La qualité d’eau, c’est-à-dire les paramètres physico-chimiques sera mesurée une fois par semaine. En cas de mauvaise qualité d’eau, un changement d’eau sera effectué puis une mesure deux jours après sera reprise pour s’assurer que les amphibiens sont dans un environnement stable. Enfin, l’anesthésie avant l’injection d’hormone permettra de limiter tout stress. Les différentes phases de réveil seront surveillées ainsi qu’un retour à l’alimentation 24h après l’injection. Pour la phase expérimentale en bacs, le transport de la zone d’élevage à la zone expérimentale sera effectué dans des bacs couverts permettant de placer les individus dans le noir limitant le stress des amphibiens lors du transport. Une mauvaise qualité d’eau reportera le test prévu. Enfin, il y aura une période de 15 minutes d’acclimatation dans l’arène avant de commencer le test de comportement. Le bien-être sera évalué par une grille déterminant les points limites à la continuité du projet. Infections, blessures, comportement, dépigmentation et prise alimentaire seront évalués grâce à une échelle de score donnant un score global compris entre 0 (normal – aucune action) à supérieur à 7 (mise à mort de l’amphibien avec une surdose d’anesthésique).

Choix des espèces

Les deux espèces choisies sont : la grenouille verte Pelophylax spp. et le xénope Xenopus laevis. L’objectif de cette étude est de comprendre l’impact de la présence des têtards de xénope lisse Xenopus laevis sur la grenouille verte Pelophylax spp. Le xénope lisse est une espèce d’amphibien originaire d’Afrique australe introduite et envahissante depuis quelques années dans les mares, cours d’eau et rivières . Cette espèce au stade adulte est aujourd’hui connue pour menacer la biodiversité locale par de la compétition directe avec les amphibiens ou encore par la transmission de maladies. Cependant, il n’a pas encore été décrit l’impact indirect de la présence du xénope lisse dès les premiers stades de vie sur la faune locale. Ce projet apportera des informations essentielles sur l’impact du xénope lisse sur une espèce locale d’amphibien, la grenouille verte qui est aujourd’hui classée en quasi-menacée sur la liste rouge de l’IUCN (Union Internationale pour la Conservation de la Nature) en France. Ce classement implique que si des mesures rapides ne sont pas prises, leur statut de conservation sera menacé. Aujourd’hui, il apparaît donc nécessaire de comprendre l’impact de la colonisation du xénope dans sa globalité dès les plus jeunes stades de vie. Les animaux impliqués dans la première procédure seront des adultes. Notre objectif étant d’obtenir des pontes, nous n’avons la possibilité que de travailler sur des animaux matures et prêts à se reproduire et des femelles prêtes à pondre. C’est pour ces raisons que les animaux ne seront mis en captivité que lorsqu’ils seront prêts à s’accoupler. Pour la seconde procédure, les animaux utilisés seront des têtards des deux mêmes espèces. Notre objectif est d’étudier l’impact de la présence d’un compétiteur ou non sur le comportement de fuite, sur l’activité ainsi que sur les potentielles capacités des individus à se regrouper pour se défendre dès les premiers stades de vie.

2 904 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent trois à neuf injections intrapéritonéales à l'état vigile, un à quatre prélèvements sanguins sous anesthésie, un prélèvement de lymphe, puis une perfusion intracardiaque terminale. Le projet vise à décrire le rôle d'une voie de signalisation dans le développement du réseau lymphatique, les retombées pour l'humain restant énoncées comme un "potentiel de ciblage" pour corriger des dysfonctionnements. Sur les effectifs, le porteur renvoie à la littérature et à des tests statistiques sans donner de chiffre, et affirme qu'aucune culture cellulaire ni aucun organoïde ne reproduit un réseau lymphatique, ce qui fait de l'expérimentation animale le "seul modèle" possible.

Objectifs

Le réseau lymphatique joue un rôle important dans la réponse immunitaire par le transport des antigènes et des cellules immunitaires. Un dysfonctionnement du développement et des fonctions de ce réseau peut entraîne une diminution de l'efficacité des défenses de l'hôte contre les agents pathogènes ainsi que la surveillance tumorale. Les mécanismes qui régulent le développement et les fonctions lymphatiques partagent des caractéristiques avec le développement vasculaire sanguin, mais sont moins bien définis. L'objectif de ce projet est d'étudier la contribution d'une voie essentielle de signalisation vasculaire sanguine au développement et à la fonction lymphatiques chez la souris, ainsi que le potentiel de ciblage de cette voie pour la correction des dysfonctionnements lymphatiques.

Bénéfices attendus

Les résultats attendus permettront de mieux comprendre l’impact potentiel de certains lipides sur leurs contributions à une voie essentielle de la signalisation vasculaire ainsi que le potentiel de ciblage de cette voie pour la correction des dysfonctionnements lymphatiques chez l’humain.

Procédures

Les animaux subiront : - 3 à 9 injections intrapéritonéales sur souris vigiles d’une durée de 30 secondes. - 1 à 4 prélèvements sang sous anesthésie d’une durée d’environ 60 secondes. - Une récupération de la lymphe sous anesthésie d'une durée d'environ 5 minutes. - 1 perfusion intra cardiaque terminale sous anesthésie d'une durée d'environ 5 minutes.

Impact sur les animaux

Les injections en intra péritonéal peuvent causer une douleur et un stress de courte durée. L'anesthésie peut entrainer un stress et une douleur légère de courte durée. Les prelévements de sang en intra veineux ainsi que la contention pré anesthésie peuvent occasionner une douleur et un stress de courte durée.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à l'issue de chaque procédure.

Remplacement

Les modèles sur souris sont une étape indispensable dans la compréhension des mécanismes impliqués dans le développement du système vasculaire lymphatique. Il n'existe actuellement aucun modèle permettant d'étudier la structuration vasculaire et la formation des valves dans toute leur complexité en culture cellulaire ou sur organoïdes. En effet, actuellement il n'y a pas de systèmes en culture cellulaire qui reproduisent, imitent ou permettent la modélisation d’un système vasculaire lymphatique. L’expérimentation animale est également le seul modèle permettant d’appréhender l’intégration et la participation d’acteurs de différents tissus dans une même pathologie.

Réduction

Les effectifs sont déterminés à partir des données de la littérature et avec des tests statistiques adaptés. Pour chaque expérience, le maximum de tissus est prélevé afin de maximiser les analyses biologiques possibles.

Raffinement

Les animaux sont maintenus dans des groupes de plusieurs individus dans un environnement enrichi. La souffrance animale sera réduite au maximum par le raffinement des méthodes expérimentales notamment l'utilisation d’analgésique ainsi que d’anesthésie adaptées durant la procédure, et l’établissement de points limites adéquats. Les animaux sont surveillés tout au long du projet. Des grilles de score et de points limites spécifiques au projet ont été établis, permettant d'intervenir pour soulager les animaux en cas de souffrance. L'atteinte d'un point limite qui ne pourra pas être soulagé entrainera une mise à mort anticipée de l'animal avant la fin du protocole.

Choix des espèces

L’utilisation des animaux est nécessaire car il n’existe pas, à ce jour, de modèles de réseau lymphatique vasculaire en culture cellulaire permettant de reproduire sa physiopathologie. Le choix de l'espèce « souris » nous permet d’avoir accès à des animaux génétiquement modifiés. Ces animaux nous permettront d’analyser finement le rôle spécifique de certains lipides. Ces animaux seront utilisés à différents stade de vie (jusq'à 1 an) afin de pouvoir mettre en évidence l'évolution des réponses physiologiques en fonction de l'age.

Les souris dont la prostate grossit au point de gêner la miction sont mises à mort et disséquées, de même que celles qui perdent plus de 20 % de leur poids ou cessent d'interagir avec leurs congénères. 3 200 souris mâles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à différents points de cinétique pour prélever la prostate et d'autres organes. Elles reçoivent une injection quotidienne cinq jours de suite pour inactiver un gène, puis jusqu'à trois prélèvements sanguins espacés de 28 jours, et développent des lésions précancéreuses qui peuvent évoluer vers des tumeurs volumineuses et douloureuses jusqu'à quinze mois après l'induction. Le porteur annonce des groupes de vingt souris par point de cinétique et une réduction possible après les premières cohortes, sans expliquer comment il arrive au plafond de 3 200 animaux qu'il se réserve.

Objectifs

Le cancer de la prostate (CaP) est le cancer viscéral masculin le plus fréquent et responsable de 350 000 décès en 2020. Les méthodes de diagnostic actuelles ne permettent pas d’identifier de façon précoce et fiable les patients qui développeront des formes agressives et métastatiques. De plus, les traitements existants ne sont pas efficaces contre les formes agressives et sont à l’origine des nombreux effets indésirables. Une meilleure connaissance des mécanismes moléculaires à l’origine de l’agressivité des tumeurs est donc requise afin d’améliorer les outils diagnostiques et de développer des approches thérapeutiques plus efficaces. Une stratégie privilégiée pour l’étude du cancer est l’utilisation des modèles animaux qui miment la maladie humaine. Les modèles murins du cancer de la prostate, développés au laboratoire, répliquent les mutations du gène le plus fréquemment muté dans les tumeurs humaines. Cela permet la génération de lésions précancéreuses aux caractéristiques très proches de celles observées chez l'Homme. L'objectif de ce protocole, qui se déroulera dans 2 établissements utilisateurs, est le suivi et la caractérisation des lésions précancéreuses de la prostate. Suite à l'invalidation du ou des gènes, des lésions, nommées néoplasies intraépithéliales prostatiques (PIN), se développent. L'évolution des PIN sera surveillée pendant une période suffisante afin de détecter l'apparition de formes agressives. En conclusion, cette étude permettra de caractériser les mécanismes d'apparition des formes agressives du cancer de la prostate afin d’identifier des nouvelles cibles thérapeutiques et des outils diagnostiques.

Bénéfices attendus

Cette étude permettra de cartographier l’évolution des lésions précancéreuses et l’implication des gènes étudiés dans cette évolution. Les prélèvements de fluides (urines et sang) nous aideront à mettre en évidence des biomarqueurs du cancer de la prostate permettant un diagnostic précoce de la maladie.

Procédures

Chaque animal utilisé dans cette étude sera soumis à 1 injection quotidienne réalisés pendant 5 jours successifs, une fois que cet animal aura atteint l’âge adulte (8 à 12 semaines après naissance). Ce geste ne nécessite pas d’anesthésie. Ces injections seront réalisées dans les 2 établissements utilisateurs. Ensuite, afin de réaliser les études des biomarqueurs circulants, du sang sera prélevé sur 20 animaux à chaque point de la cinétique (1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 9, 12 et 15 mois après inactivation du gène), un animal pourra être sujet à 3 prélèvements sanguins maximum au courant de sa vie, ces prélèvements seront espacés d’au moins 28 jours. Une injection prend 10 secondes de manipulation (contention+ injection) par souris. Le prélèvement sanguin prend 30 secondes de manipulation (contention+prélèvement+ injection) par souris.

Impact sur les animaux

Suite à l'injection, une infection peut se développer dans les journées qui suivent. Lorsque les souris transgéniques développeront les PIN, à partir de 4 semaines après injection, ces PIN pourront évoluer vers les tumeurs de taille importante dans les points de cinétique les plus tardifs établis. Ces tumeurs pourront conduire à une douleur abdominale chez l'animal qui sera manifestée par une posture inhabituelle, poil hérissé, dos vouté, perte de poids etc. La taille de tumeur, vérifiée par palpation abdominale, sera donc un point limite clé. Suite à la prise de sang, les souris pourront être déshydratées, cette déshydratation sera régulièrement vérifiée par le pincement de peau sur le dos de la souris. De plus, une infection peut se développer sur le lieu de prélèvement, manifestée par une rougeur et un gonflement. les injections et les prélèvements de sang entrainent une légère douleur de courte durée.

Devenir

Les animaux seront mis à mort à différents points de cinétique afin de récupérer la prostate et différents organes en vue de la caractérisation.

Remplacement

Aucun modèle cellulaire ne récapitule la cinétique et la complexité cellulaire impliquées dans la formation de lésions précancéreuses. Cette complexité rend nécessaire l'utilisation d'expériences in vivo pour comprendre ce phénomène et identifier d'éventuelles cibles thérapeutiques.

Réduction

L’effectif demandé a été calculé afin d’obtenir les groupes des souris mutantes à différents points cinétiques de taille suffisante pour réaliser les tests statistiques de sorte à pouvoir tirer des conclusions pertinentes de nos expériences. Pour un type de souris donné et un point cinétique donné, 20 souris seront utilisées. Afin de réduire le nombre d’animaux utilisés, les premières cohortes de souris seront divisées en sous-groupes pour étudier les différents stades de progression tumorale (stades précoces, intermédiaires et tardifs). Cette première étape permettra de déterminer les points cinétiques les plus intéressants pour réaliser les expériences. Le nombre d’expériences sur les points ne faisant pas partie de points clés pourra être réduit ce qui conduira à une réduction de nombre d’animaux utilisés. De plus, les cinétiques pourront potentiellement être raccourcies après cette première estimation, ce qui permettra de réduire encore plus le nombre d’animaux. En revanche, sur les points clés, des expériences supplémentaires pourront être réalisées, toujours dans la limite de 3200 souris maximum.

Raffinement

Durant la durée de l'étude, les souris seront gardées par groupes sociaux dans des cages agrémentées avec un enrichissement en animalerie. Pour l’ensemble des animaux, la surveillance sera visuelle, avec un suivi de l'aspect général de l'animal, sa posture et son comportement. Après injection, les souris seront observées pour détecter les éventuels signes de douleur ou de souffrance, à savoir la posture inhabituelle, le dos vouté, le poil hérissé, les grimaces, les vocalisations. Si ces signes persistent dans la journée suivant l'injection, les souris seront sorties de l'étude. De plus, lorsque les souris transgéniques développeront les PIN, à partir de 4 semaines après injection, elles seront observées par l'expérimentateurs et le personnel de l'animalerie d'hébergement chaque semaine afin de contrôler la taille de la prostate par palpation et l’apparence générale de la souris. Les points limites de l’expérience seront le volume de la prostate et le poids de la souris. Si le volume de la prostate gêne une miction naturelle, les souris seront mises à mort et disséquées pour analyse histologique. Si la perte de poids est supérieure à 20% et/ou si la souris présente des signes de souffrance ou de détresse (posture inhabituelle, poil hérissé, dos vouté, retrait et absence d’interaction avec les congénères, état défensif, léthargie), la souris sera retirée de l’expérience et sacrifiée. Après chaque prélèvement sanguin, un volume équivalent au prélèvement de sérum physiologique sera injecté en sous-cutanée. De plus, le lieu de l'injection sera surveillé dans les journées suivantes afin de détecter des signes d'une éventuelle inflammation (rougeur, gonflement).

Choix des espèces

La souris a été choisie comme animal modèle car l’expression des protéines jouant un rôle dans les développements du cancer de la prostate est similaire à celle de l’humain. Cela nous permet d’induire les mutations dans des gènes les plus fréquemment mutés dans les cancers de la prostate humain pour générer nos modèles. De plus, l’évolution des lésions précancéreuses dans notre modèle murin réplique de manière fidèle le développement du cancer de la prostate chez l’homme. Le système immunitaire murin est bien décrit dans la littérature et est proche de celui de l’humain, ce qui est crucial pour la mise en œuvre de notre projet d’étude sur l’interaction des cellules épithéliales de la prostate avec le microenvironnement tumoral. L’ensemble de ces facteurs nous permettra d’étudier l’évolution des lésions de CaP afin de développer des stratégies personnalisées de prévention, de surveillance active et/ou de traitement précoce. Les souris mâles seront utilisées de 8 semaines à 2 ans après naissance puisque le projet s’intéresse à l’organisme adulte. Les animaux utilisés seront adultes, les injections de tamoxifène se feront sur des jeunes adultes à partir de 8 semaines après naissance.

Ovariectomisées, équipées d'une minipompe osmotique implantée sous la peau, injectées deux fois par jour, soumises chaque semaine à une mesure de pression artérielle et mises à courir trente minutes sur un tapis trois fois par semaine : 216 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le projet leur induit une insuffisance cardiaque dont le porteur écrit que la dyspnée "peut être sévère", accompagnée d'une incapacité à l'effort et d'un stress psychique en phase terminale. Il qualifie néanmoins les deux opérations de "chirurgie minimale" à la douleur "très limitée", et avance que l'absence d'ovaire n'est pas douloureuse. Toutes sont tuées à l'issue pour récolter leurs tissus et conduire des analyses de biologie moléculaire, de physiologie, de biochimie et d'enzymologie.

Objectifs

L'insuffisance cardiaque (IC) se caractérise par une incapacité du coeur à assurer sa fonction de pompe circulatoire et donc à remplir les besoins de l’organisme en perfusion de sang oxygéné. Dans cette étude nous étudierons l’IC dite préservée qui se caractérise plutôt par des défauts de relaxation du muscle cardiaque. Cette forme d’IC touche un peu plus les femmes que les hommes, ; elle est fortement associée à l’âge et touche près de 50% des patients en IC. Ces patients souffrent d’une sévère perte de qualité de vie et d’hospitalisations répétées avec une mortalité importante. Actuellement, aucun traitement efficace contre cette pathologie n’a été identifié. Notre projet général d’équipe a pour but de tester de nouveaux principes thérapeutiques sur un modèle murin. Le but de ce projet consiste à développer de nouvelles thérapies avec moins d’effets secondaires l’organisme. Pour cela nous étudierons commaent l’exercice physique combiné à un complément alimentaire peuvent protéger le cœur de souris jeune ou agée contre l’IC. L'exercice physique régulier est connu depuis des années comme une solution préventive pour éviter le développement des maladies cardiovasculaires. Il permet de réduire le nombre de décès ou d'hospitalisations et d’améliorer la qualité de vie des patients. Ce type d’approche présente un intérêt majeur pour les patients en n’ajoutant pas de médicaments supplémentaires, et présente de plus l’intérêt d’un coût économique raisonnable pour le système de santé publique.

Bénéfices attendus

La capacité fonctionnelle et la qualité de vie chez les sujets souffrant de l’insuffisance cardiaque sont gravement altérées. En effet, le coeur de ces patients n’arrive pas à éjecter suffisamment de sang vers les organes car il n’arrive pas à se relaxer suffisamment. Ce dysfonctionnement conduit à une intolérance à l’exercice physique et des effets néfastes sur d’autres organes comme les poumons (hypertension pulmonaire) et les muscles squelettiques. Les traitements développés depuis plusieurs décennies ne sont pas ou peu efficaces pour les patients. L'IC est une maladie affectant plus d’ 1 million de personnes en France et environ la moitié de ces patients ce qui représente un coût socio-économique et humain majeur pour le système de santé en France. Il est donc essentiel de poursuivre la recherche thérapeutique dans ce domaine. Notre projet général d’équipe a pour but de tester de nouveaux principes thérapeutiques sur un modèle murin. Le but de ce projet consiste à développer de nouvelles thérapies avec moins d’effets secondaires sur d’autre fonction physiologique de l’organisme. Pour cela nous combinerons un traitement nutritionnel complémentaire au à ma vitamines B3 avec un exercice physique.

Procédures

Certains lots de souris seront soumis à deux chirurgies sous anesthésie générale d'environ 10 minutes, les injections de vitamines sous anesthésie locale dureront 1 min deux fois par jours. Trois échocardiographie sous anesthésie générale seront réalisées d'une durée de 10 minutes chacune. Une mesure de pression artérielle de 5 minutes sera réalisée une fois par semaine. Enfin les souris coureront trois fois par semaine sur un tapis de course (environ 30 minutes pour une souris contrôle).

Impact sur les animaux

La procédure de chirurgie correspond à une chirurgie minimale, très souvent source d'un niveau de douleur très limitée et relativement bien tolérée par les animaux. Le seul risque (rare) observé lors de ces interventions correspond à une ouverture de la cicatrice. De plus du fait de l’opération les souris peuvent avoir une difficulté à l’accès à la nourriture ce qui pourrait entrainer une perte de poids. Au moment de l’échographie les yeux des souris peuvent subir un léger dessèchement. Une légère douleur peut être associée à l’ovariectomie correspondant à l'incision musculaire et cutanée de plus l’absence d’ovaire n’est pas associée à une douleur. La mesure de la pression artérielle peut engendrer un petit stress lié à la contention. L’insuffisance cardiaque induit une dyspnée qui peut être sévère et une incapacité à l’effort. Ces deux symptômes peuvent induire un stress psychique sur la souris en phase terminale.

Devenir

À l’issue de toutes les procédures expérimentales, tous les animaux seront euthanasiés de manière éthique et rapide. Les tissus seront récoltés pour réaliser des expériences de biologie moléculaire, physiologie, biochimie et d’enzymologie.

Remplacement

Le recours à des animaux se justifie par la nécessité d'étudier la fonction cardiaque dans un contexte physiopathologique complexe et multifactoriel impliquant une circulation sanguine avec pression artérielle, une régulation neurohormonale du rythme et de la contractilité cardiaque et une étude du retentissement sur différents organes majeurs impliqués dans l’évolution de l’insuffisance cardiaque tels que les poumons, les reins et les muscles squelettiques notamment. Les modèles cellulaires ne permettent pas d’étudier le fonctionnement physiologique intégré du coeur et l’effet de l’insuffisance cardiaque à fraction d'éjection préservée sur d’autres organes.

Réduction

Une planification minutieuse basée sur un calcul de puissance et l’expertise de l’équipe ont permis l'estimation de la taille d'échantillon optimale. Ceci a permis de réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés tout en préservant la validité statistique de l’étude, et de conserver une puissance statistique suffisante pour observer un effet de 40% obtenu l’altération de la fonction diastolique (critère principal retenu dans cette étude). Les fonctions cardiovasculaires sont étudiées par des méthodes non invasives permettant de limiter le nombre d’animaux. Les méthodes invasives sont des procédures terminales où un cathéter est inséré dans le ventricule pour mesurer la pression et le volume de la chambre cardiaque. De plus, afin de minimiser encore le nombre d’animaux utilisés, en fin d’expérimentation les tissus prélevés sont partagés entre les domaines explorés.

Raffinement

Après implantation de la minipompe osmotique, les souris seront observées tous les jours. Les cages sont changées 1 fois par semaine. Les animaux sont hébergés selon les conditions fixées par l'arrêté du 1er février 2013 fixant les conditions d'agrément, d'aménagement et de fonctionnement des établissements utilisateurs. Les opérations chirurgicales (pose de minipompe et ovariectomie) sont induites en respectant au maximum les procédures du bien-être animal et en limitant la souffrance par le respect des méthodes anesthésiques et analgésiques. L’expérimentateur, le personnel de l’animalerie seront informés des critères d’observation des animaux qui seront : l’état général, l’état de la cicatrice, le comportement de prostration, la courbure de la colonne vertébrale, l’état du poil (manque d’hygiène), et un critère propre à l’étude de l’insuffisance cardiaque qui est la manifestation d’une dyspnée sévère. Le poids des animaux sera également relevé quotidiennement. Pour l’échographie, le gel échographique utilisé est chauffé au bain marie à 37°C. Après l’échographie l’animal est placé dans une cage propre à 28 °C sous lampe chauffante. Au moment de l’échographie les yeux des souris peuvent subir un léger dessèchement ainsi une pommade de protection sera appliqué. Après son réveil complet (environ 10 minutes), il est remis dans sa cage. Pour les opérations chirurgicales, les animaux sont anesthésiés, pour les maintenir immobiles, par anesthésie gazeuse. Une fois anesthésiés et endormis, ils reçoivent une injection en sous-cutanée d'analgésique. Au réveil, chaque souris est isolée dans une cage pendant quelques heures, au calme et au chaud puis stabulé à 4 ou 5 souris /cage. En post opération, la cicatrisation cutanée de la zone opérée est surveillée régulièrement. Le seul risque (rare) observé lors de ces interventions correspond à une protrusion de la pompe. Dans ce cas, la pompe peut être réinstallée et la suture refaire. Un traitement antalgique est alors donné en complément. Une habituation est réalisée pendant 4 jours précédents la première mesure de pression artérielle qui a lieu le 5ème jour pour diminuer l’élévation de la pression artérielle par le stress associé à la procédure.

Choix des espèces

Le recours à des animaux se justifie par la nécessité d'étudier la fonction cardiaque dans un contexte physiopathologique complexe et multifactoriel impliquant une circulation sanguine. Le fonctionnement physiologique du coeur et l'altération structurelle du coeur rend impossible de faire cette étude sur les cellules en culture. La souris est un des modèles les plus utilisés en recherche biomédicale. La structure des tissus musculaires et cardiaques murins est très proche de celle de l’homme. De plus les souris se reproduisent rapidement et de nombreuses études en insuffisance cardiaque ont été réalisées chez la souris ce qui nous permettra plus tard de discuter nos résultats par rapport aux autres études publiées.