Recherche fondamentale

Faire produire du lait à une chèvre sans qu'elle ait porté de chevreau, par stimulation manuelle ou mécanique du pis, occupe 40 chèvres adultes dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Chacune subit jusqu'à 38 prélèvements sanguins par ponction jugulaire sur quinze mois, sur animal vigile en contention, et cinq prélèvements de salive par coton à mâcher pour doser le cortisol. Vingt-six chèvres sont maintenues non gestantes, quatorze gestantes servent de groupe de comparaison. Aucune mise à mort n'est prévue, les chèvres étant réintégrées à l'issue dans le cycle de production du troupeau. Le porteur présente cette pratique comme un moyen de réduire le nombre de chevreaux nés et non conservés chaque année et de limiter la réforme des chèvres non gestantes, dans une filière caprine laitière dont il évalue la durabilité.

Objectifs

Ce projet cherche à mieux comprendre comment faire produire du lait à une chèvre sans qu’elle ait eu de chevreau, uniquement par stimulation manuelle ou mécanique du pis, et sans recourir à des traitements hormonaux. Cette pratique, appelée « induction de la lactation », intéresse de nombreux éleveurs caprins car elle permettrait de réduire le nombre de naissances non souhaitées tout en maintenant la production laitière. Les quatre objectifs principaux sont : (1) mesurer les variations des hormones impliquées dans la production de lait au cours du protocole, afin de comprendre pourquoi certaines chèvres réussissent et d’autres non ; (2) suivre l’évolution du pis (température, forme, souplesse) pour documenter les changements physiques associés à la reprise de la lactation ; (3) évaluer si les conditions d’élevage, notamment l'accès au pâturage ou la distribution d’herbe fraîche en bâtiment, influencent la réussite de l’induction ; (4) s’assurer que le protocole n’affecte pas négativement l’état de santé et le comportement des animaux.

Bénéfices attendus

Ce projet apportera des connaissances scientifiques nouvelles sur les mécanismes biologiques de la production de lait chez la chèvre sans gestation annuelle. À terme, ces connaissances pourraient permettre aux éleveurs de mieux maîtriser l'induction de la lactation et d'identifier, dès le début du protocole, les animaux susceptibles de réussir ou d'échouer, grâce à des marqueurs précoces (profils hormonaux, paramètres mammaires, état corporel). Sur le plan pratique, une meilleure compréhension de ce phénomène pourrait contribuer à réduire le nombre de chevreaux nés et non conservés chaque année dans les élevages, à limiter la réforme de chèvres non gestantes, et à proposer des alternatives à la gestion actuelle du troupeau. Ce projet s'inscrit dans une démarche plus large visant à évaluer la durabilité et l'applicabilité de pratiques d'élevage alternatives dans la filière caprine laitière.

Procédures

Prélèvements sanguins par ponction jugulaire (animaux vigiles) : 38 prélèvements maximum par animal sur 15 mois, durée inférieure à 2 min chacun. Prélèvements de salive, par présentation d'un coton à mâcher, pour le dosage du cortisol : 5 prélèvements par animal sur les 40 chèvres, à des temps clés du protocole, durée de quelques secondes à 1 minute par prélèvement (temps de mastication spontanée) avec une contention manuelle par un agent formé.

Impact sur les animaux

La stimulation de la mamelle correspond à une manipulation similaire à la traite habituelle. Une légère sensibilité mammaire transitoire peut être observée chez certaines chèvres en début de stimulation. Les prélèvements sanguins par ponction jugulaire constituent la principale source potentielle de stress. Ils sont de courte durée (inférieure 2 minutes), réalisés sur le quai de traite dans l'environnement habituel, par du personnel formé. Les volumes prélevés sont adaptés afin qu’ils n’induisent aucun risque d’anémie.

Devenir

Les animaux seront maintenus en vie à l'issue de l'ensemble des procédures et seront réintégrés dans le cycle classique de production du troupeau, conformément aux pratiques habituelles de l'établissement. Aucune mise à mort n'est prévue dans ce projet.

Remplacement

Ce projet porte sur la physiologie de la lactation chez la chèvre laitière. Les phénomènes étudiés, notamment la reprise de la production de lait sous l’effet d’une stimulation, les réponses hormonales et les changements du comportement animal, ne peuvent être observés et mesurés que sur l’animal vivant dans ses conditions réelles d’élevage. Aucun modèle de laboratoire ou alternative n’est actuellement capable de reproduire ces interactions complexes entre l’organisme entier, l’environnement et la production laitière.

Réduction

Le nombre d’animaux a été réduit au strict minimum nécessaire pour obtenir des résultats statistiquement valides. Sur le total de 40 chèvres pour les 5 années du projet, 26 chèvres seront non gestantes, tandis que 14 autres seront gestantes, constituant ainsi un groupe témoin. L’effectif de 26 chèvres non gestantes a été calculé en tenant compte d’un taux de réussite de l’induction estimé à 50 %, afin de disposer d’au moins 6 à 7 animaux par sous-groupe. Les 14 chèvres gestantes témoins constituent le groupe de référence minimal pour disposer de comparaisons fiables. Le nombre de prélèvements sanguins a été limité à 38 par animal sur 15 mois, avec un intervalle minimum de deux semaines entre chaque session. Le cortisol est mesuré sur salive plutôt que sur sang, ce qui évite des prélèvements supplémentaires dédiés à cet indicateur.

Raffinement

Les animaux seront logés dans les conditions habituelles de cet élevage : logement en groupe sur aire paillée propre équipées d’au moins 2 d’abreuvoirs et d’une brosse rotative. Les chèvres auront accès au pâturage de mars à août. Les chèvres sortent entre la traite du matin et celle du soir lorsque les conditions météorologiques le permettent ; en cas de forte pluie continue, d’orage ou de fortes chaleurs, les chèvres seront mises à l’abri en batiment dans leur aire paillée. Toutes les mesures possibles ont été prises pour limiter l’inconfort des animaux. La grande majorité des observations (production de lait, état du pis, comportement, état corporel) est réalisée directement lors de la traite quotidienne, sans manipulation ni contention supplémentaire. Les prises de sang sont de courte durée (moins de 2 minutes), effectuées dans l’environnement habituel des chèvres, et espacées d’au moins deux semaines. Le cortisol salivaire est obtenu sans piqûre grâce à un coton à mâcher. Les mesures du pis (température, photographies, souplesse) sont non invasives. Une surveillance quotidienne du bien-être animal sur des paramètres collectifs et individuels spécifiques au caprin est effectué et enregistré via des grilles d’évaluation.

Choix des espèces

La chèvre laitière est l’espèce cible de ce projet. Les éleveurs caprins sont en effet les plus nombreux à pratiquer ou envisager l’induction de la lactation sans gestation. Les résultats seront directement transposables à leur pratique, ce qui justifie de travailler sur l’espèce réelle plutôt que sur un modèle animal différent. Les animaux utilisés sont des chèvres adultes multipares (plusieurs lactations), représentatives du troupeau laitier standard.

20 brebis seront tuées pour prélever leur utérus dans des conditions standardisées, l'imagerie qui fait l'objet du projet étant menée hors du corps, sur organe perfusé. Elles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, sur brebis vigiles, sous contention manuelle et en présence de leurs congénères. Chacune reçoit une éponge intravaginale et cinq injections pour synchroniser son cycle hormonal, puis un, trois, six ou neuf prélèvements sanguins selon le groupe, avec un risque d'hématome ou d'irritation locale. Le porteur affirme qu'aucun dispositif in vitro ne reproduit la complexité des petits vaisseaux de l'utérus et que l'approche hors du corps, choisie pour supprimer les mouvements respiratoires et cardiaques, rend le recours aux brebis "indispensable".

Objectifs

Chez la femme, au cours du cycle hormonal, les vaisseaux sanguins de l’utérus subissent de très forts changements pour accompagner les besoins physiologiques du corps. C’est particulièrement vrai pour les petits vaisseaux de l’endomètre – la muqueuse utérine, qui prolifère tout au long du cycle, puis dégénère au moment des règles. Ces très petits vaisseaux sont extrêmement importants, notamment pour la bonne implantation de l’embryon, en cas de grossesse. A l’heure actuelle, ils sont cependant complètement invisibles par toutes les méthodes d’imagerie clinique, et leur rôle dans de nombreuses pathologies gynécologiques et obstétricales est donc assez mal connu. Le premier objectif de ce projet est d’adapter une méthode très récente d’imagerie échographique, afin de pouvoir visualiser les petits vaisseaux de la muqueuse utérine. Le second objectif est d’étudier l’évolution de ces petits vaisseaux au cours d’un cycle hormonal normal, pour mieux comprendre les modifications profondes qu’ils subissent. Dans le cadre d’une expérimentation préclinique, nous imagerons des utérus de brebis. La brebis est en effet un modèle bien établi pour de nombreuses pathologies gynécologiques et obstétricales, en raison de similarités morphologiques avec les femmes. Cette étude sera réalisée ex vivo, pour s’affranchir des mouvements naturels (respiration, battements cardiaques), et permettre l’étude la plus détaillée possible des petits vaisseaux. Nous établirons les premières cartes des petits vaisseaux de l’utérus au cours d’un cycle hormonal, et étudierons finement leurs caractéristiques, en termes de dimensions, morphologie et flux sanguins associés. Combinées à des méthodes d’analyse d’image permettant de compenser les mouvements naturels, les solutions développées dans ce projet seront donc directement utilisables chez la femme, permettant un transfert rapide vers la pratique clinique. Le projet se déroule dans deux établissements utilisateurs (EU1 et EU2).

Bénéfices attendus

Les petits vaisseaux sanguins de l’utérus sont impliqués dans de nombreux mécanismes physiologiques liés à la reproduction. On soupçonne également leur rôle dans certaines pathologies, comme l’endométriose, une maladie gynécologique chronique pouvant provoquer douleurs et infertilité, ou la pré-éclampsie, une complication grave de la grossesse caractérisée par une hypertension artérielle. Ce projet doit nous apporter une meilleure connaissance ces petits vaisseaux et de leur évolution au cours d’un cycle hormonal normal. A plus long terme, cela nous permettra de mieux comprendre ses altérations dans les cas pathologiques. Par ailleurs, les technologies développées dans ce projet constituent une première étape cruciale pour pouvoir appliquer notre méthode d’imagerie chez la femme.

Procédures

Les 20 brebis seront soumises : A une pose d’éponge intravaginale d’une durée de 1 à 2 minutes A 5 injections d’une durée de quelques secondes chacunes. En cas de nécessité, à 2 injections supplémentaires d’une durée de 1 à 2 minutes, espacées de 3 à 5 minutes. A des prélèvements sanguins, selon les groupes expérimentaux, 5 brebis seront soumises à 1 prélèvement sanguin, 5 brebis à 3 prélèvements sanguins, 5 brebis à 6 prélèvements et 5 brebis à 9 prélèvements. Chaque prélèvement dure 1 à 2 minutes. Toutes les interventions décrites seront réalisées sur des animaux vigiles, sous contention manuelle douce et en présence des congénères.

Impact sur les animaux

Les procédures mises en place dans ce projet peuvent induire un stress ou un inconfort léger et de courte durée chez les animaux au moment de la contention pour la pose des éponges intravaginales, les injections, et les prélèvements sanguins. Elles peuvent également induire une douleur légère et de courte durée suite aux injections et prélèvements sanguins. Les prélèvements sanguins pourraient donner lieu à un hématome, un saignement ou une légère réaction locale (irritation).

Devenir

A l’issue du protocole, les animaux seront mis à mort par une méthode réglementaire, afin de permettre le prélèvement des utérus dans des conditions standardisées et reproductibles.

Remplacement

Le recours à l’expérimentation animale dans le cadre de ce projet se fait après de nombreuses études in vitro pour le développement et l’optimisation de notre méthode d’imagerie. Nous avons notamment utilisé des dispositifs expérimentaux reproduisant les caractéristiques du corps humains (« fantôme d’imagerie »). Ces dispositifs permettent d’étudier des cas simples, faisant intervenir un très petit nombre de vaisseaux, de calibre relativement gros. La physiologie du cycle menstruel chez la femme fait cependant intervenir beaucoup de paramètres hormonaux et structurels (taille et nombre des vaisseaux, flux sanguins, …). Il n’existe pas aujourd’hui de dispositif expérimental permettant de mimer tous ces paramètres in vitro, et en particulier la complexité des petits vaisseaux sanguins de l’utérus. Par ailleurs, afin d’optimiser nos méthodes, et d’imager le plus précisément possible les très petits vaisseaux, nous avons besoin de limiter les mouvements au maximum pendant toute la durée de l’acquisition ultrasonore. Pour cela, nous avons besoin de mettre en place une approche ex vivo d’utérus perfusé, et le recours à des animaux est donc indispensable. Les méthodes d’imagerie et d’analyse de données qui pourront ainsi être développées dans un cas idéal seront toutefois utilisables in vivo chez la femme, en les combinant à d’autres techniques développées par l’équipe. L’utérus étant un organe abdominal, sujet à ses contractions intrinsèques mais également aux mouvements cardiaques et respiratoires, la mise en œuvre de notre méthode chez la femme nécessitera notamment l’utilisation de méthodes de compensation de mouvement. Bien que les variations hormonales de la brebis soient différentes de celles de la femme, elles impliquent également des modifications des vaisseaux sanguins de l’utérus. Morphologiquement, l’utérus de la brebis et en particulier ses vaisseaux sont de dimensions similaires à celle de la femme. C’est également un modèle animal établi pour plusieurs pathologies gynécologiques et obstétricales. Ce modèle animal est donc essentiel pour obtenir des résultats scientifiques exploitables et pertinents pour la physiologie humaine.

Réduction

Afin de limiter le nombre de séquences d’imagerie ultrasonore à tester, et donc de réduire le nombre d’animaux utilisés, nos paramètres d’imagerie seront développés et optimisés in vitro dans des dispositifs expérimentaux modélisant les vaisseaux sanguins de manière simplifiée (fantômes d’imagerie). Pour cette étude, une comparaison entre les différentes phases du cycle hormonal sera effectuée par des tests statistiques. Les paramètres comparés seront la densité, la tortuosité et le diamètre des vaisseaux, ainsi que les flux sanguins observés dans les petits vaisseaux. Sur la base des données de la littérature se rapprochant le plus de notre méthode, à savoir de l’imagerie Doppler, nous avons effectué des tests statistiques pour déterminer le nombre d’animaux nécessaires. Nous évaluons que nous avons besoin de 5 animaux par phase du cycle soit un total de 20 animaux. Pour chaque animal, nous imagerons l’utérus perfusé aussi longtemps que possible (tant que le tissu reste viable) afin de collecter autant de données que possible, afin de limiter le nombre d’animaux nécessaires à l’étude.

Raffinement

Tous les transports/transferts des animaux entre les différents sites se feront en bétaillère agrée, paillée et toujours en groupe pour limiter le léger stress lié au transport. Les animaux seront hébergés en groupes sociaux dans des locaux adaptés, n’induisant pas de stress. Un enrichissement adapté leur sera proposé. Afin de limiter le stress et l’inconfort des animaux, toutes les procédures du projet seront réalisées sous contention manuelle, douce et de courte durée, par du personnel formé. Pour les prélèvements sanguins à la veine du cou, une attention particulière sera portée à l’alternance des sites de ponction lorsque cela est possible, afin de prévenir toute irritation locale. Après chaque prélèvement, le site de ponction sera inspecté afin de vérifier l’absence de saignement prolongé, d’hématome ou de réaction locale. Les brebis seront surveillées quotidiennement tout au long du protocole pour détecter tout signe de douleur, de stress ou d’altération de l’état général. Des points limites ont été définis et seront appliqués.

Choix des espèces

Notre étude vise à explorer les vaisseaux sanguins de l’utérus au cours du cycle hormonal, mais également à développer des outils d’imagerie qui pourront être utilisés chez la femme dans le futur. Nous avons donc besoin d’un modèle animal dont l’utérus est morphologiquement proche de celui de la femme, et qui présente une variation vasculaire due au cycle hormonal. L’utérus de la brebis est de taille similaire à celui de la femme. Il présente une variation cyclique due aux variations hormonales. C’est également un modèle bien établi pour plusieurs pathologies reproductives. Nous voulons étudier le système reproducteur féminin mature. Nous utiliserons donc des brebis adultes.

Sept cents souriceaux seront tués pour étudier leur squelette et leur éruption dentaire, les cent mères étant gardées en vie pour être réutilisées. 800 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Les souriceaux reçoivent quatre injections d'agents pharmacologiques ou chimiques sous anesthésie gazeuse pendant leur première semaine de vie, leurs mères étant anesthésiées à chaque séance et hébergées seules pendant les cinq jours précédant la mise bas, et le porteur signale que la manipulation des nouveau-nés peut conduire la mère à rejeter sa portée. Les agents testés sont choisis à partir d'un questionnaire d'exposition rempli par des patients, et le porteur écrit qu'aucun dispositif in vitro ne peut recréer "la complexité d'un organisme entier en croissance".

Objectifs

Ce projet a pour objectif d’évaluer les impacts sur la croissance squelettique, en particulier l’éruption dentaire, de certains agents pharmacologiques utilisés en pédiatrie et/ou d’agents chimiques auxquels peuvent être exposés les jeunes enfants. Ces dernières années une augmentation des défauts d’éruption dentaire nommés rétentions primaires a été observée en clinique et la question de l’origine de ces défauts s’est posée. A côté de l’origine génétique observée pour certains patients avec présence de mutations génétiques, une origine environnementale est suspectée correspondant à une exposition à des agents pharmacologiques ou chimiques pendant l’enfance, plus spécifiquement entre 3 et 12 ans. Les agents à évaluer seront donc déterminer à partir d’un questionnaire d’exposition remplit par chaque patient listant les traitements pharmacologiques reçus ainsi que les expositions possibles à des agents chimiques selon le(s) lieu(x) de résidence pendant cette période. La finalité est d’identifier les agents induisant des défauts primaires d’éruption afin d’anticiper leur survenu et de les prendre en charge cliniquement avant qu’ils s’installent irréversiblement.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra d’établir les agents pharmacologiques et les autres agents chimiques ayant un impact sur la croissance squelettique et plus spécifiquement l’éruption dentaire lorsque des enfants y sont exposés entre 3 et 12 ans. La prévalence de l'ensemble des rétentions dentaires primaires est estimé à 1/500 et le coût sociétal est difficilement quantifiable mais sans aucun doute important. Le but de ce projet n’est pas de remettre en cause l’utilisation de certains agents pharmacologiques dont l’intérêt pour les jeunes patients n’est plus à démontrer (antibiotiques, agents de chimiothérapie…) mais d’identifier leur possibles effets « secondaires » sur le squelette en croissance afin de pouvoir les prendre en charge le plus tôt possible avant que ces effets deviennent irréversibles.

Procédures

Les femelles gestantes seront en hébergement individuel pendant 5 jours (5 jours d'acclimatation correspondant à la fin de gestation ). Les souriceaux recevront une injection sous anesthésie (4 fois, durée de l'acte moins d'une minutes) sur tapis chauffant. Les mères ne recevront aucune injection. Les mères seront anesthésiées 4 fois correspondant aux séances d'injection (anesthésie gazeuse légère inférieure 10 minutes) sur tapis chauffant.

Impact sur les animaux

Les nuisances ou effets indésirables possibles sont : (i) les manipulations des souriceaux, surtout dans les premiers jours de vie, qui peuvent induire un stress chez la mère pouvant aboutir au rejet des petits, (ii) les injections qui pourront induire une douleur de courte durée aux animaux, (iii) les nuisances liées à l'anesthésie telles que la baisse de la thermo-régulation et la détresse cardio-respiratoire dans de rares cas, et (iiii) l'hébergement individuel des femelles gestantes (en fin de gestation durant la période d'acclimatation qui correspond à la période de nidification).

Devenir

Afin d’analyser les conséquences sur le squelette en croissance et en particulier l’éruption dentaire des différents agents testés, les animaux (700) seront euthanasiés et leur squelette étudié. Les mères (100) seront gardées en vie pour être réutilisées.

Remplacement

Un organisme vivant est nécessaire pour étudier l’impact d’agents pharmacologiques/chimiques sur la croissance squelettique (incluant l’éruption dentaire) qui est un processus complexe impliquant de nombreux types cellulaires et de nombreuses régulations hormonales. Il n’est pas possible de recréer in vitro la complexité d’un organisme entier en croissance avec tous les acteurs cellulaires rentrant en jeu ainsi que toutes les signalisations hormonales et autres impliquées.

Réduction

800 animaux seront utilisés dans ce projet, la taille des effectifs a été établie grâce à un calcul de puissance et des tests statistiques seront utilisés pour une interprétation fiable des résultats. S’agissant d’évaluer l’impact sur la croissance et l’éruption dentaire chez le nouveau-né d’injections d’agents pharmacologiques ou chimiques, l’unité de base est la portée. Deux portées par agent à évaluer a été retenu sachant que l’impact de chaque agent sera initialement évalué sur une portée euthanasiée au jour 14 et que si et uniquement si un effet est observé alors la deuxième portée sera engagée pour évaluer l’irréversibilité de l’effet observé avec une euthanasie de la portée au jour 28. Dans cette démarche de réduction du nombre d’animaux impliqués, des contrôles internes seront utilisés au sein de chaque portée correspondant à un ou deux petits, selon le nombre de petits dans la portée, injecté(s) uniquement avec la solution saline servant de solvant de l’agent testé.

Raffinement

Les conditions d’hébergement sont standards. Les femelles en fin de gestation sont hébergés 5 jours en cage individuelle auprès de leurs congénères (contacts visuels) en portoirs ventilés avec un système d’abreuvement automatique et un accès ad libitum à la nourriture et l’eau. Cette période de 5 jours en cage individuelle correspond à la période d'acclimatation des femelles gestantes ainsi qu'à leur période de nidification. Le milieu est enrichi avec deux enrichissements minimum dont des frisotis et/ou du coton compressé permettant la réalisation du nid et les animaux sont vérifiés quotidiennement. Le projet a été mis au point afin de permettre une interprétation fiable des résultats dans le respect du bien-être animal. Une anesthésie gazeuse légère de la mère et des petits est mise en place pour les injections aux petits afin de limiter le stress chez la mère et de réduire la douleur des injections chez les petits. Ainsi, la douleur et le stress sont limitées en apportant des soins adaptés ainsi qu’une surveillance attentive accompagnée de points limites suffisamment prédictifs et précoces. Lors des anesthésies un tapis chauffant est systématiquement utilisé pour éviter les baisses éventuelles de la thermorégulation chez les animaux.

Choix des espèces

La souris est le modèle de choix concernant les études de la croissance des mammifères. Les étapes et la physiologie de la croissance sont bien connues et très homogènes dans les lignées consanguines. Le nombre de petit par portée permet d’avoir des contrôles internes à la portée important pour l’analyse d’effet d’injections de substances en limitant les biais que pourrait induire le travail avec des animaux non-sevrés issues de mères différentes. Afin d’analyser l’impact d’agents pharmacologiques et chimiques sur la croissance squelettique les souris seront traitées par 4 injections au cours de la première semaine de vie et euthanasiées aux jours 14 ou 28 de vie. Cette cinétique est la plus adaptée pour l’analyse de la croissance du squelette en particulier au niveau crâniofacial.

9 600 rongeurs, 6 000 souris et 3 600 hamsters dorés, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, chacun recevant jusqu'à quatre injections, subissant jusqu'à onze prélèvements sanguins et jusqu'à dix lavages nasaux. Les lavages nasaux peuvent irriter les muqueuses ou provoquer des saignements, et les injections entraîner des douleurs musculaires, une chute transitoire de la température corporelle et une perte de poids inférieure à 5 %. Les vaccins candidats viennent de collaborateurs du laboratoire, et le porteur affirme qu'aucune alternative non animale n'existe en recherche préclinique sur les vaccins, l'étude des réponses immunitaires exigeant selon lui "un organisme vivant entier avec un système immunitaire développé". La moitié d'entre eux sera tuée faute de pouvoir être "ni réutilisés, ni replacés, ni adoptés" après des gestes qui altèrent définitivement leur système immunitaire, l'autre moitié, 3 000 souris et 1 800 hamsters, étant réutilisée dans une épreuve infectieuse ou tumorale.

Objectifs

L’objectif du projet est l’évaluation préclinique chez la souris et chez le hamster de l’immunogénicité et de l’efficacité de différents candidats vaccins développés par nos collaborateurs. Les capacités de stimulation du système immunitaire seront aussi évaluées dans des modèles de souris et de hamster afin de transposer l’efficacité potentielles en clinique. Ces objectifs sont justifiés du point de vue scientifique car ils permettent de démontrer la fonctionnalité des candidats vaccins ou thérapeutiques ou de déterminer les corrélats d'immunité contre un pathogène donné (un corrélat est l’observation de marqueurs biologiques par exemple un certain type et taux d’anticorps, une sous population de lymphocytes T). Le but ultime de ce projet est la mise à disposition de vaccins préventifs ou thérapeutiques contre des maladies infectieuses transmissibles, à risque pandémiques, ou encore des maladies non infectieuses (auto-immunes, cancers), d’impact majeur en santé publique. L’immunogénicité et l’efficacité des vaccins candidats sera évaluée avec des critères clairs in vivo et ex vivo comme la présence d’une quantité suffisantes d’anticorps contre des protéines du pathogène ou de lymphocytes T activés spécifiques du pathogène. Dans certains cas, des vaccins contrôles pourront être évalués en parallèle pour comparer l’immunogénicité du prototype.

Bénéfices attendus

Les candidats vaccins développés dans le laboratoire sont destinés à être évalués par la suite dans des essais cliniques. Leur évaluation préalable dans un modèle rongeur permet de démontrer leur efficacité et de définir les doses et schémas vaccinaux. L’immuno-monitorage par les prélèvements sur l’animal ou après la mise à mort permettront d’établir si le prototype vaccinal permet une réponse humorale (anticorps neutralisants ou de liaison) et cellulaires (réponse innée ou T cytotoxique par exemple) à un pathogène donné. Le but ultime de ce projet est la mise à disposition de vaccins préventifs ou thérapeutiques contre plusieurs pathologies infectieuses (transmissibles, à risque pandémique, d’impact majeur en santé publique) et non infectieuses (cancers ou maladies auto-immunes) graves pour lesquelles le besoin médical est avéré.

Procédures

Pour les souris: - administration par voie parentérale sur souris vigiles (intra musculaire, intra nasale, intraveineuse, intrapéritonéale, sous-cutanée) ou anesthésiées (intradermique) (1 à 4 par animal, durée : quelques secondes, intervalle 3 à 5 semaines) - prélèvement sanguin (4 à 10 par animal, durée : quelques secondes, intervalle 1 à 5 semaines) - lavage nasal (2 à 9 par animal, durée : quelques secondes, intervalle 1 à 5 semaines) Pour les hamsters: - administration par voies intramusculaire, intrapéritonéale, sous-cutanée : sur animal vigiles ou anesthésiées : intra nasale, intraveineuse, intradermique) (1 à 4 par animal, durée : quelques secondes, intervalle 3 à 5 semaines) - prélèvement sanguin sous anesthésie (4 à 11 par animal, durée : quelques secondes, intervalle 1 à 5 semaines) - lavage nasal sur animaux anesthésiés (2 à 10 par animal, durée : quelques secondes, intervalle 1 à 5 semaines)

Impact sur les animaux

Le projet s’articule autour de 2 procédures de sévérité légère. Les injections et les prélèvements sanguins de petits volumes ne requièrent qu'une contention et l’introduction d’une aiguille selon les bonnes pratiques vétérinaires. Pour ce geste, les animaux sont susceptibles d’éprouver une douleur légère de courte durée (quelques minutes). Chez les hamsters, les prélèvements et certaines injections seront réalisées sous anesthésie. Dans certains cas (la lignée des animaux, la dose de vaccin, la voie d’injection), l’injection aura un impact léger sur l'état de santé des animaux, avec une perte de poids inférieure à 5 % et transitoire (quelques jours). Certains prélèvements nasaux peuvent être irritants ou causer des saignements (saignement immédiat et arrêté immédiatement avec une compresse). Effets indésirables potentiels liés à l’administration de produits vaccinaux (antigènes, vecteurs ou adjuvants) prophylactiques ou thérapeutiques chez les animaux : - stress de quelques minutes au moment des gestes d’injection et prélèvements - douleurs au point d’injection pour toutes les injections - douleurs musculaires systémiques liées à l’inflammation quelques minutes à une heure - chute de la température corporelle transitoire après l’injection du prototype (résolution normale en moins de 6h).

Devenir

Les animaux seront mis à mort à la fin de chaque procédure lorsqu’ils ne doivent pas être utilisés pour vérifier l’efficacité du vaccin, et car ils ne peuvent être ni réutilisés, ni replacés, ni adoptés (ils auront subi des gestes expérimentaux qui altèreront pour toujours leur système immunitaire (réponse humorale et cellulaire mémoire notamment). Lorsque l’efficacité des vaccins doit être testée, et pour optimiser le nombre d’animaux utilisés, les animaux vaccinés peuvent être réutilisés dans une procédure d’épreuve (infectieuse, ou tumorale).

Remplacement

Il n'existe pas d'alternatives non-animales dans le domaine de la recherche préclinique sur les vaccins. En absence de telles alternatives, l'utilisation d'animaux vivants dans les procédures expérimentales est prévue pour atteindre les objectifs du projet. L'étude des réponses immunitaires des candidats vaccins nécessite l'utilisation d'un organisme vivant entier avec un système immunitaire développé. Dans ce contexte et en premier choix, nous avons opté pour un modèle non-primate, mais présentant une organisation tissulaire et du système immunitaire proche de l’homme. Des modèles de souris et de hamster seront utilisés et choisis en fonction du vaccin à étudier, et par extension de la pathologie contre laquelle il est produit.

Réduction

Sur la base de nos expériences antérieures, nous avons optimisé notre approche expérimentale afin de limiter autant que possible le nombre d’animaux utilisés tout en garantissant la robustesse scientifique de nos résultats. 1. Optimisation de la taille des cohortes : nos calculs de puissance statistique ont été réalisés en amont par une analyse biostatistique afin de déterminer le nombre minimal d’animaux nécessaires pour obtenir des résultats significatifs avec une puissance de 80 % tout en évitant une surutilisation. 2. Maximisation des données obtenues par animal : nous utilisons des approches multimodales sur un même animal (étude des réponses humorales et cellulaires), ce qui permet d’exploiter pleinement chaque individu et d’éviter la nécessité de cohortes supplémentaires pour différentes analyses. 3. La standardisation de nos protocoles expérimentaux permet de minimiser la variabilité et donc de limiter le nombre d’animaux nécessaires pour atteindre une significativité statistique. Ne faut-il pas mentionner ici l’optimisation de l’utilisation des groupes contrôles en maximisant le nombre de groupes interventionnels ? En combinant ces stratégies, nous nous engageons à minimiser nombre d’animaux utilisés tout en garantissant la pertinence scientifique de nos travaux.

Raffinement

Les animaux seront hébergés dans les conditions réglementaires. Les nouvelles substances seront utilisées seulement après évaluation de la toxicité au préalable par exemple par l’animalerie centrale dans le cadre d’un autre projet. Pour les hamsters, les prélèvements sanguins seront réalisés systématiquement sous anesthésie. Les animaux seront surveillés après les injections et les prélèvements, et des soins seront pratiqués suite aux injections et prélèvements si nécessaire (massages et application d’eau tiède ou de sérum physiologique après l’injection ou le prélèvement, ajout d’un gel nutritif dans la cage).

Choix des espèces

L'étude des réponses immunitaires des candidats vaccins nécessite l'utilisation d'un organisme vivant entier avec un système immunitaire développé. Dans ce contexte et en premier choix, nous avons opté pour un modèle non-primate, mais présentant une organisation tissulaire et du système immunitaire proche de l’homme. Ainsi, un modèle de souris et un modèle de hamster sont utilisés pour étudier les réponses immunitaires aux candidats vaccins car les réponses humorales et cellulaires chez le rongeur de petite taille comme la souris et le hamster sont souvent de même nature et de même amplitude que les réponses humaines. Ainsi, en vaccinologie et immunothérapie préclinique, il est recommandé de commencer par un modèle préclinique rongeur. Age moyen des animaux : entre 6 et 16 semaines. Les animaux doivent être matures au plan immunologique (cela dépend des espèce set lignées utilisées). L’âge peut influencer l’importance, la qualité, et la durabilité des réponses immunes. Il est possible que, dans certains projets analysant les mécanismes d’action des vaccins et la variabilité de la réponse immune liés à l’âge ou l’état de l’hôte, des animaux plus âgés soient utilisés (jusqu’à 16 semaines).