Oncologie

Capturées par pêche électrique dans des cours d'eau côtiers, 200 anguilles européennes au stade jaune vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque anguille est anesthésiée, ouverte pour qu'un émetteur soit implanté dans sa cavité abdominale, pansée, puis remise à l'eau dès qu'elle a retrouvé un comportement actif. Le porteur reconnaît que l'inflammation liée à l'implantation peut durer plusieurs semaines et que le comportement peut rester altéré quelques heures. Avec un taux de recapture de 10 % les années précédentes, l'opération vise une vingtaine d'individus retrouvés pour l'analyse de croissance, et le porteur écrit que le remplacement "n'est pas envisageable" puisque les déplacements doivent être observés en milieu naturel.

Objectifs

Ce projet a deux objectifs. Le premier est suivi de la croissance des anguilles européennes en phase de grossissement sur des cours d’eau côtiers. Situées en différents points, les pêches électriques, associées au marquage/recapture permettent d’identifier les zones préférentielles pour la phase de grossissement des individus. Le second objectif est d’évaluer l’efficacité des travaux de continuité menés sur le bassin-versant et s’inscrit dans le cadre du suivi des populations d'anguilles (Plan Gestion Anguille).

Bénéfices attendus

Les bénéfices du projet sont d’ordres écologiques. Le projet permettra d'augmenter les connaissances sur la croissance des anguilles et de mettre en lien les données de capture avec l'évolution du rétablissement de la continuité écologique du département.

Procédures

Les poissons seront soumis à une procédure chirurgicale (d'un maximum de 1 minute) au cours de laquelle un émetteur sera implanté dans la cavité abdominale dans l'objectif de les identifier lors d'une recapture ultérieure.

Impact sur les animaux

Les nuisances ou effets indésirables possibles sur les animaux sont : le stress lié à la capture et à la manipulation, les effets de l’anesthésiant utilisé pour l'opération, les effets post-opératoires (inflammation liée à l’implantation de l'émetteur ou gêne locale pouvant aller jusqu’à quelques semaines), l'altération temporaire du comportement (lié au stress, à l’implantation, à l’anesthésie pouvant aller jusqu’à quelques heures).

Devenir

Les animaux sont replacés dans leur milieu naturel à l'issue de la procédure.

Remplacement

La croissance et le déplacement des individus doivent être observés dans le milieu naturel, le remplacement n'est pas envisageable.

Réduction

Les effectifs annuels marqués depuis le début de l'étude ont varié entre 42 et 299 (moyenne de 105 individus par an) selon l'efficacité des pêches. En 2026, deux opérations de marquage sont prévues avec un maximum de 100 nouvelles anguilles marquées par opération. Soit 200 anguilles au maximum en 2026. Un taux de recapture aux alentours des 10% les années précédentes a été observés. Un taux équivalent permettrait de recapturer 20 individus pour mener les analyses sur leurs croissances.

Raffinement

Les opérations d'implantation sont réalisées sous anesthésie et ont une durée inférieure à 1 minute. Les émetteurs utilisés ont un poids maximum de 0.1g afin de ne pas dépasser 2% du poids de l'individu. Les poissons sont anesthésiés un par un et le bain d'anesthésiant est changé tous les 20 individus. Les poissons sont manipulés à l'aide d'épuisette en maille en silicone pour éviter l'abrasion. Le matériel est désinfecté avant chaque session de marquage et les opérateurs portent des gants stériles. Un pansement antiseptique est appliqué sur la cicatrice du poisson. Lors des stabulations pré et post marquage, les poissons sont placés dans des volumes d'eau adaptés, une pompe à air à grande capacité permet de maintenir un taux d'oxygène adapté. La température est également contrôlée pour éviter le stress thermique. Les poissons sont relâchés le plus rapidement possible (

Choix des espèces

L'étude a lieu sur les anguilles européennes. Le stade de devellopement utilisé est le stade anguille jaune qui est le stade de grossisement en eau douce continentale.

Capturées à la pêcherie, anesthésiées, ouvertes pour recevoir un émetteur de 3,5 grammes dans l'abdomen, recousues au fil résorbable, 55 anguilles argentées sont remises au fleuve, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le porteur annonce une inflammation ou une gêne locale pouvant durer quelques semaines. Le suivi doit valider un modèle de réduction du turbinage qui laisse passer davantage d'anguilles par le barrage, tout en limitant les pertes de production électrique. Un premier suivi en 2023-2024 avait échoué faute de conditions hydrologiques favorables et d'effectif suffisant, et l'arrêté préfectoral conditionne sa validation à cette nouvelle campagne.

Objectifs

3 années (2019,2020,2021) de suivis télémétriques de la dévalaison des anguilles sur un grand fleuve ont eu lieu au niveau d'un complexe hydroélectrique. Elles ont permis de caractériser la répartition des passages (barrage ou turbines) en situation de référence et d'élaborer un modèle de réduction de turbinage afin de favoriser l'échapemment des anguilles par le barrage pour diminuer la mortalité lors de la dévalaison. Le comité de pilotage a validé l’implantation de ce module de gestion, mais un suivi complet de validation demeure nécessaire. Un suivi a été réalisé en 2023-2024, mais les conditions hydrologiques ont été en moyenne plus importantes qu’en situation normale, ce qui n'a pas permis d'évaluer l'efficacité du modèle de réduction proposé. Par ailleurs, l’effectif ciblé n’avait pas pu être atteint, les débits importants ayant rendu la pêcherie moins efficace. Pour ces raisons, la validation de l'arrêté préfectoral de mise en oeuvre des reduction de turbinage était conditionnée à un nouveau suivi dans un délai de 5 ans. Ce suivi a donc pour objectif de compléter les données de vérifications dans des conditions hydrologiques contrastées par rapport aux années précédentes.

Bénéfices attendus

Le bénéfice attendu est la validation d'un modèle de réduction de turbinage centré sur les périodes de dévalaison. Il permet une réduction du nombre d'anguilles passant par les turbines (diminution de la mortalité) tout en minimisant les pertes de production d'énergie liées à la réduction des volumes turbinés.

Procédures

Les poissons seront soumis à une procédure chirurgicale (d'un maximum de 10 minutes) au cours de laquelle des emetteurs seront posés dans l'abdomen des individus.

Impact sur les animaux

Les nuisances ou effets indésirables possibles sur les animaux sont : le stress lié à la capture et à la manipulation, les effets de l’anesthésiant utilisé pour l'opération, les effets post-opératoires (inflammation liée à l’implantation de l'émetteur ou gêne locale pouvant aller jusqu’à quelques semaines), l'altération temporaire du comportement (lié au stress, à l’implantation, à l’anesthésie pouvant aller jusqu’à quelques heures).

Devenir

Les animaux sont replacés dans leur milieu naturel à l'issue de la procédure.

Remplacement

L’objectif du projet étant d’évaluer les voies de passage des poissons au niveau d’un barrage, il est indispensable d’observer les comportements individuels de déplacement en milieu naturel. Le remplacement n’est pas envisageable.

Réduction

Un objectif de 50 passages d'anguilles enregistrés sur le site dans des conditions hydrologiques variées et à différentes périodes de la saison de migration a été fixé par le comité de pilotage. Notre retour d'expérience sur les précédentes campagnes de suivi a montré un taux de détection des anguilles marquées au niveau de l'ouvrage. Un effectif de 55 anguilles à marquer pour cette année est donc fixé.

Raffinement

Les opérations d'implantation sont réalisées sous anesthésie et ont la durée la plus courte possible, entre 1 à 3 minutes pour l’implantation d’un émetteur. Une recirculation d’eau avec une légère sédation est installée pour le poisson. Le poids de l'émetteur (3.5g) ne dépasse pas 2% du poids de l'individu (en moyenne 800g). Les émetteurs sont tous encapsulés dans des matériaux biocompatibles. Concernant le marquage, les solutions d'anesthésiant sont changées tous les 20 individus. Les poissons sont manipulés à l'aide d'épuisette en maille en silicone pour éviter l'abrasion provoquée par les mailles classiques en nylon. Les points de suture sont réalisés avec du fil monofilament résorbable. Le fil monofilament endommage moins les tissus et empêche une infiltration d’eau par capillarité. Le matériel est désinfecté avant chaque session de marquage. Les lames de scalpel sont stériles. Les opérateurs portent des gants stériles. Les poissons sont anesthésiés un par un. Un pansement antiseptique est appliqué sur la cicatrice du poisson, ayant un effet dans les heures suivant le marquage. Lors des stabulations pré et post marquage, les poissons sont placés dans des volumes d'eau adaptés de 40L. Une pompe à air à grande capacité permet de maintenir un taux d'oxygène adapté et une limitation à l'exposition à la lumière (couvercle opaque) est prévue. La température est également contrôlée pour éviter le stress thermique. Afin de limiter le stress, les poissons sont relâchés le plus rapidement possible (

Choix des espèces

L’espèce a été choisie, car c’est une espèce migratrice dont la survie est impactée par le franchissement par les turbines. Les anguilles utilisées seront les anguilles dites argentées et présentant les signes morphologiques suivants: coloration argentée du ventre et des flancs, fort contraste ventro-dorsale, taille des yeux importante, développement accru des nageoires pectoral, ligne latérale marquée.

6 975 souris, chacune greffée de cellules tumorales et prélevée de sang une fois par semaine sous anesthésie, vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Celles chez qui des métastases sont recherchées reçoivent en plus une injection hebdomadaire de substrat lumineux pendant quatre semaines, et les groupes traités des anticorps deux fois par semaine. Le porteur veut comprendre pourquoi les immunothérapies échouent chez une partie des patients et identifier de nouvelles cibles. Il écrit que les expériences seront réalisées "sur des petits effectifs ce qui permet donc de réduire le nombre d'animaux de l'étude", et ramène le développement des métastases à un possible inconfort. Toutes sont tuées pour prélever les organes.

Objectifs

Le cancer est une maladie dont le traitement repose sur l’utilisation de thérapies, qui malheureusement ne conduisent que rarement à une rémission totale du patient, en particulier dans les cas de cancers avancés. Il a été montré que le système immunitaire jouait un rôle important dans la réponse aux traitements par chimiothérapie. Ainsi, l’immunothérapie a été associée à la chimiothérapie afin d’augmenter son efficacité dans de nombreux cancers. Le but du projet est d’évaluer ces différents traitements sur l’efficacité anti-tumorale dans des modèle de cancer chez la souris. Cette étude nous permettra également de comprendre les mécanismes de résistance aux traitements actuellement utilisés en clinique et de trouver des nouvelles cibles thérapeutiques.

Bénéfices attendus

Les traitements combinant les immunothérapies ont montré une certaine efficacité pour de nombreux cancers. Malgré tout, ces traitements ne sont pas totalement efficaces chez l’Homme. L’intérêt de ce travail est donc de mieux comprendre les mécanismes responsables de cette résistance dans le cancer et de développer des nouvelles stratégies thérapeutiques.

Procédures

Prélèvement sanguin : cela concerne tous les animaux 1 fois par semaine sous anesthésie. Application des traitements : cela concerne les animaux appartenants aux groupes nécessitant un traitement. Le traitement par anticorps se fera 2 fois par semaine pendant 2 semaines via une injection. Greffe de cellules tumorales : cela concerne les animaux pour lesquels un développement de tumeurs est souhaité et ne sera réalisé qu’une fois. Injection d’un susbtrat lumineux sous anesthésie afin de détecter les cellules tumorales : cela concerne les animaux pour lesquels un développement de tumeurs sera métastatique. Ces injections se feront 1 fois par semaine pendant 4 semaines.

Impact sur les animaux

Une période d’acclimatation d’une semaine est prévue avant le démarrage de l’expérimentation afin de réduire le stress des animaux à leur arrivée à l’animalerie. Les métastases qui se développent ensuite peuvent aussi entraîner de l’inconfort chez les animaux. Pour surveiller leur état, ils seront observés régulièrement et la progression des tumeurs sera suivie grâce à une imagerie. Cette imagerie est rapide et réalisée sous anesthésie, ce qui évite tout stress supplémentaire pour les animaux.

Devenir

A la fin des procédures, toutes les souris seront mises à mort pour prélèvement des organes et analyses.

Remplacement

Le cancer est une maladie complexe impliquant des mécanismes de contrôle et des interactions possibles seulement dans un organisme vivant. En effet, la recherche a permis de comprendre l’importance de l’environnement dans lequel le cancer se développe et les multiples interactions avec le système immunitaire, le stroma tumoral, le système vasculaire et le métabolisme. En conséquence, pour être prédictifs, l’évaluation de l’efficacité ou de l’échec de nouvelles combinaisons thérapeutiques en oncologie doit être réalisée sur les organismes vivants. Nous réalisons à ces fins des études translationnelles sur des modèles d‘animaux greffés avec des cellules tumorales.

Réduction

-Les expériences seront réalisées sur des petits effectifs ce qui permet donc de réduire le nombre d’animaux de l’étude. -Les expériences visant à étudier la taille des tumeurs et les infiltrats immunitaires seront réalisées sur les mêmes souris. -Les différents modèles utilisés dans ce projet sont nécessaires. En effet, selon le type de cancer étudié, le microenvironnement tumoral sera différent et affectera par conséquent la réponse aux thérapies.

Raffinement

Les animaux seront habituées aux manipulations dès leur arrivée pour réduire le stress. Elles vivront en groupe dans des cages enrichies avec abris, matériel de nidification, température et lumière contrôlées, et auront accès libre à la nourriture et à l’eau. Toutes les procédures seront réalisées par du personnel formé. Le suivi des tumeurs se fera par imagerie de bioluminescence, après injection d’un substrat lumineux sous anesthésie légère, une méthode non douloureuse et non invasive. Les animaux sont suivis au minimum 3 fois par semaine par les responsables des études et quotidiennement par les personnels animaliers.

Choix des espèces

Les souris présentent des caractéristiques physiologiques qui permettent une variété de techniques d’administration et de prélèvement présentant des analogies avec ce qui est réalisé en recherche clinique sur l’homme. Diverses souches de souris sont disponibles pour l’établissement de modèles tumoraux, indispensables à la recherche préclinique en immuno-oncologie. De plus, l’existence de souris génétiquement modifiées renforce le choix de cette espèce. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (entre 6 et 12 semaines d’âge) pour la mise en œuvre de modèles expérimentaux stables et reproductibles et un poids corporel > 20g

Dépourvues de poils et immunodéficientes, les souris nude sont retenues parce que leur peau réagit plus fort et s'observe sans obstacle. 24 d'entre elles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un gel est appliqué sur leur dos cinq fois par semaine pendant 28 à 56 jours, avec cinq prélèvements de sang sous la mâchoire sur animal vigile, et le porteur annonce des démangeaisons et de petites plaies superficielles. Toutes sont tuées pour analyser la peau et les organes, l'absence d'effet indésirable chez ces souris devant constituer un "indicateur rassurant" sur la sécurité de la formulation.

Objectifs

Les traitements anticancéreux ciblés bloquent certaines voies cellulaires essentielles à la croissance tumorale. Leur inhibition a permis des progrès importants dans plusieurs cancers, mais ces mêmes voies sont indispensables au bon fonctionnement de la peau. Leur blocage fragilise les cellules cutanées, entraînant rougeurs, sécheresse, démangeaisons ou lésions, parfois assez sévères pour nécessiter une réduction ou une interruption du traitement. Un anticorps récent, utilisé dans certains cancers du poumon accentue ces effets en perturbant deux voies essentielles à la fois. Les solutions actuelles (hydratants, anti‑inflammatoires, antibiotiques en cas de surinfection) soulagent surtout les symptômes sans agir sur la cause biologique, d’où une efficacité limitée. Le projet vise à restaurer localement l’activité d'une voie spécifique grâce à un gel contenant un composé capable de l’activer. Déjà utilisé en cancérologie sous une autre forme, ce composé pourrait aider la peau à fonctionner normalement sans réduire l’efficacité du traitement anticancéreux général. Cette approche innovante cherche à corriger la cause des lésions cutanées, afin de réduire les réactions, améliorer le confort et éviter les interruptions de traitement. L’objectif est d’évaluer la tolérance cutanée de cette nouvelle formulation en application répétée. Il faut vérifier qu’elle n’entraîne ni irritation, ni altération progressive de la peau, ni effet général indésirable. L’étude sera menée chez des souris dépourvues de poils (« nude »), permettant une observation précise de la peau. Le gel sera appliqué pendant 28 à 56 jours pour simuler un usage prolongé. Une évaluation finale vérifiera l’absence de toxicité locale ou générale. En résumé, ce projet doit déterminer si une application locale d’un composé connu peut protéger la peau des effets secondaires des thérapies ciblées et faciliter la poursuite des traitements anticancéreux.

Bénéfices attendus

Sur le plan clinique, la mise au point d’une formulation topique efficace pourrait améliorer significativement la qualité de vie des patients sous thérapies en réduisant la sévérité des toxicités cutanées. Elle permettrait également de maintenir une bonne adhésion au traitement tout en limitant les interruptions de traitement. Celle-ci offrirait une alternative thérapeutique ciblée, sûre, adaptée au circuit hospitalier avec un potentiel de transfert rapide en préparations magistrales. À terme, ce développement pourrait s’inscrire dans une stratégie standardisée de prise en charge des effets secondaires cutanés des thérapies ciblées, notamment dans les centres de lutte contre le cancer.

Procédures

Les animaux seront soumis uniquement aux interventions suivantes : Application topique du gel ou Application du gel placebo, 5 fois/semaine pendant 28 à 56 jours (20–40 sec, vigile). L’animal est maintenu brièvement pour exposer la zone dorsale. . – Mesure de l’épaisseur cutanée si nécessaire (moins de 1 min, vigile). 4. Prélèvements sanguins Réalisation de 5 prélèvements (J0, J7, J14, J28, J42). Durée : 1–2 min par prélèvement. Conditions : animal vigile avec anesthésie locale (lidocaïne 5 min avant la ponction). Voie : sous mandibulaire (≤ 7,5 % du volume sanguin total par semaine).

Impact sur les animaux

La réalisation de tests pharmacologiques peut engendrer plusieurs types de nuisances pour les souris, principalement liées à l’administration des traitements. Le suivi implique des manipulations hebdomadaires, pouvant induire un stress léger à modéré, particulièrement lors des premières manipulations. Une habituation progressive est toutefois généralement observée, réduisant cet impact au fil du temps. L’administration des traitements (par voie cutané) est susceptible de provoquer un inconfort temporaire, associé à une douleur légère à modérée. Au cours de l’étude, une perte de poids légère à modérée peut être observée, généralement inférieure à 15 %, constituant un indicateur indirect d’un état de mal-être transitoire. Enfin, des effets secondaires tels que des démangeaisons cutanées ou l’apparition de petites plaies superficielles peuvent survenir, occasionnant un inconfort.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés pour analyses post-mortem sur les tissus cutanés.

Remplacement

Les expériences préliminaires ont été entièrement réalisées in vitro, notamment à l’aide de modèles cellulaires et de tissus cutanés reconstruits. Toutefois, la poursuite du projet nécessite une validation sur un organisme vivant complet, pour plusieurs raisons essentielles. La peau est un organe hautement complexe, dont la réponse dépend d’interactions dynamiques entre les cellules épidermiques, le derme, le système vasculaire, les mécanismes inflammatoires, ainsi que les phénomènes de réparation tissulaire. Ces interactions ne peuvent pas être reproduites intégralement in vitro. Les modèles animaux permettent de recueillir des informations indispensables sur la tolérance cutanée, la réactivité inflammatoire, la diffusion locale de la formulation, et d’éventuels effets systémiques, éléments impossibles à évaluer correctement sur des modèles cellulaires seuls. De plus, l’application topique chronique doit être étudiée dans un organisme vivant afin de tenir compte : • de la variabilité biologique interindividuelle, • du microenvironnement cutané réel, • des mécanismes intégrés de cicatrisation, • et des interactions entre organes et systèmes physiologiques, notamment dans les réponses au stress tissulaire. Ainsi, bien que les méthodes in vitro aient été utilisées au maximum pour réduire le recours à l’animal, la phase actuelle du projet nécessite une validation in vivo afin d’assurer la pertinence, la robustesse et la sécurité des résultats dans un contexte biologique complet.

Réduction

En amont de cette étude, nous avons optimisé la formulation de l’encorafénib par des approches alternatives à l’expérimentation animale. La solubilisation, la diffusion cutanée et l’efficacité ont été évaluées à l’aide de cellules de Franz, d’explants de peau et de modèles d’épithélium reconstruit. À l’issue de ces expérimentations, deux formulations topiques d’encorafénib ont été retenues sous forme de gel à différentes concentrations. Un gel placebo sera également préparé et utilisé comme contrôle négatif. Afin d’optimiser l’utilisation des souris tout en garantissant une rigueur scientifique, nous avons affiné nos calculs statistiques. Chaque groupe expérimental comprendra 8 souris, un nombre déterminé par une analyse de puissance, permettant de détecter une toxicité. À la fin de chaque étude, des prélèvements de peau et d’organes seront effectués pour des analyses approfondies (notamment protéomiques). Grâce à cette combinaison de modèles in vitro et à l’optimisation des protocoles expérimentaux, nous réduisons significativement le nombre d’animaux utilisés, tout en maintenant la fiabilité et la pertinence des résultats obtenus.

Raffinement

Après l'arrivée des souris, elles sont mises en quarantaine pendant une semaine afin de s'habituer à leur nouvel environnement. Le poids des souris est également suivi afin de détecter les signes précoces de souffrance. Si une souris perd 10 % de son poids initial, du diet gel est ajouté dans sa cage. Si la perte de poids dépasse 15 %, le traitement est automatiquement interrompu jusqu'à ce qu'elle récupère. Durant cette période d'observation, nous vérifions leur alimentation, leur posture et leur comportement général afin de détecter tout signe de détresse. Des points limites précoces ont été definis et seront strictement appliqués. Si une souris semble souffrir, elle recevra un médicament contre la douleur et on vérifiera son alimentation. Un enrichissement des conditions d’hébergement est effectué en ajoutant dans les cages d’animaux des accessoires (cachettes et des matériaux pour construire un nid…) afin de réduire le stress en stimulant l‘activité et en procurant un sentiment de sécurité à l‘animal. Ces améliorations de vie permettent aux souris de conserver des comportements naturels, et de bien-être dans ce type d'hébergement.

Choix des espèces

L’étude sera conduite chez des souris nude. Celles-ci ont été choisies en raison de l’absence de pilosité qui va faciliter l’application des formulations topiques et l’évaluation directe des effets cutanés. De plus, leur statut immunodéficient en fait un modèle particulièrement sensible pour l’évaluation de la tolérance cutanée. Ainsi, l’absence d’effets indésirables observés chez ces animaux constituerait un indicateur rassurant concernant la sécurité des formulations étudiées. Des souris âgées de 5 à 9 semaines seront utilisées pour standardiser la procédure et ainsi réduire la variabilité intra-expérience. Par ailleurs, l’utilisation de souris âgées de 5 à 9 semaines permet d’améliorer le taux de prise des greffes.

Des femelles gestantes reçoivent une injection, leurs nouveau-nés sont gavés deux fois puis biopsiés de la queue entre le cinquième et le onzième jour pour repérer une mutation, et à quatre semaines trois gavages supplémentaires suivent. À l'âge adulte viennent cinq prélèvements de sang, deux injections et un prélèvement de lymphe sous anesthésie. 520 souris vont être utilisées ainsi, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et le porteur signale des ulcérations au point d'injection, une perte de mobilité des membres postérieurs, des raideurs de la patte et un essoufflement pour certains lots. Toutes sont tuées à la fin du projet pour analyse post-mortem, le porteur affirmant que la culture cellulaire ne reproduit pas fidèlement le fonctionnement des ganglions lymphatiques.

Objectifs

Les cellules immunitaires, comme les lymphocytes B ou T, circulent à travers des ganglions lymphatiques afin d’y rencontrer des pathogènes provoquant une réponse immune. Les pathogènes sont amenés par le réseau lymphatique dans les ganglions. Un lien entre la fonction du réseau lymphatique et la taille et la structure du ganglion lymphatique a été suspecté mais jamais démontré (MODIFICATION DEBUT : notamment la différenciation des fibroblastes, cellules structurantes du ganglion. FIN MODIFICATION). Ce projet vise à mieux comprendre cette relation en utilisant des modèles de souris présentant des défaillances dans le réseau lymphatique tissulaire et en analysant les conséquences sur le ganglion lymphatique et la réponse immunitaire. D’ores et déjà, nous savons que l’engagement du récepteur RANK exprimé par les cellules endothéliales lymphatiques par son ligand RANKL est nécessaire pour le développement du ganglion lymphatique. Le projet est un projet multi-sites.

Bénéfices attendus

Ces résultats apporteront à court terme des données importantes sur la régulation et le développement du système immunitaire. Etant donné qu’une thérapie visant une des molécules étudiée est actuellement utilisé en thérapie contre l’ostéoporose, ces résultats auront des retombées à moyen terme sur une nouvelle application dans des maladies impliquant le système immunitaire comme l’autoimmunité, l’infection ou le cancer.

Procédures

Des souris nouveau-nés seront soumises à 2 gavages (durée moins d’une minute). Le gavage permet une meilleure prise du traitement et est moins douloureux qu’une injection. MODIFICATION DEBUT : 3 gavages sur souris vigile de 4 semaines (durée moins d’une minute), soit un gavage par jour tous les 2 jours. FIN MODIFICATION. Les souris adultes seront soumises selon les groupes à 5 prélèvements de sang d’une durée inférieure à 1 minute, à deux injections d’une durée inférieure à 1 minute sur animal anesthésié et à un prélèvement de lymphe (durée 2 minutes) sur animal anesthésié au site où la lymphe est la plus accessible. Les délais entre les prises de sang sont au minimum de 7 jours. Les nouveau-nés (entre jour 5 et jour 11 après naissance) seront soumis à une biopsie de queue (inf à 1mm) pour déterminer une mutation génétique (durée inférieure à 1 minute). Des souris gestantes recevront une injection (durée moins d’une minute).

Impact sur les animaux

Le gavage, l’injection des produits (par exemple l’anesthésie) et le prélèvement sanguin nécessite une contention qui est source d’inconfort et de stress pour l’animal pendant quelques secondes. L’immunisation des souris pourrait conduire bien que très rarement à une ulcération au site d’injection et à une perte de mobilité des membres inférieurs. Le transport entre les sites partenaires et les procédures effectuées pourront générer un stress. Les procédures peuvent également induire une perte de poids, ainsi qu’un changement de comportement avec risque d’essoufflement pour certains lots. Des ulcérations et des raideurs de la patte peuvent advenir.

Devenir

Mise à mort de toutes les animaux à la fin du projet pour analyse post-mortem

Remplacement

Il n’est pas possible de remplacer les animaux car les mécanismes cellulaires et moléculaires régulant le système lymphatique et la réponse immunitaires dans les ganglions lymphatiques ne peuvent pas, à l’heure actuelle, être reproduits de manière reproductible et juste par des expériences en culture cellulaire.

Réduction

Les sites d’injections ont été choisis de manière à pouvoir diminuer la variabilité inter-expérimentale, car elles ciblent de façon quasi exclusive les ganglions lymphatiques précisément identifiés. Le nombre d'animaux par groupe a été défini afin d’utiliser le minimum d’animaux tout en assurant l’obtention de résultats statistiquement significatifs.

Raffinement

Les souris sont hébergées en groupe dans une animalerie agrée avec un statut sanitaire contrôlé. Elles sont hébergées dans des cages enrichies par fratrie tout en respectant le nombre de souris admises. Si un animal devient agressif, il est aussitôt séparé du groupe. Les souris sont observées quotidiennement par un personnel expérimenté avec une mise en place de points limites évalués à l’aide d’une grille d’observation de critères définis. Des actions prévenant une possible douleur, stress ou inconfort sont entrepris (tapis chauffant, gavages avec des canules adaptées, anesthésie, antidouleur, apport de nourriture humidifiée). En cas ou le point limite est atteint l’animal est mis à mort. Le transport des souris entre les sites s’effectue par un professionnel agrée. A l’arrivée les souris sont pris en charge par un personnel expérimenté pendant la quarantaine d’une semaine avant le transfert en zone de maintenance. Les animaux seront acclimatés à la nouvelle structure au minimum 2 semaines avant le début de la procédure.

Choix des espèces

Le modèle murin a été choisi pour réaliser les expériences de ce projet. La structure du ganglion lymphatique, la circulation sanguine et le drainage de la lymphe sont identiques entre l’homme et la souris. La souris Mus musculus étant de mieux en mieux connue du point de vue génétique, est un très bon modèle d’étude pour nos travaux. De plus, des modèles de souris génétiquement modifiées invalidées pour l'expression des molécules d’intérêt existent et leur utilisation permet d'aborder directement le rôle des protéines d'intérêts dans la formation du réseau lymphatique. MODIFICATION DEBUT : Une nouvelle lignée de souris génétiquement modifiée sera utilisée pour étudier le rôle des fibroblastes, cellules structurantes du ganglion. FIN MODIFICATION. La mesure de la réponse immunitaire utilise des moyens techniques qui n’existent que chez la souris. Toutes modifications génétiques ont été introduites chez la souris. Les souris seront étudiées à un âge où le système immunitaire est mature (à partir de 4 semaines). Des embryons et des nouveau-nés ont également été choisis, puisque le développement du réseau et des ganglions lymphatiques commence pendant l’embryogenèse.

Jusqu'à deux heures d'IRM sous anesthésie par semaine, plus une échographie de vingt à trente minutes, pour chacune des 368 souris suivies en imagerie. 408 souris au total portent une tumeur osseuse greffée dans la patte arrière et vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue pour analyser la tumeur. Elles reçoivent jusqu'à six injections de chimiothérapie, d'immunothérapie, d'anti-angiogénique ou de sérum salé sur animal éveillé, et sont transportées entre deux établissements. Le porteur annonce une gêne à la marche quand la tumeur grossit, des difficultés respiratoires en cas de métastases pulmonaires, et compte sur ces images pour repérer plus tôt, chez les patients, les traitements qui ne fonctionnent pas.

Objectifs

L’ostéosarcome est un cancer des os rare mais agressif, qui survient principalement chez les enfants et les jeunes adultes. Malgré des traitements lourds (chimiothérapie, chirurgie), les options thérapeutiques n’ont que peu évolué depuis 50 ans. Aujourd’hui, il est crucial de trouver des moyens pour détecter plus tôt si un traitement fonctionne ou non, afin d’éviter des thérapies inefficaces et d’adapter rapidement la prise en charge. Ce projet a pour but d’évaluer si des techniques d’imagerie non invasives (échographie et IRM) peuvent aider à suivre l’évolution des tumeurs d’ostéosarcome en temps réel. Ces examens permettraient d’évaluer des changements dans la microstructure de la tumeur (taille, vascularisation, rigidité) et d’identifier des signes précoces de résistance aux traitements. L’objectif final est d’améliorer la prise en charge des patients en personnalisant les thérapies selon la réponse de leur tumeur. L’étude utilisera des modèles expérimentaux de tumeurs chez la souris, ce qui permet de contrôler et de reproduire les expériences avant d’envisager des essais cliniques chez l’humain. Les mesures d’imagerie seront comparées à des analyses réalisées après l’expérience sur les tissus, afin de mieux comprendre les mécanismes de résistance aux traitements. L’objectif de ce projet est donc de suivre l’évolution d’un ostéosarcome chez la souris au cours du temps et d’évaluer la réponse à différents traitements à l’aide de techniques d’imagerie non invasive. L’étude vise à mieux comprendre la dynamique tumorale et à identifier des marqueurs précoces de réponse, tout en limitant le recours à des mises à mort intermédiaires. Le projet se déroule dans deux établissements utilisateurs différents.

Bénéfices attendus

Les bénéfices de ce projet sont doubles : 1. Pour les patients : Actuellement, il faut attendre plusieurs semaines et réaliser des biopsies ou des chirurgies pour savoir si un traitement contre l’ostéosarcome est efficace. Grâce à ces nouvelles méthodes d’imagerie, les médecins pourraient détecter en quelques jours si une tumeur répond au traitement, et ainsi adapter la thérapie plus rapidement pour chaque patient. 2. Pour la recherche : En comprenant mieux comment la résistance aux traitements se développe, ce projet pourrait aider à identifier de nouvelles cibles thérapeutiques et à concevoir des stratégies pour contourner cette résistance. À terme, cette approche pourrait réduire la durée des traitements inefficaces, améliorer la qualité de vie des patients, et augmenter leurs chances de guérison.

Procédures

Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : Implantation tumorale : 408 souris recevront une injection sous-cutanée de cellules tumorales dans la patte arrière, sous anesthésie générale à l’isoflurane. L’injection dure environ 10 à 20 secondes ; la durée totale d’anesthésie est d’environ 5 à 10 minutes. Cette intervention est réalisée une seule fois par animal. Traitements expérimentaux : Les 408 souris recevront des injections de traitement (chimiothérapie, immunothérapie, anti-angiogénique ou solution saline), administrées par voie intrapéritonéale (IP) ou intraveineuse (IV), au maximum 2 fois par semaine pendant la durée de l’étude (jusqu’à 3 semaines, soit un maximum de 6 injections par animal). Chaque injection dure environ 10 à 30 secondes. Les injections sont réalisées sur animaux vigiles par du personnel qualifié, selon des techniques limitant le stress et l’inconfort. Examens d’imagerie : Parmi ces animaux, 368 souris bénéficieront d’examens d’imagerie pour le suivi tumoral. • Échographie : réalisée sous anesthésie générale, durée 20 à 30 minutes, au maximum une fois par semaine. • IRM : réalisée sous anesthésie générale, durée 60 à 120 minutes selon les séquences acquises, au maximum 1 fois par semaine. Chaque séance d’imagerie comprend l’induction anesthésique, l’examen et le réveil surveillé (ou anesthésie sans réveil lorsque requis par l’analyse séquentielle). Surveillance : Les 408 souris feront l’objet d’un suivi au minimum deux fois par semaine (poids, comportement, état général), renforcé si nécessaire. Chaque observation dure quelques minutes.

Impact sur les animaux

Pour cette étude, des souris développeront une tumeur osseuse au niveau de la patte, afin de reproduire les caractéristiques de l’ostéosarcome humain. Les animaux pourront ressentir : Un inconfort et un stress temporaire lors de l’implantation de la tumeur, réalisé sous anesthésie et des manipulations pour le suivi de la pousse tumorale et les injections de traitements. Les procédures d’imagerie nécessitent des anesthésies répétées et prolongées, pouvant entraîner une fatigue temporaire. L’injection de certains agents de contraste peut provoquer un léger inconfort, mais ces substances sont rapidement éliminées par l’organisme et ne présentent pas de risque durable. Un stress léger lié aux manipulations régulières (pesées, mesures de la tumeur) et aux examens d’imagerie, qui nécessitent une anesthésie gazeuse. Une gêne à la marche si la tumeur grossit, mais des aménagements (nourriture accessible, cages adaptées) seront mis en place pour leur bien-être. Les animaux peuvent également être exposés à un stress environnemental, lié au transport entre les installations et aux manipulations pour les mesures et pesées régulières. Dans certains cas rares, l’apparition de métastases pulmonaires pourrait provoquer des difficultés respiratoires.

Devenir

À la fin de l’étude, tous les animaux seront mis à mort de manière indolore. Cette étape est indispensable pour pouvoir analyser précisément la tumeur. Les tissus prélevés après le décès permettront d’étudier en détail les effets des traitements au niveau biologique. Ces résultats seront comparés aux images obtenues pendant l’étude (échographie et IRM) afin de mieux comprendre l’évolution de la tumeur et l’efficacité des traitements.

Remplacement

Avant d’utiliser des animaux, des études ont été réalisées uniquement sur des cellules cultivées en laboratoire, en deux et trois dimensions. Ces expériences ont permis de développer et tester les méthodes d’imagerie et d’identifier les paramètres les plus importants pour analyser les tumeurs. Ces travaux in vitro ont ainsi remplacé de nombreuses expérimentations animales exploratoires, réduisant le nombre d’animaux nécessaires. Cependant, les modèles cellulaires ne reproduisent pas la complexité d’une tumeur dans un organisme vivant : ils ne possèdent pas de vaisseaux sanguins fonctionnels, d’interactions avec le système immunitaire ni l’organisation complète des tissus. Or, ces éléments sont essentiels pour mesurer correctement les paramètres d’imagerie envisagés dans ce projet. Pour que les méthodes d’imagerie soient pertinentes et applicables au suivi thérapeutique chez l’humain, il est donc nécessaire de les valider dans un modèle animal vivant, reproduisant fidèlement la physiologie tumorale. Ainsi, bien qu’aucune alternative complète ne permette de remplacer l’expérimentation animale, cette approche progressive permet de limiter le nombre d’animaux utilisés et d’optimiser leur utilisation. Cette stratégie respecte le principe de remplacement en expérimentant d’abord sur des modèles in vitro avant de passer à l’in vivo.

Réduction

Des études préliminaires sur des cellules en laboratoire ont permis de différer l’utilisation des animaux et de réduire leur nombre au strict nécessaire. Ces travaux ont aidé à définir précisément les paramètres à étudier, de sorte que seules les questions ne pouvant pas être résolues autrement soient testées chez l’animal. Le nombre d’animaux a été fixé pour garantir des résultats fiables tout en restant le minimum nécessaire pour évaluer l’intérêt des techniques d’imagerie utilisées. Le projet utilise un modèle tumoral déjà étudié en culture cellulaire, ce qui permet de cibler les expériences in vivo et d’éviter des ajustements ultérieurs susceptibles d’augmenter le nombre d’animaux. Ce projet est organisé de manière séquentielle ce qui permet d’observer l’évolution des tumeurs à différents moments au sein d’un même groupe, sans multiplier les groupes expérimentaux. Les résultats des premières étapes sont utilisés pour ajuster les étapes suivantes, limitant ainsi la duplication des expériences. Les tissus prélevés seront analysés pour plusieurs paramètres, maximisant l’information obtenue par animal.

Raffinement

La nourriture des animaux sera facilement accessible, notamment déposée au fond des cages si des difficultés de déplacement sont observées. Le protocole d’injection des tumeurs et d’imagerie est réalisé sous anesthésie générale avec analgésie adaptée, en utilisant les techniques les moins invasives possibles afin de réduire au maximum la douleur, le stress et l’inconfort. Le suivi des animaux est régulier et cinétique, basé sur des critères précis (poids, mobilité, comportement, respiration, tumeur) permettant de détecter rapidement tout signe de mal-être et d’intervenir avant l’apparition de complications avancées, telles que les métastases pulmonaires. Si nécessaire, le protocole sera arrêté et l’animal mis à mort pour éviter toute souffrance inutile. Les examens d’imagerie se déroulent également sous anesthésie, avec surveillance continue de l’état général et de la respiration. La température corporelle est maintenue à l’aide de dispositifs adaptés pour assurer une récupération optimale (tapis ou lit chauffant). En cas d’anesthésies prolongées, des mesures de soutien, comme la réhydratation et une surveillance renforcée pendant le réveil, seront mises en place.

Choix des espèces

Le modèle d'ostéosarcome établi chez des souris immunocompétentes est décrit depuis plus de 10 ans, et ses caractéristiques (implantation, évolution, réponse à la chimiothérapie) sont bien connues. Les ostéosarcomes sont particulièrement résistants aux traitements conventionnels. Il est donc important de pouvoir valider de manière précoce si une thérapie est efficace ou non afin d’en changer si besoin. Le modèle d’ostéosarcome murin utilisé est obtenu par greffe de cellules murines chez des souris immunocompétentes. L’évolution de ce modèle et sa réponse à des thérapies conventionnelles sont bien connues. De plus, nous avons une bonne maîtrise de ce modèle et une première validation ex vivo des mesures de paramètres ultrasonores liés à la microstructure. Les souris utilisées auront 5 semaines. C’est l’âge minimal pour effectuer les greffes. Les traitements commencent 10 jours après la greffe et se poursuivent pendant 3 semaines à raison de 2 traitements par semaine ce qui amène les animaux à un âge de 12 semaines maximum

Tuées à l'issue même quand la tumeur régresse, 200 souris immunodéprimées vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal reçoit une greffe de cellules cancéreuses humaines sous anesthésie, puis des lymphocytes humains modifiés, avec un suivi par imagerie. Le projet teste des cellules CAR contre des cancers du sang et des tumeurs solides, sur la base de résultats obtenus en culture. Le porteur justifie la mise à mort de toutes les souris, y compris celles en rémission, par le risque d'une reprise de la tumeur et de la souffrance associée.

Objectifs

L’immunothérapie anticancéreuse est une approche dont le succès en clinique a récemment été validé avec l’approbation de stratégies d’immunothérapie visant à traiter des cancers avancés. Ces immunothérapies sont basées sur le transfert adoptif des cellules immunitaires du patient qui ont été modifiées pour reconnaitre la tumeur. Malgré son efficacité dans le traitement de cancers sanguins comme la leucémie, le succès de cette thérapie dans le traitement des tumeurs solides reste encore très limité. Ce projet vise donc à étudier l’efficacité anticancéreuse des cellules immunitaires humaines activées in vitro et injectées dans des souris porteuses de tumeurs humaines. Les résultats obtenus devraient contribuer à améliorer les immunothérapies dans le traitement du cancer. Le projet se déroule dans 2 EU différents.

Bénéfices attendus

La recherche qui est proposée dans ce projet a pour objet d’améliorer les thérapies anticancéreuses de type immunothérapie en ciblant des cancers agressifs. Nos résultats préliminaires in vitro ont d’ores et déjà démontré que les cellules CAR-T diminuent la prolifération de plusieurs cellules cancéreuses (lymphome, cancer du sein et cancer du poumon). Les résultats qui découleront de ce projet permettront d’accroitre nos connaissances sur les immunothérapies en cancer et d’améliorer leur efficacité.

Procédures

Les souris seront soumises à une anesthésie gazeuse pendant 10 minutes maximum et recevront une injection sous-cutanée (s.c) ou intraveineuse (i.v) de cellules cancéreuses à l’aide d’une seringue (EU1). Cette injection se réalise en 10 secondes par souris. A ce moment, chaque souris entre dans une phase d’expérimentation de 5 semaines maximum avant la mise à mort. Le traitement par injection i.v de lymphocytes humains sera administré dans les mêmes conditions (EU1). Un suivi de la croissance tumorale et du poids des animaux seront réalisés tous les 2 jours, des mesures qui se font respectivement en 10 et 5 secondes pour chaque animal. Des imageries par bioluminescence nécessiteront des injections de luciférine qui se feront en IP sur animal vigile (EU2). Chacune de ces administrations se fera en 15 secondes maximum par animal, prise de l’animal par l’expérimentateur comprise. Lors du suivi de croissance tumorale par imagerie, les souris seront sous anesthésie gazeuse. À la fin de l’expérimentation, les animaux seront mis à mort après anesthésie générale à l’isoflurane (EU2).

Impact sur les animaux

L’injection des cellules cancéreuses par voie sous-cutanée et intraveineuse peut occasionner des dommages dans la queue si les animaux venaient à bouger avec la conséquente angoisse. Les injections se feront donc sous anesthésie à l’isoflurane. D’autres nuisances comme une nécrose pourrait apparaitre si la taille de la tumeur est très grande (plus de 1500 mm3 pour les tumeurs sous cutanées). L’apparition de gêne respiratoire (pour les tumeurs pulmonaires) ou une parésie des membres arrière peuvent être observées (pour la tumeur Raji).

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à l’issue de la procédure. Lorsque l’effet thérapeutique (disparition ou diminution de la tumeur) est observé, ce qui devrait arriver au plus tard à la quatrième semaine, les animaux qui n’auront pas atteint le point limite seront aussi mis à mort sous anesthésie préalable. En effet, compte tenu du fait que les animaux sont porteurs de tumeurs, et même si des régressions tumorales pourront être observées, une reprise de la croissance tumorale après la période d’arrêt des traitements est toujours possible et nécessite la mise à mort de l’ensemble des souris pour se prémunir de la souffrance qui peut en résulter.

Remplacement

Nous avons réalisé des expériences in vitro (remplacement) au préalable qui nous ont permis de déterminer l’efficacité de la thérapie CAR-T dans notre modèle ainsi que son potentiel dans l’immunothérapie en cancer. Pour valider nos résultats, nous devons utiliser un modèle murin afin d’étudier notre hypothèse dans l’environnement tumoral. En effet, les études précliniques avec des animaux sont incontournables pour la finalité de ce projet puisqu’il est nécessaire d’identifier l’efficacité in vivo mais aussi les effets indésirables potentiels des traitements.

Réduction

Les groupes expérimentaux sont constitués de n=10 individus/condition et l’expérience sera réalisée 2 fois ce qui donnera une puissance statistique fiable. Le fait que ces animaux soient génétiquement les mêmes, permet de réduire la taille des groupes tout en ayant des résultats fiables. L’utilisation des souris de manière indépendante nous permet d’avoir une réelle puissance statistique. Nous avons choisi de mesurer les tumeurs par bioluminescence, ce qui contribue à réduire le nombre d’animaux tout en conservant une puissance statistique suffisante. Les expériences ne seront réalisées que deux fois, les rates et les tumeurs seront analysées sur les mêmes animaux ce qui permettra de réduire le nombre d’animaux de l’étude.

Raffinement

Les souris disposeront d’une phase d’habituation à être manipulées par les expérimentateurs pour réduire leur appréhension. Les souris chez lesquelles les tumeurs solides et sanguines sont implantées seront examinées trois fois par semaine pour surveiller leur inconfort (taille de la tumeur gênant la mobilité, isolement du groupe, absence de toilettage). Par ailleurs, les injections se feront sous anesthésie gazeuse pour limiter le stress. Des analgésiques seront utilisés en cas de douleur. De plus, les animaux seront hébergés à raison de 6-10 souris par cage en présence des éléments nécessaires à la fabrication d’un nid. De la nourriture et de l’eau seront ajoutés à la cage. Également, des points limites spécifiques seront appliqués. Pour le transport des animaux entre les deux établissements utilisateurs (500 mètres environ), nous transporterons à pied les souris dans des cages filtrées et dans l’obscurité pour limiter le stress causé par le transport. A leur arrivée dans l’établissement utilisateur 2/2, les cages des souris seront changées et placées sur portoir ventilé pour protéger les souris immunodéprimées (phénotype dommageable). Les souris ne seront déplacées qu’une seule fois pour limiter le stress du transport. Ces mesures assureront ainsi le raffinement de l’étude.

Choix des espèces

Il est impossible à nos jours de reproduire avec fidélité l’environnement tumoral et sa réponse à l’immunothérapie. Pour prouver les mécanismes immunitaires impliqués dans la maladie et tester l’efficacité de l’approche thérapeutique, nous devons recourir à l’utilisation d’un modèle animal et l’utilisation de la souris nous permet d’avoir accès à des modèles transgéniques et des modèles humanisés. Etant donné que l’objectif à long terme sera d’évaluer l’efficacité des cellules CAR-T en thérapie anticancéreuse, nous devons utiliser une espèce présentant une physiologie proche de l’Homme, telle que la souris, qui est un modèle de référence en cancérologie. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (entre 8 et 12 semaines d’âge) pour la mise en œuvre de modèles expérimentaux stables et reproductibles.

Le protocole dépend du mode d'administration, de la fréquence et de la durée demandés par le donneur d'ordre: 600 rats, 120 porcs et 50 chiens vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour tester des formulations de médicaments contre le diabète et l'obésité. Les porcs portent un cathéter à demeure jusqu'à quatre mois, subissent des jeûnes et des anesthésies répétées, les chiens et les rats des prélèvements de sang à la jugulaire. Le porteur décrit un effet possible trop marqué des molécules, avec hypoglycémie et perte de poids. Les rats sont tués en fin d'étude, les porcs réutilisés puis tués quand leur poids gêne les manipulations, une partie des chiens réutilisée et le reste proposé à l'adoption.

Objectifs

L’obésité et le diabète constituent deux enjeux majeurs de santé publique à l’échelle mondiale. Selon l’Organisation mondiale de la santé, la prévalence de l’obésité a presque triplé depuis 1975 : plus d’un milliard de personnes vivent désormais avec une obésité, dont une proportion croissante d’enfants et d’adolescents. Cette progression s’accompagne d’une augmentation rapide du diabète de type 2, fortement associé au surpoids et à la sédentarité. D’après l’International Diabetes Federation, environ 537 millions d’adultes vivaient avec un diabète en 2021, et ce chiffre pourrait dépasser 640 millions d’ici 2030. En Europe, la prévalence du diabète avoisine 8 à 10 % chez l’adulte, avec un poids économique considérable pour les systèmes de santé en raison des complications associées. Les traitements de ces maladies reposent en grande partie sur l’utilisation de différents types de molécules actives agissant sur la glycémie ou le métabolisme. Cependant, l’efficacité d’un médicament ne dépend pas uniquement de la molécule active qu’il contient, mais aussi de la manière dont elle est formulée et présenté. La forme pharmaceutique, c’est-à-dire la manière dont un médicament est présenté (comprimé, gélule), joue un rôle essentiel dans son efficacité. Elle influence la vitesse à laquelle le principe actif est libéré dans l’organisme, son absorption et donc l’intensité et la durée de son action. Les excipients, souvent perçus comme de simples composants « inactifs », sont également déterminants : ils assurent la stabilité du médicament, facilitent sa dissolution et son absorption. Ainsi, le choix de la forme pharmaceutique et des excipients ne relève pas seulement de la fabrication, mais constitue un levier majeur pour optimiser l’efficacité des traitements. Le but du projet est de tester de nouveau excipient qui ont vocation à améliorer l’efficacité de molécules pour mettre à disposition des thérapeutes un large panel de médicaments à action rapide ou lente pour le traitement ces pathologies.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus sont les suivants : 1- Santé : Pour les patients, de nouveaux traitements plus efficaces, mieux tolérés et plus simples d’utilisation pourraient améliorer significativement leur qualité de vie. Des formes d’administration moins contraignantes, des effets secondaires réduits et une meilleure efficacité sur le poids ou la glycémie favoriseraient l’adhésion au traitement et l’autonomie des personnes malades. 2- Economique : ces innovations pourraient générer des économies pour les systèmes de santé en réduisant les hospitalisations, les complications coûteuses et les traitements lourds associés aux formes avancées de la maladie.

Procédures

Les porcs seront anesthésiés pour la mise en place du cathéters. Les injections d'anesthésiques se feront dans le muscle et seront très bref, quelques secondes. Les animaux seront ensuite maintenus anesthésiés grâce à une anesthésie gazeuse. Ils resteront anesthésiés (gazeuse) le temps de la pose du cathéter soit environ 45min. Les cathéters restent à demeure et sont remplacés s'il deviennent non fonctionnel au cour du projet. Les prélèvements sont réalisés sur animaux vigiles par l'intermédiaire des cathéters. Si les cathéters sont non fonctionnel et qu'il n'est pas possible dans reposer un pour le prochain prélèvement, celui-ci sera réalisé à la jugulaire sur animal anesthésié. La pose de cathéters chez les chien sera réalisée sur animal vigile, les cathéters seront implantés à une veine au niveau de la patte. La durée de l'intervention est de 5 min. Un cathéter est posé avant chaque session de prélèvement. Les prélèvements sont réalisés sur animaux vigiles par l'intermédiaire des cathéters pour les temps court. Pour les temps long ou si le cathéter est non fonctionnel, les prélèvements sont réalisés sur animal vigile à la jugulaire. Nous réaliserons 4 à 5 prélèvements de ce type pour une durée n'excédant pas 1 min par prélèvement. Pour les rats, les prélèvements seront réalisés sur animal aneshésié (anesthésie gazeuse), les prélèvements sont réalisés à la jugulaire, la durée est 5min pour l'anesthésie plus le prélèvement. Le nombre de prélèvements sanguins nécessaire par session sera le suivant : Porc entre 15 à 18 prélèvements, chien entre 10 à 15 prélèvements et rats entre 10 à 15 prélèvements.

Impact sur les animaux

Les principales nuisances attendues peuvent être dus à un effet trop important des molécules testées. Il peut s’agir d’hypoglycémie, perte d’appétit, perte de poids survenant quelques jours après l’administration. Les élements suivants provoqueront du stress et un inconfort chez les animaux : 1- Toutes les anesthésies générales nécessaires aux prises de sang, aux administrations d'éléments d'essais ou aux poses de cathéter pour les porcs. 2- Les administrations d'élement d'essai sur animaux vigiles. Exemple administration orale chez le chien ou sous-cutané chez le rat. 3- L’isolement dû à la mise en place d’un cathéter, permanant chez le porc (maximum 4 mois) et transitoire chez le chien (max 4h). 4- Les mises a jeun nécessaire pour les administrations d'élements d'essais ou pour les anesthésies. La mise à jeun solide sera de 20H maximum pour les porcs et les chiens et de 6H pour les rats. La mise à jeun hydrique sera elle de 3H maximum pour les porcs, les chiens et les rats. 5-Pour les cohortes de porcs et de chiens la répétition des études peut engendrer des effets cumlatifs. Ces effets correspondent à l’ensemble des conséquences physiologiques (altération des paramètres sanguins), clinique (inflammation des sites de prélèvement) et comportementales (stress chronique) résultant de la répétition des procédures expérimentales.

Devenir

Pour les porcs, a l'issue de leur procédure et après une période de repos suffisante, les animaux peuvent être inclus dans une nouvelle session. Les animaux seront euthanasiés lorsque leur poids (85kg) ne permet plus un hébergement adapté ni des manipulations en toute sécurité. Pour les chiens, a l'issue de leur procédure et après une période de repos suffisante, les animaux peuvent être inclus dans une nouvelle session. Les animaux sont à terme réformés et entre dans un processus d'adoption ou peuvent être inclus dans d'autres projets. Pour les rats, la procédure présente des contraintes importantes (volume prélevé, anesthésies et prélèvements répétés), incompatible avec une reutilisation. Par conséquent ils seront euthanasiés en fin d'étude.

Remplacement

Les études in vitro sont utiles pour obtenir des premières informations sur le métabolisme ou la stabilité d’une molécule, mais elles ne peuvent pas reproduire la complexité d’un organisme vivant. La pharmacocinétique dépend en effet de nombreux processus intégrés : absorption digestive, distribution dans les tissus, passage des barrières biologiques, métabolisme hépatique et élimination rénale, qui interagissent entre eux et varient dans le temps. Ces phénomènes reposent sur des fonctions physiologiques complètes et complexes, impossibles à modéliser totalement in vitro. Ainsi, l’expérimentation animale reste aujourd’hui indispensable pour évaluer de façon fiable le devenir d’un médicament dans l’organisme avant son administration chez l’humain.

Réduction

Afin de réduire le nombre d’animaux, nous utiliserons des cohortes pour les pharmacocinétiques avec des porcs et des chiens. Ces cohortes permettront de réaliser plusieurs sessions jusqu’à ce que les animaux soient réformés. Chaque animal sera ainsi son propre témoin. Pour les rats le nombre d’animaux sera réduit au maximum afin d’avoir des données exploitatables. En général, les études font intervenir 6 groupes composés de 5 animaux chacun. 1 groupe par formulation. Aucun calcul statistique n’a été réalisé pour déterminer le nombre d’animaux. Celui-ci a été défini sur la base de l’expérience antérieure, de la variabilité attendue des paramètres étudiés et des objectifs de l’étude.

Raffinement

Les animaux feront l'objet d'un conditionnement positif, basé sur des interactions amicales avec les personnels en charge des soins, ceci afin de permettre des manipulations avec un minimum de contraintes et de stress. Après administration des molécules testées, les animaux seront observés quotiennement et un examen clinique avec pesée sera réalisé une fois par semaine. Cathéter veineux percutané (porc) : Afin d’éviter la douleur et le stress lié aux prises de sang répétées, un cathéter per cutané sera placé au niveau de la jugulaire, 5 jour minimum avant la première pharmacocinétique. Ce cathéter sera laissé à demeure même entre les sessions. Cathtéter à la veine de la patte : Afin d’éviter de prélèver à la jugulaire, un cathéter sera posé avant la première prise de sang de la session. Ce cathéter sera laissé à demeure pour les premiers temps de la session (pas plus de 4H). Les chiens sont isolés tant qu’ils ont le cathéter. Hébergement individuel en raison du maintien permanent du cathéter : Les boxes sont ajourés, permettant au cochon de se voir,et se sentir. En outre, ils seront promenés tous les jours (fréquence qui pourra être augmenté si nécessaire) par un soigneur qu’il leur distibuera des récompenses. Afin d’atténuer le stress durant l’administration des éléments d’essai (chien et porc), les animaux seront habitués durant la période d’acclimatation à être manipulés et ils seront conditionnés à se coucher et à rester calmes quand le technicien doit réaliser les administrations (notament sous cutanée). Des anesthésiques locaux seront appliqués avant de réaliser les injections sous cutanée. Si cela est compatible avec l’étude, de la nourriture pourra être distribuée à J0 afin de faciliter les administrations. Des traitements locaux seront appliqués lors des sessions pour traiter les hématomes. Si nécessaire, suivi de la glycémie régulièr avec la mise en pace d’un arbre décisionnel. Pour les cohortes, la sucession des procédures est susceptible d’entraîner des effets cumulatifs liés aux prélèvements sanguins (volume et site prélevé) et aux manipulations répétées. Ces effets sont maîtrisés par un suivi clinique, comportemental et physiologique régulier (examen clinique, pesée, numération de formule, paramètres sanguins…), associé à des périodes de repos et aux respects des seuils limites de prélèvement. Tout signe d’altération du bien-être animal conduira à l’exclusion de l’animal et à sa réforme le cas échéant. Des points limites ont été définis.

Choix des espèces

Le rat sera pincipalement utilisé en phase précoce car il permet d’explorer rapidement l’absorption, la distribution et l’élimination d’une molécule, tout en nécessitant de faibles quantités de produit. Son métabolisme est bien caractérisé et il existe de nombreuses données historiques facilitant l’interprétation des résultats. Il est particulièrement utile pour comparer différentes formulations ou voies d’administration et orienter les choix de développement. Le chien présente une forte similarité avec l’humain en termes de physiologie digestive. De plus ce modèle présente une résistance au jeun plus importante que le porc ce qui permet de limiter le risque d’hypoglycémie lors des sessions de pharmacocinétique le necéssitant. Le porc présente une forte similarité avec l’humain en termes de physiologie digestive, d’épaisseur cutanée, de composition du tissu adipeux et de métabolisme. Il est donc particulièrement adapté pour prédire l’absorption orale et la diffusion après injection sous-cutanée. Les animaux utilisés en étude sont de jeunes adultes. Les Chiens en étude de pharmacocinétique sont de jeunes adultes finissant leur croissance pondérale. Ils présentent à ce stade un juste équilibre entre réponse physiologique et acclimatation en étude. Les Porcs utilisés en étude sont de jeunes animaux qui arrivent à maturité sexuelle, leur croissance n’est pas terminée mais leur taille permet un hébergement en animalerie conventionnelle dans de bonnes conditions. D’autre part, leur poids (50kg à l’arrivée en étude) est proche d’un poids humain et permet de travailler avec des doses humaines. Les Rongeurs sont quant à eux intégrés en étude à 10 semaines, ce qui permet d’avoir des animaux avec un volume de sang circulant compatible avec le nombre de prèlèvement.