Système immunitaire

54 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une inflammation cutanée de type psoriasis est induite sur leur dos rasé par application répétée d'imiquimod, puis des nanoparticules de méthotrexate y sont appliquées, avant la mise à mort pour analyser la réponse immunitaire. Le porteur affirme qu'aucun test in vitro n'intègre la réaction immunitaire de la peau dans son ensemble. Les bénéfices annoncés, une nouvelle formulation réduisant les effets secondaires, sont renvoyés au "long terme".

Objectifs

Le psoriasis est une maladie inflammatoire chronique de la peau qui évolue par poussées dont la fréquence et l'intensité sont imprévisibles. Si des traitements permettent aujourd'hui de soulager les poussées, le psoriasis reste toutefois une maladie qui, selon sa localisation et son étendue, peut avoir des conséquences esthétiques et nuire à la vie relationnelle et professionnelle. Le méthotrexate est un agent anti-inflammatoire qui diminue la prolifération des cellules. C’est l’un des traitements de référence du psoriasis modéré à sévère. Il se prend de manière systémique, par voie orale ou en injection, le plus souvent sous-cutanée, ce qui peux engendrer des effets secondaires importants. Dans ce projet, nouvelle formulation de ce traitement appliqué directement sur la peau sera testée . Ce type d’application, ciblant directement la zone à traiter, devrait diminuer fortement les effets secondaires en comparaison des traitements déjà présents sur le marché.

Bénéfices attendus

Il est attendu que l'application topique de methotrexate inhibe le développement de l'inflammation dans ce modèle de psioriasis. Ce projet sur le long terme, devrait permettre la mise sur le marché potentielle d'une nouvelle formulation pour le traitement actuel contre le psoriasis, et donc aune amélioration de la prise en charge des patients avec une diminution des effets secondaires .

Procédures

Un modèle standard d'inflammation de type psoriasis, induit par l'application répétée de crème à base d'Imiquimod sera utilisé. Pour ce faire, les animaux seront rasés sur le dos, puis la crème contenant l'Imiquimod sera appliquée sur le dos sur souris vigile pendant 3 jours consécutifs. Les différents traitements seront egalement appliquées sur le dos en topique, dès le premier jours, avec des animaux anesthesiés à l'isofluorane et ce, pendant 5 jours consecutifs.

Impact sur les animaux

Les procédures mises en place ne devraient pas donner lieu à des troubles des fonctions corporelles ou de l'état général des animaux, toutefois les animaux sont surveillés 5 jours par semaine et tout animal qui présenterait des signes physiologiques anormaux (souris prostrées ou encore apparition de nécrose cutanée) suite à l’application cutanée des composés, serait mis à mort. A noter que l'induction de psoriasis chez la souris ne génère pas de signe de douleur apparente et ne conduit pas les souris à se gratter. Le poids des animaux sera egalement suivi tout au long de l'experience, et si des animaux perdaient du poids (+ de 5% de leur poids), des croquettes humides seraient mises dans le fond de la cage.

Devenir

tous les animaux sont mis à mort et certains organes sont utilisés pour analyse de la reponse immunitaire

Remplacement

Aucun test in vitro ne permet d’intégrer la réaction immunitaire de la peau et des organes immunitaires associés dans leur ensemble dans le cadre de l’allergie

Réduction

L’estimation du nombre d’animaux par groupe est réalisée sur la base de notre expérience ainsi que sur la littérature scientifique et a été réduit au maximum sans mettre en péril une interprétation statistique de nos résultats. Aussi, un minimum de 9 animaux par groupe est nécessaire afin de réaliser des analyses statistiques pertinentes et robustes (tests non paramétriques de Kruskal-Wallis pour comparer l’ensemble des groupes ainsi que tests de Mann-Whitney en comparaison deux à deux). La pénétration des nanoparticules d'or contenant le methotrexathe a été évalué en amont dans un systeme ex vivo.

Raffinement

Des mesures seront mises en œuvre pour optimiser le bien-être des animaux. A leur arrivée dans l'animalerie, une période d'acclimation d'une semaine sera respectée avant le debut de la procédeure expérimentale, et les souris seront maintenues entre 4 et 5 souris par cage, afin de les maintenir au maximum en groupe social. Dans le cadre de ce projet, les animaux seront anesthésiés pour chaque geste entraînant ou pouvant entraîner un stress ou une douleur pour l’animal. Des points limites bien définis et suffisamment précoces et prédictifs pour prévenir tout stress et toute douleur de l’animal ont été mis en place. L’observation des animaux sera effectuée 5jours/7 et nous attacherons une grande importance à l'apparence physique externe et aux changements comportementaux de ceux-ci. Les soins et les procédures seront réalisées par du personnel qualifié. Le poids des animaux sera egalement suivi tout au long de l'experience, et si des animaux perdaient du poids (+ de 5% de leur poids), des croquettes humides seraient mises dans le fond de la cage.

Choix des espèces

L’espèce souris est un modèle très utilisé en pathologie immunologique telle que l’allergie en raison des nombreux outils mis à disposition pour l’analyse des réponses immunes. Cette espèce est également proche de l’homme en ce qui concerne certains marqueurs de la réponse immunologique comme la production de cytokines inflammatoires ou encore l’induction de des différentes populations de lymphocytes mémoires. De plus, l’utilisation de ce modèle, couramment employé dans ce domaine, nous permettra de discuter nos résultats par rapport aux données existantes de la littérature. Les souris provenant de fournisseurs arrivent à l’âge de 6 semaines et sont acclimatées au sein de notre animalerie avant d'entrer dans nos protocoles. Les souris entrent dans les procédures à 8-10 semaines, âge auquel les souris présentent un système immunitaire suffisamment mature pour effectuer une sensibilisation efficace.

320 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent une chirurgie du crâne créant un défaut osseux sous anesthésie, puis un suivi par imagerie avant mise à mort échelonnée jusqu'à 60 jours, pour étudier le rôle d'une molécule de l'inflammation dans la cicatrisation osseuse. Le porteur indique que la chirurgie peut provoquer douleur, hémorragie et rarement une hypertension intracrânienne constituant un point limite. Il affirme que les modèles in vitro et ex vivo ne reproduisent pas la complexité cellulaire ni l'apport vasculaire, rendant le recours à un modèle in vivo nécessaire.

Objectifs

L’objectif de notre projet est de caractériser le rôle d’une molécule clé de l’inflammation (interleukine 33) dans la réparation osseuse. En effet l’interleukine 33 est une cytokine (protéine soluble jouant un rôle de signal) jouant un rôle important dans le maintien de l'éauilibre des tissus et dans la défense contre les infections parasitaires. Le dérèglement de cette cytokine est impliqué dans de nombreux phénomènes allergiques et inflammatoires chroniques. Cette molécule est plus présente dans l’os ostéoporotique et joue un rôle protecteur chez la femme ménopausée1. En revanche son rôle dans la cicatrisation osseuse après une fracture ou une chirurgie orthopédique reste inconnu. Cette étude scientifique nous permettra de mieux comprendre son rôle dans la réparation osseuse pour pouvoir moduler ses effets lors de la phase inflammatoire de la cicatrisation osseuse et pour, in fine, améliorer la réparation osseuse. Enfin, nous voulons connaitre l’influence de l’âge sur l’expression de cette molécule pour pouvoir améliorer la prise en charge clinique de la cicatrisation osseuse chez les patients âgés et affiner la prise en charge pour une médecine plus personnalisée.

Bénéfices attendus

Ce projet s’inscrit dans le contexte des recherches en immuno-ostéologie. En effet, ces expérimentations permettront, dans un premier de temps, de mieux comprendre l’influence de l’âge sur le profil inflammatoire après des résections osseuses de différentes tailles. Par ailleurs, ces études vont permettre d’améliorer nos connaissances sur l’influence d’IL33 dans ce processus de cicatrisation osseuse. Enfin, les bénéfices à long terme d’un tel projet sont l’amélioration de la prise en charge des patients jeune et âgés souffrants de pertes osseuses importantes et une meilleure prise en charge de la cicatrisation osseuse chez les patients jeunes et âgés.

Procédures

Tous les animaux (320 souris) seront soumis à J0 à une chirurgie de la calvaria (procédure 1), conduite sous anesthésie générale de 30-45 minutes. Une analgésie pré- et post-opératoire (3 jours) sera fournie. Les animaux seront mis à mort à J2, J9, J14, J30 et J60 post-opératoires. La moitié des souris mises à mort à J60 (32 souris) sera également soumise à une analyse en bioluminescence de l’inflammation (procédure 2) à J2, J9, J14, conduite sous anesthésié gazeuse de 30 minutes. Il s’agit d’une procédure indolore. L’autre moitié des souris mises à mort à J60 (32 souris) sera soumise à une analyse au microscanner de la formation osseuse à J2, J9, J14, J30 et J60, conduite sous anesthésié gazeuse de 30 minutes. Il s’agit d’une procédure indolore.

Impact sur les animaux

La chirurgie sur calvaria de souris peut entrainer des effets indésirables tels que : douleur, hémorragie, stress, ou un comportement anormal causé par une hypertension intracrânienne. Ces effets indésirables seront potentiellement observés en per-opératoire ou post-opératoire immédiat (jusqu’à 3 jours). L’hypertension intracrânienne est une complication rare et constitue un point limite. La perte d’un ou plusieurs points de suture en post-opératoire immédiat peut-être également observé occasionnellement. Une autre complication éventuelle est l’infection cutanée (bien que jamais observée dans notre laboratoire), qui constitue également un point limite de l’étude car pouvant être l’origine de faux positifs dans notre étude (un des critères d’étude étant l’inflammation locale). Les anesthésies nécessaires à l’imagerie non invasive en micro-CT et en BLI vont également entrainer du stress au moment de la perte de conscience, mais n’entrainent aucune séquelle après le réveil.

Devenir

Suite à la chirurgie sur la calvaria tous les animaux seront gardés en vie. Les animaux seront mis à mort aux temps terminaux de l’étude : J2 (64 souris), J9 (64 souris), J14 (64 souris) J30 (64 souris) J60 (64 souris). Suite à l’analyse en bioluminescence (procédure 2, 32 souris) à J2, J9 J14, ou en microscanner (procédure 3, 32 souris) à J2, J9 J14, J30 les animaux seront réveillés et gardés en vie. A J60, les animaux seront mis à mort juste après l’examen (sans réveil).

Remplacement

La cicatrisation osseuse est un processus séquentiel complexe impliquant l’interaction de nombreuses populations cellulaires différentes : cellules osseuses, cellules vasculaires, cellules du système immunitaire et cellules des tissus environnant tels que le périoste ou le tissu musculaire. Les modèles in silico actuels ne peuvent pas reproduire cette complexité cellulaire et moléculaire, d’autant plus que tous les processus intervenants dans la réparation osseuse ne sont pas encore connus. Les modèles in vitro (organoide, co-culture) permettent de reproduire certaines des interactions matrice-cellules ou cellules-cellules, mais n’incluent que 2 ou 3 interactions (ostéoblastes/macrophages par exemple). Les modèles ex vivo (explants osseux) sont les plus proches de la situation physiologique et permettent d’étudier la physiologie osseuse sur quelques jours. Ces modèles, cependant, sont dénoués de système vasculaire. Or la formation d’un hématome au tout début de la cicatrisation osseuse joue un rôle essentiel dans celle-ci. Pour toutes ses raisons les alternatives non animales actuellement disponibles ne sont pas appropriées pour étudier le rôle d’IL33 dans la cicatrisation osseuse et il est nécessaire d’avoir recours à un modèle in vivo.

Réduction

Compte tenu des écarts constatés pour les différents paramètres de la réparation osseuse étudiés par notre équipe, le nombre minimum d'animaux nécessaire afin d'avoir un test statistique significatif (puissance de test 90%, seuil de signification < 0,05) est de 6 /groupe /temps / type d’analyse, mais le nombre d'animaux inclus dans les expérimentations sera de 8/groupe /temps / type d’analyse, afin de conserver une puissance statistique malgré la perte inopinée de certains animaux. Afin de réduire le nombre d’animaux, l’os de calvaria prélevé lors de la chirurgie à J0 sera utilisé comme contrôle T0. De plus, la réparation osseuse et l’inflammation seront étudiées par différentes techniques (biologiques, imagerie multimodale) au sein du même animal, permettant de maximiser la contribution scientifique de l'animal mis à mort. Afin de réduire le nombre de procédure subies par les animaux, seuls les animaux mis à mort à J60 seront soumis l’imagerie non invasive en micro-CT J2, J9, J14, J30 et J60 et en BLI à J2, J9, J14. Les variables quantitatives seront testées pour leur normalité (test de Kolmogorov-Smirnov). Si les variables suivent une loi normale, elles seront analysées par des modèles de régression linéaire générale basés sur l’analyse de variance et les effets significatifs testés par un test post-hoc (LSD-Fisher). Sinon, un test non-paramétrique de Kruskal-Wallis sera utilisé pour une comparaison globale entre les groupes et un test de Mann-Whitney pour une comparaison de groupes deux par deux.

Raffinement

L’état général de l’animal et du site chirurgical seront évalués grâce à un tableau scoré. Une période d’acclimatation et de désensibilisation de 7 jours sera accordée aux animaux avant leur entrée dans le protocole expérimental. Suite à la procédure chirurgicale des points surveillés et scorés (feuille de score) sur le comportement, l’aspect général et les signes cliniques spécifiques cette procédure permettront d'objectiver la douleur ou la gêne de l’animal deux fois par jour pendant les 3 premiers jours post-opératoires, puis deux fois par semaine jusqu’aux points terminaux. Des soins et une médication analgésique appropriés post-opératoires seront mis en place pour s’assurer de l’absence de douleurs ou d’inconfort. En cas de manifestations douloureuses et/ou d’inconfort l’analgésie sera augmentée ou prolongée. Si ces manifestations sont réfractaires aux soins adaptés et/ou si les points limites sont atteints, l’animal sera retiré de l’étude et mis à mort. Un environnement enrichi sera fourni avec briques de bois (usure des dents), papier et dôme cartonné afin de contribuer au fouissement des animaux. Les souris initialement hébergées ensemble (3 ou 4 souris/cage) le resteront du début à la fin du protocole. La température sera maintenue et contrôlée entre 20 et 22°C et le rythme veille/sommeil sera de 12h/12h. Eau et nourriture seront fournies ad libitum. Les animaux seront également observés visuellement quotidiennement par les zootechniciens.

Choix des espèces

Souris C57/BL6 : Modèle de défaut de calvaria de référence dans la littérature internationale, fiable, reproductible, peu couteux ; souche la plus décrite dans la réparation osseuse et l’analyse de l’inflammation 1 Souris adultes de 8 semaines (jeunes) : âge optimal pour analyser la réparation osseuse ; à ce stade aucune influence de la croissance sur le crâne. Souris adultes 18 mois (âgées) : âge optimal pour analyser l’effet du vieillissement sur la réparation osseuse.

420 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Porteuses d'un mélanome à métastases pulmonaires, elles reçoivent des injections intraveineuses, des inoculations intranasales d'un parasite et des prises de sang, pour identifier les cellules immunitaires impliquées dans la réponse antitumorale. Le porteur indique que la tumeur pulmonaire peut provoquer des difficultés respiratoires et que la mort survient rapidement après l'apparition des symptômes, la mise à mort étant planifiée juste avant. Il reconnaît qu'une approche in vitro a été développée en amont mais affirme qu'elle ne reproduit pas un modèle de régulation complexe.

Objectifs

Les premiers résultats publiés montrent que l’injection intratumorale de tachyzoïtes de Neospora caninum et de N. caninum modifiés pour sécréter de l’IL15 permet le contrôle du développement d’une tumeur sous-cutanée solide EG-7 par action oncolytique, induction d’une forte réponse immunitaire et reprogrammation de l’environnement tumoral. De même, l’efficacité de N. caninum dans un modèle murin de mélanome à métastases pulmonaires (B16F10) a été démontrée par voie sous-cutanée, intraveineuse et intranasale avec une très bonne protection antitumorale induite par voie intraveineuse et intranasale. Le modèle de mélanome à métastases pulmonaires est à la fois un modèle plus relevant d’un point de vue clinique humaine puisqu’il s’agit d’un cancer contre lequel nous avons besoin de développer de nouvelles approches thérapeutiques efficaces, mais aussi un modèle nous permettant d’étudier la réponse antitumorale induite par N. caninum dans un modèle métastatique. La réponse antitumorale induite par N. caninum dans ce modèle a été caractérisée, il nous faut maintenant déterminer si les populations cellulaires qui sont recrutées dans les poumons des souris traitées sont indispensables à la réponse antitumorale et de confirmer ainsi leur rôle. Le rôle des populations cellulaires présentes dans les poumons sera étudié par déplétion locale de ces dernières (n=420souris).

Bénéfices attendus

Grâce à ce projet nous pourrons identifier les cellules immunitaires dont le rôle est primordial dans la réponse antitumorale induite par N. caninum. En effet, si nous observons un développement tumoral après traitement par N. caninum chez les souris ayant une population cellulaire déplétée, nous pourrons conclure que le rôle de cette population cellulaire est primordial dans la réponse antitumorale. En plus de déterminer quelles populations cellulaires sont impliquées dans la réponse antitumorale, nous pourrons aussi déterminer dans quelle mesure elles sont impliquées.

Procédures

Lot témoin non traité : 1 injection intraveineuse (1 minute), 4 prises de sang (30 secondes). Lots déplétés 1 à 5 (n=20) : 1 injection intraveineuse (1 minute), 2 inoculations intranasales (10 secondes), 4 prises de sang (30 secondes). Lots déplétés 6 à 10 (n=20) : 2 injections intraveineuses (1 minute), 1 inoculation intranasale (10 secondes), 4 prises de sang (30 secondes). Lots contrôles 1 à 5 (n=20) : 1 injection intraveineuse (1 minute), 2 inoculations intranasales (10 secondes), 4 prises de sang (30 secondes). Lots contrôles 6 à 10 (n=20) : 2 injections intraveineuses (1 minute), 1 inoculation intranasale (10 secondes), 4 prises de sang (30 secondes).

Impact sur les animaux

Le développement de la tumeur au niveau pulmonaire peut induire chez la souris une souffrance due à une difficulté respiratoire. Les effets indésirables pouvant apparaitre sont : - Signes cliniques modérés : Agitation/Agressivité, Hypomobilité/hyporéactivité, stéréotypies, Poil piqué, Coloration anormale de la peau, Flacidité musculaire généralisée, Gonflement abdominal, Zone ano-génitale souillée, Perte de poids inférieure à 15% (en tenant compte de la masse tumorale), Diminution/absence de prise de nourriture. - Signes cliniques : Akinésie, Tremblements généralisés, Convulsions, Persistance du pli cutané, Voussure du dos/dos cambré, Difficultés respiratoires, Perte de poids supérieure à 15% (en tenant compte de la masse tumorale), Absence de prise de nourriture> à 2 jours. L’apparition des symptômes précède de peu l’apparition des points limites et la mort de l’animal, qui surviennent rapidement (généralement en deux à trois jours). Dès l’apparition des symptômes sur l’une des souris du lot contrôle, l’ensemble des animaux des animaux sera mis à mort pour éviter toute souffrance inutile. Si les points limites cités précédemment sont atteints, les animaux seront mis à mort sans délai. D’après notre expérience, le développement de la tumeur sans traitement devrait conduire à l’apparition des symptômes cités précédemment vers J30 et conduira à la mise à mort des animaux sans délai. Ce délai d’apparition des symptômes est pris en compte lors du développement du protocole expérimental et la mise à mort des animaux est planifiée pour être réalisée quelques jours avant l’apparition des premiers symptômes pour éviter toute souffrance aux animaux.

Devenir

Afin de pouvoir étudier la réponse immunitaire induite par N. caninum lors du traitement des nodules pulmonaires et de déterminer l’impact de l’absence d’une population cellulaire spécifique sur cette réponse immunitaire, nous devons mettre à mort les animaux pour collecter les poumons et étudier la réponse locale dans cet organe. Il n’existe à ce jour aucune méthode nous permettant de nous affranchir de la mise à mort des animaux.

Remplacement

Une approche in vitro a été développée en amont afin de valider notre hypothèse de travail et l’utilisation des composés sur des cellules immunitaires impliquées dans le contrôle de la tumeur mais cela ne reproduit pas un modèle de régulation complexe permettant la validation de notre stratégie.

Réduction

Le nombre d’animaux est calculé au plus juste à l’aide d’outils statistiques (disponibles sur Anastats.fr) garantissant une puissance de test de 80% minimum en s’appuyant sur les données de la littérature. L’étude statistique des résultats sera réalisée avec le test non paramétrique Kruskall-Wallis pour l’étude des réponses immunitaires humorale (titre en anticorps) et cellulaire (dosage de cytokines) ainsi que pour l’étude du développement tumoral.

Raffinement

Les souris sont hébergées en accord avec les normes réglementaires, en animalerie A2 à raison de 5 souris maximum par cage sur des portoirs ventilés et dans un environnement enrichi (objets en cellulose pour faire un nid ou à ronger). Un suivi quotidien de l’état de santé des animaux sera réalisé avec une surveillance systématique des points limites.

Choix des espèces

Les souches de souris immunocompétentes sont adaptées à la greffe de cellules tumorales syngéniques présentant le même fond génétique que la souche de souris utilisée. Dans le cadre de précédentes études chez la souris, l’utilisation de protozoaires en tant que thérapie antitumorale a montré des résultats probants. Adulte. Il n’y pas la nécessité d’utiliser des animaux plus jeunes ou gestants.

4 790 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des vecteurs viraux sont injectés dans leur cerveau par stéréotaxie, sur des embryons via une laparotomie de la mère, sur des nouveau-nés ou sur des adultes, avant des tests comportementaux non précisés puis la mise à mort par exsanguination. Le porteur indique que les chirurgies peuvent provoquer une douleur modérée et que les nouveau-nés atteignant un point limite sont mis à mort par décapitation avant quinze jours. Il affirme qu'aucun modèle in vitro ou ex vivo ne rend compte de la complexité du tissu et que l'étude ne peut être menée qu'in vivo.

Objectifs

Depuis la découverte de la barrière hémato-encéphalique par Paul Erhlich à la fin du XIXe siècle, le cerveau a été considéré comme virtuellement séparé des autres organes et de la circulation sanguine. Pourtant, cette dernière décennie a vu l'émergence du concept selon lequel la fonction cérébrale est façonnée par divers facteurs biologiques, tels que le microbiote intestinal, les cellules et signaux immunitaires systémiques ou encore le cycle jour/nuit. Parallèlement, les zones barrières du cerveau, comme les méninges et les plexus choroïdes, ont été identifiées comme des interfaces de dialogue croisé actif entre la périphérie et le cerveau, plutôt que comme des tissus barrières inertes. Les plexus choroïdes constituent la barrière sang-fluide céphalorachidien, l'une des frontières séparant le cerveau de la périphérie. Ils sont situés dans chacun des quatre ventricules du cerveau et sont adjacents à des zones impliquées dans la neurogenèse. D'un point de vue structurel, les plexus choroïdes sont composés d'un réseau de capillaires sanguins fenêtrés entourés d'une monocouche de cellules épithéliales et peuplés entre les deux par une grande variété de cellules immunitaires. Les principaux rôles physiologiques des plexus choroïdes sont la production de liquide céphalorachidien, qui débarrasse le cerveau des déchets métaboliques et des agrégats de protéines, ainsi que la production et le passage contrôlé du sang au cerveau de diverses molécules de signalisation, notamment des hormones et des facteurs neurotrophiques. Les molécules sécrétées par les plexus choroïdes façonnent l'activité du cerveau, par exemple en modulant la neurogenèse et la fonction des cellules immunitaires microgliales localisées dans le cerveau, ce qui rend les plexus choroïdes cruciaux pour l'homéostasie du cerveau. Des travaux antérieurs et d’autres travaux préliminaires ont montré que le niveau d’expression de certains gènes exprimés par l’épithélium des plexus choroïdes varient en fonction de l’âge et notamment au cours du vieillissement, et en réponse aux variations environnementales telles que celles du microbiote et du cycle circadien. Notre but est de mieux comprendre comment ces facteurs influent sur la biologie des plexus choroïdes et la fonction du cerveau.

Bénéfices attendus

Cette analyse permettra l’identification des facteurs produits par les plexus choroïdes et potentiellement impliqués dans la modulation de l’activité neuronale en fonction de l’âge, depuis la naissance et au cours du vieillissement, en fonction des facteurs environnementaux que représentent les variations de la composition du microbiote et celles du cycle circadien. Cette étude devrait permettre une meilleure compréhension de la biologie de cette interface barrière que constitue les plexus choroïdes et qui reste encore très peu étudiée et d’identifier de nouveaux mécanismes via lesquels les plexus choroïdes modulent la fonction du cerveau. A terme, ce projet pourrait permettre la mise au point d’immunothérapie afin de mieux lutter notamment contre les maladies dégénératives associées au vieillissement.

Procédures

Les animaux seront soumis à une procédure chirurgicale sous anesthésie générale et analgésie : - soit une laparotomie sur femelle gestante (durée de la procédure : 45 min à 1h), - soit une injection de vecteurs viraux dans le cerveau par stéréotaxie (durée de la procédure : incluse dans la durée de la laparotomie quand réalisée sur embryons, 5 à 10 min sur nouveau-nés, 30 min à 1h sur adulte). 12 jours (dans le cas des nouveau-nés injectés à la période embryonnaire) à 12 semaines (adultes) après chirurgie, les animaux seront mis à mort par exsanguination sous anesthésie générale et analgésie. Les animaux adultes auront été avant mise à mort (4 à 8 semaines après chirurgie) impliqués dans des tests de comportement non invasifs.

Impact sur les animaux

Les procédures décrites visent à réduire autant que possible le mal-être animal. Toutes les chirurgies seront réalisées sous anesthésie générale et sur tapis chauffant sur lesquels ils seront maintenus pendant leur réveil. Les chirurgies sur adultes peuvent entraîner une douleur modérée au cours de la cicatrisation qui sera prévenue par une injection de buprénorphine, 30 min avant chirurgie, 6h après, puis toutes les 12h pendant 48h en cas de douleur. De la lidocaïne sera appliquée sur les zones à inciser. De l’acétaminophène sera également ajouté après chirurgie dans l’eau de boisson pendant la cicatrisation soit 2-3 jours pour une stéréotaxie et 4-5 jours pour une laparotomie. Les signes de douleur plus importante qui pourraient provenir de complications seront surveillés en observant les signes suivants : prostration, altération de la qualité́ du poil (hirsute, terne) ou apathie. Si l’animal présente deux de ces trois signes (point limite), il sera mis à mort. Les chirurgies sur embryons seront indirectement surveillées via le suivi des femelles gestantes : toute perte de sang vaginale qui pourrait attester de la mort d’un ou plusieurs embryon(s) sera surveillée et nous appliquerons les points limites définis précédemment. Les stéréotaxies sur nouveau-nés pourront entrainer une douleur légère qui sera prévenue par application de lidocaïne au niveau du site d’injection. Après chirurgie, l’acceptation des nouveau-nés par leur mère sera surveillée au travers des signes suivants synonymes d’abandon : isolement du reste de la portée, bleuissement de la peau associé à une hypothermie et absence visible de lait dans l’estomac. Si le nouveau-né présente ces trois signes (point limite), il sera mis à mort. Les animaux en élevage et ceux qui auront récupérés de leur chirurgie seront régulièrement surveillés et nous suivrons les signes et points limites précédemment définis. Nous éviterons que les animaux soient isolés dans leur cage et nous ajouterons un abri dans la cage des portées, femelles gestantes et géniteurs en plus du papier/coton présent dans toutes les cages. La procédure 2 s’achève par l’injection par voie-intrapéritonéale de l’anesthésique et analgésique qui pourra générer un peu de stress à l’animal mais peu ou pas de douleur.

Devenir

Les animaux ne peuvent être ni réutilisés, ni replacés, ni adoptés. Les géniteurs qui n’auront pas subi de chirurgie (procédures 1 et 2) seront mis à mort par exposition croissante en CO2 après 6 mois de reproduction. Les femelles gestantes qui auront subi une laparotomie (procédure 1) seront mis à mort par exposition croissante en CO2 au moment de la séparation avec les nouveau-nés P6 ou P21. La mise à mort des souris auxquelles auront été injectés les vecteurs viraux (procédure 2) aura lieu par perfusion de PBS (exsanguination) sous anesthésie générale profonde et analgésie afin de prélever les tissus nettoyés du sang et à analyser post-mortem. Si un animal atteint les points limites définis, il sera mis à mort par exposition croissante en CO2 (jeunes de plus de 15 jours et adultes) ou par décapitation (nouveau-nés de moins de 15 jours).

Remplacement

Notre but est d’étudier comment les cellules situées au niveau des plexus choroïdes, agissent sur le cerveau, en condition physiologique, au cours du développement, du vieillissement et en réponse aux variations de composition du microbiote et du cycle circadien. Les plexus choroïdes sont un tissu composé d’un endothélium fenêtré, de cellules épithéliales, de cellules de type neuronal, de cellules mésenchymateuses et de cellules immunitaires. Les cellules immunitaires du système périphérique pourraient induire l’expression de facteurs produits par les cellules des plexus choroïdes qui pourraient eux-mêmes moduler l’activité neuronale du cerveau. Il n’existe aucun modèle in vitro ou ex vivo rendant compte de la complexité́ d’un organisme ou d’un tissu avec ses composantes endothéliale, épithéliale, neuronale, mésenchymateuse et immunitaire. De plus, nous étudions la physiologie des plexus choroïdes en fonction de l’âge et des variations des facteurs environnementaux tels que le microbiote et le cycle circadien, ce qui ne peut être étudié qu’in vivo.

Réduction

Nous souhaitons étudier les gènes des plexus choroïdes et du cerveau qui auront montré par une précédente approche transcriptomique des différences d’expression considérables en fonction des paramètres comparés. Les quantités d’animaux utilisées pour mener à bien notre projet sont établies en tenant compte de notre précédente expérience et de tests statistiques (test ANOVA, source SHADE). Les 4 plexus choroïdes d’un animal doivent être groupés pour pouvoir réaliser une analyse moléculaire ou transcriptomique sur ces petits tissus. Seuls 10 microlitres de liquide céphalo-rachidien peuvent être prélevés à partir du cerveau d’une souris, ce qui ne permet qu’un seul type d’analyse. Les analyses moléculaires du liquide céphalo-rachidien, des plexus choroïdes et des zones d’intérêt du cerveau pourront cependant être réalisées sur les mêmes animaux qui auront au préalable été impliqués dans des tests de comportement (adultes). Nous prévoyons pour chaque groupe, 4 animaux par analyse. Le sexe des animaux pouvant influer sur les phénotypes observés, des mâles et femelles seront inclus (ratio 1/1). Des triplicatas d’expérience seront réalisés pour permettre l’obtention de résultats solides. Selon le nombre de groupes comparés, avec une puissance de 80% et un risque alpha de 5% : - 3 groupes comparés (P6, P21 et adultes) : les effectifs proposés (36 individus) devraient nous permettre d'obtenir des résultats significatifs pour des tailles d'effet supérieures à 1.07 (effets considérables à extrêmes). - 2 groupes comparés (adultes jeunes et âgés) : les effectifs proposés (24 individus) devraient nous permettre d'obtenir des résultats significatifs pour des tailles d'effet supérieures à 1.65 (effets très forts à considérables). - 6 groupes comparés (4h cycle fixe et 2h cycle perturbé) : les effectifs proposés (72 individus) devraient nous permettre d'obtenir des résultats significatifs pour des tailles d'effet supérieures à 0.85 (effets très forts à considérables). - 4 groupes comparés (P21 et adultes, conventionnels et axéniques) : les effectifs proposés (48 individus) devraient nous permettre d'obtenir des résultats significatifs pour des tailles d'effet supérieures à 0.97 (effets considérables à extrêmes). Ces résultats nous permettront d’identifier les différences majeures dans la biologie des plexus choroïdes et sa fonction sur le cerveau en fonction de l’âge, du microbiote et du cycle circadien, tout en réduisant au maximum le nombre d’animaux utilisés.

Raffinement

Les procédures décrites visent à réduire autant que possible le mal-être animal. Toutes les chirurgies seront réalisées sous anesthésie générale et sur tapis chauffant sur lesquels ils seront maintenus pendant et quelques heures après leur réveil. Les chirurgies sur adultes peuvent entraîner une douleur modérée au cours de la cicatrisation qui sera prévenue par des administrations d’analgésiques (buprénorphine, 30 min avant chirurgie, 6h après, puis toutes les 12h pendant 48h en cas de douleur ; lidocaïne appliquée sur les zones à inciser ; de l’acétaminophène sera également ajouté après chirurgie dans l’eau de boisson pendant la cicatrisation soit 2-3 jours pour une stéréotaxie et 4-5 jours pour une laparotomie). Les signes de douleur plus importante qui pourraient provenir de complications seront surveillés en observant les signes suivants : prostration, altération de la qualité́ du poil (hirsute, terne) ou apathie. Si l’animal présente deux de ces trois signes (point limite), il sera mis à mort. Les chirurgies sur embryons seront indirectement surveillées via le suivi des femelles gestantes : toute perte de sang vaginale qui pourrait attester de la mort d’un ou plusieurs embryon(s) sera surveillée et nous appliquerons les points limites définis précédemment. Les stéréotaxies sur nouveau-nés pourront entrainer une douleur légère qui sera prévenue par application de lidocaïne au niveau du site d’injection. Après chirurgie, l’acceptation des nouveau-nés par leur mère sera surveillée au travers des signes suivants synonymes d’abandon : isolement du reste de la portée, bleuissement de la peau associé à une hypothermie et absence visible de lait dans l’estomac. Si le nouveau-né présente ces trois signes (point limite), il sera mis à mort. Les animaux en élevage et ceux qui auront récupérés de leur chirurgie seront régulièrement surveillés et nous suivrons les signes et points limites précédemment définis. Nous éviterons que les animaux soient isolés dans leur cage et nous ajouterons un abri dans la cage des portées, femelles gestantes et géniteurs en plus du papier/coton présent dans toutes les cages. La procédure 2 s’achève par l’injection par voie-intrapéritonéale de l’anesthésique et analgésique qui pourra générer un peu de stress à l’animal mais peu ou pas de douleur.

Choix des espèces

La souris est l'espèce la plus utilisée en laboratoire pour l’étude des fonctions cognitives et notamment des maladies dégénératives car de nombreuses lignées sont disponibles, invalidées pour de nombreux gènes d'intérêt et/ou génétiquement manipulable après injection de vecteurs viraux. Elle est facile à élever et ses grandes capacités de reproductions facilitent les études sur embryons et nouveau-nés. Il est aisé d’en manipuler le microbiote. La souris permet également l’analyse des capacités cognitives au cours d’expériences comportementales. L’ensemble de ces avantages permet, en utilisant ce modèle, de répondre rapidement aux questions scientifiques posées. Ce modèle permet de travailler avec la meilleure efficacité́ possible tout en offrant une représentation certes imparfaite mais néanmoins proche de la physiologie humaine. Le phénotype induit par les vecteurs viraux n’est analysable qu’au minimum 10 jours après injection. Afin d’étudier comment la biologie des plexus choroïdes et sa fonction sur le cerveau évoluent avec l’âge, nous injecterons les vecteurs viraux à des souris embryonnaires afin d’en étudier les effets chez les souris : (i) âgées de 6 jours, stade important avec la mise en place du système immunitaire et de nombreuses variations métaboliques en réponse à l’allaitement maternel, (ii) âgées de 21 jours qui correspond à la période du sevrage avec d’importantes variations métaboliques et du microbiote qui devient mature, (iii) adultes, âgées de 7 à 12 semaines, qui seront notre point de référence physiologique. De la même manière, nous étudierons les effets du microbiote en injectant les vecteurs viraux à des souris âgées de 3-4 jours afin d’en étudier les effets lorsqu’elles auront 21 jours ou qu’elles seront adultes et les effets du vieillissement en injectant les vecteurs viraux à des souris adultes jeunes de 7 à 12 semaines et âgées de 10 à 20 mois.

240 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des injections dans le tarse et sous la peau de la queue, puis une injection hebdomadaire d'un inhibiteur par voie intrapéritonéale pendant quatre semaines, pour étudier le rôle de l'interféron de type 1 dans le vitiligo. Le porteur indique que l'injection dans le tarse peut provoquer de petites plaies gênant le déplacement de l'animal, tout en affirmant n'avoir jamais observé d'effets indésirables. Les souris sont mises à mort par inhalation de CO2 pour prélever la queue.

Objectifs

Le vitiligo est une pathologie de la peau qui provoque l’apparition de taches blanches de taille plus ou moins importante et peut toucher l’ensemble du corps, y compris le visage. Ces macules blanches sont la résultante d’une altération des mélanocytes de l’épiderme qui sont les cellules responsables de la pigmentation cutanée. Environ 1% de la population mondiale souffre de cette pathologie qui affecte significativement la qualité de vie des patients. A ce jour, aucun traitement efficace et spécifique n’est disponible du fait de la complexité de cette pathologie et dont la compréhension et l’identification de nouvelle cibles thérapeutique reste un enjeu majeur. L’origine de cette pathologie reste à ce jour mal définie mais l’implication de plusieurs facteurs (génétiques, environnementaux ou encore une altération du système immunitaire chez les patients) sont identifiés. Ainsi, concernant le dérèglement du système immunitaire, notre équipe a pu mettre en évidence la présence forte et inhabituelle d’une population de cellules particulières, les lymphocytes T, au niveau de la peau et provenant de la circulation sanguine, chez le malade. L’activation de ces lymphocytes T de la peau va entrainer la forte production de molécules inflammatoires qui vont directement cibler le mélanocyte, et in fine, favoriser la progression de la maladie. Afin de comprendre comment cet excès de lymphocytes T est retrouvé, nous avons pu identifier et proposer l’importance d’un autre type cellulaire, également retrouvé en surnombre dans la peau affectée du malade, les cellules dendritiques plasmacytoides (pDC). En effet, ces pDC vont induire de fort taux d’une molécule inflammatoire. Cette forte production d’IFNa va directement agir et stimuler les autres cellules au niveau de la peau permettant le fort recrutement des lymphocytes T de la circulation sanguine dans la peau. L’activation des pDC et l’impact de la production d’IFNa semble ainsi majeur dans la progression de la maladie et pourrait représenter une cible thérapeutique de choix. Ainsi, l’objectif de l’étude proposée est : 1/ Confirmer les études in vitro sur un modèle in vivo de l’impact de l’IFNa sur la dépigmentation de la peau en évaluant l’efficacité du blocage de IFNAR (souris KO IFNAR). 2/ Etudier le rôle des lymphocytes T de la circulation dans le maintien de la maladie en déplétant ces derniers chez la souris.

Bénéfices attendus

Cette maladie ne dispose pas à ce jour de traitement efficace et il paraît important de tester de nouvelles cibles thérapeutiques.

Procédures

Injections au nombre de 2 au niveau du tarse de la souris et 2 en sous cutanée au niveau de la queue, puis une injection de l'inhibiteur de S1P1 par semaine en intra peritoneal pendant 4 semaines. Les interventions sont rapides de l'ordre de 30 seconde maximum par souris. Nous ne mettons pas en tube les souris pour être plus rapide nous effectuons la procédure avec deux expérimentateurs. L’un contentionne la souris pendant que l’autre expérimentateur injecte ainsi nous évitons un stress de la souris et gagnons en terme de temps de manipulation de l’animal.

Impact sur les animaux

L'injection dans le tarse peut éventuellement provoquer de petites plaie au site d'injection ce qui peut restreindre le déplacement de la souris . Nous n'avons cependant jamais observé d'effets indésirables avec ce type d'injection.

Devenir

Mise à mort par inhalation de CO2, on prélévera la queue pour des immunofluorescences et de la cytométrie en flux pour regarder les populations cellulaires

Remplacement

Des tests in vitro sur un modèle d'épiderme 3D ont été effectués montrant l'implication de l'IFNAR sur le détachement des mélanocytes pouvant engendrer une dépigmentation.Il n’existe malheureusement à ce jour aucun système de co-culture in vitro reconstituant l’ensemble des réponses cellulaires impliquées dans la dépigmentation de la peau. Cependant, le modèle de souris nous permet d'avoir des conditions physiologiques intactes primordiales dans l'étude de la dépigmentation lier à un déréglement immunitaire. Le modèle in vivo de souris est donc une étape essentielle pour évaluer 1/l’interféron type 1 dans l’initiation de la dépigmentation associée au vitiligo et 2/l’efficacité de l’inhibition du recrutement des lymphocytes circulants dans la peau dans la repigmentation.

Réduction

Pour réduire à maximum le nombre de nos souris, nous allons dans un premier temps valider la dépigmentation de ces souris puis nous passerons à la procédure 2 de déplétion des lymphocytes T. La procédure est déjà validée sur des souris Wild Type par le laboratoire, nous devons donc nous assurer qu’elle fonctionne également sur les souris de génotype KO IFNAR.

Raffinement

Le poids, le développement d’un érythème au niveau de la zone d’injection et le comportement des animaux seront évalués quotidiennement au cours de la procédure. Les animaux seront hébergés à raison de 5 souris/cage dans un environnement propice à leur bien-être (litière en copeaux de peuplier, tunnels en polycarbonate). Si un impact environnemental est observé (bagarre des mâles entre eux, signes de stéréotypie, prostration, isolement d’un animal...), l’animal sera soigné et mis en isolement. -En ce qui concerne les données de comportement et de physiologie : l’estimation de la souffrance est réalisée par le personnel de l’animalerie. Les critères utilisés sont ceux de Lloyd et al. (Lab Animal 1998). Les critères utilisés sont ceux de Lloyd et al. Dont le score peut atteindre 20. Le score limite que l’on se fixe est de 14. Au-delà l’animal sera euthanasié sans attendre. En tenant compte de ces points limites adaptés et conformément au paragraphe 3 de l’annexe VIII de la directive 2010/63CE, le classement de la procédure 1 et 2 sont modérées.

Choix des espèces

Nous avons choisi les souris sauvages C57BL/6J sur lesquelles le modèle de dépigmentation a déjà été validé par notre équipe, et des souris transgéniques B6(Cg)-Ifnar1tm1.2Ees/J (IFNARKO) qui n’expriment pas la sous-unité 1 du récepteur de l’interféron type 1. Cette souche de souris mutante est utile dans les études sur la pigmentation et dans les pathologies auto-immunes dépendantes de la voie de signalisation JAK-STAT, voie impliquée dans la signalisation des interférons type 1 (notamment interféron alpha et béta). Nous débutons l’expérimentation à 5 semaines pour ce modèle animal ainsi nous évitons un biais en utilisant des souris jeunes dont le système immunitaire n’est pas altéré.

12 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent une administration unique d'un produit test par voie orale ou rectale, puis subissent des prélèvements de sang par ponction jugulaire et intracardiaque et sont placés en cage à métabolisme pour recueillir leurs fèces. À la fin, les 12 rats sont mis à mort pour prélever foie, reins et cerveau. Le porteur affirme qu'aucune méthode ne reproduit la diffusion d'un produit dans le sang au niveau de l'"organisme entier" et juge le recours au rat entier "indispensable", sans qu'aucune analyse statistique n'appuie l'effectif.

Objectifs

L'objectif de ce projet est de déterminer les paramètres pharmacocinétiques d'un produit test aprés une simple administration orale ou rectale chez le rat à la dose de 0.5 mg/kg.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus sont de pouvoir démontrer que le produit test peut s'administrer soit en voie orale soit en voie rectale et de pouvoir comparer les paramètres pharmacocinétiques en comparant les deux voies d'administration.

Procédures

Dans ce projet, il est prévu de faire des administrations rectale et orale sur animal vigile. Ces administrations seront de trés courte durée (durée d'une administration moins d'une minute). Puis des prélèvements sanguins seront réalisés dans le but de suivre la concentration dans le sang de la molécule testée. Ils seront réalisés sur animal anesthésié au préalable, par ponction directe aux veines jugulaires ( ou en intracardiaque dans le cas du prélèvement terminal). La durée d'un prélèvement de sang est de l'ordre de la minute également. Les prélèvements de sang se feront avant administration, puis à 30min, 2h, 3h, 4h et 6h aprés l'administration rectale et avant administration, 30 min, 2h, 3h, 4h et 6h aprés l'administration orale. Le volume de prélèvement sanguin sera d'environ 300 μL par prélèvement soit 1.8mL au maximum. Les prélèvements de sang se feront selon les bonnes pratiques de laboratoires et conformément à la réglementation en vigeur. La durée de la phase animale est de 6h aprés les administrations. Les administrations et les prélèvements de sang seront réalisés par un personnel expérimenté et conformément aux bonnes pratiques vétérinaires. Les animaux seront placés en cage à métabolisme pour une collecte de féces sur une durée de 6h aprés administrations. Les animaux auront un contact visuel entre eux. D'un point de vue scientifique il est necessaire de collecter les fécès pour doser la quantité de principe actif dans les échantillons.

Impact sur les animaux

Le produit test fait partie de la classe thérapeutique infectiologie. Il n'y a pas d'effets indésirables attendus. Un suivi quotidien (voir plusieurs fois par jour) sera mis en place pour l'observation générale des animaux et la détection précoce de signe clinique pour une prise en charge rapide d'éventuels effets secondaires (observation de l'état de santé général, poils ebouriffés, prostration, site de prélèvement abimés, hématome ou saignement au site d'administration pour la voie rectale...)

Devenir

A la fin de ce projet, les 12 animaux seront euthanasiés aprés le prélèvement sanguin conformément à la réglementation en vigeur et aux bonnes pratiques vétérinaires. Des prélèvements de tissus seront réalisés. Le foie, les reins et le cerveau seront prélevés

Remplacement

Aucune méthode alternative ne permettant actuellement de reproduire la diffusion d’un produit dans le sang des animaux au niveau de l'organisme entier, il est indispensable de recourir à l’animal entier.

Réduction

12 animaux seront inclus dans ce projet. Ils seront réparti en 2 groupes de 6 animaux. Les animaux du groupe 1 seront administrés par voie orale et les animaux du groupe 2 par voie rectale. Aucune approche statistique n'a été réalisée

Raffinement

Durant toute la phase expérimentale, les animaux seront hébergés individuellement en cage à métabolisme pour collecter les fécès durant 6 h aprés administration. Un suivi quotidien (voir plusieurs fois par jour) sera mis en place pour l'observation générale des animaux et la détection précoce de signe clinique pour une prise en charge rapide d'éventuels effets secondaires (observation de l'état de santé général, poils ebouriffés, prostration, site de prélèvement abimés , hématome ou saignement au site d'administration pour la voie rectale...) Le vétérinaire désigné ou suppléants toujours présents sur site pourront intevenir rapidement si besoin. Les points limites ou points d'arrêt anticipés sont: - Dégradation marquée de l'état général (ex : détresse respiratoire, décubitus) - Atteintes ou traumatismes à l'origine de douleurs sévères (ex : convulsions, mouvements ou postures anormaux... - Apparence physique dégradée, absence de toilettage (ex : prostration, poil ébouriffé ou souillé, alopécie extensive...) - Changements majeurs de comportements (ex : automutilation, agitation intense...) - Site de prélèvements sanguins trés abîmés, douleurs au niveau des sites de prélèvements - Hématomes ou saignements au niveau du site d'administration pour la voie rectale La contention des animaux sera faite par du personnel expérimenté pour éviter toute mauvaise manipulation de l'animal. Evaluation quotidienne de l'état de santé général de l'animal pour une détection précoce des signes cliniques anormaux.

Choix des espèces

Le rat, Sprague Dawley est l'espèce utilisée dans ce type d'étude. Cette espèce est bien décrite et caractérisée dans la littérature et son utilisation est conseillée (OECD) pour les essais de produits pharmaceutiques dans le domaine de l'infectiologie. Adultes. Rat d'environ 200-250g

352 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent l'ablation du rein gauche puis un clampage du pédicule rénal droit reproduisant l'ischémie-reperfusion de la greffe, avec prélèvements de sang en rétro-orbitaire, avant mise à mort et prélèvement des organes. Le porteur décrit des risques d'hémorragie chirurgicale et une atteinte partielle de la fonction rénale. Il affirme que les méthodes in vitro sont "très limitées" et présente ses lignées de souris transgéniques comme "irremplaçables" pour finaliser une preuve de concept liée à un brevet.

Objectifs

Lors d’une transplantation rénale, des phénomènes liés à l’ischémie (I) et aussi à la reperfusion (R), séquences inhérentes à la transplantation d’organes solides, sont à l’origine de processus physiopathologiques qui vont contribuer aux lésions du greffon et au rejet de greffe. L’ischémie correspond à la phase où l’organe du donneur est isolé de la circulation sanguine et subit un défaut d’apport en nutriments et en oxygène, c’est-à-dire depuis le prélèvement chez le donneur jusqu’à la reprise du flux sanguin dans l’organe chez le receveur. La reperfusion de l’organe chez le receveur se traduit par une reprise de la circulation sanguine en lien avec le retour de l’apport en nutriments et en oxygène. L’I/R provoque des nécroses tissulaires dans le rein qui active le système immunitaire en libérant des protéines importantes qui participent au processus inflammatoire et engendrent les lésions. Ces protéines peuvent être utilisées comme cibles pour neutraliser la cascade inflammatoire et par conséquent améliorer la reprise de fonction immédiate du rein. Cette stratégie pourrait se révéler bénéfique, sur le long terme, sur la survie des greffons qui représente un enjeu majeur en transplantation. L’objectif de ce projet est d’explorer les effets de la neutralisation d’une protéine ou de son récepteur dans un modèle murin d’I/R rénale afin d’apporter une preuve de concept pour une application clinique potentielle.

Bénéfices attendus

Actuellement, la transplantation de rein constitue le seul traitement curatif des maladies rénales chroniques. Les difficultés principales demeurent la pénurie d’organes, le nombre de pertes de greffons à long terme et enfin, les complications infectieuses, tumorales et cardiovasculaires. Notre objectif est de réduire les lésions engendrées lors de la transplantation en bloquant la réponse immunitaire afin d’améliorer la reprise de fonction de l’organe et limiter la perte des greffons. A court terme, les résultats permettront d’évaluer l’efficacité de la neutralisation de l’IL-33 ou de son récepteur ST2 sur les lésions d’I/R rénales et de finaliser la preuve de concept pour le brevet déposé. A long terme, l’IL-33 ou son récepteur ST2 pourraient être utilisés comme cibles thérapeutiques pour réduire les lésions d’I/R en transplantation rénale, améliorer la réprise de fonction du greffon et ainsi réduire les rejets.

Procédures

Sur animal vigile : -injection en intra-péritonéal de 100 µl  d’anticorps ou NaCl 0,9% : 1 fois -injection en sous-cutanée de 100 µl de buprénorphine à 0,1 mg/kg : 1 fois avant l’anesthésie puis toutes les 4h post-chirurgie pendant 24h. Sur animal anesthésié par inhalation gazeuse (isoflurane) : -prélèvement sanguin 200 µl en rétrobulbaire : 1 fois J-7 avant la chirurgie et 1 fois avant la mise à mort -chirurgie : néphrectomie du rein gauche (10 min) -chirurgie : ischémie-reperfusion rénale par clampage du pédicule rénal droit (32 minutes)

Impact sur les animaux

Pendant la chirurgie sous anesthésie générale, il y a un risque d’hémorragie lié au geste chirurgical, pendant la néphrectomie au moment de la ligature du pédicule rénal et un risque au moment du clampage en lésant l’artère rénale. Suite à la chirurgie, les effets indésirables attendus sur les animaux sont : une atteinte partielle de la fonction rénale, une mobilité réduite, ainsi qu’une perte de poids n’excédant pas 10% dans les 24 à 48h post-chirurgie.

Devenir

Tous les animaux inclus dans la procédure seront mis à mort. Des prélèvements d’organes et tissus seront réalisés afin d’effectuer des analyses biochimiques, moléculaires, et histologiques.

Remplacement

Les méthodes d’études in vitro sont très limitées : 1/ en raison de l’absence de vascularisation permanente du rein ou des cellules rénales qui permet la circulation des cellules immunitaires et 2/ de l’impossibilité d’étudier in vitro les multiples conséquences de l’I/R. Il est également nécessaire d’évaluer de manière intégrative la mise en jeu des éléments immunitaires dans les lésions d’I/R en utilisant un modèle animal. Le choix de la souris repose sur l’utilisation de souris transgéniques irremplaçables et à notre expertise acquise dans la lecture des réponses immunes chez la souris. De plus, l’efficacité de la neutralisation de la voie IL-33/ST2 doit être prouvée sur l’animal avant d’envisager son utilisation comme cible thérapeutique chez l’homme.

Réduction

Le nombre d’animaux requis pour les analyses statistiques de la procédure découle d’une part d’un compromis entre les questions de minimisation et d’autre part d’un calcul de puissance pour définir le nombre d’animaux par groupe suffisant pour détecter des différences statistiques biologiques intra-groupes (variabilité de 12%) et inter-groupes (différence de 20%). Un test bilatéral de Mann Whitney pour la comparaison de deux groupes et un test unilatéral Anova pour la comparaison de trois groupes et plus seront utilisés. Par conséquent, nous proposons un échantillon de 8 souris par groupe. La réalisation de ce projet de 5 ans nécessitera un total de 352 animaux.

Raffinement

Durant toute l’expérimentation, le bien être des animaux sera respecté en réduisant au maximum l’inconfort, la douleur, la détresse ou l’angoisse. Pour cela, les animaux feront l’objet d’un suivi quotidien de leur état de santé (alimentation, apparence, comportement, suivi per et post-chirugical), les conditions d’élevage et d’hébergement seront optimisées (enrichissement du milieu, hébergement en groupe) et des « actions » seront mises en place en cas de problème observé (soins ou mise à mort si un point limite est atteint). Toutes les procédures seront réalisées sous anesthésie générale, par un personnel compétent formé à l’expérimentation animale, et les animaux bénéficieront d’une prise en charge antalgique pré-, per- et post-chirurgie afin de réduire au minimum la douleur.

Choix des espèces

Les résultats de nos travaux sur l’implication de l’IL-33 en I/R rénale ont été obtenus avec des souris sauvages et des souris génétiquement modifiées déficientes pour l’IL-33 (souris IL-33KO) ou pour son récepteur ST2 (souris ST2KO). La validation de nos expériences de neutralisation de l’axe IL-33/ST2 par injection d’anticorps nécessitera l’utilisation de souris sauvages et de ces mêmes lignées de souris transgéniques comme contrôles positifs de référence. Les animaux seront âgés de 8 à 12 semaines, âge adulte et auquel les reins ont atteint leur morphologie finale. De plus, cet âge correspond à des animaux de poids approprié pour l’expérimentation.