Recherche appliquée

960 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. La moitié reçoit une greffe de cellules tumorales pancréatiques par chirurgie, l'autre sans chirurgie, puis toutes passent une échographie sous anesthésie chaque semaine, certaines une IRM d'une heure et des prélèvements de sang hebdomadaires pratiqués sur animal éveillé. Le porteur range parmi les effets attendus une perte de poids supérieure à 20 %, des mutilations, de l'agressivité et les douleurs dues à l'implantation des tumeurs. Il écrit que "seule l'utilisation de modèles animaux" permet d'atteindre ses objectifs, et que la mise à mort en fin de procédure est "indispensable".

Objectifs

Le cancer du pancréas (adénocarcinome pancréatique canalaire) est la troisième cause de décès par cancer dans les pays occidentaux. Son très mauvais pronostic s’explique par l'absence de biomarqueurs pour la détection précoce de la maladie et d’approches thérapeutiques efficaces lorsque la chirurgie n’est plus possible. Les chimiothérapies actuelles améliorent peu la survie des patients, et les thérapies ciblées et immunothérapies n’ont pas encore eu l’effet clinique escompté. Dans ce contexte, notre équipe de recherche conduit depuis plusieurs années, des projets de recherche fondamentaux et translationnels jusqu’à la clinique pour comprendre comment ce cancer se met en place, pour identifier les patients à risque et ceux porteurs de lésions précoces, pour vaincre la résistance aux traitements et proposer une thérapie sur mesure. Seule l'utilisation de modèles animaux peut nous permettre d'atteindre ces objectifs. Ce projet se déroule dans deux établissements utilisateurs agréés.

Bénéfices attendus

Le bénéfice attendu est la validation de stratégies thérapeutiques efficaces pour la prise en charge du cancer du pancréas

Procédures

Tous les animaux inclus dans les différents protocoles expérimentaux seront soumis au suivi de la progression tumorale par échographie, une fois par semaine au niveau de l'unité expérimentale EU 1/2. Cette procédure non invasive ne requiert que l'anesthésie des animaux. Sur la période, 480 souris seront soumises à une greffe de cellules tumorales pancréatiques ne nécessitant pas de chirurgie. Sur la période, 480 souris seront soumises à une greffe de cellules tumorales pancréatiques nécessitant une chirurgie. La transplantation cellulaire sera effectuée en une seule intervention d'une durée de 15 à 20 minutes. Dans certains cas, les souris vigiles pourront être soumises à des prélèvements sanguins au cours du développement tumoral (recherche de biomarqueurs sanguins précoces, de réponse au traitement, marqueurs métaboliques, immunophénotypage). Un prélèvement sera effectué avant l'apparition de la tumeur puis une fois par semaine pendant la durée de l'expérimentation. En IRM des images anatomiques (pondérée T2) de l’abdomen (avec synchronisation au mouvements respiratoires) seront réalisé une fois, en contrôle, avant administration de la thérapie et une fois, 1 à 2 semaines après la première. Soit 2 acquisitions pas animal, afin de déterminer le volume et la localisation de la (des) tumeur(s). La durée d'analyse par souris est d'environ 1 heure. Le suivi de la progression tumorale par imagerie optique (durée de l'analyse 5 minutes par souris) et par échographie (durée de l'analyse 10 mn par souris) sera réalisé une fois en contrôle, avant administration de la thérapie puis une fois par semaine pendant la durée du protocole expérimental.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus sur les animaux sont une dégradation de l'état général ; comportement anormal (modification de l'activité générale, léchages, mutilation, agitation, agressivité), modifications d'aspect (perte de poids supérieure à 20%), modifications motrices, modifications végétatives (pilo-érection, variation de la température cutanée), des douleurs dues à l'implantation des tumeurs.

Devenir

La mise à mort des animaux en fin de procédure est indispensable à la réalisation d'études comparatives afin de mettre en évidence les mécanismes antitumoraux mis en jeux.

Remplacement

Notre projet de recherche fondamentale et translationnelle pour la découverte de biomarqueurs et pour la thérapie du cancer du pancréas nécessite l'utilisation de modèles murins de référence reproduisant fidèlement la complexité et l'hétérogénéité intra- et inter-tumorale de la pathologie humaine. Ces critères ne peuvent être apportés par les modèles cellulaires. L'utilité de ces modèles dans nos domaines de recherche est reconnue et validée internationalement. Les publications scientifiques, notre retour d'expériences et la mise en commun des informations et données expérimentales provenant de ces modèles permettent d'appliquer les principes de remplacement, de réduction et de raffinement dans nos protocoles.

Réduction

Nous avons réalisé une étude statistique qui nous a amené à réduire le nombre d'animaux par groupe à 6, afin d'obtenir des résultats exploitables

Raffinement

Les animaux sont placés en pièce d'acclimatation lors de leur arrivée à la zootechnie. Ils sont pris en charge par du personnel compétent de la zootechnie qui vérifie leur état. Les animaux issus de différents cartons de transport ne sont jamais mélangés lors de la répartition dans les cages d'hébergement. Les animaux seront suivis quotidiennement et seront placés sous structure du Bien être animal (SBEA) pour les procédures classées modérées (chirurgie, prélèvement et injections). Par ailleurs, nous utiliserons deux méthodes d'imagerie non invasive pour le suivi de la croissance tumorale. Pour toutes les procédures décrites dans ce projet, les animaux hébergés en zone d'expérimentation EU 1/2 seront transférés vers les salles d'expérimentation selon une procédure adaptée qui garantit leur maintien en bonne santé, leur bien-être et respecte les exigences scientifiques. Les animaux seront transportés dans leur cage sur un chariot adapté, avec accès à la nourriture pendant le transfert. Les biberons seront retirés pour éviter l'humidification de la litière et remis en place dès l'arrivée des cages dans les laboratoires appropriés. Le retour vers la zone d'hébergement se déroulera selon les mêmes modalités. Nous utiliserons des analgésiques pour diminuer la douleur dès que nécessaire, et des croquettes seront placées dans la cage pour faciliter la récupération post-procédure. La douleur sera évaluée par observation du comportement général de l’animal (recherche de toute modification du comportement : isolement, absence de réaction lorsque l’animal est attrapé,ne s’agrippe plus aux barreaux de sa cage), de l’état du pelage (poils hérissés, mal entretenus, pelage terne). Des points limites ont été définis pour chaque procédure expérimentale. Dès que l'un d'entre eux sera atteint l'animal sera immédiatement mis à mort.

Choix des espèces

La souris est le modèle d'étude de base le plus pertinent pour notre projet. Les allo- et xénogreffes chez la souris immuno-déficiente sont utilisées pour les tests précliniques. Les méthodologies d'investigation sont bien décrites, les protocoles expérimentaux sont disponibles et partagés. Ceci permet de réduire le nombre de souris nécessaires. Les animaux pourront être livrés à partir de 5 semaines d'âge, pour acclimatation d'une semaine avant la mise en expérimentation.

Âgés de douze jours, les ratons reçoivent une injection analgésique puis, en cinq minutes de chirurgie, quatre disques de péricarde bovin implantés sous la peau. Ils les gardent deux à trois mois, le temps que le tissu se calcifie, et sont ramenés auprès de leur mère, surveillés deux fois par semaine. 216 ratons vont être utilisés sur trois ans, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour comparer des traitements censés retarder la calcification des valves cardiaques artificielles posées chez l'humain, l'âge de douze jours ayant été retenu parce que la calcification y est plus rapide et écourte l'expérimentation. Ils sont tués avant que les disques soient retirés.

Objectifs

Un cœur sain bat environ 100 000 fois par jour pour alimenter l’organisme avec un sang riche en oxygène. Le cœur se compose de quatre cavités : 2 oreillettes (droite et gauche) ; deux ventricules (droit et gauche) et de quatre valves. Lorsque les valves cardiaques fonctionnent normalement, elles assurent un écoulement efficace du sang entre les cavités du cœur. En revanche, les valves malades ne peuvent pas s’ouvrir ou se fermer correctement, et finissent par se rigidifier et se calcifier progressivement. Le traitement de choix pour les patients est le remplacement de la valve cardiaque par une valve artificielle mécanique ou par une bioprothèse valvulaire d’origine animale. Les bioprothèses valvulaires d’origine animale sont composées de péricarde bovin ou porcin. La mise au point des techniques pour leur préservation a révolutionné les indications de remplacement valvulaire en clinique humaine. De nombreuses études ont démontré les avantages significatifs des bioprothèses valvulaires par rapport aux prothèses mécaniques, en particulier la diminution du risque de maladie thromboembolique et donc l’absence d’utilisation d’anticoagulants avec une morbidité et une mortalité per-opératoire et postopératoire moindres. Néanmoins, l’une des limitations principales à l’utilisation des bioprothèses valvulaires, est la survenue plus ou moins tardive de calcifications, c’est l’inconvénient majeur nécessitant un nouveau remplacement valvulaire. L’objectif de ce projet est de modifier les traitements de la bioprothèse valvulaire, afin de diminuer les calcifications qui apparaissent après implantation chez l’homme et de prolonger la durée de leur fonctionnement. Ces nouveaux traitements seront testés et analysés après implantation de péricarde bovin en sous-cutanée chez les ratons âgés de 12 jours. Pour ce projet, 216 ratons seront nécessaires pour une durée de 3 ans. A l'issue de ce projet, il sera possible de définir le traitement optimal contre la calcification et la dégénérescence des bioprothèses valvulaires.

Bénéfices attendus

Les résultats de ce travail vont nous permettre d’avoir une meilleure connaissance des mécanismes de calcification et une meilleure sélection parmi les différents traitements chimiques proposés. A l'issue de ce projet, il sera possible de définir le traitement optimal contre la calcification et la dégénérescence des bioprothèses valvulaires.

Procédures

Les ratons sont soumis à : 1) Une procédure chirurgiale qui conssiste à implanter des disques de péricardes bovins en sous-cutané pendant 2 à 3 mois. La durée de l’intervention est de 5 minutes par raton. 2) Une injection sous cutanée pour analgésie avant la chirurgie d’implantationune. 3) Une injection intrapéritonéale pour la mise à mort sous anesthésie avant la chirurgie d’explantation.

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues sur les animaux sont le stress et les douleurs associés aux injections et potentielles douleurs post-opératoire dans la zone lombaire après la chirurgie.

Devenir

Les rats seront mis à mort avant l’explantation de péricarde. C'est pour récupérer les disques afin d'effectuer des tests, dosages et immunohistochimie.

Remplacement

L’étude de la prévention de la calcification des bioprothèses valvulaire nécessite le recours aux animaux. Il n’existe pas de modèle in vitro capable de réunir tous les facteurs biologiques, immunologiques ou mécaniques responsables de la calcification des bioprothèses.

Réduction

La diversité des traitements et des tests nécessite un grand nombre de groupes tests et chaque groupe doit contenir un grand nombre d’échantillons nécessaires pour nos études statistiques. Dans l’intention de réduire le nombre d'animaux au maximum, chaque raton recevra 4 disques de tissu péricardique. Le nombre des ratons par groupe a été déterminé afin de pouvoir réaliser une analyse statistique adaptée. Cela permet de comparer les moyennes de calcification de chaque groupe, tout en prenant en compte le fait qu'un même animal puisse avoir plusieurs groupes.

Raffinement

Pour réduire la douleur, souffrance ou angoisse ressenties par les ratons notre étude sera effectuée sous anesthésie générale profonde et l'injection sous cutanée d'un analgésique. Les ratons sont ramenés auprès de leur mère. Les ratons sont hébergés dans des cages avec un accès à l’eau et à la nourriture en granulé sans restriction, et dans un milieu d'enrichissement adapté. Les ratons seront surveillés 2 fois/semaine afin de détecter tout comportement clinique anormal. Des points limites ont été définis et leur atteinte entrainera la mise à mort du raton.

Choix des espèces

Les calcifications observées chez le raton correspondent à celle observées chez l’homme, ainsi le raton est le modèle préférentiel pour cette étude. Pour l’implantation sous cutanée, nous utiliserons des ratons de 12 jours, à cet âge les processus de calcification sont plus rapides que chez l’animal adulte, ce qui permet d’écourter l’expérimentation.

Une injection unique dans le muscle, puis jusqu'à dix prises de sang sous anesthésie gazeuse en quinze à soixante jours : 600 souris porteuses d'une anomalie génétique de dystrophie musculaire vont être utilisées dans des procédures déclarées d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour prélever leurs muscles, leur foie et leur rate. Le projet compare des vecteurs de thérapie génique pour retenir celui qui reste efficace aux doses les plus faibles, le porteur rappelant que des essais cliniques récents dans la myopathie de Duchenne ont provoqué des effets indésirables allant jusqu'au décès. Il décrit pourtant toutes les atteintes comme légères et affirme qu'aucune nuisance n'est attendue des traitements, tous "de nature bénéfique". Sur les 600 animaux, il écrit seulement que le nombre par groupe est optimisé, sans donner ni effectif de groupe ni calcul.

Objectifs

Les dystrophies musculaires sont un ensemble de pathologies invalidantes sans traitement présentant des atteintes fonctionnelles (réduction de la force musculaire, avec parfois atteinte cardiaque ou respiratoire). Les modèles animaux de ces maladies sont des souris. Une option thérapeutique possible est la thérapie génique, qui consiste à apporter une copie normale correspondant au gène mutant à l’aide d’un véhicule appelé vecteur. Celui utilisé est dérivé d’un virus appelé virus non-pathogène associé à l’Adenovirus (AAV) dans lequel on introduit le gène médicament en lieu et place du génome viral. La thérapie génique clinique a connu un succès significatif ces dernières années avec, en particulier, l’autorisation du Zolgensma pour l’amyotrophie spinale de type I. Malgré ces récents succès, la délivrance sûre et efficace de matériel génétique continue d'être un défi majeur dans le cas des maladies neuromusculaires. En effet, le muscle squelettique représentant environ 40% de la masse corporelle est un véritable défi en termes de délivrance et de production de vecteurs, car jusqu'à présent les doses thérapeutiques prédites par les études sur de grands modèles animaux sont extrêmement élevées. Des effets adverses allant jusqu’au décès ont pu être observés dans de récents essais cliniques, en particulier dans la myopathie de Duchenne, sans compter que la perfusion de doses élevées de vecteurs est susceptible de déclencher des toxicités immunitaires indésirables. Par conséquent, il y a un grand intérêt à définir des stratégies permettant une efficacité aux doses les plus faibles possibles. L’objectif de ce projet est de comparer l’efficacité de produits portant un gène thérapeutique afin de sélectionner la forme la plus intéressantes en termes d’expression.

Bénéfices attendus

Dans ce projet, nous proposons de définir les meilleurs produits de thérapie génique, Les résultats pourraient permettre l’établissement de traitements de thérapie génique ayant une meilleure efficacité et une plus grande tolérance pour de futures applications chez l'Homme afin de traiter ces dystrophies musculaires qui n’ont pas de traitement à l’heure actuelle et qui sont très invalidantes voire léthales.

Procédures

Le traitement par transfert de gène se fait par injection intramusculaire une seule fois en moins de 5 minutes, Les prélèvements de sang se font au maximum une fois par semaine sur animaux sous anesthésie gazeuse de courte durée moins de 5 minutes. Une étude peut durer entre 15 et 60 jours maximum de ce fait un animal pourra être prélevé au maximum 10 fois. Cependant pour certains transferts de gène les animaux ne seront prélevés que toutes les 2 ou 3 semaines en fonction de la nécessité de suivre la réponse immunitaire. Selon nos expériences certains gènes provoquent peu de réponse immunitaire. Les prélèvements de sang ne se font pas le même jour que les injections afin de ne pas induire de douleur supplémentaire.

Impact sur les animaux

Les nuisances (douleur ou stress) attendues sur les animaux sont classées légères et sont liées en particulier à la nature des différents actes réalisés : douleur de piqûres pour administration d’anesthésique, d’intramusculaire pour injection du traitement par transfert de gène. Certains actes qui seraient susceptibles d’entrainer des douleurs sont réalisés sous anesthésie, la nuisance sera donc liée à l’acte d’anesthésie. Il y a une possibilité de sécheresse oculaire au cours des anesthésies. En ce qui concerne les modèles utilisés, même s’ils portent une anomalie génétique correspondant à une dystrophie musculaire progressive chez l’homme, ils présentent un phénotype moins important que les patients. Ils ne présentent donc pas de phénotype délétère à l’exception des modèles les plus sévères au stade avancé de la pathologie où l’on peut observer une scoliose ou une atrophie musculaire. Cependant, dans ce projet, nous utiliserons des animaux à des âges où aucune conséquence sur le comportement n’est observée. L’ensemble des animaux n’exprime donc pas de phénotype dommageable. Il n’y a pas de nuisances attendues dans ce projet par rapport à l’effet des traitements, qui sont tous de nature bénéfique et sont utilisés à des doses correspondant à la fenêtre thérapeutique.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés à la fin des procédures afin de réaliser le prélèvement des muscles et des organes. Les muscles permettront de mesurer l’efficacité d’expression alors que, les organes tels que le foie ou la rate permettent de vérifier l’absence de toxicité.

Remplacement

Des étapes de validation de vecteurs antérieures à cette procédure ont été faites in vitro. . Théoriquement, les méthodes alternatives à l’expérimentation animale peuvent être de différentes natures : méthodes in silico ou in vitro. Les approches in silico utilisées en alternative à l’expérimentation animale à ce jour permettent uniquement des modélisations physico-chimiques comme la relation entre structure et activité biologique d’une molécule ou des modélisations toxico-cinétiques d’élimination de molécules. Des modèles in silico qui pourraient permettre de modéliser numériquement les expériences proposées dans ce projet à partir d’un ensemble de données n’existent donc pas à ce jour. Les méthodes in vitro les plus utilisées aujourd’hui comme alternative en expérimentation animale sont basées sur l’utilisation de cultures cellulaires. Elles présentent l’avantage d’offrir la possibilité d’utiliser des cellules humaines avec les considérations éthiques correspondantes bien sûr. Il est possible de réaliser des cultures cellulaires ou des organoïdes pour les organes considérés avec, même une certaine complexité, comme en co-culture avec certaines cellules additionnelles. Cependant, ces modèles ne permettent pas d’aborder les questions posées dans ce projet qui doivent prendre en compte des paramètres tels que les interactions avec le système immunitaire.

Réduction

Nous utiliserons les mêmes animaux contrôles pour des expériences différentes chaque fois que possible. Un maximum d’analyses sera réalisé sur organes prélevés après la mort des animaux pour éviter des doublons de procédures expérimentales. Le nombre d’animaux utilisés par groupe est optimisé pour obtenir des résultats statistiquement significatifs.

Raffinement

Les animaux sont hébergés dans un environnement enrichi. Les animaux sont anesthésiés lorsque les procédures expérimentales sont jugées potentiellement douloureuses ou stressantes. Dans ce cas, les animaux reçoivent au préalable un traitement analgésique si nécessaire. Les prélèvements de sang sont effectués sous anesthésie de courte durée. Nous appliquons les points limites établis préalablement et utilisons les procédures d’euthanasies appropriées. Des mesures pour augmenter le confort des animaux sont également appliquées telles que l’utilisation d’une plaque thermostatée pour maintenir la température corporelle stable lors de la phase de réveil, ou l’application de gel oculaire pour éviter le dessèchement des tissus lors des anesthésies. L’euthanasie des animaux est programmée avant l’âge d’apparition de signes cliniques pour éviter les risques d’apparition de phénotype dommageable pour les lignées les plus sévères.

Choix des espèces

Pour ce projet, nous utiliserons les espèces souris car les modèles existants des pathologies étudiées sont sur ces espèces. Les animaux seront utilisés au stade adulte. A ce stade les animaux présentent une taille de muscle suffisamment importante pour injecter une quantité suffisante de vecteurs. Chez une souris plus jeune nous ne pourrions pas injecter une quantité de vecteur suffisante pour mesurer l’efficacité d’expression du gène médicament.

Pour tester des traitements contre la maladie de Berger, une atteinte rénale auto-immune, 372 souris porteuses de gènes humains qui la déclenchent vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent des prélèvements de sang dans la veine de la joue et des prélèvements d'urine deux fois par mois, des injections dans la veine de la queue chaque semaine pendant un mois puis chaque mois pendant six mois, un gavage par sonde gastrique, et pour une partie d'entre elles une biopsie du rein. Le porteur écrit que la maladie de Berger n'entraîne aucune nuisance, alors qu'il décrit des souris accumulant des anticorps dans les reins, avec du sang et des protéines dans les urines dès douze semaines. Toutes sont tuées pour analyser l'inflammation rénale, et il précise que l'industrie pharmaceutique a sollicité son laboratoire pour ces études.

Objectifs

Nous disposons d'un modèle unique dans le monde, le modèle de souris avec des gènes humains exprimant des anticorps spécifiques et un récepteur pour les anticorps spécifiques. Ces souris développent une maladie auto-immune rénale (c'est à dire qui résulte d'un dysfonctionnement du système immunitaire qui conduit ce dernier à s'attaquer à l'organisme) et ainsi cause l'accumulation anormale des anticorps dans les reins avec de la protéinurie (présence de protéines dans les urines) et d'hématurie (présence de sang dans les urines) à partir de 12 semaines. Comme il n'existe pas de traitement curatif pour cette maladie, notre laboratoire cherche à développer des nouveaux traitements. Nous avons généré cinq anticorps anti-inflammatoires et l'industrie pharmaceutique nous a sollicité pour des études sur l'animal basées sur nos recherches précèdentes . En effet, nous avons démontré une belle efficacité d'une enzyme, une protéine capable de couper les anticorps et ainsi réduire l'inflammation liée à la maladie. Le problème était que comme il s'agit d'une protéine d'origine bactérienne, il y a une réponse immunitaire contre cette enzyme , des anticorps anti-enzymes bloquant son activité. L'objectif de notre étude est de traiter les souris exprimant la maladie avec les anticorps anti-inflammatoires, des ARN messagers (molécule capable d'induire la production d'une protéase qui est une enzyme (=protéine) capable de cliver les anticorps responsable de la maladie) ou avec des nanoparticules (particules de petite taille) permettant d'induire une tolérance au traitement avec la protéase recombinante d'origine bactérienne. Ces traitements sont bien tolérés sans aucun dommage chez la souris (résultats obtenus au laboratoire). L'objectif est d'évaluer l'action de ces traitements sur les anticorps circulants, sur les dépôts rénauxd'anticorps, l'inflammation tissulaire rénale et sur la protéinurie.

Bénéfices attendus

La néphropathie (ou maladie de Berger) est l'une des premières causes d'insuffisance rénale en France et dans le monde. Cette maladie est causée par une accumulation anormale d'anticorps dans les reins. Il n'existe actuellement pas de traitement spécifique de cette maladie, les patients n'ont que des traitements de suppléance (dialyse, greffe). Le développement d'un traitement pourrait éliminer la cause de la maladie et ainsi pouvoir proposer un traitement curatif. Les traitements proposés chez les souris qui développent la maladie seront une étape pré-clinique cruciale avant le passage à l'homme pour des essais cliniques.

Procédures

Afin d'évaluer le traitement de la maladie par les anticorps anti-inflammatoires : les souris seront soumises à des prélèvements sanguins au niveau de la veine de la joue (deux fois par mois). Des prélèvements d'urines (2 fois par mois) les prélèvements seront faits sur animaux non anesthésiés, lors de la contention de la souris, la miction est en général spontanée . Des injections d'anticorps par voie intraveineuse (une fois par semaine pendant 1 mois) seront faites principalement par la veine caudale qui est située sur la queue de l'animal. Le gavage par une sonde gastrique (1 fois par mois pendant 1 mois). Afin d'évaluer le traitement de la maladie par les ARNmessagers (ARNm) : les souris seront soumises à des injections d'ARNm (une molécule retrouvée dans toutes les cellules qui sera traduite en protéine) principalement par la veine caudale (veine sur la queue) une fois par semaine pendant un mois puis une fois par mois pendant 6 mois. Les prélèvements de sang (au niveau de la veine de la joue) se feront à J0 puis une fois par mois pendant 6 mois, en même temps que les urines. Afin d'évaluer la traitement de la maladie par les nanoparticules : les souris seront soumises à des injections par voie intraveineuse (veine de la queue) 3 fois pendant 1 mois puis à des prélèvements sanguins et d'urines à J0, J1 et J7. De plus, une fois la dose et la voie optimale de traitement déterminée pour les anticorps et l'ARNm, une biopsie rénale sera faite avant traitement sur un petit groupe de souris afin de confirmer définitivement l'efficacité du traitement à la dose optimale.

Impact sur les animaux

Les traitements donnés sont très bien tolérés et bénéfiques pour cette maladie de Berger. Les seules nuisances attendues sont celles liées à la biopsie rénale, aux injections intraveineuse des produits, au gavage et aux prélèvements de sanguins et d'urines. Ceux-ci pourraient occasionner un stress et un inconfort pour la souris de courte durée lors de la contention et de l'injection et de quelques jours pour la biopsie. Il n'y a pas de nuisances lié à la maladie de Berger.

Devenir

A l'issue de chaque traitement, les animaux seront euthanasiés et des analyses complementaires seront réalisées au niveau des reins afin d'évaluer l'inflammation rénale.

Remplacement

A ce jour, il n'existe pas de méthode alternative pour modéliser la réponse d'un organe en entier dans le cas du developpement de la nephropathie. Le travail à l'échelle de l'organisme en entier est nécessaire, compte tenu de la complexité physiologique de la réponse inflammatoire et de la fonction rénale. Il est indispensable de travailler sur l'organisme entier, vivant et proche de l'homme pour pouvoir ensuite envisager un traitement curatif chez l'homme.

Réduction

Nous avons estimé qu'il faudra 6 animaux par groupe afin obtenir des résultats statistiquement exploitables et mener à bien notre projet. En effet, nos expériences précèdentes nous ont permis de préciser ce nombre d'animaux nécessaire.

Raffinement

Dans le but de répondre à la loi des 3R (Raffiner) et dans un souci de bien-être animal de l'enrichissement (coton, Kraft, tunnels) sera mis en place pour les animaux tout au long de l'expérience pour que les animaux puissent faire des nids. Les souris sont placées sur des portoirs ventilés par groupe de 5 individus. La température, l'hygrométrie , la nourriture et l'eau sont contrôlées tous les jours par le personnel technique. Des points limites suffisamment précoces et prédictifs ont été définis pour anticiper toute douleur ou angoisse infligée aux animaux. Les gestes experimentaux seront effectués par une personne compétente. Les animaux seront suivis quotidiennement par le personnel de zootechnie et les points limites seront surveillés 1 fois par semaine par l'expérimentateur ( état général, comportement et pesées). Un analgésique sera administré si l'état de l'animal le nécessite et toutes les 12heures et de façon systématique pendant 3 jours après chirurgie. Si l'animal présente des points limites atteints, il sera euthanasié. A la fin des procédures tous les animaux seront euthanasiés.

Choix des espèces

La souris est un excellent modèle pour développer la maladie de Berger car elle n'exprime pas la maladie, ce qui permet après transgénese c'est à dire la fait d'incorporer des gènes humains dans son génome d'induire et d'exprimer cette maladie en question chez ces souris transgéniques. De plus, son comportement et sa génétique sont largement connus ce qui nous permet une meilleure évaluation et prise en charge de son bien-être tout au long du projet. Il est donc indispensable pour nous d'utiliser ce modèle de souris transgéniques exprimant la maladie pour évaluer l'action et l'efficacité des traitements que nous proposons. A 12 semaines d'âge car c'est à cet âge là que les souris développent la maladie rénale.

360 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, dont 220 après vingt-quatre semaines de régime enrichi en graisses et en sucre. Chacune subit trois à cinq jeûnes de quatre heures, autant de gavages, et six prélèvements de sang en deux heures obtenus en coupant le bout de la queue puis en grattant la croûte à mesure qu'elle se reforme. Le porteur décrit le gavage comme "désagréable mais pas douloureux" et affirme que le régime gras et sucré "n'engendre aucune contrainte" pour les animaux. Le projet promet un dosage prédictif qui "permettrait" un meilleur suivi des patients atteints de stéatopathie métabolique, quand les vingt-quatre semaines de régime et les gavages sont, eux, programmés.

Objectifs

L’obésité peut entraîner des complications hépatiques nécessitant une prise en charge thérapeutique des patients. Ces complications sont regroupées sous le terme de NAFLD pour maladie du foie non alcoolique ou plus récemment MASLD pour dysfonction métabolique associées aux maladies du foie gras. La MASLD s’étend de la stéatose isolée et réversible (accumulation de gouttelettes lipidiques dans les hépatocytes) à l’inflammation hépatique ou stéatohépatite (MASH), la fibrose, la cirrhose et le cancer du foie. Si une stéatose qui reste bénigne est observée chez quasiment toutes les personnes obèses, l’évolution de la maladie vers des formes plus sévères n’est observée que chez certains patients. A l’heure actuelle, il n’y a pas de critères fiables permettant de prédire l’évolution de la pathologie chez les patients présentant des lésions précoces. L’impact de l’alimentation dans la MASLD et en particulier des lipides est clairement démontré. Toutefois, là encore tous les patients ayant des dyslipidémies ne développent pas des formes sévères de MASLD. Or, un des biais dans toutes ces analyses est le fait qu’elles soient toujours faites chez l’individu à jeun. Or après un repas, le métabolisme des lipides peut varier transitoirement en fonction de la sensibilité des patients. Basé sur ce concept, une étude clinique a été faite chez l’homme et à prouvé que les lipides modifiés juste après la prise d’un repas et appelés lipides post-prandiaux sont plus délétères chez des patients avec une MASLD avancée qu’avec une simple stéatose. Notre projet consiste à comprendre dans notre modèle murin, l’effet de ces lipides post-prandiaux sur les différentes cellules et organes métaboliques. La compréhension de ces mécanismes à des stades précoces de la maladie est essentielle pour disposer de marqueurs prédictifs de l’évolution des lésions hépatiques et améliorer le suivi des patients.

Bénéfices attendus

Notre projet vise à documenter le rôle des lipides post prandiaux et leur impact sur les différents organes métaboliques au cours du développement de la MASLD. Cette compréhension permettrait de proposer ces dosages de lipides post-prandiaux, ou leurs cibles identifiées par notre étude, pour améliorer la prédiction de l’évolution des lésions hépatiques au cours de la MASLD et assurer un meilleur suivi des patients.

Procédures

220 souris seront soumises à un régime enrichi en graisses et sucre pendant 24 semaines. 360 souris seront soumises à un jeun imposé de 4h. Ce jeun sera effectué 3 fois pour 280 souris et 5 fois pour 80 souris. 280 souris auront 3 gavages par voie orale et 80 souris auront 5 gavages. Le temps de gavage tient entre 20 et 30 secondes. Les 360 souris auront un prélèvement de 6 gouttes de sang en l’espace de 2 heures représentant une quantité inférieure à 100 microlitres de sang.

Impact sur les animaux

Les régimes enrichis en graisses et sucre n’engendrent aucune contrainte pour les animaux. Le jeun imposé de 4h, le matin, correspond à une période digestive. Aucun effet indésirable n’est attendu. Le prélèvement de 6 gouttes de sang en 2 heures au niveau de la queue va engendrer pour les animaux un inconfort modéré pendant et après le prélèvement. On évalue la gêne et la douleur à ce qui se passe lors d’une piqure puis lors « d’un grattage d’une croutte ». Le gavage des animaux vigiles pour éviter une fausse route avec des canules souples minimise les lésions mécaniques. Le geste est désagréable mais pas douloureux. Les injections intra-péritonéales correspondent à la nuisance d’une piqure, le produit injecté n’étant pas agressif.

Devenir

A l’issu des procédures, les souris sont euthanasiés, différents tissus sont prélevés (vésicule biliaire, foie, tissu adipeux, muscle, intestins) afin de réaliser des analyses biochimiques, des analyses de sous types cellulaires ou de l'histologie.

Remplacement

Nous étudions dans notre modèle d’obésité l’impact d’un repas et des conséquences métaboliques qu’il engendre. Les approches expérimentales in vivo permettent d’intégrer les interactions entre alimentation, métabolisme et réponse des organes impliqués dans le métabolisme y compris l’absorption intestinale. L’ensemble de ces mécanismes ne sont pas actuellement accessibles par des techniques in vitro ou par des études in silico. Le seul modèle auquel nous pouvons avoir recours pour étudier les effets sur ces différents organes est donc l’animal.

Réduction

Afin de réduire le nombre d’animaux euthanasiés, nous avons estimé le nombre d’individus à utiliser par groupe sur la base des quelques données disponibles sur les lipides post-prandiaux. Afin d’observer des différences significatives parmi ces lipides nous avons estimé que 8 souris par groupe d’étude étaient nécessaires pour obtenir des résultats significatifs lorsque l’on suit ces lipides 5 fois après le repas et que ce nombre était de 10 souris par groupe si on limitait à l’étude à 3 temps d’étude après le repas.

Raffinement

Nous veillerons à ce que la réalisation de ce projet soit conforme aux exigences de raffinement liées à l’expérimentation animale. Les souris seront hébergées par 4 ou par 5. L’enrichissement sera constitué d’un tunnel en plastique et une quantité de sciure augmentée pour favoriser l’enfouissement. Une surveillance quotidienne des animaux est réalisée. Les souris seront pesées toutes les semaines. La longueur des dents sera vérifiée lors des pesées et coupées avec des ciseaux, si nécessaire. Tout au long des procédures, les souris seront examinées régulièrement pour détecter des signes de de détresse (changements dans la respiration, poil rêche comportement inhabituel, posture voûtée, perte de poids). Le temps de manipulation des souris vigiles sera minimisé au maximum afin de limiter le stress et l’angoisse des souris. Les gavages seront réalisés sur souris vigiles pour éviter les fausses routes et réalisés avec un volume réduit et des canules de gavage fines et courtes bien adaptées au modèle murin et à la taille de l’animal. Les gavages seront réalisés par le même ingénieur, formé à cette technique, tout du long du protocole pour limiter le stress des animaux. Le jeûne imposé de 4h sera le matin, en période digestive avec un libre à un biberon d’eau. Lors du prélèvement des gouttes de sang, la coupure initiale au niveau de la queue sera réduite au minimum (de l’ordre du mm) puis comprimée par une compresse qui arrête le saignement. La récupération des 5 autres gouttes de sang se fera en ‘grattant la croûte’ nouvellement formée. Une compresse sera réappliquée en pression après chaque prélèvement. La surveillance de la bonne cicatrisation au point de prélèvement sera faite dans le cadre de la surveillance quotidienne des animaux. L’injection en intra-péritonéale est réalisée sans application préalable de lidocaïne afin d’éviter le stress de 2 contentions successives.

Choix des espèces

Nous utiliserons des souris car les mécanismes cellulaires développés dans la pathologie sont proches de ceux observés chez l’Homme même si le stade n’évolue pas vers les formes les plus sévères. Le modèle de MASLD chez la souris est bien décrit dans la littérature et c’est un modèle largement utilisé par la communauté scientifique pour étudier cette pathologie. Ce projet vise à étudier le rôle des lipides post-prandiaux au cours de l’obésité chez l’adulte. Des souris adulte, agées de 6 semaines seront utilisées.

36 chats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, puis gardés en vie et remis à disposition d'une autre procédure expérimentale après un repos. Les 18 chats de la première phase reçoivent jusqu'à cinq injections de xylazine ou de dexmédétomidine pour provoquer nausées et vomissements, qui peuvent durer jusqu'à quatre heures, et les 18 autres reçoivent la molécule retenue après un antivomitif, une fois puis jusqu'à cinq fois. Ces molécules peuvent aussi entraîner hypersalivation, dépression respiratoire, ralentissement du cœur et baisse de température, et les chats ne reçoivent qu'un tiers de leur ration avant les injections, pour réduire le volume vomi. Le porteur décrit l'antivomitif comme un produit vétérinaire longue durée en développement, et nomme le maropitant, substance active déjà présente dans un médicament vétérinaire autorisé. Les 18 mêmes chats, répartis en deux groupes de 9, forment selon lui le "nombre d'animaux maximum pour avoir des résultats interprétables" en phase 2, puis le "nombre d'animaux minimal pour avoir des résultats interprétables" en phase 3.

Objectifs

Les objectifs de ce projet sont : - Mise en place d’un modèle de nausées/vomissements en sélectionnant entre deux molécules chez le chat. - Validation du modèle chez le chat afin de provoquer des signes cliniques mesurables, répétables et homogènes entre les animaux et pouvant être inhibés par l’utilisation d’antiémétiques. - D’évaluer l’efficacité chez le chat d’un antiémétique vétérinaire longue durée en cours de développement sur ce modèle induit et de réaliser une pharmacocinétique et une évaluation de la tolérance du site d'injection.

Bénéfices attendus

Le bénéfice de ce projet est de contribuer au développement de nouveaux médicaments vétérinaires antiémétiques suite au modèle de nausées et vomissements mis en place chez le chat. Le développement de ces nouveaux médicaments permettra de prévenir les nausées et vomissements à moyen terme et de pallier aux effets secondaires de certains médicaments. Le vomissement est l’effet secondaire le plus fréquent de différents médicaments en pratique vétérinaire. Ce signe clinique peut limiter l’efficacité des doses administrées et causer une gêne considérable qui diminue le confort et la qualité de vie chez le chat.

Procédures

Toutes les administrations et les prélèvements se feront avec une contention manuelle légère. Phase 1 : Injections intra-musculaires des éléments testés d'une durée inférieur à 10 secondes maximum avec une fréquence d'au moins 7 jours et répétées au maximum 5 fois sur animaux vigiles. Possibles injections de produit réversant les effets des éléments tests en intra-musculaire si besoin. Phase 2 : Injection sous-cutanée de l'anti-vomitif d'une durée de 10 secondes maximum une fois, suivie d'une injection intra-musculaire 22h d'une durée de moins de 10 secondes après de l'élément test sélectionné (en Phase 1) sur animaux vigiles. S'en suivra une période de wash-out d'au moins 15 jours. Phase 3 : Injection sous-cutanée de l'anti-vomitif à tester d'une durée de 10 secondes maximum une fois, suivie d'une injection intra-musculaire d'une durée de moins de 10 secondes de l'élément test sélectionné (en Phase 1) sur animaux vigiles et répétées au maximum 5 fois en respectant une période de wash-out d'au moins 7 jours. Des prélèvements sanguins seront réalisés au niveau des veines jugulaires sur animal vigile, par un personnel expérimenté. Un nombre maximal de 10 prélèvements sur les 24 premières heures puis 1 maximum/jour sur 5 jours. Les sites de prélèvements seront alternés autant que possible. Durée d'un prélèvement inférieur à la minute et de maximum 0.8 mL par prélèvement.

Impact sur les animaux

Un des objectifs de ce projet est l’induction de nausées et vomissements chez le chat. Il est démontré que ces effets sont à durée doses-dépendantes et pouvant aller jusqu’à 4h post-administration. Les effets indésirables pouvant également être observés en fonction de différents éléments tests sont les suivants : - Les deux éléments tests utilisés pour induire ces signes cliniques (Xylazine et la Dexmedetomidine) sont deux agonistes des récepteurs alpha-2 adrénergiques utilisés en première intention pour induire la sédation à doses plus importantes. Ces molécules peuvent inhiber la motilité intestinale normale, une hypersalivation, irritation au site d’injection et provoquer une sédation dose-dépendante pouvant amener à une dépression respiratoire, une bradycardie et une diminution de la température corporelle. - L’anti-émétique, le Maropitant, est une substance active présente dans un produit vétérinaire ayant une AMM. Il a été démontré que les animaux traités peuvent fréquemment présenter une douleur au site d’injection si le produit est stocké à température ambiante qui n’est pas observé s’il est stocké au frigo.

Devenir

Tous les animaux seront gardés en vie à la fin de cette procédure. A l’issue du projet tous les animaux seront disponibles pour une autre procédure expérimentale, suite à un repos suffisant.

Remplacement

Aucune méthode alternative ne permet actuellement de vérifier l’efficacité d’un traitement antivomitif. Ici, le chat représente l’espèce cible pour le développement de cette nouvelle molécule.

Réduction

Pour la phase 1: 18 animaux sont prévus pour choisir la molécule et son bon dosage afin d’induire un modèle nausées/vomissements fiable et répétable. C'est le nombre maximal d'animaux pour choisir la molécule. Pour la phase 2: 18 autres animaux seront prévus. Les 18 animaux seront répartis en 2 groupes de 9. C'est le nombre d'animaux maximum pour avoir des résultats interprétables. Pas d'approche statistique réalisé pour ce projet. Pour la phase 3 : les mêmes 18 animaux de la phase 2 seront inclus. Les 18 chats seront répartis en 2 groupes de 9. C'est le nombre d'animaux minimal pour avoir des résultats interprétables. Pas d'approche statistique réalisé pour ce projet.

Raffinement

Les conditions d’hébergement sont adaptées à l’âge des animaux avec divers enrichissements (jouets suspendus, griffoirs, plateformes et coussins). Pour limiter les quantités de vomissement en volume et l’acidité gastrique, les animaux auront été nourris 30min à dose réduite (1/3 de la ration journalière) avant l’administration des molécules vomitives. Des isolements relatifs (les animaux restent en contact visuel, olfactif et sonore avec leurs congénères) pourront être appliqués au minimum 2h et au maximum quatre heures après l’administration du traitement. Tout sera mis en œuvre pour limiter le stress qui pourrait être induit sur les animaux avec une surveillance accrue des animaux pendant cette période. Un suivi soutenu (plusieurs fois les premières heures) sera mis en place permettant l'observation générale des animaux et la détection précoce d'éventuels effets du produit sur l'animal. Des mesures adaptées seront mises en place pour assurer son bien-être et/ou limiter sa souffrance. Les tests s’arrêteront lorsque les points limites standards seront atteints : - signes de douleur ou de détresse sévères, incompatibles avec la poursuite du test (ex : vomissements très intenses à répétition, douleur abdominale, difficultés respiratoires…) - signe de déshydratation qui nécessite une fluidothérapie. - perte de poids supérieure à 20% du poids total du chat sur une période de 2-4 jours avec dégradation importante de l’état général sans amélioration rapide malgré une supplémentation en aliment humide plus riche. - toute situation qui rend l'animal incapable de se déplacer, de s'alimenter ou de s'abreuver de manière autonome. - choc anaphylactique à une molécule utilisée et associé à des symptômes tels que : dépression, hypothermie (< 37°C) et/ou dyspnée, gonflements. Dans tous les cas, le vétérinaire sera informé dans les plus brefs délais et prendra en charge l’animal concerné avec des soins appropriés et l’animal sera exclu de la procédure expérimentale.

Choix des espèces

Le chat est l’espèce cible pour la mise en place du modèle de nausées et vomissements et pour le développement d’un traitement antivomitif longue durée. Il n’existe pas de méthode de remplacement pour ce type d’évaluation. Chats adultes (>1 an et