Recherche appliquée

Tester deux formulations de gel cicatrisant à deux doses mobilise 40 souris hairless, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une plaie de 6 mm est découpée sur toute l'épaisseur de la peau du flanc gauche de chaque souris sous anesthésie générale, puis traitée et pansée tous les deux jours sous anesthésie jusqu'à cicatrisation complète. Chaque souris reste seule en cage transparente pendant toute l'étude, pour éviter qu'elles ne s'arrachent mutuellement leurs pansements. Le porteur prévoit la mise à mort de celles qui perdent plus de 20 % de leur poids maximal ou 15 % entre deux pesées, comme de celles qui présentent cachexie, vocalises ou convulsions.

Objectifs

L’objectif de notre projet est d’évaluer les effets de 2 nouvelles formulations sous forme liquide formant un gel, administrées par application cutanée locale (voie topique) à 2 doses, sur le processus de cicatrisation sur un modèle de plaies cutanées induites par excision cutanée complète chez la souris. Une plaie cutanée sera réalisée sur le flanc gauche de chaque souris. Les 2 nouvelles formulations seront appliquées tous les 2 jours directement sur les plaies cutanées induites jusqu’à cicatrisation complète de celles-ci. Après cicatrisation complète de leur plaie cutanée, les souris seront euthanasiées avant réalisation d’un prélèvement cutané pour la réalisation d’analyses biologiques.

Bénéfices attendus

La réalisation de ce projet va permettre d’évaluer l’efficacité sur la cicatrisation de 2 nouvelles formulations en cours de développement, formulations ayant montré des effets bénéfiques sur la prolifération cellulaire in vitro. L’évaluation se fera par des observations tous les 2 jours des plaies cutanées avec scorage de différents paramètres, la mesure de leur surface, la détermination du temps nécessaire à la cicatrisation complète, et après cicatrisation complète, par des analyses biologiques de prélèvements cutanés effectués au large de la région d’induction des plaies cutanées. Les données issues de ce projet sont d’un intérêt majeur pour déterminer les effets biologiques sur le processus cicatriciel de ces 2 nouvelles formulations in vivo dans un modèle préclinique avant d’envisager des études cliniques chez l’Homme avec l’une et/ou l’autre des 2 formulations testées.

Procédures

Les souris seront soumises à une procédure chirurgicale pour l’induction des plaies cutanées. Sous anesthésie générale, une plaie cutanée de 6 mm de diamètre sur toute l’épaisseur de la peau sera effectuée sur le flanc gauche de chacune des 40 souris nécessaires à la réalisation de ce projet. Un traitement analgésique des souris sera administré 1 heure avant la chirurgie puis 6 heures après. La chirurgie sera réalisée en 5 minutes environ et ne sera effectuée qu’une seule fois. Les plaies cutanées seront traitées immédiatement après leur induction puis tous les 2 jours jusqu’à cicatrisation complète. Les plaies cutanées seront protégées par un pansement de couverture changé tous les 2 jours sous anesthésie générale et seront observées et scorées lors de chaque change effectué. Chaque retrait du pansement de couverture, observation et traitement des plaies cutanées et mise en place d’un nouveau pansement de couverture seront réalisés en moins de 10 minutes pour chaque souris. Un suivi quotidien des souris sera réalisé pendant toute la durée des expérimentations. Un maintien des souris en cage individuelle sera nécessaire pour éviter qu’elles ne s’arrachent entre elles le pansement de couverture permettant le maintien des traitements appliqués au contact des plaies cutanées et la protection de celles-ci.

Impact sur les animaux

L’induction des plaies cutanées peut engendrer une douleur au cours des premières heures suivant celle-ci. La répétition des anesthésies même de courte durée (moins de 10 minutes), nécessaires afin d’enlever délicatement le pansement de couverture pour observer, photographier puis traiter les plaies cutanées avant de mettre en place un nouveau pansement de couverture, induiront une nuisance pour les souris. D’autre part, un stress dû à la limitation des interactions sociales directes pourra être induit par l’hébergement en cage individuelle transparente des souris, rendu nécessaire tout au long de l’étude pour éviter qu’elles ne s’arrachent entre elles le pansement de couverture permettant le maintien des traitements appliqués au contact des plaies cutanées et la protection de celles-ci.

Devenir

A l’issue de l’unique procédure expérimentale permettant l’induction des plaies cutanées puis le traitement et le suivi de celles-ci jusqu’à leur cicatrisation complète, les souris seront euthanasiées. Un prélèvement cutané sera réalisé au large de la zone d’induction des plaies cutanées pour la réalisation d’analyses qui permettront de caractériser les effets des traitements effectués sur la régénération du tissu cutané.

Remplacement

Le remplacement des expérimentations animales par des méthodes alternatives n’est pas envisageable dans le contexte de ce projet. Il n’est en effet pas possible d’utiliser des modèles in vitro (culture de cellules cutanées) ou ex vivo (explants cutanés) qui ne pourraient pas être maintenus dans un état physiologique pendant une durée prolongée, au moins 2 semaines selon notre expérience du modèle de plaie cutanée utilisé. D’autre part, le processus cicatriciel met en jeu des mécanismes complexes entre différents types cellulaires qu’il est pour le moment impossible à reproduire in vitro ou ex vivo (influence du microenvironnement cutané, processus inflammatoire et immunitaire, formation de nouveaux vaisseaux sanguins fonctionnels…). L’ensemble de ces facteurs complexes ne peut être appréhendé qu’in vivo sur un modèle animal.

Réduction

Nous utiliserons le nombre minimum d’animaux nécessaire à la réalisation de ce projet mais permettant d’obtenir des résultats prédictifs et représentatifs. Ce nombre a été déterminé par un calcul de puissance statistique effectué à l’aide d’un logiciel adapté. Selon ce test de puissance statistique, il est ainsi nécessaire de n’utiliser que 8 animaux avec 1 plaie cutanée par animal (soit 8 plaies cutanées) par groupe expérimental pour mettre en évidence des différences significatives.

Raffinement

Une attention toute particulière sera portée aux animaux lors de l’induction des plaies cutanées (analgésie pré-opératoire, maintien des conditions d’asepsie, maintien de la température corporelle) puis après réalisation de celles-ci (analgésie post-opératoire). Les animaux seront observés quotidiennement tout au long de l’expérimentation, leur poids sera mesuré tous les 2 jours à chaque renouvellement de pansement, et si une perte de poids supérieure à 20% par rapport au poids maximal atteint ou de 15% entre 2 pesées est observée, ou si des signes de toxicité des traitements, d’infection des plaies cutanées ou des modifications du comportement des animaux sont observés (cachexie, vocalises, convulsions…), ceux-ci seront euthanasiés dans des conditions éthiques. Les souris seront placées individuellement dans des cages de taille adaptée dans une animalerie maintenue en cycle de lumière inversé afin d’observer leur comportement avant et après traitement pendant leur phase active. Cela permet de respecter leur horloge biologique (chronobiologie) et d’évaluer l’influence des traitements sur leur activité (chronopharmacologie). Des morceaux de papier absorbants et de papier kraft seront placés dans chaque cage comme dispositif d’enrichissement pour assurer leur bien-être, et seront remplacés lors de chaque change de litière effectué 2 fois par semaine.

Choix des espèces

La souris est l’espèce animale la plus adaptée pour réaliser ce projet en raison de sa taille et de sa facilité de manipulation permettant d’induire des plaies cutanées représentatives des plaies à traiter chez l’Homme, et la souris Hairless est un modèle très utilisé et largement décrit dans la littérature scientifique pour les études dans le domaine de la Dermatologie et plus spécifiquement sur la cicatrisation. De plus, elle présente une structure de la peau relativement proche de celle de l’Homme permettant ainsi une bonne transposition des résultats obtenus. Les animaux seront de jeunes souris âgées de 6 semaines à l’arrivée au laboratoire et de 7 semaines pour le démarrage des expérimentations. Cela correspond à l’âge de souris décrit dans la littérature scientifique pour la réalisation d’études sur la cicatrisation (généralement 6 à 8 semaines), et de souris utilisées lors d’études précédentes menées dans notre laboratoire selon le même protocole expérimental et ayant donné des résultats très intéressants.

Départager trois candidats vaccins contre le cancer du sein triple négatif avant un développement chez l'humain : 46 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour le prélèvement de leurs organes, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune reçoit une injection unique dans le muscle de la patte, puis une prise de sang à l'œil sous anesthésie gazeuse avec collyre anesthésiant. Le porteur écrit qu'un produit ne peut pas passer en clinique sur la seule base de résultats obtenus in vitro et qu'il est donc "obligé" de recourir à un vertébré. Il annonce des points limites précoces et une surveillance de la motricité de la patte injectée, sans préciser ce qui déclencherait l'arrêt de la procédure.

Objectifs

Le développement de vaccins thérapeutiques contre le cancer, ciblant de nouvelles molécules sur les cellules tumorales (antigènes tumoraux), est indispensable afin de répondre à un besoin médical urgent pour les patients qui ne répondent pas aux traitements conventionnels. Un premier vaccin thérapeutique évalué chez la souris a donné des réponses prometteuses, mais il n’est applicable qu’à un nombre de patients restreints. L'objectif de ce projet est de développer un vaccin thérapeutique qui utilise un plus grand nombre de cibles et qui soit efficace sur une plus large population. Trois nouveaux candidats ont été conçus et nous voulons évaluer dans un modèle murin leur capacité à induire une réponse immunitaire spécifique et de comparer ces réponses à celles obtenues avec le 1er candidat vaccin. Le but de cette étude est de sélectionner le candidat le plus efficace pour poursuivre un développement clinique chez l’homme.

Bénéfices attendus

En cas de résultats positif, cette étude permettra La sélection d’un vaccin thérapeutique optimisé validant une nouvelle option thérapeutique pour les patients qui ont épuisé les possibilités de traitement conventionnel.

Procédures

Pour réaliser l’injection intra musculaire des candidats vaccins, la souris est maintenue environ 20 secondes. Une seule injection de 50µL est effectuée par animal. Un prélèvement sanguin sera réalisé sur animaux anesthésiés , l’animal est maintenu immobile environ 50-60 secondes (15 secondes pour l’application de l’anesthésique puis 45 secondes pour le prélèvement). Une prise de température en rectal pourrait être effectuée en cas d’apparition de signes cliniques sur animaux vigiles, la souris serait maintenue en contention environ 40 secondes.

Impact sur les animaux

L’injection dans le muscle de la patte devrait entrainer une douleur temporaire légère. Le prélèvement sanguin au niveau l’œil pourrait entrainer une douleur temporaire ou une gêne pour l’animal. Il sera de ce fait effectué après anesthésie générale et application d’un collyre anesthésiant).

Devenir

A la fin de la procédure, les animaux seront mis à mort afin de prélever certains organes. Ces organes vont permettre d’évaluer les réponses immunitaires induites par les candidats vaccin

Remplacement

Les objectifs de ce projet étant de sélectionner le meilleur candidat d’immunothérapie pour un développement clinique d’un vaccin chez l’homme, il est donc indispensable de respecter les obligations réglementaires, à savoir qu’un produit ne peut pas passer en clinique en se basant uniquement sur des résultats générés in vitro. Ceci implique que l’évaluation de l’efficacité des candidats doit se faire dans un organisme entier. Il n’existe pas de méthode alternative in vitro susceptible d’apporter le même degré d’information pour répondre à ces objectifs. L’utilisation des invertébrées ne semble pas judicieuse en raison d’un système immunitaire très différent de celui d’un vertébré. Nous sommes donc obligés de faire appel à un vertébré communément utilisé pour ce type d’étude, la souris

Réduction

L’utilisation d’un outil statistique permettant de définir le nombre d’animaux nécessaires et suffisant pour démontrer une différence entre les groupes a été utilisée. Par ailleurs, un nombre optimal d’échantillons et de données seront collectés pour chaque souris pour utiliser un nombre minimal d’animaux nécessaire pour répondre à l’ensemble des questions de l’étude.

Raffinement

Les animaux sont acclimatés à minima une semaine au sein de l’animalerie avant le début de la procédure et seront gardés en groupe. Des points limites précoses ont été définis pour cette étude. La motricité des animaux sera surveillée après administration du traitement par voie intramusculaire dans la patte. Le prélèvement sanguin à l’œil se fera sur animaux anesthésiés (anesthésie gazeuse et après application d’un anesthésique local). En cas d’apparition de signes cliniques (, une prise de température sera effectuée. En cas de fièvre, une administration d’un antalgique sera effectuée.

Choix des espèces

Le modèle murin est un bon modèle pour tester les candidats vaccins car son système immunitaire est bien décrit et proche de l’homme. Des souris adultes de plus de 7 semaines seront utilisées afin de travailler sur des animaux ayant un système immunitaire mature. De plus, les réactifs nécessaires sont largement disponibles. Il n’existe donc pas de méthode alternative susceptible d’apporter le même degré d’information. En effet, l’utilisation des invertébrées ne semble pas judicieuse en raison d’un système immunitaire très différent de celui d’un vertébré. Nous sommes donc obligés de faire appel à un vertébré communément utilisé pour ce type d’étude, la souris.

Les 470 souris de ce projet, de la souche NMRI nude athymique, sont immunodéprimées et reçoivent sous anesthésie une greffe de cellules cancéreuses humaines sous la peau du flanc. Elles vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour tester des anticorps couplés à des drogues censés éliminer les cellules tumorales sénescentes. Chacune reçoit ensuite une injection intraveineuse par semaine pendant 2 à 6 semaines, puis une ponction dans le cœur sous anesthésie, et toutes sont tuées à l'issue, une souris portant une tumeur au flanc ne pouvant entrer dans un autre protocole. Le porteur écrit que la greffe et les injections peuvent "engendrer un stress et une douleur", et annonce une surveillance pour que les souris ne subissent "aucune souffrance".

Objectifs

La sénescence est un processus biologique naturel qui intervient en protégeant les cellules contre des stress cellulaires comme le raccourcissement des télomères, les dommages à l’ADN ou encore le stress oxydatif. Durant certains processus naturels, comme par exemple l’embryogénèse, la senescence a un rôle fondamental. Cependant, l’accumulation de ces cellules sénescentes dans l’organisme au cours du temps conduit à l’émergence de pathologies que l’on retrouve majoritairement chez les personnes âgées. Par exemple, les fibroses comme celle du foie, des poumons, des reins ou du coeur, le cancer, les maladies neurodégénératives ou l'arthrose sont des ptahologies directement liées à l’accumulation de ces cellules sénescentes. L'objectif de ce projet est la mise au point de thérapies innovantes capable d'éliminer les cellules senecentes dans les tumeurs.

Bénéfices attendus

Ce projet permet de valider l'efficacité de nouveaux composés dans le traitement du cancer. Ces thérapies ciblées permettent d'éliminer spécifiquement les cellules senescentes tumorales responsables des mécanismes de résistance aux drogues et de la formation des métastases. De plus, le ciblage des cellules senescentes cancéreuses permettra de limiter les effets secondaires associés aux traitements classiques comme la radiothérapie comme par exemple la formation de tissus fibrotique.

Procédures

Les animaux seront greffés en sous-cutané avec des modèles de lignées cellulaire humaines tumorales. Au début du protocole, les souris seront anesthésiés puis des cellules cancéreuses seront implantées sous la peau au niveau du flanc droit. Puis, les animaux se verront injecter différents produits par intraveineuse, une par semaine, durant 2 à 6 semaines consécutives en fonction de la progression des tumeurs. En fin de protocole, les souris seront anesthésiées afin de permettre une ponction intracardiaque puis euthanasiées.

Impact sur les animaux

Plusieurs éléments peuvent nuire au bien être des animaux et engendrer un stress et une douleur notamment lors des greffes sous cutanées des cellules tumorales et lors des injections intraveineuses.

Devenir

Tous les animaux inclus dans le protocole expérimental seront mis à mort soit en fin de procédure. En effet, les animaux présentant une tumeur dans le flanc ne pourront être réutilisés ou inclus dans un autre protocole.

Remplacement

Ce projet a pour but le développement de potentielles thérapies ciblées pour la traitement du cancer. Ces études in vivo font suite à de nombreux résultats in vitro qui nous permettent d'affirmer que nos nouveaux ADC présentent un réel intérêt thérapeutique. Cependant, à ce stade du développement de nos recherches, l'utilisation de modèles complexes, comme des modèles de xénogreffes, est requise pour pouvoir prouver l'efficacité thérapeutique de nos candidats. De plus, pour le développement préclinique de nos ADC, nous devons apporté la preuve d'une efficacité sur des modèles complexes en plus d'étude de pharmacocinétique précise des molécules en développement.

Réduction

Le nombre d'animaux par groupe a été réduit au maximum tout en maintenant la possibilité d'une analyse statistique des résultats. Etand donné que l'originalité de nos ADC, ces expériences n'ont jamais été faites précédemment dans la littérature.

Raffinement

Nous mettrons en place une surveillance adaptée et individuelle des animaux afin de s'assurer que les animaux expérimentaux ne subissent aucune souffrance. L'apparition de signes évocateurs de souffrance, de mal-être comme la prostation, un comportement erratique ou une altération de l'état général de la souris permettra rapidement, en fonction de la gravité des observations, de procéder soit à une prise en charge de l'animal (administration d'un antalgique) soit à la mise à mort de l'animal concerné.

Choix des espèces

La souche NMRI nude athymique sera utilisée dans l'étude de modèles de xénogreffes de cellules humaines cancéreuses en greffées en sous-cutanée. Il s'agit d'un modèle immunodéprimé avec une courbe de poids homogène et couramment utilisée dans la littérature associée à la recherche en oncologie. Ce souche permettra l'évaluation de l'effiacité anti-tumorale de nos candidats médicaments dans des modèles de xénogreffes exprimant les cibles d'intérêts thérapeutiques. Les souris NMRI athymique nude seront âgées de 6-7 semaines lors de la greffe sous-cutanée pour garantir une prise tumorale homogène.

Tués à l'issue au motif du risque lié à un agent pathogène de groupe III, 1 000 hamsters dorés vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacun reçoit le SARS-CoV-2 par voie nasale sous anesthésie gazeuse, puis des traitements ou des vaccins administrés sur animal vigile, et jusqu'à trois prélèvements de sang au sinus rétro-orbital. Le porteur décrit l'infection comme une perte de poids transitoire d'environ 10 %, que l'animal contrôle au bout d'une semaine, et présente le hamster doré comme un modèle des formes non sévères de la COVID-19. La mise à mort de la totalité des animaux est acquise dès le départ, quelle que soit leur récupération.

Objectifs

Depuis fin 2020, la COVID-19 évolue par vagues épidémiques et l’émergence de variants préoccupants de SARS-CoV-2 requiert dans l’urgence de nouvelles données scientifiques. Dans ce contexte, l’apport de la recherche utilisant des espèces animales modèles est essentiel à la gestion de la crise sanitaire. De nouveaux besoins urgents de recherche sont apparus en lien avec l’apparition de formes symptomatiques longues de la maladie et l’émergence des variants préoccupants du SARS-CoV-2. Le présent projet a pour objectifs (i) l’étude de la physiopathologie des infections à SARS-CoV-2 et ses variants et ce, principalement, au niveau de l’épithélium respiratoire du hamster Syrien modèle de la COVID-19, (ii) une meilleure compréhension de la diffusion et de la multiplication du SARS-CoV-2 et ses variants dans les tissus (immunité croisée, transmissibilité, réinfection) et (iii) l’évaluation de vaccins, et d’approches thérapeutiques adaptés à l’évolution épidémiologique des infections à SARS-CoV-2.

Bénéfices attendus

L’étude chez le hamster des infections à SARS-CoV-2 et des stratégies de prévention et/ou de contrôle est déterminante pour l’élaboration de stratégie de lutte contre la pandémie de COVID-19. Ce projet s’inscrit dans une démarche de sciences appliquées au domaine médical en lien avec les déclarations d’intérêt, d’urgence ou de priorité nationale du gouvernement et des organismes publics de recherche.

Procédures

L’inoculation de la souche virale est réalisée par voie nasale sous anesthésie gazeuse. Les traitements (thérapeutiques ou vaccinaux) sont administrés par différentes voies à l’animal vigile par des manipulateurs expérimentés. Ces manipulations durent quelques secondes. Le traitement par voie nasale est administré sous anesthésie. Des analyses sérologiques seront réalisées au cours des essais vaccinaux. Les prélèvements sanguins nécessaires pour ces analyses seront réalisés au sinus rétro-orbital sur animal anesthésié avec ajout d’un collyre anesthésique. Ces prélèvements effectués par un manipulateur expérimenté durent quelques secondes. Un maximum de 3 prélèvements sanguins sont prévus sur les animaux sur toute la durée du protocole.

Impact sur les animaux

Dans les conditions expérimentales les plus défavorables, l’infection du hamster doré par le SARS-CoV-2 se traduit par une perte de poids transitoire d’environ 10%. L’animal infecté contrôle l’expression pulmonaire de la maladie au bout du septième jour de l’infection et retrouve son poids d’origine vers le 10ème jour.

Devenir

La mise à mort des animaux est requise au regard de la gestion du risque d’exposition de l’agent pathogène de groupe III utilisé dans cette procédure.

Remplacement

L’étude de la physiopathologie de l’infection et de l’efficacité vaccinale ne peut être menée sans avoir recours à l’administration de l’agent pathogène à l’animal vivant. En revanche, les stratégies thérapeutiques sont validées préalablement sur des modèles d’infection utilisant des lignées cellulaires appropriées. L’effet du traitement antiviral sur la multiplication du SARS-CoV-2 ainsi que son innocuité sont ainsi entérinés par des analyses in vitro. Les essais vaccinaux et thérapeutiques sont ensuite réalisés chez l’animal dans les meilleures conditions possibles afin d’évaluer l’efficacité du traitement.

Réduction

Les modèles d’infection à SARS-CoV-2 chez le hamster sont maîtrisés depuis 2020 au laboratoire. Nous disposons d’un protocole d’administration de souches virales présentant des conditions de répétabilité et reproductibilité satisfaisantes qui nous permettent de réduire nos études à des groupes de 6 animaux pour atteindre une significativité statistique.

Raffinement

Nous nous sommes employés à définir les conditions optimales d’hébergement des hamsters dorés. L’observation du comportement du hamster, d’une part, et l’adaptation des méthodes d’anesthésie, de contention et des gestes techniques à l’animal, d’autre part, garantissent une bonne prise en compte du principe de raffinement : enrichissement et habituation de l’animal à la manipulation une semaine avant les expérimentations. Les hamsters sont hébergés par deux dans des portoirs ventilés, avec à leur disposition du matériel de nidification (coton), des tunnels et des maisonnettes en carton ainsi que des bûchettes de bois à ronger. Une grille de points limites est établie afin de limiter la douleur des animaux.

Choix des espèces

Le hamster doré est naturellement sensible aux infections à SARS-CoV-2, quel que soit le variant, et représente un modèle de choix pour étudier les formes non sévères de la COVID-19. Ce modèle restitue naturellement la physiopathologie humaine de la COVID-19. Les signes cliniques sont transitoires (perte de poids modérée et hyposmie/anosmie), l’animal contrôlant naturellement l’infection au bout d’une semaine. Les animaux utilisés seront de jeunes adultes mâles ou femelles. Ils sont sensibles à l’infection SARS-CoV-2 et ne développent pas de symptômes graves.

Une trentaine d'études d'efficacité sur des candidats médicaments contre l'eczéma : 1 150 souris et 1 150 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le dos rasé, ils reçoivent un extrait d'acariens appliqué ou injecté dans la peau jusqu'à neuf fois en trois semaines, puis le produit à tester tous les jours. Pour mesurer le grattage, chaque animal est isolé jusqu'à cinq heures dans une enceinte, et jusqu'à sept prises de sang sont pratiquées en trois semaines, la dernière suivie d'une mise à mort sans réveil. Le porteur justifie le recours aux rongeurs par l'impossibilité de faire apparaître un comportement de grattage in vitro, et annonce des traitements "sans effets secondaires majeurs" pour les patients.

Objectifs

La dermatite atopique, ou eczéma atopique, est une maladie inflammatoire chronique de la peau, fréquente chez les nourrissons et les enfants, qui se caractérise par des démangeaisons, une sécheresse de la peau, un érythème et une peau épaisse causés par une perturbation immunitaire, des défauts génétiques et des facteurs environnementaux. En médecine humaine, on estime jusqu'à 20 % des personnes souffrant de dermatite atopique . La sècheresse de la peau, son irritabilité et son hyperréactivité s'expliquent par une diminution des graisses à la surface cutanée. Les patients dits atopiques sont génétiquement prédisposés (terrain familial). Leur système immunitaire est très réactif et leur peau présente une anomalie de perméabilité. Les allergènes environnementaux (poussières, pollens…), normalement bien tolérés, vont alors pouvoir pénétrer plus profondément dans l'épiderme et stimuler de façon excessive le système de défense immunitaire. En particulier, une altération de la barrière cutanée entraîne une sensibilité élevée aux allergènes aériens atopiques, y compris les acariens . Les acariens constituent un vecteur non seulement de protéines allergènes, mais aussi d'adjuvants microbiens qui peuvent tous deux conduire à l'allergie. Dans la dermatite atopique, les lésions liées au grattage (conséquences des démangeaisons), peuvent être responsables de surinfection bactérienne (ex : staphylocoque doré) ou virale (ex : virus de l'herpès) dont les conséquences sur l’état général peuvent être plus ou moins importantes. Le projet concerne des tests d'évaluation de réactions cutanées, de comportements de grattage chez le rongeur. Le modèle de dermatite atopique (induit par des extraits d’acarien) décrit dans ce projet cible l'évaluation des effets de substances dans le cadre de développement préclinique de produits pharmaceutiques. Le modèle est mis en place et utilisé afin de tester l'efficacité de médicaments à lutter contre les conséquences directes ou aggravantes (comportement de grattage) de l’allergie aux acariens.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra l'évaluation de nouveaux traitements nécessaires pour améliorer la prise en charge et la qualité de vie des patients, car les traitements actuels présentent des effets secondaires qui peuvent être importants. Par exemple, même si les corticoïdes, appliqués par voie topique ou orale, sont fréquemment utilisés pour traiter de nombreuses affections cutanées, ces derniers ne restaurent pas la barrière que constitue l’épiderme. Leur utilisation est de plus fréquemment accompagnée d’une immunosuppression, ce qui a pour conséquence de prolonger leur utilisation à des doses fortes entrainant ainsi de nombreux effets secondaires (atrophie de la peau, augmentation du risque d’infection). Pour ces raisons, de nouveaux traitements, sans effets secondaires majeurs, sont en développement.

Procédures

Les animaux seront rasés au niveau du dos. 2-3 fois par semaines et pendant environ 3 semaines (soit en 9 occasions maximum), un extrait d’acariens est appliqué ou injecté au niveau de la peau. Cette procédure ne dure que quelques minutes et est réalisée sous anesthésie gazeuse si nécessaire. Les administrations d’éléments d’essai pourront être réalisées tous les jours pendant la durée de l’étude (environ 1 minute par administration). Avant la première application de l’extrait d’acariens, puis à différents jours jusqu'au lendemain de la dernière application, l’épaisseur des oreilles est mesurée et la peau est observée. Cette procédure ne dure que quelques minutes et est réalisée sous anesthésie gazeuse si nécessaire. Les animaux sont placés individuellement dans une enceinte pour évaluer le comportement de grattage, généralement en une occasion et pendant 5 heures maximum. Les jours qui précédent cette évaluation, une ou plusieurs phases d’habituation à l’enceinte d’environ 1 heure sont mises en place. Des prélèvements de sang pourront être réalisés sous anesthésie gazeuse, procédure d’une durée de quelques minutes (7 prélèvements maximum en 3 semaines). Si le prélèvement est effectué en fin d’étude, les animaux sont immédiatement euthanasiés (sans retour à l’état conscient).

Impact sur les animaux

Les phases d’induction de l’anesthésie et de réveil (nécessaires pour la réalisation des administrations, des prélèvements sanguins et des évaluations le cas échéant), tout comme les phases de contentions nécessaires aux administrations substances (produit test) ou d’isolement (évaluation du comportement de grattage, généralement 2 à 5 heures) peuvent être source de stress ou d’inconfort pour l’animal. Des démangeaisons pourraient apparaitre au niveau du site d'application des extraits d'acariens.

Devenir

Dans la procédure, les animaux sont euthanasiés, les prélèvements de peau/oreilles et de sang (pour analyses) ne permettant pas le réveil et le maintien en vie.

Remplacement

Dans le cadre du développement des médicaments testés, des tests in vitro, ont déjà eu lieu avant l'utilisation de l'animal. Ceux-ci constituent un point de départ permettant de générer des données préliminaires et d’effectuer un tri moléculaire pour ne retenir que les molécules présentant une certaine efficacité. Bien que ces tests permettent une réduction significative du nombre de substances à tester (et donc du nombre d’animaux), ils ne reflètent pas la complexité de l’environnement biologique, du système endocrinien et immunologique chez l’Homme, ou l’apparition d’un comportement de grattage. De même, il n'est pas possible de prédire les effets secondaires des substances utilisées. Ainsi, les modèles d'animaux restent indispensables pour valider et optimiser de nouvelles thérapies pour leur utilisation en toute sécurité chez l'Homme.

Réduction

Les mesures de réduction s'intégrant à la règle des 3Rs vont consister à utiliser le plus petit nombre d’animaux possible pour chaque étude permettant d'obtenir des données suffisantes pour interpréter les résultats de façon correcte et d’éviter ainsi une répétition inutile des études. Le nombre d’animaux utilisés pour chaque étude sera optimisé de façon à intégrer dans une même expérience la relation dose-effet et la comparaison par rapport à un groupe contrôle négatif et éventuellement à un contrôle positif (substance de référence ou de comparaison) si cela s'avère pertinent. Selon les données de la littérature, il est estimé qu’un effectif de 8-10 animaux en standard par groupe (nombre d'animaux et groupes variables, selon l’objectif de l’étude) sera nécessaire pour atteindre une sensibilité correcte du test. Une étude comprendra en général 4 groupes et une trentaine d'études sont anticipées. L'analyse statistique prévue repose sur des tests paramétriques adaptés aux objectifs de l'étude. Par ailleurs, des prélèvements terminaux (tissus, organes, sang) peuvent être ajoutés en fin de procédure pour éviter une répétition inutile de l'étude.

Raffinement

Dans le cadre du projet, les mesures de raffinement qui s'intègrent dans la règle des 3Rs, vont consister en un suivi des points limites permettant de d'euthanasier tout animal présentant des signes de douleur, de souffrance ou d'angoisse (incluant une surveillance de l'aspect général, un suivi de poids). De plus, les animaux sont manipulés fréquemment par des techniciens formés et attentifs et suivis par le vétérinaire. Il est également mis en place un enrichissement complet dans leur hébergement, sous la forme de jouets, litière, objets de nidification, objets à ronger ou mastiquer, présence de congénères.... En cas de doute, une évaluation approfondie sera réalisée quotidiennement jusqu'au retour aux paramètres physiologiques normaux ou attendus ou jusqu’à atteinte des points limites. Tous les points limites et leur cotation sont décrits dans un formulaire interne. Cette observation faite par du personnel formé inclut une surveillance de l'aspect général, l’aspect du pelage, des yeux, la posture, les réactions de l’animal sous stimulation, la respiration, l’appétit, l’état d’hydratation, les tremblements ou convulsions… Une évaluation interne impliquant la cellule de bien-être animal pourra permettre de réévaluer et d’adapter à postériori la catégorie si nécessaire. Prises dans leur ensemble, ces mesures tendent à limiter la variabilité des données.

Choix des espèces

Aujourd’hui encore, les rongeurs (souris et rats) demeurent essentiels pour étudier la dermatite atopique, comprendre les mécanismes moléculaires de la pathogenèse de cette affection cutanée et étudier l'efficacité de nouveaux traitements. Tous les animaux seront utilisés après 4 semaines de développement (après sevrage) que ce soient des rats ou des souris conformément à la bibliographie scientifique.