Diagnostic des maladies
- Alimentation animale
- Autres troubles humains
- Bien-être animal
- Cancers
- Maladies animales
- Maladies des plantes
- Maladies infectieuses
- Toxicologie (hors obligations réglementaires)
- Troubles cardiaques
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Troubles respiratoires
- Troubles sensoriels
- Troubles urogénitaux
Evaluation d’une nouvelle formulation d’un agent de contraste en échographie dans le cadre du diagnostic de tumeur dans le foie
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
24 lapins vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, et les 12 qui reçoivent une greffe de tumeur dans le foie seront tués à l'issue. Chez ces derniers, une incision de 3 cm en haut de l'abdomen permet de placer deux ou trois fragments de tumeur dans le foie, puis tous les lapins subissent jusqu'à quatre anesthésies d'une heure à deux heures trente pour recevoir trois formulations d'un agent de contraste échographique et le produit de référence. Le fabricant de ce produit, autorisé surtout en Asie, veut une version prête à l'emploi pour lever un frein à sa mise sur le marché en Europe. Le porteur affirme que "l'animal en entier est essentiel" pour suivre la diffusion du produit, après une mise au point faite sur un cadavre issu d'un autre projet. Les 12 lapins sans tumeur seront réutilisés dans un autre projet s'il s'en présente un au même moment, ou sinon replacés par l'association White Rabbit.
Objectifs
Les agents de contraste sont des produits injectés par voie veineuse lors d’un examen échographique afin d’améliorer le contraste entre les différents tissus. Le principe est basé sur la présence de microbulles gazeuses à l’intérieur du produit qui vont augmenter le contraste échographique lors de leur passage. Un agent de contraste autorisé surtout en Asie présente un taux de détection des tumeurs du foie très important. Cependant, il n’est pas autorisé en Europe car il doit être préparé avant injection (ajout d’un liquide dans les bulles déshydratées). Ce processus est contraignant en clinique et une fois reconstitué, le produit ne reste stable que 2 heures maximum et doit donc être utilisé rapidement. Enfin, le process de fabrication implique une étape de lyophilisation qui est extrêmement polluante (émission d’un gaz à effet de serre). C’est pourquoi le fabricant souhaite à présent développer une nouvelle formulation du produit qui soit prête à l’emploi, sans passer par une étape de lyophilisation. Trois formulations potentielles sont disponibles et doivent à présent être testées dans un organisme vivant afin de finaliser la validation du produit prêt à l’emploi. L’objectif de cette étude est 1) de sélectionner parmi les 3 candidats celui qui a le meilleur potentiel et 2) de comparer ce candidat final au produit de référence afin de valider qu’il présente bien les mêmes caractéristiques biologiques.
Bénéfices attendus
Ce produit de contraste est très reconnu dans les pays où il est autorisé dans le cadre du diagnostic des tumeurs hépatiques. Cependant, le fait qu’il soit à reconstituer et que sa production génère un gaz à effet de serre est un frein à sa mise sur le marché en Europe notamment. Si une des formulations prêtes à l’emploi s’avère être aussi performante que la formulation d’origine, il sera un outil supplémentaire en diagnostic des tumeurs hépatiques.
Procédures
La moitié des animaux subiront une petite incision de 3 cm en haut de l’abdomen pour placer 2 ou 3 fragments de tumeurs dans le foie puis l’ouverture sera suturée (muscle puis peau). Cette intervention durera environ 20 min. Les animaux seront anesthésiés 4 fois maximum (une contention de 10 secondes et une injection dans les muscles du dos). Les anesthésies dureront entre 1h et 2h30. Les animaux seront pesées 2 fois par semaines.
Impact sur les animaux
Les nuisances/effets indésirables sur l’animal sont principalement marqués par : * Stress lors des contentions pour les prémédications avec douleur lors de l’injection * nuisances liées à la chirurgie : - douleur possible au niveau de la zone chirurgicale * nuisances liées au suivi : - pesée et examen clinique deux fois par semaine (stress).
Devenir
12 animaux seront réutilisés dans un autre projet si un autre projet nécessite des lapins au même moment ou ils seront replacés par l’association White Rabbit. Les 12 autres animaux seront mis à mort car ils auront des tumeurs dans le foie.
Remplacement
Une phase de mise au point a été réalisée sur cadavre issu d’un autre projet. L’évaluation du produit de contraste passant par le temps de diffusion, l’animal en entier est essentiel pour voir le comportement du produit à travers l’organe cible après avoir circulé dans la circulation générale. Une modélisation pourrait être créée mais il n’existe pas suffisamment de données à l’heure actuelle (une seule publication trouvée avec la même méthode de mesure).
Réduction
Le fait que le lapin soit son propre contrôle (il recevra toutes les formulations) permet de réduire de moitié le nombre d’animaux. Les mesures seront répétées 2 ou 3 fois par animal et ces données seront moyennées ce qui permettra de réduire l’effet de la variabilité intra individuelle (fréquence cardiaque, température centrale...). Une méthode statistique a permis de calculer le nombre d’animaux nécessaire.
Raffinement
Les animaux seront réchauffés et monitorés pendant les anesthésies. Les animaux seront hébergés par deux ou trois. Si les animaux sont incompatibles, ils bénéficieront de temps dans un espace de « jeux » plus grand que leur cage comportant cabane, tunnel, hamac... Ces temps de 30 min maximum, permettent aux animaux d’exprimer leur comportement de curiosité. Les animaux sont habitués aux techniciens par des temps d’échanges et distribution de friandises. L’état des animaux est évalué par un score basé sur la position des oreilles, l’aspect du poil et l’alimentation. 12 animaux seront replacés s’ils ne peuvent pas être réutilisés sur le champ dans un autre projet.
Choix des espèces
Le lapin est l’animal le plus petit permettant d’utiliser le matériel d’échographie humaine. De plus le lapin est le seul gros animal pour lequel on dispose d’un modèle tumoral permettant de tester les formulations dans le contexte dans lequel elles seront utilisées. L’ expertise sur la pousse tumorale est sur le lapin jeune adulte, c’est pourquoi ce stade de développement est choisi.
Traitement pharmacologique d’un modèle murin d’Ataxie cérébelleuse récessive.
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
160 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Génétiquement modifiées pour reproduire une ataxie cérébelleuse humaine, elles subissent un génotypage puis des tests comportementaux répétés, dont un passage dans un bassin de nage à 27 degrés, pour évaluer un composé pharmacologique avant et après l'apparition des symptômes. Le porteur indique une fatigue musculaire de courte durée et un stress liés aux tests, et suit les animaux sur plusieurs mois avant une mise à mort pour prélèvement de tissus. Il affirme que sa lignée avec délétion du gène est le "seul" modèle animal reproduisant la maladie.
Objectifs
Ce projet vise à étudier une ataxie cérébelleuse d’origine génétique qui se manifeste chez les patients par une ataxie cérébelleuse avec une évolution lente et progressive pouvant être associée à une intolérance à l’exercice, un retard mental faible à modéré, des crises d’épilepsie et des pseudo-épisodes vasculaires cérébraux. Le laboratoire a developpé un modèle de souris avec délétion totale du gène qui reproduit la pathologie humaine. Ainsi, l’objectif de ce projet est de tester sur ce modèle l’efficacité d’un composé pharmacologique dans deux approches pré- et post-symptomatiques.
Bénéfices attendus
Le bénéfice de ce projet est de mettre en place des essais pré-cliniques qui, s’ils s’avèrent concluants, déboucheront sur un transfert de ces essais vers la clinique dans le but de traiter les patients atteints de cette ataxie dégénérative.
Procédures
Ce projet comprend : - Une étape d’identification et génotypage des animaux qui aura lieu une fois entre l’âge de 2 et 3 semaines. - Une étape incluant des tests comportementaux sera réalisée sur les animaux vigiles. La durée de ces tests est comprise entre 30 secondes et 5 minutes.
Impact sur les animaux
Procédure avec degré de gravité modérée : Les animaux peuvent avoir une fatigue musculaire de courte période, seront mouillées après passage dans un bassin de nage à 27°C. Pourront avoir un stress lié aux tests comportementaux.
Devenir
Dans ce projet, les animaux qui seront etudiés à différents âges seront replacés dans leur cage entre chaque série de tests afin d’assurer l’étude longitudinale sur un même lot d’animaux. A la toute fin des études, les animaux seront mis à mort pour prelevement de tissus.
Remplacement
En parallèle de la création d’un modèle animal de la maladie, les alternatives non-animales (in vitro) ont été utilisées en première intention par notre équipe pour étudier les mécanismes pathologiques. Nous venons de démontrer l’efficacité du traitement proposé dans ce projet à l’aide d’une autre approche in vitro. Ces approches ne peuvent remplacer l’utilisation d’animaux et l’appréciation globale du bénéfice du traitement chez le modèle animal de la maladie car ce n'est que le reflet d'un seul type cellulaire, or la maladie impacte plusieurs organes (cervelet, muscles). La création du modèle animal et son étude in vivo permettra de définir les conditions optimales de transfert du traitement chez le malade. La souris avec délétion du gène que nous avons développé est le seul modèle animal reproduisant la maladie et permettant d’apprécier l’efficacité de traitements pharmacologiques.
Réduction
Toutes les procédures sont conçues pour diminuer le nombre d’animaux utilisés, tout en tenant compte du nombre minimum nécessaire pour appliquer les tests statistiques adaptés. Les travaux de notre équipe et les données préliminaires nous permettent d’estimer le nombre de souris pour avoir une valeur statistique suffisante (10 souris par condition pour les différentes analyses). Afin de réduire au maximum le nombre d’animaux, autant que possible, nous effectuerons une étude sur un même lot d’animaux à différents âges et les mêmes animaux seront utilisés pour réaliser les différentes analyses.
Raffinement
Les animaux seront maintenus dans les conditions standard d’hébergement et l’environnement sera enrichi (igloo polycarbonate, rouleau de cellulose,...). Tout au long des procédures, un suivi régulier des animaux sera réalisé (une à deux fois par semaine). Il nous permettra de s’assurer du bon vieillissement des animaux au fil des mois. Ce suivi est basé sur la mise en place de points limites et méthodes de prise en charge d’éventuel stress et douleur spécifiques à notre projet. Certains prélèvements impliquent une mise à mort sous anesthésie générale et une fixation des tissus.
Choix des espèces
Avec 98% d’identité protéique avec l’Homme, la souris est l'espèce de choix pour générer des modèles de maladies humaines. Son anatomie, sa physiologie et la génétique sont bien connues. Les méthodes pour la manipulation génétique de ces animaux sont les plus développées. La nécessité d'utiliser des souris génétiquement modifiée est liée à l'absence de modèle mammifère naturel correspondant à la maladie humaine. Par ailleurs, nos données de l’étude du modèle murin avec délétion totale du gène montrent que ce modèle reproduit les caractéristiques pathologiques necessaires pour tester des solutions thérapeutiques. Les souris étudiées dans le cadre d’une administration pré-symtomatique de l’agent pharmacologique seront étudiées de l’âge de 1 mois à l’âge de 6 mois. Les souris étudiées dans le cadre d’une administration post-symtomatique de l’agent pharmacologique seront étudiées de l’âge de 4 mois à l’âge de 14 mois.
Suivi par échographie cérébrale ultrarésolutive des anomalies de perfusion microvasculaires dans les suites d’une hémorragie sous arachnoïdienne chez la souris
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Système nerveux
190 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance majoritairement sévère. On leur fixe un cadre métallique sur le crâne puis on injecte du sang dans leur liquide cérébrospinal pour provoquer une hémorragie méningée, avant des échographies quotidiennes et des tests moteurs de marche, de grimpe sur plan incliné et d'analyse vidéo de la démarche. Le porteur indique que le modèle peut entraîner douleurs, céphalées, paralysie des membres et troubles engageant le pronostic vital, et justifie la mise à mort pour ne pas prolonger ces atteintes. Il affirme que seule l'étude chez l'animal éveillé permet de relier l'ischémie visualisée aux déficits cliniques.
Objectifs
L’hémorragie méningée est une forme d’accident vasculaire cérébral entraînant la mort (30% des patients atteints) ou des séquelles neurologiques (35% des survivants). Ces séquelles sont principalement causées par l’ischémie cérébrale retardée, apparaissant dans les 7 à 21 jours après l’hémorragie initiale et provoquant des zones d’ischémie avec mort des cellules cérébrales. Les mécanismes impliqués dans l’apparition de cette complication sont très mal connus actuellement parce qu’il n’y a actuellement aucun moyen de prédire ou visualiser son apparition. Ce qui fait également qu’aucun traitement préventif ou curatif n’existe à ce jour. L’échographie cérébrale ultrarésolutive pourrait permettre de visualiser l’apparition de cette complication grâce à sa meilleure résolution permettant de visualiser si le sang présent dans le cerveau circule dans les vaisseaux ou pas . Notre projet de recherche propose donc de suivre l’évolution de cette circulation de sang par échographie cérébrale chez des souris chez lesquelles nous provoquons une hémorragie méningée en injectant du sang dans le liquide dans lequel baigne le cerveau. Pour respecter la définition de l’ischémie cérébrale retardée, nous devrons suivre pendant 10 jours l’apparition de troubles de conscience ou de paralysie des membres supérieurs ou inférieurs en parallèle des séances d’échographie cérébrale.
Bénéfices attendus
Premièrement, ce projet permettrait de préciser la pathophysiologie et la cinétique d’apparition des différents mécanismes mis en jeu dans l’ischémie cérébrale retardée. Cette complication reste fréquente, atteint une population jeune (de 30 à 60 ans) et est responsable de lourdes séquelles motrices et psychiatriques. Visualiser l’apparition de l’ischémie cérébrale retardée serait primordiale avant de pouvoir envisager l’étude de traitements préventifs ou curatifs. Deuxièmement, nous pourrions valider l’utilisation d’une technique d’imagerie cérébrale non invasive très prometteuse et plus facilement accessible pour le suivi quotidien au lit du patient que l’imagerie par résonance magnétique. Cette dernière reste la technique de référence d’imagerie cérébrale, mais nécessite le transport de patients graves en dehors des services de réanimation pour pouvoir réaliser les imageries. Troisièmement, cette technique d’imagerie pourrait avoir un intérêt dans de nombreuses autres situations pathologiques dans lesquelles des anomalies de la microvascularisation des organes semblent impliquées.
Procédures
Les différentes interventions dans ce projet sont : La pose d’un cadre métallique sur le crâne des animaux anesthésiés permettant de maintenir la sonde d’échographie lors des séances d’acquisitions. La procédure ne sera réalisée qu’une seule fois pour tous les animaux et dure en moyenne 60 minutes. La réalisation de ponction du liquide cérébrospinal puis injection de sang, sérum salé isotonique ou bleu de méthylène dans le cerveau des animaux anesthésiés selon le groupe attribué pour simuler une hémorragie cérébrale. La procédure ne sera réalisée qu’une seule fois pour chaque animal et dure en moyenne 20 minutes. La réalisation d’une ponction de sang artériel. Cette procédure est réalisée une seule fois uniquement chez les animaux du groupe expérimental et dure 5 minutes en moyenne. Les évaluations fonctionnelles (test de marche, test de grimpe sur plan incliné...) chez des animaux éveillés. Cette procédure est réalisée quotidiennement chez tous les animaux et dure en moyenne 20 minutes. Les évaluations comportementales par système d’analyse vidéo de la démarche qui permet d’évaluer les problèmes et variations de la locomotion. Cette procédure est réalisée quotidiennement chez tous les animaux et dure en moyenne 20 minutes. La réalisation d’échographies répétées avec pose de la sonde d’échographie dans le cadre métallique précédemment installé chez des animaux éveillés. Cette procédure est réalisée quotidiennement chez tous les animaux éveillés. Leur tête sera immobilisée, mais leurs mouvements ne seront pas entravés. Cette procédure dure en moyenne 30 minutes. La réalisation d’échographie cérébrale sous anesthésie générale. Cette procédure est réalisée 4 fois pour chaque animal et dure 30 minutes. L’injection d’un produit de contraste. Cette procédure sera réalisée à 4 reprises dans le groupe expérimental chez des animaux sous anesthésie générale et dure en moyenne 30 minutes.
Impact sur les animaux
Plusieurs effets indésirables sont à prévoir des suites des différentes interventions sur les animaux : Les différentes interventions chirurgicales peuvent donner lieu à des douleurs post opératoires localisées et être sources de complications (infection post-opératoire par exemple). En particulier des douleurs aux points de fixation du cadre ainsi que des céphalées importantes. Nous nous attendons par ailleurs à observer des troubles de la vigilance et des anomalies mettant en jeu le pronostic vital comme des troubles du rythme cardiaque ou des anomalies de la ventilation suite à l’augmentation de la pression intracrânienne causée par notre modèle. De plus, nous nous attendons à observer l’apparition de troubles moteur et/ou fonctionnels dans les jours suivant l’induction (paralysie partielle ou complète du membre inférieur ou supérieur, troubles de la vigilance ou baisse de l’activité habituelle). Les souris seront amenées à subir un certain stress dû à leur manipulation tout au long des expériences, bien que la durée de manipulation soit progressivement échelonnée. De plus, le maintien des souris dans nos appareils de mesures pourra aussi être une source d’inconfort, au même titre que la présence du cadre métallique sur leurs têtes, qui peuvent limiter certains mouvements. Enfin, la répétition d’anesthésie générale peut entraîner des troubles du rythme circadien et des comportements anormaux.
Devenir
Les animaux seront mis à mort à l’issue des expérimentations, notre modèle pouvant être cause de douleurs et de handicaps sévère, l’euthanasie des animaux permetra de ne pas les prolonger.
Remplacement
Pour pouvoir transposer notre étude à la pratique médicale humaine, il est essentiel de vérifier que les zones d’ischémie cérébrale visualisées sur l’échographie sont responsables de l’apparition de déficits cliniques. Ceci ne peut être réalisé qu’avec un modèle animal et chez des animaux éveillés pour pouvoir évaluer l’atteinte fonctionnelle. De plus, il n’existe actuellement pas de méthode alternative pour étudier le cerveau dans sa globalité.
Réduction
Pour l’induction de l’hémorragie sous arachnoïdienne, nos calculs de nombre d’animaux (185 animaux dont 40 contrôles) se basent sur des estimations de puissance statistiques ainsi que la littérature afin de s’assurer que nous avons un nombre suffisant d’animaux pour pouvoir produire des résultats statistiquement significatifs. Nous prenons en compte la mortalité des animaux ainsi que l’incidence limitée (30%) de l’Ischémie Cérébrale Retardée. Nous comptons raffiner ces estimations à priori en calculant pendant nos expériences des valeurs plus précises de taille d’effet et de déviation standard pour obtenir une estimation plus précise du nombre d’animaux nécessaire. S’il s’avère que nous avons besoin de moins d’animaux que prévus, nous stopperons les expérimentations. La définition de points limites quant à la qualité d’imagerie des animaux nous permet par ailleurs de limiter les inductions de Hémorragie sous Arachnoïdienne aux seuls animaux dont le signal est exploitable.
Raffinement
La réalisation de la chirurgie pour pose de la cage crânienne et de l’induction de l’hémorragie cérébrale seront réalisées sous anesthésie générale avec analgésie multimodale pré et post-opératoire. Les séances d'imagerie seront réalisées sur animal vigile dont la tête sera immobilisée mais dont le mouvement des pattes ne sera pas entravé L’utilisation d’une cage en fibre de carbone extrêmement légère, reposant sur un flux d’air laminaire (causant l’absence de friction) permet en effet à l’animal de faire bouger la cage lorsqu’il tente de bouger. Ainsi bien que l’animal ne bouge pas par rapport à la sonde d’imagerie, de son point de vue le déplacement est similaire à celui qu’il aurait effectué sans être fixé. Ceci permet de se rapprocher d’une situation normale et de réduire le stress de l’animal pendant la séance. De plus, des séances d'habituation seront effectuées au préalable pour réduire encore plus ce stress et introduire progressivement les animaux dans la machine nécessaire à l’acquisition de l’imagerie. Les souris seront observées plusieurs fois par jour et une grille précise d’évaluation des points limites sera utilisée. Tout signe de douleur, souffrance, angoisse ou stress chez les animaux sera soulagé avec des analgésiques. Les souris seront hébergées dans des cages de 5 animaux enrichies.
Choix des espèces
Des études antérieures existent montrant que l’ischémie cérébrale retardée existe bien chez des souris avec une apparition dans les 3 à 10 jours après une hémorragie cérébrale et l’apparition de déficits cliniques dans les 7 à 10 jours. La souris est donc un modèle convenable pour l’étude préclinique de l’ischémie cérébrale retardée, car elle présente des caractéristiques semblables à ce que l’on observe chez l’homme. La méthode d’imagerie que nous utilisons est particulièrement adaptée à la souris car l’épaisseur de son crâne est très faible et permet de réaliser les séances d’imageries sans avoir recours à des agents de contraste dont l’injection nécessite une anesthésie. Cette méthode d'imagerie éveillée n'existe aujourd'hui que chez la souris. Les imageries éveillées permettent de s’affranchir des effets sur le métabolisme de l’anesthésie, et de mesurer par l’activité de la souris des paramètres comportementaux supplémentaires. Le stade de développement des animaux est de 8 à 10 semaines. Nous effectuons notre modèle sur des jeunes adultes afin de pouvoir comparer les données de cette étude avec la majorité des données déjà disponibles sur les modèles d’hémorragie cérébrales.
ETUDE D’IMMUNISATION SUR SOURIS
- Production de routine
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Tests réglementaires
7 500 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent des injections répétées d'antigènes, parfois adjuvés, et subissent des prélèvements sanguins répétés jusqu'à quatre par jour, pour environ cinquante études d'immunisation par an. Le prélèvement final, mortel, récupère un volume important de sang. Le porteur affirme qu'une immunisation in vivo reste "nécessaire" dans certains cas et indique avoir réduit d'environ 20 % le nombre d'animaux par rapport au projet précédent.
Objectifs
L’objectif des protocoles d’immunisations sont utilisés à des fins scientifiques et médicales. Les applications pour leur utilisation peuvent être diverses comme par exemple : Fabrication de tests de diagnostic permettant la détection de maladies en médecine humaine, Préparation de médicaments pour usage en médecine humaine (médicaments biologiques), Applications diverses en recherche et développement.
Bénéfices attendus
Ces études d’immunisation sont utilisées à des fins scientifiques et médicales. Ces études sont bénéfiques pour les patients à court terme (e.g. fabrication de tests de diagnostic de type ELISA) et à moyen/long terme (eg. Phase de recherche et développement pour la mise à disposition de médicaments biologiques). Réalisation d’environ 50 études par an d’immunisation avec une moyenne de 30 animaux par étude.
Procédures
Tous les animaux rentrant dans une étude d’immunisation peuvent être soumis à des injections d’antigène et des prélèvements sanguins répétés. Concernant les injections, les volumes maximum sont de 0.5 mL / site (4 sites maximum) pour la voie sous-cutanée, 0.05mL/site (2 sites maximum) pour la voie intra-musculaire, 0.2mL pour la voie intraveineuse, 1mL pour la voie intra péritonéale. Une injection de dose solide est également possible (diamètre de la seringue maximal 1.4mm). - Temps minimum entre deux injections : 1 semaine sur des sites différents (sauf intraveineuse : 1 jour), à condition qu’aucune réaction anormale n’ait été observée sur l’animal. La durée d’injection est d’une dizaine de secondes à 5 minutes selon la voie. Le nombre d’injections dépend de la voie d’injection et du protocole du scientifique. Concernant les prélèvements (durée maximum 5 minutes), les animaux peuvent être soumis à des prélèvements sanguins au volume et fréquence conformément à la réglementation en vigueur (maximum 4 prélèvements par jour). Une pesée hebdomadaire d’une durée inférieure à 5 minutes est réalisée jusqu’à une fois par jour selon le protocole et l’état clinique de l’animal.
Impact sur les animaux
Les principales nuisances pour les animaux utilisés dans le cadre de ces études sont : Douleur, stress, perte de poids et inflammation localisée au site d’injection liés à des injections répétées d’antigènes (+/- adjuvés), Douleur, stress, perte de poids et saignements et/ou inflammations localisés aux sites de prélèvements liés aux prélèvements sanguins répétés, La contention de l’animal d’une manière générale qui peut amener à du stress chez l’animal.
Devenir
Les animaux sont euthanasiés en fin de procédure. Lors du prélevement final un volume significatif de sang est récupéré.
Remplacement
La production d’anticorps par méthode in-vitro exclusive comporte des avantages mais dans certains cas (exemples :besoin de concentration en anticorps élevée, glucosylation appropriée, affinité des anticorps spécifique…), une immunisation de type in-vivo reste encore nécessaire de nos jours. Pour démarrer une étude d’immunisation, le scientifique doit préalablement s’engager à ce que celle-ci-ci soit conforme aux 3R. De plus cet engagement sera écrit et vérifié par l’Etablissement utilisateur en charge de cette étude.
Réduction
A travers les années d’expertises gagnées par l’établissement utilisateur, il n’est pas nécessaire de commander plus d’animaux que demandés par le scientifique pour réaliser le projet. Si une exception à cela devait avoir lieu, une revue par les membres de la SBEA serait nécessaire avant d’initier le projet. Avec l’expérience acquise, le nombre d’animaux prévu dans ce projet est diminué de l’ordre de 20% par rapport au projet précédant. Pour démarrer une étude d’immunisation, le scientifique doit préalablement s’engager à ce que celle-ci-ci soit conforme aux 3R. De plus cet engagement sera écrit et vérifié par l’Etablissement utilisateur en charge de cette étude.
Raffinement
Les souris sont hébergées en groupes sociaux, avec différents enrichissements dans leurs cages (e.g. tunnel, nidification…) . Elles sont observées chaque jour par du personnel formé et compétent et des points limites sont mis en place. Les techniciens animaliers sont encouragés à favoriser la manipulation sans stress des animaux (contention avec la technique de la cuillère ou utilisation de tunnels). Des signes cliniques spécifiques aux protocoles d’immunisation sont reconnus et appliqués comme points limites intermédiaires - entraînant une surveillance accrue avec mise en place de raffinements et traitements – et points limites terminaux - entraînant la mise à mort immédiate de l’animal. Avant les injections intra-veineuses les souris sont positionnées dans une enceinte chauffante à 38°C pendant 10 minutes pour faciliter l’injection intra-veineuse. En cas de prélèvements sanguins, les volumes prélevés ainsi que les périodes de récupération suivront la réglementation, les recommandations de la «Federation of European Laboratory Animal Science Associations » (FELASA) ainsi que les raffinements et bonnes pratiques internes. Les injections et prélèvements ne pourront être réalisés que sur des sites sans hématome ni inflammation apparente, en utilisant des aiguilles stériles adaptées (à la taille de l’animal et à la voie d’abord) et à usage unique Également après prélèvement intermédiaire de sang supérieur à 250μL, une injection est effectuée en sous cutané pour réhydrater l’animal (minimum 40ml/kg). Un anesthésiant local est appliqué en amont de l’injection d’une dose solide (15/30 minutes avant l’injection).
Choix des espèces
La souris est une espèce adaptée pour les études d’immunisation étant donné la qualité du sérum produit et elle répond donc aux demandes des scientifiques. L’âge minimal des souris à J0 est de 8 semaines. A cet age, les souris ont un système immunitaire permettant la réalisation des études de type immunisation.
ETUDE D’IMMUNISATION SUR COBAYES
- Production de routine
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Tests réglementaires
2 000 cobayes vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent des injections répétées d'antigènes, parfois adjuvés, et subissent des prélèvements sanguins répétés jusqu'à quatre par jour, dans le cadre d'études d'immunisation destinées à produire des tests de diagnostic et des médicaments biologiques. Le prélèvement final, mortel, récupère un volume important de sang. Le porteur reconnaît que la production d'anticorps in vitro existe mais affirme qu'une immunisation in vivo reste "nécessaire" dans certains cas, notamment pour la qualité du sérum.
Objectifs
L’objectif des protocoles d’immunisations sont utilisés à des fins scientifiques et médicales. Les applications pour leur utilisation peuvent être diverses comme par exemple : Fabrication de tests de diagnostic permettant la détection de maladies en médecine humaine, Préparation de médicaments pour usage en médecine humaine (médicaments biologiques), Applications diverses en recherche et développement.
Bénéfices attendus
Ces études d’immunisation sont utilisées à des fins scientifiques et médicales. Ces études sont bénéfiques pour les patients à court terme (e.g. fabrication de tests de diagnostic de type ELISA) et à moyen/long terme (eg. Phase de recherche et développement pour la mise à disposition de médicaments biologiques). Réalisation d’environ 40 études par an d’immunisation avec une moyenne de 10 animaux par étude.
Procédures
Tous les animaux rentrant dans une étude d’immunisation peuvent être soumis à des injections d’antigène et des prélèvements sanguins répétés. Concernant les injections, les volumes maximum sont de 10mL / kg (4 sites maximum) pour la voie sous-cutanée, 0.5mL/site (2 sites maximum) pour la voie intra-musculaire. Une injection de dose solide est également possible (diamètre de la seringue maximal 1.4mm). Temps minimum entre deux injections : 1 jour, sur des sites différents à condition qu’aucune réaction anormale n’ait été observée sur l’animal. A noter qu’en routine, le temps entre deux injections est supérieur à 1 semaine La durée d’injection est d’une dizaine de secondes à 5 minutes selon la voie. Le nombre d’injections dépend de la voie d’injection et du protocole du scientifique. Concernant les prélèvements (durée maximale de 5 minutes), les animaux peuvent être soumis à des prélèvements sanguins au volume et fréquence conformément à la réglementation en vigueur (maximum 4 prélèvements par jour). Une pesée hebdomadaire d’une durée inférieure à 5 minutes est réalisée jusqu’à une fois par jour selon le protocole et l’état clinique de l’animal.
Impact sur les animaux
Les principales nuisances pour les animaux utilisés dans le cadre de ces études sont : Douleur, stress, perte de poids et inflammation localisée au site d’injection liés à des injections répétées d’antigènes (+/- adjuvés), Douleur, stress, perte de poids et saignements et/ou inflammations localisés aux sites de prélèvements liés aux prélèvements sanguins répétés, La contention de l’animal d’une manière générale qui peut amener à du stress chez l’animal.
Devenir
Les animaux sont euthanasiés en fin de procédure. Lors du prélevement final un volume significatif de sang est récupéré.
Remplacement
La production d’anticorps par méthode in-vitro exclusive comporte des avantages mais dans certains cas (exemples :besoin de concentration en anticorps élevée, glucosylation appropriée, affinité des anticorps spécifique…), une immunisation de type in-vivo reste encore nécessaire de nos jours. Pour démarrer une étude d’immunisation, le scientifique doit préalablement s’engager à ce que celle-ci-ci soit conforme aux 3R. De plus cet engagement sera écrit et vérifié par l’Etablissement utilisateur en charge de cette étude.
Réduction
A travers les années d’expertises gagnées par l’établissement utilisateur, il n’est pas nécessaire de commander plus d’animaux que demandés par le scientifique pour réaliser le projet. Si une exception à cela devait avoir lieu, une revue par les membres de la SBEA serait nécessaire avant d’initier le projet. Pour démarrer une étude d’immunisation, le scientifique doit préalablement s’engager à ce que celle-ci-ci soit conforme aux 3R. De plus cet engagement sera écrit et vérifié par l’Etablissement utilisateur en charge de cette étude.
Raffinement
Les cobayes sont hébergés en groupes sociaux, avec différents enrichissements dans leurs cages (e.g. tunnel, mousqueton…) . Ils sont observés chaque jour par du personnel formé et compétent et des points limites sont mis en place. Des signes cliniques spécifiques aux protocoles d’immunisation sont reconnus et appliqués comme points limites intermédiaires - entraînant une surveillance accrue avec mise en place de raffinements et traitements – et points limites terminaux - entraînant la mise à mort immédiate de l’animal. En cas de prélèvements sanguins, les volumes prélevés ainsi que les périodes de récupération suivront la réglementation, les recommandations de la «Federation of European Laboratory Animal Science Associations » (FELASA) ainsi que les raffinements et bonnes pratiques internes. Les injections et prélèvements ne pourront être réalisées que sur des sites sans hématome ni inflammation apparente, en utilisant des aiguilles stériles adaptées (à la taille de l’animal et à la voie d’abord) et à usage unique. En cas d’hémorragie inattendue lors d’un prélèvement sanguin, une réhydration via injection sous cutanée est effectuée (minimum 10ml/kg). Un anesthésiant local est appliqué en amont de l’injection d’une dose solide (15/30 minutes avant l’injection).
Choix des espèces
Le cobaye est une espèce adaptée pour les études d’immunisation étant donné la qualité du sérum produit et il répond donc aux demandes des scientifiques. Le poids minimal à J0 est de 250 grammes. A cet âge, les cobayes ont un système immunitaire mature permettant la réalisation des études de type immunisation.
Caractérisation physiologique de modèles murins d’une ataxie cérébelleuse récessive.
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
490 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à sévère. Génétiquement modifiées pour reproduire une ataxie cérébelleuse humaine, elles subissent un génotypage, des tests comportementaux dont un passage en bassin de nage et une injection d'un agent pharmacologique, le porteur mentionnant les autres tests sans les détailler. Il indique que la procédure sévère peut déclencher une courte phase d'épilepsie et affirme qu'aucun effet nuisible n'en a été observé lors des expériences précédentes. Sur le remplacement, il reconnaît recourir à des cultures cellulaires mais conclut qu'elles ne peuvent "en aucun cas" remplacer l'appréciation du phénotype comportemental des souris.
Objectifs
Ce projet vise à étudier une ataxie cérébelleuse d’origine génétique qui se manifeste chez les patients par une ataxie cérébelleuse avec une évolution lente et progressive pouvant être associée à une intolérance à l’exercice, un retard mental faible à modéré, des crises d’épilepsie et des pseudo-épisodes vasculaires cérébraux. L’objectif de ce projet est de comprendre les processus pathologiques de cette ataxie cérébelleuse en étudiant le phénotype de deux modèles de souris génétiquement différents. • Le premier possède une délétion totale du gène responsable de la maladie et développe une forme modérée de la maladie. • Le deuxième possède une mutation ponctuelle retrouvée chez un patient qui est censée reproduire la forme la plus symptomatique de la maladie. Nous obtiendrons ainsi de bons modèles capables de reproduire les différentes atteintes cliniques rencontrées chez les patients. Si le deuxième modèle reproduit la forme la plus symptomatique, avec la présence non seulement des signes cliniques mais aussi des lésions histologiques, ce nouveau modèle remplacera le premier modèle.
Bénéfices attendus
Bénéfices attendus : - A court terme, ce projet spécifiquement consacré à l’étude d’une ataxie cérébelleuse récessive, permettra tout d’abord de valider et d’approfondir le phénotype identifié dans le modèle avec délétion totale du gène, ainsi que celui du nouveau modèle avec la mutation ponctuelle. - A moyen terme, l’ensemble des expériences réalisées sur ces deux modèles murins permettront d’obtenir une vision intégrée et globale du fonctionnement du gène responsable et de la physiopathologie de cette ataxie. Elles permettront de mettre en place des essais pré-cliniques afin de tester l’efficacité d’agents pharmacologiques sur le modèle le plus pertinent. - A plus long terme, une bonne compréhension de la physiopathologie de cette ataxie et l’identification de solutions thérapeutiques efficaces permettront le transfert de ces données vers la clinique pour une meilleure prise en charge et prévention de la maladie.
Procédures
Ce projet comprend : -Une étape d’identification et génotypage des animaux qui aura lieu une fois entre l’âge de 2 et 3 semaines. -Une étape incluant des tests comportementaux sera réalisée sur les animaux vigiles. La durée de ces tests est comprise entre 30 secondes et 5 minutes. -Une étape d’administration ponctuelle d’un agent pharmacologique sera pratiquée chez les animaux vigiles après une unique injection intraveineuse.
Impact sur les animaux
-Procédure avec degré de gravité légère : Pas d’effet indésirable. -Procédure avec degré de gravité modérée : Animaux peuvent avoir une fatigue musculaire de courte période, seront mouillées après passage dans un bassin de nage à 27°C. Pourront avoir un stress lié aux tests comportementaux. -Procédure avec degré de gravité sévère : Une courte phase d’épilepsie possible. Aucun effet nuisible de cette phase épileptique n’a été observé lors de nos précédentes expérimentations. La sévérité dépendra de l’intensité de la phase d’épilepsie
Devenir
Dans ce projet, les animaux qui seront étudiés à différents âges seront replacés dans leur cage entre chaque série de tests car il s’agit d’un suivi longitudinal sur un même lot d’animaux. A la toute fin des études, les animaux seront mis à mort pour prelevements de tissus.
Remplacement
L’utilisation de cultures cellulaires primaires, nous permet de tester différentes hypothèses en réduisant le nombre d’animaux requis pour la caractérisation des deux modèles. Le nombre de souris proposé dans les différentes procédures tient compte de ce remplacement. En aucun cas, l’utilisation de modèles cellulaires ne peut remplacer en totalité l’utilisation d’animaux contenus dans les différentes procédures. L’information apportée par les modèles cellulaires ne permet pas d’apprécier le phénotype général, comportemental des souris.
Réduction
Toutes les procédures sont conçues pour diminuer le nombre d’animaux utilisés, tout en tenant compte du nombre minimum nécessaire pour appliquer les tests statistiques adaptés. Les travaux de notre équipe et les données préliminaires nous permettent d’estimer le nombre de souris pour avoir une valeur statistique suffisante (20 souris par condition pour les tests de comportement et 10 souris par condition pour les analyses biochimiques et histologiques). Afin de réduire au maximum le nombre d’animaux, autant que possible, nous effectuerons une étude sur un même lot d’animaux à différents âges et les mêmes animaux seront utilisés pour réaliser les analyses fonctionnelles, histologiques, moléculaires et biochimiques.
Raffinement
Les animaux seront maintenus dans les conditions standard d’hébergement et l’environnement sera enrichi (igloo polycarbonate, rouleau de cellulose,...). Tout au long de la procédure 1 , un suivi régulier des animaux sera réalisé (une à deux fois par semaine). Il nous permettra de s’assurer du bon vieillissement des animaux au fil des mois. Ce suivi est basé sur la mise en place de points limites et méthodes de prise en charge d’éventuel stress et douleur spécifiques à notre projet. Certains prélèvements impliquent une mise à mort sous anesthésie générale (mélange analgésique/anesthésique) et une fixation des tissus. Enfin, l’étude de la sensibilité à l’épilepsie à un seul âge constitue également un raffinement dans ce projet.
Choix des espèces
Avec 98% d’identité protéique avec l’Homme, la souris est l'espèce de choix pour générer des modèles de maladies humaines. Son anatomie, sa physiologie et la génétique sont bien connues. Les méthodes pour la manipulation génétique de ces animaux sont les plus développées. La nécessité d'utiliser des souris génétiquement modifiée est liée à l'absence de modèle mammifère naturel correspondant à la maladie humaine. Par ailleurs, les premières données de l’étude du modèle murin avec une délétion complète montrent que ce modèle reproduit les caractéristiques pathologiques étudiées dans ce projet mais ne reconstruisent pas tous les aspects de la maladie. C’est pourquoi, le deuxième modèle avec une mutation ponctuelle décrite chez le patient pour induire un spectre clinique plus large. Ce modèle sera étudié pour voir s’il développe plus de traits phénotypiques que le modèle avec délétion. Ceci en vue d’une meilleure compréhension des mécanismes pathologiques de la maladie et meilleure appréciation de l’efficacité d’approches thérapeutiques. Notre étude préalable a été faite sur le modèle avec une délétion complète dans leur ancien environnement et après validation du projet par le comité d’éthique. Cette étude nous a permis de préciser les âges auxquels la validation du phénotype des modèles avec délétion complète (dans son nouvel environnement) et avec une mutation ponctuelle sera faite. Les âges étudiés sont 5, 10, 20, 30, 52 semaines. Seule l’étude de la sensibilité à l’épilepsie sera effectuée à un seul âge, qui dépendra de la chronologie d’apparition du phénotype des souris modèles.
Production de sérums de porcs contenant des anticorps dirigés contre des virus porcins
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
90 porcs vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils sont inoculés avec des virus porcins vivants par voie nasale, trachéale, intramusculaire ou intradermique, sans anesthésie, puis subissent des ponctions sanguines hebdomadaires et d'éventuels rappels d'immunisation, avant d'être mis à mort trois à quatorze semaines plus tard pour prélever la totalité de leur sang. L'objectif est de produire des sérums de référence servant à détecter ces virus dans les élevages, le porteur invoquant leur caractère "indispensable" et une corpulence permettant de récupérer au moins deux litres de sang par animal. Sur le remplacement, il affirme en une phrase que ces sérums ne peuvent "pas être produits in vitro".
Objectifs
Afin de pouvoir assurer le diagnostic des maladies virales des porcs et des sangliers, il est nécessaire pour notre laboratoire de disposer d’outils de caractérisation des pathogènes recherchés. Plusieurs pathogènes font en effet l’objet d’une surveillance en élevage de suidés ou chez les sangliers sauvages. Les Laboratoires nationaux de référence ou Laboratoires experts ont pour mission de proposer des méthodes de détection virologique et sérologique fiables pour leurs activités de surveillance et de recherche. Un sérum contenant des anticorps dirigés contre un agent pathogène spécifique est indispensable pour détecter et caractériser ce pathogène dans divers échantillons biologiques ou pour servir de contrôle positif pour valider des tests. L’objectif du projet expérimental est de produire des sérums dits post-infectieux (SPI) ou hyperimmuns (SHI) vis à vis de souches de virus porcins. Pour cela, le virus sera inoculé à des porcs indemnes de ce pathogène particulier, en une fois ou à plusieurs reprises (1 ou 2 à 3 rappels d’immunisation). Dans le cas de virus très virulents pour le porc, les animaux pourront être préalablement vaccinés afin d’être protégés de l’infection, ou le virus pourra être inactivé. Ces porcs seront suivis sur le plan clinique et mis à mort 3 à 14 semaines plus tard pour récolter un volume important de sang nécessaire à l’obtention d’une quantité suffisante de réactifs de référence.
Bénéfices attendus
Le modèle porc nous permet de récupérer de grandes quantités de sérums avec un minimum d’animaux afin de disposer de matériaux de référence spécifiques à la maladie virale étudiée et à l’espèce animale concernée.
Procédures
Tous les actes prévus sur les animaux se feront sur animaux vigiles. Aucune anesthésie n’est prévue dans ce projet lors des différentes interventions du fait de leur rapidité (moins d’une minute) et de leur caractère peu invasif. Les inoculations et les ponctions sanguines seront effectués le plus rapidement possible. Dans la procédure 1, les 2 à 3 porcs de chaque lot seront inoculés avec du virus par la voie la plus appropriée (ex : intranasale, oronasale, intratrachéale, intramusculaire ou intradermique) et une ponction sanguine sera réalisée de façon hebdomadaire pendant les 3 semaines de l’étude expérimentale. Concernant la procédure 2, les 2 à 3 porcs de chaque lot seront inoculés avec du virus par la voie la plus appropriée (ex : intranasale, oronasale, intra-trachéale, intramusculaire ou intradermique) et 1 autre injection du virus sera réalisée 3 semaines après la première inoculation. Un second rappel d’immunisation pourra être programmé 2 semaines plus tard. Une ponction sanguine sera réalisée de façon hebdomadaire tout au long du projet. Il est possible de collecter 15 tubes de sang juste avant le 1er rappel d’immunisation pour obtenir un SPI en faible volume. Enfin, le protocole suivi dans la procédure 3 sera le même que dans la procédure 2 mais les animaux auront été préalablement vaccinés à 1 ou 2 reprises par la voie appropriée avant d’être inoculés avec du virus.
Impact sur les animaux
La vaccination et les inoculations des virus vivants par voie oro/nasale, intratrachéale, intramusculaire ou intradermique peuvent entrainer une hyperthermie transitoire (quelques jours). Les virus considérés plus pathogènes seront inactivés ou inoculés à des animaux préalablement vaccinés contre le virus en question. Pour les rappels d’immunisation par voie intramusculaire en présence d’adjuvant, un seul point d’injection est réalisé pour limiter les actes invasifs. L’adjuvant utilisé est également reconnu pour son innocuité. Aucune symptomatologie sévère n’est attendue lors de ces procédures.
Devenir
Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure pour pouvoir collecter le volume sanguin total et récupérer le sérum riche en anticorps.
Remplacement
Production de réactifs sérologiques (sérums) de référence ne pouvant pas être produits in vitro.
Réduction
Chaque production de SPI/SHI vis-à-vis d’un virus implique 2 à 3 porcs de 4 à 12 semaines d’âge. Les réponses immunitaires pouvant légèrement varier d’un individu à l’autre, il est d’usage d’inoculer à minima 2 porcs pour chacun des virus de référence vis-à-vis desquels il est prévu de produire des SPI et/ou SHI. A raison de 3 porcs par virus inoculé et se basant sur une estimation d’un besoin annuel de deux nouveaux sérums vis-à-vis de trois virus représentatifs des maladies virales porcines pouvant infecter les porcs ou les sangliers en France et selon l’historique de production de ce type de réactif sur 17 années (2005-2022), 90 porcs devraient être utilisés sur les 5 années de validité du projet.
Raffinement
Les animaux seront logés dans des parcs par groupe de 2 ou 3. Ils auront accès à de l'eau à discrétion et ils seront alimentés à volonté. Le confort thermique des animaux sera assuré par des lampes chauffantes et une plaque de couchage. Enfin, les porcs auront à leur disposition des matériaux manipulables (mordilles, boules en matière plastique, tourniquets et tubes à relever et à abaisser) qui seront renouvelés au cours de l’expérimentation. Un soin sera apporté au suivi clinique de chaque animal au quotidien. L’examen clinique comprendra une observation "visuelle" de l'état de santé général des animaux et un relevé de la température rectale de tous les porcs. De plus, l’évolution pondérale sera suivie par des pesées individuelles hebdomadaires, à partir de l'installation des animaux dans les animaleries jusqu’à l’autopsie. La consommation alimentaire au niveau de la case sera également connue chaque semaine. Si une altération de l’état de santé était notée, les animaux concernés seront mis à mort en cas d’atteinte des points limites décrits dans les procédures expérimentales (partie 4). Si un ou plusieurs rappels d’immunisation sont réalisés et que le virus est administré par voie intramusculaire en présence d’adjuvant, ce dernier sera choisi pour son innocuité. Pour limiter les actes, le suivi sérologique sera réalisé à partir de ponctions sanguines effectuées à une fréquence hebdomadaire, jusqu’à la fin de l’essai, cette cinétique étant suffisante pour évaluer le plateau de la production en anticorps.
Choix des espèces
Le porc est l’espèce cible des virus porcins et est donc l’espèce choisie pour la récolte de sérums contenant les anticorps d’intérêt. Les animaux sont sevrés à 3 ou 4 semaines d’âge. Ils auront au minimum 4 semaines d’âge au moment de la première inoculation et au maximum 15 semaines lors du dernier rappel d’immunisation. A 4 semaines, le porc présente d’un point de vue physiologique un système immunitaire quasi-mature. A la fin de l’essai, sa corpulence permet de récupérer au moins 2 L de sang.
Evaluation de l’efficacité, de l’innocuité, de la durabilité de nouvelles méthodes pour l’hémostase.
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Diagnostic des maladies
- Tests réglementaires
- Autres tests de tolérance et d’efficacité
- Toxicologie et autres tests de sécurité
Moutons : 30
30 cochons et 30 moutons vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Ils subissent des prélèvements sanguins réguliers et des interventions chirurgicales sous anesthésie pouvant durer plusieurs heures, pour évaluer jusqu'à une dizaine de dispositifs destinés à l'hémostase chirurgicale. Tous sont euthanasiés en fin de projet pour une évaluation nécropsique et histopathologique des tissus et des implants. Le porteur affirme qu'il est "indispensable" de recourir à l'animal, que l'expérimentation sur l'"organisme entier" est "incontournable" et qu'aucun modèle cellulaire ne peut la remplacer.
Objectifs
L'hémostase est l'ensemble des mécanismes biologiques qui assurent le maintien du sang à l'intérieur des vaisseaux et qui se mettent en place pour arrêter le saignement lorsqu'un vaisseau est blessé spontanément ou secondairement à une intervention chirurgicale. Quand les techniques conventionnelles sont insuffisantes, l’hémostase peut être améliorée en chirurgie par les hémostatiques chirurgicaux. Les hémostatiques chirurgicaux regroupent des médicaments et des dispositifs médicaux qui ont un champ d’utilisation très large à l’hôpital. Ceci est expliqué par les nombreux facteurs de risques hémorragiques liés aux patients et à la chirurgie. A ce jour, il n’existe encore aucune stratégie thérapeutique validée pour orienter le chirurgien vers le choix de produit le plus adapté à chaque situation. Ce projet de recherche s’intéresse au traitement des plaies vasculaires et à l’hémostase chirurgicale et a pour objectif ultime de développer de nouvelles approches multimodales. Ces stratégies intéressent directement le développement de modèles animaux pertinents afin de valider de nouvelles approches thérapeutiques pour s'assurer de l'innocuité et de l'efficacité de ces dispositifs. On entend par dispositif implantable tout dispositif destiné à être implanté de façon invasive en totalité dans le corps humain ou à remplacer une surface épithéliale grâce à une intervention chirurgicale et à demeurer en place après l'intervention. Jusqu'à une dizaine de dispositifs pourront être évalués dans ce projet. En l'absence de méthodes de remplacement pour reproduire fidèlement les contextes clinique, fonctionnel, anatomique et tissulaire, l'évaluation et le développement des nouveaux dispositifs et techniques pour l’hémostase chirurgicale par des méthodes de chirurgie standard et mini-invasives requièrent une phase pré-clinique de recherche et de développement sur l'animal vivant. Les objectifs du projet sont doubles : raffiner les prototypes pour en geler les versions jugées efficaces (efficacité) et sécuritaires (innocuité) dans la phase initiale du projet, puis ces versions entreront alors dans la phase règlementaire du projet pour valider les dispositifs, méthodes et techniques selon la règlementation en vigueur (ISO 10993, BPL OCDE, GLP FDA 21 CFR part 58).
Bénéfices attendus
L'avantage escompté et les bénéfices attendus sont une amélioration de la prise en charge des patients, une amélioration de la durabilité et de l’efficacité des implants pour maîtriser l’hémostase chirurgicale et péri-chirurgicale, éviter leur rejet, et ainsi les ré opérations parfois multiples des patients, pour réduire les temps de cicatrisation qui handicapent les patients, et réduire le traumatisme tissulaire, corollaire de ces interventions, ainsi que l'occurrence d'effets indésirables comme les infections grâce au recours à des méthodes d'implantation mini-invasives. Un autre avantage important des techniques mini-invasives est de permettre une récupération plus rapide des patients.
Procédures
Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : - Des prélèvements sanguins sur animaux vigiles ou légèrement sédatés, pour tous les animaux du projet. La fréquence des prélèvements pouvant être couramment d’un prélèvement par semaine et d'une durée de moins de cinq minutes - Des préparations à l’anesthésie pour les examens d'imagerie et d'implantation chirurgicale qui consistent en la pose d'un cathéter et en l'injection des produits utilisés pour la prémédication et l'anesthésie. Durée de moins de dix minutes. Comme pour les interventions chez l'Homme, les interventions chirurgicales et les examens d'imagerie sont toujours réalisés sous anesthésie générale (évitant tous stress et douleur pour les animaux) et pourront durer jusqu'à plusieurs heures en cas d’intervention chirurgicale complexe pour tous les animaux du projet.
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables attendus sur les animaux sont exactement les mêmes que ceux attendus sur un futur patient humain : - la mise à jeun (12 heures) de l’animal préalablement à l’anesthésie, - la contention/manipulation/pose de cathéter au moment de la préparation de l’anesthésie, - les suites post-opératoires (inflammation, douleur : jusqu'à plusieurs jours en fonction de l’invasivité de la technique), pour cela des mesures de raffinement sont mises systématiquement en place pour minimiser ces effets (comme par exemple la protection des plaies, l'usage de traitements anti-inflammatoires et anti-douleur).
Devenir
Pour toutes les procédures du projet, la nécessité de collecter des données scientifiques se fera au niveau clinique, au niveau biologique (hématologie et biochimie par exemple), au niveau fonctionnel (données issues des scanners, IRM par exemple) et enfin au niveau tissulaire par la réalisation d'une évaluation nécropsique et d'une évaluation histopathologique après euthanasie des animaux qui déterminera la tolérance locale et générale ainsi que l’altération du dispositif (durabilité). La bonne réalisation de ce suivi règlementaire garantit donc une évaluation complète et des dispositifs testés dans le projet.
Remplacement
La validation des dispositifs médicaux implantables dans ce projet requiert la vérification de la sécurité et de l’efficacité des implants. En effet leur utilisation in fine chez les patients représente des procédures à haut risque létal et il est donc indispensable d’avoir recours à l’expérimentation animale au préalable afin de vérifier le bon fonctionnement des dispositifs et leur durabilité. L’expérimentation sur l’organisme entier, et donc sur animal vivant est incontournable, c’est une obligation règlementaire dans le cadre de l’évaluation des dispositifs médicaux implantables. A l’heure actuelle ce projet ne peut pas être réalisé à l’aide de modèles cellulaires ou simulé par d’autres techniques de remplacement.
Réduction
Le nombre d’animaux a été évalué prospectivement et réduit au minimum nécessaire pour répondre aux besoins et objectifs scientifiques du projet, aucune approche statistique n'a été réalisée. Pour réduire le nombre d’animaux, des sélections par méthodes d’imagerie non invasives sont mises en place (IRM, Scanner, Echographie, Rayons X …), permettant par exemple une reconstruction 3D des structures d’intérêt. Un bilan intermédiaire en cours de projet sera effectué pour s’assurer de la pertinence de cette estimation.
Raffinement
Les modèles animaux suivront exactement le cheminement d’un futur patient avec les mêmes exigences et techniques médicales mises en oeuvre pour la réalisation des interventions (personnel hautement qualifié, plateau technique opératoire et d’imagerie de pointe). L’ensemble des procédures est conçu pour réduire au maximum le stress, l’angoisse et les contraintes sur les animaux comme le recours systématique à l’anesthésie générale durant les interventions d’imagerie et les procédures chirurgicales. La localisation de la plateforme d'imagerie sur le site même des animaleries permet de réaliser ces examens sur place, réduisant ainsi le recours aux transports pour les animaux et le stress associé. Les paramètres vitaux sont enregistrés et contrôlés par des techniciens spécialisés en anesthésie afin d’adapter les perfusions, l’assistance respiratoire et les dosages d’anesthésiques et d’antalgiques. Les protocoles de réanimation sont standardisés et réalisés par des vétérinaires chirurgiens spécialisés. Pendant et après ces procédures, des protocoles de prises en charge de la douleur sont systématiquement appliqués (Anti Inflammatoire Non Stéroïdiens et/ou opioïdes). Les animaux sont hébergés systématiquement en groupe sociaux ou individuellement pour les besoins de l'étude, ils ont accès à un enrichissement environnemental multimodal (social, alimentaire, manipulatoire et physique) et dans des conditions environnementales d'hébergement contrôlées et maîtrisées (température et ventilation). Des points limites stricts et spécifique sont appliqués tout au long du projet. Un bilan intermédiaire en cours de projet sera effectué pour évaluer les dommages réellement subis par les animaux.
Choix des espèces
Les dispositifs testés dans ce projet doivent l’être sur une anatomie qui ressemble à celle de l’Homme avec les mêmes dimensions, ce qui impose l’expérimentation sur des gros animaux pour mimer l’anatomie de patients humains qui vont de l’enfant à l’adulte de grande taille. Les différences interspécifiques de la nature tissulaire, de la forme, de la taille anatomique et aussi de la fonction requièrent l’emploi de plusieurs espèces différentes pour optimiser l’expérimentation et l’évaluation des dispositifs évalués dans ce projet. Les animaux utilisés pourront être de tous les stades de développement : juvéniles ou adultes. L’objectif scientifique est d’avoir une anatomie de taille ou une situation clinique comparable à celle observée chez l’Homme.
Evaluation de l’efficacité, de l’innocuité de la durabilité de nouvelles méthodes et dispositifs pour le traitement des affections et des pathologies en ophtalmologie et pour la restauration de la vision
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Diagnostic des maladies
- Troubles sensoriels
Cochons : 50
50 cochons et 25 chiens vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Ils subissent des prélèvements sanguins hebdomadaires, des prélèvements de moelle osseuse et l'implantation chirurgicale sous anesthésie de dispositifs oculaires, opérations pouvant durer plusieurs heures, pour évaluer jusqu'à une dizaine de prototypes censés restaurer la vision. À la fin, tous sont euthanasiés pour prélever et analyser les tissus, le porteur invoquant une obligation règlementaire. Sur le remplacement, il affirme que l'expérimentation sur l'"organisme entier" est "incontournable" et le recours à des mammifères de grande taille "nécessaire" pour reproduire l'anatomie humaine.
Objectifs
Les pathologies oculaires entrainent des lésions qui peuvent affecter gravement la vision de manière irréversible. Ces pathologies sont multiples et peuvent atteindre les différents segments de l’œil : dégénérescence maculaire liée à l’âge, hyperpigmentation focale, rétinopathie chronique, décollement de rétine, néovascularisation, cataracte, glaucome, greffe de la cornée… Plusieurs pathologies de cécité résultent de la perte des photorécepteurs ou des cellules ganglionnaires de la rétine qui communiquent l’information visuelle au cerveau via le nerf optique. Différentes stratégies thérapeutiques sont à l’étude pour ralentir la dégénérescence des cellules par des approches pharmacologiques ou de thérapie génique. Les prothèses rétiniennes permettent de proposer une solution pour les patients ayant perdu la vision en réactivant les cellules rétiniennes résiduelles par stimulations électriques via un dispositif électronique. Ce projet de recherche s’intéresse aux nouvelles approches thérapeutiques dans le traitement des pathologies oculaires. L’objectif est de conduire des études permettant d’évaluer de nouveaux dispositifs médicaux implantables et de nouvelles approches chirurgicales visant à restaurer la vision et les fonctions altérées de l’œil. On entend par dispositif implantable tout dispositif destiné à être implanté de façon invasive en totalité dans le corps humain ou à remplacer une surface épithéliale grâce à une intervention chirurgicale et à demeurer en place après l'intervention. Jusqu'à une dizaine de dispositifs pourront être évalués dans ce projet Les différentes itérations de prototypes des dispositifs doivent être confrontées au modèle animal de grande taille qui permet de respecter les contraintes anatomiques trouvées chez l’homme en reproduisant fidèlement le contexte clinique, fonctionnel, anatomique et tissulaire visé pour les futures applications humaines. Les objectifs du projet sont doubles : raffiner les prototypes pour en geler les versions jugées efficaces (efficacité) et sécuritaires (innocuité) dans la phase initiale du projet, puis ces versions entreront alors dans la phase règlementaire du projet pour valider les dispositifs/méthodes/techniques selon la règlementation en vigueur (ISO 10993, BPL OCDE, GLP FDA 21 CFR part 58).
Bénéfices attendus
Les avantages escomptés du projet sont : - Une amélioration de la sécurité et/ou de l'efficacité des implants, dispositifs et techniques évalués. - Une amélioration de la durabilité des implants (permettant par exemple d’éviter le rejet de ceux-ci et les ré opérations parfois multiples des patients), la réduction de l'invasivité du geste chirurgical et des temps opératoires (permettant par exemple la réduction du traumatisme tissulaire et du risque infectieux secondaires, corollaires de ces interventions) sont d'autres bénéfices attendus du projet. - Un autre avantage important des techniques mini-invasives est de permettre une récupération plus rapide des patients, une amélioration des capacités diagnostiques de la pathologie visée peut également être obtenue
Procédures
Les animaux seront soumis aux interventions suivantes : - Des prélèvements sanguins sur animaux vigiles ou légèrement sédatés dont la fréquence pourra être couramment d’un prélèvement sanguin par semaine et d'une durée de moins de cinq minutes, - Des prélèvements tissulaires ou de moelle osseuse pourront être réalisés sous anesthésie générale, durant la phase d'implantation chirurgicale. - Des préparations à l’anesthésie pour les examens d'imagerie et d'implantation chirurgicale qui consistent en la pose d'un cathéter et en l'injection des produits utilisés pour la prémédication et l'anesthésie. Durée de moins de dix minutes. Comme pour les interventions chez l'Homme, les interventions chirurgicales et les examens d'imagerie sont toujours réalisés sous anesthésie générale (évitant tous stress et douleur pour les animaux) et pourront durer jusqu'à plusieurs heures en cas d’intervention chirurgicale complexe pour tous les animaux du projet.
Impact sur les animaux
Les nuisances ou effets indésirables attendus sur les animaux sont exactement les mêmes que ceux attendus sur un futur patient humain : - la mise à jeun (12 heures) de l’animal préalablement à l’anesthésie, - la contention/manipulation/pose de cathéter au moment de la préparation de l’anesthésie, - les suites postopératoires (inflammation, douleur : jusqu'à plusieurs jours en fonction de l’invasivité de la technique), pour cela des mesures de raffinement sont mises systématiquement en place pour minimiser ces effets (comme par exemple la protection des plaies, l'usage de traitements anti-inflammatoires et anti-douleur).
Devenir
Pour toutes les procédures du projet, la nécessité de collecter des données scientifiques se fera au niveau clinique, au niveau biologique (hématologie et biochimie par exemple), au niveau fonctionnel (données issues des scanners, IRM par exemple) et enfin au niveau tissulaire par la réalisation d'une évaluation nécropsique et d'une évaluation histopathologique après euthanasie des animaux qui déterminera la tolérance locale et générale ainsi que l’altération du dispositif (durabilité). La bonne réalisation de ce suivi règlementaire garantit donc une évaluation complète et des dispositifs testés dans le projet.
Remplacement
La validation des dispositifs médicaux implantables dans ce projet requiert la vérification de la sécurité et de l’efficacité des implants. En effet leur utilisation in fine chez les patients représente des procédures à haut risque létal et il est donc indispensable d’avoir recours à l’expérimentation animale au préalable afin de vérifier le bon fonctionnement des dispositifs et des méthodes d’implantation, leur innocuité et leur durabilité. L’expérimentation sur l’organisme entier, et donc sur animal vivant est incontournable, c’est une obligation règlementaire dans le cadre de l’évaluation des dispositifs médicaux implantables.
Réduction
Le nombre d’animaux a été évalué prospectivement et réduit au minimum nécessaire pour répondre aux besoins et objectifs scientifiques. Pour réduire le nombre d’animaux, des sélections par méthodes d’imagerie peu invasives sont mises en place (Imagerie par Résonnance Magnétique, Scanner, Echographie, Rayons X …), permettant par exemple une reconstruction 3D des structures d’intérêt. Un bilan intermédiaire en cours de projet sera effectué pour s’assurer de la pertinence de cette estimation.
Raffinement
Les modèles animaux suivront exactement le cheminement d’un futur patient avec les mêmes exigences et techniques médicales mises en œuvre pour la réalisation des interventions (personnel hautement qualifié, plateau technique opératoire et d’imagerie de pointe). L’ensemble des procédures est conçu pour réduire au maximum le stress, l’angoisse et les contraintes sur les animaux comme le recours systématique à l’anesthésie générale durant les interventions d’imagerie et les procédures chirurgicales. La localisation de la plateforme d'imagerie sur le site même des animaleries permet de réaliser ces examens sur place, réduisant ainsi le recours aux transports pour les animaux et le stress associé. Les paramètres vitaux sont enregistrés et contrôlés par des techniciens spécialisés en anesthésie afin d’adapter les perfusions, l’assistance respiratoire et les dosages d’anesthésiques et d’antalgiques. Les protocoles de réanimation sont standardisés et réalisés par des vétérinaires chirurgiens spécialisés. Pendant et après ces procédures, des protocoles de prises en charge de la douleur sont systématiquement appliqués (Anti-Inflammatoires Non Stéroïdiens et/ou opioïdes). Les animaux sont hébergés systématiquement en groupe sociaux ou individuellement pour les besoins de l'étude, ils ont accès à un enrichissement environnemental multimodal (social, alimentaire, manipulatoire et physique) et dans des conditions environnementales d'hébergement contrôlées et maîtrisées (température et ventilation). Un bilan intermédiaire en cours de projet sera effectué pour évaluer les dommages réellement subis par les animaux.
Choix des espèces
Les dispositifs ophtalmiques testés dans ce projet doivent l’être sur une anatomie qui ressemble à celle de l’Homme avec les mêmes dimensions pour mimer l’anatomie de patients humains qui vont de l’enfant à l’adulte. Pour tester l’implantation de dispositifs conçus pour s’adapter à l’œil humain, le recours à des mammifères de grande taille est donc nécessaire. L’anatomie et la physiologie des yeux des ruminants étant trop éloignées de celle de l’homme (champ de vision élargi, netteté diminuée, temps d’adaptation lumière …), les différences interspécifiques de la nature tissulaire et de la forme et taille anatomique et aussi de fonction requiert l’emploi de plusieurs espèces différentes pour optimiser l’expérimentation et l’évaluation des dispositifs de ce projet, le projet prévoit le recours à des modèles porcins et canins justifiés par une taille et une fonction oculaires proche de ceux de l’Homme. Les animaux utilisés pourront être des juvéniles ou adultes. L’objectif scientifique est d’avoir une anatomie de taille ou une situation clinique comparable à celle observée chez l’Homme.
ETUDE D’IMMUNISATION SUR LAPINS
- Recherche appliquée
- Autres troubles humains
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Maladies infectieuses
- Troubles cardiaques
- Troubles endocriniens
- Troubles gastrointestinaux
- Troubles immunitaires
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Troubles respiratoires
- Troubles sensoriels
- Troubles urogénitaux
6 000 lapins vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils reçoivent des injections répétées d'antigènes, parfois avec adjuvant, et des prélèvements de sang pouvant aller jusqu'à quatre par jour, pour produire des anticorps destinés à des tests de diagnostic et des médicaments. Hébergés seuls alors que l'espèce est sociale, ils sont tués en fin de protocole, un prélèvement de sang final important rendant leur maintien en vie impossible selon le porteur. Celui-ci reconnaît que la production d'anticorps in vitro existe mais affirme qu'une immunisation in vivo reste "nécessaire" dans certains cas.
Objectifs
L’objectif des protocoles d’immunisations sont utilisés à des fins scientifiques et médicales. Les applications pour leur utilisation peuvent être diverses comme par exemple : Fabrication de tests de diagnostic permettant la détection de maladies en médecine humaine, Préparation de médicaments pour usage en médecine humaine (médicaments biologiques), Applications diverses en recherche et développement.
Bénéfices attendus
Ces études d’immunisation sont utilisées à des fins scientifiques et médicales. Ces études sont bénéfiques pour les patients à court terme (e.g. fabrication de tests de diagnostic de type ELISA) et à moyen/long terme (eg. Phase de recherche et développement pour la mise à disposition de médicaments biologiques).
Procédures
Tous les animaux rentrant dans une étude d’immunisation peuvent être soumis à des injections d’antigène et des prélèvements sanguins répétés. Concernant les injections, les volumes maximum sont de 2 mL répartis sur 4 à 8 sites maximum pour la voie sous-cutanée, 0.5 mL sur 4 sites maximum pour la voie intra-musculaire, 5 mL/kg pour la voie intraveineuse, 2mL sur 40 sites maximum pour la voie intra dermique. La durée d’injection est d’une dizaine de secondes à 5 minutes selon la voie. Le nombre d’injections dépend de la voie d’injection et du protocole du scientifique mais seront au maximum espacés d’un à deux jours sur une durée totale d’un mois. En cas de durée supérieure à un mois, la structure en charge du bien-être animal sera contactée pour évaluer le bénéfice / risque. Concernant les prélèvements, les animaux peuvent être soumis à des prélèvements sanguins au volume et fréquence conformément à la réglementation en vigueur (maximum 4 prélèvements sanguins par jour) d’une durée maximale de 5 minutes. Tous les animaux rentrant dans une étude d’immunisation peuvent être soumis à une anesthésie générale par injection d’un anesthésique par voie intraveineuse ou à une anesthésie locale répétée par application d’une pommade anesthésiante. Une pesée hebdomadaire d’une durée inférieure à 5 minutes est réalisée jusqu’à une fois par jour selon le protocole et l’état clinique de l’animal.
Impact sur les animaux
Les principales nuisances pour les animaux utilisés dans le cadre de ces études sont : douleur, stress, perte de poids et inflammation localisée au site d’injection liés à des injections répétées d’antigènes (+/- adjuvés), douleur, stress, perte de poids et saignements et/ou inflammations localisés aux sites de prélèvements liés aux prélèvements sanguins répétés, la contention de l’animal d’une manière générale qui peut amener à du stress chez l’animal.
Devenir
Les animaux sont euthanasiés en fin de procédure. Il est en effet impossible de : réutiliser ces lapins dans le cadre d’un autre protocole d’immunisation, réutiliser ces lapins dans le cadre d’un autre projet effectué par l’établissement utilisateur. Lors du prélèvement final de la procédure, un volume significatif de sang est récupéré et cela rend incompatible la réutilisation de l’animal.
Remplacement
La production d’anticorps par méthode in-vitro exclusive comporte des avantages mais dans certains cas (exemples :besoin de concentration en anticorps élevée, glucosylation appropriée, affinité des anticorps spécifique…), une immunisation de type in-vivo reste encore nécessaire de nos jours. Pour démarrer une étude d’immunisation, le scientifique doit préalablement s’engager à ce que celle-ci-ci soit conforme aux 3R. De plus cet engagement sera écrit et vérifié par l’Etablissement utilisateur en charge de cette étude.
Réduction
Également, à travers les années d’expertises gagnées par l’établissement utilisateur, il n’est pas nécessaire de commander plus d’animaux que demandés par le scientifique pour réaliser le projet. Si une exception à cela devait avoir lieu, une revue par les membres de la SBEA serait nécessaire avant d’initier le projet. Avec l’expérience acquise, le nombre d’animaux prévu dans ce projet est diminué de l’ordre de 20% par rapport au projet précédant. Pour démarrer une étude d’immunisation, le scientifique doit préalablement s’engager à ce que celle-ci-ci soit conforme aux 3R. De plus cet engagement sera écrit et vérifié par l’Etablissement utilisateur en charge de cette étude.
Raffinement
Les lapins sont hébergés individuellement en gardant un contact visuel et olfactif avec leurs congénères. De l’enrichissement est mis à leur disposition (balles de cellulose et/ou foin, anneau en plastique, mousqueton…) Un cycle jour nuit est présent en zone d’expérimentation (12h/12h). Les animaux sont observés de manière quotidienne par du personnel formé et compétent et pesés toutes les semaines. Durant cette pesée, un examen approfondi de l’état clinique des lapins est effectué par le technicien (e.g. : vérification des points d’injection, maux de patte éventuels, dentition…). Également, durant ce processus, des caresses aux animaux sont prodiguées. Des points limites intermédiaires associés à des actions spécifiques et des points limites terminaux sont en place. Par exemple, en cas de perte de poids ≥ 20% sur une semaine, une nourriture appétante est proposée à l’animal. Également, en cas d’apparition de certains signes cliniques (exemples : masses sans douleur pour l’animal, abcès sans lésion, fécalome) des protocoles de soins validés par un vétérinaire sont prodigués aux animaux. Certains gestes douloureux (injections intra-dermique) sont réalisés sous anesthésie générale et les injections répétées sont effectuées après application d’un anesthésiant local (lidocaïne). En cas de prélèvements sanguins, les volumes prélevés ainsi que les périodes de récupération suivront la réglementation, les recommandations de la «Federation of European Laboratory Animal Science Associations » (FELASA) ainsi que les raffinements et bonnes pratiques internes. Les injections et prélèvements ne pourront être réalisées que sur des sites sans hématome ni inflammation apparente, en utilisant des aiguilles stériles adaptées (à la taille de l’animal et à la voie d’abord) et à usage unique. A chaque abord d’une voie vasculaire, un point de compression sera effectué le temps suffisant pour assurer l’arrêt du saignement. Une observation de l'animal sera réalisée au retour dans sa cage pour s’assurer de sa récupération immédiate. Pour démarrer une étude d’immunisation, le scientifique doit préalablement s’engager à ce que celle-ci-ci soit conforme aux 3R. De plus cet engagement sera écrit et vérifié par l’Etablissement utilisateur en charge de cette étude.
Choix des espèces
Le lapin est l'animal le plus utilisé pour la production d’anticorps étant l’espèce animale la plus adaptée pour cela, de par la production de volumes suffisants d'antisérum qualitatif et à titre élevé. Cela permet donc d’utiliser moins d’animaux pour l’objectif scientifique requis. Age minimum des lapins : 10 semaines. A cet âge, les lapins ont un système immunitaire permettant la réalisation des études de type immunisation.
Evaluation de la biodistribution in vivo sur un modèle de cancer du sein de 3 analogues radiomarqués de la neurotensine spécifiques du récepteur NTS-1 pour des applications théranostiques.
- Recherche appliquée
- Cancers
- Diagnostic des maladies
- Recherche fondamentale
- Oncologie
80 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une tumeur mammaire humaine est greffée dans leurs glandes mammaires, puis elles reçoivent des injections de traceurs radiomarqués et passent plusieurs séances d'imagerie sous anesthésie avant une ponction cardiaque terminale. Le porteur indique que l'inoculation de la tumeur peut engendrer du stress, que la croissance ou la nécrose tumorale peut provoquer une gêne et que les anesthésies répétées peuvent affecter les animaux. Il affirme que les résultats in vitro ne suffisent pas et qu'un modèle animal porteur de tumeurs est "indispensable" pour valider le ciblage de ces peptides.
Objectifs
Le récepteur NeuroTenSine-1 (NTS-1) a été précédemment identifié comme étant une excellente cible dans les tumeurs primaires et les métastases ganglionnaires chez des patients atteints d’un cancer de la prostate et de cancer du sein avec un pronostic plus sombre. Des résultats prometteurs ont été obtenus au cours d'études d'imagerie préclinique PET (Tomographie par Emission de Positons) avec des analogues peptidiques radiomarqués au 68Ga (émetteur beta+). Afin d’optimiser ces séries d’analogues, 2 peptides radiomarqués au gallium-68 et au fluor-18 pour le diagnostic PET et 1 peptide radiomarqué au lutétium-177 pour la radiothérapie ont été étudiés et validés in vitro. Le présent projet de recherche préclinique vise à tester in vivo ces radiopeptides sur des modèles murins de cancers du sein exprimant ces récepteurs NTS-1.
Bénéfices attendus
Si un patient métastatique est imagé avec succès par tomographie par émission de positons suite à une injection de radiopharmaceutique dédié, celui-ci pourrait alors bénéficier d’un traitement ciblé par radionucléides (TRT : Targeted Radionuclide Therapy) utilisant le même ligand radiomarqué avec un radionucléide thérapeutique. Le projet vise à optimiser une série d’analogues en modifiant le radionucléide associé à un peptide sur un modèle de cancer du sein triple négatif.
Procédures
Les différentes interventions sur les 80 souris Balb/c nude sont les suivantes : - xénogreffes orthotopiques de cellules tumorales (cancer du sein) dans les glandes mammaires sous anesthésie gazeuse (10min) - 2 Injections intraveineuses au niveau de la queue de 200µl de solution saline contenant les radiotraceurs sous anesthésie gazeuse pour les 80 souris (5 min) - 1 acquisition PET/CT (18F-FDG) pour les 80 souris sous anesthésie gazeuse (5min CT + 15 min PET) - 1 acquisition PET/CT pour 1 souris sur 2 soit 20 souris du groupe "diagnostic" sous anesthésie gazeuse (5min CT + 15 min PET) - 1 acquisition SPECT/CT pour les 40 souris du groupe "thérapie" sous anesthésie gazeuse (5min CT + 20 min SPECT) - 1 ponction cardiaque terminale pour les 80 souris sous anesthésie gazeuse 3% (5min)
Impact sur les animaux
Les nuisances attendues seront : 1) l'inoculation des tumeurs au niveau des glandes mammaires pouvant engendrer un stress 2) une pousse de tumeur trop importante ou une nécrose potentielle de la tumeur peut entrainer une gêne localisée 3) les anesthésies répétées pour la mise en place du modèle et pour l'imagerie ([18F]FDG et du radiopeptide étudié) peuvent impactées la souris. 4) la mise à mort en fin d'étude.
Devenir
A la fin de la procédure, les 80 souris seront mises à mort. Le sang et les organes seront prélevés pour un comptage radioactif et analyses immunohistochimiques ultérieures.
Remplacement
Les résultats in vitro ne sont pas suffisants pour valider le devenir de l’analogue radiomarqué in vivo. L’utilisation de modèles animaux porteurs de tumeurs avec une forte expression du récepteur NTS1 est indispensable pour déterminer la faisabilité d’un ciblage oncologique des 3 peptides.
Réduction
les expérimentations ont été conçues afin d’utiliser le moins d’animaux possibles. 2 peptides « diagnostic PET » et 1 peptide «thérapie » seront étudiés. Pour chaque peptide « diagnostic PET », il est nécessaire de visualiser leur biodistribution in vivo et d’identifier les organes présentant une forte expression des récepteurs NTS-1. Ainsi, 10 souris seront injectées avec le radiopeptide seul et 10 souris avec le radiopeptide + 150 µg de neurotensine pour le « blocking ». Pour l’étude du peptide thérapeutique radiomarqué au 177Lu, 40 souris seront incluses dans le protocole de biodistribution : 1 lot « radiopeptide seul » et 1 lot « blocking » ; 4 temps par lot ; 5 souris par temps.
Raffinement
Les souris sont placées dans des conditions optimales (température, hygrométrie, cycle jour/nuit 12h/12h, enrichissement des cages) au sein d’une animalerie de recherche agréée. Les animaux sont nourris ad libitum et toute manipulation invasive sera précédée d’une anesthésie générale sous isoflurane 2%. Nous avons choisi des points limites clés qui permettent de prévenir une détérioration de l’état clinique générale de l’animal dans le but d’éviter une quelconque souffrance. Les points limites sélectionnés sont les suivants : perte de poids supérieure à 20%, déshydratation, immobilité de plus de 1h (signe d’une douleur aigüe), ulcération et limitation de la taille de la tumeur.
Choix des espèces
Le modèle souris est communément utilisée en oncologie. La Balb/c nude est une souris d’une souche consanguine immunodéprimée et sans poil qui en fait l’un des meilleurs modèles pour la greffe orthotopique de tumeur humaine. Les souris seront réceptionnées à 8 semaines et mises en quarantaines pendant 2 semaines. Les études seront initiées à 10 semaines de développement. L’induction des tumeurs se fera à 10 semaines. Le suivi de la croissance tumorale peut être réalisée en externe par mesure à l’aide d’un pied à coulisse. Lorsque les tumeurs atteindront un volume minimum de 150 mm3, une première acquisition [18F]-FDG sera effectuée pour suivre la croissance tumorale et les métastases potentielles. Les études de 3 radiopeptides pourront être initiées minimum 2j après la première étude PET.
Évaluation de la fonction rénale chez le chien sain avant et après administration d’IECA (Inhibiteur de l’Enzyme de Conversion de l’Angiotensine) et d’ARB (Antagoniste des Récepteurs à l’Angiotensine)
- Recherche appliquée
- Diagnostic des maladies
- Maladies animales
15 chiens beagles sains vont être utilisés, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, huit réutilisés ensuite pour des travaux pratiques et sept proposés à l'adoption. Chaque animal reçoit trois traitements oraux successifs et subit de nombreuses prises de sang, jusqu'à neuf par journée sur cinq cinétiques réparties sur douze semaines, ainsi que des prélèvements d'urine sous échographie. Le porteur décrit un inconfort limité aux ponctions veineuses répétées et prévoit une sortie d'étude si les veines s'abîment. Il justifie le recours au chien sain par la nécessité d'écarter toute maladie rénale préexistante et compare un antihypertenseur récent, le telmisartan, au bénazépril.
Objectifs
Les maladies rénales chroniques (MRC) sont fréquemment rencontrées chez le chien. Certaines conditions fréquemment associées aux MRC, comme l’hypertension artérielle ou la protéinurie, sont des facteurs péjoratifs en termes de progression de la maladie et nécessitent une prise en charge médicale spécifique. Le traitement repose majoritairement sur des molécules avec divers modes d'action sur la fonction rénale comme le bénazépril ou plus récemment le telmisartan. Néanmoins, ces molécules peuvent avoir des effets secondaires pouvant contre-indiquer leur utilisation et/ou compliquer le suivi des patients atteints de MRC. Pour autant, l’effet du telmisartan sur la fonction rénale n’a pas encore été décrit chez le chien sain, ni n’a été comparé au bénazérpil plus couramment utilisé en cas de MRC à ce jour. Les objectifs de ce projet sont : 1. de décrire l’impact d’un traitement oral d’une semaine à base de telmisartan ou de bénazépril (versus placebo) sur la fonction rénale de chiens sains ; 2. de documenter la persistance dans le temps, après l’arrêt des traitements, des modifications éventuellement constatées ; 3. de comparer les variations observées chez les chiens sains recevant le telmisartan, le bénazépril ou le placebo.
Bénéfices attendus
Cette étude permettrait une meilleure compréhension et la caractérisation des effets cliniques et biologiques inhérents au telmisartan chez un patient sain, en comparaison avec la molécule historique (bénazépril) utilisée dans le contexte des maladies rénales chroniques chez le chien, et contre placébo. Cela permettrait également, dans un contexte clinique réel (insuffisance rénale chronique par exemple) de mieux comprendre et anticiper les variations biologiques présentes lors du suivi de ces patients, comme inhérentes au traitement ou à l’évolution naturelle de la maladie.
Procédures
Administration de 3 traitements successivements : une fois/jour pendant 1 semaine pour les traitements 1 et 2, deux fois par jour pendant 1 semaine pour le traitement 3. Administration d'un marqueur de la fonction rénale par voie intraveineuse : 5 fois soit à chaque début de cinétique plasmatique. Prélèvements sanguins : 9 prélèvements sur une journée * 5 cinétiques réparties sur 12 semaines. Prélèvements urinaires : un à J0 (avant traitement), J7 (fin traitement 1), J28 (fin sevrage 1), J35 (fin traitement 2), J56 (fin sevrage 2), J63 (fin traitement 3), J84 (après traitement).
Impact sur les animaux
Les chiens pourront être soumis à un risque de stress et de douleur lors de la réalisation des prises de sang et d’urines, minimisés par la réalisation d’une contention efficace permettant la réalisation rapide du prélèvement, à l’utilisation d’aiguilles et seringues stériles à usage unique et par un personnel compétent. Les prélèvements d'urine seront réalisés uniquement sous contrôle échographique. L’innocuité de cette procédure a déjà été démontrée et justifie sa réalisation dans l’étude présentée. Au cours de chaque journée de prélèvement, 9 prises de sang seront réalisées avec des volumes totaux de sang prélevés ne dépassant pas 13 mL par journée. Aucun changement majeur dans l’environnement des Beagles ne sera réalisé.
Devenir
Les animaux pourront être réutilisés pour la prochaine sessions de Travaux Pratiques du Service de Physiologie (procédures légères) ou proposés à l'adoption.
Remplacement
Cette étude ne peut être réalisée in vitro compte tenu des interactions métaboliques entre les reins et les autres organes de l’organisme ainsi que de la complexité de la fonction rénale évaluée dans cette étude. Il est nécessaire de travailler avec des chiens sains afin de s’affranchir de l’influence d’une maladie rénale pré-existante sur les variables d’intérêt et donc afin de réaliser cette étude en l’absence de facteur confondant.
Réduction
Les effectifs nécessaires ont été prédéterminés en fonction des données existantes et selon des tests adaptés de puissance statistique.
Raffinement
Les procédures réalisées sur les chiens ne sont pas risquées et peu invasives. La source principale d’inconfort correspond à la réalisation de plusieurs prises de sang sur la journée. Pour limiter la gêne liée à ces actes, seules des personnes expérimentées réaliseront les prélèvements sanguins. De plus, chaque prise de sang sera accompagnée de l’application d’Hémoclar sur la veine jugulaire. Si un chien présente un hématome trop important, la veine contro-latéral pourra être utilisée. Par ailleurs, une sortie d’étude sera considérée si les veines sont considérées trop abîmées et source d’inconfort significatif pour l’animal. La tolérance des prises de médicaments sera évaluée par un bilan sanguin hebdomadaire afin de prévenir l'apparition d'effets secondaires et être en mesure d'écarter l'animal de l'étude avant tout signe d'inconfort ou de douleur.
Choix des espèces
L’étude est conduite sur des chiens qui représentent la principale espèce susceptible de bénéficier des IECA et/ou du telmisartan en pratique clinique. Peu de données sont actuellement disponbile sur l’efficacité comparée de ces deux traitements chez le chien. Le chien d’expérimentation est donc un excellent modèle, directement transposable aux chiens présentés en pratique dans un contexte de maladie rénale chronique. Animaux adultes. Les jeunes animaux (< 1an) ne sont pas inclus compte tenu des différences d’intervalles de référence connues chez les animaux en croissance et de la durée de l’étude s’étalant sur plus d’un mois. Le risque de mettre en évidence des variations dues à la croissance serait alors un biais difficile à compenser. Par ailleurs, épidémiologiquement, les très jeunes adultes sont les moins représentés parmi les animaux présentant des affections rénales.