Toxicologie (hors obligations réglementaires)

Une chirurgie de vingt minutes pour injecter un composé entre les méninges, puis jusqu'à six prélèvements de sang en vingt-quatre heures : 3 480 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, presque tous tués à l'issue pour prélever sang, liquide céphalorachidien et organes. L'objet réel est d'évaluer où se distribuent des nanoparticules lipidiques et des exosomes chargés de candidats médicaments neurologiques, dans le cadre de la recherche pharmaceutique. Seuls 174 rats, ceux qui n'auront finalement reçu aucun produit, pourront être réutilisés dans un autre projet. Le porteur retient le rat parce que la voie intrathécale employée en clinique humaine y est praticable et parce que les études réglementaires ultérieures utilisent la même espèce, et affirme qu'un modèle animal reste "nécessaire" pour juger l'interaction avec l'"organisme entier".

Objectifs

Il existe de nombreuses pathologies pour lesquelles les besoins thérapeutiques ne sont pas satisfaits. Une proportion très importante de ces pathologies atteint le système nerveux. Ces maladies neurologiques, souvent rares, sont très invalidantes voire mortelles et considérées comme la première cause de handicap dans le monde. En 2021, près de 3 milliards d’individus étaient atteints d’une maladie neurologique. L’objectif principal de la R&D Pharmaceutique est de développer de nouveaux candidats médicaments qui seront évalués durant des essais cliniques en vue de satisfaire les besoins médicaux grandissants et d’améliorer le traitement de ces maladies neurologiques. Il est nécessaire que les candidats médicaments atteignent les cellules du système nerveux en passant la barrière hématoencéphalique Ce passage étant critique, la plupart des candidats médicaments utilisés pour le traitement des maladies neurologiques est administrée au niveau des lombaires entre les méninges par injection dans l’espace intrathécal (IT) chez l’Homme. De nouvelles formulations utilisant des nanoparticules lipidiques (LNP) ou des exosomes (vésicules protéiques naturellement excrétées par les cellules qui constituent une voie de communication intercellulaire) ont été développées pour améliorer la biodistribution dans les structures cérébrales, l’activité et/ou la tolérabilité de ces candidats médicaments. A terme, il pourrait même être possible d’administrer les candidats médicaments dans ces formulations par d’autres voies d’administration (intraveineuse ou intranasale), moins contraignantes que la voie IT utilisée en clinique pour l’administration de candidats médicaments seuls. L’objectif de ce projet est d’évaluer la tolérabilité et la biodistribution de différents LNP et exosomes dans un premier temps seuls, puis chargés avec le candidat médicament, après administration intrathécale, intraveineuse ou intranasale chez le rat. En effet, le rat présente une forte homologie physiologique et anatomique avec l’Homme et ainsi une forte valeur translationnelle. De plus, la voie intrathécale utilisée en clinique humaine peut être réalisée chez cette espèce. Après sélection par screening in vitro des formulations et des candidats médicaments les plus prometteurs, l’utilisation du rat est nécessaire afin d’évaluer la distribution, l’activité et la tolérabilité du candidat médicament dans la formulation sur un organisme complet et des structures cérébrales plus faciles à discerner

Bénéfices attendus

Actuellement, une grande majorité des médicaments pour le traitement de maladies neurologiques et notamment neurodégénératives sont administrés par voie intrathécale, permettant de s’affranchir du passage de la barrière hémato-encéphalique et ainsi permettre l’action du médicament sur le cerveau. Cependant, la voie intrathécale est contraignante pour le patient notamment dans le cadre d’administrations répétées Le bénéfice apporté par ce projet est ainsi d’optimiser les formulations de ces candidats médicaments pour améliorer leur activité, leur distribution et de diminuer leur toxicité. Le fait de charger ces candidats médicaments dans des nanoparticules lipidiques ou des exosomes peut aussi permettre de protéger la molécule de la dégradation (permettant de réduire le nombre d’administrations et donc la contrainte à la fois pour l’animal mais aussi pour l’Homme) et d’évaluer l’utilisation de voies d’administration autres que la voie intrathécale (moins de contraintes pour l’animal et pour l’Homme dans les études ultérieures).

Procédures

- A l’administration (unique) sur tous les animaux de composés par voie parentérale nécessitant une contention courte ou le passage préalable dans une enceinte thermorégulée ou par abord chirurgical sous anesthésie et couverture analgésique ; - A l’administration sous cutanée d’analgésique en pré, péri et post opératoire ou lors de l’euthanasie - A des prélèvements de sang grâce à la technique du microsampling (faible volume de sang prélevé à la veine marginale de la patte) : 6 prélèvements maximum sur 24 heures, 1 fois maximum dans l’étude - A un prélèvement unique de sang réalisés sous anesthésie et analgésie avant l’euthanasie

Impact sur les animaux

Dans le cadre de ce projet, des nuisances ou douleurs peuvent survenir à savoir : - Conséquences directes des actes expérimentaux : • Administration intrathécale (unique dans l’étude) : la phase de chirurgie nécessaire à l’administration du composé testé (d’une durée d’environ 20 minutes) et du suivi post-opératoire peut générer du stress et de la douleur (Degré de sévérité modéré) • Administration intraveineuse : le passage dans une enceinte thermorégulée (nécessaire pour réaliser le geste dans de bonnes conditions) d’une durée maximale de 5min, la contention dans une boite adaptée à l’espèce utilisée (2min maximum) peuvent générer du stress et l’injection (moins de 10sec) de la douleur (degré de sévérité modéré) • Administrations des formulations ou d’analgésique par voie intranasale intrapéritonéale, intramusculaire, ou sous-cutanée : la contention d’une durée maximale de 15s peut générer du stress et l’injection (moins de 10s) de la douleur. (Degré de sévérité léger) • Prélèvements de sang à la veine marginale de la patte ou à la veine caudale : La contention d’une durée maximale de 2min ainsi que le prélèvement (moins de 30s) peuvent générer du stress et de la douleur (degré de sévérité modéré) - Conséquence indirecte des actes expérimentaux : La molécule administrée peut en elle-même induire des effets cliniques et peut provoquer une nuisance pour l’animal.

Devenir

L’ensemble des animaux ayant reçu l’administration d’un candidat médicament dans ce projet seront euthanasiés à l’issue de chaque procédure pour la collecte de sang/ liquide céphalorachidien pour analyse et d’organes pour lecture de distribution ou d’activité. Les seuls cas de réutilisation possible dans un autre projet concernent les rats pour lesquels au moins un premier geste invasif a été réalisé dans le cadre de la procédure (entrant dans la définition de la procédure expérimentale réglementaire ex : micro-sampling) et qui n’ont pas reçu de candidat traitement /véhicule : -du fait d’une décision anticipée d’arrêt de l’étude ou d’un groupe à la suite d’observation de signes cliniques sur un autre rat traité du groupe par exemple -ou s’il s’agissait d’animaux finalement non inclus.

Remplacement

Ce projet a pour but d’évaluer de nouvelles formulations innovantes pour l’administration de composés à visée neurologique. Si les modèles in vitro de passage de la barrière hémato-encéphalique sont de plus en plus prometteurs, ils restent incomplets pour juger de la distribution, de l’activité et de la tolérabilité des candidats médicaments ainsi que de l’interaction avec l’organisme entier, le système immunitaire ainsi qu’avec les éléments figurés du sang. L’utilisation d’un modèle animal reste donc nécessaire et le rat est l’espèce rongeur la plus adéquate pour répondre à l’ensemble des objectifs du projet (voie intrathécale possible chez cette espèce, processus physiologiques très semblables à l’Homme). L’ensemble des designs expérimentaux de ce projet est néanmoins optimisé afin de n’utiliser que le strict minimum d’animaux et de générer des données utilisables pour les études ultérieures. De plus des méthodes alternatives de screening vitro de passage de la barrière hémato-encéphalique sont utilisées pour caractériser et sélectionner les formulations à tester dans ces études ce qui permet de réduire fortement leur nombre.

Réduction

Une sélection des formulations les plus prometteuses est réalisée à l’aide de screening vitro et ou silico avant la mise en place des études incluses dans ce projet. Le nombre habituel d’animaux (2 à 5 individus/groupe selon la procédure) est déterminé pour être un compromis efficace afin d’atteindre les objectifs des différentes procédures tout en utilisant le nombre d’animaux le plus restreint. Ces études permettent d’évaluer l’activité et la distribution du candidat médicament dans ces formulations et ainsi d’affiner le schéma d’administration pour les études suivantes, diminuant ainsi le risque pour les animaux. Selon la procédure, un nombre important d’examens cliniques et paracliniques peuvent être réalisés par animal (observations cliniques, poids et température corporelle, prélèvement de sang pour pharmacocinétique ou biologie clinique, prélèvements d’organes…) réduisant aussi le nombre d’animaux nécessaire à chaque procédure de ce projet. Enfin, l’utilisation de la technique du microsampling pour prélèvement de sang (prélèvement d’un faible volume à la veine marginale de la patte 40µL minimum) peu invasive, rapide, permet de réaliser une cinétique complète sur un même individu, contribuant ainsi à la réduction du nombre d’animaux, tout en respectant les limites de volume sanguin (volémie) physiologiques et le bien-être animal.

Raffinement

Des observations cliniques sont réalisées chaque jour. Dès que des signes cliniques sont observés, une décision est prise en concertation entre le vétérinaire, le responsable scientifique, la SBEA et les équipes en charge des animaux. Selon la clinique observée, et si les animaux sont en phase d’étude ou pas, une prescription de soins, un arrêt de traitement, ou une euthanasie peut être mise en place, tout en tenant compte de l’objectif de l’étude. Cette décision se base si besoin sur le score d’une grille de points limites spécifique à l’espèce étudiée, mise en place avant l’apparition des points limites. L’injection par voie IT est réalisée dans des conditions d’asepsie optimales, sous anesthésie gazeuse avec tapis chauffant, analgésie et anesthésie locale pré, péri et post-opératoire. Le protocole d’analgésie sera adapté au cas par cas. L’ensemble des animaux est hébergé et manipulé dans un secteur à confinement spécifique avec des procédures d’accès, des conditions d’hébergement et de manipulations strictes appliquées par tout le personnel et intervenants. Les animaux sont manipulés et peuvent être entrainés si l’étude nécessite un geste technique particulier et l’ensemble du personnel technique formé pour générer le moins de stress possible lors des actes expérimentaux. Tous les animaux sont stabulés en groupes, sauf cas exceptionnel justifié scientifiquement (signes cliniques nécessitant l’isolement), avec de l’enrichissement adapté aux besoins du rat (matériel de nidification, matériel à ronger). Au cas par cas, on peut mettre en place des modifications des conditions d’hébergement pour raffinement (ex : chauffage en cas d’hypothermie transitoire). Pour les prélèvements de sang, la technique du microsampling (prélèvement d’un faible volume de sang à la veine marginale de la patte) est mise en place. Cette technique, rapide, peu invasive, permet de limiter l’impact d’une cinétique et de respecter les limites de volémie physiologiques du rat (recommandations SBEA disponibles en interne). Elle permet également d’éviter le placement préalable de l’animal dans une enceinte thermorégulée nécessaire à la bonne réalisation du geste Enfin, dès qu’un acte expérimental nécessite une incision, une analgésie est mise en place en plus de l’anesthésie gazeuse).

Choix des espèces

L’ensemble des procédures de ce projet est réalisé sur l’espèce rat car : - Le rat présente une forte homologie physiologique, comportementale et anatomique avec l’Homme et ainsi une forte valeur translationnelle - La voie intrathécale nécessaire à l’administration des formulations de ce projet peut être réalisée chez le rat. - Les structures cérébrales, dont certaines sont la cible des formulations et des futures candidats médicaments sont plus faciles à étudier chez cette espèce. - Les études réglementaires ultérieures et nécessaires au développement d’un candidat médicament utilisent ce modèle expérimental. S’ajoutent à cela les données historiques (internes et issues de la littérature) relatives au rat (âge, sexe) et nécessaires à l’évaluation et l’interprétation des effets ainsi que les données des études pharmacologiques réalisées en amont. Jeunes adultes et adultes, conformément aux requis réglementaires et correspondant à l’âge des animaux utilisés communément dans les protocoles de recherche de candidat médicament et dans les études ultérieures à ce projet.

13 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, tous tués à l'issue au motif qu'une exposition à la toxine les rendrait inutilisables ailleurs. Chacun reçoit la mycotoxine Enniatine B1 une fois par gavage et une à deux fois par voie intraveineuse, puis subit quatorze prélèvements sanguins à l'état vigile, répartis sur deux journées séparées par une période de récupération. Les rats arrivent déjà cathétérisés par le fournisseur, ce que le porteur compte au titre du raffinement, et leurs concentrations plasmatiques doivent alimenter un modèle mathématique censé prédire l'exposition humaine à cette toxine des céréales. Le porteur annonce vouloir "établir pour cette toxine des méthodes alternatives à l'expérimentation animale", et écrit dans le même document que l'étude chez le rat reste "indispensable" pour extrapoler des cellules à un "organisme entier".

Objectifs

L’Enniatine B1 est une mycotoxine émergente secrétée par les microchampignons du genre Fusarium. La toxicité potentielle a été étudiée mais il n’a pas été reporté de cas d’intoxication humaine cependant, du fait de son activité ionophorique, elle interagit avec plusieurs composants cellulaires avec des effets notamment au niveau du foie, estomac, intestin et reins, en cas d'exposition chronique. Elle fait partie des enniatines les plus prévalentes dans les céréales et les produits céréaliers. Ainsi, cette prévalence implique une exposition, aussi bien des humains que des animaux se nourrissant de céréales, de manière quotidienne à de faible doses. Par ailleurs, le manque de données sur la toxicologie de l’Enniatine B1 entraine l'impossibilité de fixer des seuils de sécurité pour la santé. Le projet vise à combler certaines lacunes sur ces données et à établir pour cette toxine des méthodes alternatives à l'expérimentation animale. Il s’articule autour de plusieurs axes, tout d’abord des expérimentations sur des cellules hépatiques humaines et de rats, dans le but d’étudier le devenir de la toxine. La seconde étape consiste en l’extrapolation par modélisation mathématique pour passer de l’échelle cellulaire à l’animal. Les données de cette extrapolation requièrent une validation par une étude des concentrations sanguines de l’Enniatine B1 chez le rat, sachant qu’on ne peut envisager des études chez l’humain dans un contexte toxicologique. Les données sanguines chez le rat serviront au développement d’un modèle mathématique qui reflète le fonctionnement de l’organisme chez le rat. La comparaison des concentrations toxiques pour les cellules hépatiques et les concentrations sanguines prédites par le modèle mathématique permettra de déterminer les seuils toxiques pour l’humain.

Bénéfices attendus

Le projet vise à combler les lacunes sur le devenir et la toxicité de l’Enniatine B1 pour le foie. Les données serviront au développement d’un modèle mathématique validé par l'étude chez le rat pour comparaison avec les études sur cellules. Ce modèle servira d’outil de prédiction de l’exposition humaine par estimation des concentrations plasmatiques et permettra de simuler des scenarios d’exposition. Les concentrations plasmatiques prédites par le modèle, comparées aux concentrations toxiques pour le foie permettront de déterminer le risque pour la santé humaine à long terme.

Procédures

Chaque rat, recevra l’Enniatine B1 une fois par voie orale et une ou deux fois par voie intraveineuse. Le gavage réalisé une fois pour chaque rat dure moins de 2 minutes. L’injection en intra veineuse se fait en 15 secondes. Chaque rat à l’état vigile subira au total 14 prélèvements de 0.1 mL de sang et durant moins de 30 s. Les échéances pour chaque rat seront réparties sur 2 jours séparés par une période de récupération comme suit : - 7 prélèvements à 0 min (avant l’injection), 10 min, 20 min, 45 min, 2h, 6h et 24h ou bien 5 min, 15 min, 30 min, 1h, 4h, 8h et 24h après injection intraveineuse. - 7 prélèvements à 0 h (avant gavage), 1h, 4h, 7h, 9h, 11 h et 24h ou bien 15 min, 2h, 6h, 8h, 10h, 12h et 24h après administration par voie orale. A noter que l’injection intraveineuse et les prélèvements ne sont pas invasifs, car effectués via un cathéter préalablement installé par notre fournisseur agrée avant l'arrivée des animaux au sein de nos locaux. Un contrôle quotidien préventif est toutefois nécessaire pour s'assurer de la pérénité des cathéters.

Impact sur les animaux

Le cathéter posé pour réduire la douleur et l’inconfort des prélèvements peut être sujet à une infection ou une inflammation induisant une douleur ou une souffrance chez le rat. Par ailleurs, le gavage qui pourrait constituer une source de stress pour les animaux, sera réalisé par un opérateur expérimenté, afin de s’assurer de la sécurité des animaux et de réduire l’inconfort lors de la contention.

Devenir

Tous les animaux impliqués dans ce projet, seront mis à mort après le dernier prélèvement de la dernière séquence de chacune des procédures (pilote et principale). Ayant été exposés à une toxine, les rats pourraient développer une toxicité retardée ou des effets pouvant changer le fonctionnement de leur organisme, notamment au niveau du foie ou la toxine est métabolisée. De ce fait, ils ne peuvent être réutilisés dans d'autres projets.

Remplacement

Cette étude est indispensable pour valider les résultats des expérimentations de la cinétique de l'Enniatine B1 obtenus sur des modèles cellulaires. Les études sur des cellules isolées ne reflètent pas le fonctionnement d’un organe ou d’un organisme entier, qui ne peut s’apprécier que par des études chez l’animal. Ces études restent indispensables pour pouvoir extrapoler les données sur cellules à un organisme entier. Les méthodes alternatives comme les expérimentations in vitro ou la modélisation permettent de réduire le recours à l’expérimentation animale ou le nombre d’animaux utilisés mais aucun modèle expérimental ne permet dans l’état actuel d’avancement de la science de s’affranchir complètement des études sur animal.

Réduction

Afin de réduire le nombre d’animaux par procédure, un design expérimental spécifique sera appliqué, permettant d’utiliser les mêmes animaux pour deux administrations avec une période de récupération suffisante à l’excrétion totale de l’Enniatine B1 avant la seconde administration. Ce design permet de couvrir un nombre suffisant de prélèvements sanguins, tout en respectant le volume sanguin maximal à prélever par rat. De plus, en réutilisant les rats dans une seconde séquence, le nombre d’animaux par temps de prélèvement garantira des données pouvant être exploitées dans un modèle mathématiques avec ses variations (grâce à l'augmentation du nombre d'animaux par temps de prélèvement en réutilisant les animaux dans une seconde séquence).

Raffinement

Dans le respect des normes du bien-être animal, les rats seront hébergés dans des cages en polypropylène, aux bonnes dimensions, sur litière. Les rats seront au minimum deux par cages. Par ailleurs, les cages seront équipées d’enrichissements comme : briquettes, balles, billes…etc, et seront en étroite proximité pour favoriser le contact visuel et sonore entre les rats des autres cages. De même, les cages à métabolisme seront également équipées d’enrichissements comme les balles. Le design expérimental est conçu pour réduire autant que possible l’inconfort des animaux en limitant au strict nécessaire leur manipulation. Ainsi, l’utilisation d’animaux cathétérisés, permet de réduire l’inconfort et la douleur lors des prélèvements sanguins et de faciliter l’administration par voie intraveineuse. De plus, Les cathéters seront nettoyés à chaque utilisation avec une solution de chlorhexidine avant fermeture, et surveillés régulièrement pour détecter d’éventuels signes d’infection. L’expérimentation sera effectuée par des opérateurs formés, maitrisant les gestes de contention afin de limiter l’inconfort et la souffrance des rats. De même, la surveillance des signes limites déterminés au préalable permet d'intervenir rapidement sur les animaux. Des méthodes et des médications appropriées sont prévues pour réduire le stress, l’inconfort ou la douleur. L’administration d’analgésiques (Anti-Inflammatoires non stéroïdiens (AINS) ou bien des dérivés morphiniques) est prévue si nécessaire.

Choix des espèces

Les rats ont été choisis pour l’expérimentation animale car le laboratoire dispose déjà de données sur des cellules isolées de foie de rats Sprague-Dawley. Les rats utilisés pour cette étude sont au stade de développement entre 6-8 semaines, pour permettre la pose chirurgicale des cathéters. Ce choix est également justifié par le fait de réduire la quantité de toxine (Enniatine B1) utilisée, et pour répondre aux besoins en terme de prélèvements sanguins.

Une étude réglementaire de toxicologie, précédée d'une étude pilote qui sert aussi à former les chirurgiens, doit ouvrir la voie aux essais cliniques d'un produit de thérapie tissulaire d'origine humaine contre la maladie de Parkinson. 150 rats Nude immunodéprimés, 20 pour le pilote et 130 pour l'étude principale, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, et tous seront tués à la fin, ceux de l'étude principale pour l'examen de leurs organes exigé par la réglementation. Après un jeûne la veille, chaque rat reçoit sous anesthésie une injection dans le cerveau, un acte d'environ deux heures trente, et peut présenter ensuite désorientation, perte d'équilibre, hypothermie, douleur, tremblements ou convulsions. Des tests neurocomportementaux, que le texte ne détaille pas, ont lieu avant l'injection puis quatre et vingt-quatre heures après, et le liquide céphalo-rachidien est prélevé sous anesthésie, sans réveil, avant la mise à mort. Le porteur juge "nécessaire" l'immunodéficience partielle des rats pour réduire le risque de rejet du produit d'origine humaine.

Objectifs

Le premier objectif de ce projet est la validation du modèle d’administration intracérébrale chez le rat immunodéprimés (étude pilote), incluant la formation des chirurgiens. Une fois le modèle validé, le second objectif de ce projet est la réalisation d’une étude réglementaire de toxicologie générale (étude principale) chez le rat immunodéprimés. Cette étude consiste en l’administration unique du produit à tester (futur médicament) suivie d’observations régulières des animaux, pesées corporelle, évaluation des effets sur les paramètres sanguins et analyse macroscopique ou histopathologique, évaluation de la toxicocinétique et pharmacodynamique du produit. Cette étude permettra d’accéder aux essais cliniques afin de confirmer la sécurité et l’efficacité du produit chez l’Homme avant sa mise sur le marché ou d’obtenir l’autorisation de mise sur le marché

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus sont : - la détermination de la tolérance d'un produit de thérapie tissulaire chez l'animal - l'obtention de l'autorisation d'essai clinique et la réalisation d'essai clinique chez l'homme avec le maximum de sécurité pour les personnes incluses - à long terme la mise sur le marché d'une thérapie innovante permettant de traiter les patients atteints de Parkinson

Procédures

Chaque animal aura une procédure d’injection intracérébrale unique, réalisée sous anesthésie générale volatile avec surveillance anesthésique et une antalgie suffisante (durée environ 2h30). Des tests neurocomportementaux sont réalisés (durant le prétest et +4h et 24h postadministration ; durée approximative : 5 à 7 min). Un prélèvement de liquide céphalo-rachidien (LCR) et de sang seront réalisés en fin de procédure (avant mise à mort), sur animaux anesthésiés (sans réveil) (durée quelques minutes).

Impact sur les animaux

Les procédures d’administration intracérébrale sont réalisés sous anesthésie, après mise à jeun la veille. Lors du réveil anesthésique, une désorientation/perte d’équilibre, perte de certains reflexes neurologiques ainsi qu’une hypothermie, une douleur post-injection et baisse d’activité (en raison de la durée de la chirurgie) peuvent être observées temporairement. Des évènements anesthésiques liés à l’anesthésie volatile peuvent survenir. Des signes locaux (oedème, ...) au niveau des sites d’administrations peuvent être observés. Des symptômes neurologiques (tremblement, convulsion,…) peuvent être observés à la suite de la procédure d’administration intracérébrale. Les nuisances pour les animaux peuvent être les suivantes (tous les animaux n’ont pas toutes les nuisances) : - Stress, inconfort ou douleur brève, n’excédant pas quelques minutes, lors de prélèvement de sang. - Anesthésie de quelques minutes et réveil d’anesthésie (incoordination) lors des prélèvements de sang réalisés sous anesthésie - Stress lors de changement d’environnement lors d’évaluation neurocomportementale : durée du test en lui-même généralement quelques minutes. - Effets toxicologiques ou pharmacologiques légers à modérés dus à l’administration du candidat médicament à tester (perte de poids, léthargie, excitation, baisse en consommation de nourriture, tremblements, irritation ou inflammation locale au site d’administration…). Des points limites précoces adaptés sont mis en place afin d’éviter une prolongation inutile des effets observés. En cas d’atteinte de ces points limites, des mesures sont rapidement prises pour limiter la souffrance (mise en place d’un traitement analgésique, diminution de la dose testée, suspension de la procédure ou euthanasie).

Devenir

Les animaux de l'étude pilote seront mis à mort en fin d’expérimentation afin de valider la procédure d’administration. Les animaux de l'étude principale seront euthanasiés en fin d’expérimentation en vue d’examens et de prélèvements d’organes ou tissus (examens macroscopiques et microscopiques) tels que requis par la réglementation pour la détermination des organes cibles.

Remplacement

Actuellement, il n’existe pas d’alternative non animale permettant d’évaluer la sécurité et la toxicité, notamment systémique et neurocomportementale des futurs candidats médicaments dans le cadre du développement de thérapies innovantes, telles que la thérapie tissulaire. Il n’existe pas non plus d’alternative non animale pour valider que la technique d’administration intracérébrale aboutit à une exposition de l’animal au candidat médicament et que celle-ci est bien tolérée (analyse histopathologique). Dans ces études, un relevé des signes cliniques et des paramètres sanguins des animaux est requis, ainsi qu’une évaluation macroscopique et microscopique des organes il est donc nécessaire d’avoir accès à l’animal dans son entièreté, pour évaluer l’ensemble des paramètres demandés par les guidelines.

Réduction

Le nombre d’animaux dans ce projet a été défini sur la base du nombre minimum d’animaux requis pour pouvoir conclure à la validation de la technique. Afin de réduire ce nombre au minimum, les techniciens ont été préalablement formés en ex-vivo. Le nombre d’animaux dans ce projet est basé sur les guidelines et est le minimum pour pouvoir interpréter et conclure sur l’évaluation histopathologique et l’analyse de biodistribution. Au total, 150 animaux seront utilisés dans ce projet : 20 animaux pour l’étude pilote, 130 animaux pour l’étude principale. L’étude pilote, sur un nombre limité d’animaux, va permettre de mettre au point et valider la technique d’administration intracérébrale et avant le démarrage de l’étude principale, qui a pour but de déterminer la toxicité d’un candidat médicament sur un nombre plus important d’animaux

Raffinement

Les animaux auront une période d’acclimatation aux conditions environnementales avant le début des procédures. Les rats seront hébergés en groupes sociaux sauf incompatibilité comportementale, dans des portoirs ventilés avec filtration de l'air, dans des cages sur fond plastique et sur de la litière de cellulose avec un enrichissement adapté (papier kraft, tunnel, …). La procédure d’administration intracérébrale sera réalisée sous anesthésie générale volatile avec surveillance anesthésique. Une analgésie préventive sera mise en place avant et après administration du produit de l’élément d’essai afin d’anticiper toute douleur ou détresse chez les animaux. Des mesures de prévention de l’hypothermie seront appliquées pendant l’anesthésie et au réveil. En raison du potentiel impact de l’administration intracérébrale, une évaluation neurocomportementale sera réalisée durant le pretest et après adminisration. De plus, les animaux ont accès a une eau de boisson filtrées et le matériel qui rentre dans l'animalerie est désinfecté. Les animaux sont observés au moins 1 fois par jour (incluant le week end) afin de permettre la détection rapide de signes cliniques et d’agir au plus vite pour limiter toute souffrance ou douleur inutile et sont évalués par le vétérinaire en cas d'anomalies. Des anti-inflammatoires / antibioiques seront prescrits en cas de signes d'infection locale et/ ou d'hyperthermie sans atteinte neurologique. L'euthanasie sera réalisée si les signes cliniques suivants sont observés : • convulsions ne rétrocédant pas spontanément ou à l'administration d'anti-convulsivants ou convulsions répétées dans la même journée • incapacité prolongée de l'animal à se déplacer ou pertes d'équilibres durables impactant la qualité de vie de l'animal • atteinte importante du niveau de conscience et vigilance de l’animal • stéréotypie • hyperthermie supérieure à 40°C ne répondant pas au traitement• signes de détresse et/ou douleur

Choix des espèces

Le rat répond aux exigences réglementaires pour la réalisation d'études précliniques. Dans le cadre de ce projet des rats immunodéprimés (rat Nude RNU) seront utilisés afin de permettre l’évaluation toxicologique d’un produit de thérapie tissulaire. Une immunodéficience partielle des animaux est nécessaire afin de réduire le risque de rejet en raison de l’origine humaine du produit de thérapie tissulaire. L’ensemble du projet se fera sur jeunes adultes/adultes afin de mimer les futures conditions d’utilisation clinique.

2 880 souris vont être utilisées, chacune pouvant recevoir jusqu'à trois administrations par jour pendant trois semaines et subir six prélèvements sanguins en vingt-quatre heures. Les procédures impliquent un niveau de souffrance modéré, 2 700 souris sont tuées et 180 réutilisées ailleurs, ces dernières étant celles sur lesquelles un geste invasif a été pratiqué sans qu'un candidat médicament leur soit administré. Gavage à la sonde, injections intraveineuses après passage en enceinte thermorégulée, injections intrapéritonéales, intramusculaires, intranasales et sous-cutanées, instillations oculaires, recueil d'urine de quatre heures, examen ophtalmologique, prélèvement en veine jugulaire sous anesthésie juste avant la mise à mort : le porteur ajoute que la molécule testée peut par elle-même provoquer des effets cliniques. Il s'agit de trouver la dose maximale tolérée avant les études d'efficacité, et le porteur présente ce projet comme une réduction des contraintes futures, puisque les études suivantes utiliseront davantage de souris.

Objectifs

L’objectif principal de la recherche et développement (R&D) est de développer de nouveaux candidats médicaments chimiques ou biologiques qui seront évaluées durant des essais cliniques en vue de satisfaire les besoins médicaux. des études préliminaires in vivo de sécurité non clinique sont mises en place sur des espèces rongeurs afin de déterminer un profil de sécurité robuste des nouvelles molécules avant administration chez l’Homme,. le développement d’un médicament nécessite d’évaluer à la fois : - la sécurité : par des études de toxicologie sur la souris (procédures encadrées par la présente DAP). - l’efficacité : à l’aide d’études de pharmacologie sur la souris (modèle mimant la pathologie) (procédures encadrées par d’autres DAP). Ces études in vivo de sécurité non clinique interviennent précocement dans le processus de développement pharmaceutique (en amont des études vivo d’efficacité) et ne sont réalisées que sur des molécules sélectionnées après des étapes de caractérisation/sélection in vitro (modèles cellulaires de toxicité) et in silico (ex. analyse informatique de la génotoxicité). A ce stade ni la dose efficace ni la première dose toxique in vivo ne sont connues. La réalisation de ces études chez la souris permet de déterminer un intervalle de doses tolérées par l'animal ainsi que la dose maximale à ne pas dépasser. Ces données sont essentielles pour que les études de pharmacologie, utilisant un effectif plus important de souris, puissent être réalisées dans des conditions optimales. Dans ce projet, des études de sécurité non clinique chez la souris seront réalisées afin de prédire la toxicité chez l’animal dans les études d’efficacité qui nécessiteraient d’utiliser de fortes doses et/ou des doses potentiellement toxiques (souvent le cas en oncologie). Elles permettent d’évaluer sur une courte durée et avec moins d’animaux si la dose et le schéma d’administration seront bien tolérés dans les études d’efficacité. L’utilisation de doses croissantes dans ces études peut permettre d’identifier la Dose Maximale Tolérée (DMT) pour un produit (ou un nouveau véhicule) et de l’utiliser en toute sécurité dans les études ultérieures. Ces études utilisent des souris ayant le même fond génétique (modèle non pathologique avec phénotype dommageable non exprimé) que les études d’efficacité afin qu’elles soient les plus prédictives possibles.

Bénéfices attendus

Ce projet s’inscrit dans le cadre de la recherche et développement de nouvelles entités à visée thérapeutique. Le bénéfice apporté par ce projet est l’optimisation du développement de candidats médicaments en évaluant très précocement leur toxicité éventuelle, en déterminant un profil de sécurité complet aux doses envisagées en efficacité et en ajustant au mieux les doses et le schéma expérimental. Cette approche permet ainsi de réduire les contraintes auxquelles les animaux seraient soumis dans les études d’efficacité par la suite et qui, elles, utiliseront un nombre plus important d’animaux.

Procédures

- A l’administration (unique à réitérée 1 à 3 fois par jour pendant 1 jour à 3 semaines) de composés par voie orale ou parentérale - A l’administration sous-cutanée d’analgésique avant l’euthanasie - A des prélèvements de sang grâce à la technique du microsampling (faible volume de sang prélevé à la veine marginale de la patte ou veine mandibulaire) : 6 prélèvements maximum sur 24 heures, 2 fois maximum dans l’étude - A des recueils urinaires d’une durée maximale de 4h heures sur sable hydrophobe (1 fois par étude au maximum) - A un prélèvement unique de sang en veine jugulaire réalisé sous anesthésie et analgésie avant l’euthanasie - A des examens paracliniques (ophtalmologie, nécessitant une contention légère au maximum 2 fois par étude

Impact sur les animaux

Dans le cadre de ce projet et pour une durée de procédure pouvant aller de 1 jour à 3 semaines, des nuisances ou douleurs peuvent survenir à savoir : - Conséquences directes des actes expérimentaux : •Administration orale de la molécule : la contention d’une durée de moins de 15sec et le passage de la sonde de gavage dans l’œsophage (moins de 10sec) peuvent générer du stress chez l’animal (maximum 3 fois par jour). (Degré de sévérité léger) •Administration intraveineuse : le passage dans une enceinte thermorégulée (nécessaire pour dilater les veines et réaliser le geste dans de bonnes conditions) d’une durée maximale de 5min, la contention dans une boite adaptée à l’espèce utilisée (2min maximum) peuvent générer du stress et l’injection de la douleur (maximum 2 fois par jour) (Degré de sévérité modéré). •Administrations intrapéritonéales, intramusculaires, intranasales ou sous-cutanées : la contention d’une durée maximale de 15s peut générer du stress et l’injection (moins de 10 sec) de la douleur (maximum 3 fois par jour). Degré de sévérité léger pour une ip unique ou modéré si l’administration ip est réitérée. Pour les autres types d’administrations degré léger. •Instillation oculaire (topique externe) : la contention d’une durée de moins de 15sec peut générer du stress et la molécule administrée de la douleur pour l’animal. (maximum 1 fois par jour) (Degré de sévérité léger) •Prélèvements de sang à la veine marginale de la patte, veine mandibulaire ou à la veine caudale : la contention d’une durée maximale de 2min ainsi que le prélèvement (moins de 30s) peuvent générer du stress et de la douleur (maximum 6 points de prélèvement sur 24h) (Degré de sévérité modéré) •Recueil urinaire (sable hydrophobe) : le changement d’environnement et l’isolement de courte durée (4 heures maximum) peuvent générer une nuisance et un stress pour l’animal (Degré de sévérité léger). - Conséquence indirecte des actes expérimentaux : La molécule administrée peut en elle-même induire des effets cliniques et provoquer une nuisance pour l’animal.

Devenir

L’ensemble des animaux ayant reçu l’administration d’un candidat médicament dans ce projet sera euthanasié à l’issue de chaque procédure pour la collecte de sang/ liquide céphalo-rachidien pour analyse et d’organes pour lecture anatomopathologique. . Tous les animaux pour lesquels au moins un premier geste invasif a été réalisé dans le cadre de la procédure (entrant dans la définition de la procédure expérimentale réglementaire ex : micro-sampling) et qui n’ont pas reçu de candidat traitement /véhicule pourront être réutilisés dans un autre projet

Remplacement

Ce projet couvre les études de sécurité très précoces réalisées sur les candidats médicaments de notre recherche, études pour lesquelles il n’existe pas d’alternative, validée scientifiquement, éthiquement et réglementairement, à l’utilisation d’animaux. De méthodes alternatives in vitro et in silico sont utilisées au préalable dans la caractérisation et la sélection des molécules à tester dans ces études ce qui permet de réduire fortement le nombre de molécules testées in vivo. Cependant, la mise en place précoce d’un profil de sécurité d’un candidat médicament nécessite l’utilisation d’organismes complexes après ces premières étapes de sélection par des méthodes alternatives. Les études incluses dans ce projet ont un design optimisé afin de n’utiliser que le strict minimum d’animaux et de générer des données essentielles pour les études ultérieures.

Réduction

Les molécules les plus prometteuses sont sélectionnées à l’aide de tests vitro et ou silico avant la mise en place des études incluses dans ce projet. Le nombre d’animaux est adapté à la variabilité des paramètres étudiés et prend en compte l’homogénéité des souches, la disponibilité de données historiques pour les paramètres étudiés et de leur variabilité. Pour ces études, le nombre habituel d’animaux est déterminé pour être le compromis le plus efficace afin d’atteindre les objectifs des différentes procédures tout en utilisant le nombre d’animaux le plus restreint. Il permet d’intégrer de la mixité male/femelle dans les groupes sans avoir à doubler le nombre d’animaux. Exceptionnellement ce nombre peut être ponctuellement augmenté dans le cas où la variabilité d’un paramètre serait élevée (ex : haute variabilité individuelle dans la distribution du produit). Ces études permettent de confirmer les premières données in vitro, avant de réaliser les études vivo nécessaires à la poursuite du développement de la molécule. Elles participent à la réduction du nombre total d’animaux utilisés par projet thérapeutique car les résultats obtenus sécurisent les études de pharmacologie utilisant un nombre d’animaux plus important en prédisant la toxicité éventuelle aux doses testées. Selon la procédure, un ensemble d’examens cliniques et paracliniques peuvent être réalisés par animal (observations cliniques, poids et température corporelle, examen ophtalmologique, prélèvement de sang pour pharmacocinétique ou biologie clinique, collecte d’urine, prélèvements d’organes…) réduisant aussi le nombre d’animaux nécessaire. Dans le cas d'un véhicule bien connu, les données historiques internes vont permettre de réduire le nombre d'animaux dans l'étude en supprimant le groupe témoin véhicule). En cas de protocole particulier (ex : nouveau schéma d’administration ou besoin de suivre plus précisément un paramètre/biomarqueur particulier), le service de biostatistiques pourra aider à définir le design expérimental adapté. Enfin, l’utilisation de la technique du microsampling pour prélèvement de sang (prélèvement d’un faible volume à la veine marginale de la patte ou veine mandibulaire) peu invasive, rapide, permet de permet de réduire le nombre d’animaux en réalisant une cinétique complète sur un même individu (sans animaux dédiés à la pharmacocinétique dans l’étude), tout en respectant les limites de volémie physiologiques et le bien-être animal.

Raffinement

Ces études permettent de mieux cibler les doses et le schéma d’administration pour les études suivantes, diminuant ainsi le risque pour les animaux. Des observations cliniques approfondies sont réalisées chaque jour. Les administrations pourront être réalisées de manière décalée : si un premier animal traité présentait des signes cliniques précoces (30 minutes après traitement par ex.), les autres animaux du groupe pourraient ne pas être traités ou leur dose administrée pourrait être diminuée. Dans tous les cas, si apparition de signes cliniques, une décision rapide est prise entre le vétérinaire, le responsable scientifique, la SBEA et les équipes en charge des animaux. Cette décision peut mener à une prescription de soins, un arrêt de traitement, une diminution de dose ou une euthanasie, tout en tenant compte de l’objectif de l’étude (si besoin utilisation du score d’une grille de points limites spécifique à la souris). L’ensemble des animaux est hébergé et manipulé dans un secteur à confinement spécifique avec des procédures d’accès, des conditions d’hébergement strictes empêchant ainsi l’expression du phénotype dommageable lorsque les animaux utilisés sont immunodéprimés. Les animaux sont manipulés par un personnel technique formé au bien-être animal afin de limiter le stress et peuvent être entrainés si l’étude nécessite un geste technique particulier (ex : contention pour administration intraveineuse. Tous les animaux sont stabulés en groupes, sauf cas exceptionnel (signes cliniques nécessitant l’isolement, recueil urinaire), avec de l’enrichissement adapté à la souris (matériel de nidification). Pour les prélèvements de sang, la technique du microsampling est mise en place dès que possible. Cette technique, rapide, peu invasive et peu stressante, permet de limiter l’impact d’une cinétique et de respecter les limites de volémie physiologiques. Elle permet d’éviter le placement de l’animal dans une enceinte thermorégulée pour la dilatation des vaisseaux. La durée du recueil urinaire sera limitée à son minimum (max 4h) et réalisé en cage conventionnelle en remplaçant la litière par du sable hydrophobe. Cela permet d’éviter l’usage de cage à métabolisme (environnement plus stressant). Dès qu’un acte expérimental nécessite une incision (ex: prélèvement de sang en veine jugulaire), une analgésie adaptée est mise en place en plus de l’anesthésie gazeuse.

Choix des espèces

L‘unique procédure de ce projet sera réalisée sur l’espèce souris car elle intervient en amont des études d’efficacité réalisées sur ce modèle. De plus cette espèce présente une forte homologie génétique et physiologique avec l’homme et ainsi une forte valeur translationnelle. La sélection se fait aussi sur des critères réglementaires, éthiques, scientifiques afin d’obtenir la meilleure prédiction possible de la réponse chez l’Homme. S’ajoutent à cela les données historiques (internes et issues de la littérature, par souche, âge, sexe) et nécessaires à l’évaluation et l’interprétation des effets ainsi que les données des études pharmacologiques réalisées en amont chez le rongeur. Pour se placer dans les mêmes conditions que les études d’efficacité puis les études requises ultérieurement, les souris utilisées seront des jeunes adultes et adultes, correspondant à l’âge des animaux utilisés communément dans les protocoles de recherche de candidat médicament et dans les études ultérieures à ce projet.

Deux à trois cents ovocytes prélevés chaque semaine sur un même animal, six prélèvements par an pendant cinq ans : 30 xénopes vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque prélèvement passe par une immersion de quarante à quarante-cinq minutes dans un bain anesthésiant, une incision abdominale d'un centimètre et demi et une suture. Le porteur qualifie la technique de méthode alternative permettant de s'affranchir de manipulations in vivo, alors que ces manipulations sont exactement ce qu'il décrit, l'ovocyte servant de support pour étudier des canaux ioniques humains. Le champ structuré du devenir ne déclare aucun animal maintenu en vie, quand le texte indique que les xénopes sont réutilisées d'un projet à l'autre et gardées jusqu'à leur mort naturelle.

Objectifs

​L’ovocyte de xénope est un système d’expression hétérologue pour des études fonctionnelles in vitro, des canaux ioniques humains ou de mammifères. Cette technique d‘étude fonctionnelle in vitro est centrale dans nos thématiques de recherche dont les objectifs principaux sont les suivants : ​études pharmacologiques cellulaires et moléculaires, caractérisation du mode d’action de ligands naturels ou synthétiquec des canaux ioniques, étude du mode d’action de médicaments ou de toxines, caractérisation de l’impact fonctionnel par approche in vitro de variants de gènes de canaux ioniques, suspectés associés à des pathologies humaines ,​ études des relations structure-fonction des canaux ioniques (caractérisation des domaines fonctionnels), études toxicologiques (évaluation de l‘activité de certaines substances ou molécules sur des canaux ioniques, reflétant leur toxicité au niveau cellulaire, neurotoxicité, cardiotoxicité...).​

Bénéfices attendus

Ce projet va permettre d'apporter des connaissances scientifiques dans différents domaines, tels que : 1) mieux comprendre les effets bénéfiques ou averses d'agents pharmacologiques actifs sur les canaux ioniques (médicaments, toxines, toxiques...), 2) caractériser les impacts fonctionnels par une approche alternative, de mutations desgènes de canaux ioniques causant des pathologies parfois graves. La procédure de prélèvement des ovocytes a peu d'impact sur la santé des xénopes, étant donné les précautions prises, telles que l'anesthésie, le repos entre chaque prélèvement et l'attention des expérimentateurs vis-à-vis des animaux. Selon notre expérience dans le domaine, le comportement des xénopes en captivité dans un environnement enrichi n'est pas affecté par la procédure.

Procédures

Les xénopes sont anesthésiés par immersion dans un bain d'anesthésie pendant 40 à 45 minutes. Après induction de l’anesthésie, une incision de 1,5 cm maximum est réalisée pour accéder aux sacs ovariens. Après prélèvement, la plaie est suturée immédiatement; cette étape durant environ 10 minutes. Pour préserver la bonne santé des animaux, chaque prélèvement sur un même animal doit être espacé de 2 mois.

Impact sur les animaux

La procédure de prélèvement des ovocytes a peu d'impact sur la santé des xénopes, étant donné les précautions prises, telles que l'anesthésie, le repos entre chaque prélèvement et l'attention des expérimentateurs vis-à-vis des animaux. Selon notre expérience dans le domaine, le comportement des xénopes en captivité dans un environnement enrichi n'est pas affecté par la procédure.

Devenir

200-300 ovocytes prélevés sur un animal par semaine. Après prélèvement, les xénopes sont mis au repos pendant 2 mois. Nous avons une utilisation continue des xénopes : avec 6 prélèvements annuels, durant 5 ans . Les xénopes ont une longévité de 15 ans en moyenne.

Remplacement

​L’ovocyte de xénope est un système d’expression hétérologue pour des études fonctionnelles in vitro, des canaux ioniques humains ou de mammifères. Cette technique d‘étude fonctionnelle in vitro est incontournable pour l’investigation au niveau cellulaire et moléculaire des effets toxiques, du mode d’action de médicaments, voire de l’impact de certains variants sur la fonction des canaux ioniques. ​Cette technique permet également de s’affranchir de manipulations in vivo coûteuses en animaux. Cette approche constitue une méthode alternative à l’utilisation des rongeurs pour réaliser des cultures primaires de neurones, par exemple. ​

Réduction

​Pour un projet visant à caractériser l’impact fonctionnel d’une mutation ou l’effet d’une molécule, les analyses statistiques nécessitent l’utilisation de 10 ovocytes par mutation ou concentration de molécule, provenant de 3 animaux différents. Etant données nos activités de recherche, ceci implique l'utilisation de 30 xénopes pour 5 ans au maximum. Les animaux sont préservés jusqu‘à leur mort naturelle. Ils sont utilisés ou réutilisés dans plusieurs projets. Un vétérinaire les examine 1 fois par an au minimum pour vérifier leur état de santé.

Raffinement

​​Le prélèvement est réalisé sur des animaux anesthésiés. Les sutures sont réalisées avec un fil résorbable. Les animaux sont ensuite réveillés progressivement par rinçage à l’eau claire, et surveillés avant d’être replacés avec leurs congénères. Les aquariums sont enrichis avec des pots en terre cuite qui leurs servent de cachettes.

Choix des espèces

Les xénopes produisent des ovocytes de grande taille (1-1,5 mm) qui facilitent leur transfection par injection intracellulaire de matériel génétique. L’ovocyte de xénope constitue un système d’expression hétérologue incontournable pour les études électrophysiologiques et pharmacologiques des récepteurs et des canaux ioniques, depuis 1990. L’utilisation de ce modèle cellulaire est très pratique pour des études pharmacologiques in vitro, assez simple à réaliser, et permet de s’affranchir de manipulations in vivo coûteuses en animaux. Les animaux sont utilisés au stade adulte (1-5 ans) correspondant à un stade où les femelles produisent de nombreux ovocytes.

Exposés six mois durant à des microplastiques issus de pneus et de plastiques dits biodégradables, 1 920 médakas marins subissent jusqu'à cinq anesthésies pour être mesurés et pesés, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une partie d'entre eux passe cinq jours isolée en bac individuel pour une série de tests comportementaux, dont un de quarante-deux minutes. Le porteur reconnaît ignorer si des effets sublétaux ou létaux apparaîtront au cours de l'exposition, et retient la mélanisation, les infections et la nage altérée comme points limites. Tous sont tués pour analyse moléculaire et histologique de leurs organes, et les tests comportementaux, qualifiés de non invasifs, ne sont jamais nommés.

Objectifs

La production et l'utilisation de matières plastiques ont considérablement augmenté depuis 1950. Les plastiques sont très divers par leur composition chimique en polymère(s) et en additifs. Dans certains cas l'usage d'objets en plastique conduit à l'émission dans l'environnement de plastique sous forme de petites particules appelées microplastiques (MP) pour des tailles de 1 à 5000 μm et de nanoplastiques pour des tailles inférieures. C'est le cas par exemple des pneus, de certaines peintures ou de produits phytosanitaires. Au-delà de ces cas, la mauvaise gestion des déchets plastiques fait que de nombreux plastiques finissent dans l'environnement où ils se fragmentent sous l'effet de contraintes physico-chimiques jusqu'à former des MP ou des nanoplastiques. Outre la diversité de composition et de taille déjà évoquées, les MP varient dans leur forme qui dépend de leur origine (e.g. fil, fragment, pellet). Les plastiques biodégradables sont apparus comme une alternative potentielle aux plastiques conventionnels avec, par définition, la propriété de se dégrader dans l'environnement et donc de limiter leur impact. Cependant leur toxicité chronique n'a jamais été étudiée, de même que leur potentiel à se fragmenter dans les organismes en raison de leur biodégradabilité justement. L’objectif de ce projet est de caractériser la toxicité chronique chez un poisson de MP issus de différents pneus (variant par leur composition) et de plastiques biodégradables en composteur industriel ou en milieu marin). Des MP de PS (polystyrène) serviront de référence pour des plastiques conventionnels.

Bénéfices attendus

Les recherches présentées dans cette demande s'attacheront à identifier les effets des MP sur les populations de poisson. Cela devrait à terme fournir des données scientifiques nouvelles sur les risques des MP pour les écosystèmes aquatiques et ainsi permettre de mieux réglementer leur rejet et informer le public sur les risques environnementaux associés à ce type de déchets.

Procédures

Durant le projet, les individus seront chacun soumis à un maximum de cinq anesthésies pour biométrie (mesures taille et poids). L’ensemble de l’intervention ne dure pas plus de 5 min par poisson (transfert en quelques secondes dans le bac d’anesthésie, biométrie ~1 min) puis transfert en bac de réveil où le poisson est laissé pendant quelques min pour récupérer. Un sous échantillon d'individus est également soumis à des tests comportementaux non-invasifs, à raison d’un test quotidien sauf en jour 1 où un test en groupe puis un test en individuel s’enchaînent (pour une durée totale de 14 min de test) avec une période de repos total de 24 h pendant laquelle le poisson est nourri et placé dans un bac individuel en contact visuel proche avec ses congénères. Ci-dessous est présenté le détail des durées des différents tests : - Test 1 (en groupe) (jour 1): 5 minutes - Test 1 (individuel) (jour 1) : 9 minutes - Test 2 (individuel) (jour 2) : 7 minutes - Test 3 (individuel) (jour 3) : 42 minutes - Test 4 (individuel) (jour 4, 5) : divisé en 3 “sessions”, chacune d’une durée de 5 minutes.

Impact sur les animaux

Des études précédentes ont montré l’absence de toxicité lors d’expositions aiguës ou chroniques aux MP (microplastiques) de différentes natures ou de mélange de plusieurs polymères chez le medaka marin et d'autres espèces bien que certains défauts subléthaux soient notés tels qu’une diminution de la croissance (moindre gain de poids en comparaison aux contrôles) et une baisse de la fécondité (baisse du nombre d’œufs produits pas femelle). Cependant des expositions aux MP de pneus de différentes compositions, ou de MP biodégradables en composteur industriel ou en milieu marin n'ayant jamais été réalisées, l'apparition d'effets subléthaux voire léthaux au cours des 6 mois d'exposition est donc pour l’heure inconnue. Il est cependant possible d’observer des effets subléthaux précocément durant la période d’exposition et de rapidement mettre en oeuvre l'arbre de décision des points limites à respecter.

Devenir

En cours ou en fin de projet, les animaux seront prélevés après euthanasie pour l’analyse moléculaire et histologique des organes.

Remplacement

Le Remplacement n'est pas possible dans le cas présent car nous étudions des fonctions intégratives à l’échelle individuelle des effets des microplastiques sur les téléostéens.

Réduction

Les effectifs ont été estimés à partir d’une analyse de puissance statistique afin de réduire au maximum le nombre d'animaux utilisé dans le projet tout en conservant un effectif suffisant pour avoir des résultats fiables. L’analyse des résultats se fera grâce à des tests d’analyse de variance à 2 facteurs sur les différentes variables mesurées en incluant sexe et traitement comme facteurs fixes. Ils seront suivis de tests statistiques de comparaison multiple pour identifier les différences spécifiques entre les concentrations d’un même traitement.

Raffinement

Les individus, élevés en groupe dans des structures adaptées à l’espèce, sont observés trois fois par jour lors du nourrissage, ainsi l’atteinte d’un des points limites fixés (mélanisation, infection, nage altérée) sera identifié de manière précoce. Pendant les expériences menées pour l’étude des aptitudes comportementales, les individus sont gardés en bacs individuels pendant 5 jours afin de pouvoir conserver leur identité. Le stress qui pourrait être provoqué par l’isolement est réduit par la mise en place d’un contact visuel de proximité entre les poissons. Enfin, lors des mesures de taille et poids, les poissons sont maintenus en groupe jusqu’à l’anesthésie et manipulés seulement sous anesthésie.

Choix des espèces

Le médaka marin est un modèle animal qui permettra d’aborder les effets physiologiques des microplastiques de différents types sur les poissons osseux en milieu marin. L'espèce est caractérisée par une reproduction non-saisonnière en laboratoire, une bonne fécondité et par des cycles de vie courts qui permettent d’aborder aisément les questions des effets à long-terme impliquant des expositions à l’ensemble des stades de vie. Le démarrage de l'exposition dépend de la taille des MP (microplastiques) utilisés. Les animaux seront exposés à partir de 2 mois d'âge (MP de pneu) ou 1 mois d'âge (pour les autres MP) et se poursuivra durant l’ensemble de leur cycle de vie afin d’étudier la toxicité des différents MP sur les différents stades aux sensibilités différentes (croissance juvénile, maturation sexuelle). Ils seront manipulés au stade juvénile (1, 2 mois) et adulte (jusqu'à 6 mois) pour des mesures de croissance, d'évaluation de la reproduction et de comportement (maturité du système nerveux optimale) respectivement.