Recherche fondamentale

Produire et génotyper des rats porteurs d'une myopathie myotubulaire, pour alimenter d'autres projets du laboratoire : 3000 rats vont être utilisés sur cinq ans dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger pour 2250 d'entre eux et modéré pour 750. L'acte infligé se limite à un prélèvement de tissu de la queue sur animal vigile, en même temps que l'identification, une seule fois dans leur vie et en moins de deux minutes. La part modérée vient de la maladie elle-même, une faiblesse musculaire et une atteinte locomotrice que la lignée reproduit, et le porteur indique tuer les animaux avant l'apparition des symptômes quand aucun projet ne les attend. Les autres sont gardés en vie pour la reproduction ou une utilisation continue. Les 600 rats par an annoncés reposent sur l'historique de production de l'établissement, et le porteur ajoute que ce chiffre pourra évoluer selon de nouvelles orientations scientifiques.

Objectifs

Ce projet a pour but de produire et de génotyper des animaux afin de maintenir une souche de rats génétiquement altérée nécessaire à la mise en œuvre de différents projets de recherche ayant pour but de comprendre la physiopathologie de la myopathie myotubulaire dans notre Laboratoire et de trouver des approches thérapeutiques innovantes.

Bénéfices attendus

Les bénéfices devant découler de ce projet concernent le domaine de la santé humaine. Ils visent à valider l’effet thérapeutique de molécules d’intérêt ou de produits de thérapie génique pour une maladie génétique humaine grave, rare et orpheline de médicaments à partir d'un modèle murin mimant cette maladie. L’observation d’un effet thérapeutique permettra d’envisager un essai clinique qui, s’il est probant, devrait permettre de stopper l’évolution de la pathologie chez les patients atteints de myopathie myotubulaire.

Procédures

Les prélèvements de tissus de queue se font sur animaux vigiles. Cet acte se fait en même temps que l'identification individuelle des animaux et n’est pratiqué qu’une seule fois au cours de la vie des animaux. Au total, moins de 2 minutes sont nécessaires pour réaliser ce double geste. A considérer comme étant de gravité légère.

Impact sur les animaux

Les nuisances attendues sur les animaux sont liées à la méthode de prélèvement de tissu (queue) sur jeunes animaux vigiles. La contention d’animaux jeunes peut entrainer un stress et une douleur légère passagère ne dépassant pas quelques heures. Les animaux porteurs de la pathologie étudiée dans notre laboratoire peuvent présenter un phénotype dommageable de type atteinte locomotrice. Ces symptômes peuvent correspondre à un degré d'inconfort jugé modéré.

Devenir

Euthanasie des animaux ou gardé en vie pour la reproduction ou une utilisation continue.

Remplacement

Un effort de remplacement est réalisé en amont et en parallèle de ce projet. En effet, nous essayons dans un premier temps de répondre aux questions scientifiques dans des modèles cellulaires. L’utilisation d’animaux dans des études scientifiques ne se fait que lorsque les modèles cellulaires ne peuvent pas répondre aux questions. Par exemple lorsqu'il est nécessaire d’étudier les symptômes de perte de la locomotion typiques des maladies neuromusculaires, ou la distribution d’un traitement dans l’ensemble d’un organisme.

Réduction

Nous avons prévu d’utiliser un total de 3000 rats pour satisfaire les besoins de l'ensemble des études pour les 5 années à venir sachant que nos besoins peuvent évoluer en fonction d'éventuelles ré-orientations des objectifs scientifiques à l'appui de nouvelles publications scientifiques et de nouveaux résultats. Aussi nous sommes-nous basés sur les données statistiques de 2023 ainsi que sur l'historique des données de production des lignées maintenues dans notre établissement pour faire cette estimation. Cette base d'estimation nous amène à envisager une moyenne de 600 rats par année pour la lignée de rat objet de ce dossier, soit un total de 3000 rats sur 5 ans. Les deux sexes seront utilisés dans les protocoles lorsque la maladie n’est pas liée au sexe ou que le projet n’est pas dépendant d’un des deux sexes.

Raffinement

Dans ce projet, les rats mimant la myopathie myotubulaire seront utilisés pour les projets applicatifs ou seront euthanasiés avant l’apparition des symptômes. Nous évitons ainsi l’expression du phénotype dommageable quand il n’est pas associé à un besoin expérimental. Les animaux sont élevés dans un environnement enrichi (igloo en cellulose, bâtonnets de bois pour ronger, éléments pour la confection des nids, copeaux, tunnel, etc. et sont observés quotidiennement. Au moment du sevrage, nous ne séparons les fratries que par sexe (sexage). De la nourriture est ajoutée directement sur le sol de la cage et des pipettes d’eau plus longues sont mises en place pour que les juvéniles sevrés ou les animaux présentant une atteinte locomotrice, aient facilement accès à l'eau et à l'aliment. Le cas échéant, un aliment hydratant et apétant peut être placé à même le sol dans une coupelle pour les animaux déshydratés. Pour transférer les animaux d'une cage à l'autre lors du change des litières, les zootechniciens soulèvent délicatement les animaux par le corps et utilisent leurs des tubes-maisons pour inciter les animaux à passer d’une cage à l’autre par eux-mêmes. Concernant les biopsies de tissu pour l’identification génétique des animaux, elles sont effectuées une seule fois entre 7 et 12 jours de vie post-natale par prélèvement d’un très petit bout de queue (moins de 0,5 mm). Ce prélèvement de tissu est réalisé à un âge où l’ossification et l’innervation des tissus ne sont pas encore différenciés.

Choix des espèces

Le rat a été choisi comme animal modèle car cet animal a pu être modifié génétiquement afin de présenter une altération génétique responsable de l’apparition de la myopathie myotubulaire qui est l'un des axes de recherche de notre Equipe de recherche. Ce modèle reproduit les signes cliniques et pathologiques de la maladie connue chez les patients, ce qui inclus une faiblesse musculaire et une insuffisance respiratoire. Les animaux de ce projet d’élevage seront utilisés à un stade précoce afin de réaliser l’identification et le prélèvement pour génotypage (biopsie), et aux stades sexuellement matures pour la reproduction.

Pour savoir si un réseau de neurones de l'hypothalamus peut devenir une cible de traitement contre l'obésité et le diabète de type 2, 733 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, toutes tuées à l'issue pour prélever leurs organes. Le protocole alimentaire provoque un surpoids et une hyperglycémie chronique. Jusqu'à six fois, à une semaine d'intervalle, chaque souris peut être mise à jeun de 6 à 16 heures, puis subir une incision au bout de la queue et une prise de sang toutes les 15 minutes pendant deux heures. Le porteur annonce un isolement en cage d'enregistrement pour le suivi métabolique "avant d'être réunis avec leurs congénères préalablement connus", puis écrit que cet hébergement individuel est "minoré par un temps de test le plus court possible et une mise à mort qui suit immédiatement le test".

Objectifs

Depuis plus de vingt ans, il est clairement établi que des systèmes de régulation situés dans l’hypothalamus jouent un rôle central dans le contrôle de l’équilibre énergétique et glycémique de l’organisme. Un dysfonctionnement de l’un de ces systèmes pourrait ainsi contribuer au développement de maladies métaboliques telles que l’obésité et le diabète de type 2. Ces pathologies sont étroitement liées, donnant naissance au terme « diabésité ». Aujourd’hui elles touchent des centaines de millions de personnes dans le monde et constituent un enjeu majeur de santé publique. Ainsi, mieux comprendre les mécanismes à l’origine de ces maladies permettra de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques et de nouveaux traitements pour leur prévention et leur prise en charge. Néanmoins, notre connaissance des réseaux de neurones et systèmes moléculaires impliqués dans ces processus de régulation reste encore très limitée. Ce projet s’intéresse plus particulièrement à une population de neurones hypothalamiques impliqués dans la régulation de la balance énergétique et glucidique. Ces observations nous ont conduits à proposer le présent projet. Celui-ci vise à étudier chez des souris rendues obèses et diabétiques les altérations de ce réseau de neurones, ainsi que son fonctionnement. L’objectif est donc de déterminer si ce circuit neuronal peut représenter une cible thérapeutique pertinente pour améliorer le contrôle de la balance énergétique et glycémique dans un contexte d’obésité et de diabète de type 2.

Bénéfices attendus

De récentes études ont permis d’élucider le rôle et le fonctionnement d’une population neuronale dans la régulation de la balance énergétique et glucidique en condition physiologique. L’objectif de cette présente étude est donc d’étudier les potentielles altérations fonctionnelles et anatomiques de cette population de neurones en condition pathologique d’obésité/diabète. Ces recherches apparaissent cruciales non seulement pour la recherche fondamentale mais aussi dans la lutte contre la pandémie de « diabésité », afin de proposer des solutions innovantes dans la prévention, la prise en charge et le traitement de ces maladies.

Procédures

- Pour établir le profil glycémique des souris, leur glycémie sera suivie par un prélèvement sanguin à l’extrémité de la queue, pendant moins de 10 secondes toutes les 15 minutes, au cours de sessions expérimentales de deux heures. Chaque animal sera soumis à 6 expérimentations au maximum, chacune espacée d’une semaine de repos. - Pour le suivi métabolique, les animaux seront hébergés individuellement dans des cages d’enregistrement, permettant d'évaluer les paramètres métaboliques, avant d’être réunis avec leurs congénères préalablement connus.

Impact sur les animaux

Le protocole de nutrition qui sera utilisé entraine un surpoids et une hyperglycémie chronique chez la souris constituant un modèle d'obésité et de diabète de type 2 chez l'animal. Ce modèle est très largement utilisé dans la littérature scientifique. - Afin de suivre la glycémie, les animaux subiront une mise à jeun de 6 à 16 heures avant chaque test physiologique. Nuisances prévues : perte de poids consécutive à la mise à jeun dont le retour à la normale sera surveillé après chaque test. Une semaine de repos minimum leur sera donnée entre chaque expérimentation. - Toujours pour suivre la glycémie, les animaux subiront une incision à l’extrémité de la queue. Nuisance prévue : douleur à l’incision couverte par l’application locale d’analgésique et potentielle infection prévenue par la désinfection systématique des plaies. - Pour le suivi métabolique, les animaux seront hébergés dans des cages d’enregistrement permettant d'évaluer les paramètres métaboliques. Nuisance prévue : hébergement individuel inhérent à ce suivi, minoré par un temps de test le plus court possible et une mise à mort qui suit immédiatement le test.

Devenir

A l'issue de chaque procédure, les animaux sont mis à mort pour prélèver les organes.

Remplacement

Afin de mieux comprendre la physiopathologie de l’obésité/diabète, de caractériser les altérations neuroanatomiques ainsi que du fonctionnement des réseaux de neurones hypothalamiques à 26RFa/orexines dans leur rôle de régulateur de la glycémie et du métabolisme, l’utilisation d’un modèle in vivo intégré est obligatoire. Il est nécessaire de pouvoir étudier la communication qu’il existe entre le système nerveux et les systèmes périphériques de l’organisme afin de comprendre l’influence du premier sur le second ; dans notre cas l’influence du réseau de neurones à 26RFa/orexines sur la régulation de la glycémie et du métabolisme énergétique (tel le comportement alimentaire ou l’activité physique). La physiologie de la souris étant proche de celle de l’Homme, utiliser cet animal nous permet de pouvoir imaginer une recherche translationnelle, les innovations thérapeutiques proposées seront donc potentiellement applicables à l’Homme dans le futur. Il n’existe alors à ce jour pas d’alternative non-animale.

Réduction

Dans un objectif de réduction du nombre d’animaux utilisés dans ce projet, une planification expérimentale a été réalisée en amont. De plus, pour chaque expérience, le nombre d’animaux nécessaire par groupe a été estimé afin d’obtenir des résultats fiables tout en réduisant au mieux le nombre d’animaux utilisés. Anticiper ainsi les effectifs adaptés permet de réduire le nombre d’animaux utilisés, de diminuer le risque de devoir répliquer une expérience avec de plus gros effectifs ainsi que le double emploi. Ces estimations ont été réalisées avec un site en ligne qui calcule le nombre d’animaux requis en fonctions de plusieurs paramètres : la force de l’effet attendu, la variabilité entre individus, et les paramètres statistiques souhaités.

Raffinement

Les conditions d’élevage et de manipulation des animaux seront raffinées pour réduire au maximum la douleur, la souffrance et l’angoisse des animaux. Ils seront maintenus à un minimum de trois par cage pour éviter l’isolement social et leur hébergement sera pourvu de matériel pour la nidification et d'un tube de plastique rouge leur fournissant un abri. La taille des cages est réglementaire. L’état général des animaux sera quotidiennement évalué et les signes de mal-être seront surveillés attentivement. L’établissement de points limites nous permettra de veiller au bon suivi des animaux et de leur apporter au besoin les soins adéquats. Si les points limites sont dépassés, il sera considéré qu’un niveau de souffrance intolérable est atteint et l’animal sera en fonction des cas, écarté des expérimentations ou mis à mort.

Choix des espèces

Seul un modèle mammifère intégré, donc in vivo chez l’animal entier, peut nous permettre d’étudier la physiopathologie de l’obésité/diabète. Nous pourrons ainsi explorer dans un contexte d’obésité/diabète, les altérations des réseaux de neurones hypothalamiques, des systèmes moléculaires d’intérêts, et de leurs répercussions sur leur rôle de régulateur de la glycémie et du métabolisme. La physiologie de la souris étant proche de celle de l’Homme, utiliser cet animal nous permet de pouvoir imaginer une recherche translationnelle, les innovations thérapeutiques proposées seront donc potentiellement applicables à l’Homme dans le futur. La souris est un modèle animal largement utilisé pour les études physiopathologiques permettant une comparaison de nos données avec celles d’autres équipes. De plus, la souris permet des approches génétiques complexes n’existant pas chez d’autres modèles mammifères. Au cours de cette étude la physiologie chez l’adulte sera étudiée. Les souris seront donc âgées d’au moins 8 semaines lors des expérimentations.

106 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, toutes tuées puis disséquées pour analyser leurs organes. Une partie reçoit une greffe de cellules cancéreuses sous la peau, toutes passent cinq séances d'imagerie nucléaire sous anesthésie et une injection dans la veine de la queue, avec un transport de deux heures trente à trois heures entre deux établissements. Le projet teste trois revêtements polymères censés rendre des nanoparticules d'imagerie invisibles aux défenses de l'organisme, pour qu'elles atteignent la tumeur avant d'être captées par le foie. Le porteur décrit ces séances d'imagerie comme non invasives et ne causant "ni douleur ni traumatisme", et affirme dans le même texte que des tests sur de petits animaux sont "indispensables" pour savoir où les nanoparticules se répartissent.

Objectifs

L'Imagerie par Résonance Magnétique (IRM) est une technique d'imagerie médicale qui permet d'obtenir des vues en deux ou trois dimensions de l'intérieur du corps avec une très grande précision anatomique. Elle n'utilise pas de rayons X, mais un champ magnétique puissant et des ondes radio pour créer des images détaillées des organes et des tissus mous. Ce projet se déroule entre deux EU différentes. Après avoir mené une première étude en laboratoire sur des cellules, ce projet a pour but de tester, sur des animaux vivants, de nouvelles substances issues des nanotechnologies. Ces substances pourraient améliorer les images médicales utilisées pour détecter et suivre l’efficacité du traitment du cancer. Elles combinent les avantages de deux techniques d'imagerie : la précision de l’IRM et la sensibilité de l’imagerie nucléaire. Cependant, un gros obstacle est que notre corps élimine ces substances très rapidement, en quelques minutes seulement. Le foie et le système immunitaire les repèrent et les capturent avant qu’elles n’aient le temps d’atteindre la tumeur. Pour éviter cela, on modifie leur surface avec des polymères (une sorte de revêtement spécial) pour qu’elles deviennent invisibles aux défenses du corps. Cela leur permet de rester plus longtemps dans le sang et d’avoir plus de chances d’atteindre la tumeur. Dans ce projet, nous allons d'abord tester trois types de ces revêtements et choisir ceux qui rendent les substances les plus « invisibles » pour le corps. Le but est qu’elles restent plusieurs heures dans le sang. Ensuite, sur des souris porteuses de tumeurs, nous testerons les deux meilleures versions. L’imagerie se fera avec un appareil spécialement conçu pour les petits animaux, sous anesthésie, afin d’éviter qu’ils ne bougent pendant la prise des images.

Bénéfices attendus

Ces nouvelles substances sont conçues pour que l’on puisse injecter des doses plus faibles et obtenir de meilleures images médicales. En effet, une seule méthode d’imagerie ne suffit pas toujours pour poser un diagnostic précis. C’est pourquoi il devient important de créer des produits capables de combiner deux techniques d’imagerie différentes et de viser précisément la zone malade. Ces produits "bimodaux" permettraient d’obtenir plus rapidement un diagnostic fiable et de choisir un traitement mieux adapté. Cela réduirait les effets secondaires, améliorerait la qualité des soins pour les patients et ferait aussi baisser les coûts pour le système de santé. Des études montrent que les professionnels de santé sont particulièrement intéressés par des substances qui combinent la précision des images IRM avec la sensibilité de l’imagerie nucléaire, car ces deux méthodes se complètent bien. Il existe d’ailleurs déjà des machines capables de faire ces deux types d’images en même temps. Pourtant, même si plusieurs études ont proposé des solutions, aucun produit de ce type n’est encore disponible pour un usage médical. Les nanomatériaux représentent de bons candidats pour développer ces outils, car ils peuvent être facilement modifiés pour mieux cibler les zones malades et combiner plusieurs fonctions.

Procédures

Suivant les procédures les animaux serons soumis à : Une Injection de cellules cancéreuses sous la peau (réalisé dans un EU) : Cette étape dure environ 20 secondes. Elle est réalisée pendant que l’animal est endormi (sous anesthésie) afin de garantir un geste précis et sans douleur. Cinq séances d’imagerie nucléaire (réalisé dans le second EU) : Ces examens permettent d’observer ce qui se passe à l’intérieur du corps sans chirurgie. Ils sont réalisés sur des animaux anesthésiés pour qu’ils restent immobiles. Chaque séance dure environ 10 minutes et ne cause ni douleur ni traumatisme. Une injection intraveineuse sous anesthésie : L’injection se fait dans la veine de la queue de l’animal, sous anesthésie. Elle permet d’administrer le produit radioactif nécessaire à l’imagerie. La procédure complète, incluant la préparation, dure environ 10 minutes.

Impact sur les animaux

L’imagerie nucléaire utilisée est non invasive et ne provoque que très peu de gêne pour les animaux. Le modèle de cancer, de sévérité modérée, ne sera utilisé qu’après une première phase de sélection des nanoparticules les plus prometteuses, afin de réduire le nombre d’animaux nécessaires. Des antidouleurs seront administrés après la chirurgie si besoin.

Devenir

Tous les animaux sont sacrifiés en fin de procédures expérimentales. Les animaux ayant reçu injection des nano-sondes seront disséqués post-mortem pour analyse de leurs organes.

Remplacement

Certaines étapes, comme la vérification de la stabilité et de la toxicité des nanoparticules, seront réalisées entièrement en laboratoire, sans animaux. En revanche, pour comprendre comment ces nanoparticules se répartissent dans le corps, sont éliminées (par les urines ou le foie) et ciblent les tumeurs, des tests sur de petits animaux sont indispensables. Ces études commenceront chez l’animal sain, pour évaluer leur comportement, avant de les tester sur un modèle tumoral afin de mesurer leur capacité à atteindre la tumeur.

Réduction

Pour limiter le nombre d’animaux utilisés, une méthode d’imagerie sera utilisée pour suivre les mêmes souris à différents moments (4h et 24h après l’injection). Cela réduit la variabilité entre les animaux et permet d’en limiter le nombre pour des temps différents. L’imagerie permettra de mesurer la répartition de nos nanoparticules dans les organes. Les analyses sur organes après mise à mort ne seront réalisées que pour les deux nanoparticules les plus prometteuses et aux moments les plus pertinents, identifiés grâce aux images, ce qui permet de réduire significativement le nombre total d’animaux.

Raffinement

La première phase de tests sera réalisée sur des souris saines afin de limiter l’utilisation d’animaux porteurs de tumeurs. Tous les animaux seront hébergés selon la réglementation en vigueur. Ceux montrant des signes de souffrance (perte de poids importante, léthargie, tumeur trop grosse) seront retirés de l’étude et mis à mort. Un enrichissement adapté sera prévu dans chaque cage (igloo, tunnel, etc.). Pour les souris recevant une greffe de cellules tumorales, un antidouleur sera injecté avant l’intervention. Les animaux seront gardés au chaud et surveillés jusqu’à leur réveil. Si des signes de douleur apparaissent une nouvelle dose d’antidouleur sera administrée chaque jour jusqu’à amélioration. Un transport des animaux entre 2 EU sera fait par un transporteur agréé pour une durée de 2h30-3h.

Choix des espèces

Le modèle de souris est bien adapté pour évaluer les agents de contraste en imagerie. Comme chez l’humain, la souris possède une vésicule biliaire, ce qui permet d’observer une possible élimination par le foie. Le modèle de tumeur sous la peau est bien maîtrisé. Les souris utilisées seront jeunes adultes (entre 7 et 16 semaines), ayant atteint leur maturité. Pour étudier un effet spécifique tumoral des souris plus jeunes (6 semaines) recevront une greffe de cellules cancéreuses, et seront ensuite examinées par imagerie entre 7 et 10 semaines.

Issus d'un élevage sélectif poursuivi sur huit générations, 1868 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Chaque animal du groupe résistant subit une plongée simulée d'une heure quarante en caisson hyperbare avant de se reproduire pour former la génération suivante, les témoins passant le même temps à pression atmosphérique. Le porteur indique que les symptômes de l'accident de décompression provoquent chez ces rats une douleur qu'il qualifie de modérée et de moins de deux minutes, et que seul l'élevage sélectif permet de séparer les individus résistants de ceux qui sont à risque. 1410 rats seront tués pour prélever leurs organes, 248 proposés à l'adoption et 210 réutilisés.

Objectifs

L’accident de décompression (ADD) est le risque le plus grave chez les plongeurs subaquatiques. L’objectif de ce projet est de mettre en œuvre un programme d’élevage sélectif chez le rat basé sur la résistance à l’ADD afin d’identifier les mécanismes associés à la résistance à cette pathologie.

Bénéfices attendus

Les études précédentes ont clairement montré l’existence d’une composante héréditaire dans la résistance à l’accident de décompression, mais sans en révéler les mécanismes. Les résultats de ce projet représenteront les premières données concernant les gènes impliqués ou leur régulation dans le cadre de l’accident de décompression et, plus largement, de la plongée. A court terme, les bénéfices portent donc sur une meilleure caractérisation des gènes et des voies métaboliques et de signalisation qui modulent la résistance à l’ADD. A moyen terme, L’utilisation d’un modèle murin présentant une grande variabilité génétique favorisera le transfert à l’Humain. A plus long terme, l’identification des déterminants génétique permettrait alors une détection plus précise du risque individuel d’ADD et ouvrirait la voie à une approche de type médecine de précision pour adapter les procédures de décompression en fonction du risque individuel. La sécurité des plongeurs s’en trouverait ainsi améliorée en évitant les accidents avec respect des tables.

Procédures

Les animaux faisant partie de la souche résistante à l'accident de décompression subiront une seule plongée simulée dans un caisson hyperbare adapté d'une durée de 1 heure 40 minutes avant de se reproduire pour former la génération suivante jusqu'à atteindre 8 générations. Les animaux contrôles suivent le même processus mais sans l’exposition hyperbare, remplacée par un séjour de même durée à pression atmosphérique.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables attendus sont : - pour les animaux des groupes "contrôles" et "résistants" : - Le stress, d’intensité légère à modérée, généré par le transport entre les deux établissements utilisateurs (d’une durée de 15 minutes). - L’angoisse lors de la plongée simulée. Elle dure 1h40 min mais son intensité reste légère – -Uniquement pour les animaux du groupe "résistants" : la douleur induite par l’apparition de symptômes de l’ADD pendant la période d’observation à l’issue de l’exposition hyperbare. Cette nuisance est modérée et dure moins de 2 minutes.

Devenir

•1410 animaux reproducteurs et issus des élevages seront mis à mort pour prélever les organes et permettre les analyses biologiques. •Sur les 458 animaux restants, en accord avec la structure chargée du bien-être animal : - 38 reproducteurs initiaux et 210 animaux issus des générations suivantes seront proposés à l’adoption, soit un total de 248 rats. - Les 210 animaux issus des générations successives non adoptés seront réutilisés.

Remplacement

Bien que l’existence d’une importante variabilité interindividuelle de la résistance à l’accident de décompression soit largement démontrée, son origine est encore quasiment inconnue. Il est donc encore impossible de distinguer dans une population « normale » quel individu est à risque élevé et quel autre est résistant. L’élevage sélectif est donc la seule stratégie permettant de séparer deux populations d’individus dont la résistance à l’accident de décompression est connue a priori ; Or, ce type d’expérimentation n’est possible ni chez l’Humain, ni sur des modèles cellulaires.

Réduction

Le nombre d’animaux soumis protocole hyperbare correspond au minimum nécessaire pour obtenir 15 couples reproducteurs dans le groupe Résistants, afin de prévenir une éventuelle morbidité ou mortalité indépendante des conditions expérimentales ; cet effectif a été déterminé lors de projets précédents. Le nombre d'animaux obtenus lors des accouplements, (entre 50 et 70 rats de chaque sexe) permet également d’éviter les croisements consanguins. Nous avons besoin d'une différence de 20% du taux d’ADD entre les groupes pour détecter un effet de la sélection sur la résistance à l’accident de décompression.

Raffinement

Tous les animaux seront suivis en appliquant des points limites stricts et spécifiques du projet. Le transport entre les deux établissements utilisateurs peut générer un stress (visible dès le changement de cage), les animaux seront laissés au calme 1 heure avant l’exposition hyperbare. Cette dernière sera étroitement surveillée par les concepteurs. Avant chaque exposition, les animaux sont maintenus pendant 30 minutes dans le caisson ouvert afin de réduire le stress induit par le changement d’environnement. Entre deux plongées simulées consécutives, le caisson est aéré à l’aide d’air comprimé pour éliminer toute odeur laissée par les animaux précédents.

Choix des espèces

Le Rat est un modèle très utilisé pour l’étude des mécanismes de l’accident de décompression. De ce fait, nous possédons de nombreuses données biologiques concernant les effets de l’exposition hyperbare et une bonne connaissance des symptômes de l’accident de décompression pour cette espèce. Cette expertise acquise au cours des projets précédents permettra une meilleure gestion du projet et de ses résultats. De plus, l’utilisation de la souche murine « génétiquement hétérogène » devrait faciliter le futur transfert de connaissances à l’Humain. Chez le Rat, en plus de dépendre du sexe, le risque d’accident de décompression augmente avec la masse corporelle, le pourcentage de masse grasse et l’âge. 11 semaines au moment de l’expérimentation hyperbare permet à la fois d’être certain que les animaux, mâles et femelles, ont atteints le stade de « jeunes adultes », matures sexuellement, tout en conservant une masse et un pourcentage de masse grasse suffisamment modérés pour masquer le moins possible les facteurs génétiques qui déterminent la résistance à l’ADD.

Jusqu'à dix examens d'imagerie sous anesthésie générale le premier jour, trois par jour les trois jours suivants, puis un par jour jusqu'au dixième jour et deux par semaine jusqu'à la fin de l'étude : 900 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Elles reçoivent le produit testé en une ou plusieurs injections, le porteur annonçant "un effort" pour ne pas en dépasser cinq, parfois dans le coussinet d'une patte, ce qui peut gêner la marche, ou dans l'œil, avec un risque de glaucome ou de perte de vision. Le seul bénéfice annoncé est de contribuer "à la mise sur le marché de nouveaux produits". La souris est retenue pour sa petite taille, qui permet l'imagerie du corps entier. Les souris dont les organes sont prélevés sont tuées, et les autres pourront être gardées en vie pour la formation du personnel, 30 étant déclarées réutilisées.

Objectifs

L’autorisation de mise sur le marché d’un produit ou d'un médicament nécessite au préalable de caractériser notamment sa pharmacocinétique et sa pharmacodynamique. La pharmacocinétique permet d'améliorer les dosages et la posologie du produit ou du médicament. Elle permet également de déterminer les voies d'administrations optimales. La pharmacodynamique consiste quant à elle à évaluer les effets du produit sur l’organisme. Ce projet a pour objectif de caractériser la pharmacocinétique et la pharmacodynamique après administration de produits chez la souris. Le recours à l’imagerie médicale (imagerie à rayons X ou imagerie optique) dans ce projet permettra de suivre au cours du temps la distribution de produits radio-opaques, rendus fluorescents ou bioluminescents.. Cette méthode d’analyse présente l’avantage d’être non-invasive, nécessitant seulement une anesthésie générale. Elle permet également de suivre un même animal au cours du temps et de réduire le nombre d’animaux nécessaire. Il n’existe pas de méthode alternative à l’heure actuelle permettant de déterminer les dosages, la posologie, la voie d'administration et les effets sur l'organisme d'un produit ou d'un médicament sans un organisme vivantLe recours à lexpérimentation animale est donc nécessaire à l’objectif de ce projet.

Bénéfices attendus

Ce projet contribuera à la mise sur le marché de nouveaux produits.

Procédures

Les animaux recevront une injection le produit testé en dose unique ou répétée en respectant les volumes d’injections recommandés. Lors d’injections répétées, un effort sera fait pour ne pas excéder 5 injections maximum par animal. Sur animaux vigiles, les injections seront réalisées en quelques secondes (temps inférieur à 1 minute), soit environ 5 minutes avec l’anesthésie. Des examens d'imagerie pourront également être réalisés, avec parfois injection d’un produit de révélation, sous anesthésie générale pendant une durée de 5 à 20 minutes. la fréquence des examens sera au maximum de 10 acquisitions par jour le premier jour puis, de 3 acquisitions par jour pour les 3 jours suivants, 1 acquisition par jour jusqu’au 10ème jour et de 2 acquisitions par semaine jusqu’à la fin de l’étude. Des prélèvements sanguins pourront être réalisés sur animaux anesthésiés au maximum 3 fois par semaine la première semaine puis 1 fois par semaine. Un prélèvement s’effectue en moyenne en 1 à 2 minutes.

Impact sur les animaux

Les animaux pourront présenter des réactions différentes selon les produits testés et selon les voies d’administration, pouvant entrainer l’apparition de signes cliniques (risque de déshydratation et pertes de poids liées aux éventuelles anesthésies répétées, inflammation des sites d’injection). Certaines voies d’administration sont plus inconfortables que d’autres et nécessitent une prise en charge analgésique pré et post injection : sous-cutanée dans le coussinet du pied qui peut gêner la locomotion de l’animal et donc l’accès à l’eau et la nourriture et les injections intravitréennes pouvant altérer la vision (glaucome ou perte de vision de l’œil injecté). Dans tous les cas, des mesures adaptées sont mises en place.

Devenir

Les animaux dont un prélèvement d’organe est nécessaire seront euthanasiés. Il sera possible de réaliser une quantification des produits ex-vivo par organe grâce à de l’imagerie optique ex-vivo ou par d’autres techniques in-vitro. Les souris dont les organes ne doivent pas être prélevés pourront soit être gardés en vie et réutilisés pour la formation du personnel.

Remplacement

Le recours à l’expérimentation animale est nécessaire afin de pouvoir caractériser la pharmacocinétique et notamment la biodistribution d’un produit dans un organisme entier vivant (modélisation d’une situation clinique). Actuellement, il n’existe pas de méthode alternative permettant de modéliser de manière fiable la biodistribution d’un produit dans un organisme vivant.

Réduction

L’avantage de l’imagerie médicale est de suivre les mêmes animaux au cours du temps et donc de diminuer le nombre d’animaux utiles au projet. Afin d’obtenir des résultats statistiquement exploitables permettant d’étudier la biodistribution du produit testé, des groupes d’au moins 6 animaux seront constitués. Si nécessaire, des études pilotes seront réalisées sur un nombre limité d’animaux (3 par groupe minimum) afin de confirmer la visualisation d’un produit marqué en in-vivo par exemple.

Raffinement

Une période d’acclimatation de 5 minimum sera respectée (7 jours minimum en cas de transport par avion). Les animaux seront tous hébergés collectivement en cage sauf en cas particuliers scientifiquement justifiés (comme par exemple l'animal contrôle pourrait être isolé pour ne pas être contaminé par ses congénères). En cas d’hébergement individuel, les cages seront organisées de manière à permettre un contact visuel et olfactif avec les animaux adjacents et un enrichissement supplémentaire sera apporté à l’animal isolé. Au cours de l’étude, les animaux seront observés quotidiennement afin de détecter tout signe clinique anormal et ainsi prendre, le plus rapidement possible, les mesures nécessaires soit de traitement (désinfection de plaies, isolement, réchauffement, etc…) ou la mise à mort des animaux dont l’état clinique serait jugé irréversible. Le poids des animaux sera mesuré tout au long des études et pourra être complété par un score clinique basé sur l’état général de l’animal (comportement de l’animal, la réponse à la stimulation, l’état de son pelage (soyeux ou non), la présence d’écoulement nasaux et oculaires, des difficultés respiratoires) et en lien avec l’injections du produit testé (inflammation, lésion, nécrose, difficulté dans la locomotion et le déplacement pour atteindre l’eau et la nourriture, œil-mi-clos, fermé ou glaucome). Des examens cliniques plus approfondis pourront également être réalisés. Toute anomalie clinique sera rapportée au vétérinaire responsable du suivi. Les signes cliniques observés seront pris en charge (mise en place de traitements, injection de solutions réhydratantes, etc…) à condition qu’ils n’interfèrent pas avec les produits test injectés.

Choix des espèces

Le modèle souris a été choisi : - Pour sa taille réduite et parce qu’il permet l’utilisation de technique d’imagerie du corps entier, - Car il s’agit d’une espèce couramment utilisée pour étudier la pharmacocinétique et pharmacodynamique en expérimentation animale et permettant de travailler sur des lots homogènes (âge et sexe fixés). Des souris de plus de 6 semaines seront utilisées au cours de ce projet (stade jeune adulte) afin de s’affranchir de la période de forte croissance de l’animal et d’avoir des animaux présentant un poids d’environ 20g.

849 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, 809 tuées pour les prélèvements et 40 reproducteurs réutilisés. À l'âge de zéro à deux jours, des nouveau-nés reçoivent sous anesthésie une injection d'outils génétiques dans la moelle épinière, séparés trois heures de leur mère avec un risque de cannibalisme maternel au retour. D'autres subissent le gavage de leur mère gestante, cinq injections quotidiennes dans l'abdomen entre cinq et sept jours de vie, une biopsie de la queue, puis cinq tests comportementaux à l'âge adulte que le porteur ne nomme pas. Les retombées annoncées, restaurer la marche après une lésion de la moelle épinière, sont renvoyées au long terme, tandis que l'objectif immédiat est de décrire le dialogue entre cellules gliales et neurones, ce que le porteur affirme ne pouvoir faire qu'en étudiant l'animal dans son ensemble.

Objectifs

La locomotion repose sur une activation précise des muscles pour produire des mouvements rythmiques efficaces. La moelle épinière régule les fonctions locomotrices de base via un réseau de cellules spécifiques, appelées neurones. Ce réseau de neurones, localisé dans la région ventromédiane de la moelle épinière est appelé générateur central de patrons (CPG). Bien que de nombreuses études aient exploré l’organisation cellulaire et le fonctionnement du CPG, on ignore encore comment ce réseau de neurones se forme au cours du développement et quelles cellules y participent. Répondre à cette question est essentiel pour concevoir des thérapies visant à restaurer les fonctions locomotrices chez les patients atteints de pathologies de la moelle épinière. Des découvertes récentes ont mis en évidence le rôle d’un autre type de cellules, appelées cellules gliales, dans le CPG. Notre projet propose d’explorer comment ces cellules gliales interagissent entre-elles et avec le réseau de neurones constituant le CPG. Notre étude vise donc à déterminer (1) le rôle des cellules gliales dans la modulation des rythmes locomoteurs et (2) comment l’activité de ces cellules influence la maturation de la posture et de la locomotion.

Bénéfices attendus

Notre projet représentera une avancée majeure dans la compréhension du rôle des cellules gliales dans la génération des rythmes locomoteurs au sein du CPG. Étant donné que les troubles cérébraux et les maladies neurodégénératives sont associés à des altérations des fonctions des cellules gliales, une meilleure compréhension du dialogue entre les neurones et les cellules gliales de la moelle épinière est nécessaire. Notre projet ouvrira de nouvelles perspectives sur le rôle des cellules gliales et élargira le champ des cibles thérapeutiques pour restaurer le bon fonctionnement du CPG lorsqu’il est compromis, favorisant ainsi la récupération des fonctions locomotrices après une lésion de la moelle épinière ou dans les maladies motrices dégénératives.

Procédures

1- Selon les cas, les souris nouveau-nées (âge : 0-2 jours) recevront une injection dans la moelle épinière d’outils génétiques sous anesthésie. (Chirurgie : 20 min ; séparation de la mère : 3h) 2- Selon les cas, les souris recevront un produit pharmacologique à différentes périodes précises : # prénatale (stade embryonnaire : 10 et 11 jours) : les femelles gestantes recevront une administration orale du produit pharmacologique dissout dans une solution appétente. Si cette méthode s’avère inefficace, un gavage sera nécessaire. (Gavage : 5 min ; surveillance : 30 min) # périnatale (âge : 5-7jours) et post-sevrage (âge : 25-30 jours) : les souris recevront des injections quotidiennes dans la cavité abdominale du produit pharmacologique pendant cinq jours consécutifs. (Injection : 1 min ; surveillance : 10 min) 3- Une partie des animaux passera également un ensemble de tests comportementaux à l’âge adulte (âge : 50-60 jours). Les souris seront soumises à 5 tests répartis sur 1 à 2 jours (Sortie de l’animalerie : 4h/jour). 4- L’utilisation d’animaux transgéniques nous amènera à effectuer des biopsies de la queue en vue du génotypage. (Biopsie : 1 min; Taille de la biopsie : 1 mm).

Impact sur les animaux

1- L’injection dans la moelle épinière d’outils génétiques est associée à un stress lié à la séparation temporaire de la mère et à un risque de cannibalisme maternel. 2- Selon les cas, les souris recevront un produit pharmacologique à différentes périodes précises : # prénatale (stade embryonnaire : 10 et 11 jours) : Si l’administration orale volontaire de ce produit aux femelles gestantes s’avère inefficace, le gavage sera nécessaire. Cette méthode génèrera du stress et de l’inconfort liés à la manipulation, avec un risque d’irritation ou de lésions des muqueuses buccales, pharyngées ou œsophagiennes si la procédure est mal exécutée. # périnatale (âge : 5-7jours) et post-sevrage (âge : 25-30 jours) : Les injections quotidiennes du produit pharmacologique dans la cavité abdominale pendant cinq jours consécutifs provoqueront du stress et de l’inconfort en raison des manipulations répétées. De plus, l'administration de ce produit pourrait altérer la fonction locomotrice des animaux. Dans ce cas, les animaux nécessiteront une surveillance accrue afin de détecter toute anomalie. Si des altérations trop importantes sont observées, un changement de modèle sera envisagé. Dans le cas où les animaux injectés présenteraient des déficits locomoteurs les empêchant d’accéder à la nourriture, des croquettes seront déposées dans le fond de la cage. 3- Les tests peuvent induire du stress lié à la nouveauté de l’environnement et à la manipulation des animaux. 4- Les biopsies de la queue engendreront un stress et une douleur au niveau de la queue des animaux.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort pour les prélèvements, à l'exception des animaux reproducteurs réalisant la biopsie de la queue qui seront réutilisés dans la mesure du possible.

Remplacement

L’objectif de ce projet est d’étudier les interactions entre les cellules gliales de la moelle épinière lors de l'initiation d'un rythme locomoteur. Cet objectif ne peut être atteint qu’en étudiant l’animal dans son ensemble et il ne peut être réalisé sur le sujet humain.

Réduction

Les animaux qui effectueront les tests comportementaux seront également utilisés pour les analyses post-mortem. Les données seront normalisées par rapport aux contrôles de la même portée afin d’éviter tout biais lié à la portée. Lorsqu’il nous restera des échantillons, ils seront mis à disposition d’autres membres de l’équipe ou du laboratoire travaillant sur des thématiques similaires ou ils seront utilisés pour des formations. Lorsque les nouveau-nés ne peuvent rentrer dans ce projet car la mise-bas a eu lieu un week-end ou un jour où nous ne pouvons pas expérimenter, les autres groupes de recherche du laboratoire expérimentant sur cette souche sont prévenus afin qu’ils puissent rentrer ces animaux dans leurs projets.

Raffinement

Lors de l’injection dans la moelle épinière d’outils génétiques, les animaux sont anesthésiés et ils reçoivent une injection d'analgésique. Tout au long de l’acte et de la phase de réveil, nous veillons à ce que les animaux soient en contact avec de la litière provenant de leur cage d'origine afin qu'ils soient en présence d'odeurs familières. Afin de limiter le cannibalisme maternel, nous essayons de réduire le stress des mères (1) en leur fournissant une grande quantité de matériel de nidification, (2) en ne les manipulant qu’avec des tunnels et (3) en essayant au maximum que les petits gardent leur odeur initiale quand on les sépare de la mère (litière de la cage d’origine). Nous favoriserons l'administration orale du produit pharmacologique dissout dans une solution appétente, une approche douce qui devrait minimiser le stress des animaux. Le personnel sera formé à la réalisation de cette méthode, qui sera ensuite soigneusement contrôlée pour minimiser tout risque de douleur, de souffrance ou de stress supplémentaire. Pour minimiser le stress et l'inconfort liés aux injections dans la cavité abdominale du produit pharmacologique, nous veillons à utiliser des aiguilles de petite taille pour réduire au maximum la douleur au site d'injection. Après chaque injection, les animaux sont surveillés attentivement pendant 10 minutes pour détecter tout signe de détresse ou de complications. Il est probable que l'administration du produit pharmacologique altère la fonction locomotrice des animaux. Dans ce cas, une surveillance accrue sera réalisée afin de détecter toute anomalie. Si des altérations trop importantes sont observées, un changement de modèle sera envisagé. Dans le cas où les animaux injectés présenteraient des déficits locomoteurs les empêchant d’accéder à la nourriture, des croquettes seront déposées dans le fond de la cage. Pour limiter le stress des animaux lors des tests comportementaux, nous veillons à ce que les animaux soient en contact avec de la litière provenant de leur cage d'origine afin qu'ils soient en présence d'odeurs familières. Une période d’habituation de 15 minutes par jour pendant 4 jours est respectée dans la pièce d’expérimentation avant le début de passages d’essai qui seront réalisés durant 10 min pour familiariser les animaux avec chaque dispositif, réduisant ainsi l’impact du stress lié à la nouveauté et à la manipulation.

Choix des espèces

La souris est l'espèce la plus pertinente pour notre étude car (1) ce modèle est très bien maitrisé dans notre équipe de recherche et (2) notre projet implique l'utilisation de souris transgéniques. Les injections d’outils génétiques dans la moelle épinière des souris seront réalisées à la naissance (âge : 0-2 jours). Les souris seront ensuite mises à mort à trois stades clés du développement : prénatal (âge : 5-7 jours), post-sevrage (âge : 25-30 jours) et adulte (âge : 50- 60 jours) afin de suivre l’évolution des interactions entre les cellules gliales au cours du développement à l’aide d’une technique d’imagerie. Selon les cas, les animaux recevront des administrations d'un produit pharmacologique à trois stades de développement distincts : stade embryonnaire 10 et 11 jours, de 5 jours à 10 jours après la naissance (périnatal) ou de 25 jours à 30 jours après la naissance (post-sevrage). Ce produit aura pour effet d’inactiver les cellules gliales. Nous pourrons alors explorer l’effet de l’inactivation des cellules gliales à des périodes clés du développement sur le schéma locomoteur (tests comportementaux) et l’organisation anatomique du CPG (analyses tissulaires de la moelle épinière). Les tests comportementaux seront réalisés sur souris adultes (âge : 50-60 jours).

Une chirurgie cérébrale de quarante-cinq minutes à une heure, puis une injection dont le porteur attend une douleur, un gonflement, une proptose et un traumatisme oculaire : 54 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré, toutes tuées à l'issue pour prélever leur cerveau. Certaines sont imagées éveillées, la tête maintenue immobile. L'objectif reste exploratoire, vérifier qu'une sonde fluorescente permet de suivre le réseau mitochondrial dans le cortex vivant, et le porteur indique qu'aucune approche statistique n'a été retenue puisque l'étude fonctionne en go/no-go. Il justifie le choix de la souris par la proximité de son système nerveux central avec celui de l'être humain et par la facilité à obtenir des animaux génétiquement modifiés.

Objectifs

L'objectif de ce projet est de tester si une technique d'imagerie (microscopie 2 photons) nous permettrait de visualiser et de quantifier la activité mitochrondrial in vivo

Bénéfices attendus

Cette étude permettra de mieux comprendre l’activité de l’ensemble du réseau mitochondrial dans le cortex cérébral in vivo. Elle fournira de nouvelles pistes d’exploration pour l’étude du métabolisme cellulaire in vivo. Les maladies mitochondriales constituent un ensemble de maladies génétiques, souvent héréditaires. Elles peuvent avoir un impact majeur sur le pronostic vital des patients, et il n’existe actuellement aucun traitement curatif. La mise au point d’une sonde fluorescente permettant d’étudier la dynamique du réseau mitochondrial contribuera, à long terme, à une meilleure compréhension de la physiopathologie des maladies mitochondriales et, par la suite, à l’élaboration de nouvelles pistes thérapeutiques pour leur traitement.

Procédures

- Les souris recevront, une injection (3 minutes maximum). 1 heure, 24 heures ou 48 heures plus tard, les souris suivront une chirurgie terminale sans réveil (5 minutes). - Les souris suivront une chirurgie cérébrale (entre 45 minutes et 1 heure). Deux semaines plus tard, ils recevront une injection unique (3 minutes maximum). 1 heure, 24 heures ou 48 heures plus tard, les souris suivront une séance d’imagerie sous analgésie et anesthésie générale pour certains et pour d’autres à l’état vigile avec séances d’habitation aux séances d’imagerie.

Impact sur les animaux

- Injection sous anesthésie gazeuse, qui entraînera un stress léger lié à l’anesthésie. Suite à l’injection, les effets indésirables attendus sont une douleur, un gonflement autour du site d'injection, une proptose et un traumatisme oculaire. - Injection sans anesthésie: Stress léger lié à la contention (moins d’une minute), douleur légère (moins d’une minute) due à l’injection, gonflement autour du site d'injection. - Chirurgie cérébrale : Stress léger lié à l’anesthésie, douleur, hypothermie, faible perte de poids, déshydratation, faible risque d’infection au site d’incision, immobilité, diminution de l’interaction avec les congénères. - Imagerie sous anesthésie : Stress léger lié à l’anesthésie, hypothermie. - Imagerie chez les animaux éveillés : stress léger lié à la contention de la tête.

Devenir

A l’issue de toutes les expériences, les animaux seront euthanasiés et leur cerveau sera prélevé.

Remplacement

Plusieurs phases de ce projet ont été effectuées in vitro sur différentes lignées cellulaires . Actuellement, nous souhaitons analyser si cette sonde fluorescente est également adaptée à l’étude de l’ensemble du réseau mitochondrial in vivo, en temps réel. Cela nous permettra de mieux comprendre la physiologie de ce réseau dans les circuits neuronaux du cortex cérébral. L'utilisation d'animaux est donc inévitable.

Réduction

Dans le cadre de cette étude pilote, plusieurs mesures sont mises en place afin de limiter le nombre d’animaux utilisés. L'absence d’approche statistique se justifie par la nature exploratoire de l’étude, évitant ainsi d’inclure un grand nombre d’animaux pour des analyses quantitatives prématurées. De plus, l’approche "go/no-go" permet d’arrêter les expérimentations dès l’obtention de résultats concluants, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaires. Enfin, l’utilisation de la microscopie sur des animaux imagés à plusieurs reprises dans des études longitudinales optimise la collecte de données et diminue le besoin d’animaux supplémentaires.

Raffinement

Les mesures que nous avons mises en place pour réduire la douleur pendant les procédures expérimentales incluent l’utilisation d’anesthésie et d’analgésie, ainsi que des mesures de raffinement, notamment un contrôle continu de la température tout au long des procédures chirurgicales. Les animaux seront observés quotidiennement par l’expérimentateur, avec une surveillance renforcée pendant les phases expérimentales. L’évaluation des points limites, adaptés aux procédures, se fera selon une grille d’évaluation spécifique. En fonction des signes cliniques observés, des mesures conservatoires sont prévues, telles que des soins appropriés et l’administration de traitements antalgiques. Si la récupération ne s’effectue pas, l’animal sera euthanasié.

Choix des espèces

La souris est une espèce de choix pour les études sur le système nerveux central des vertèbres. L'organisation du système nerveux central de cette espèce est assez proche de celle de l'homme, ce qui permet une extrapolation des résultats obtenus chez cette espèce à l'espèce humaine. Cela contribue à mieux comprendre les mécanismes à une échelle cellulaire ainsi qu’au niveau des circuits neuronaux. Nous utilisons le modèle souris qui est l'espèce de rongeur permettant d'obtenir aisément des animaux modifies génétiquement. Le projet sera réalisé sur des animaux agés de plus de 6 semaines, ce qui correspond à l’âge adulte pour ces espèces. Leur poids et leur taille sont stabilisés, et la taille du cerveau homogène pour une bonne reproductibilité́ des procédures chirurgicales.