Système immunitaire

180 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une obésité et un diabète leur sont induits par un régime gras et des injections de streptozotocine, avec tests de tolérance au glucose, prises de sang répétées et densitométrie, avant l'euthanasie pour prélever leurs os et d'autres organes. Le porteur indique que la streptozotocine peut provoquer douleur transitoire et hypoglycémie, et que l'excès de poids peut gêner la mobilité des souris obèses. Il affirme qu'un modèle cellulaire isolé ne peut rendre compte des interactions entre tissus recherchées ici.

Objectifs

Ce projet a pour objectif principal de mettre en place un modèle animal atteint d’obésité et de diabète de type 2 (DT2), afin d’étudier in vivo les altérations de fragilité osseuse liées à l’obésité et au diabète. En France 56 % des hommes et 40 % des femmes souffrent de surpoids ou d'obésité, un problème de santé publique qui favorise l’apparition de diabète et d’hypertension artérielle, responsables de complications rénales et cardiovasculaires. Selon des études cliniques et fondamentales, l’obésité et sa complication en diabète (hyperglycémie), sont aussi associées à une fragilité exacerbée des os et un risque de fracture augmenté. Ces anomalies osseuses s’accompagnent d’une augmentation de graisses qui s’acumulent dans la moelle osseuse, ainsi que d’altérations inflammatoires dans la moelle osseuse et dans les tissus périphériques. Cela suggère des effets délétères de l’accumulation de graisses sur le renouvellement de l’os et sa résistance. Cependant, les mécanismes par lesquels l’obésité et le diabète amplifient l’accumulation de graisses dans la moelle osseuse n’ont pas été identifiés. De plus, le rôle de ces graisses dans la fragilisation des os chez les individus obèses/diabétiques, reste à élucider. Le présent projet vise à évaluer chez la souris obèse diabétique : 1) l’accumulation et la distribution des graisses de la moelle osseuse, 2) l’impact de ces graisses sur la masse et la qualité du tissu osseux, 3) l’effet de l’obésité et du diabète sur la capacité de transformation des cellules stromales/précurseurs de la moelle osseuse en cellules graisseuses, et 4) à analyser la production de molécules immunoinflammatoires et leur rôle dans la formation de graisses et dans la fragilisation de l’os. Le modèle d’obésité induit chez les rongeurs à l’aide d’un régime alimentaire riche en graisses, est décrit comme un modèle de choix pour l’étude des conséquences de l’obésité sur la santé.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour objectif de mieux comprendre la relation physiopathologique entre les désordres métaboliques liés à l’obésité et au diabète, et les maladies de fragilité osseuse. Il vise à générer des données à fort potentiel translationnel pouvant conduire au développement d’outils novateurs pour la prédiction, la prévention et la prise en charge des pathologies osseuses chez l’Homme. A court terme, ce projet permettra de valider la mise en place d’un modèle animal d’obésité et de diabète, représentatif de la pathologie humaine. Les études proposées apporteront des informations précieuses quant aux conséquences de l’obésité et du diabète sur la fragilisation des os. Elles pourraient éclairer le rôle précis de l’élévation de la graisse médullaire et de ses facteurs sécrétés, dans l’apparition d’altérations de la structure et de la microarchitecture des os. Les analyses prévues portent sur différents sites osseux afin d’apprécier la sensibilité spécifique de chaque site aux effets de l’obésité et du diabète. Le suivi longitudinal non invasif par densitométrie in vivo, permettra de corréler l’apparition des atteintes de masse osseuse avec la sévérité de l’obésité et du diabète. Des molécules liées à l’immuno-inflammation seront également mesurées dans les tissus et dans le sang circulant prélevés sur les animaux. Les résultats attendus pourraient permettre l’identification de biomarqueurs circulants et/ou tissulaires pour une évaluation précose et prédictive des atteintes ostéomédullaires et osseuses dans le contexte de l’obésité et du diabète. Si les résultats s’avèrent concluants, cela pourrait ouvrir la voie à de nouvelles études translationnelles et cliniques, pour évaluer l’intérêt de l’adiposité médullaire et de molécules immuno-inflammatoires séléctionnées dans des stratégies de prise en charge des pathologies de fragilité osseuse. De plus, compte tenu de la prévalence croissante de l’obésité et du diabète et leurs conséquences multiples sur la santé humaine, la validation du modèle animal peut à terme, ouvrir la voie vers de nouvelles collaborations avec des partenaires qui s’intéressent à d’autres complications du diabète.

Procédures

La procédure proposée dans le présent projet implique plusieurs gestes expérimentaux appliqués aux groupes d’animaux utilisés. Dans un premier temps, les souris seront mises sous régime alimentaire contrôle (LFD) ou riche en graisses (HFD) pour induire une obésité. Après 4 semaines de régime alimentaire contrôle ou gras, les souris maintenues vigiles recevront 3 injections intrapéritonéales de solution de streptozotocine (STZ) (groupes HFD/STZ) ou de tampon (groupes HFD et contrôle LFD) ; une injection par jour pendant 3 jours consécutifs. Pour vérifier la mise en place de la pathologie du diabète (hyperglycémie) dans les groupes HFD/STZ, des mesures de glycémie à jeun et des tests de tolérance au glucose (IPGTT) et à l’insuline (IPITT) seront réalisés sur tous les groupes d’animaux maintenus vigiles. La glycémie sera mesurée sur une goutte de sang prélevée dans la veine de la queue après ponction à l’aide d’une aiguille. Elle sera mesurée au début du protocole puis toutes les 4 semaines. Les tests IPGTT et IPITT sont prévus à deux temps, aux semaines 7 et 15 du protocole. Après une injection intrapéritonéale d’une solution de glucose (pour IPGTT) ou d’insuline (pour IPITT), une série de 5 mesures de glycémie seront réalisées à des intervalles de 15-30 minutes. Un temps de récupération de 3-4 jours est prévu entre le test IPGTT et le test IPITT. Les animaux de la cohorte 3 (60 souris) recevront aussi 3 injections intrapéritonéales de marqueurs fluorescents dont la sécurité est validée. Les 3 injections sont prévues sur les animaux maintenus vigiles aux semaines 12, 14 et 16 (la veille de la mise à mort). Enfin, tous les groupes d’animaux du projet (180 souris/3 cohortes) subiront des mesures par densitométrie (scanner) pour évaluer la composition corporelle en fonction du régime appliqué. Trois mesures de densitométrie (semaines : 0, 8 et 16) seront réalisées sur les souris sous anésthésie générale au gaz d’isoflurane ; chaque mesure dure 4-6 minutes d’acquisition. Deux prises de sang sont également prévues (aux semaines 8 et 16) sur tous les animaux. La première sur les souris vigiles, est prévue par ponction de la veine latérale de la queue et à l’aide d’un capillaire après application locale d’un gel anesthésique. Le second prélèvement est prévu par ponction cardiaque sur les souris sous anesthésie générale terminale à l’isoflurane, juste avant mise à mort (semaine 16) pour prélèvement d’organes.

Impact sur les animaux

Les animaux seront utilisés comme modèle pathologique d’obésité et de diabète, induit par un régime alimentaire gras avec ou sans injections de streptozotocine (STZ). Le modèle est largement décrit dans la littérature, les principales nuisances / effets indésirables inhérents aux procédures expérimentales prévues sont les suivants : - Pendant les injections IP de solution de STZ ciblant les cellules du pancréas, comme déjà obsevé dans un protocole du laboratoire (n°2021060316221938), les animaux peuvent manifester un stress limité dans le temps voire une douleur transitoire (12-24 heures) dus au pH acide de la solution de STZ. Un risque de prostration de l’animal peut être aussi observé pendant 30 à 60 minutes post-injection en raison d’un risque d’hypoglycémie consécutive à l’injection de STZ. Une surveillance renforcée sera mise en place jusqu’à rétablissement complet de l’animal puis 2 surveillances par jour au minimum. - Lors des injections IP de solutions de marqueurs fluorescents, ou de solution de glucose/insuline pour les tests de tolérance au glucose/insuline, les animaux pourraient subir un stress limité dans le temps. Lors des prises de sang pour les mesures de glycémie, la ponction de la veine caudale pour le prélèvement sanguin peut induire une douleur localisée et ponsctuelle. Pour la prise de sang prévue à la 8ème semaine du protocole, un gel de pramocaïne 1% (anesthésique local) sera appliqué préalablement à la ponction. - Une prise de poids qui pourrait provoquer une gêne limitée à la mobilité des animaux obèses (HFD) à partir de la semaine 12 du protocole. Après installation d’une hyperglycémie diabétique chez les animaux traités avec la STZ (groupes HFD/STZ), la prise de poids peut s’inverser par comparaison aux animaux des groupes HFD. Le poids des animaux sera donc contrôlé de manière hebdomadaire et son impact sur le bien-être des animaux sera pris en compte dans la surveillance des points limites.

Devenir

Le présent projet vise à étudier l’impact de l’obésité et du diabète de type 2 (DT2) sur l’accumulation de graisses dans la moelle osseuse, et les conséquences de ces graisses sur le tissu osseux qui augmenteraient la fragilisation des os et le risque de fracture. Ainsi, à la fin de la procédure expérimentale proposée, tous les animaux seront mis à mort pour prélèvement d’organes et analyse.

Remplacement

Le projet proposé vise à étudier in vivo les mécanismes physiopathologiques qui expliqueraient les relations observées entre accumulation d’adiposité médullaire (graisse de la moelle osseuse) et développement de fragilités osseuses dans le contexte d’obésité et de diabète. Ce contexte de pathologies métaboliques, complexes et multifactorielles, et ses conséquences systémiques nécessitent une approche d’étude intégrée, qui tient compte des interactions multiples entre tissus et entre tissus et facteurs moléculaires circulants. Ainsi, le modèle de souris obèse/diabétique constitue un modèle de choix et bien établi pour mimer la pathologie humaine. De plus, ce projet s'intéresse à l’implication de facteurs métaboliques et des molécules immuno-inflammatoires circulantes dans le sang, dont l’étude requiert un modèle d'étude chez l’animal vivant. L’utilisation d’alternatives basées sur des modèles cellulaires isolés in vitro ne pourra répondre à ces objectifs. Les hypothèses et les objectifs de ce projet s’appuient sur des études complémentaires déjà réalisées in vitro sur des modèles de cellules souches de la moelle osseuse, exposées à des stimulations métaboliques et immuno-inflammatoires. Ces études in vitro ont permis d’identifier des molécules qui pourraient impacter le tissu osseux et dont l’évaluation nécessite un modèle in vivo.

Réduction

Le nombre d'animaux sera limité à un maximum de 20 par groupe pour assurer des résultats statistiquement comparables. Ce nombre tient compte des données de la littérature, et des analyses prévues devant faire l’objet de tests statistiques. Pour réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés dans le présent projet, plusieurs analyses sur plusieurs sites osseux seront regroupées dans la même étude et sur les mêmes groupes d’animaux. Les mêmes prélèvements osseux (e.g. le même tibia) serviront à la fois pour des analyses par histologie et par immunohistochimie. Le deuxième tibia de chaque animal servira pour des analyses par microtomographie (microCT). Ce même tibia (comme tous les autres prélèvements osseux) sera scanné par microCT, une première fois pour analyser la microarchitecture osseuse, et une seconde fois pour évaluer la graisse de la moelle osseuse après un traitement spécifique de l’échantillon. Pour réaliser un suivi de l’apparition des atteintes osseuses et de la composition corporelle au cours du temps, et en conformité avec le principe de réduction du nombre d’animaux utilisés, plusieurs mesures (scans) à l’aide d’un densitomètre sont prévues sur les mêmes souris in vivo. Outre la réduction du nombre de groupes d’animaux utilisés à différents temps de suivi, cette approche permettra aussi de réduire les biais expérimentaux liés à la variabilité interindividus des mesures réalisées. Afin de réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés pour les projets du laboratoire, d’autres organes seront récupérés et utilisés dans un autre projet collaboratif qui s’intéresse à l’étude des dysfonctions vasculaires et rénales liées au diabète.

Raffinement

Les animaux, hébergés par groupes de ~4-6 souris/cage, seront inclus dans le protocole après 1-2 semaines d’acclimatation dans l’établissement d’expérimentation. Avant injection intra-péritonéale de la solution de streptozotocine (STZ), les souris seront prélablement habituées à des injections de sérum physiologique afin de prévenir/réduire le risque de stress. Après injection de la STZ, une surveillance renforcée sera mise en place pendant au moins une heure puis au minimum 2 fois par jour. La surveillance portera sur des signes relatifs au bien-être et l’état général de l’animal, son comportement et son alimentation. En cas de mal-être persistant, une eau de boisson à 10% de sucrose sera fournie à l'animal pendant 24 heures, et des aliments hydratés seront déposés au fond de la cage. Le poids corporel sera également mesuré une fois par semaine. Une perte de poids excessive (>15% du poids initial avant injection STZ) et persistente pendant 3 jours consécutifs, entraine une sortie du protocole et la mise à mort de l’animal. Pour préserver la qualité de l’alimentation, les aliments sont entièrement remplacés 2 fois par semaine. Lors de la ponction de la veine caudale pour prélèvement sanguin, un gel anesthésique sera préalablement appliqué localement. Les mesures in vivo de la composition corporelle à l’aide d’un scanner (densitomètre ou microCT) seront réalisées sur les animaux sous anesthésie gazeuse, ce qui garantit une sédation rapide et un réveil rapide des animaux. Enfin, après développement d’une hyperglycémie, la litière sera changée plus fréquement (~2 fois/semaine) en raison d’un risque d’augmentation de la fréquence/volume d’urines.

Choix des espèces

La souris et particulièrement la souche C57BL6J est largement reconnue pour sa sensibilité à la prise de poids sous régime gras, et à l’action de la streptozotocine-STZ ciblant les cellules du pancréas pour induire une défcience de sécrétion d’insuline à l’origine d’hyperglycémie. La souris C57BL6J présente aussi un fond génétique largement exploité en recherche sur des modèles génétiquement modifiés des pathologies d’intérêt (maladies osseuses et métaboliques). Ainsi, l’utilisation de cette souche de souris présente un intérêt pour permettre des analyses comparatives et complémentaires des données expérimentales obtenues sur des modèles pathologiques induits par des méthodes différentes sur la même souche Des souris jeunes adultes (âgées de 6 à 7 semaines) pour pouvoir les suivre durant un protocole expérimental relativement long (16 semaines après inclusion). Le protocole s’appuie également sur des données de la littérature issues de protocoles ayant validé des modèles similaires (obèses et/ou diabétiques) avec des souris C57BL6J dont l’âge d’inclusion varie de 6 à 12 semaines.

20 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un abcès septique est provoqué sous leur peau, puis leur glycémie est mesurée avant l'injection d'un sucre radioactif et un examen d'imagerie TEP, pour évaluer l'intérêt de ce traceur dans le suivi de l'inflammation. Le porteur indique que l'abcès peut évoluer vers une nécrose profonde des tissus ou une septicémie, et que les rats sont ensuite tués pour analyse des tissus. Il affirme qu'une évaluation objective d'une lésion infectieuse ne peut se faire que sur un modèle animal, et retient le rat Wistar comme modèle de référence.

Objectifs

Evaluer l'intérêt du [18]F-FDG (faux sucre radioactif utilisé en routine clinique chez les patients) dans le diagnostic, et l’analyse du processus de formation et de développement de l'infection et de l'inflammation dans un modèle expérimental d’abcès sous-cutané chez le rat.

Bénéfices attendus

Faire un schéma de l’évolution de l’inflammation aigue, subaiguë à chronique afin de déterminer l’intervention des cellules immunitaires dans l’évolution de l’abcès.

Procédures

Induction d'abcès sous-cutané (20 rats, 30 min maximum), mesure de la glycémie des animaux (20 rats, 15 à 30 sec, avant d'injecter le produit radioactif, examen d'imagerie (20 rats, 30min,1h après injection du produit radioactif).

Impact sur les animaux

Risque d’évolution de l’abcès vers une nécrose profonde des tissus adjacents, ou risque de souffrance liée à une septicémie. Ces 2 risques seront particulièrement surveillés tout au long de l’étude pour chaque rat, et des points limite précoces seront définis

Devenir

les animaux seront mis à mort pour faire des analyses en autohistoradiographie et immunohistologie

Remplacement

l'évaluation objective d’une lésion infectieuse avec un examen d’imagerie ne peut être réalisée que sur un modèle animal permettant par la suite d’analyser le mécanisme physiologique global, à l’image des examens chez l’Homme ce qui permettra de mieux coller à la réalité lors d’administration de traitements thérapeutique.

Réduction

Le calcul du nombre d’animaux a été réalisé en amont en prenant en compte un paramètre essentiel de réponse à l’induction de l’abcès. En effet, l’abcès fistule très précocement à J3 (5%), à J4 (20%), ou tardivement à J10 (5%), et ce malgré une reproductibilité du geste expérimental par le même opérateur.

Raffinement

Les animaux seront transportés dans des cages de transport dédiées, avec une litière enrichie avec du papier absorbant autoclavé et avec des bouillotes chauffantes pour éviter l’hypothermie si besoin. Les abcès, les examens de tomographie par émission de Positrons (TEP) et les mises à mort seront induits sous anesthésie générale pour éviter un stress inutile à l’animal. Pour éviter toute souffrance de l'animal la taille maximale des abcès ne dépassera pas 800 mm^3 à J2, bien inférieure aux tailles limites de tumeurs chez le rat qui sont de 1000 mm^3. Après induction de l’abcès, les animaux seront examinés de façon très soutenue durant les 48h en surveillant leur état général, en mesurant (i) leur poids, (ii) leur température, (iii) l’état du gonflement de l’abcès, les animaux recevront également un antalgique (buprénorphine), tous les 6, 8h ou 12h (si nécessaire) durant 48h. De plus, cette surveillance se poursuivra quotidiennement durant toute la période du l’étude pour chaque animal.

Choix des espèces

Les modèles animaux les plus utilisés dans le cadre de pathologies inflammatoires sont des modèles murins (souris et rats). Pour nos expérimentations, nous utilisons comme modèle le rat « WISTAR ». Cette souche est très largement décrite dans la littérature et son utilisation reste la plus appropriée à ce type de recherche (modèle de référence). En outre, cette souche de rat a été largement utilisée au sein de notre plateforme et permet de confronter nos résultats à des analyses antérieures effectuées sur rats sains. Les rats seront âgés de 9 semaines lors de l’initiation du protocole. Ce stade correspond à un état adulte pour lequel le système immunitaire est bien établi. En outre, le poids intermédiaire des animaux permettra d’imager des organes intéressants comme la rate ou le rachis qui interviennent dans la réponse immunitaire.

1 212 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ces souris de lignée NOD développent spontanément un diabète de type 1, avec soif excessive et perte de poids, et reçoivent par voie intraveineuse sous anesthésie des nanoparticules d'oxyde de fer censées réguler leur système immunitaire. Le porteur teste ce traitement en prévention et en curatif, et renvoie une application chez l'humain au long terme. Il qualifie le recours à la souris d''incontournable' et affirme qu'aucun modèle in vitro n'étudie les mécanismes immunitaires du diabète auto-immun.

Objectifs

L'organisation mondiale de la santé considère aujourd’hui le diabète comme une priorité sanitaire. Environ 5% des patients diabétiques souffrent du diabète auto-immun de type 1, la maladie métabolique la plus fréquente chez l'enfant dans les pays développés. Le diabète de type 1 est une maladie auto-immune complexe qui résulte de la destruction spécifique des cellules pancréatiques qui produisent l'insuline et de la perte de la capacité à contrôler le niveau de glucose dans le sang. Le diabète de type 1 survient suite à une réaction anormale du système immunitaire. De nos jours, il n’existe pas de traitement curatif sûr pour cette pathologie. Ce projet repose sur l'hypothèse que la régulation de la réponse immune peut avoir le potentiel d'induire la rémission du diabète de type 1 déclaré et/ou de le prévenir lorsqu'il est appliqué dans le prédiabète tardif, avant le déclanchement de la maladie. Des nanoparticules d’oxyde de fer, portant des molécules qui régulent le système immunitaire seront utilisées pour les traitements de souris non-obèses diabétiques. Ce type de nanoparticules est déjà utilisées en clinique en tant qu’agent de contraste en radiologie. Ce projet vise à valider et améliorer le protocole thérapeutique en termes de durée de traitement, de dose et de voie d’administration de souris diabétiques et à développer un protocole pour un traitement prophylactique. Il est également prévu d’examiner l'impact du traitement par nanoparticules sur le système immunitaire à court et à moyen terme pour la compréhension des mécanismes impliqués dans leur effet thérapeutique au niveau de l'organe affecté et du système immunitaire. Globalement ces travaux pourront contribuer à terme à valider une approche d'immunothérapie antigène-spécifique pour l'homme.

Bénéfices attendus

Le bénéfice attendu pour ce projet est l’optimisation d’une nouvelle approche de thérapie du diabète de type 1 basée sur l’administration de nanoparticules capables de réguler le système immunitaire. Un deuxième bénéfice potentiel est la compréhension des mécanismes impliqués dans un effet thérapeutique du traitement au niveau de l'organe affecté et du système immunitaire. Ces connaissances pourraient contribuer, à plus long terme, à la translation de ce type de traitement à l’homme.

Procédures

Le dosage glycémique pour suivre l’évolution du diabète sera effectués par prélèvements d’une goutte de sang pour (un lecteur de glycémie capillaire) lorsque la glycosurie avec la bandelette s’avère positive sur toutes les souris (1212). Les traitements curatifs ou prophylactiques du diabète auto-immun par les nanoparticules seront administrés par voie intraveineuse sous anesthésie générale gazeuse (1038 souris). La durée des traitements sera soit de 10 jours soit de 4 semaines. L’injection des lymphocytes par voie intraveineuse sous anesthésie gazeuse se fera sur 120 souris et 54 souris seront utilisées pour les préparations cellulaires. Le temps estimé pour effectuer le dosage de glycosurie ou de glycémie est environ 10 secondes par souris. Les temps pour effectuer l’injection intraveineuse, après induction de l’anesthésie, est 5 secondes par souris.

Impact sur les animaux

Le degré de sévérité des procédures expérimentales dans lesquelles sont inclus les animaux est modéré. Aucun effet indésirable majeur n’est attendu à la suite des traitements avec le nanoparticules car elles sont déjà utilisées en clinique en tant qu’agent de contraste en radiologie. Le déclenchement du diabète chez les souris non-obèses diabétiques survient entre 13 et 30 semaines avec un incidence moyenne de 18 semaines. L'incidence du diabète est de 70% chez les femelles. Des diminutions de la teneur en insuline se produisent chez les femelles à environ 13 semaines d'âge. Le début du diabète est marqué par une glycosurie et puis par une glycémie modérée. La maladie peut induire chez les souris une surconsommation d’eau et tardivement une perte de poids.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin des procédures. Ceci est justifié par le fait que la réponse au traitement, et leur système immunitaire seront alors caractérisés.

Remplacement

Les modèles animaux représentent un outil incontournable dans l’étude des mécanismes immuno-pathologiques. Aucun modèle in vitro alternatif n’est disponible pour étudier les mécanismes immunitaires complexes intervenant dans la physiopathologie du diabète auto-immun et donc impossible d’analyser in vitro, mais qui dispose du modèle très performant, la souris NOD. Étant donné que le paramètre principal étudié dans ce projet est la survenue d’une maladie résultant d’un ensemble complexe d’acteurs cellulaires et de médiateurs solubles, l’utilisation du modèle de la souris est incontournable.

Réduction

Le nombre de souris utilisées est maintenu au minimum pour obtenir des résultats statistiquement interprétables. L’incidence du diabète et les différences entre les populations lymphocytaires au cours des différents traitements seront analysées par un test statistique adapté. Le protocole expérimental prévoit l’analyse du système immunitaire de tous les animaux traités avec les nanoparticules pour limiter la répétition des expériences.

Raffinement

Les points finaux pour chaque procédure ont été établis afin d’éviter toute souffrance indésirable des souris. Les animaux sont hébergés dans des cages adaptées, 3-5 souris par cage pour préserver leurs interactions sociales et limiter les phénomènes de disputes ou de stress engendrés par une surpopulation. L’environnement est enrichi par des objets. Les animaux sont observés quotidiennement par le personnel de l'animalerie formé au bien-être des animaux et par les expérimentateurs. Les injections intraveineuses sont effectuées sous anesthésie générale.

Choix des espèces

La NOD est considérée comme le meilleur modèle du diabète auto-immun spontané permettant d’étudier la maladie et la réponse immunitaire diabétogène. La souris NOD développe un diabète auto-immun entre 13 et 30 semaines d'âge. Les modèles animaux représentent un outil incontournable dans l'étude de cette maladie, en effet les mécanismes immunopathologiques découverts à l'aide des modèles murins sont similaires chez l'homme. Aucun modèle in vitro alternatif n'est disponible pour étudier les mécanismes immunitaires complexes intervenant dans la physiopathologie du diabète auto-immun. Les souris NOD adultes développent un diabète auto-immun entre 13 et 30 semaines. Notre étude d’incidence se concentre sur des animaux déclarant un diabète entre 13 et 22 semaines d’âge. Les souris de 12 semaines seront utilisées pour le traitement de prévention de la maladie et les études mécanistiques.

20 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Un abcès sous-cutané leur est provoqué puis suivi par imagerie TEP au FDG, avec un risque de nécrose des tissus voisins ou de septicémie surveillé par des points limites. L'objectif est de décrire l'évolution d'une infection et le rôle des cellules immunitaires. Le porteur affirme que l'évaluation d'une lésion infectieuse par imagerie ne peut se faire que sur un modèle animal reproduisant le mécanisme physiologique global.

Objectifs

Evaluer l'intérêt du [18]F-FDG (faux sucre radioactif utilisé en routine clinique chez les patients) dans le diagnostic, et l’analyse du processus de formation et de développement de l'infection et de l'inflammation dans un modèle expérimental d’abcès sous-cutané chez le rat.

Bénéfices attendus

Faire un schéma de l’évolution de l’inflammation aigue, subaiguë à chronique afin de déterminer l’intervention des cellules immunitaires dans l’évolution de l’abcès.

Procédures

Induction d'abcès sous-cutané (20 rats, 30 min maximum), mesure de la glycémie des animaux (20 rats, 15 à 30 sec, avant d'injecter le produit radioactif, examen d'imagerie (20 rats, 30min,1h après injection du produit radioactif).

Impact sur les animaux

Risque d’évolution de l’abcès vers une nécrose profonde des tissus adjacents, ou risque de souffrance liée à une septicémie. Ces 2 risques seront particulièrement surveillés tout au long de l’étude pour chaque rat, et des points limite précoces seront définis

Devenir

les animaux seront mis à mort pour faire des analyses en autohistoradiographie et immunohistologie

Remplacement

l'évaluation objective d’une lésion infectieuse avec un examen d’imagerie ne peut être réalisée que sur un modèle animal permettant par la suite d’analyser le mécanisme physiologique global, à l’image des examens chez l’Homme ce qui permettra de mieux coller à la réalité lors d’administration de traitements thérapeutique.

Réduction

Le calcul du nombre d’animaux a été réalisé en amont en prenant en compte un paramètre essentiel de réponse à l’induction de l’abcès. En effet, l’abcès fistule très précocement à J3 (5%), à J4 (20%), ou tardivement à J10 (5%), et ce malgré une reproductibilité du geste expérimental par le même opérateur.

Raffinement

Les animaux seront transportés dans des cages de transport dédiées, avec une litière enrichie avec du papier absorbant autoclavé et avec des bouillotes chauffantes pour éviter l’hypothermie si besoin. Les abcès, les examens de tomographie par émission de Positrons (TEP) et les mises à mort seront induits sous anesthésie générale pour éviter un stress inutile à l’animal. Pour éviter toute souffrance de l'animal la taille maximale des abcès ne dépassera pas 800 mm^3 à J2, bien inférieure aux tailles limites de tumeurs chez le rat qui sont de 1000 mm^3. Après induction de l’abcès, les animaux seront examinés de façon très soutenue durant les 48h en surveillant leur état général, en mesurant (i) leur poids, (ii) leur température, (iii) l’état du gonflement de l’abcès, les animaux recevront également un antalgique (buprénorphine), tous les 6, 8h ou 12h (si nécessaire) durant 48h. De plus, cette surveillance se poursuivra quotidiennement durant toute la période du l’étude pour chaque animal.

Choix des espèces

Les modèles animaux les plus utilisés dans le cadre de pathologies inflammatoires sont des modèles murins (souris et rats). Pour nos expérimentations, nous utilisons comme modèle le rat « WISTAR ». Cette souche est très largement décrite dans la littérature et son utilisation reste la plus appropriée à ce type de recherche (modèle de référence). En outre, cette souche de rat a été largement utilisée au sein de notre plateforme et permet de confronter nos résultats à des analyses antérieures effectuées sur rats sains. Les rats seront âgés de 9 semaines lors de l’initiation du protocole. Ce stade correspond à un état adulte pour lequel le système immunitaire est bien établi. En outre, le poids intermédiaire des animaux permettra d’imager des organes intéressants comme la rate ou le rachis qui interviennent dans la réponse immunitaire.

1404 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une colite est provoquée par ajout de dextran sulfate de sodium dans l'eau de boisson, avec pour une partie des animaux une induction de cancer intestinal par injection, puis une injection de cellules B régulatrices et des prélèvements sanguins. Le projet teste une thérapie cellulaire contre les maladies inflammatoires de l'intestin, les souris étant tuées pour caractériser leur réponse immunitaire. Le porteur affirme que les migrations et interactions cellulaires en jeu ne peuvent pas être modélisées in vitro.

Objectifs

L’objectif du projet est de caractériser l’effet protecteur d’une thérapie cellulaire utilisant des cellules B régulatrices (Bresg) dans des modèles de maladies inflammatoires de l'intestin (MII). Les MII incluent la colite ulcéreuse (CU) et la maladie de Crohn (MC) qui sont des troubles chroniques et récidivants, dont le cancer est une complication à long terme potentiellement mortelle. Plus de 2 millions d'Européens et 1,5 million de Nord-Américains sont atteints de MII. Bien que les traitements actuels permettent de ralentir la progression de ces maladies chez certains patients, une rémission durable et la prévention du cancer associé ne sont pas toujours possibles, et il n'existe actuellement aucun traitement curatif pour les MII. Les MII impliquent des cellules du système immunitaire responsables de la pathologie intestinale. L’activation de ces cellules pathogènes est normalement empêchée par un autre type de cellules du système immunitaire appelées Bregs. Les Bregs sont déficitaires chez les patients atteints de MII si bien qu’elles ne bloquent plus l’activation des cellules qui causent la maladie. Il y a un grand espoir qu’il soit possible de traiter les MII en transférant des Bregs protectrices chez ces patients. Des Bregs peuvent être produites en grand nombre en utilisant un protocole récemment établi. Les MII peuvent être modélisées chez la souris. En utilisant ces modèles les objectifs de ce projet sont de caractériser l’effet des Bregs produites in vitro sur la progression de la maladie, leur localisation dans les souris traitées, les mécanismes moléculaires impliqués dans leur effet bénéfique, et leur capacité à compenser pour des défauts dans d’autres mécanismes régulateurs importants dans l’inflammation intestinale. Le projet évaluera également la capacité de ces Bregs à empêcher le développement de cancer intestinal provoqué par l’inflammation.

Bénéfices attendus

Le bénéfice attendu est l'optimisation d'une nouvelle approche de thérapie cellulaire basée sur les Bregs pour traiter les MII et empêcher le développement de cancers associés, ainsi que la compréhension des mécanismes moléculaires impliqués dans cet effet thérapeutique au niveau de l'organe affecté, l'intestin. Les MII, y compris la colite ulcéreuse et la maladie de Crohn, sont des troubles chroniques et récidivants du tractus gastro-intestinal. Il n'existe actuellement aucun traitement curatif des MII. Les dysfonctionnements du système immunitaire contribuent à l'inflammation intestinale aberrante chez ces patients. L'activation de la réponse immunitaire est normalement contrebalancée par des lymphocytes régulateurs, tels que les lymphocytes B régulateurs (Bregs). Les Bregs sont déficients dans les MII et donc incapables de bloquer la réponse inflammatoire conduisant à la maladie. Il existe un grand espoir qu'il soit possible de traiter les MII en transférant des Bregs protectrices à ces patients. Les Bregs peuvent être produits en grand nombre par différenciation des cellules B naïves à l'aide d'un protocole récemment établi.

Procédures

La colite sera induite dans 1404 souris par ajout de dextran sodium sulfate (DSS) à l'eau de boisson. Ces souris suivront 8 traitements différents. Le nombre de souris est indiqué pour chacun de ces traitements. 1) injection de Bregs, prélèvement de sang par la veine mandibulaire, analyse J10 : 90 souris. 2) injection de PBS, prélèvement de sang par la veine mandibulaire, analyse J10 : 15 souris. 3) injection de Bregs, analyse J10 : 345 souris. 4) injection de PBS, analyse J10 : 210 souris. 5) Injection de Bregs, analyse J28 : 384 souris. 6) Injection de PBS, analyse J28 : 96 souris. 7) pré-traitement AOM, injection de Bregs, analyse semaine 12 : 216 souris. 8) pré-traitement AOM, injection de PBS, analyse semaine 12 : 48 souris.

Impact sur les animaux

La colite aiguë est induite par ajout de DSS dans l'eau de boisson pendant une semaine à une concentration de 4,0 % (modèle aigu). Pour le modèle chronique, les souris ont une eau de boisson avec du DSS à 2,5 % pendant une semaine, puis une semaine pendant laquelle l’eau de boisson ne contient pas de DSS, suivie par une semaine avec de l’eau de boisson à 2,5% en DSS (modèle chronique). Dans le modèle aigu, les souris développent la colite quelques jours après l'administration de DSS. Pour le modèle chronique, la concentration de DSS a été optimisée afin que les souris développent une maladie plus légère. Dans le modèle chronique, les souris développent progressivement la colite après le premier cycle d'administration de DSS et sont en rémission pendant la semaine suivante, puis la maladie rechute avec le deuxième cycle d'administration de DSS et se rétablit progressivement après le retrait du DSS. L'induction d'un cancer associé à une colite se fait par injection intrapéritonéale d'AOM suivie de trois cycles d'administration de DSS via l’eau de boisson (modèle AOM/DSS). Dans ce modèle de cancer, les symptômes sont provoqués par des poussées de colite pendant les cycles de traitement par DSS. Les symptômes cliniquement apparents liés à la tumeur sont généralement peu nombreux et le nombre d’animaux devant être mis à mort pour atteinte de point limite est généralement

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort à la fin des procédures. Ceci est justifié par le fait que la réponse au traitement, et leur système immunitaire seront alors caractérisés.

Remplacement

Les protocoles expérimentaux nécessaires à ce projet ont été optimisés par des expériences in vitro en vue d'un remplacement afin de réduire le nombre de souris nécessaires. En outre, le protocole de production des Bregs a été sélectionné suite à un long travail d'optimisation in vitro afin de générer des cultures contenant uniquement des Bregs. Les propriétés moléculaires de ces Bregs ont déjà été étudiées in vitro afin de réduire le besoin d'expérimentation animale. Ce projet vise à caractériser l'effet Bregs dans des modèles de MII et de cancer du côlon associé. Les réponses immunitaires se développent dans les organes lymphoïdes secondaires et impliquent des processus d'interaction entre différents types de cellules et des migrations cellulaires qui ne peuvent actuellement pas être modélisés in vitro. Les maladies inflammatoires intestinales impliquent également la migration des cellules du système immunitaire vers l'intestin, puis l'interaction de ces cellules avec les cellules intestinales locales. Ces processus ne peuvent pas être étudiés in vitro. Il n'y a donc pas d'alternative à la réalisation des études décrites chez la souris.

Réduction

Le protocole d'induction des MII a été optimisé de manière à ce que les maladies se développent de façon homogène chez des souris génétiquement identiques, ce qui permet de réduire le nombre de souris nécessaire pour obtenir des résultats statistiquement valides. Des mesures de remplacement et d'affinement ont également permis de réduire le nombre de souris nécessaires à ce projet. Le nombre de souris utilisées est maintenu au minimum pour obtenir des résultats statistiquement interprétables. Ces estimations sont basées sur notre expérience, et sur les estimations obtenues avec le programme d'analyse de puissance statistique G*Power. Nous comparerons le jour d'apparition des signes cliniques, le score clinique maximum et l'incidence de la maladie avec le test de Mann-Whitney, et le niveau global de la maladie avec des ANOVA à mesures répétées. En outre, nous utiliserons une stratégie d'imagerie par luciférase pour suivre le devenir des Bregs au fil du temps sur le même animal, ce qui réduit le nombre d'animaux à utiliser.

Raffinement

Le protocole d'induction des MII a été affiné de manière à ce que l'évolution de la maladie ne dure que 10 jours dans le modèle aigu, si bien que les souris ne sont malades que pour quelques jours, et soit plus douce dans le modèle chronique afin de réduire la souffrance des animaux. Dans le modèle de cancer associé à la colite, les symptômes sont causés par des poussées de colite pendant les cycles de traitement par le DSS. Le protocole a été raffiné au niveau des doses utilisées afin que les symptômes cliniquement apparents liés à la tumeur soient généralement rares. Nous avons établi des points finaux pour chaque procédure afin d'éviter toute souffrance indésirable des souris. Les animaux sont logés en groupes de 5 par cage maximum et ne sont jamais isolés. Des objets sont ajoutés à leurs cages pour enrichir leur environnement. Ils sont observés quotidiennement par le personnel de l'animalerie formé au bien-être des animaux, et par les expérimentateurs. Le score clinique et le poids sont mesurés quotidiennement pour les expériences avec le modèle de colite aiguë et deux fois par semaine pour les modèles de colite chronique et de cancer de l'intestin.

Choix des espèces

Les modèles de MII et de cancer colorectal proposés ici sont bien standardisés. Les connaissances disponibles sur ces modèles permettent de mieux définir les plans expérimentaux et donc de réduire le nombre de souris nécessaires. De nombreux outils sont disponibles pour ces modèles, ce qui permet d'aborder les problèmes posés de la manière la plus pertinente, et de récupérer le maximum d'informations. Ces modèles expérimentaux ont été utilisés pour le développement de thérapies actuellement utilisées chez les patients atteints de MII. Même si ces modèles ne sont pas une copie parfaite des MII ou des cancers associés, ils constituent des modèles utiles pour le développement de pistes thérapeutiques pour la pathologie humaine. L’utilisation de souris de fond génétique C57BL/6 de 6 à 14 semaines est approprié pour ces études car cela correspond à l’âge pendant lequel la maturité du système immunitaire est appropriée pour étudier cette maladie.

84 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque souris reçoit sous anesthésie quatre injections sous-cutanées dorsales, dont une de LPS destinée à déclencher une inflammation, pour évaluer un hydrogel chargé en lipoxine A4. Le porteur indique que le dispositif peut gêner les mouvements des animaux et prévoit une mise à mort par dislocation cervicale afin de prélever la membrane. Il affirme qu'il est "nécessaire" de travailler sur des systèmes biologiques complexes, les applications en dentisterie restant renvoyées au long terme.

Objectifs

Le contexte clinique du projet est celui de maladies inflammatoires orales (inflammation pulpaire = pulpite et inflammation parodontale = parodontite). Les parodontites et les pulpites sont des maladies respectivement du parodonte (tissu de soutien de la dent) et de l’endodonte (tissu conjonctif situé à l’intérieur de la dent). Ces deux affections sont très fréquentes, génèrent des douleurs, des pertes dentaires, une altération de la qualité de vie et des coûts pour les individus et la société. Dans ces deux situations, des microorganismes sont à l’origine d’une inflammation des tissus conjonctifs constitués par le parodonte et par l’endodonte. Cette réaction inflammatoire est au départ normale et a pour objectif un retour à la normale appelée « homéostasie ». L’homéostasie fait intervenir des médiateurs spécialisés appelés « médiateurs lipidiques pro-résolutifs » tels que les « lipoxines ». Ces dernières ont été étudiées in vitro et in vivo, et ont montré́ une action efficace à différents niveaux de la réponse immunitaire.De plus, les lipoxines ont été étudiées dans différents contexte inflammatoire (maladies auto-immunes, cancers, parodontites...) sur des modèles animaux. Pour répondre à ces besoins, nous avons créé un dispositif (hydrogels) permettant la libération in situ des LXA4. L’objectif du projet est donc d’évaluer le caractère anti-inflammatoire de notre proposition thérapeutique. Pour cela, nous utiliserons le modèle murin de poche d’air sous-cutané (air pouch). Nous induirons la formation d’une cavité en injectant de l’air stérile en sous-cutané au niveau dorsal puis nous procèderons à l’injection de nos hydrogels plus ou moins chargés en LXA4 avant de simuler une inflammation. Ce modèle est pertinent car il permet d’étudier les composants de l'inflammation, la résolution de la réponse inflammatoire, la réponse au stress oxydatif et par conséquent les cibles thérapeutiques potentielles pour le traitement de l'inflammation.

Bénéfices attendus

Ce modèle nous permettra d’induire une inflammation dans un système global ce qui n’est malheureusement pas possible avec les expérimentations in vitro. Nous pourrons alors évaluer l’effet anti-inflammatoire de nos hydrogels chargés en LXA4. Les médicaments anti-inflammatoires actuellement disponibles, ont pour objectif d'atténuer une inflammation excessive sans compromettre la défense de l'hôte. Les nouvelles stratégies thérapeutiques utilisant des LXA4, qui améliorent la résolution de l’inflammation pourraient avoir un meilleur rapport bénéfice/risque. A court terme ce protocole nous permettra de répondre à plusieurs questions. Tout d’abord, nous pourrons choisir une formulation d’hydrogel, la plus efficace pour favoriser la résolution de l’inflammation. Nous pourrons également valider l’effet de la LXA4 in vivo dans un système complexe et non seulement in vitro sur les macrophages. Notre proposition peut également être avantageuse par rapport à d'autres systèmes d'administration de médicaments (tels que des nanoparticules synthétiques) qui ont des effets toxiques indésirables potentiels. A plus long terme, ce protocole marquera une avancée dans l’élaboration d’un système complexe permettant de relarguer des molécules anti-inflammatoires telles que la LXA4 de manière contrôlée dans le temps. En clinique, l’objectif final sera d’apporter une alternative supérieure en termes de cicatrisation et de régénération des tissus concernés dans le cadre des pulpites et parodontites. Bien que notre perspective se concentre sur le domaine de la dentisterie, l'utilisation de notre proposition thérapeutique pourrait être déployée afin de traiter de multiples maladies inflammatoires et/ou des défauts osseux.

Procédures

Injections sous cutanées sur animaux anesthésiés sous isoflurane : 4 injections / souris (2 injections d’air + 1 injection hydrogel / contrôle + 1 injection LPS). Chaque injection prendra quelques secondes. Les animaux seront observés après chaque injection pour s'assurer de leur bonne santé.

Impact sur les animaux

Ce modèle bien décrit, entrainera une inflammation contrôlée du tissu sous cutané au niveau de la poche dorsale. Ce protocole de classe modérée ne devrait pas conduire à des effets indésirables ou douloureux pour les animaux bien qu’ils peuvent néanmoins entraîner une gêne dans les mouvements et déplacements des animaux. La lipoxine A4 n’est pas un produit irritant (information vérifiée dans la fiche de données de sécurité du produit fourni par Cayman). Nous resterons bien évidemment très attentifs sur tout comportement anormal des animaux de manière à soulager leur douleur si celle-ci venait à apparaître.

Devenir

Mise à mort par dislocation cervicale pour tous les animaux. Les animaux doivent être mis à mort afin de pouvoir récupérer la membrane de la poche créée et ainsi d'effectuer les analyses histologiques post mortem nécessaires à notre projet.

Remplacement

Cette étude prend en compte la règle des 3R. Les expériences in vitro ne permettent malheureusement pas de mimer les interactions complexes intervenant entre les différents acteurs cellulaires (macrophages, neutrophiles, monocytes…) et les différents systèmes (immunitaires, vasculaires…). Il est donc nécessaire de travailler sur des systèmes biologiques complexes représentés par les animaux afin de mieux étudier les mécanismes mis en jeu lors de la réponse inflammatoire.

Réduction

Dans le but de réduire au maximum le nombre d’animaux utilisés, les formulations d’hydrogels ont été testées et sélectionnées en amont pour leur biocompatibilité et leur caractère anti-inflammatoire in vitro. Compte-tenu d’études comparables déjà effectuées, le nombre d’animaux par groupe correspond au nombre minimal requis pour atteindre une significativité statistique (n=6). L’épaisseur de la membrane de la poche sera comparée dans les différents groupes par une analyse de variance puisqu’il s’agit de valeurs quantitatives indépendantes. Le même type de test sera utilisé pour la comparaison de la quantité de leucocytes présents dans l’exsudat. Le fait de répéter les expérimentations selon l’homogénéité des premiers résultats permettra d’étudier la reproductibilité des effets observés.

Raffinement

Pour réduire l’angoisse, les animaux seront manipulés plusieurs jours avant l’expérimentation dans un but d’habituation et leur environnement sera enrichi (alpha-dri). Les souris seront hébergées à raison de 5 souris par cage. Nous raffinerons également en réduisant les éventuelles douleurs via des antalgiques (buprénorphine) lors des expérimentations afin d’améliorer la reproductibilité et la qualité des résultats obtenus. Les souris seront observées et pesées quotidiennement jusqu’à la fin de l’expérimentation. Par ailleurs, des points limites ont été identifiés et les procédures de raffinement à mettre en œuvre lors de l’atteinte de ces points limites ont été décrites. Enfin, les analyses menées sur chaque animal seront complètes : d’une part l’exsudat sera récupéré pour analyse des cytokines et de l’expression génique des cellules, et d’autre part la membrane sera récupérée pour analyses histologiques

Choix des espèces

L’utilisation de souris est justifiée puisque le modèle d’injection d’air stérile sous-cutané a été développé chez cet animal de manière rapide et reproductible. Ces modèles sont décrits et reconnus dans le domaine de l’inflammation. Les animaux reçus auront 6 semaines, ils auront une semaine d’acclimatation dans l’animalerie avant le début du protocole. Les souris auront donc 7 semaines au début du protocole et 8 semaines à la fin du protocole. Ce choix correspond à notre volonté de travailler sur de jeunes adultes afin d’éviter les effets liés à la sénescence, de plus cela correspond aux protocoles standards retrouvés dans la littérature concernant ce modèle d’inflammation.

240 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque souris subit une greffe chirurgicale de cellules tumorales dans les poumons, puis reçoit dix-huit injections intrapéritonéales et plusieurs anesthésies, pour tester le repositionnement d'un médicament de cardiologie contre le cancer du poumon. Le porteur indique que la tumeur pulmonaire peut provoquer des difficultés respiratoires et une perte de poids. Il affirme qu'il n'existe pas de méthode alternative et qualifie le modèle murin d'"indispensable", les retombées pour les patients restant renvoyées à un éventuel repositionnement futur.

Objectifs

Le cancer du poumon est aujourd'hui la première cause de décès en France et dans le monde. Nos travaux ont montré que les tumeurs pulmonaires humaines présentent des voies métaboliques remaniées, permettant d’établir une nouvelle approche thérapeutique que nous proposons d’évaluer au stade préclinique. 50% des cancers du poumon produisent leur énergie à partir des lipides. L’inhibition de l’enzyme impliquée entraîne une forte inhibition de la croissance tumorale in vitro et in vivo. De plus, un médicament utilisé en cardiologie bloque cet enzyme et entraîne l’inhibition de la croissance tumorale. Afin de progresser vers le repositionnement de cette molécule dans le traitement ciblé du cancer du poumon nous devons apporter une preuve de concept in vivo et établir une preuve de mécanisme in vivo. Pour cela, un modèle murin de tumeur du poumon est indispensable.

Bénéfices attendus

Ce projet nous permettra d'obtenir une preuve de concept dans le repositionnement d'une drogue, avec autorisation de mise sur le marché, dans le traitement du cancer du poumon.

Procédures

1_ Chaque animal subira une fois une procédure chirurgicale afin de greffer les cellules tumorales dans les poumons. L'animal sera anesthésié par de l'isoflurane pendant une très courte durée (

Impact sur les animaux

Les souris vont développer un cancer intra-pulmonaire, ce qui peut entrainer des difficultés respiratoires. Les injections quotidiennes en IP peuvent causer des irritations au niveau du site d'injection. La présence de la tumeur peut entrainer une perte de poids chez l'animal.

Devenir

A l'issue des 21 jours de suivi, tous les animaux sont euthanasiés, et les tumeurs, ganglions lymphatiques et rates sont prélévés.

Remplacement

Il n'existe pas de méthode alternative à ce projet car seul un modèle murin récapitulant les éléments de la physiopathologie observée chez l'Homme, peut apporter la réponse du système immunitaire. Les conclusions recherchées ne peuvent pas être obtenues par des modèles alternatifs in vitro, in silico ou ex vivo, qui ne reconstituent pas la complexité du système immunitaire.

Réduction

Le nombre d’animaux nécessaires par lot ainsi que le nombre d’itérations expérimentales a été déterminé pour pouvoir réaliser des tests statistiques robustes. Le nombre d’animaux nécessaires par lot pour détecter 50% de différence inter-lots est de 10. Les expériences seront répétées à deux reprises. Un premier test statistique nous permettra de vérifier les différences significatives entre les groupes d’animaux. Il sera ensuite suivi d’un test de comparaisons multiples.

Raffinement

1.Hébergement: les animaux sont hébergés dans des conditions veillant au respect du bien-être (en fratrie) et avec un milieu enrichi afin de limiter leur stress. Les animaux sont suivis quotidiennement afin de détecter tout inconfort ou souffrance. Une étroite collaboration entre le personnel de l'animalerie et notre équipe d'expérimentateurs, permet d'intervenir immédiatement sur les animaux en cas de nécessité. 2. Contention: les animaux sont manipulés avec soin par un personnel formé qui maitrise les méthodes de préhensions douces. 3. Formation: une grande maîtrise technique est demandée à nos expérimentateurs qui sont régulièrement formés au sein de l'institut pour le bien-être animal. 4. Anesthésie et Analgésie : durant la chirurgie, les animaux sont placés sous anesthésie et reçoivent des injections d’analgésique afin de limiter les douleurs et leurs stress lors de la procédure. 5. Points limites : Des points limites adaptés ont été définis afin de mettre fin à l’expérience si un animal dépasse ce seuil fixé.

Choix des espèces

Pour cette étude seront utilisés des souris. Ces souris sont utilisées dans la recherche sur le cancer du poumon en raison de leur capacité à développer le processus étudié (cancer du poumon) induit par les lignées tumorales pulmonaires. Les souris seront utilisées à l'âge adulte de 8 semaines à 12 semaines de vie. À cet âge, la taille de la souris facilite la manipulation expérimentale et l'inoculation de cellules.

804 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une tumeur cérébrale leur est implantée, suivie d'une irradiation cérébrale fractionnée de 20 Gy, de gavages, d'injections et de prélèvements sanguins répétés, puis d'imageries sous anesthésie avant la mise à mort par perfusion intracardiaque. Le projet compare protonthérapie et rayons X combinés à l'immunothérapie, l'adaptation clinique restant annoncée au conditionnel. Le porteur affirme que ces expériences sont "absolument nécessaires" et qu'"on ne peut pas utiliser d'espèces moins évoluées que la souris".

Objectifs

La radiothérapie (RT) fait partie des traitements les plus utilisés chez les patients atteints de cancer. A l’heure actuelle, en France, 60% des patients diagnostiqués pour un cancer sont traités par RT. Pour les tumeurs cérébrales, tels que les gliomes, la RT fait partie du traitement standardisé. Nous avons précédement montré que l’irradiation aux RX pouvait modifier l’inflammation des tumeurs cérébrales, notamment en augmentant la proportion de macrophages pro-tumoraux. D’autres études ont montré l’impact de l’irradiation cérébrale sur la lymphopénie (diminution des lymphocytes sanguins). Contrairement à la RT conventionnelle qui utilise des photons de basse énergie (rayons X et γ), la protonthérapie utilise des particules chargées plus lourdes et de haute énergie. Parce qu’elle peut déposer de façon précise des doses d’irradiation dans le tissu, la protonthérapie peut être utilisée pour : i) limiter les risques de radiotoxicité en réduisant l’exposition du tissu sain, et ii) augmenter la dose déposée à la cible pour accroître la probabilité du contrôle tumoral tout en maintenant les doses pour le tissu sain environnant sous la limite du seuil de tolérance. Le premier objectif est d’appréhender si au-delà des avantages balistique/dosimétrique/radiobiologique, la protonthérapie pourrait présenter des avantages par rapport aux RX en termes d’inflammation anti-tumorale dans le cas d’une irradiation cérébrale. Le second objectif est de déterminer si la combinaison de la protonthérapie et de l’immunothérapie serait bénéfique pour le traitement des tumeurs cérébrales.

Bénéfices attendus

Les résultats de ce projet permettront d’améliorer les connaissances scientifiques sur les effets de la protonthérapie sur l’inflammation. De plus, cela permettra de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques combinant la protonthérapie et l’immunothérapie (dont les tumeurs cérébrales sont très résistantes). Le projet scientifique global présente également une partie clinique dont le CPP a été accepté en décembre 2021. Les résultats du projet ci présent pourront ainsi être comparés aux données cliniques. Ainsi, l’ensemble de ces résultats pourra rapidement être adapté à la clinique dans le but d’améliorer la prise en charge thérapeutique des patients atteints de tumeurs cérébrales. Plus généralement, ce projet permettra d’appréhender en détail les relations entre la protonthérapie et les immunothérapies.

Procédures

Les animaux subiront plusieurs types d’interventions (irradiations, prélèvements sanguins, …). -Implantation de cellules tumorales : Les souris sont induites à l’anesthésie et vont subir cette procédure une seule fois qui dure environ 15min. - L'irradiation cérébrale est réalisée après anesthésie des animaux. Les animaux sont anesthésiés et lors de l’irradiation cérébrale par RX ou protons, une dose totale de 20Gy sera délivrée de manière fractionnée comme en clinique : 2.5Gy/séance avec deux séances par jour (espacées de 6h) sur 4 jours consécutifs. Les souris vont subir cette procédure une fois qui dure environ 5 min. - Prélèvements sanguins sous-mandibulaires seront réalisés sur souris vigiles. Les souris vont subir cette procédure 6 fois, une fois par semaine qui dure environ 20 sec. -Administration par gavage sera réalisée sur souris vigiles. Les souris vont subir cette procédure tous les jours pendant deux semaines qui dure 10 secondes. -L’administration par injection ip sera réalisée sur souris vigile. Les souris vont subir cette procédure tous les 2-3 jours pendant un mois maximum qui dure environ 10sec. - Imagerie par IRM/TEP, les animaux sont anesthésiés et vont subir des IRM qui dure environ 15 min et les souris vont subir des TEP Fludarabine qui dure environ 20 min. -Mise à mort par perfusion intracardiaque. Après une injection de buprénorphine 15 min avant la procédure, les animaux seront profondément anésthésiés et maintenus pendant la chirurgie.

Impact sur les animaux

-Li'rradiation par elle-même n’induit pas de douleurs, les points limites pendant la procédure d’irradiation vont correspondre à une diminution de la fréquence respiratoire en dessous de 30 respirations/min. - Les répétitions bijournalières et ce sur 4 jours consécutifs peuvent induire une perte de poids des animaux jusqu’à 10 jours après irradiation. Le poids de chaque animal sera mesuré avant, pendant et 15 jours après irradiation et si une perte de poids >10% est observée, la procédure sera arrêtée. Le prélèvement sanguin ou l’injection de traitements journalier et hebdomadaire en eux-même ne provoquent pas de douleurs, de perte de poids ou de comportement anormal. - Les séances d’imageries (TEP et IRM) en elles-même n’induisent pas de douleurs, les points limites vont correspondre à une diminution de la fréquence respiratoire en dessous de 30 respirations/min. Si tel est le cas, le pourcentage d’isoflurane sera légèrement diminué et si cette fréquence de réaugmente pas, la procédure sera arrêtée. Les animaux sont surveillés jusqu’à leur réveil et ensuite replacés dans leur cage et rentrés à l’animalerie tous les soirs. Ils sont ensuite surveillés quotidiennement. La procédure chirurgicale pour l’établissement du modèle de tumeur cérébrale peut induire des douleurs.

Devenir

En fin de protocole, les animaux seront mis à mort. Les organes seron ensuite prélevés pour réaliser à postériori des marquages immunohistologiques sur coupes de 20µm d'épaisseur. Les marquages permettront de suivre la quantité de macrophages et leur état d'activation ainsi que la quantité de cellules lymphocytaires et myéloides. Concernant la cytométrie en flux, elle nous permet de quantifier l'ensemble des cellules circulantes lymphoides (LT / LB / NK + les sous populations LT H; LT M; LT Reg ) et myéloides (Cellules dendritiques / monocytes / Myeloid derived Suppressor cells)

Remplacement

L’évolution du système immunitaire et ce en lien avec la circulation sanguine cérébrale après un traitement ainsi que la formation et l’évolution de l’inflammation tumorale ne peuvent pas être évaluées in vitro. Les expériences in vivo sont absolument nécessaires pour étudier l’impact d’un traitement et tester de nouvelles stratégies thérapeutiques. Pour tester de nouvelles stratégies thérapeutiques qui pourraient être transposées à la clinique, on ne peut pas utiliser d’espèces moins évoluées que la souris. La souris présente un système immunitaire similaire à l’homme et nous disposons d’un modèle in vivo de tumeur cérébrale bien maitrisé dans le laboratoire qui récapitule plusieurs caractéristiques retrouvées chez les patients.

Réduction

Afin d’assurer une puissance statistique suffisante pour les analyses de cytométrie en flux, il sera nécessaire d’utiliser 10 animaux par groupes et ceci en prenant en compte la variabilité inter-individuelle basée sur notre expérience antérieure et de nos expériences antérieures. Afin de réduire le nombre d’animaux au maximum, à chaque fin de protocole, les tissus (cerveaux, rates et ganglions lymphatiques) seront prélevés pour des études histologiques. Pour les analyses d’imagerie et d’histologie à court terme, basé sur notre expérience antérieure, 6 animaux par groupe sera suffisant. L’imagerie nous permet de réduire drastiquement le nombre d’animaux en évitant des euthanasies à tous temps. Des tests statistiques adéquats seront utilisés.

Raffinement

Si chute de la respiration pendant l'irradiation : Si tel est le cas, le pourcentage d’isoflurane sera légèrement diminué et si cette fréquence ne réaugmente pas, la procédure sera arrêtée. Les animaux sont surveillés tous les jours pendant toute la durée du protocole, week-end compris. Le poids des souris est suivi tous les 2-3 jours avant, pendant et deux semaines après l’irradiation. Si perte de poids dues aux protocoles d'irradiation: Les animaux sont surveillés jusqu’à leur réveil et ensuite replacés dans leur cage et rentrés à l’animalerie tous les soirs. Ils sont ensuite surveillés quotidiennement. Pour limiter cela, les souris disposeront de croquettes humidifiées dans le fond de la cage ainsi que du complément alimentaire (DietGel Recovery) Pour le modèle de tumeur cérébrale, la procédure chirurgicale est détaillée en 4.2. Après la chirurgie, les animaux sont surveillés tous les jours pendant le protocol, week-end compris. Les souris sont hébergées dans des cages avec 5 souris/cage dans un environnement enrichi (roues/cartons). L'état général des animaux est utilisé comme reflet de son bien-être et des points spécifiques comme le poids ou une respiration anormale sont utilisés comme point limite. Pour toutes les procédures le nécessitant, une anesthésie générale volatile et une analgésie locale et générale sont appliquées.

Choix des espèces

Les modèles tumoraux in vivo sont indispensables pour récapituler au mieux l’environnement inflammatoire des tumeurs qui se développent chez les patients. Nous utiliserons des souris immunocompétantes C57/Bl6 car ces souris présentent toutes les populations de cellules immunitaires et parce que le modèle de tumeur cérébral utilisé repose sur l’implantation de cellules de gliome GL261, cellules issues de souris femelles C57/Bl6, afin d’éviter toute inflammation abérante due au rejet de « greffe » par la souche de souris utilisée. De plus, pour cette espèce et pour les cellules étudiées, tous les outils de caractérisation en cytométrie en flux sont déjà validés dans la littérature et dans notre laboratoire. Animaux agés de 7 semaines. Ce stade correspond à de jeunes adultes et est parfaitement adapté en termes de physiologie aux pathologies ciblées. Cet âge leur confère également une résistance aux protocoles expériementaux utilisés.