Système immunitaire

2 580 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, chacune pouvant recevoir jusqu'à seize injections en vigile, deux injections sous anesthésie, cinq gavages et dix séances d'imagerie de vingt minutes. Des tumeurs leur sont greffées dans un flanc ou dans les deux, puis mesurées tous les deux ou trois jours. Le projet teste si neutraliser une protéine restaure la réponse immunitaire antitumorale chez des patients sous corticothérapie, un bénéfice que le porteur place au conditionnel et à long terme. Il écrit par ailleurs que les chimiothérapies employées, dont l'oxaliplatine et la mitoxantrone, "n'entraînent pas de nuisances chez la souris aux doses utilisées".

Objectifs

Le système immunitaire est fortement influencé par des facteurs tels que les glucocorticoïdes, dont les taux augmentent notamment en situation de stress psychologique. Ces interactions jouent un rôle déterminant dans la réponse immunitaire, y compris dans le contexte oncologique. Le succès des traitements anticancéreux, qu’il s’agisse de chimiothérapie, de thérapies ciblées ou d’immunothérapie, repose en grande partie sur leur capacité à induire une réponse immunitaire antitumorale efficace. Certaines chimiothérapies, comme la mitoxantrone et l’oxaliplatine, induisent une mort cellulaire immunogène, capable de stimuler puissamment le système immunitaire contre les cellules tumorales. Cependant, l’utilisation des inhibiteurs du point de contrôle immunitaire (ICIs) est souvent associée à des effets secondaires inflammatoires ou auto-immuns nécessitant une corticothérapie. Par ailleurs, les glucocorticoïdes sont également largement prescrits en oncologie pour contrôler des symptômes tels que la douleur, la dyspnée ou les œdèmes associés aux traitements comme la radiothérapie et la chimiothérapie. Leur action immunosuppressive peut compromettre les effets bénéfiques des traitements anticancéreux en inhibant l’immunité antitumorale. Dans des expériences in vitro récentes, nous avons observé que les glucocorticoïdes induisent la sécrétion et l’expression d’une petite molécule spécifique et que la neutralisation extracellulaire de celle-ci inhibait les effets secondaires induits par les glucocorticoïdes. Le présent projet vise à tester l’hypothèse selon laquelle la neutralisation de notre protéine pourrait non seulement restaurer ou renforcer la réponse immunitaire antitumorale induite par la chimiothérapie et l’immunothérapie, mais aussi contrecarrer les effets immunosuppresseurs des glucocorticoïdes administrés en parallèle des traitements antinéoplasiques.

Bénéfices attendus

Si nos hypothèses se vérifient, ce projet permettra de valider dans des modèles précliniques une nouvelle stratégie pharmacologique antitumorale efficace contre plusieurs types de cancer en monothérapie et/ou en association avec d'autres thérapeutiques et immunothérapies. À long terme, ce projet pourrait ouvrir la voie au développement de combinaisons thérapeutiques plus efficaces et mieux tolérées, en particulier chez les patients nécessitant une corticothérapie pour le contrôle des effets secondaires des traitements anticancéreux.

Procédures

Les animaux seront soumis à : Soit 1 injection sous anesthésie générale (2min), 15 injections sur animaux vigiles (

Impact sur les animaux

La manipulation et la contention peuvent stresser transitoirement et légèrement les animaux, au cours des injections, gavages et avant les séances d'imagerie. Il peut apparaitre une irritation au niveau du point d’injection induisant un prurit léger. La croissance des tumeurs peut provoquer une gêne mécanique et induire une perte de poids modérées.Les chimiothérapies n'entraînent pas de nuisances chez la souris aux doses utilisées.

Devenir

Tous les animaux du projet seront mis à mort afin de collecter divers organes pour des analyses immunologiques.

Remplacement

L'utilisation d'animaux est indispensable car ce projet vise à tester l'efficacité des traitements anticancéreux et à confirmer l'activation du système immunitaire. Actuellement, il est, en effet, impossible de reconstruire un système immunitaire fonctionnel et mature in vitro/ex vivo ou in silico (modélisation mathématique et informatique).

Réduction

Une analyse statistique a été effectuée afin de déterminer le nombre minimal d'animaux nécessaires. Les expérimentations seront regroupées au maximum afin de réduire le nombre d'animaux contrôles. L’étude sera arrêtée si la procédure initiale invalide l’hypothèse de travail. Plusieurs tissus seront prélevés et soumis à diverses analyses (immunologiques, histologiques ou de biologie cellulaire et moléculaire) pour extraire le maximum de données de chaque expérimentation. Ces tissus seront également partagés avec nos collaborateurs dans le but de réduire le nombre d’animaux utilisés.

Raffinement

Les manipulations seront réalisées dans le souci constant de réduire au maximum l’inconfort et la souffrance des animaux. Les injections seront réalisées après anesthésie générale (isoflurane). Une analgésie sera mise en place si nécessaire. La mise en place d’une grille de suivi stricte des points limites permettra d’éviter au maximum le stress et/ou la douleur au cours de l’expérimentation, des critères d'arrêt précoces de souffrance ont été définis et seront strictement appliqués. Les animaux seront observés quotidiennement afin de détecter tout changement.

Choix des espèces

Le choix de la souris pour la réalisation des expériences envisagées se justifie par des raisons d’ordres scientifiques, pratiques et éthiques. En effet, la souris est l’animal dont la génétique est la mieux connue. Ensuite, notre centre de recherche utilise principalement des souris ce qui offre de nombreux avantages en termes d’élevage, d’animaleries, d’expertise en techniques d’expérimentation animale ainsi que le suivi microbiologique et vétérinaire des animaux. Et pour finir, la souris est l’animal de laboratoire le plus couramment utilisé par la communauté scientifique internationale et pour les études précliniques en oncologie. La méthodologie envisagée est d’une mise en place relativement aisée sur ce type d’animal et nous avons acquis une pratique expérimentale sur cette espèce. Les animaux seront utilisés à partir de 7 afin de disposer d’un organisme avec un processus de développement terminé et un système immunitaire mature.

520 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue de leur procédure, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent jusqu'à neuf injections à l'état vigile de molécules toxiques pour les reins, subissent des recueils d'urine avec pression manuelle sur la vessie, deux anesthésies gazeuses à deux heures d'intervalle pour poser puis retirer un capteur de fluorescence sur le dos, une chirurgie avec pose de clamps pour certaines, et un prélèvement de sang terminal. Le porteur indique que l'insuffisance rénale induite entraîne une altération de l'état général, une prostration liée à une fatigue importante et une perte de poids, et qu'une lignée génétiquement modifiée plus sensible aux infections est employée. Il justifie le projet par le coût des maladies rénales, "approchant les 4 milliards par an", et par l'absence de thérapie ciblée, quand la molécule testée est déjà disponible dans le commerce et déjà utilisée en essais cliniques.

Objectifs

Les traitements actuels de l'insuffisance rénale aigue et chronique sont limités et non spécifiques. En effet, la plupart d'entre eux ne ciblent pas directement les cellules rénales lésées. Nous visons à développer des stratégies thérapeutiques pour cibler spécifiquement ces cellules, au lieu des thérapies actuellement utilisées qui visent le système immunitaire dans sa globalité. Des récents travaux ont montré qu’une interleukine (substance sécrétée par le système immunitaire) ainsi que sa voie de signalisation, favorisaient l'intégrité et la survie des cellules rénales, limitant ainsi l'issue de l'agression initiale. Par conséquent, nous pensons qu’un agent qui va activer cette voie de signalisation (nouvelle molécule testée dans ce projet) pourrait être bénéfique pour limiter l’impact des maladies rénales. L’interleukine ciblée et la nouvelle molécule sont disponibles dans le commerce et déjà utilisés dans des essais cliniques. Ces molécules ont déjà été testées dans deux types murins de maladies rénales qui ciblent les mêmes cellules (glomérules) mais elles n’ont pas eu le même effet bénéfique dans les deux modèles, pour des raisons encore inconnues. Les trois objectifs de ce projet sont : (1) Comprendre pourquoi la molécule à tester est protectrice dans un type de maladie glomérulaire chez la souris, mais pas dans un autre ? (2) Caractériser les effets de la molécule dans des modèles murins ciblant d’autres cellules rénales que les glomérules. (3) Optimiser l'administration de la molécule dans des modèles expérimentaux murins qui ciblent différents types de cellules rénales.

Bénéfices attendus

Les bénéfices du projet ont un impact à la fois social et scientifique. Les maladies rénales sont un problème de santé publique et le développement de thérapies ciblées est nécessaire dans ce domaine. L'insuffisance rénale terminale est associée à un taux de mortalité élevé et à des coûts très élevés, en particulier associés aux thérapies de remplacement telles que l'hémodialyse ou la transplantation rénale. L'étude des mécanismes de survie glomérulaire conduira au développement de thérapies ciblées limitant la progression de la maladie glomérulaire vers l'insuffisance rénale terminale. Le coût extrêmement élevé du traitement des maladies rénales, approchant les 4 milliards par an, et l'absence de thérapies ciblées dans les maladies glomérulaires rendent nécessaire le développement de la recherche sur les mécanismes des lésions et de la survie des cellules rénales. Par conséquent, nous visons à développer des stratégies thérapeutiques pour cibler ces cellules, au lieu des thérapies actuellement utilisées qui ciblent principalement le système immunitaire. Notre approche, qui vise à développer de nouvelles cibles thérapeutiques, peut avoir un grand impact dans la compréhension des mécanismes menant aux lésions rénales.

Procédures

(1) Injections : Une grande partie des animaux recevra de 1 à 3 injections de la molécule à tester. Cette injection est réalisée à l’état vigile et dure 10 secondes. L’induction des modèles expérimentaux nécessite, soit des injections sous anesthésie gazeuse (de 1 à 3 injections, durée 30 secondes), soit des injections à l’état vigile (maximum 9 injections, durée 10 secondes). (2) Prélèvements : Une partie des animaux sera soumise à un recueil d’urine : en première intention, dans une boite propre pendant une durée d'au moins 30 secondes, puis si besoin, contention avec la main avec un léger frottement sur la vessie pour la vider le cas échéant. Un prélèvement de sang sera réalisé sur tous les animaux , sous anesthésie, sur un plateau chauffant : durée 5 à 10 minutes. (3) Contentions particulières : Tous les animaux du projet seront pesés régulièrement tout au long des procédures. (Durée 2 secondes par pesée) (4) Mesure de la fonction rénale : une grande partie des animaux sera soumise à la mesure de leur fonction rénale par une technique qui nécessite une anesthésie gazeuse pour injecter le traceur fluorescent et installer sur le dos de l'animal un capteur de fluorescence miniaturisé. Cette partie de la procédure dure cinq minutes. Une deuxième anesthésie est nécessaire deux heures plus tard pour retirer le capteur. Cette partie de la procédure ne dure que deux minutes. La mesure sera répétée plusieurs fois sur chaque souris à des jours différents selon la procédure. (5) Chirurgie : Une petite partie des animaux sera soumise à une procédure chirurgicale qui consiste à priver de la circulation sanguine les deux reins pendant 25 minutes. Elle s'accompagne d'injections pour l'analgésie et l'anesthésie. Ce protocole a une durée de 40 minutes.

Impact sur les animaux

Les nuisances peuvent être générées par : (1) L’utilisation d’un modèle de souris génétiquement modifiée plus sensible aux infections. (2) Les manipulations régulières pour les injections, les pesées et les spots urinaires. Les animaux peuvent développer un stress lors de la contention. (3) Les injections : Les douleurs liées aux injections seront de courte durée mais les animaux peuvent développer une inflammation locale et plus rarement une infection. Certaines injections peuvent entrainer un saignement, un œdème ou une irritation oculaire. (4) Les complications associées aux injections de molécules toxiques pour les reins : Prise de poids en raison de présence d’ascite ou au contraire dénutrition. L'induction d'une insuffisance rénale liée à ces molécules entraine une altération de l'état général, une prostration liée à une importante fatigue et une perte de poids. (5) Les complications liées à la chirurgie pouvant provoquer des douleurs malgré une prise en charge optimale de l'analgésie : ouverture des plans cutanés et musculaires, pose des clamps et sutures. (6) Les complications liées à l'anesthésie au moment de la chirurgie, de la mesure transcutanée de la fonction rénale et le prélèvement de sang terminal (détresse respiratoire, arrêt cardio respiratoire, stress thermique).

Devenir

Tous les animaux (520) seront euthanasiés en fin de chaque procédure, par une méthode réglementaire sous anesthésie générale par une personne expérimentée. Les différents prélèvements nécessaires pour les analyses sont réalisés après constatation de l’absence de battements cardio respiratoires.

Remplacement

En raison notamment de la complexité du tissu rénal qui comporte des dizaines de types cellulaires et au vu de l’état encore embryonnaire de la recherche sur les organoïdes, l’étude des maladies rénales requiert l’obtention de tissu rénal prélevé sur l’animal d’expérience ou l’homme. Il n’existe pas de méthode alternative in vitro pour analyser l’évolution de défaillance chronique progressive d’organes. De plus, l'un des critères majeurs de la caractérisation de l'effet de la molécule étudiée dans ce projet sur le rein est l'amélioration de la fonction rénale.

Réduction

Des expériences préliminaires ont permis d’évaluer l’hétérogénéité interindividuelle du phénotype étudié dans nos deux modèles expérimentaux. Des lots de dix animaux sont nécessaires pour obtenir la puissance suffisante pour mettre en évidence les différences phénotypiques entre les groupes d’animaux et s’assurer de la reproductibilité de ces résultats d’une série à l’autre. Chaque procédure sera effectuée deux fois sur des lots indépendants. Le nombre total d'animaux pour ce projet est de 520 souris. Des tests statistiques seront utilisés pour une interprétation fiable des résultats.

Raffinement

(1) Raffinement de l'hébergement et surveillance : les animaux sont acclimatés dans l'animalerie 1 à 2 semaines avant la procédure. Les conditions d’hébergement sont conformes à la réglementation en vigueur pour l’espèce concernée. Le bien-être des animaux est assuré par une surveillance quotidienne de l’aspect et de la motricité ainsi que par une pesée quotidienne pendant toute la durée des protocoles. Des points limites ont été définis pour chaque procédure. Le bien- être des animaux est assuré par un enrichissement de leur environnement grâce à l'utilisation d'une litière à base de cellulose composée de plusieurs éléments, de tailles différentes (matière décompactée par les animaux), de morceaux de bois à ronger et d'un dôme en cellulose dans toutes les cages. En dehors d'une courte période d'isolement limité à deux heures pendant la mesure de la fonction rénale, les souris restent dans leur cage initiale dans les mêmes groupes. Le personnel impliqué dans le projet est qualifié conformément à la règlementation en vigueur. (2) Raffinement pour la lignée de souris plus sensibles aux infections : les équipements de protection individuelle sont changés plus fréquemment et tout le matériel d’élevage est stérilisé. (3) Raffinement pour les injections : toutes les injections sont réalisées avec une aiguille très fine , ce qui limite les risques hémorragiques. Le volume d'injection est règlementaire. En cas d’injections répétées, les sites sont alternés. Lors de certaines injections, les souris sont sous anesthésie gazeuse et placées sur un plateau thermostaté. Un collyre anesthésiant est appliqué une minute avant l’injection et un gel ophtalmique est appliqué après pour limiter l’irritation oculaire. Les injections sont réalisées par du personnel très expérimenté. (4) Raffinement anesthésie : pour limiter les complications liées à l’anesthésie (détresse respiratoire, arrêt cardio-respiratoire, stress thermique), les souris sont placées sur un plateau chauffant. (5) Raffinement Chirurgie (Clampage du rein) : pour assurer le bien-être pendant et après la chirurgie, les actes chirurgicaux s'accompagneront d'une analgésie et d’une anesthésie appropriée. Les souris seront placées dans une couveuse pour faciliter la phase de réveil dans leurs cages initiales. Durant toute la procédure, de la nourriture humidifiée est mise à disposition des animaux dans la cage. Pour éviter tout risque de surinfection liée à la chirurgie, les instruments sont stérilisés.

Choix des espèces

Concernant le choix de l’espèce : Les modèles expérimentaux du projet sont bien maîtrisés dans cette espèce par le personnel du laboratoire et sont bien documentés dans la littérature scientifique. Concernant le stade de développement : Les animaux sélectionnés pour cette étude seront à un stade adulte, entre huit et dix semaines. À cet âge, ils possèdent un système glomérulaire mature, tout en ne présentant pas encore de lésions dues au vieillissement, ce qui garantit des résultats plus fiables et représentatifs.

Un agent qui détruit les cellules souches de la moelle osseuse est injecté à des souris vigiles, ce que le porteur décrit comme "une forte douleur abdominale disparaissant en quelques heures", avant la greffe de cellules souches sanguines humaines. 45 000 souris immunodéprimées vont être utilisées sur cinq ans dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, les nouveau-nés étant anesthésiés par hypothermie sur glace jusqu'à dix minutes, avec en plus des injections de plasmides pouvant provoquer des troubles cardio-respiratoires, des prélèvements vaginaux quotidiens pendant plusieurs semaines, des prélèvements sanguins répétés et des chirurgies. 36 000 d'entre elles seront tuées et 9 000 transférées vers d'autres projets ou vers une formation interne aux gestes techniques, celles dont le taux d'humanisation reste sous 25 %. Le porteur écrit que le nombre d'animaux "sera réduit au maximum" et, dans la même rubrique, qu'"aucune approche statistique n'a été réalisée", l'effectif ayant été estimé d'après les années antérieures "en accord avec le plan commercial".

Objectifs

Ce projet a pour objectif de greffer des cellules souches sanguines humaines et leurs dérivées chez des souris immunodéprimées, et ainsi permettre la reconstitution d’un système immunitaire humain fonctionnel (ou représentatif d’une pathologie particulière) et pouvant être modifié par traitement, en vue d’essais préclinique chez la souris.

Bénéfices attendus

En greffant des cellules souches humaines, ou leurs dérivées, à des souris immunodéprimées, nous pouvons reconstituer un système immunitaire humain. Ce faisant, nous apportons un modèle d’étude spécifique qui peut jouer un rôle essentiel dans la compréhension et le traitement de pathologies d’importance, comme certaines infections virales (virus de l’immunodéficience humaine (VIH) ou hépatites), de nombreux cancers ou des maladies inflammatoires (asthme).

Procédures

Des prélèvements sanguins seront réalisés sur souris avec ou sans anesthésies. Les volumes maximaux de prélèvements seront proportionnels au poids et à l’âge de l’animal selon un schéma établi et une limite fixée sur une période glissante de 14 jours. Une réhydratation avec du sérum physiologique sera réalisée si nécessaire. La répartition des prélèvements figurera dans le protocole de l’étude et sera contrôlé par un vétérinaire. Chaque prélèvement durera quelques secondes. Pour les analyses nécessitant un volume plus important, un prélèvement terminal sous anesthésie gazeuse sera réalisé. L’anesthésie des nouveau-nés sera réalisée par hypothermie avec de la glace pendant maximum 10 minutes. Des prélèvements vaginaux pourront aussi être pratiqués quotidiennement pendant au moins cinq jours, voire plusieurs semaines pour caractériser le cycle œstral. L’humanisation inclura l’administration d’un agent, détruisant les cellules souches de la moelle osseuse, sur souris vigile, suivie d’une greffe de cellules souches sanguines sur souris vigiles ou nouveau-nés sous anesthésie sur glace. Ces interventions dureront de quelques secondes à quelques minutes. Les animaux recevront des injections de solution saline isotonique contenant des plasmides, une ou deux fois selon la durée de l’étude. Ces injections, administrées uniquement aux souris de plus de 18 g, dureront entre 10 et 15 secondes. Les injections pourront être répétées selon le protocole et dureront quelques secondes. Certaines procédures nécessiteront des actes chirurgicaux pour l’implantation de dispositifs sous-cutanés, réalisés sous anesthésie gazeuse avec une analgésie préopératoire et un suivi post-opératoire rigoureux. L’implantation durera moins de cinq minutes et pourra être répétée selon les besoins de l’étude. À l’issue des études, les animaux non intégrés aux essais précliniques seront euthanasiés selon les méthodes réglementaires. Toutes les interventions seront réalisées sous un suivi clinique rigoureux afin de minimiser douleur et stress des animaux.

Impact sur les animaux

-Injection de l’agent myéloablatif : induit une forte douleur abdominale disparaissant en quelques heures. -Injection(s) de solution saline isotonique contenant des plasmides (pour favoriser le développement de populations immunitaires humaines d’intérêt) : peut engendrer des troubles cardio-respiratoires et une altération marquée de l’état général, pendant les minutes suivants l’injection. Peut engendrer un hématome. -Prélèvements vaginaux : peut engendrer une irritation locale, une inflammation ou un stress temporaire. -Chirurgie : douleur, hémorragie, un défaut du système d’anesthésie / analgésie (ex : la souris se réveille en cours de procédure), un état clinique détérioré au réveil (ex : hypothermie), mauvaise cicatrisation. -Administration de traitements : effets potentiellement toxiques des composés à visées thérapeutiques, hématome, douleur, lésion au site d’administration (notamment si administrations répétées) - Prélèvements sanguins : anémie, hématome, douleur, lésion au site de prélèvement (notamment si prélèvement répétés). -Rasage et crème dépilatoire : microlésions, irritations cutanées, gêne (sensation de brûlure de la crème), inflammation transitoire. -Anesthésie : risque d’hypothermie et de sécheresse oculaire (ajout de gel ophtalmique en prévention). -Prélèvement d’urine et de fèces : stress, gêne voire potentiellement douleur si présence de tumeurs au niveau abdominal. La manipulation chez le nouveau-né pourrait engendrer le rejet de la mère. Afin d’éviter cela, des éléments sont décrits dans la procédure expérimentale. Des nuisances peuvent également être induites par le stress dû aux contentions. La douleur peut se manifester, entres autres, par une perte de poids, une hypo- ou une hyperactivité, une prostration ou des difficultés à se déplacer.

Devenir

Le processus d’humanisation pourra être accompagné d’une phase de modulation ou de renforcement in vivo du système immunitaire humain en fonction des objectifs expérimentaux. Cette étape vise à préparer les animaux aux études précliniques envisagées en optimisant la réponse immunitaire du modèle humanisé. Les animaux n’étant pas jugés comme aptes à entrer en étude préclinique en projet de formation ou en projet de recherche interne seront euthanasiés. C’est-à-dire les animaux avec un état de santé jugé moyen et/ou avis vétérinaire défavorable. Dans le cadre d’une utilisation continue, pour réaliser les études précliniques, les animaux pourront être intégrés aux autres projets autorisés par le Ministère dans l’établissement utilisateur. Des souris issues de cette procédure pourront être réutilisées dans le projet « Formation interne aux procédures et gestes techniques appliqués aux souris », sous réserve d’un avis vétérinaire favorable. Les animaux concernés seront ceux ayant un taux d’humanisation < 25%. Un nouveau-né mal humanisé pourra être nouvellement humanisé en étant plus âgé. La décision est prise par le vétérinaire.

Remplacement

Les tests in vitro seront envisagés si ceux-ci sont appropriés. Dans le cadre d’une utilisation continue, les souris humanisées seront impliquées dans des études de recherches précliniques impliquants le système immunitaire. Il n'est actuellement pas possible de recréer in vitro un environnement complexe comme le système immunitaire tout en objectivant les effets potentiellement toxiques d’une molécule en développement. La souris constitue un modèle scientifiquement valide, robuste et indispensable pour le développement et la mise au point de thérapies innovantes pour les patients.

Réduction

Un total de 45 000 souris seront utilisées, couvrant une période de 5 ans et permettant de réaliser 720 études précliniques de 50 souris, en se basant sur un taux de succès de l’humanisation de 80%. Aucune approche statistique n'a été réalisée, l’estimation du nombre d’animaux est réalisée sur base du nombre d’études effectuées les années antérieures et anticipant une croissance chaque année, en accord avec le plan commercial. Le nombre d’animaux utilisés dans chaque étude sera réduit au maximum.

Raffinement

Les souris seront hébergées préférentiellement par groupes sociaux stables composés de 5 individus à partir du sevrage. Des compléments alimentaires pourront être administrés suivant l’état de santé des animaux (dietgel). La cage contiendra à minima une couche de litière permettant aux souris de creuser, de se cacher et de réaliser un nid, élément essentiel à leur bien-être. Cette couche de litière pourra être supplémentée par un échantillon de litière provenant de cages mâles dans le but de synchroniser le cycle œstral de la souris. En outre, des enrichissements de qualité seront fournis dans chacune des cages : morceaux de bois, tunnel en carton, kraft et/ou boules de cotons. À leur entrée dans l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation de minimum 4 jours. Lors d’un changement de zone au sein de l’animalerie, les souris bénéficieront d’une période d’acclimatation d’une nuit au minimum. Pour limiter la douleur, la souffrance et l’angoisse, une échelle de scores cliniques (pelage, mobilité, état général, activité, comportement etc) sera appliquée dès le premier geste invasif ou dès qu’un signe d’altération est observé lors de la surveillance quotidienne. Des traitements antalgiques préventifs et curatifs seront mis en œuvre dès que nécessaire, sous avis vétérinaire notamment buprénorphine 0,1 mg/kg (voie IP ou SC), administrée avant intervention chirurgicale ou toute procédure potentiellement douloureuse. Un rappel sera envisagé toutes les 4–6h selon l’évaluation. Le vétérinaire aura pleine autorité pour euthanasier un animal pour raison éthique ou mettre en œuvre un traitement anti-douleur s’il/elle le juge nécessaire. Les fréquences sont limitées et une réhydratation est prévue pour tout prélèvement unique à partir de 8 mL/kg. Les points limites déclenchant l’euthanasie incluent : atteinte sévère de l’état général, douleur non contrôlée, ou tout score clinique dépassant les seuils définis.

Choix des espèces

Le séquençage complet du génome de la souris a démontré la proximité phylogénétique des souris et des humains : 90 % des gènes humains ont un équivalent chez la souris, permettant d’élaborer des approches génétiques et fonctionnelles valides. Lorsque les gènes orthologues produisent des effets différents entre souris et humain, le remplacement dans le génome du gène de la souris par son équivalent humain ou de manière fonctionnelle par greffe de cellules humaines dans une lignée immunodéficiente permet la création de lignées humanisées. Depuis de nombreuses années, l'entreprise développe une expertise dans l’humanisation du système immunitaire de multiples souches de souris, notamment les NCG, NXG, NOG et BRG. Fort de cette expérience, il est pertinent de poursuivre le processus d’humanisation sur cette même espèce. La procédure expérimentale requiert l'utilisation de souriceaux nouveau-nés La procédure expérimentale requiert l'utilisation de souriceaux nouveau-nés jusqu'à [MODIFICATION] jusqu'à l'âge de 3,5 - 4,5 semaines, car leur immunité immature favorise la prise de greffe et limite le rejet, garantissant ainsi une reconstitution optimale du système immunitaire humain. À cet âge, le thymus et la moelle osseuse offrent un environnement propice à la maturation des cellules immunitaires humaines, permettant d'obtenir un modèle plus fonctionnel et reproductible.

Une souris qui perd plus de 15 % de son poids ou dont la température corporelle chute de plus de quatre degrés est mise à mort, et aucun analgésique ni anti-inflammatoire ne peut être administré, ces molécules faussant les réponses immunitaires étudiées. 490 souris vont être utilisées sur cette base, toutes tuées à l'issue pour analyse de leur système immunitaire et des atteintes d'organes, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacune subit un gavage, une injection, une infection bactérienne et deux prélèvements de sang sous anesthésie. Sur la réduction, le porteur écrit en une phrase que "des tests statistiques stringents" ajustent le nombre d'animaux, sans donner le moindre détail pour ces 490 souris.

Objectifs

Les mitochondries, des organelles bioénergétiques fondamentales, émergent comme des régulateurs importants pour la mise en place des réponses immunitaires. En particulier, un enzyme liée au métabolisme cellulaire et localisée dans les mitochondries semble représenter un point critique de régulation par les mitochondries. Notre projet consiste à explorer et déterminer le rôle de cette enzyme dans a mise en place de réponses immunitaires antibactériennes. Afin de valider nos découvertes obtenues in vitro dans un environnement immunitiaire complexe, nous devons effectuer différentes analyses dans des modèles d’infections bactériennes chez le petit animal (souris).

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus de ce projet seront, d'une part, la description de nouveaux mécanismes immunitaires nouveaux liant métabolisme mitochondrial et régulation des réponses immunitaires. D’autre part, la description de ces mécanismes permettra le développement de nouveaux outils thérapeutiques dans les pathologies liées aux infections microbiennes.

Procédures

Sur l'ensemble de l'étude et pour chaque animal, il est prévu: un gavage (intervention de 1 minutes), une injection (intervention de 1 minute), deux prélèvements sur animaux anesthésiés (prise de sang, intervention de 3 minutes) suivis d'une injection (intervention de 1 minute) .

Impact sur les animaux

Les injections sur animal vigil peuvent entraîner une legère gène de courte durée. Les infections bactériennes peuvent également occasionner une gène pour l'animal. Une légère gène peut-être occasionée par l'anesthésie et le prélèvement sanguin.

Devenir

Les animaux à l'issue de chaque procédure seront euthanasiés afin de permettre d'une part une analyse détaillée du système immunitaire et évaluer l'inflammation ainsi que les atteintes d'organes.

Remplacement

La réponse immunitaire fait appel à une très grande variété de cellules immunitaires qui interagissent entre elles et avec les pathogènes. Il n'existe donc pas de modèle in vitro permettant d'évaluer globalement ces processus. Néanmoins, une large phase d'expérimentation in vitro nous permettra de diminuer au maximum le nombre d'animaux, notamment en ciblant nos expériences sur les souches bactériennes les plus pertinentes.

Réduction

Des tests statistiques stringents sont utilisés afin d'ajuster le nombre d'animaux nécessaire.

Raffinement

Le principe de raffinement décrit au second alinéa de l'article R. 214-105 du code rural et de la pêche maritime sera appliqué. Le bien-être des souris sera pris en compte tout au long de la procédure expérimentale. Le bien-être animal sera évalué en utilisant des points limites décrits et gradés dans les procédures. Les souris seront hébergées dans des cages de 2 L, à raison de 5 animaux par cage. Chaque cage recevra un enrichissement du milieu. Pour réduire la douleur et la souffrance, les gestes techniques effectués sur les animaux seront réalisés par du personnel habilité et chevronné. Les injections intrapéritonéales seront effectuées selon les directives officielles du IACUC (Institutional Animal Care and Use Committee). L'état des animaux sera évalué tout au long de leur vie selon une grille d'évaluation de l'état des animaux spécifique de l'animalerie, assez large pour détecter toute détresse ou stress. De plus, tout au long des procédures, l’état général des animaux sera évalué quotidiennement par le personnel de l'animalerie. Il est admis que si l’animal perd plus de 15% du poids du corps ou si la température corporelle diminue de plus de 4 degrés, il doit être euthanasié. L'utilisation d'analgésiques ou de molécules anti-inflammatoires est impossible ici car ces molécules influencent les réponse immunitaires.

Choix des espèces

Il n'existe pas de méthode alternative pour l'objectif de ce projet (évaluation de la réponse anti-microbienne suite à une altération du métabolisme cellulaire via la déficience d'une enzyme ou de la dynamique mitochondriale). Un système biologique qui reproduit partiellement ou entièrement les conditions cliniques, analytique et/ou moléculiare de notre objet d'étude n'existe pas. Il est impossible d'obtenir les informations fournies dans cette étude, sans l'utilisation de lignée de souris (sources bibliographiques consultées). Le modèle souris est un modèle privilègié car il présente de grandes similarités avec l'homme, en particulier en ce qui concerne le système immunitaire. La littérature abondante concernant les fonctions du système immunitaire et du métabolisme basée sur des études chez la souris permettra d'ajuster nos approches et de limiter l'utilisation d'animaux au strict minimum. Les animaux utilisés seront à minima de jeunes souris adultes totalement matures du l'âge varie entre 10 et 25 semaines.

1 200 souris et 150 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal reçoit trois injections de vaccin sous anesthésie, espacées de quinze jours sur soixante jours, et subit cinq prélèvements de sang, avec une fièvre, une perte d'appétit et un gonflement au point d'injection attendus pendant un à deux jours. Il s'agit de tester de nouveaux adjuvants censés déclencher une réponse cellulaire cytotoxique que les adjuvants autorisés chez l'humain n'obtiennent pas. Le porteur écrit vouloir démontrer que ses modèles cellulaires pourraient à terme remplacer les animaux, et tire de cette comparaison même la "nécessité de l'utilisation d'animaux à des fins scientifiques".

Objectifs

Les vaccins protéiques sont une classe de vaccins qui utilisent des protéines spécifiques de pathogènes pour stimuler une réponse immunitaire protectrice chez l'organisme. A cette composante protéique est ajouté un adjuvant afin d’obtenir une réponse immunitaire capable de protéger contre le pathogène ciblé. A ce jour, les adjuvants acceptés chez l’homme induisent de bonne réponses anticorps, mais la réponse cellulaire cytotoxique est très faible. Ces vaccins protéiques sont donc à ce jour peu efficaces pour protéger des infections virales. Nous avons développé de nouveaux adjuvants dans le but d’augmenter fortement cette réponse cellulaire cytotoxique. Nous avons développé de plus des stratégies pour limiter les effets secondaires tel que fièvre, inflammation locale… Nous nous proposons maintenant de tester ces candidats adjuvants chez le rongeur sur un modèle de vaccination très classique nous permettant d’évaluer la réponse immunitaire ainsi que vérifier l’absence d’effets secondaires importants.

Bénéfices attendus

Ce projet a pour but premier de trouver de nouveaux adjuvants pour des vaccins protéiques capable d’induire une bonne réponse immunitaire humorale et cellulaire importante sans générer d’effets secondaires importants. Il est important de noter qu’à ce jour il n’y a pas d’adjuvants réellement efficaces pour les vaccins protéiques qui permettent d’obtenir une bonne protection contre les pathogènes viraux. Ce projet pourrait permettre de mettre au point des vaccins contre des maladies virales pour lesquelles il n’existe aucun vaccin efficace à ce jour.

Procédures

Les animaux anesthésiés auront 3 injections de vaccins (temps injection 1 min max) espacés de 15 jours sur une durée de 60 jours. Cinq prélèvements de sang seront effectués sur chaque animal (temps prèlèvement 1 min maximum) et sous anesthésie générale.

Impact sur les animaux

Les effets indésirables prévus sont ceux attendus après une vaccination : Une rougeur locale au site d’injection, un petit gonflement, une induration, et une douleur au toucher pourront être observés, leur intensité est légère à modérée sur une durée de quelques heures à 1 jour. De la fièvre, une perte d’appétit et des poils hérissés peuvent également apparaître et persister en théorie de 1 à 2 jours, entraînant une nuisance modérée.

Devenir

Tous les animaux sont mis à mort afin de pouvoir prélever des tissus dans le but d’étudier au mieux la réponse vaccinale.

Remplacement

Le recours à des animaux est justifié par la nécessité d’avoir un système immunitaire complet pour mesurer l’immunogénicité et la réactogenicité de nos formulations vaccinales. Le recours à des animaux semble donc inévitable à ce jour. L’un des buts de ce projet est aussi de démontrer l’intérêt de nos modèles cellulaires ainsi que nos modèles de diffusion /relarguage in vitro pour remplacer ou fortement diminuer à terme l’utilisation des animaux. Mais, pour obtenir cet objectif, nous devons comparer les réponses entre modèles cellulaire et modèles animaux, d’où la nécessité de l’utilisation d’animaux à des fins scientifiques.

Réduction

Chaque expérimentation chez la souris est réalisée avec un maximum de 8 groupes de 6 souris. Le nombre d’animaux par groupe a été déterminé à partir des publications de vaccination. D’après notre expérience, il est suffisant pour permettre à l’expérimentation de mettre en évidence des différences significatives sur le titre anticorps entre les groupes, notre critère majeur. Ces expériences chez la souris permettront de déterminer une ou 2 formulations vaccinales optimisées qui seront ensuite testées chez le rat. Les expérimentations chez le rat sont réalisées sur un maximum de 3 groupes de 5 rats. Ce nombre restreint permet de garder suffisamment d’animaux par groupe pour réaliser des études statistiques significatives.

Raffinement

Les animaux sont anesthésiés avant chaque injection ou prélèvement pour limiter au maximum le stress et la douleur. Les animaux immunisés ne sont pas censés avoir de troubles de leur santé suite à l’injection des candidats vaccins. Une réaction locale au niveau du site d’injection ou de la fièvre peut cependant être induite par la réponse immunitaire innée de l’animal vis-à-vis du vaccin. Une surveillance particulière avec examen clinique individuel 4h et 24h après injection sera réalisée en plus de la surveillance quotidienne. Une grille de « scoring » permettra de mettre en place un traitement pour palier à la douleur que pourrait ressentir l’animal. A l’aide de cette grille de scoring, les éventuels signes cliniques de douleur (locale ou générale) sont détectés, et un traitement d’analgésique locaux ou injectable est appliqué pour y remédier. Dans le cas exceptionnel de douleur non maitrisée par ces traitements, les animaux sont immédiatement mis à mort.

Choix des espèces

Les espèces animales sélectionnées, souris et rats, sont les espèces couramment utilisées pour les premiers tests de vaccination : la souris est utilisée dans un premier temps car notre modèle d’étude est le modèle immunologique de référence chez la souris. Dans un second temps, le rat est utilisé comme second modèle car sa taille plus importante permet d’avoir une première idée de l’extrapolation des doses injectables à un plus gros animal. Ces expériences seront réalisées sur des souris ou rats adultes matures âgées de 8 à 12 semaines. A cet âge, le système immunitaire est totalement développé.

Vérifier si une émulsion de gouttelettes lipidiques chargées de protéines virales déclenche une production d'anticorps : 180 souris vont être utilisées pour cette seule question, toutes tuées à l'issue pour prélever leur rate, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent trois injections espacées de deux semaines, quatre prises de sang sur animal vigile, et sont manipulées chaque jour pour la pesée et la prise de température. Le porteur reconnaît que ces manipulations quotidiennes induisent du stress, que la piqûre provoque de la douleur et que l'émulsion peut enflammer le site d'injection. Il annonce poser "les bases d'une future formule vaccinale novatrice", à partir de groupes de cinq souris dimensionnés sur un effet statistique attendu élevé.

Objectifs

Les gouttelettes lipidiques sont de petites structures présentes dans nos cellules qui servent à stocker des graisses. Depuis quelques années, il a été découvert qu’elles jouent aussi un rôle important dans certaines infections par des virus. En effet, certains virus utilisent ces réserves de graisses à leur avantage : ils modifient leur fonctionnement pour se reproduire plus efficacement. Certains virus s’en servent même comme « plate-forme » pour fabriquer de nouvelles copies d’eux-mêmes avant de sortir de la cellule. Pour cette raison, l'interaction de protéines virale et de gouttelettes lipidiques émerge comme une cible pertinente pour des stratégies thérapeutiques chez l'homme et l'animal. Ces interactions ont été mises en évidence pour le virus de l'hépatite C mais également pour le virus de la Dengue et le Zika. Ce mécanisme de détournement de la gouttelette lipidique semble donc être une généralité pour les virus de la famille du virus de l’hépatite C , dont certains sont également à l'origine de zoonoses préoccupantes, avec un impact économique important sur les élevages (ex. Tembusu du canard). Dans ce projet, nous allons utiliser notre expertise pour fabriquer et purifier des protéines virales associées aux gouttelettes lipidiques. Ces gouttelettes seront utilisées pour vacciner des souris. Cette méthode repose sur les propriétés bien connues de ces gouttelettes, en particulier des mélanges d'huile et d'eau, qui sont reconnues pour leur capacité à stimuler efficacement le système immunitaire. Nous espérons par ces expérimentations, identifier les bases d’une future formule vaccinale novatrice.

Bénéfices attendus

Ce projet vise à démontrer si l'immunisation par des émulsions de gouttelettes lipidiques intégrant des protéines virales peut induire une production d'anticorps, posant ainsi les bases d'une approche vaccinale innovante.

Procédures

Les interventions réalisées sur les souris seront les suivantes : Trois injections espacées de 2 semaines sur 180 souris vigiles. Durée de l’intervention :20 secondes. Manipulation et potentielle contention pour pesée et prise de température quotidienne sur 180 souris, durée de l’intervention inférieur à la minute. Quatre prises de sang espacées de 1 à 2 semaines, i.e. contention et prélèvement sur 180 souris vigiles, durée de l’intervention environ 1 minute.

Impact sur les animaux

Le protocole nécessite de manipuler tous les animaux quotidiennement pour évaluer certaines constantes (poids, température, etc…) donc induction de stress L’immunisation en elle-même nécessite l’injection de l’émulsion, la piqure provoque donc de la douleur, l’exposition à l’émulsion peut également induire une petite inflammation à la zone d’injection. De même, les prélèvements sanguins peuvent induire une douleur lors de la prise de sang.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort afin de prélever leur rate.

Remplacement

Notre thématique de recherche est impossible à mettre en œuvre sans animaux. En effet la mécanistique permettant la production d’anticorps nécessite l’implication dynamique de multiples acteurs cellulaires dans des contextes tissulaires complexes ne pouvant être reproduit par des méthodes alternatives.

Réduction

Notre stratégie de réduction est basée sur l’emploi de tests statistiques nous permettant de valider nos hypothèses scientifiques sur la base de résultats obtenus avec le nombre minimal d’animaux en termes d’effectifs. Les comparaisons inter-groupes seront réalisées au moyen de tests non-paramétriques. Les principales mesures réalisées seront les quantités d’anticorps spécifiques induites par les différentes immunisations. Les tests utilisés sont : Test de Mann-Whitney,ANOVA de Kruskal-Wallis, Analyse en composantes principales. Nous anticipons des différences nettes entre les groupes témoins et les groupes vaccinés lorsque la présentation de l’antigène est efficace. Par ailleurs, nous nous attendons à une variabilité interindividuelle relativement faible. Dans ce contexte, la puissance statistique dépend principalement du rapport entre l'effet attendu et l'écart-type (Différence de Cohen). Un effet ≥ 2 nous permet raisonnablement d’envisager une puissance approchant 80 %, ce qui justifie le choix de groupes de 5 souris.

Raffinement

Des observations quotidiennes seront effectuées afin de s’assurer du bien-être des animaux. Nous surveillerons l’apparition des symptômes suivants : diarrhée, poil hérissé, léthargie, yeux clos et dos courbé. Le cas échéant, l’administration d’analgésique (AINS) pourra être envisagée en concertation avec le personnel de l’animalerie. Nous veillerons également à réduire les sources de stress afin d’augmenter le bien-être animal. Les prélèvements sanguins seront réalisés avec des micro-aiguilles pour minimiser le saignement et prélever le volume le plus petit possible nécessaire à la sérologie. D’autre part, les administrations de gouttelettes lipidiques seront faites par injections lentes afin de minimiser la douleur et de réduire la variabilité intra et inter-expériences que le stress pourrait engendrer. Les souris seront hébergées dans un local climatisé, dans des cages à couvercle filtrant avec boisson et aliments standard ad libitum (maximum de 5 animaux/cage). Aucun animal ne sera isolé et les souris seront dès leur transfert réparties en groupe de 5 et maintenues au sein du même groupe pendant la durée de l’expérimentation.

Choix des espèces

La souris a été sélectionnée en raison de sa capacité à reproduire de manière pertinente les mécanismes immunitaires spécifiques ciblés par notre protocole vaccinal, notamment la génération de réponses humorales et cellulaires adaptatives comparables à celles observées chez l’humain. De plus, des modèles murins permettent de moduler précisément les conditions expérimentales (ex. lignées transgéniques ou knock-out) pour explorer les voies immunitaires impliquées, ce qui est indispensable à la compréhension fine des mécanismes d’efficacité et de tolérance du vaccin. De plus, le modèle souris dispose d’une richesse incomparable en outils immunologiques. Souris femelles à l’âge de 8 semaines car le système immunitaire est mature.