Troubles gastrointestinaux

480 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent un ou deux gavages et au maximum une injection intrapéritonéale pour être infectées par la bactérie Clostridioides difficile, afin de tester des anticorps censés bloquer la colonisation intestinale. Le porteur qualifie le gavage d'"acte réflexe sans douleur" et affirme un "niveau de sévérité quasi nul", alors que la gravité déclarée reste modérée. Les souris sont tuées par dislocation cervicale à J4, J7 et J15 pour dénombrer les bactéries.

Objectifs

Clostridioides difficile, bactérie Gram positif anaérobie et sporulée, appartient au microbiote intestinal humain et représente la première cause de diarrhées infectieuses nosocomiales de l'adulte au décours d’un traitement antibiotique. Le succès d’une infection à C. difficile va dépendre pour une grande part de la capacité de ce pathogène à se multiplier et à coloniser le tractus intestinal de l’hôte. L’environnement du contenu intestinal qui fait suite à une dysbiose est complexe et ne peut être mimé in vitro que très partiellement. De plus, il a été montré que l’expression de certains facteurs de virulence comme les toxines ou certaines protéines de surface dépendait de la présence de métabolites connus pour varier au cours de la dysbiose. Le but de ce projet est d’étudier in vivo les potentialités prophylactiques et thérapeutiques d’anticorps ciblant des protéines de surface du C. difficile, démontrés par la littérature comme ayant un rôle majeur dans le processus de colonisation. Le pouvoir de colonisation de différentes souches de C. difficile sera évalué, en présence et en l’absence des anticorps monoclonaux.

Bénéfices attendus

Il est attendu une protection des anticorps monoclonaux anti-protéines de surface dans l’infection à C. difficile (ICD). Cette protection peut se traduire sous forme d’une baisse de la colonisation, d’une capacité des souris à éliminer plus rapidement la bactérie et/ou à développer de moindres symptômes de cette infection. Le modèle murin d’ICD est un modèle récapitulant l’infection chez l’homme et permettra ainsi –si les résultats sont concluants- de préparer les essais cliniques chez l’Homme.

Procédures

Les animaux seront soumis à un gavage (1 à 2 fois) ainsi qu’à au maximum 1 injection IP.

Impact sur les animaux

Le niveau de sévérité est quasi nul car les souris ne sont pas sensibles aux infections à C. difficile. Il faut noter qu’il peut apparaître une légère diarrhée après 2 jours d’infection mais généralement les souris se rétablissent vite. Par ailleurs le gavage est un acte reflexe qui est sans douleur pour la souris et sera pratiqué par des personnes expérimentées avec des sondes flexibles. La dose unique d’injection est de 100 µl et l’inoculation sera réalisée par les techniciens animaliers qui ont une haute pratique de cette procédure. Par ailleurs nous avons observés lors de nos précédentes expériences que deux gavages successifs n’ont pas d’incidence sur le bien-être des animaux. Les embouts utilisés pour ces injections ne sont pas pointus, ils n’entraînent aucun dommage au tractus digestif de l’animal et le gavage se fait par un mécanisme réflexe de l’animal.

Devenir

Tous les animaux seront mis à mort par dislocation cervicale selon la procédure approuvée par le CEEA sous la référence n°10.

Remplacement

Nous avons déjà commencé à évaluer nos anticorps sur des modèles in vitro. Plusieurs tests ont et sont développés tels qu’un test d’inhibition d’adhérence sur des cellules en plaques où nous incubons dans un premier temps les anticorps avec les bactéries avant de les mettre sur des tapis cellulaires de cellules Caco-2. Après lavage, nous évaluons le nombre de C. difficile ayant adhérés par dénombrement sur gélose ou quantification par qPCR- et dans une puce microfluidique, ainsi qu’un test permettant de regarder la formation de biofilm en présence des anticorps. Le premier test a montré une inhibition d’adhérence aux cellules par les anticorps. Le second test est encore en cours de développement. Enfin, la formation de biofilm est inhibée en présence des anticorps. Le biofilm formé par C. difficile étant un facteur de colonisation et de résistance, nous devrions voir une moindre colonisation in vivo et/ou une élimination plus rapide des bactéries par les souris. Nous avons également mis en évidence une activation des neutrophiles en présence de bactéries recouvertes de nos anticorps et une phagocytose augmentée lorsque les anticorps sont présents. Ces premiers résultats sont encourageants mais ces modèles ne sont pas toujours adaptés pour évaluer le potentiel des anticorps et restent trop simples (lignées cellulaires, absence de microbiote). N’existant à ce jour pas de modèle in vitro ou in silico capable de reproduire la complexité du processus infectieux, des modèles in vivo sont nécessaires pour en conclure sur une activité prophylactique ou thérapeutique des anticorps et ce avant d’amorcer une nouvelle phase de développement clinique.

Réduction

Chaque essai nécessitera 12 animaux soit 36 animaux par expérience. Lors d’un essai, plusieurs anticorps seront testés afin de diminuer le nombre de groupes contrôles. C’est le minimum requis pour obtenir des résultats statistiquement significatifs. Un nombre inférieur d’animaux pourrait conduire à une expérience non interprétable en cas de décès accidentel d’un individu au cours de l’expérience. Ce nombre d'animaux est calculé au plus juste en fonction de notre expérience antérieure pour garantir la qualité statistique des données et minimiser le nombre de répétitions. À la suite de la quantification des bactéries présentes dans les fèces comme dans le ceacum dans les différents groupes expérimentaux, un test statistique approprié de type ANOVA nous permettra d’évaluer les différences entre les groupes.

Raffinement

Les animaux ne sont jamais privés de nourriture et de boisson et du coton est toujours présent dans les cages. Pendant la durée de l’expérience, ils restent dans leur environnement habituel. Les animaux ne sont pas isolés afin de maintenir une certaine sociabilité. Le gavage sera pratiqué par des personnes expérimentées avec des sondes flexibles. Les embouts utilisés pour ces injections ne sont pas pointus, ils n’entraînent aucun dommage au tractus digestif de l’animal et le gavage se fait par un mécanisme réflexe de l’animal. A J4, J7 et J15 jours après le gavage, les souris seront mises à mort par dislocation cervicale. Les animaux seront observés plusieurs fois par jour après inoculation de l’agent pathogène. Afin de suivre l’état général des souris, nous appliquerons les critères indiqués par la grille de « Body Condition Scoring » (Guidelines for Assessing the Health and Condition of Mice. Charmaine J. Foltz and Mollie Ullman-Cullere. Lab Animal. April 1999. Vol 28, No. 4, pps. 28-32.) ainsi qu’une échelle de scoring: a) Changement de poids corporel : 0=Normal, 1=Perte de poids 20%, b) Apparence physique: 0= Normale, 1=Manque de toilettage, 2=Poil ébouriffé, yeux plissés ou bridés, 3=Poil très ébouriffé, posture anormale, c) Comportement : 0=Normal, 1=Changement mineurs, 2= Anormal : mobilité réduite, inactif, 3=Très agité ou immobile, automutilation. Au score maximum de 3 atteint dans un sous-groupe ou un score final de 6 atteint dans la somme des sous-groupes, les animaux seront euthanasiés. Lors d’une infection des souris par C. difficile, il apparaît parfois une légère diarrhée après 2 jours d’infection mais les souris se rétablissent le jour d’après. Afin d’éviter toute déshydratation, des Dietgel seront mis dans les cages dès l’administration de la bactérie. Dans le cas bien improbable où une déshydratation serait observée, une réhydratation avec du sérum physiologique par voie sous-cutanée pourra être pratiquée. Dans l’éventualité où des animaux seraient durablement malades (score décrit ci-dessus), ils seront mis à mort pour éviter toute souffrance.

Choix des espèces

Le modèle souris est le modèle de colonisation de C. difficile largement utilisé dans de nombreux travaux in vivo (à l’inverse du modèle hamster utilisé comme modèle de virulence). Nous privilégions cette espèce et ce d’autant plus que des souris axéniques sont disponibles dans notre animalerie. De plus, l’épithélium intestinal murin est anatomiquement proche de celui de l’homme, avec la présence de villosités au niveau de l’intestin grêle et de cryptes dans le colon. Aucun autre modèle animal inférieur ne possède une structure aussi similaire, qui semble intervenir dans les interactions entre C. difficile et l’hôte lors de la phase d’implantation et de colonisation. Les animaux seront des adultes âgés de 7 semaines afin d’obtenir des résultats homogènes, ce qui pourrait ne pas être le cas avec des animaux à un stade de développement plus précoce, ou bien avec des animaux plus âgés, le microbiote n’étant pas stable pour de jeunes individus, et la diversité restreintes pour des individus âgés. De plus, et pour pouvoir comparer nos résultats avec d’autres travaux, nous conserverons cet age.

768 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une hépatite aiguë leur est induite par injection de concanavaline A, puis leur sang est prélevé par voie rétro-orbitale avant une mise à mort par dislocation cervicale, pour tester des molécules inhibitrices de la mort cellulaire programmée. Le porteur qualifie la dose de concanavaline A de "sans danger" en s'appuyant sur l'absence de mortalité rapportée, alors que la procédure vise précisément à déclencher une atteinte hépatique aiguë. Il affirme que la culture d'hépatocytes ne suffit pas et que cette étude préclinique est une étape "indispensable" avant des essais chez l'homme.

Objectifs

Le foie est un organe vital assurant des fonctions essentielles de détoxification et de stockage. Tout dysfonctionnement de cet organe majeur a des conséquences graves sur la santé, allant jusqu’à engager le pronostic vital. A ce jour, il n’existe pas de réelles solutions thérapeutiques, hormis chirurgicales, pour traiter les insuffisances hépatiques aigues. Notre projet vise à réaliser des essais précliniques de molécules candidates pour réduire l’hépatite aigue induite par la concanavaline A

Bénéfices attendus

Ce projet devrait aboutir à la mise en place de nouveaux traitements des hépatites auto-immunes basés sur l'utilisation de nouvelles petites molécules inhibitrices de nécrose régulée.

Procédures

Le dépôt d'un gel anexthésiant (Xylocaïne 2%) au coin de l'oeil avant le prélèvement de sang par voie rétro-orbitale permet de limiter la douleur. Le prélèvement de sang réalisé par un expérimentateur expérimenté est rapide et la souris est immédiatement euthanasiée par dislocation des cervicales.

Impact sur les animaux

La dose de Concanavalin A de 10 mg/kg est reconnue comme sans danger pour les souris C57Bl6/J (aucune mortalité à 12 h ou 18 h de traitement, Ye T et al., Cell Physiol Biochem 2018, 46 : 1241-1251).

Devenir

Tous les animaux (768) sont gardés en vie après la procédure "Traitement par les inhibiteurs et la concanavalin A". Tous les animaux (768) sont mis à mort après la procédure "Prélèvement du sang par voie rétro-orbitale".

Remplacement

S’il est vrai que certaines questions peuvent être abordées grâce à la culture d’hépatocytes, celles posées dans notre projet nécessitent une étude à l’échelle systémique. En effet, les processus de mort que nous cherchons à étudier mettent en jeu les différents types cellulaires du foie, des cellules circulantes et même d’autres organes comme la rate. Ce sont donc des processus complexes non modélisables in vitro. Enfin, cette étude préclinique est une étape pré-requise indispensable avant de futures études cliniques chez l’homme.

Réduction

Le nombre de souris engagées dans ces expériences a été réduit au minimum pour permettre une validation des résultats statistiques.

Raffinement

L'étude a été raffinée au mieux en privilégiant un traitement de courte durée permettant à la fois la mesure des paramètres d'évaluation de l'hépatite et limitant le développement de douleurs et malaises induits par le traitement. Enfin, nous avons anticipé l'étude de tous les organes pertinents (2) qui permettront une étude complète de la pathologie et des molécules pour un maximum d'informations.

Choix des espèces

Cette espèce permet de modéliser ce qui se passe dans une pathologie sur des temps raccourcis à l’échelle de vie de cette espèce. Elle permet d’étudier les phénomènes en cinétique de la physiopathologie et de tester l’effet de petites molécules chimiques pour la prévention et/ou thérapie de la pathologie. Les animaux seront utilisés à l’âge adulte (au moins 8 semaines d’âge et poids corporel supérieur à 20 g) pour avoir des animaux avec une fonction hépatique normale et pour étudier une pathologie qui affecte surtout les adultes.

152 poulets de chair vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Ils sont vaccinés par voie intramusculaire ou orale puis infectés par la bactérie Campylobacter, avant mise à mort et prélèvement d'organes, pour optimiser un vaccin destiné à réduire la contamination humaine par la volaille. Le porteur affirme n'attendre aucun effet indésirable, décrivant Campylobacter comme une bactérie commensale asymptomatique du poulet, et présente ce dernier comme la "seule espèce adaptée" faute d'organoïdes reproduisant l'immunité aviaire. Les poussins sont élevés jusqu'à 42 jours, âge d'abattage des poulets de chair, puis tués pour l'étude.

Objectifs

Ce projet s’inscrit dans le développement d’une stratégie de lutte vis-à-vis de la bactérie Campylobacter jejuni dans la filière avicole par la vaccination. Lors d’essais précédents, nous avions montré qu’un vaccin candidat basé sur la protéine appelée « YP437 » donnait des résultats prometteurs en terme d’induction d’anticorps sériques ou de protection vis-à-vis de l’infection bactérienne. Cependant, le protocole vaccinal doit maintenant être amélioré pour être plus efficace. Les objectifs visés par ce projet sont d’évaluer des pistes d’amélioration de la stratégie vaccinale : (1) Evaluer l’efficacité vaccinale du candidat vaccin sous sa forme protéique (vaccination et rappel vaccinal sous forme de protéines). En effet, cette combinaison n’avait pas été évaluée lors des essais précédents qui utilisait une primo-vaccination sous forme d’ADN et un rappel vaccinal sous forme protéique. Or, d’après notre expérience avec d’autres antigènes vaccinaux, la valence vaccin protéique est impliquée dans l’induction d’une réponse immunitaire sérique. (2) Evaluer l’impact de la fréquence (répétitions) des doses administrées du candidat vaccin. L’administration de plusieurs rappels vaccinaux pourrait augmenter l’amplitude des réponses immunitaires protectrices. (3) Evaluer l’impact de la voie d’inoculation en administrant le vaccin candidat par la voie orale (administration mucosale). En effet, lors des essais précédents, seule la voie intramusculaire a été testée. Or, d’après certains résultats précédents, l’induction de réponse immunitaire mucosale a été retrouvée chez des poulets partiellement protégés. La voie orale pourrait donc être intéressante pour stimuler la voie mucosale qui pourrait avoir un rôle sur la réduction de la charge caecale en Campylobacter. (4) Suivre tout un panel de réponses immunitaires dont les anticorps spécifiques circulants et mucosaux (anti-YP437), la réponse cellulaire et la composition du microbiote intestinal en réponse au vaccin en présence de Campylobacter. En effet, lors des essais précédents, seuls les paramètres de l’immunité systémique et mucosale ont été mesurés. Toutefois, il est possible que les efficacités vaccinales soient liées aux réponses humorales spécifiques, à l’immunité mucosale intestinale, à l’immunité cellulaire et/ou à la composition du microbiote intestinal qui pourrait interagir avec Campylobacter, et/ou le vaccin et/ou le système immunitaire.

Bénéfices attendus

Ce suivi devrait nous donner des indications sur ce qui est important selon différents paramètres testés (fréquence et voie d’inoculation, nature du vaccin) pour induire une réponse immunitaire protectrice contre Campylobacter chez le poulet en étudiant les interactions système immunitaire/microbiote et de Campylobacter au sein des intestins du poulet suite à la vaccination. L’étude de la voie orale permettra d’apporter des réponses sur la stimulation de la voie mucosale et d’être plus adapté à la vaccination de terrain dans les élevages. Le concept est innovant car l’adjuvant utilisé pour la voie orale n’a encore jamais été testé chez des poulets de chair.

Procédures

Plusieurs lots seront vaccinés par voie intramusculaire ou orale et infectés par Campylobacter par voie orale. Les prélèvements d’organes (caecum, rate et bourse de Fabricius) et de fluides (sang et bile) auront lieu après mises à mort des animaux. Au total, 7 lots de poulets de chair (souche Ross 308) seront utilisés. Lot 1: Vaccinés par la protéine YP 437 deux fois aux jours 5 et 12 par voie intramusculaire et infecté par Campylobacter au jour 19. Lot 2: Témoin placebo du lot 1 Lot 3: Vaccinés par la protéine YP 437 quatre fois au jours 5, 12, 19 et 28 en intramusculaire et infecté par Campylobacter au jour 19. Lot 4: Témoin placebo du lot 3 Lot 5: Vaccinés par la protéine YP 437 deux fois au jours 5 et 12 par voie orale et infecté par Campylobacter au jour 19. Lot 6: Témoin placebo du lot 5 Lot 7: Témoin challenge (non vacciné mais infecté par Campylobacter). Les poulets des lots 1 à 4 seront inoculés par voie intramusculaire. Les lots 1 et 3 seront inoculés avec le vaccin contenant la protéine YP 437 émulsionnée dans un adjuvant alors que les lots 2 et 4 seront inoculés avec un placebo (PBS + adjuvant). Les poulets du lot 5 seront inoculés avec le vaccin contenant la protéine YP 437 émulsionnée dans un adjuvant par voie orale alors que les poulets du lot 6 seront inoculés également par voie orale mais avec un placebo (PBS + adjuvant). Les lots 5 et 6 seront au total vaccinés 4 fois alors que les lots 1 à 4 seront au total vaccinés 2 fois. Le lot 7 ne sera pas vacciné. Tous les poulets seront infectés par voie orale par Campylobacter au jour 19. L’essai se déroulera comme suit: J1 : Naissance et mise en place des poussins au sein des animaleries et mise à mort de 5 poussins pour prélèvements de vésicules vittelines afin de vérifier le statut indemne en Campylobacter. J5 : Première vaccination pour tous les lots sauf le 7. J12 : Deuxième vaccination pour tous les lots sauf le 7. J19 : Infection avec Campylobacter par voie orale sur tous les animaux et mise à mort de 5 animaux par lot pour prélèvements de fluides et d’organes. Troisième vaccination pour les lots 5 et 6. J22 : Récolte de fientes à même le sol afin de vérifier la colonisation en Campylobacter suite à l’infection des poulets 3 jours avant. J28 : Quatrième vaccination pour les lots 5 et 6. J42 : Fin de l’essai, mise à mort de 16 animaux par lot pour prélèvements de fluides et d’organes. Au total, 152 animaux seront utilisés pour cette procédure.

Impact sur les animaux

Le vaccin protéique a déjà été utilisé lors d’expérimentations précédentes chez les poulets de chair, et aucune réaction indésirable n’a été décelée suite à la vaccination. L’adjuvant utilisé par voie intramusculaire a déjà été utilisé et n’a pas provoqué d’effets indésirables. L’adjuvant utilisé par voie orale n’a jamais été inoculé chez le poulet mais il a déjà été testé chez d’autres modèles animaux (bovin, porcin, poisson, murin) sans effets indésirables. Par ailleurs, Campylobacter est considérée comme une bactérie commensale des poulets, et à ce titre est asymptomatique. En outre, la souche utilisée a déjà fait l’objet de plusieurs essais in vivo et aucun effet indésirable n’a été observé. Il n’est donc attendu à ce qu’aucun effet indésirable ne survienne tout au long de l’essai.

Devenir

Les prélèvements d’organes et fluides seront réalisés après la mise à mort de l’animal. Tous les animaux seront mis à mort à la fin de la procédure expérimentale.

Remplacement

La volaille et notamment le poulet de chair représente la source majeure de campylobactériose pour l’homme. Campylobacter fait partie de la flore naturelle des poulets qui le portent de manière asymptomatique. La colonisation intervient entre la seconde et troisième semaine après l’éclosion. Le but de cette étude ici est de contribuer au développement de vaccins contre cette bactérie chez le poulet afin de réduire in fine le risque d’infection humaine par Campylobacter. La mise en place de la protection vaccinale contre Campylobacter fait intervenir à la fois le système immunitaire composé de différentes cellules et le microbiote intestinal. En l’absence de lignée cellulaire (population de cellules ayant une capacité de se diviser et donc de se multiplier) ou d’organoïdes (modèle d'un organe) pouvant mimer le système immunitaire aviaire et les interactions Campylobacter-microbiote-système immunitaire, aucune stratégie alternative visant à évaluer l’immunogénicité d’un vaccin inoculé aux poulets ou l’impact de la vaccination sur le microbiote n’est disponible. Le poulet est donc la seule espèce adaptée aux objectifs et aux conditions de notre procédure.

Réduction

Les animaux seront utilisés au seuil de la pertinence scientifique et statistique. Au jour 19 (avant infection par Campylobacter per os), 5 poulets par lot seront mis à mort pour avoir un nombre d’animaux par lot minimal pour appliquer les tests statistiques fiables pour les paramètres étudiés. Au jour 42, en raison de la variabilité interindividuelle importante du dénombrement de Campylobacter, il est nécessaire d’avoir à minima 15 animaux par lot afin de comparer les charges caecales en Campylobacter, reflétant l’efficacité vaccinale. Des tests de comparaison de moyennes seront effectués pour analyser les résultats des différents lots à chaque date de prélèvement. Des tests paramétriques (Student ou Anova) seront utilisés lorsque les critères de normalité et d’homogénéité des variances seront réunis. Sinon des tests non paramétriques (Kolgomorov-Smirnov ou Kruskall Wallis) seront utilisés.

Raffinement

Dans nos expériences précédentes, avec le vaccin à base des protéines YP437, aucun symptôme ou effet indésirable n’a été détecté chez les animaux étudiés (avec deux injections de vaccin). Le protocole a été établi pour limiter au maximum le nombre de manipulation par animal. Néanmoins, afin de pouvoir bien évaluer l’immunogénicité du vaccin et la preuve du concept, il apparait opportun, dans deux groupes, de réaliser 3 rappels vaccinaux au lieu d’un seul. Pour ces animaux, comme pour l’ensemble des animaux par ailleurs, le personnel expérimenté apportera la même attention à chaque injection pour éviter/limiter les inconforts au moment de l’injection. D’après notre expérience, les vaccins se diffusent très bien en intramusculaire et une garde au niveau de l’aiguille rattachée à la seringue peut être ajoutée pour que l’aiguille soit bien positionnée et bien adaptée à la dimension de la cuisse du poulet. L’adjuvant utilisé par voie intramusculaire a déjà été utilisé et n’a pas provoqué d’effets indésirables. L’adjuvant utilisé par voie orale n’a jamais été inoculé chez le poulet mais il a déjà été testé chez d’autres modèles animaux (bovin, porcin, poisson, murin) sans effets indésirables. Afin de limiter les gestes invasifs et le stress chez les animaux, les prélèvements de sang auront lieu lors de la saignée à la veine jugulaire après mise à mort des animaux. Par ailleurs, Campylobacter est considérée comme une bactérie commensale des poulets, et, à ce titre, l’infection est asymptomatique. En outre, la souche utilisée a déjà fait l’objet de plusieurs essais in vivo et aucun effet indésirable n’a été observé. Aucun effet indésirable n’est donc attendu au cours de cet essai. Néanmoins, les animaux seront observés quotidiennement. Si toutefois, une altération de l’état de santé était observée quelle que soit la raison, les animaux concernés seront mis à mort en cas d’atteinte des points limites suivants : blessure grave, prostration, absence de réaction après sollicitation (absence de réponse à des stimuli tactiles et visuels), anorexie ou impossibilité de s’abreuver ou de s’alimenter.

Choix des espèces

Campylobacter fait partie de la flore naturelle des poulets qui le porte de manière asymptomatique. La colonisation de cette flore intervient entre la seconde et troisième semaine après l’éclosion. Le but des études ici est de contribuer au développement de vaccins contre cette bactérie chez le poulet afin de réduire in fine le risque d’infection humaine par Campylobacter. Le poulet est donc la seule espèce adaptée aux objectifs et aux conditions de notre procédure. Des poussins de 1 jour seront utilisés et élevés jusqu’à 42 jours. Le but est de suivre les réponses immunitaires et l’influence du microbiote avant au jour 19 et suite à l’infection par Campylobacter au jour 42, âge moyen testé lors des précédents essais et cohérent avec l’âge d’abattage des poulets de chairs pour la consommation.

2 368 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles reçoivent une chimiothérapie ou sont irradiées puis greffées de moelle pour reproduire une réaction du greffon contre l'hôte, avec perte de poids et diarrhée attendues, avant d'être tuées par dislocation cervicale sous anesthésie pour prélever l'intestin. Le porteur teste divers facteurs censés renforcer la barrière intestinale et améliorer la survie. Il affirme qu'un "système biologique intégré" est "indispensable", la souris restant selon lui le modèle de choix.

Objectifs

L'étude de la barrière intestinale étant difficilement réalisable en pratique chez les patients, nous souhaitons utiliser des modèles murins de chimiothérapie/radiothérapie et de GvHDa. Notre objectif est de mieux comprendre et de renforcer l’effet de barrière de l’intestin de ces souris en intervenant sur leur microbiote/flore, leur mucus et leur trophicité épithéliale. Pour cela nous testerons individuellement chaque facteur susceptible de renforcer la barrière intestinale, puis l'association des facteurs ayant individuellement fait la preuve de leur efficacité.

Bénéfices attendus

Nous attendons que un ou plusieurs des facteurs testés (alimentation hyperprotéique, glutamine, vitamine D, Zinc, prébiotique et facteurs de croisssance intestinaux) permette : i. la diminution du retentissement clinique, de la perméabilité intestinale, du score histologique des dommages intestinaux, de la translocation intestinale et de la dysbiose ; ii. l' amélioration de la survie, de la citrulline plasmatique.

Procédures

1. Dans le modéle de chimiothérapie: les animaux recevront soit 5 jours de chimiothérapie par injection quotidienne intra-péritonéale. Il pourront également recevoir des gavages d'antibiotiques, de prébiotiques ou d'eau pendant une 10aine de jours. Le sacrifice sera réalisé à J6 ou J8 par rapport à l'initiation de la chimiothérapie. 2. Dans le modèle de gvHDa les animaux seront irradiés et recevront le lendemain une greffe de moelle par injection intrapétonéale ou injection dans le sinus retro-orbitaire (après anesthésie à l'isoflurane). Les animaux recevront le facteur testé sous forme de nourriture, de gavage ou d'injection sous-cutanée pendant 14 jours. Le sacrifice sera réalisé à J7. L'étude de la survie ne sera pas prolongée au delà d'un mois. Dans tous les cas, le sacrifice sera réalisé par discolation cervicale après anesthésie à l'isoflurane.

Impact sur les animaux

Perte de poids et asténie liée à la chimiothérapie, à l'irradiation et à laGvhDa qui peuvent également entrainer de la diarrhée. Administration par gavage ou voie sous cutanée de certains facteurs. Injection du greffon par injection intrapéritonéale ou dans le sinus retro-orbitaire (sous anesthésie par inhalation d'isoflurane concernant ce dernier).

Devenir

1. Modèle chimio: les animaux devront être sacrifiés à J6 ou J8 pour analyse de leur intestin. 2. >Modèle GvHDa: les animaux servant à la préparation des greffons sont sacrifiés sans aucune expérimentation au préalable. La majorité des animaux sont sacrifiés à J7 post-greffe pour étude leur intestin. L'étude de la survie n'est pas prolongée au delà de J30 post-greffe (euthanasie au delà).

Remplacement

Chez l’homme, il s'avère en pratique difficile d’évaluer l’atteinte intestinale avant ou lors de la déclaration d’une GvHDa du fait du risque et de la contrainte que constitue la réalisation d'examens endoscopiques digestifs répétés avec biopsies. L’utilisation d’un système biologique intégré est indispensable pour l’étude des conséquences de la chimiothérapie et de la GvHDa sur barrière intestinale. La souris reste un modèle de choix pour étudier la barrière intestinale (mucus/muqueuse/immunité) comparativement aux modèles plus éloignés dans l’évolution.

Réduction

Seules les expériences considérées comme absolument indispensables seront réalisées. Les paramètres mesurés seront analysés par des tests non-paramétriques non appariés (test de Wilcoxon-Mann- Whitney, coefficient de Spearman). La littérature indique que les groupes doivent être constituées d'au minimum de 12 souris pour atteindre une puissance statistique suffisante. Le nombre prévu est de 15 souris par groupe contrôle et 25 par groupe traité. Une analyse intermédaire (sur le score histologique des dommages intestinaux) sera réalisée à 2/3 des inclusions par groupe, afin d'interrompre toute expérimentation montrant un résultat déjà significatif à ce stade. - La réalisation de l'étude i. de la perméabilité intestinale (FITC-Dextran), ii. de la survie sera toujours soumise à un GO/No GO et ne sera par conséquent réalisée qu'en cas d'effet positif de la condition testée sur le score histologique des dommages intestinaux. Ces mesures permettent de passer d'un effectif de 2368 animaux au maximum à un effectif de 947 animaux au mimimum.

Raffinement

Les souris seront hébergées dans une animalerie EOPS agréée avec une surveillance quotidienne. L’environnement sanitaire sera donc idéal pour l’hébergement (température et hygrométrie réglementaire et stables). Les animaux livrés seront laissés en quarantaine pendant une semaine avec de la nourriture ad libitum. Les souris, hébergées par 2 à 5 individus/cage avec un enrichissement (batonnets en coton permettant la confection de cocons) seront manipulées par des personnels formés en possession d’une habilitation à l’expérimentation animale. Les expérimentations seront effectuées par un duo, toujours identique, afin de minimiser des différences inter-individuelles. L'injection du greffon dans le sinus rétro-orbitaire sera réalisée sous anesthésie. Avant dislocation cervicale les animaux seront anesthésiés. Le sacrifice sera réalisé à J7 avant que la perte de poids et la prostration liées à l'irradiation et/ou laGvHDa ne soient trop importantes. Durant l'étude de survie, les animaux avec une perte de poids > ou = à 20% ou atteints d'une prostration importante seront euthanasiés.

Choix des espèces

- La souris est un modèle de mammifère proche de l’Homme pour la physiologie intestinale. - Le laboratoire a créé une souris génétiquement modifiée pour renforcer le mucus intestinal. - La modélisation de la GvHDa chez des souris hybrides F1 est bien documentée. Adultes de 8 à 12 semaines (étude des animaux dont le systéme immunitaire est mature)

480 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent des mises à jeun, un gavage, des prélèvements de sang et l'implantation chirurgicale d'une pompe osmotique, avec induction d'un diabète et d'une inflammation intestinale. Le porteur reconnaît une polydipsie, un poil hérissé, une léthargie, un dos courbé, une ataxie et des tremblements possibles. Il indique avoir utilisé des organoïdes intestinaux mais présente le recours à la souris comme nécessaire pour ces dialogues inter-organes.

Objectifs

L’intestin est directement en contact avec le bol alimentaire et les bactéries de la flore intestinale et assure donc un rôle de barrière sélective entre la lumière digestive et le milieu intérieur. Bien que l’hyper-perméabilité intestinale et le passage concomitant de produits bactériens dans le sang aient été proposés comme un des facteurs participant à l'inflammation chronique qui accompagne l'obésité et le diabète de type 2 (DT2), les mécanismes moléculaires à l’origine des défauts d’intégrité épithéliale lors de ces pathologies demeurent mal compris. Dans ce contexte, l’objectif de ce projet est d’évaluer si la perte d'action de l’insuline, une caractéristique du diabète, conduit indépendemment de l'obésité et de l'hyperglycémie, à une altération de la fonction barrière de l'intestin et une susceptibilité accrue à l'inflammation intestinale.

Bénéfices attendus

Le bénéfice attendu de ce projet est la mise en évidence que la perte d'action de l'insuline contribue, indépendemment de l'obésité, à l'hyperperméabilité intestinal et au risque accru d'inflammation ou d'infection intestinales. Notre projet permettra l'identification dans l'épithélium intestinal des cibles cellulaires et des voies de signalisation dérégulées au cours de la résistance à l'insuline, ce qui est essentiel pour la conception de stratégies préventives et thérapeutiques.

Procédures

-1 lot d’animaux vigiles fera l’objet d’une mise à jeun (14h), de 6 à 7 contentions (45 secondes chacune), d’une administration orale de produit (1 minute chacune), de 2 prélèvements de sang caudal (30 secondes chacun), d’un prélèvement de sang mandibulaire (1 minute chacun) et de 2 à 3 injections de produit (45 secondes chacune). Une partie de ces animaux sera également placée sous anesthésie et analgésie pour la réalisation d’un acte chirurgical (implantation sous cutanée d'une pompe osmotique, 20 minutes). -1 autre lot d’animaux vigiles fera l’objet de 2 mises à jeun (4h et 14h), de 7 à 8 contentions (45 secondes chacune), de 2 administrations orale de produit (1 minute chacune), de 2 prélèvements de sang caudal (30 secondes chacun), d’un prélèvement de sang mandibulaire (1 minute chacun) et de 2 à 3 injections de produit (45 secondes chacune). Une partie de ces animaux sera également placée sous anesthésie et analgésie pour la réalisation d’un acte chirurgical (implantation sous cutanée d'une pompe osmotique, 20 minutes). -Tous les animaux seront placés sous analgésie et anesthésie profonde pour un prélèvement sanguin terminal unique (30 secondes par souris).

Impact sur les animaux

Les prélèvements, l’anesthésie, la contention le gavage et les injections sont des sources de stress pour les animaux. Certains actes peuvent induire une sensation de douleur chez l'animal : douleur de courte durée au site d’injection (piqûre de l’aiguille) ou encore les douleurs post-opératoire (implantation de la pompe) ou liées à l’inflammation intestinale. De plus, la chirurgie comporte un risque pour l'animal lié à l'anesthésie (réveil, dépression respiratoire, hypothermie). Les souris rendues diabétiques présenteront une polydipsie associée à une glycosurie. L’implantation des pompes osmotiques en sous cutanée peuvent entraîner localement une inflammation (rougeur, gonflement) ou une infection (écoulements). Concernant les procédures incluant l’induction d’une inflammation intestinale, l’infection par des entéropathogènes, ou l’induction d’un diabète, l’apparition de signes généraux de souffrances peut survenir : poil ébouriffé (ou hérissé), perte de poids, écoulement des yeux, léthargie, dos courbé, ataxie, tremblement.

Devenir

A la fin de chaque procédure les animaux seront euthanasiés en vu de prélevements de sang et d'organes pour des analyses ultérieures.

Remplacement

Dans ce projet, les modèles animaux seront développés dans le but d'obtenir des modèles de pathologies métaboliques (diabète) et inflammatoires (inflammation intestinale, infections entériques). Les dérégulations métaboliques et la réponse inflammatoire sont des phénomènes complexes faisant intervenir de nombreux dialogues inter-organes. Les animaux seront donc utilisés quand les questions soulevées par le projet ne pourront pas être résolues par des systèmes de culture in vitro. Ils permettent d'obtenir une représentation simplifiée de systèmes biologiques impossibles à étudier directement chez l'Homme. Cependant, nous avons utilisé des systèmes de culture tridimensionnelle à partir d'organoides intestinaux issus de souris diabétiques pour démontrer que la résistance à l'insuline altère certaines fonctions propres à l'épithélium intestinal.

Réduction

L'étude statistique permettant de calculer au plus juste le nombre d'animaux a été réalisée. L'étude comprend au total 480 animaux. Les analyses statistiques seront réalisées avec un logiciel approprié. La "significativité" des différences expérimentales sera évaluée par des tests statistiques adaptés à la comparaison de deux groupes ou plus. De plus des expérimentations ont préalablement été effectuées pour caractériser la réponse des cellules épithéliales intestinales à l'insuline à partir d'organoides intestinaux issus de souris dont l’intestin ne répond pas à l’insuline. Cette technique ne nécessite donc aucun traitement chez la souris. Elle permet également à partir d'une seule souris d'étudier plusieurs parties de l'intestin (duodénum, iléon et colon), et l'effet de plusieurs traitements, réduisant ainsi considérablement le nombre de souris.

Raffinement

La durée et dose des traitements seront réalisées selon les protocoles préétablis et maitrisés par notre équipe. Les animaux disposent de nourriture et d’eau ad libitum. Le milieu est enrichi à l’aide de coton de nidification et de petite maison. Nous nous efforçons à chaque instant de raffiner nos procédures (analgésiques, anesthésiques) afin de garantir le bien-être des animaux en cours de procédure grâce à une surveillance attentive et des soins adaptés. L’application des points limites établis (apparence, mobilité, comportement, changement de poids, suivi post-opératoire) pour chaque procédure de ce projet sera effectué.

Choix des espèces

La souris est un modèle de choix pour les études ayant attrait à la caractérisation de pathologies métaboliques et inflammatoires. Par ailleurs, le choix de cette espèce est motivé par la volonté de comparer les résultats de ce projet obtenus sur des modèles de perte d'action globale globale de l'insuline à ceux d'un autre projet obtenus sur des souris génétiquement modifiées, déficientes pour l’action de l’insuline spécifiquement au niveau intestinal. Les souris utilisées seront âgées de 12 à 14 semaines pour toutes les procédures. Nous avons choisi de travailler sur des souris adultes afin qu’elles aient un tractus intestinal totalement mature.

7200 souris et rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une pathologie intestinale, constipation ou diarrhée, leur est induite pour tester des molécules dont le porteur indique ignorer "ni la nature ni les effets secondaires", avec des prélèvements sanguins et un maintien en cage sur grille de six à huit heures avant mise à mort. Le porteur reconnaît que les rongeurs ressentiront les mêmes symptômes que l'humain, douleur abdominale, diarrhée et déshydratation. Ce projet de prestation répond à des demandes de clients et présente le recours aux rongeurs comme "nécessaire", aucun modèle ne mimant selon lui la pathologie dans son ensemble.

Objectifs

L’objectif de ce projet est d’évaluer l’effet de nouveaux candidats médicaments sur le transit intestinal chez le rongeur.

Bénéfices attendus

Le projet permettra de tester de nouveaux candidats médicaments pour trouver de nouvelles molécules plus efficaces et avec moins d’effets secondaires que les molécules utilisées actuellement pour traiter les patients atteints de troubles intestinaux.

Procédures

Les animaux recevront des administrations de composés pour induire une pathologie intestinale type constipation ou diarrhées. Chaque geste d’administration dure environ 30 sec à 1 min selon l’expérimentateur et les produits à tester. Un stress peut être ressenti par l’animal lors de la contention. Comme nous induisons une pathologie à l’animal, celui-ci va ressentir les mêmes symptômes que chez l’Homme à savoir douleur abdominale, diarrhées, inconfort… Les animaux recevront des administrations de composés ou molécules inductrices des pathologies (environ 30 sec à 1 min par geste) et seront mis à mort peu de temps après. Des prélèvements sanguins pourront être réalisés pouvant provoqués une douleur et une gêne à l’animal (environ 2-3 min par prélèvement). Ces gestes seront réalisés par du personnel qualifié pour limiter au maximum le stress des animaux. Pour une procédure, les animaux seront placés dans des cages individuelles sur grille pendant 6-8 heures maximum et seront euthanasiés juste après.

Impact sur les animaux

Nous testons des molécules clients dont nous ne connaissons ni la nature ni les effets secondaires possibles, il nous est, pour cette raison, difficile d’anticiper les nuisances pour les animaux. Cependant, toute manipulation, contention ou administration de produit peuvent provoquer du stress, une légère douleur (douleur de l’aiguille) à l’animal. Sachant que nous allons induire des modèles pathologiques intestinaux (diarrhées, constipation) nous pouvons nous attendre à ce que les animaux en ressentent les symptômes comme une légère déshydratation, des douleurs abdominales.

Devenir

A l’issue de 2 procédures, les animaux seront gardés en vie pour suivre une autre procédure. Dans la procédure finale, une des méthodes d’évaluation nécessite de récupérer l’estomac des animaux donc ces derniers seront forcément euthanasiés. Pour les autres méthodes d’évaluation, les animaux seront euthanasiés à la fin de l’étude car ces derniers auront reçu des candidats médicaments à tester avec récupération d’organes possible et auront reçu d’autres inducteurs chimiques afin de leur induire une pathologie. Ils ne pourront donc pas être réutilisés dans d’autres projets.

Remplacement

Le transit intestinal est un phénomène physiologique complexe qui ne peut pas être mimé dans des modèles cellulaires. Les fonctions motrices de l’intestin peuvent être étudiées à partir d’intestins isolés. Cependant, ce modèle ne prend pas en compte la difficulté du candidat médicament pour atteindre sa cible. Actuellement, aucun modèle in silico, in vitro ou ex vivo ne peuvent mimer les pathologies intestinales dans leur ensemble et dans leur complexité. L’étude du transit intestinal nécessite donc le recours à des modèles expérimentaux in vivo afin de se rapprocher au plus près de la pathologie humaine et d’évaluer au mieux les effets des candidats.

Réduction

Les expérimentations ainsi que le suivi des animaux au niveau de la zootechnie (change de la litière, suivi quotidien visuel, mise à disposition d’eau et de nourriture) seront réalisés par du personnel expérimenté, limitant au maximum le stress des animaux. Ce projet ayant déjà reçu une autorisation de projet de la part du Ministère il y a 5 ans, nous avons déjà réalisé ces études de nombreuses fois et du fait de notre expérience, nous pouvons constater que n= 10 animaux par groupe est le minimum pour obtenir des résultats statistiquement satisfaisants du fait de la variabilité interindividuelle des animaux et de leur réponse à l’administration de candidats médicaments dans un modèle pathologique.

Raffinement

Dès leur arrivée dans la zone d’exploration fonctionnelle, les animaux seront hébergés dans des conditions définies par la directive européenne 2010/63/UE et un enrichissement sera introduit dans l’hébergement des animaux. L’état des animaux sera suivi quotidiennement par du personnel compétent afin de s’assurer de leur bien-être et de l’absence de point limite à savoir prostration, perte de poids, difficulté à se mouvoir, s’alimenter, boire, piloérection, présence de blessure, … Une procédure nécessite une mise des animaux dans des cages individuelles sur grille. Ces derniers seront placés dans ces cages au moins 1 heure avant le début de l’étude pour une habituation au nouvel environnement afin de limiter le stress lors de l’expérimentation. Si un animal présentait un point limite, il sera isolé dans un premier temps et hydraté et mis en présence de nourriture dans la litière si besoin. Si son état ne s’améliorait pas dans les 48h, les expérimentateurs compétents excluraient l’animal de l’étude et l’animal sera mis à mort.

Choix des espèces

Selon le mécanisme d’action et la cible du candidat médicament, le rat et/ou la souris pourront être utilisés. Ce modèle est applicable à toute espèce/souche de rongeur. Le choix sera ainsi dépendant des demandes clients car les différents modèles sont bien décrits dans la littérature pour les deux espèces. Nous utiliserons des rats et des souris âgés d’au moins 6-8 semaines car nous souhaitons utiliser des animaux adultes et matures.