Autres troubles humains

630 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal est irradié puis reçoit une injection intrafémorale décrite comme douloureuse, et une partie est transplantée avec des cellules souches hématopoïétiques humaines, avant euthanasie pour quantifier la prise de greffe. Le porteur affirme qu'aucune méthode ne reproduit ce processus in vitro et que la transplantation chez l'animal est le "seul outil" disponible. Les retombées annoncées pour les patients greffés de moelle osseuse sont renvoyées au conditionnel et au long terme.

Objectifs

L’utilisation des cellules souches hématopoïétiques (CSH) suscite un fort intérêt médical du fait de leur potentiel de régénération et de différenciation. Elles sont présentes dans la moelle osseuse et sont à l’origine des cellules sanguines. Elles sont utilisées au cours des transplantations hématopoïétiques dans le but de traiter les patients atteints de leucémies ou de maladies génétiques affectant les cellules du sang (leucocytes, globules rouges, plaquettes). L’une des limites de la greffe cependant, provient de la faible proportion de CSH capables de migrer vers les niches hématopoïétiques localisées dans la moelle osseuse et de s’y implanter. La grande majorité des CSHs est en réalité perdue ou détruite avant d’atteindre la moelle osseuse. Ainsi, une proportion importante des greffons, notamment ceux issus des sangs de cordons ombilicaux présentant de faibles quantités de CSHs, ne peut pas être utilisée pour la greffe. Une solution permettant d’augmenter le nombre de greffons disponibles consiste à augmenter la proportion des CSHs « utiles », c’est à dire capables de s’implanter dans la moelle osseuse. Cette amélioration permettrait en outre de limiter les risques d’échec de greffe chez les patients transplantés. Dans ce contexte l’objectif de notre projet est d’évaluer l’effet de l’injection de molécules impliquées dans le guidage des cellules vers les niches hématopoïétiques médullaires, en association ou non avec des complexes stabilisateurs, préalablement à l’injection des CSHs, sur l’efficacité de l’implantation des CSHs humaines dans la moelle osseuse. Les expériences de transplantations seront réalisées dans un modèle de souris n’ayant pas de système immunitaire, ne rejetant donc pas la greffe de cellules humaines.

Bénéfices attendus

Cette étude permettrait d’établir la preuve de concept que l’injection de molécules (sélectionnées sur la base de leur effet sur les CSHs) augmente la prise de greffe des cellules souches hématopoïétiques (CSHs) lors d’expérience de transplantation. A terme, ces résultats concourront à l’optimisation des protocoles de transplantation de cellules hématopoïétiques chez l’humain, dans le but d’augmenter les chances de réussite thérapeutique et le nombre de patients pouvant bénéficier d’une greffe de moelle osseuse.

Procédures

Chaque animal sera soumis à une irradiation, étape nécessaire à une bonne prise de greffe (entre 3min environs et 5 min environ selon la lignée de souris) et à l’injection intrafémorale d’une molécule sélectionnée sur la base de son activité sur les CSHs. Cette injection qui dure quelques minutes sera réalisée sous anesthésie (1h environ) avec une prise en charge analgésique. Certains animaux seront également transplantés avec des CSHs humaines par voie intra veineuse. L’injection de CSHs qui ne dure que quelques secondes est réalisée sous anesthésie et analgésie. Ces procédures permettront de tester 5 molécules différentes en association ou non avec des complexes stabilisateurs

Impact sur les animaux

L’injection dans l’os est douloureuse. Elle sera effectuée sous anesthésie et sera accompagnée d’une prise en charge analgésique. Les animaux seront irradiés pour permettre la prise de greffe. L’irradiation non létale des souris n’est pas sensée provoquer de douleur ou d’altération majeur de leur santé. Une perte de poids peut être observée dans de rare cas mais elle est transitoire (une semaine environ). Seule une infection potentielle peut s’avérer dangereuse mais elle est limité au maximum grâce au maintien des animaux dans un environnement stérile et à un traitement antibiotique durant 1 mois dans l’eau de boisson.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés à l’issue de chaque procédure afin de quantifier, dans la moelle et dans le sang, la concentration de la molécule étudiée pour les études de pharmacocinétique ainsi que la proportion de CSH humaines présente dans la moelle des souris pour les expériences de transplantation.

Remplacement

La prise de la greffe au cours des transplantations de CSH est un phénomène complexe et il n’existe actuellement aucune méthode alternative permettant de mimer ce processus in vitro. Le passage par une expérience de transplantation chez l’animal est le seul outil permettant d’évaluer la capacité des CSHs à se loger au niveau de la moelle osseuse et ainsi d’identifier des molécules capables d’améliorer cette étape.

Réduction

Pour limiter le nombre d’animaux, nous déterminerons sur un petit nombre de souris les conditions expérimentales optimales de transplantation en fonction de chaque molécule testée. L’effet de cinq molécules différentes en association ou non avec des complexes stabilisateurs sera évalué. Notre expérience ainsi que la littérature dans le domaine nous montrent que le nombre minimal d’animaux requis par groupe et par expérience est de 6 animaux afin que nous puissions rendre des résultats statistiquement significatifs sur le plan hématologique. Nos expériences préliminaires par étapes successives nous permettront d’optimiser les paramètres expérimentaux et de vérifier que ce nombre d’animaux est valide lorsque l’on combine injection intra-fémorale d’une molécule à tester et injection intra-veineuse de cellules hématopoïétiques.

Raffinement

Pour limiter au maximum l’impact sur le bien-être des animaux, toutes les procédures seront réalisées sous anesthésie générale grâce à un mélange anesthésique/analgésique. Par ailleurs, une prise en charge analgésique sera effectuée si besoin au site de l’injection intra-fémorale. Enfin une surveillance accrue sera réalisée entre le moment de l’irradiation et l’euthanasie de l’animal afin de pouvoir intervenir rapidement en cas d’effet inattendu.

Choix des espèces

Les souris sont des animaux de petite taille, qui montrent de grandes similarités en termes de mécanismes moléculaires et cellulaires avec l'humain. Elles sont couramment utilisées pour l’étude de l’hématopoïèse après transplantation de CSHs. Souris jeunes adultes (10-12 semaines) afin d’être dans des conditions dans lesquelles la prise de greffe est optimale.

Les souris de ce projet portent des altérations génétiques qui provoquent une immunodéficience sévère et les rendent vulnérables aux infections microbiennes, et elles reçoivent entre cinq et sept semaines d'âge une greffe de cellules souches humaines. 2 058 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue pour prélever leurs organes, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Le protocole énumère des anesthésies, un conditionnement chimiothérapeutique injecté dans le péritoine, sept injections sous la peau, une injection de cellules souches dans la veine, des prises de sang, une séance d'imagerie intravitale et la pose chirurgicale d'une pompe osmotique. Pour tester des vecteurs censés traiter la bêta-thalassémie et la drépanocytose en modifiant les cellules souches directement dans le corps, le porteur écrit que la nature du projet "nous oblige naturellement à nous tourner vers un modèle animal proche de l'homme".

Objectifs

La β-thalassémie et la drépanocytose sont les maladies héréditaires génétiques les plus fréquentes au monde. Elles sont dues à des mutations génétiques causant de nombreux symptômes ainsi qu’une réduction de l’espérance de vie (40 ans). Des thérapies géniques sont développées depuis des années afin de guérir ces maladies. Cependant, ces traitements nécessitent la manipulation des cellules souches hors du corps de chaque patient avant leur transplantation. Ce genre de manipulation est complexe et présente plusieurs limitations techniques. De plus, les traitements actuels nécessitent que les patients subissent une chimiothérapie dont les conséquences sont lourdes pour l’organisme. Nous proposons dans ce projet de contourner toutes ces limitations et d’améliorer l'efficacité de ces thérapies en testant une nouvelle génération de vecteurs thérapeutiques ciblant directement les cellules souches à l’intérieur du corps du patient.

Bénéfices attendus

Les résultats de ce projet apporteront une preuve de concept de l’application de nos stratégies de modification du génome par administration directe dans la circulation sanguine. Ces nouveaux traitements permettront d’augmenter l’efficacité des thérapies actuelles et de réduire à la fois leur coût et la souffrance des patients.

Procédures

Anesthésie gazeuse (2X), 30s à 15min. Anesthésie profonde (1X), 1min. Injection intra péritonéale (3X), 30s par intervention. Injection en intraveineuse (1X), 1 min par intervention. Prélèvements sanguins sous anesthésie gazeuse (2X) et sous anesthésie profonde (1X), 2 min par intervention. Injection en sous-cutanée (7X), 10s par intervention. Imagerie intravitale (1X), 10min par intervention. Pose de pompe osmotique (X1) : incision, 15min par intervention.

Impact sur les animaux

Les altérations génétiques des animaux utilisés dans ce projet provoquent une immunodéficience sévère qui les rend vulnérables aux infections microbiennes. Le traitement myéloablatif léger appliqué aux souris peut provoquer une douleur transitoire durant les heures qui suivent l’injection intrapéritonéale. L’anesthésie gazeuse ou par injection intrapéritonéale peut provoquer une baisse de la température corporelle et un assèchement des yeux. L’administration par injection sous-cutanée ou intrapéritonéale peut provoquer une douleur légère et un stress. La pose de pompe osmotique par chirurgie sous-cutanée peut provoquer une douleur légère durant plusieurs jours après l’opération. L’injection de cellules souches en intraveineuse et sous anesthésie peut provoquer un stress transitoire. L’imagerie intravitale peut provoquer chez les animaux un stress et une baisse de la température corporelle liée à l’anesthésie gazeuse prolongée nécessaire à sa mise en œuvre. Les prélèvements de sangs réalisés sous anesthésie gazeuse peuvent provoquer une douleur.

Devenir

Tous les animaux inclus dans ce projet seront mis à mort à la fin de cette procédure car nous avons besoin de prélever leurs organes afin de réaliser plusieurs analyses moléculaires et biochimiques.

Remplacement

Le développement des vecteurs de ce projet a été réalisé en laboratoire, sans l’usage d’animaux, dans les conditions qui se rapprochent des celles observées dans le corps humain. La nature de ce projet, qui se focalise sur la capacité de ces nouveaux vecteurs à fonctionner dans la circulation sanguine, nous oblige naturellement à nous tourner vers un modèle animal proche de l’homme.

Réduction

La lignée de souris utilisée dans ce projet a été choisie dans le but de réduire le nombre d’animaux nécessaires à l’obtention de résultats significatifs. Pour le traitement statistique de nos données, nous aurons recours à plusieurs tests statistiques destinés à réduire les lots du projet de manière optimale. Par ailleurs, nos élevages de souris seront synchronisés en amont de chaque expérience de manière à utiliser au maximum les animaux de chaque portée.

Raffinement

La lignée de souris utilisée dans ce projet a été choisie dans le but de raffiner nos protocoles en diminuant la souffrance engendrée par le conditionnement chimiothérapeutique. Chaque procédure douloureuse sera précédée d’une anesthésie gazeuse ou une anesthésie par injection. Lors des prélèvements de sang, un anesthésique local sera appliqué à l’œil afin de diminuer la douleur qui suit la manipulation. Les animaux seront pesés au cours du conditionnement afin de surveiller toute perte de poids anormale. Une surveillance quotidienne sera réalisée par le personnel compétent de l’animalerie ainsi qu’une surveillance hebdomadaire par les responsables du projet. Les animaux seront hébergés sur portoir ventilé, avec un accès à la nourriture et à la boisson ad libitum. Chaque cage bénéficie d’un enrichissement matérialisé par un tunnel translucide rouge destiné à diminuer le stress et stimuler l’activité, des carrés de cellulose afin de favoriser la nidification et un bâtonnet en bois pour répondre aux besoins naturels des rongeurs. Enfin, la souffrance des animaux sera surveillée régulièrement et la décision de leur mise à mort encadrée par une grille de score spécifique.

Choix des espèces

Les seuls modèles animaux aujourd'hui disponibles pour l'étude des cellules souches humaines ont été développés chez la souris. Cette espèce est facile à élever en animalerie et présente une homogénéité génotypique importante. Les membres de notre laboratoire disposent d'une expertise sur cette espèce, ce qui facilite la réalisation d'un tel projet. Les animaux subiront une greffe de cellules souches à l'âge de 5 à 7 semaines car il s'agit de l'âge optimal pour obtenir les meilleures chances de succès de greffe de cellules souches humaines.

1392 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Génétiquement modifiées pour reproduire le syndrome de Leigh, une maladie mitochondriale mortelle, elles développent une perte de poids, un retard de croissance puis une faiblesse musculaire et des difficultés respiratoires avant d'être tuées à des âges définis pour prélever leurs organes. Le porteur présente cette première étude comparative de deux modèles murins comme une source de connaissances sur une maladie sans traitement. Il affirme que les lignées cellulaires ne peuvent pas reproduire les mécanismes d'adaptation de l'organisme entier.

Objectifs

Les maladies mitochondriales sont des maladies causées par des mutations du génome des mitochondries, les centrales énergétiques des cellules, ou du génome nucléaire, et à l’issue souvent fatale. Elles peuvent se manifester à tout âge et se présentent comme des maladies qui affectent généralement les muscles et le cerveau. Il n’existe pas de thérapies efficaces contre ces maladies à ce jour, en raison d'une compréhension insuffisante des mécanismes sous-jacents. Des mécanismes complexes impliquant une réponse au stress lié aux déficits des mitochondries sont de plus en plus suspectés d’être impliqués dans ces pathologies. Le syndrome de Leigh représente la maladie mitochondriale pédiatrique la plus courante. C'est une maladie mortelle affectant à la fois le cerveau et les nerfs. Elle est causée par des mutations de plus de 75 gènes impliqués dans le métabolisme mitochondrial. Ce projet, financé par l’Association Française contre les Myopathies, vise à caractériser de manière exhaustive les mécanismes de réponse précoce au stress induits dans les organes par un dysfonctionnement des mitochondries, en comparant différents modèles de souris du syndrome de Leigh. Ceci devrait permettre d’avoir une meilleure connaissance des mécanismes physiopathologiques du syndrome de Leigh, afin de définir de nouvelles cibles thérapeutiques.

Bénéfices attendus

Il s'agit de la première étude comparative métabolomique de 2 modèles murins du syndrome de Leigh, et qui, de ce fait, devrait apporter des connaissances importantes sur cette pathologie qui ne dispose d'aucun traitement à l'heure actuelle. Elle pourrait nous aider à identifier des cibles thérapeutiques concrêtes et jusqu'à aujourd'hui non suspectées.

Procédures

Les animaux ne vont pas subir d'intervention puisqu'ils seront euthanasiés dès qu'ils atteignent l'âge requis pour un prélèvement d'organes post-mortem (7 jours, 14 jours, 21 jours, 28 jours, 35 jours et 42 jours).

Impact sur les animaux

Les souris utilisées dans ce projet ont un phénotype dommageable qui commence par une perte de poids et un retard de croissance (à respectivement 4 et 3 semaines), puis des difficultés progressives à se mouvoir qui vont à terme résulter en phénotype de faiblesse musculaire, avec difficultés respiratoires peu avant le décès (vers 8 et 7 semaines respectivement).

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés en fin de procédure, car nous réalisons uniquement des prélèvements d'organes post-mortem à différents âges d'analyse.

Remplacement

Nous ne pouvons pas remplacer ce modèle par un modèle in vitro, car les modèles physiopathologiques par définition étudient les conséquences pathologiques de la mutation sur l’ensemble de l’organisme. Les lignées cellulaires tels que les cellules de peau de patients atteints par le syndrome de Leigh ne peuvent pas reproduire les mécanismes complexes d'adaptation physiologique systémiques liés à ces dysfonctionnements des mitochondries.

Réduction

Nous réduisons au maximum le nombre d'animaux à utiliser pour obtenir des résultats exploitables au niveau statistique. Ainsi nous allons utiliser les mêmes souris pour les échantillons tissulaires destinés à la protéomique et la transcriptomique. Pour obtenir des résultats exploitables sur le plan statistique, nos expériences solides de ces méthodes Omics nous impose d'utiliser au minimum 15 souris/groupe expérimental pour la métabolomique.

Raffinement

Nous raffinons nos conditions d'expérimentation et d'hébergement pour le bien-être de nos animaux. En concertation avec la structure de bien être animal, les animaux sont hébergés dans des cages aux normes (au minimum par 2 et au maximum par 5) suivant l’âge et le poids des animaux. De plus les cages sont enrichies par des jouets (maisons, copeaux, papier…). Les animaux sont surveillés quotidiennement par le personnel compétent. En raison du phénotype dommageable des souris, nous ajoutons de la nourriture directement dans les cages, et utilisons des biberons avec tétine longue, pour permettre aux animaux de s'alimenter plus facilement.

Choix des espèces

La souris est un excellent modèle pour les maladies humaines, car l'organisation de son génome est très similaire à celles de l'homme. De plus, la disponibilité de souris génétiquement modifiées permet d'étudier finement les mécanismes sous-tendant la pathogenèse de ces maladies mitochondriales. Dans le cas présent, l'utilisation de deux modèles du syndrome de Leigh, qui présentent des atteintes mitochondriales différentes , permettra de mieux comprendre la pathogenèse de cette maladie. Les souris seront utilisés à divers stades post-naissance, de 7 jours à 42 jours, afin de déceler les changements rapides qui s'opèrent lorsque le syndrome de Leigh se développe chez ces animaux.

Prises de sang à la veine de la joue, injections dans la veine de la queue, gavage par sonde gastrique : des souris transgéniques porteuses de gènes humains, qui développent une maladie auto-immune des reins, reçoivent des anticorps, des ARN messagers ou des nanoparticules. 336 souris vont être utilisées dans des procédures d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées à l'issue de chaque traitement pour l'analyse de leurs reins. Le laboratoire, sollicité par l'industrie pharmaceutique, cherche un traitement de la maladie de Berger, et le porteur écrit qu'il n'y a "pas de nuisances lié à la maladie de Berger", chez des souris qui ont dès 12 semaines du sang et des protéines dans les urines. Le texte ne précise pas ce que les souris reçoivent par gavage.

Objectifs

Nous disposons d'un modèle unique dans le monde, le modèle de souris avec des gènes humains exprimant des anticorps spécifiques et un récepteur pour les anticorps spécifiques. Ces souris développent une maladie auto-immune rénale (c'est à dire qui résulte d'un dysfonctionnement du système immunitaire qui conduit ce dernier à s'attaquer à l'organisme) et ainsi cause l'accumulation anormale des anticorps dans les reins avec de la protéinurie (présence de protéines dans les urines) et d'hématurie (présence de sang dans les urines) à partir de 12 semaines. Comme il n'existe pas de traitement curatif pour cette maladie, notre laboratoire cherche à développer des nouveaux traitements. Nous avons généré cinq anticorps anti-inflammatoires et l'industrie pharmaceutique nous a sollicité pour des études sur l'animal basées sur nos recherches précèdentes . En effet, nous avons démontré une belle efficacité d'une enzyme, une protéine capable de couper les anticorps et ainsi réduire l'inflammation liée à la maladie. Le problème était que comme il s'agit d'une protéine d'origine bactérienne, il y a une réponse immunitaire contre cette enzyme , des anticorps anti-enzymes bloquant son activité. L'objectif de notre étude est de traiter les souris exprimant la maladie avec les anticorps anti-inflammatoires, des ARN messagers (molécule capable d'induire la production d'une protéase qui est une enzyme (=protéine) capable de cliver les anticorps responsable de la maladie) ou avec des nanoparticules (particules de petite taille) permettant d'induire une tolérance au traitement avec la protéase recombinante d'origine bactérienne. Ces traitements sont bien tolérés sans aucun dommage chez la souris (résultats obtenus au laboratoire). L'objectif est d'évaluer l'action de ces traitements sur les anticorps circulants, sur les dépôts rénauxd'anticorps, l'inflammation tissulaire rénale et sur la protéinurie.

Bénéfices attendus

La néphropathie (ou maladie de Berger) est l'une des premières causes d'insuffisance rénale en France et dans le monde. Cette maladie est causée par une accumulation anormale d'anticorps dans les reins. Il n'existe actuellement pas de traitement spécifique de cette maladie, les patients n'ont que des traitements de suppléance (dialyse, greffe). Le développement d'un traitement pourrait éliminer la cause de la maladie et ainsi pouvoir proposer un traitement curatif. Les traitements proposés chez les souris qui développent la maladie seront une étape pré-clinique cruciale avant le passage à l'homme pour des essais cliniques.

Procédures

Afin d'évaluer le traitement de la maladie par les anticorps anti-inflammatoires : les souris seront soumises à des prélèvements sanguins au niveau de la veine de la joue (deux fois par mois). Des prélèvements d'urines (2 fois par mois) les prélèvements seront faits sur animaux non anesthésiés, lors de la contention de la souris, la miction est en général spontanée . Des injections d'anticorps par voie intraveineuse (une fois par semaine pendant 1 mois) seront faites principalement par la veine caudale qui est située sur la queue de l'animal. Le gavage par une sonde gastrique (1 fois par mois pendant 1 mois). Afin d'évaluer le traitement de la maladie par les ARNmessagers (ARNm) : les souris seront soumises à des injections d'ARNm (une molécule retrouvée dans toutes les cellules qui sera traduite en protéine) principalement par la veine caudale (veine sur la queue) une fois par semaine pendant un mois puis une fois par mois pendant 6 mois. Les prélèvements de sang (au niveau de la veine de la joue) se feront à J0 puis une fois par mois pendant 6 mois, en même temps que les urines. Afin d'évaluer la traitement de la maladie par les nanoparticules : les souris seront soumises à des injections par voie intraveineuse (veine de la queue) 3 fois pendant 1 mois puis à des prélèvements sanguins et d'urines à J0, J1 et J7.

Impact sur les animaux

Les traitements donnés sont très bien tolérés et bénéfiques pour cette maladie de Berger. Les seules nuisances attendues sont celles liées aux injections intraveineuse des produits, au gavage et aux prélèvements de sanguins et d'urines. Ceux-ci pourraient occasionner un stress et un inconfort pour la souris de courte durée lors de la contention et de l'injection. Il n'y a pas de nuisances lié à la maladie de Berger.

Devenir

A l'issue de chaque traitement, les animaux seront euthanasiés et des analyses complementaires seront réalisées au niveau des reins afin d'évaluer l'inflammation rénale.

Remplacement

A ce jour, il n'existe pas de méthode alternative pour modéliser la réponse d'un organe en entier dans le cas du developpement de la nephropathie. Le travail à l'échelle de l'organisme en entier est nécessaire, compte tenu de la complexité physiologique de la réponse inflammatoire et de la fonction rénale. Il est indispensable de travailler sur l'organisme entier, vivant et proche de l'homme pour pouvoir ensuite envisager un traitement curatif chez l'homme.

Réduction

Nous avons estimé qu'il faudra 6 animaux par groupe afin obtenir des résultats statistiquement exploitables et mener à bien notre projet. En effet, nos expériences précèdentes nous ont permis de préciser ce nombre d'animaux nécessaire.

Raffinement

Dans le but de répondre à la loi des 3R (Raffiner) et dans un souci de bien-être animal de l'enrichissement (coton, Kraft ) sera mis en place pour les animaux tout au long de l'expérience pour que les animaux puissent faire des nids. Nous veillerons à ce qu'il n'y ait pas d'animaux isolés dans les cages durant les expériences afin de préserver les groupes sociaux. Les souris sont placées sur des portoirs ventilés par groupe de 5 individus. La température, l'hygrométrie , la nourriture et l'eau sont contrôlées tous les jours par le personnel technique. Des points limites suffisamment précoces et prédictifs ont été définis pour anticiper toute douleur ou angoisse infligée aux animaux. Les gestes experimentaux seront effectués par une personne compétente. Les animaux seront suivis quotidiennement par le personnel de zootechnie et les points limites seront surveillés 1 fois par semaine par l'expérimentateur ( état général, comportement et pesées). Un analgésique sera administré si l'état de l'animal le nécessite et toutes les 12heures. Si l'animal présente des points limites atteints, il sera euthanasié. A la fin des procédures tous les animaux seront euthanasiés.

Choix des espèces

La souris est un excellent modèle pour développer la maladie de Berger car elle n'exprime pas la maladie, ce qui permet après transgénese c'est à dire la fait d'incorporer des gènes humains dans son génome d'induire et d'exprimer cette maladie en question chez ces souris transgéniques. De plus, son comportement et sa génétique sont largement connus ce qui nous permet une meilleure évaluation et prise en charge de son bien-être tout au long du projet. Il est donc indispensable pour nous d'utiliser ce modèle de souris transgéniques exprimant la maladie pour évaluer l'action et l'efficacité des traitements que nous proposons. A 12 semaines d'âge car c'est à cet âge là que les souris développent la maladie rénale.

100 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Elles subissent une chirurgie de l'oreille interne puis une bio-impression assistée par laser via la fenêtre ronde de la cochlée, sous deux anesthésies générales, pour mettre au point une technique d'injection intra-cochléaire. Le porteur décrit la bio-impression et les mesures auditives comme ne générant "aucune douleur ou traumatisme", alors que la chirurgie reste classée en gravité modérée. Sur le remplacement, il affirme que ces mesures ne peuvent se faire sur des animaux non-mammifères, au système auditif jugé "trop éloigné" de celui de l'homme.

Objectifs

L'oreille interne représente l'un des organes cibles les plus difficiles pour l'administration de médicaments. Les voies conventionnelles, telles que l'administration orale et les injections, ont une efficacité limitée, principalement en raison de la barrière hémato-cochléaire qui bloque la plupart des molécules provenant de la circulation sanguine. L’une des voies d’accès la plus étudiée et la plus prometteuse comme « porte d’entrée » de l’oreille interne repose sur la fenêtre ronde à la base de la cochlée (1.5 mm de diamètre environ). Elle constitue une membrane souple, relativement perméable, de 40 à 60 µm d'épaisseur et est composée de 3 couches cellulaires. Son rôle est de vibrer de manière opposée aux vibrations acoustiques qui entrent dans l’oreille interne, jouant ainsi le rôle de soupape de pression et permettant aux ondes sonores de se propager dans la cochlée. Cette membrane permet d’avoir un accès privilégié aux fluides internes de la cochlée. L’objectif du projet est donc de développer un nouveau dispositif permettant de délivrer un agent thérapeutique en intra-cochléaire, via la fenêtre ronde, de manière atraumatique et contrôlée. Pour cela, l’équipe s’est orientée vers la bio-impression assistée par laser, déjà utilisée au laboratoire dans des protocoles de régénération osseuse in situ chez l’animal, qui ne produit pas de souffrance apparente des animaux.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de développer une technique pour réaliser des injections de substances thérapeutiques dans l’oreille interne, avec une grande précision et sans risque de lésions des structures sensorielles cochléo-vestibulaires contrairement aux stratégies développées à ce jour.

Procédures

Les 4 groupes d’animaux (soit 100 souris) seront soumis à une procédure chirurgicale et aux mesures de PEAs. La bio-impression assistée par laser ne concernera que les groupes 2 à 4 (soit 90 souris sur les 100 prévues). Ces procédures seront réalisées sous anesthésie générale (mélange Kétamine-Xylazine) accompagnée d’une analgésie dans le cas de la chirurgie (Carprofène). Les procédures de mesure de PEAs pré-opératoire, de chirurgie et de bio-impression seront réalisées en continuité directe lors de la première anesthésie (10 min pour les mesures de PEAs, 15 min pour la chirurgie et 10 min pour la bio-impression, soit 35 min de procédure sur souris anesthésiées). Une seconde anesthésie sera réalisée, 48h à 7 jours après l’intervention (post-opératoire), pour mesurer les PEAs. A la fin de la seconde mesure de PEAs post-opératoire, les animaux seront mis à mort selon la procédure prévue. Ainsi, sur les 100 souris qui subiront la procédure chirurgicale et les mesures de PEAs (pré- et post-opératoire), 90 souris subiront également la bio-impression assistée par laser. Les 4 groupes d’animaux seront donc soumis à 2 anesthésies générales au total, pour une durée maximale de 35-40 min par anesthésie (cf. frise chronologique en annexe). Un délai de 48h minimum sera respecté entre les anesthésies.

Impact sur les animaux

La durée des procédures n’excède pas 40 minutes maximum permettant de limiter la durée de l’anesthésie. Un délai de 48h minimum sera respecté entre les anesthésies. Les procédures de bio-impression et de mesure des PEAs ne génèrent aucune douleur ou traumatisme chez l’animal, et seront réalisées sous anesthésie générale car elles nécessitent une immobilisation complète de l’animal. Lors de la chirurgie (niveau de sévérité modéré), un analgésique sera également utilisé pour limiter le niveau de douleur de l’animal.

Devenir

Tous les animaux seront gardés en vie après les différentes procédures excepté après la seconde mesure de PEAs (post-op) où les animaux seront mis à mort selon la procédure prévue. Les tissus de l’oreille interne seront prélevés pour analyse.

Remplacement

L'application de substances thérapeutiques sur la fenêtre ronde s'insère dans un projet d'application clinique future. Il faut dans un premier temps démontrer son efficacité et son innocuité sur un modèle animal. Par ailleurs, ces mesures ne peuvent se faire sur des animaux non-mammifères car leur système auditif est trop éloigné de celui de l'homme. Toutes les manipulations préalables de calibration par exemple seront effectuées dès que possible sur matériel inerte (gélose).

Réduction

Chaque souris sera utilisée pour toute la série de procédures (chirurgie, bio-impression assistée par laser et mesures de PEAs) afin d'en limiter leur nombre. Les souris seront donc soumises à 2 anesthésies au total : une première anesthésie pour la mesure pré-opératoire des PEAs, la chirurgie et la bio-impression puis une seconde anesthésie pour la mesure post-opératoire des PEAs (cf. frise chronologique en annexe). Nous utiliserons le plus petit nombre possible de souris par conditions de bio-impression, conformément aux limites biostatistiques nous permettant une fiabilité des résultats. Pour les tests statistiques, nous utiliserons essentiellement des tests non paramétriques (type Wilcoxon-Mann-Whitney) puisque les échantillons seront petits et que les pré-requis des tests paramétriques (distributions normales, variances égales) ne seront pas satisfaits. Le nombre total de 100 souris utilisées sur l’ensemble du projet permet un traitement statistique significatif des données obtenues en se laissant une marge de manœuvre en cas d’échecs. Une phase de mise au point de bio-impression in vivo sera nécessaire, nécessitant des animaux surnuméraires (pris en compte dans nos lots). Un nombre minimum de 15 souris/groupe de bio-impression sera nécessaire pour assurer la fiabilité des tests statistiques. Ainsi, en fonction des résultats obtenus, un nombre plus faible d'animaux pourrait permettre d’avoir des résultats statistiquement fiables.

Raffinement

Une analgésie adaptée sera appliquée en pré- et post-opératoire ainsi que des conditions de stabulation appropriées. Pour soulager l’inconfort et le stress des souris, nous hébergerons les souris dans une cage à milieu enrichi (tunnel carton, aspen bois, fibres de papier et abri) dans un local à ventilation, température et éclairage contrôlés. Pendant les différentes procédures, l’animal sera profondément anesthésié avec une surveillance des points vitaux (fréquence cardiaque et respiration, couleur des muqueuses, température corporelle). Des points limites seront définis afin de respecter le bien-être animal et pourront entraîner l’arrêt immédiat des manipulations. Trois expérimentateurs impliqués dans le projet possèdent l’expérimentation animale niveau concepteur (un expérimentateur supplémentaire fera la formation en mars 2022). Concernant les 2 expérimentateurs principaux (possédant l’EA concepteur), l’un a également suivi la formation chirurgie (octobre 2021) et l’autre suivra la prochaine formation chirurgie prévue en mars 2022. Concernant la formation continue, ces 2 expérimentateurs ont accumulé respectivement 26h sur 6 ans et 18h sur 4 ans (notamment sur le bien-être animal, la règle des 3R, les points limites, la gestion de la douleur…).

Choix des espèces

Les mesures de PEA ne peuvent se faire sur des animaux non-mammifères car leur système auditif est trop éloigné de celui de l'homme. L’anatomie cochléaire est également similaire, et la fenêtre ronde est bien accessible. Les souris utilisées auront entre 2 et 4 semaines, c’est-à-dire à un stade de développement postnatal où l’appareil auditif a atteint sa maturité.

1 088 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une neuropathie douloureuse leur est provoquée par quatre injections de paclitaxel, un agent de chimiothérapie, puis leur douleur est mesurée par des tests de von Frey, d'immersion et de pression de la patte. L'objet est de mettre au point un modèle de douleur neuropathique destiné à l'"offre de service" commerciale de la société pour ses clients développant des médicaments. Le porteur reconnaît que le remplacement reste limité dans l'étude de la douleur et décrit des effets attendus comme l'absence de prise de poids, la constipation et l'alopécie.

Objectifs

Ce projet porte sur le développement d’un modèle de neuropathie chimioinduite, causé par des administrations répétées de paclitaxel. Le nombre de procédures, ainsi que le nombre d’études au sein de ces procédures et le nombre d’animaux sont basés sur l’expérience de l'entreprise dans le développement de modèles de douleur chez le rongeur. Elle a récemment mis au point un modèle de douleur neuropathique par intoxication à l’oxaliplatine. Fort de cette expérience, la société souhaite mettre en place un nouveau modèle de douleur neuropathie chimioinduite, afin de pouvoir apporter des modèles au plus proche de la clinique. Il est important de tester les molécules avec l’agent chimiothérapeutique testé en clinique. Chaque agent a une application différente due à son mécanisme d’action. Au terme de leur développement, ces modèles seront inclus dans l’offre de service de la société.

Bénéfices attendus

Le projet va permettre à la société de mettre au point un nouveau modèle au plus près des conditions cliniques. L'entreprise peut ainsi offrir à ses clients la possibilité de développer de nouveaux candidats médicaments. Le but est de permettre le développement d’analgésiques ciblés sur les mécanismes de ces douleurs neuropathiques causés par l’administration de paclitaxel, actuellement seul des antidépresseurs et des opiacés sont prescrits pour soulager les patients. Ceci va ainsi permettre une meilleure prise en charge de neuropathie due l’administration de paclitaxel chez les patients atteints de cancer

Procédures

Les animaux auront 4 injections intrapéritonéale de paclitaxel (D0-2-4-7) et auront un test comportementale de douleur (monofilament de von frey, von frey électrique, immersion de la patte, pression de patte) Les procédures 1 à 3 feront des cinétiques de test sur du long terme pour voir l'induction (tous les 3 à 4 jours entre J0 et J35 un seul timepoint) et pour les autres précédures un seul jour (selon résultats des premieres procédures) sera testé mais avec une cinétique de cinq point de mesures. Le travail s’orientant vers de l’allodynie, une partie des animaux auront simplement une sensation de gêne/chatouillement. Lors des tests, les animaux peuvent être isolés ou en contention.

Impact sur les animaux

Suite à nos recherches bibliographiques, peu d’informations sont données sur des effets secondaires de ce modèle. Malgré tout, un article nous permet de nous attendre à une non prise de poids, de la constipation, de l’alopécie et de la piloérection. (Cavaletti, 1995, PMID : 7601264) Ces observations seront incluses dans nos points limites.

Devenir

Le modèle de neuropathie chimioinduite par administration de paclitaxel semble être un modèle stable dans le temps. Il n’est donc pas cohérant de réutiliser ces animaux pour d’autres modèles . De plus, les processus biologiques causés par l’administration de paclitaxel pourrait interférer avec d’autres modèles. L’âge de ces animaux à la fin des procédures sera bien plus important que pour l’ensemble de nos modèles. De ce fait, dès la fin de la phase expérimentale, les animaux sont mis à mort par le personnel habilité d’ANS Biotech, par l’utilisation d’une enceinte à CO2 dont l’air est remplacé par du dioxyde de carbone à raison de 27.5% par minute (mort par arrêt respiratoire après perte de conscience) ou par injection d’une dose létale de d’Euthasol® (sous anesthésie gazeuse, 400 mg/kg, i.p. ou i.c.) ou dislocation cervicale par du personnel spécifiquement formé à ce geste.

Remplacement

Les possibilités de remplacement par substitution complète de l’expérimentation animale sont encore limitées dans le domaine de l’étude de la douleur, mais nous les mettons en place dès qu’elles sont scientifiquement validées.

Réduction

Pour chaque étude, le nombre d'animaux utilisé est réduit à un minimum acceptable pour l’obtention d’informations robustes et statistiquement pertinentes. Le nombre d’animaux par groupe de traitement a été fixé à n=10 en se basant sur les données bibliographiques disponibles. En fonction du design de chaque étude (groupes appariés ou indépendants, mesures répétées ou non) et de la distribution des valeurs (conformité à la loi normale), un test paramétrique ou non paramétrique sera réalisé (test-t, analyse de variance à une ou deux voie(s)) suivi si nécessaire d’un test post-hoc approprié via SigmaStat.

Raffinement

Notre activité permet de raffiner les modèles in vivo en se rapprochant au mieux situations cliniques (induction de pathologies, mesures des composantes multiples de la douleur). Nous limitons les doses et les injections au minimum afin de ne pas induire de douleurs supplémentaires. Les tests comportent pour la majorité des valeurs maximales à ne pas dépasser pour ne pas induire de souffrance supplémentaire. Les procédures ont pour but de trouver les critères les moins drastiques permettant de montrer une allodynie/hyperalgésie. Un soin particulier est apporté à la réduction de la souffrance et du stress des animaux au strict nécessaire et à l’amélioration de leur bien-être (enrichissement et paramètres environnementaux contrôlés tout au long de l’étude). Des points limites, précoces et spécifiques pour chaque protocole d’étude sont définis et résumé en un arbre décisionnel qui conduit si nécessaire l’interruption des expérimentations si les critères d’arrêts sont atteints. Au vu du domaine d’expertise d’ANS Biotech (spécialisation dans l’étude de la douleur), les expérimentateurs sont strictement formés au respect de l’animal et sensibilisés à la surveillance de signes de douleur ou de souffrance. La maitrise des gestes techniques est contrôlée régulièrement. Les animaux sont surveillés chaque jour, et un suivi spécifique (suivi pondéral, suivi de la consistance des fèces, suivi si présence d’alopécie). Le suivi est réalisé par le technicien en charge de l’étude ou à défaut par un autre technicien d’ANS (formé à l’expérimentation animale niveau I ou II).

Choix des espèces

La question du remplacement des rongeurs par des espèces « moins évoluées » est critique et suivie avec attention au sein d’ANS Biotech. Chez ces espèces la démonstration la capacité à ressentir la douleur telle que définie par l’IASP est récente (Sneddon 2019 PMID : 31544617) et les modèles d’étude de la pharmacologie de la douleur à visée clinique ne sont pas encore développés. Le rat a été sélectionné pour ce projet en se basant sur plusieurs critères : a) sensibilité aux stimuli nociceptifs utilisés dans ce projet ; b) large caractérisation du comportement et des modèles dans la littérature ; c) efficacité dans cette espèce des médicaments utilisés chez l’homme sont efficaces pour soulager une douleur équivalente (Flatters 2004, PMID : 15082137) suggérant l’existence de mécanismes biologiques communs. Des rats pesants entre 200-250g le jour de l’induction vont être utilisés. Cette gamme de poids correspond à un âge de cinq à six semaines. Ceci a été choisi en accord avec les données bibliographiques sur lesquels nous nous sommes basées pour choisir nos critères d’induction . (Favre et al. PMID : 19576881 ; Flatters et al. 2004 and 2006)

280 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. On leur crée par chirurgie un défaut osseux dans le fémur, suivi au microscanner toutes les deux semaines pendant deux mois, pour tester le pouvoir de régénération de biomatériaux. Le porteur reconnaît que la chirurgie provoque une douleur et une gêne à la mobilité les premiers jours. Les rats sont tués au dioxyde de carbone à huit semaines pour l'analyse de l'os.

Objectifs

Pour étudier le potentiel ostéogénique du biomatériau, nous souhaiterions avoir recours à un modèle animal déjà développé et maîtrisé au sein de notre unité. Ce modèle est facile à mettre en œuvre et reproductible. Le modèle de défaut osseux diaphysaire est réalisé au niveau du fémur du rat afin de tester le pouvoir ostéogénique des biomatériaux implantés.

Bénéfices attendus

Ce projet permettrait de le développement de nouveaux dispositifs médicaux (matériaux de comblement ou membranes pour la régénération osseuse guidée).

Procédures

Les animaux subiront une chirurgie au niveau du fémur (création d'un défaut). Cette intervention dure environ 30 min par animal. Suite à l'opération, le suivi par micro scanner de la régénération osseuse pour chaque rat sera réalisée à des intervalles de temps espacés (toutes les 2 semaines). Lors de cette procédure, les rats seront anesthésiés à l'isoflurane (maintient au masque). Concernant cette procédure, l'acquisition du microscanner dure environ 15 min. Il est envisagé de réaliser 5 fois cette acquisition sur chaque rat (suivi longitudinal sur 2 mois, avec une acquisition à: T0, 2, 4, 6 et 8 semaines).

Impact sur les animaux

Les animaux subiront une intervention chirurgicale en site orthopédique (défaut unicorticale) et ne nécessitera pas de fixation interne de l'os. Toutefois, la chirurgie engendra une duleur pour les animaux et leur mobilité sera atteinte lors des premiers jours post-opératoires. Une surveillance sera établie afin de pallier à ces inconvénients.

Devenir

Suite à la procédure n°1 (chirurgie), les animaux seront maintenus en vie pour la procédure n°2 (scanner). Lors de la dernière acquisition au scanner (8 semaines), les animaux seront euthanasiés au dioxyde de carbone par le personnel de l'animalerie conventionnelle afin de pouvoir réaliser des analyses histologiques sur ces animaux.

Remplacement

Les produits destinés à être implantés chez l'humain doivent nécessairement être testés chez l'animal avant les essais cliniques. Il n'existe pas de méthode basée sur une approche in vitro permettant d'évaluer ces matériaux. Les matériaux doivent être d'abord testés dans modèle de rat, puis, si les résultats obtenus sont satisfaisants, ils doivent être testés dans modèle chez le gros animal

Réduction

Pour réduire le nombre d'animaux utilisé, un suivi longitudinal par analyse au micro scanner sera réalisé.

Raffinement

Pour réduire l’angoisse : une période d’adaptation d’une semaine sera respectée avant le début des expérimentations. Une cage après l’autre sera amenée à la salle de chirurgie, séparée de la zone d’hébergement des animaux pour éviter toutes sources de stress des animaux opérés et des animaux à opérer. Après la chirurgie, chaque rat se réveille dans une cage à part pour éviter le contact avec des congénères non anesthésiés. Après le réveil complet, la souris reviendra dans sa cage d’origine. Raffinement des conditions d’hébergement : pour enrichissement de l’environnement d’hébergement, que de la litière en copeaux de peupliers et des jouets.

Choix des espèces

Le Rat est une espèce adaptée à la première étape de validation chez l'animal de matériaux destinés au traitement des pertes osseuses. De par sa taille, il permet de réaliser des lésions circulaires de diamètre suffisant au niveau du fémur. Le rat permet ainsi de valider la biocompatibilité, la stabilité dans le temps et l'efficacité thérapeutique du produit. En cas de résultats satisfaisant et supérieur à ce qui est obtenu avec les produits de référence actuellement sur le marché, une validation chez le gros animal sera nécessaire. Des rats Sprague Dawley adultes de 10 semaines, d'un poids d'environ 400 g seront utilisés. En effet les animaux utilisés doivent avoir achevé leur développement et leur croissance.

2 588 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Des disques de polymère leur sont implantés sous la peau ou dans un muscle sous anesthésie, puis les rats sont gardés de un à vingt-quatre mois avant mise à mort pour analyser la dégradation et la tolérance des matériaux. Le porteur ne décrit que des effets transitoires, léthargie, douleur et perte de poids après l'opération. Il affirme que les tests in vitro ne suffisent pas à reproduire les propriétés d'un organe entier et présente l'étape in vivo comme un préalable à l'implantation chez l'humain, sur l'un des effectifs les plus élevés du lot.

Objectifs

La réparation tissulaire conventionnelle par chirurgie implique l’utilisation de sutures, d’agrafes ou autres techniques utilisant des points d’ancrage qui induisent un traumatisme supplémentaire au tissu. Ces techniques peuvent engendrer une inflammation et de la fibrose à l’origine d’effets délétères sur la réparation, notamment fonctionnelle, des tissus, et sur la qualité de vie du patient. Ces techniques constituent pourtant, faute d’alternatives satisfaisantes, les méthodes de référence pour la réparation chirurgicale des tissus. L’objectif de notre laboratoire est de développer des systèmes de réparation sans sutures qui pourront être utilisés dans la réparation de tissus. Des dispositifs sous forme d’implants et de colles chirurgicales sont développés pour différentes applications de la réparation des nerfs périphériques aux hernies abdominales. Les formulations d’adhésifs et d’implants développées à ce jour ont démontré une efficacité pour restaurer la fonction de certains tissus avec une grande biocompatibilité. Pour étendre les indications possibles pour la réparation des tissus, notre laboratoire développe de nouvelles formulations de polymères applicables à de nouveaux tissus. Le développement de ces systèmes de réparation nécessite de caractériser le comportement in vivo des matériaux qui les constituent, notamment en termes de biocompatibilité et dégradation. Pour cela, les différents matériaux seront synthétisés sous forme de disques qui pourront être implantés chez l’animal en sous-cutané (dégradation) ou en intramusculaire (biocompatibilité). Les disques seront analysés avant implantation, puis à différents temps après implantation pour déterminer leur dégradation et leur biocompatibilité au cours du temps. Ces informations sont cruciales pour caractériser nos produits avant implantation chez l’Homme. Afin de réaliser cet objectif, le rat a été choisi comme modèle expérimental pour sa pertinence. Nous intégrerons, au maximum, 2588 rats dans l’étude sur une durée de 5 ans.

Bénéfices attendus

Ce projet permettra de valider au niveau préclinique le comportement de nos polymères, notamment en termes de biocompatibilité et de dégradation. Ce projet fait partie de l’étape de recherche et validation de produits qui seront implantés dans le corps humain, qui permettra de réduire le risque pour le patient.

Procédures

Les animaux seront soumis à une implantation sous-cutanée ou intramusculaire de disques de polymère effectuée sous anesthésie et analgésie (durée de la chirurgie 30 minutes). Les animaux seront ensuite maintenus et suivi durant une période comprise entre 1 mois et 24 mois selon les groupes et euthanasié selon une méthode réglementaire en vue des prélèvements et analyses nécessaires.

Impact sur les animaux

Les deux procédures nécessitent un geste chirurgical réalisé sous anesthésie générale. L’anesthésie est associée à un risque d’hypothermie et d’assèchement de la cornée. La procédure va engendrer une léthargie et une douleur transitoires pouvant être à l’origine d’une perte de poids post-opératoire.

Devenir

Tous les animaux seront euthanasiés par une méthode règlementaire en fin de procédure pour des analyses post-mortem destinées à évaluer la dégradation et la biocompatibilité des disques de polymère.

Remplacement

De nombreux tests ont été réalisés ex vivo et in vitro pour obtenir un maximum de données préliminaires et sélectionner les polymères les plus prometteurs pour une utilisation in vivo. Malheureusement, ces études ne peuvent pas suffire car ces modèles ne permettent pas de mimer les propriétés biologiques et mécaniques des organes entiers. Le présent projet in vivo consiste à caractériser la biocompatibilité et la dégradation des polymères in situ dans un individu intégré et autonome pour permettre un développement optimal pour la clinique.

Réduction

Au maximum, 2588 rats seront intégrés dans l’étude. Nos dispositifs ont subi une batterie de tests préalables. Seuls les implants et colles les plus prometteurs ont été sélectionnés pour un passage sur l’animal ce qui permet de réduire le nombre d’animaux utilisés. 3 à 4 disques seront implantés chez un animal en sous-cutané et 1 en intramusculaire. Au cours de l’étude les résultats intermédiaires seront analysés et pourront permettre d’écarter d’autres formulations. La taille des groupes expérimentaux a été définie à l’aide d’un test statistique de façon à obtenir des résultats statistiquement exploitables tout en utilisant le moins d’animaux possible (n=8 animaux exploitables par groupe). Les résultats seront également analysés par un test statistique.

Raffinement

Les rats seront hébergés en cages individuellement ventilées (2 rats/cage), en milieu enrichi par des tunnels et des balles en bois avec eau et aliments à volonté. La température et l’hygrométrie seront contrôlées. Une période de stabulation réglementaire minimale d’une semaine sera respectée entre l’arrivée des animaux et le début de la procédure pour leur permettre de s’acclimater à leur nouvel environnement et ainsi de limiter leur stress. Une étape de socialisation sera mise en place pour habituer les rats à la préhension et réduire leur stress avant la procédure. Les gestes expérimentaux seront pratiqués par du personnel qualifié avec une anesthésie et/ou une analgésie adaptée à la nature et à la durée du geste. Une pesée des animaux sera réalisée 24h après la chirurgie pour évaluer la récupération de l'animal. Si nécessaire, un complément gélifié et/ou des granules humidifées seront déposés directement dans le fond de cage pour faciliter la prise alimentaire (1 pot par cage). Des graines de tournesol seront ajoutées à l'alimentation ususelle pour diversifier l'enrichissement. Suivi tout au long de l'étude: suivi quotidien. Une grille de score et des points limites seront mis en place.

Choix des espèces

L’utilisation d’un modèle mammifère est, selon nous, essentielle à cause des différences structurales existantes entre les organes des espèces mammifères et non-mammifères. Les rats sont des modèles animaux classiquement utilisés en expérimentation animale pour des protocoles de chirurgie. De plus, la taille des rats permet d’utiliser de faibles quantités de polymères en comparaison avec d’autres espèces mammifères telles que porc ou brebis. De plus, leur taille, comparée à celle de la souris, permet plus aisément de pratiquer un acte chirurgical fin. Enfin, la composition de la matrice extracellulaire des humains et des rongeurs est très similaire. Le modèle singe a été automatiquement exclu pour des raisons éthiques, les études présentées dans ce projet étant des études précoces du développement. Les animaux qui seront utilisés auront entre 6 et 12 semaines au début de l’étude (une période d’acclimatation minimale de 7 jours sera respectée avant le début des expérimentations). Ils seront donc adultes et arrivés à maturité sexuelle. L’efficacité de nos systèmes de réparation tissulaire est testée sur des animaux adultes du même âge. Pour assurer une reproductibilité des résultats, l’étude de biocompatibilité/dégradation est réalisée au même âge. De plus, les animaux seront jeunes et auront donc une plus forte chance de ne pas développer des maladies liées au vieillissement ce qui est un critère important pour notre projet qui implique un suivi sur 24 mois pour certains groupes expérimentaux.