Organes sensoriels

50 rats vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Une plaie est créée chirurgicalement sur leur dos sous anesthésie, puis irradiée par lumière visible chaque jour jusqu'à cicatrisation, l'appareil étant maintenu par un harnais qui impose un hébergement individuel. Le porteur reconnaît que l'isolement peut être source de stress, atténué selon lui par des cages transparentes laissant un contact visuel. Il conclut qu'aucun modèle in vitro ne permet un suivi prolongé du processus de cicatrisation.

Objectifs

Les plaies cutanées chroniques représentent un problème de santé publique important avec en France près de 50 000 patients atteints d’ulcère de jambe, 40 000 diabétiques avec une plaie du pied et 350 000 escarres. Leur prise en charge induit des coûts importants de par la chronicité de ces plaies. Les soins sont prolongés, le matériel est parfois coûteux, le temps infirmier nécessaire est important, les arrêts de travail et les hospitalisations sont longues. Les objectifs de ce projet sont, à la suite des essais préliminaires effectués in vivo chez le rat, d’évaluer l’efficacité du traitement de plaies cutanées à l’aide du nouveau dispositif expérimental utilisant les effets thérapeutiques de la lumière visible conçu pour le traitement de celles-ci. Les essais effectués chez le rat sans induction d’une plaie cutanée ont permis de s’assurer du maintien de la partie du dispositif expérimental appliquée sous anesthésie directement sur le dos, laissé en place pendant 5 heures sur le rat sans anesthésie à l’aide d’un harnais conçu spécifiquement et sur mesure. Ces essais ont également permis de d’assurer du maintien de la connexion avec le module de contrôle placé en dehors de la cage d’habitation, du contrôle en continu de la température corporelle au niveau de la zone d’application du dispositif expérimental et de celle du dispositif expérimental, ainsi que de la tolérance locale au niveau de la peau saine suite à l’irradiation lumineuse à l’aide de ce dispositif expérimental et sur 48 heures par la suite. Le dispositif expérimental va donc être utilisé pour traiter des plaies cutanées induites chez le rat. Des irradiations longues pendant 5 heures, ou séquentielles pendant 7 minutes 30 toutes les 15 minutes sur 5 heures, vont être utilisées pour le traitement des plaies cutanées, quotidiennement jusqu’à cicatrisation complète de celles-ci. Ces durées d’irradiations ont été déterminées suite à la réalisation d’études menées chez le rat dans le cadre d'un projet européen. Les traitements débuteront dès la fin d’induction des plaies cutanées et seront effectués jusqu’à cicatrisation complète de celles-ci. Ce projet constituera la toute première évaluation de ce nouveau dispositif médical pour le traitement de plaies cutanées chez le rat.

Bénéfices attendus

La cicatrisation des plaies cutanées est un phénomène naturel de reconstruction de la barrière cutanée mais si les plaies sont mal soignées, cela peut aboutir à des complications. La cicatrisation cutanée fait intervenir différentes phases qui entrainent la disparition de la lésion et le remplacement des cellules atteintes par des cellules saines. Les plaies chroniques qui ne cicatrisent pas, les plaies chirurgicales,les ulcères du pied chez le diabétique, les ulcères veineux… représentent un fardeau pour les patients, les professionnels de la santé et les systèmes de soins de santé, affectant plus de 40 millions de patients et induisant des coûts d’environ 50 milliards d’euros annuellement, et avec un taux de mortalité plus élevé que dans la population générale, pouvant atteindre jusqu’à 20% en fonction de la pathologie considérée. Il est donc très important de tester de nouvelles substances, de nouveaux pansements ou de développer de nouveaux dispositifs médicaux sur des modèles de plaies simples et chroniques représentatifs chez l’animal qui pourront être utilisés par la suite chez l’Homme et ainsi permettre d’améliorer la cicatrisation de ces plaies, surtout les plaies chroniques. Nous allons donc évaluer l’efficacité d’un nouveau dispositif expérimental tout d’abord sur un modèle de plaie simple, dans la perspective de réalisation par la suite d’études d’efficacité sur des modèles de plaies chroniques et infectées ou non chez le rat sain et diabétique. Ce dispositif expérimental pourrait ainis à terme, être utilisé chez l’Homme, pour le traitement de plaies chroniques qui ne cicatrisent pas ou très difficilement.

Procédures

Les 50 rats seront soumis à une procédure chirurgicale pour l’induction d’une plaie cutanée sur une région du dos, procédure effectuée sous anesthésie générale, en 5 minutes environ. Un traitement analgésique sera administré avant l’induction de la plaie cutanée puis 6 heures après celle-ci, et si nécessaire 12 voire 24 heures après. Les plaies cutanées seront traitées quotidiennement jusqu’à cicatrisation complète, pendant 7 minutes 30 sous anesthésie gazeuse, ou 5 heures en fractionné ou en continu sans anesthésie. Les plaies cutanées, protégées par un pansement et un harnais, seront observées et photographiées 3 fois par semaine lors du renouvellement du pansement, effectué en 10 minutes environ. Un suivi quotidien des rats sera réalisé pendant toute la durée des expérimentations. En cas d’inflammation sévère du tissu cutané au niveau de la plaie cutanée traitée par irradiation lumineuse, le protocole d’irradiation serait systématiquement arrêté. Un maintien des rats en cage individuelle est nécessaire pour éviter qu’ils ne s’arrachent le harnais, le pansement et surtout le dispositif expérimental de traitement des plaies cutanées placé dans le harnais, mais avec des briques d’Aspen placées dans leur cage comme enrichissement pour assurer leur bien-être. Des cages transparentes seront utilisées pour maintenir un contact social visuel entre les rats d’un même portoir.

Impact sur les animaux

L’induction d’une plaie cutanée peut induire une souffrance mais limitée dans le temps, souffrance qui sera limitée au maximum par la réalisation de la procédure expérimentale sous anesthésie générale gazeuse et sous couverture analgésique. Les changes de pansement, effectués également sous anesthésie générale gazeuse de courte durée, environ 5 à 10 minutes, n’engendreront quant à eux aucune douleur. L’hébergement en cage individuelle des rats est nécessaire tout au long de l’étude pour éviter qu’ils ne s’arrachent entre eux le harnais, le pansement et surtout la partie de dispositif expérimental placé dans le harnais. Cet hébergement en cage individuelle des rats peut conduire à un stress par la limitation des interactions sociales directes mais cet effet sera limité par l’utilisation de cages transparentes, permettant à chaque rat de voir au moins un de ses congénères et de maintenir ainsi une forme de contact social.

Devenir

Procédure expérimentale 1 (seule procédure expérimentale) : les 50 rats nécessaires à la réalisation de ce projet seront mis à mort par injection intrapéritonéale d’une surdose d'euthanasiquel effectuée sous anesthésie gazeuse profonde, et un prélèvement de peau correspondant à la zone traitée par la lumière sera effectué pour réaliser des analyses histologiques.

Remplacement

Le remplacement des expérimentations animales par des méthodes alternatives n’est pas envisageable dans le contexte de ce projet. Il n’est en effet pas possible d’utiliser des modèles in vitro ou ex vivo permettant de réaliser des traitements et un suivi sur une durée prolongée, plusieurs semaines, du processus cicatriciel dépendant de mécanismes complexes. L’ensemble de ces facteurs complexes ne peut être appréhendé qu’in vivo sur un modèle animal.

Réduction

Nous utiliserons le nombre minimum d’animaux nécessaire à la réalisation de cette étude mais permettant d’obtenir des résultats prédictifs et représentatifs quant aux objectifs envisagés selon notre expérience et les résultats obtenus d’études précédentes sur ce modèle de plaie cutanée. S’agissant en effet de la toute première étude menée chez l’animal avec ce dispositif expérimental, il ne nous est pas possible de définir un effectif minimal nécessaire à l’aide d’un test de puissance statistique. Les résultats qui seront obtenus, et le traitement statistique des données générées en analyse non paramétrique, le permettront pour les études suivantes.

Raffinement

Une attention toute particulière sera portée aux animaux lors de l’induction des plaies cutanées (analgésie pré-opératoire, maintien des conditions d’asepsie, maintien de la température corporelle) puis après réalisation de celle-ci (analgésie post-opératoire), ainsi que lors de la réalisation de chaque irradiation lumineuse. Les animaux seront observés quotidiennement tout au long de l’expérimentation, leur poids sera mesuré trois fois par semaine lors de chaque change de pansement et observation des plaies cutanées. Si une perte de poids supérieure à 20% par rapport au poids maximal ou de plus de 10% entre 2 prises de poids est observée, ou si des signes d’infection de la plaie cutanée ou des modifications du comportement des animaux sont observés, ceux-ci seront euthanasiés dans des conditions éthiques. Les rats seront placés en cycle de lumière inversé pour observer leur comportement pendant leur phase active et ainsi respecter leur horloge biologique (chronobiologie) et respecter également la période de réalisation des traitements appliqués pour être dans des conditions similaires à celles qui seront utilisées chez l’Homme. Des briques de bois seront placées dans chaque cage de rat comme dispositif d’enrichissement pour assurer leur bien-être, et seront remplacées lors de chaque change de litière (2 fois par semaine). L’utilisation de cages transparentes permettra de maintenir un contact social visuel entre les rats d’un même portoir.

Choix des espèces

Le rat est l’espèce animale la plus adaptée pour réaliser ce projet, en raison de sa taille et de celle du dispositif expérimental qui va être utilisé (2x2 cm pour la partie au contact direct de la peau), et également en raison de sa facilité de manipulation. Les animaux seront de jeunes rats âgés de 6 semaines à l’arrivée au laboratoire et de 7 semaines pour le démarrage des expérimentations, avec un poids de 175-200 g. Cela correspond au poids de rat nécessaire afin d’avoir une surface corporelle suffisante pour mettre en place le harnais et le dispositif expérimental d’irradiation lumineuse (2x2 cm pour la partie au contact direct de la peau).

180 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. On leur injecte des cellules de mélanome humain sous la peau ou dans le sang, puis on les traite par des oligonucléotides et un gavage quotidien jusqu'à une tumeur de deux centimètres cubes. Le porteur prévoit la mise à mort dès ce point limite ou à la fin, puis des analyses moléculaires. Il présente le projet comme une preuve de concept ouvrant une collaboration avec l'industrie pharmaceutique et écarte les cultures cellulaires, jugées insuffisantes pour reproduire la tumorigenèse.

Objectifs

Ce projet vise à démontrer que l'inhibition de longs ARNs non codants in vivo altère la formation de mélanome et la progression des métastases, en association avec les traitements déjà existants. Ce projet est destiné à prouver que certains longs ARNs non codants sont de potentielles cibles thérapeutiques Ces preuves ouvriront la possibilité de collaborer avec l'industrie pharmaceutique pour développer des inhibiteurs spécifiques pouvant être testés dans des essais précliniques

Bénéfices attendus

Cette expérimentation doit permettre de caractériser les changements dans la formation et la croissance tumorales suite à l'inhibition d'un ARN longs non codant associée ou non à un traitement complémentaire déjà utilisé et ceci dans un contexte physiologique que ne permettent pas les cultures cellulaires in vitro. Ce projet devrait permettre la validation d'une nouvelle cible thérapeutique pour le mélanome cutané. Ces preuves ouvriront la possibilité de collaborer avec l'industrie pharmaceutique afin d’étudier l’effet de notre approche d'inhibition des ARNs longs non codants, dans l'objectif final d'identifier de nouveaux traitements pour le mélanome cutané.

Procédures

Toutes les souris seront injectées une fois avec des cellules tumorales humaines (200 microlitres). Les injections de cellules par voie sous-cutanée ou intraveineuse rétroorbitale sont réalisées sous anesthésie gazeuse et durent une dizaine de secondes. Les injections sous-cutanée d'ASO (ASO : "Anti-Sense Oligonucleotides" : petites molécules d'ADN simple brin) (tous les deux jours, 100 microlitres) ou intrapéritonéales de luciférine (une fois par semaine, 100 microlitres) sont faites sur animal vigile et durent quelques secondes. Le gavage oral sera quotidien à raison de 100 microlitres, est réalisé sur animaux vigiles et dure une dizaine de secondes. Les traitements durent au maximum trois semaines.

Impact sur les animaux

L'injection de cellules tumorales par voie sous-cutanée va provoquer la croissance d'une tumeur primaire à l'endroit de l'injection et/ou la formation de métastases distantes, notamment dans les poumons. La tumeur primaire pourra générer un inconfort physique lors des déplacements des souris. Cette tumeur primaire devrait apparaitre à partir de 5 jours suivant l'injection et croitre assez rapidement. La durée totale de l'expérimentation sera de trois semaines. Les souris seront sacrifiées en cas d'atteinte du point limite du volume tumoral de 2cm3. Les métastases ne seront pas visibles mais pourront entraîner une perte de poids, d'appétit et d'autres effets biologiques liés à la perturbation des organes vitaux touchés. Lors des expériences précédentes d'injection de cellules tumorales dans le laboratoire, les souris ont dû être sacrifiées du fait de la taille de la tumeur primaire et non d'effets dus aux métastases. Les cellules tumorales injectées par voie intraveineuse devraient se fixer sur les organes de préférence métastatique, à savoir les poumons en premier. Les métastases ne seront pas visibles mais pourront entraîner une perte de poids, d'appétit et d'autres effets biologiques liés à la perturbation des organes vitaux touchés. Le suivi des cellules du fait de leur luminescence permettra de suivre la croissance tumorale pour les deux voies d'injection. Les traitements subséquents devraient réduire la formation et la croissance des tumeurs.

Devenir

Il est prévu de mettre à mort tous les animaux pendant ou à la fin du projet : l'injection de cellules tumorales devant conduire à la formation de tumeurs voire de métastases chez les souris, les animaux seront mis à mort pendant le projet si la taille de(s) tumeur(s) atteint les points limites, en cas de signes de souffrance ou à la fin du projet. Après euthanasie, des prélèvements seront effectués pour des analyses moléculaires.

Remplacement

Les procédures expérimentales proposées visent à étudier l’effet du traitement par des oligonucléotides antisens (ASO) sur la croissance tumorale in vivo. Nous estimons que ces approches sont très importantes et ne peuvent être remplacées par d'autres méthodes expérimentales n'impliquant pas l'utilisation des souris. Les expériences in vitro nous ont permis de valider nos techniques d’expérimentation et d’apporter de premiers résultats encourageants. Cependant, ces méthodes de substitution in vitro ne reproduisent pas toutes les étapes caractéristiques de la tumorigenèse in vivo et donc ne pourront pas apporter le niveau d'information requis.

Réduction

Le nombre total de souris expérimentales sera de 180 réparti comme suit : 1 cohorte de 30 animaux injectés par voie intraveineuse (IV) rétroorbitale avec 1 lignée de cellules tumorales puis traités ou non avec les ASOs, 1 cohorte de 30 animaux injectés par voie sous-cutanée (SC) avec 1 lignée de cellules tumorales puis traités ou non avec les ASOs, 2 cohortes de 60 animaux injectés par voie sous-cutanée (SC) avec 2 lignées cellulaires différentes, puis traités ou non avec les ASOs en présence ou en absence d'une thérapie ciblée complémentaire. Cet effectif correspond au nombre d’animaux nécessaires afin que les résultats obtenus soient exploitables et reproductibles (statistiquement valides). Le paramètre étudié sera la taille de la tumeur (mesurée avec un pied à coulisse) ainsi que sa vitesse de croissance pour les souris injectées par SC et le développement des métastases pulmonaires pour les souris injectées par IV. Les mélanomes humains sont des tumeurs hétérogènes et leur étude n'a pas permis d'isoler une lignée cellulaire modèle unique, il est donc nécessaire de tester plusieurs lignées cellulaires dans les deux voies d'injection. Pour l'analyse statistique, nous utiliserons le logiciel GraphPad Prism. Pour comparer deux groupes, un test t de Fisher à deux intervalles sera appliqué. Pour plus de deux groupes, une analyse de la variance à sens unique (ANOVA) sera suivie d'une analyse post hoc de Tukey pour comparer les moyennes entre deux groupes.

Raffinement

Des souris femelles seront utilisées : moins agressives entre congénères que les mâles, elles pourront être hébergées en cohorte afin de conserver l’interaction sociale, ce qui confortera le résultat des expériences. Les femelles et les mâles répondent de la même manière aux traitements, il ne devrait donc pas y avoir de biais expérimental du au sexe. Les expérimentateurs établiront le contact avec les cohortes au moins 8 jours avant le début de l’expérimentation pour habituation à la manipulation et réduction de l’angoisse des animaux. Les cages seront agrémentées de coton type « nestlet ». Nous mesurerons la taille de la tumeur primaire trois fois par semaine (lundi, mercredi et vendredi) à l'aide d'un pied à coulisse tout au long de la croissance tumorale jusqu’à l'atteinte de la taille limite de la tumeur de 2 cm3 par souris. La vitesse de croissance des tumeurs n’est pas connue, nous adapterons donc la période de mesure pour chacune des lignées cellulaires utilisées. Nous surveillerons également quotidiennement l'état des souris après injection des lignées tumorales afin de détecter tout effet dommageable. La migration des cellules métastatiques sera suivie par l'utilisation du système d'imagerie in vivo (IVIS) une fois par semaine. En plus du suivi de la taille de la tumeur primaire, la "painscore sheet" servira à l'évaluation de la douleur des animaux. Ce suivi permettra la mise en place d'une éventuelle analgésie (niveau 2) qui pourra être suivie de l'euthanasie si le score de douleur augmente encore (niveau 3).

Choix des espèces

In vitro, nous avons validé nos techniques expérimentales et obtenu des premiers résultats encourageants. Cependant, ces méthodes in vitro ne reproduisent pas toutes les étapes caractéristiques environnementales de la tumorigenèse in vivo et ne peuvent donc fournir le niveau d'information requis. L'utilisation du modèle de xénogreffe chez la souris ne peut être remplacée par d'autres méthodes expérimentales, il est fiable et facile à manipuler et déjà largement utilisé. De plus, les données que nous produirons à partir de nos tumeurs (cinétique tumorale, séquençage d'ARN, quantifications de protéines) seront comparées à celles collectées par notre laboratoire et nos collaborateurs dans des modèles similaires pour d'autres études. Nous utiliserons des souris ayant atteint le stade adulte (6 semaines) qui seront injectées avec les cellules tumorales par voie sous-cutanée dans le flanc ou intraveineuse rétroorbitale.

330 souris vont être utilisées, toutes tuées à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chaque animal reçoit une injection sous-rétinienne de nanoparticules puis subit des examens d'imagerie et un électrorétinogramme sous anesthésie, un test comportemental optocinétique sur animal vigile et une craniotomie terminale, avant d'être tué pour prélever les yeux. Le porteur indique que l'injection peut provoquer inflammation, décollement ou déchirure de la rétine et opacité de la cornée. Il présente les nanoparticules comme une piste de restauration visuelle pour les rétinites pigmentaires, les bénéfices pour les personnes restant à valider.

Objectifs

La rétinite pigmentaire désigne un ensemble de pathologies progressives et héréditaires de la rétine qui mène à une cécité incurable et qui atteint plus d'un million de personnes à travers le monde. Elle résulte de la mutation dans un gène spécifique des photorécepteurs à bâtonnets, la rhodopsine, qui provoque la perte de ces neurones. Cette disparition provoque par la suite la dégénérescence progressive et secondaire des photorécepteurs à cônes. Récemment, il a été montré chez un modèle de rat aveugle qu'il est possible de réactiver la rétine dégénérée par des implants constitués de nanoparticules. Les nanoparticules peuvent être délivrées dans l’œil par des injections et s’ancrer aux membranes des neurones cibles de la rétine pour convertir les stimuli lumineux en une stimulation électrique. Ainsi les photorécepteurs endommagés sont rendus à nouveau sensibles à la lumière grâce à ces nanoparticules. Cependant, il reste à comprendre quel champ de vision et quelle acuité visuelle sont réellement retrouvés. Cette étape est essentielle pour évaluer le bénéfice qui pourrait être apporté par ce type de thérapie chez des patients. Il est aussi important d’étudier la distribution et l’évolution de ces nanoparticules dans l’œil après injection et de s’assurer de leur biocompatibilité par l’absence de réactions inflammatoires. L'objectif de ce projet est d'évaluer ces paramètres (biocompatibilité, distribution, acuité visuelle) chez un modèle murin de rétinite pigmentaire. La validation fonctionnelle sera réalisée par des tests comportementaux (test optomoteurs), l’enregistrement de l’activité électrique de l’œil in vivo (electrorétinogramme) et par l'enregistrement de l’activité cérébrale des animaux en expérimentation terminale, soit par une technique d'imagerie fonctionnelle ultrasonore non invasive, soit par une méthode électrophysiologique (potentiels visuels évoqués) au niveau du cortex visuel.

Bénéfices attendus

Dans ce projet, nous cherchons à réactiver la vision au niveau de la rétine et à étudier si la thérapie choisie permet une transmission de l’information visuelle au cerveau. L’approche retenue pour notre étude est l’injection sous-rétinienne de nanoparticules. Il s’agit de remplacer les photorécepteurs absents par un système de stimulation électrique des neurones rétiniens restants. La finalité de l’étude est de valider un nouveau modèle d’implant basé sur des nanoparticules, plus performant et répondant au critère de biocompatibilité. Ces avancées biomédicales permettront de développer de nouvelles méthodes d'interfaçage des stimuli optiques avec le système nerveux pour le traitement des pathologies dans lesquelles la dégénérescence neuronale a induit une perte de fonction spécifique et irréversible. Le modèle murin présente un fort intérêt pour cette étude car l’architecture oculaire est très proche de celle de l’œil humain et le modèle de dégénérescence est similaire à celui rencontré dans les rétinites pigmentaires

Procédures

Procédures chirugicales (2): - Injection sous-rétinienne (1 fois par animal), sous anesthésie générale (gazeuse), 10 min; - Craniotomie + Enregistrement des potentiels évoqués visuels et Imagerie ultrasonore , (1 fois par animal, expérimentation terminale) sous anesthésie générale (fixe), 60 min; / Examens sous anesthésie générale:- Examen d’imagerie (2 à 6 fois par animal) sous anesthésie générale (gazeuse), 10 min; - ERG (1 fois par animal) sous anesthésie générale (fixe), 30 min;/ Test comportemental optocinétique (2 à 4 fois par animal) sur animal vigile, 15 min.

Impact sur les animaux

Les possibilités de nuisance sont essentiellement liées à : -Une mauvaise réaction à l’anesthésie (gazeuse ou fixe). -à l’injection : une éventuelle inflammation due aux nanoparticules (d’où l’étude) des problèmes de dégradation de l’œil : décollement de rétine, rétine déchirée, d’atteinte oculaire (inflammation, d’opacité cornéenne, paupières mi-closes, yeux gonflés etc.).

Devenir

L’euthanasie est requise pour permettre le prélèvement des yeux des souris, qui seront ensuite étudiés par des analyses histologiques. Tous les animaux des procédures seront euthanasiés par une méthode réglementaire.

Remplacement

Dans ce projet, l’évaluation des réactions inflammatoires (biocompatibilité des nanoparticules) et la restauration de la vision au niveau de la rétine ainsi que la transmission de l’information visuelle au cerveau ne peuvent pas être réalisées par des expérimentations ex vivo. L’acuité visuelle ne peut être évaluée que par des tests comportementaux chez l’animal in vivo. Les mécanismes physiologiques (dépolarisations corticales) et variations de flux sanguin au niveau du cortex visuel, ne peuvent être observés que sur un cerveau en fonctionnement. L’utilisation de l’animal est donc indispensable.

Réduction

Basé sur l’expertise du laboratoire et sur des projets proches, le nombre d’animaux (330) a été estimé pour obtenir un nombre minimum de résultats significatifs tenant compte des éventuelles pertes dues à une mauvaise injection, une mauvaise réaction à l’anesthésie, ou par atteinte des points limites durant les procédures expérimentales. La rédaction d’un protocole précis ainsi que la bonne maîtrise des outils de chirurgie et d’imagerie par les expérimentateurs correspondants permet de minimiser les pertes inutiles. Une analyse de puissance statistique a été faite et le nombre d’animaux utilisé par protocole expérimental a été estimé en vue d’atteindre un compromis entre une puissance élevée et un nombre d’animaux raisonnable. Des tests statistiques seront effectués (test t de Student, analyse de variance...) et permettront de minimiser le nombre d'animaux utilisés.

Raffinement

Les animaux en provenance de l’extérieur observeront une période d’acclimatation de 5 jours minimum. Les animaux sont hébergés dans des cages de stabulation avec enrichissement (cotons + tunnel en carton + bâton en bois) alimentation et abreuvement à volonté. Les animaux sont examinés quotidiennement par le personnel qualifié de l’animalerie et/ou les expérimentateurs. L’atmosphère est contrôlée pour les conditions d’hébergement (température et hygrométrie stable). Les animaux bénéficieront si nécessaire d’une anesthésie gazeuse par inhalation ou d’une anesthésie fixe par injection intrapéritonéale. Des analgésiques seront administrés, pour que l’animal sous anesthésie ou en post-opératoire, ne ressente aucune douleur pendant les procédures expérimentales. Une observation régulière des animaux sera effectuées et suite aux procédures chirurgicales, une signalétique spécifique permettra une surveillance quotidienne adaptée des animaux. La structure de bien-être animal (SBEA) a mis en place des étiquettes indiquant "Suivi post-opératoire" qui sont à apposer sur le porte-étiquette de la cage juste après une intervention chirurgicale. Cela permet à la zootechnie lors de leur tour bien-être animal deux fois par jour d'avoir l'indication rapide que les animaux ont été opéré et ainsi ouvrir la cage et procéder à la vérification. L'expérimentateur qui vient faire son suivi post-opératoire est en charge de retirer cette dernière quand l'animal a complètement récupérer de l’opération. Tous signes d’inconfort ou de détresse sera pris en compte tels que l'apparence et la position anormale : poil ébouriffé, perte excessive de poils, dos courbé, couché sur le côté; comportements anormaux : agressivité soudaine, abattement, inactivité, vocalisation et mutilation, isolement, diminution de l’appétit, changement des périodes de sommeil, réduction de la mobilité. Les points limites sont: État de choc, léthargie, inconscience, immobilité. Difficultés respiratoires. Toutefois, les critères absolus ne devraient pas être mis en évidence aux vues des procédures utilisées et de notre expérience sur ce modèle.

Choix des espèces

Le modèle murin présente une architecture de l’œil très proche de celui humain, une organisation de la rétine similaire. De plus l’existence d’un modèle génétique de rétinite pigmentaire proche du phénotype humain, avec une dégénérescence rapide (aveugle à 60 jours convient parfaitement à notre étude. Au contraire, le modèle de rat aveugle que nous utilisons pour d’autres études dégénère moins vite (environ 9 mois) entraînant des conditions d’hébergement plus compliquées. Les souris seront âgées de 6 semaines à leur entrée dans l’animalerie et respecteront 5 jours d’acclimatation minimum. La première procédure expérimentale sera l’injection à l’âge de 8 semaines. C’est à cet âge que la rétinite pigmentaire des animaux sera suffisamment avancée (animal considéré aveugle) pour nos études sur les nanoparticules.