Recherche appliquée

Les souris utilisées portent un gène humain pathogène prélevé chez un patient, et la moitié seulement développe les dépôts amyloïdes recherchés après induction. 334 souris vont ainsi être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance légère, toutes tuées à l'issue. Chacune peut recevoir jusqu'à quatre injections intraveineuses de fibrilles amyloïdes, des injections hebdomadaires pendant deux mois, cinq prélèvements sanguins, et passer tous les un à deux mois une échographie cardiaque après épilation ainsi qu'une imagerie SPECT-CT, un suivi qui peut durer vingt-quatre mois. L'effectif s'explique par ce rendement de 50 % et par l'absence d'outil validé pour détecter la maladie du vivant de l'animal, ce qui conduit à tuer les souris par séries pour vérifier après coup lesquelles étaient atteintes.

Objectifs

Nous avons développé un modèle murin transgénique d’amylose AL qui reproduit en partie la maladie humaine. Ce modèle est basé sur l'expression dans la souris d’une protéine humaine pathogène issue d'un patient. Les dépôts amyloïdes apparaissent principalement dans le coeur suite à une induction par l'injection de fibrilles amyloïdes, et dans des délais variables, allant d’une semaine à quelques mois, dans environ 50% des animaux. Nous ne maitrisons donc pas complètement l’apparition des dépôts d'amylose et nous ne disposons pas encore d’outils fiables nous permettant de les détecter de façon certaine avant la mise à mort de l'animal. Nous voulons donc mettre au point des techniques d'imagerie non-invasives pour détecter l’apparition de l’amylose dans nos souris. La première technique est par échographie cardiaque, déjà testé et qui a révélé un intérêt potentiel. La deuxième est par imagerie nucléaire in vivo (scintigraphie) en utilisant des protéines radiomarquées qui est à priori la méthode la plus sensible et qui est une méthode déjà utilisée chez l'homme et validée chez la souris. Ainsi, l’objectif de ce projet est donc d’une part d’améliorer la reproductibilité de l’induction de l’amylose AL dans notre modèle afin d’en faire un meilleur outil pour des tests pré-cliniques, et d’autre part de mettre au point des techniques de détection de l’amylose in vivo par imagerie afin de s’assurer de la présence de la maladie avant toute procédure supplémentaire (thérapeutique, exploratoire). Une fois que l’on sera en mesure de discriminer les souris positives, des tests thérapeutiques seront réalisés afin de tester leur efficacité.

Bénéfices attendus

L'amylose cardiaque est un problème clinique majeur à l'origine du décès des patients à très brève échéance. Aucun traitement éliminant les dépôts dans le myocarde n'est actuellement disponible. Bien qu’imparfait, notre modèle est le seul permettant de reproduire les phases précoces de la maladie. D'une part, il nous a déjà permis d’élucider une partie des mécanismes physiopathologiques d’apparition de l’amylose AL in vivo, et d’étudier la toxicité des fibrilles amyloïdes dans le cœur. D’autre part, nous avons aussi pu commencer à faire des tests thérapeutiques. Nos résultats ont obtenu un accueil très enthousiaste de la part de la communauté scientifique et nous avons été sollicités par de nombreuses équipes qui souhaitent travailler avec notre modèle. Ce projet vise à la fois à optimiser l’induction de l’amylose (procédure 1) et à développer des outils de détection précoce de la maladie (procédures 1 et 2) afin d'en faire un bon outil pour des tests thérapeutiques (procédure 3). Ces optimisations sont indispensables car une meilleure induction associée à un dépistage précoce de la maladie permettra de fait de diminuer la taille des cohortes nécessaires pour valider les tests thérapeutiques. Enfin, la démonstration de l'efficacité d'un traitement ciblant les dépôts amyloïdes cardiaques chez l'animal (procédure 3) pourrait permettre d'améliorer le pronostic vital des patients. Les résultats de cette étude seront publiés et accessibles à la communauté scientifique et médicale.

Procédures

Les souris de ce projet seront soumises aux procédures décrites précédemment : prises de sang par voie sous-mandibulaire, injections par voie intraveineuse, sous-cutanée ou intrapéritonéale, ainsi que des techniques non-invasives d'imagerie. Toutes ces procédures seront réalisées sous anesthésie gazeuse afin de limiter leur stress, à l'exception des injections par voie intraveineuse ou intrapéritonéale qui seront conduites sur animaux vigiles. Si plusieurs procédures sont réalisées sur un même animal, elles seront espacées dans le temps autant que possible. Chaque souris sera soumise à plusieurs interventions : le prélèvement de sang : 5 fois maximum espacé d'au moins 1 mois, les injections intra-veineuses pour induction : 4 fois maximum espacé de 2 semaines entre chaque injection ; les injections intra-péritonéale et sous-cutanées : une fois par semaine pendant 2 mois maximum ; imagerie par échocardiographie (épilation des souris avant imagerie sous anesthésie) : 1 fois tous les 1 à 2 mois ; imagerie par SPECT-CT : 1 fois tous les 1 à 2 mois.

Impact sur les animaux

Chez l’humain, les signes cliniques de la maladie sont la fatigue, l'essoufflement lors de l’effort physique et la perte de poids. Toutefois, à ce jour, nous n’avons pas constaté d’insuffisance cardiaque symptomatique et/ou de souffrance et/ou de mortalité chez nos animaux en dépit des dépôts amyloïdes, même sur des animaux suivis sur 18 mois après induction. Les dépôts amyloïdes, souvent légers, présents dans le cœur et la rate principalement, semblent asymptomatiques. Cependant, avec l'amérioration de l'induction de la maladie que nous espérons obtenir, un suivi régulier des animaux induits sera effectué (voir grille d'évaluations et points limites) et des mesures seront prises si des effets indésirables sont observés. Les injections intraveineuses et les prélèvements sanguins peuvent aussi entraîner des hématomes.

Devenir

Les animaux seront euthanasiés à la fin de chaque procédure pour réaliser des analyses anatomopathologiques.

Remplacement

Les modèles cellulaires ne permettent pas de reproduire la complexité de la physiopathologie des amyloses. D’autre part, les approches thérapeutiques que nous souhaitons tester ont pour objectif de cibler les dépôts amyloïdes et de stimuler la réponse immunitaire, elles nécessitent de cette façon la totalité de l’organisme dans sa complexité pour pouvoir en étudier l’efficacité.

Réduction

Le nombre d'animaux nécessaire a été déterminé en tenant compte qu'en l'état actuel de nos connaissances, seulement 50% des animaux développent une amylose après induction, et d'autre part qu'il est nécessaire, en l'absence d'outil de suivi validé sur notre modèle, d'euthanasier de façon séquencielle les animaux pour réaliser des analyses anatomopathologiques. La valeur statistique de nos résultats sera analysée avec un test statistique dédié à de faibles nombre d'animaux. Ce test a été utilisé dans nos études précédentes ce qui nous a permis de valider de façon robuste nos résultats. Le meilleur protocole d'induction sera déterminé statistiquement et permettra de diminuer le nombre d'animaux utilisés par la suite. Le suivi longitudinal de nos animaux, grâce au développement de l'imagerie non-invasive, permettra aussi de maîtiser l'évolution de la maladie et de n'utiliser que des animaux réellement positifs pour les tests thérapeutiques.

Raffinement

Les animaux sont élevés dans des conditions d’hébergement qui respectent leur bien-être et la règlementation (contrôle de la température et de l’hygrométrie de l’environnement, densité d’animaux, présence d’enrichissement, change régulier des litières, eau et nourriture à volonté, surveillance quotidienne des animaux). Toutes les procédures sont réalisées de façon à limiter le stress et la souffrance des animaux (anesthésie et antalgique en cas de douleur). Les souris seront surveillées quotidiennement par du personnel qualifié pour détecter le moindre signe de souffrance de l’animal. Le suivi de l’évaluation de l’état de santé des animaux (grilles d’évaluations et points limites) sera strictement respecté, et effectué régulièrement en concertation avec l'équipe de zootechnie.

Choix des espèces

Certaines amyloses ont déjà été reproduite avec succès chez la souris. Les études in-vivo chez la souris permettent de mieux évaluer le potentiel thérapeutique des molécules, même si elles ne préfigurent pas des résultats qui seront obtenus chez l'humain. Les animaux seront utilisés à partir de 4 mois et jusqu'à 24 mois en fonction de la vitesse d'apparition des dépôts et des lésions associées qui sont des mécanismes relativement long.

Six rémiges coupées au ras de la peau, quatre prélèvements sanguins à la veine alaire, une anesthésie par injection intramusculaire pour passer au scanner : 333 poulets de chair reproducteurs, mâles et femelles, vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance légère. L'objectif déclaré est d'évaluer si la reproduction au sol, sans cage, améliore ou dégrade le bien-être et la santé des reproducteurs, sur trois lignées de vitesse de croissance différente. Les femelles destinées à la radiographie sont mises à jeun, enfermées en caisses, transportées en véhicule sur un kilomètre, pesées, puis anesthésiées, le porteur reconnaissant qu'un accident anesthésique reste possible, apnée prolongée ou arrêt cardiaque. Sur les 333 individus, 273 seront ensuite "disponibles à la vente" comme animaux vivants, les 60 autres étant tués.

Objectifs

En sélection, les lignées de volailles sont, pour une partie de leur vie, hébergées en cage. La reproduction en cage permet un suivi individuel de la ponte, mais surtout une reproduction par insémination artificielle qui limite la consanguinité en contrôlant les couples reproducteurs et de connaître le pedigree de la descendance à chaque génération. Aujourd’hui, nous cherchons à concevoir un élevage sans cage, plus en lien avec les demandes sociétales de bien-être animal. Si la reproduction au sol ouvre la possibilité d’exprimer des comportements naturels positifs (activité, bain de poussière,…), l’effet global sur le bien-être des animaux doit être mieux évalué. Des interactions sociales agressives entre adultes au sol peuvent s’accompagner d’une baisse du bien-être du troupeau, avec l’apparition de picage, de comportements violents voire de cannibalisme. D’autre part, ce mode d’élevage des reproducteurs pourrait avoir un effet sur la santé des mâles comme des femelles. Le but du projet est d’estimer les conséquences d’une reproduction au sol sur le comportement et la santé des reproducteurs, ainsi que sur la diversité génétique des descendants, en utilisant trois lignées génétiques de poulets de chair, variant sur la vitesse de croissance et les caractéristiques métaboliques. Ce projet, en collaboration avec deux unités expérimentales, évaluera comment une reproduction au sol impacte le bien-être et la santé des animaux reproducteurs, et si cet impact varie entre lignées aux caractéristiques distinctes. Le projet implique des prises de sang sur les animaux pour évaluer (i) le taux d’hormones indicatrices de comportements agressifs et du niveau de stress des animaux et (ii) la variation des paramètres immunitaires en fonction du milieu de vie ainsi que des prélèvements de plumes. Les femelles subiront également une anesthésie pour pouvoir évaluer leur santé osseuse de façon peu invasive (CT scan).

Bénéfices attendus

Ce projet est un approfondissement pour soutenir une modification de nos pratiques pour accompagner la transition vers un mode alternatif d’élevage en sélection. A court terme, il permettra l’évaluation des pratiques prenant en compte : les effets positifs ou négatifs d’un élevage au sol sur le bien-être et la santé des animaux reproducteurs. Au niveau scientifique, ce projet permettra une meilleure connaissance des interactions entre environnement d’élevage (cage vs sol) et génétique (croissance lente, intermédiaire ou rapide) sur les performances de reproduction et le comportement des animaux.

Procédures

Les animaux, d’élevage en cage ou d’expérimentation au sol, seront soumis à 4 prélèvements sanguins maximum à l’âge adulte, séparés d’au moins 3 semaines entre eux. La technique de prélèvement de sang à la veine alaire ne dure que quelques secondes. Les animaux subiront également un prélèvement de plumes par découpe des rémiges. Nous couperons les plumes une première fois, avant le début de la reproduction, pour s’assurer que les plumes prélevées ont bien poussé pendant la période d’intérêt. Nous préleverons ensuite, six semaines plus tard environ, en coupant 6 rémiges au ras de la peau. Les femelles subiront une anesthésie générale par injection musculaire à l’âge adulte (entre 35 et 41 semaines d’âge) pour une radiographie.

Impact sur les animaux

Les animaux d’élevage en cage ou d’expérimentation au sol, seront soumis à 4 prélèvements sanguins à l’âge adulte. Les prélèvements sanguins à l’âge adulte entrainent un risque de douleur légère de courte durée, un léger risque d’hématome et un potentiel stress de contention. La découpe des plumes peut également entrainer une douleur de courte durée. L’injection de l’anesthésique pour les poules peut être douloureuse (intramusculaire). Un accident anesthésique est également possible (apnée prolongée, arrêt cardiaque).

Devenir

Tous les animaux n’ayant subi qu’une procédure légère seront disponibles à la vente (animaux vivants).

Remplacement

Pour évaluer les possibilités de reproduction au sol des poulets de chair et connaître leur impact sur le bien-être, le modèle le plus adapté est le poulet de chair lui-même. Le comportement des individus ne peut être observé que sur un animal entier. Aucune méthode substitutive ne permet de reproduire la richesse des comportements reproducteurs et de leur impact sur la santé et la diversité génétique.

Réduction

Le nombre d'animaux nécessaires pour ce projet a été évalué d'après (i) les résultats d’une première expérimentation (ii) des publications scientifiques, et (iii) des simulations de précision de l'estimation des paramètres physiologiques et génétiques, qui sont les éléments de base de la construction des schémas de sélection. Les effectifs les plus faibles sont pour les mâles. De nombreux caractères seront testés, dont plusieurs ont déjà montré des différences significatives à moins de 20 individus. D’autre part, des prélèvements multiples, permettront de renforcer la puissance des effets observés entre traitements en utilisant moins d’animaux. Les femelles seront, elles, au nombre de 20 par traitement, et des femelles non prélevées seront également présentes pour respecter un sexe ratio de 1 mâle pour 3 femelles en cages et 1 pour 4.4 femelles au sol pour garantir leur bien-être. Les animaux au sol permettront de tester trois traitements différents : au sol en sexes séparés (sans reproduction) et au sol en reproduction libre, pour réduire le nombre total d’animaux utilisés.

Raffinement

Le calme et une contention soignée pendant la prise de sang seront mis en œuvre. Par ailleurs, les animaux voués à l’expérimentation de la reproduction au sol seront élevés sur copeaux, en groupe, et auront accès à l’aliment selon les schémas de rationnement. Un panel d’enrichissements du milieu sera disponible : plateformes de perchage, cachettes, nids, et distribution de nourriture aléatoire dans la litière. En plus des bienfaits habituels des enrichissements, ces derniers seront cruciaux pour limiter l’agressivité entre les animaux, que ce soit les comportements harceleurs des mâles envers les femelles (cachettes), l’agressivité entre mâles, ou la compétition pour la nourriture (distribution dans la litière favorisant le grattage). Le transport des animaux entre les deux plateformes, à 1km l’une de l’autre, sera organisé ainsi : - Avant le premier repas: mise en caisses des poules qui passeront au CT le matin, elles sont à jeun et sont mises dans des caisses numérotées et adaptées à leur taille et poids (maxi 3 ou 4 poules). - Elles sont transportées en véhicule agréé (transport d’animaux) puis déposées dans le local d’attente chauffé si besoin. - Elles sont pesées individuellement pour définir la dose d’anesthésiant à injecter. - Quatre heures après la mise à jeun les poules commencent à être anesthèsiées, passer au CT scan, et sont remises en caisses - Une heure après l’anesthésie, les poules sont retransportées et remises dans leur condition d’élevage habituelle. Si elles paraissent encore endormies, elles sont isolées jusqu’à réveil complet. - Si la procédure prend plusieurs jours, les poules scannées sont marquées individuellement pour être sur qu’elles ne sont pas manipulées deux jours de suite. Les animaux sont surveillés régulièrement tout au long de la journée et au retour au bâtiment afin de vérifier que tout va bien. Tous les animaux seront visités quotidiennement pendant quelques minutes. Si un animal est blessé ou malade (emplumement, picage) ou s’il est en souffrance (prostration permanente), il sera isolé en infirmerie jusqu’à récupération complète.

Choix des espèces

L’objectif étant l’étude de la reproduction au sol des poulets de chair, le modèle le plus adapté est le poulet de chair lui-même. Toutes les procédures seront réalisées sur des animaux adultes, pour phénotyper des reproducteurs.

Pour fournir aux kits de diagnostic vendus dans le commerce un contrôle positif standardisé qui remplace le sérum humain, 2 000 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance légère, toutes tuées à l'issue. Chaque souris reçoit des injections intrapéritonéales d'antigènes puis subit des prélèvements sanguins sous anesthésie gazeuse, avant d'être tuée pour que sa rate serve à créer une lignée cellulaire productrice d'anticorps. Le porteur prévoit 200 antigènes différents. Il affirme qu'une réponse immunitaire spécifique reste "impossible" à reconstituer en culture cellulaire, qu'une immunisation animale est donc "nécessaire", et situe l'enjeu du côté de l'approvisionnement des "demandes du marché du Diagnostic".

Objectifs

Les kits de diagnostic immunologique clinique consistent en la recherche d’un anticorps donné spécifique d’une cible donnée (bactérie, virus, moisissure, allergène alimentaire, marqueur métabolique, marqueur tumoral, marqueur d’auto-immunité…). Ces kits nécessitent la présence d’un contrôle positif représenté actuellement par un sérum humain. Il est parfois difficile d’obtenir, de façon récurrente, ou à un coût raisonnable ou prévisible, un sérum humain ayant la spécificité souhaitée et ces problèmes de reproductibilité voire d’approvisionnement constituent souvent un frein à la commercialisation.

Bénéfices attendus

Cette production permettrait une production robuste industrielle, respectueuse des contraintes règlementaires, s’appuyant sur des procédés de bioproduction en culture cellulaire, une évolution dans la production d'anticorps car la législation va dans le sens de la suppression progressive de ces produits d’origine humaine, une standardisation des contrôles positifs proposés. Ceci est une garantie de reproductibilité des tests dans un souci de participer à l’amélioration du diagnostic médical. L’offre du développement « sur mesure » de l’anticorps, d'optimisation et de validation limitent au maximum le nombre d’animaux nécessaires pour chaque développement. En parallèle, ce type de technologie permet la mise au point d’anticorps pouvant servir de médicaments contre le cancer, l’immunothérapie, ou servir aussi en diagnostic lorsqu’ils sont couplés à des radioisotopes.

Procédures

Tous les animaux vont être soumis à des prélèvements sanguins efféctués sous anesthésie gazeuse afin de réduire la douleur et le stress de l'animal ainsi qu'à des injections en intra-péritoneale.

Impact sur les animaux

L'anxiété et le stress sont des effets indésirables attendus avant et après chaque procédure/prélèvement. Les animaux auront seulement le stress de la manipulationainsi qu'une douleur résiduelle de faible intensité et de courte durée dûe à l’introduction de l'aiguille.

Devenir

Tous les animaux immunisés sont sacrifiés afin de récupérer la rate pour la fusionner et créer une lignée cellulaire productrice d'anticorps

Remplacement

Le recours à des techniques totalement en culture cellulaire ou sur organes isolés est impossible car une réponse immunitaire spécifique pour un antigène donné doit être induite dans un environnement immunologique complet, impossible de reconstituer en culture cellulaire, car faisant appel à des mécanismes génétiques , moléculaires et cellulaires mimant une réponse immunitaire humaine. Une immunisation des animaux est nécessaire pour générer des anticorps spécifiques. La technique retenue permet de sélectionner des cellules productrices selon des critères majeurs de productivité, permettant de s'affranchir totalement de toute production en ascite chez la souris. Les animaux retenus permettent la génération de cellules productrices à hauts rendements de production. Les titres obtenus avec des modèles classiques de production en culture cellulaire permettent de répondre aux besoins et d’approvisionner largement les demandes du marché du Diagnostic.

Réduction

Le fait de ne pas avoir à modifier l’anticorps pour le tester dans l’application finale, notamment pour ces caractéristiques humaines permet de réduire le nombre de cohortes d’animaux nécessaires et de ne maintenir en expérimentation que les animaux qui répondent parfaitement aux caractéristiques attendues. Un simple test du sérum permet la validation rapide en immunoessai de ces aspects, limitant les temps d’expérimentation sur l’animal et le nombre d’animaux. L’anticorps produit pour l’utilisation finale est le même que celui sélectionné initialement chez l’animal, sans qu’aucune modification de structure n’y ait été apportée. Les candidats anticorps générés par notre approche sont directement humanisés, de sorte que seuls quelques candidats sont nécessaires initialement pour finalement choisir le meilleur candidat pour l’application visée. Cette approche permet ainsi de limiter le nombre de cohortes et d’animaux nécessaires pour le développement même dans le cas de cahiers des charges et d’exigences très complexes. Nous prévoyons d'utiliser 200 antigènes. En parallèle, tous les prélèvements sanguins ou de queues seront effectués par voie sous-mandibulaire, sous anesthésie gazeuse afin d'éviter le stress et la souffrance chez l'animal.

Raffinement

Afin de limiter le stress des animaux, une période minimale de 5 jours d'acclimation à la zone d'hébergement expérimentale sera effectuée. Ils seront également progressivement manipulés régulièrement lors du change et des surveillances afin de les habituer aux contentions et autres manipulations.

Choix des espèces

L’espèce a été choisie pour son temps de gestation court ainsi que pour un coût d’hébergement bas. Cette espèce est utilisée à des fins scientifiques internationalement reconnues et est facilement modifiable génétiquement. Sur des animaux adultes de 2 à 12 mois. A partir de 2 mois pour que les animaux aient un système immunitaire mature. Pas après 12 mois afin d'éviter des réactions auto-immunitaires.

Rassemblés au corral chaque mois, immobilisés dans un couloir moins de deux minutes, pesés puis inspectés site par site pour compter les tiques et les mouches fixées sur leur corps. Tous les trois mois, deux tubes de sang de sept millilitres leur sont prélevés, soit jusqu'à 48 pesées et 16 prises de sang par animal sur quatre ans, pour 390 bovins dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. L'infestation, laissée se développer naturellement au pâturage, provoque démangeaisons et irritations de la peau, et peut entraîner une anémie ou favoriser une maladie transmise par les tiques, l'objet étant de repérer les animaux génétiquement moins sensibles en vue d'une sélection. Le porteur reconnaît n'avoir fait aucun calcul statistique préalable pour fixer les effectifs, et indique que les bovins ne subiront "aucune conséquence délétère" empêchant leur réutilisation.

Objectifs

Différentes familles d'arthropodes hématophages peuvent affecter les troupeaux bovins dans la région Caraibe, notamment les tiques, et les mouches piqueuses. Ces arthropodes représentent un challenge important en élevage, du fait de leur impact direct sur le bien être et la santé des animaux (plaies induites par la piqure ou le grattage, spoliation sanguine et impact physiologique) mais également par le risque de transmission de pathogènes dont ils peuvent être le vecteur ou dont ils peuvent favoriser le développement. Les conditions d'élevage au pâturage sont particulièrement favorables au maintien de populations de ces arthropodes, dont les stades libres trouvent facilement refuge dans le milieu d'élevage. Par ailleurs, les méthodes de lutte classique, par traitement biocide, le plus souvent avec des produits de synthèse, présentent à l'heure actuelle des limites, d'une part du fait de la réduction du nombre de molécules autorisées, en raison de leur impact défavorable sur les insectes et auxiliaires de cultures et sur l'environnement, et d'autre part en raison de l'apparition de souches d'arthropodes résistantes à différentes molécules. De plus, ces traitements répétés représentent un coût élevé pour les éleveurs. L'objectif du projet est d'évaluer la variabilité individuelle de sensibilité des animaux aux arthropodes et de mesurer l'impact physiologique de l'infestation par les arthropodes hématophages sur les bovins adultes et en croissance, dans des troupeaux conduits au pâturage et soumis à une infestation naturelle par les arthropodes, suivis régulièrement.

Bénéfices attendus

Les bénéfices attendus concernent principalement l'évaluation de la variabilité de l'infestation par les arthropodes et de leur impact physiologique. Cela permettra de caractériser le degré de sensibilité / tolérance des animaux d'après différents critères physiologiques et sa variabilité génétique. Les résultats attendus devraient permettre de caractériser le déterminisme génétique de la sensibilité / tolérance, ouvrant la voie à une possible sélection des animaux sur ce critère. La sélection d'animaux moins sensibles (ou plus tolérants) aux arthropodes serait une voie originale de lutte intégrée face aux arthropodes, et permettrait d'améliorer le bien être des animaux faisant face à ces infestations et de limiter leur impact en terme de santé et de production.

Procédures

Les animaux seront manipulés tous les mois pour la pesée et le contrôle précis de l'infestation par les arthropodes. Cette intervention consiste en une observation visuelle du corps de l'animal debout. Elle sera réalisée dans le couloir attenant au corral de rassemblement du troupeau, et durera moins de 2 minute par animal, afin d'observer soigneusement chaque site potentiel de fixation des parasites. Chaque année, on aura donc jusqu'à 12 mesures (poids et infestation) par animal. Sur la durée du projet, cela représente potentiellement jusqu'à 48 mesures, pour les animaux adultes toujours présents. Tous les trois mois environ, ils seront soumis à des prises de sang pour contrôler leur état sanitaire, soit pour des analyses sérologiques (1 tube de 7ml sans anticoagulant) et pour analyses hématologiques (1 tube de 7 ml avec anticoagulant EDTA). Cette intervention, réalisée par du personnel expérimenté, prend moins de 2 minutes, sur l'animal immobilisé dans le couloir du corral. Chaque année, on aura donc 4 mesures par animal, et potentiellement jusqu'à 16 mesures sur les animaux adultes présents durant toute la durée du projet.

Impact sur les animaux

La principale nuisance concerne le développement d'une infestation naturelle par les arthropodes dans les troupeaux en plein air. Comme effets indésirables, l'infestation par les mouches pourrait provoquer des réactions d'irritations de la peau et des démangeaisons, et des réactions de défense (frissons, battements de queue ou de tête, grattage,...). Des niveaux élevés d'infestation peuvent également entrainer une anémie ou des réactions inflammatoires. Les tiques pouvant être vectrices de pathogènes pourraient aussi favoriser l'apparition de maladie. Ces nuisances seront cependant contrôlées, grâce aux observations et comptages réalisés périodiquement tous les mois. Dans le cas où l'infestation serait élevée, un traitement biocide sera appliqué afin de réduire l'infestation. Les manipulations des troupeaux seront également l'occasion de suivre l'état de santé des animaux. Par ailleurs, le but des mesures de paramètres hématologique est justement de mesurer l'impact physiologique sur les animaux, et donc de vérifier qu'il n'est pas trop délétère.

Devenir

La conduite d'élevage pratiquée durant le projet ne diffère pas de la conduite habituelle d'élevage des bovins au pâturage. Le suivi d'infestation permettra d'intervenir en cas d'infestation trop importante pour appliquer un traitement acaricide/insecticide. Les animaux ne souffriront d'aucune conséquence délétère qui empêcherait leur réutilisation.

Remplacement

Il n'existe pas à l'heure actuelle de méthode alternative permettant de mesurer l'impact des arthropodes sur les animaux sans infestation par ces organismes. Des infestations expérimentales avec des doses fixes de tiques sont possible, mais l'infestation naturelle, dans la mesure où elle est suivie et contrôlée entraine des effets moindre qu'une infestation expérimentale avec des doses élevées de parasites.

Réduction

Les études génétiques nécessitent généralement des effectifs conséquents (plusieurs centaines d'animaux). Afin de réduire ces effectifs, nous travaillerons au sein de troupeaux expérimentaux, avec des mesures répétées périodiquement pour permettre une caractérisation fine des paramètres mesurés. En l'absence de référence antérieure sur la variabilité individuelle de l'infestation et sur l'impact sur les paramètres physiologiques, aucune approche statistique préalable n'a été réalisée pour préciser les effectifs nécessaires. Une analye intermédiaire des résultats obtenus à mi parcours du projet permettra de vérifier si les effectifs sont suffisants et d'ajuster le déroulement du projet.

Raffinement

Les suivis seront réalisés lors d'interventions classiques d'élevage (pesées, reproduction, suivi sanitaire). Différentes mesures seront réalisées le même jour sur les animaux lors des suivis pour limiter les manipulations. Une attention particulière sera apportée à l'observation de l'infestation et de l'état de santé des animaux. Un traitement acaricide/insecticide pourra être appliqué en fonction de la sévérité de l'infestation, afin d'éviter une infestation trop élevée (plus de 20 tiques adultes, ou note cumulée d'infestation par les mouches supérieure à 5). Si un faible nombre d'animaux dépasse ces seuils, le traitement sera individualisé; si plus des 2/3 des animaux dépassent ces seuils, le troupeau en entier sera traité. Par ailleurs, les visites bi-quotidiennes du troupeau permettront de vérifier l'état général des animaux, et de surveiller l'apparition de signes de mauvaise santé (animal isolé, apathique, affaibli, peu réactif, signe d'amaigrissement, démarche hésitante, troubles nerveux). En cas d'apparition de tels signes, on interviendra le plus précocément possible pour réaliser une prise de température, et un traitement complémentaire suivant la maladie suspectée (Carbesia pour anaplasmose ou babesiode; ou oxytetracycline pour cowdriose ou dermatophilose).

Choix des espèces

L'espèce animale choisie est celle qui est le plus concernée par les problèmes de parasites externes dans la région. Les éleveurs se plaignent régulièrement des dégats occasionnés par ces arthropodes sur leurs troupeaux et sont demandeurs de solutions pour limiter leur impact 4 stades de développement seront étudiés suivant la période d'élevage: - vaches adultes en début de gestation ou à l'entretien - vaches adultes en fin de gestation - vaches adultes suitées, en cours d'allaitement - jeunes bovins mâles et femelles en croissance après servrage