Troubles musculosquelettiques
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Optimisation de produits de thérapie génique pour des indications de dystrophies musculaires
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Une injection unique dans le muscle, puis jusqu'à dix prises de sang sous anesthésie gazeuse en quinze à soixante jours : 600 souris porteuses d'une anomalie génétique de dystrophie musculaire vont être utilisées dans des procédures déclarées d'un niveau de souffrance modéré, toutes tuées pour prélever leurs muscles, leur foie et leur rate. Le projet compare des vecteurs de thérapie génique pour retenir celui qui reste efficace aux doses les plus faibles, le porteur rappelant que des essais cliniques récents dans la myopathie de Duchenne ont provoqué des effets indésirables allant jusqu'au décès. Il décrit pourtant toutes les atteintes comme légères et affirme qu'aucune nuisance n'est attendue des traitements, tous "de nature bénéfique". Sur les 600 animaux, il écrit seulement que le nombre par groupe est optimisé, sans donner ni effectif de groupe ni calcul.
Objectifs
Les dystrophies musculaires sont un ensemble de pathologies invalidantes sans traitement présentant des atteintes fonctionnelles (réduction de la force musculaire, avec parfois atteinte cardiaque ou respiratoire). Les modèles animaux de ces maladies sont des souris. Une option thérapeutique possible est la thérapie génique, qui consiste à apporter une copie normale correspondant au gène mutant à l’aide d’un véhicule appelé vecteur. Celui utilisé est dérivé d’un virus appelé virus non-pathogène associé à l’Adenovirus (AAV) dans lequel on introduit le gène médicament en lieu et place du génome viral. La thérapie génique clinique a connu un succès significatif ces dernières années avec, en particulier, l’autorisation du Zolgensma pour l’amyotrophie spinale de type I. Malgré ces récents succès, la délivrance sûre et efficace de matériel génétique continue d'être un défi majeur dans le cas des maladies neuromusculaires. En effet, le muscle squelettique représentant environ 40% de la masse corporelle est un véritable défi en termes de délivrance et de production de vecteurs, car jusqu'à présent les doses thérapeutiques prédites par les études sur de grands modèles animaux sont extrêmement élevées. Des effets adverses allant jusqu’au décès ont pu être observés dans de récents essais cliniques, en particulier dans la myopathie de Duchenne, sans compter que la perfusion de doses élevées de vecteurs est susceptible de déclencher des toxicités immunitaires indésirables. Par conséquent, il y a un grand intérêt à définir des stratégies permettant une efficacité aux doses les plus faibles possibles. L’objectif de ce projet est de comparer l’efficacité de produits portant un gène thérapeutique afin de sélectionner la forme la plus intéressantes en termes d’expression.
Bénéfices attendus
Dans ce projet, nous proposons de définir les meilleurs produits de thérapie génique, Les résultats pourraient permettre l’établissement de traitements de thérapie génique ayant une meilleure efficacité et une plus grande tolérance pour de futures applications chez l'Homme afin de traiter ces dystrophies musculaires qui n’ont pas de traitement à l’heure actuelle et qui sont très invalidantes voire léthales.
Procédures
Le traitement par transfert de gène se fait par injection intramusculaire une seule fois en moins de 5 minutes, Les prélèvements de sang se font au maximum une fois par semaine sur animaux sous anesthésie gazeuse de courte durée moins de 5 minutes. Une étude peut durer entre 15 et 60 jours maximum de ce fait un animal pourra être prélevé au maximum 10 fois. Cependant pour certains transferts de gène les animaux ne seront prélevés que toutes les 2 ou 3 semaines en fonction de la nécessité de suivre la réponse immunitaire. Selon nos expériences certains gènes provoquent peu de réponse immunitaire. Les prélèvements de sang ne se font pas le même jour que les injections afin de ne pas induire de douleur supplémentaire.
Impact sur les animaux
Les nuisances (douleur ou stress) attendues sur les animaux sont classées légères et sont liées en particulier à la nature des différents actes réalisés : douleur de piqûres pour administration d’anesthésique, d’intramusculaire pour injection du traitement par transfert de gène. Certains actes qui seraient susceptibles d’entrainer des douleurs sont réalisés sous anesthésie, la nuisance sera donc liée à l’acte d’anesthésie. Il y a une possibilité de sécheresse oculaire au cours des anesthésies. En ce qui concerne les modèles utilisés, même s’ils portent une anomalie génétique correspondant à une dystrophie musculaire progressive chez l’homme, ils présentent un phénotype moins important que les patients. Ils ne présentent donc pas de phénotype délétère à l’exception des modèles les plus sévères au stade avancé de la pathologie où l’on peut observer une scoliose ou une atrophie musculaire. Cependant, dans ce projet, nous utiliserons des animaux à des âges où aucune conséquence sur le comportement n’est observée. L’ensemble des animaux n’exprime donc pas de phénotype dommageable. Il n’y a pas de nuisances attendues dans ce projet par rapport à l’effet des traitements, qui sont tous de nature bénéfique et sont utilisés à des doses correspondant à la fenêtre thérapeutique.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin des procédures afin de réaliser le prélèvement des muscles et des organes. Les muscles permettront de mesurer l’efficacité d’expression alors que, les organes tels que le foie ou la rate permettent de vérifier l’absence de toxicité.
Remplacement
Des étapes de validation de vecteurs antérieures à cette procédure ont été faites in vitro. . Théoriquement, les méthodes alternatives à l’expérimentation animale peuvent être de différentes natures : méthodes in silico ou in vitro. Les approches in silico utilisées en alternative à l’expérimentation animale à ce jour permettent uniquement des modélisations physico-chimiques comme la relation entre structure et activité biologique d’une molécule ou des modélisations toxico-cinétiques d’élimination de molécules. Des modèles in silico qui pourraient permettre de modéliser numériquement les expériences proposées dans ce projet à partir d’un ensemble de données n’existent donc pas à ce jour. Les méthodes in vitro les plus utilisées aujourd’hui comme alternative en expérimentation animale sont basées sur l’utilisation de cultures cellulaires. Elles présentent l’avantage d’offrir la possibilité d’utiliser des cellules humaines avec les considérations éthiques correspondantes bien sûr. Il est possible de réaliser des cultures cellulaires ou des organoïdes pour les organes considérés avec, même une certaine complexité, comme en co-culture avec certaines cellules additionnelles. Cependant, ces modèles ne permettent pas d’aborder les questions posées dans ce projet qui doivent prendre en compte des paramètres tels que les interactions avec le système immunitaire.
Réduction
Nous utiliserons les mêmes animaux contrôles pour des expériences différentes chaque fois que possible. Un maximum d’analyses sera réalisé sur organes prélevés après la mort des animaux pour éviter des doublons de procédures expérimentales. Le nombre d’animaux utilisés par groupe est optimisé pour obtenir des résultats statistiquement significatifs.
Raffinement
Les animaux sont hébergés dans un environnement enrichi. Les animaux sont anesthésiés lorsque les procédures expérimentales sont jugées potentiellement douloureuses ou stressantes. Dans ce cas, les animaux reçoivent au préalable un traitement analgésique si nécessaire. Les prélèvements de sang sont effectués sous anesthésie de courte durée. Nous appliquons les points limites établis préalablement et utilisons les procédures d’euthanasies appropriées. Des mesures pour augmenter le confort des animaux sont également appliquées telles que l’utilisation d’une plaque thermostatée pour maintenir la température corporelle stable lors de la phase de réveil, ou l’application de gel oculaire pour éviter le dessèchement des tissus lors des anesthésies. L’euthanasie des animaux est programmée avant l’âge d’apparition de signes cliniques pour éviter les risques d’apparition de phénotype dommageable pour les lignées les plus sévères.
Choix des espèces
Pour ce projet, nous utiliserons les espèces souris car les modèles existants des pathologies étudiées sont sur ces espèces. Les animaux seront utilisés au stade adulte. A ce stade les animaux présentent une taille de muscle suffisamment importante pour injecter une quantité suffisante de vecteurs. Chez une souris plus jeune nous ne pourrions pas injecter une quantité de vecteur suffisante pour mesurer l’efficacité d’expression du gène médicament.
Validation d’un protocole de thérapie génique et essai pré-clinique dans un modèle murin pour une neuropathie fatale chez l’Homme
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
Une injection intraveineuse sous anesthésie générale, jusqu'à cinq prises de sang à la veine mandibulaire réparties sur douze mois, et cinq séries de cinq tests moteurs et sensitifs : les souris de ce projet portent la mutation d'une neuropathie mortelle et sans traitement chez l'être humain. 1 200 animaux vont être utilisés, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger pour la plupart et modéré pour 180 d'entre eux. Le porteur affirme que le phénotype de la lignée ne diffère pas du modèle sauvage pendant les douze mois d'expérimentation, tout en indiquant ailleurs que les défauts moteurs et sensoriels apparaissent dès trois mois aux tests comportementaux, ces mêmes tests servant à mesurer l'efficacité de la thérapie génique. Les anciens reproducteurs et les animaux au génotype non voulu sont tués, ceux du protocole sont tués pour prélever leurs organes, et une partie de la production part vers les autres projets de l'équipe en utilisation continue.
Objectifs
Ce projet concerne l'élevage d’une lignée de souris modèles d’une maladie neuromusculaire fatale chez l’Homme et pour laquelle il n’existe aujourd’hui aucun traitement, et le développement d’une thérapie génique pouvant constituer un traitement curatif pour cette pathologie. Cette maladie est provoquée par des mutations d’un gène, et cela entraine des troubles moteurs et sensoriels chez les patients dès l’enfance. La thérapie génique consiste donc à compenser le gène défectueux en important une copie du gène fonctionnelle dans l’organisme. Précédemment, nos collaborateurs ont développé un modèle souris qui reproduit pour la première fois les troubles moteurs et sensoriels retrouvés chez les patients. Nous avons élaboré une méthodologie avec ce modèle pour développer notre thérapie. L’objectif de cette étude est d’élever les animaux nécessaires pour pouvoir évaluer les bénéfices de ce protocole de thérapie génique grâce à un essai pré-clinique dans notre modèle sur une durée de 12 mois. Nous évaluerons ses bénéfices en évaluant le comportement et l’effet sur l’organisme de ces souris.
Bénéfices attendus
La validation de notre protocole et l’évaluation des bénéfices de notre thérapie génique chez la souris constituerait un premier pas vers une thérapie adaptable à l’Homme dans le cadre d’une maladie génétique rare (50 familles identifiées dans le monde). De plus, lors des analyses sanguines, nous aimerions pouvoir mettre en évidence des marqueurs sanguins de cette maladie. Ces marqueurs pourraient être utilisés également dans le cadre du diagnostic d’autres maladies neurodégénératives
Procédures
Les animaux auront un prélèvement d’un petit fragment de queue pour connaitre leur patrimoine génétique (1min par animal, une seule fois). Une partie des souris recevront une injection intraveineuse (durée : 5mn) sous anesthésie générale. Une partie des souris auront 5 prélèvements sanguins maximum répartis sur 12 mois (durée : 5mn) au niveau de la veine sous mandibulaire sous anesthésie générale. Ces mêmes animaux réaliseront 5 fois une série de tests comportementaux moteurs et sensitifs (5 tests comportementaux répartis sur 5 jours, durée : entre 30s et 15mn par test) entre 1 mois et 12 mois. Ces tests permettront d’évaluer les capacités motrices et sensorielles des animaux permettant de rendre compte de l’efficacité de l’approche thérapeutique. Les animaux seront euthanasiés par une méthode règlementaire à la fin de la procédure.
Impact sur les animaux
L’injection intraveineuse, et les prises de sang par la veine sous mandibulaire pourront induire un stress faible chez les animaux et un léger inconfort au site d’injection ou de prélèvement respectivement. Un risque d’hypothermie et d’arrêt respiratoire lors des anesthésies reste possible mais très rare. Les tests comportementaux pourront induire un stress variable chez les animaux allant de faible à modéré. Un phénotype dommageable est développé par les souris à partir de 15 mois ce qui n’aura pas d’impact ici sachant que les souris sont maintenues jusqu’à 12 mois au maximum. Les animaux pourront ressentir une légère et brève douleur lors du prélèvement de queue pour connaitre leur patrimoine génétique.
Devenir
les anciens reproducteurs et les animaux porteurs de genotypes non souhaités seront euthanasiés. Les animaux utilisés pour évaluer les bénéfices de la thérapie devront être euthanasiés pour le prélèvement d’organes post mortem pour l’analyse. Une partie des animaux produit sera en utilisation continue dans nos autres projets de recherche.
Remplacement
Le projet a pour but de valider un premier essai pré-clinique de thérapie génique pour une maladie neuromusculaire fatale et incurable chez l’Homme. Les modèles in vitro (cellules immortelles et neurones en culture) ont permis de mettre en évidence des effets au niveau moléculaire etcellulaire de cette approche. Cette approche thérapeutique nécessite d’être validée dans un organisme modèle de mammifère. Le tissu nerveux ne pouvant être accessible chez l’Homme et les essais thérapeutiques ne pouvant être testés directement chez l’Homme, il est essentiel de prouver l’efficacité de notre approche dans une étude pré-clinique chez la souris.
Réduction
Les expériences seront réalisées avec la volonté de réduire au maximum le nombre d’animaux par condition expérimentale tout en conservant un nombre suffisant de souris par lot pour pouvoir analyser nos résultats de façon statistique et ne pas avoir besoin de reconduire ce type de projet. Les accouplements seront contrôlés afin de générer que les animaux nécessaires pour le projet. Un total de 1200 animaux est prévu pour le projet.
Raffinement
Nos animaux seront hébergés dans une animalerie agréée avec un accès à l’eau et à la nourriture à volonté. Ils bénéficieront d’un enrichissement règlementaire. Le phénotype de notre modèle murin ne diffère pas du modèle sauvage durant le temps de l’expérimentation (12 mois maximum) permettant un hébergement en cage collective pour respecter leurs besoins sociaux. L’injection intraveineuse de notre thérapie génique est réalisée sous anesthésie générale avec un réveil post-anesthésie dans une cage chauffée, du gel ophtalmique est appliqué post-injection et mise en place d’une analgésie si besoin. Les prises de sang sont effectuées sous anesthésie générale avec réveil post-anesthésie dans une cage chauffée. L’organisation des tests comportementaux seront précédés d’une phase d’entrainement et une période de récupération d’au moins une demi-journée voire 1 jour entier est prévue afin de limiter au maximum le stress des animaux. Chaque animal sera surveillé de façon individuelle et de façon quotidienne. A chaque étape du projet, des points limites ont été établis et seront respectés pour soustraire l’animal à la souffrance.
Choix des espèces
Avec 98 pourcents d’identité protéique avec l’Homme, la souris constitue un modèle idéal pour reproduire les pathologies humaines afin de les étudier dans un contexte physiologique mais également de pouvoir tester et valider des approches thérapeutiques. L’étude de caractérisation du modèle utilisé dans ce projet a montré qu’il reproduit pour la première fois les désordres moteurs et sensoriels retrouvés chez les patients atteints de neuropathies à axones géants, justifiant son utilisation pour valider notre approche de thérapie génique. Les souris seront prélevées pour connaitre leur patrimoine génétique à l’âge de 7 à 10 jours. Notre projet utilisera le stade juvénile (1 mois) pour l’injection. En effet, les premiers symptômes se développant chez l’Homme à 2 ans, il est nécessaire de débuter la stratégie le plus tôt possible afin d’être le plus en amont possible afin de limiter au mieux les symptômes (1 mois) et de la poursuivre jusqu’au stade adulte (12 mois) pour valider notre protocole et évaluer ses bénéfices au niveau comportemental et histologique. Notre modèle murin présente des défauts moteurs et sensoriels (visibles uniquement au moment de tests comportementaux à partir de 3 mois). Un phénotype dommageable est développé par les souris à partir de 15 mois ce qui n’aura pas d’impact dans notre projet sachant que nos animaux seront maintenus jusqu’à 12 mois au maximum.
Utilisation systémique de cellules sanguines comme stratégie de délivrance d’une solution thérapeutique au muscle squelettique
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
Cinq jours d'injections quotidiennes pour vider leur moelle osseuse, une greffe de moelle par voie intraveineuse le sixième jour sous anesthésie, jusqu'à cinq prises de sang, et pour certaines une injection de cardiotoxine qui lèse un muscle de la patte : 815 souris vont être utilisées, 455 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère et 360 un niveau léger. Le porteur indique que la greffe échoue dans environ 20 % des cas, la souris cessant alors de produire des cellules sanguines, s'affaiblissant et montrant des signes d'anémie avant sa mise à mort. Les gestes se répètent sur deux à cinq mois. Toutes sont tuées pour prélever muscles, rate, poumons et moelle, les géniteurs à 30 semaines, les femelles non génitrices dès la naissance.
Objectifs
Les dysfonctions et faiblesses musculaires, causées par des maladies héréditaires, le cancer ou le vieillissement, comptent parmi les problèmes de santé publique les plus dévastateurs. Un obstacle majeur au développement de thérapies musculaires est de parvenir à̀ délivrer les molécules thérapeutiques aux muscles, qui sont repartis dans tout l'organisme. Il est essentiel qu'un traitement puisse cibler efficacement tous les muscles affectés. Ce projet vise à̀ développer une nouvelle stratégie de délivrance musculaire, basée sur l'utilisation de cellules immunitaires modifiées pour fusionner à ces cellules musculaires. En effet, les cellules immunitaires ont la capacité naturelle d’atteindre tous les tissus de l’organisme, et dans la plupart des maladies musculaires, on observe une infiltration importante de cellules immunitaires au niveau des muscles. Ce projet utilise donc la capacité des cellules immunitaires à atteindre tous les muscles de l’organisme. En modifiant ces cellules pour les rendre capables de fusionner avec les cellules musculaires, nous cherchons à̀ générer un outil de délivrance qui puisse délivrer des traitements thérapeutiques aux muscles blessés. Cette approche est testée chez la souris, dans la lignée naturelle puis dans le modèle de myopathie de Duchenne, pour apporter une preuve de concept. Les cellules immunitaires modifiées sont administrées par une greffe de moelle osseuse, afin que tous les types cellulaires sanguins soient porteurs de cet outil thérapeutique de manière durable. Ceci permettra d’analyser la stratégie globale et d’identifier plus précisément quel type de cellules immunitaires sont importantes dans ce processus. Le projet permet de tester la capacité de fusion des cellules du sang génétiquement modifiées avec les fibres musculaires dans un contexte inflammatoire aigu (lésion) ainsi que dans un contexte inflammatoire chronique (modèle de myopathie). Il est important d'évaluer la fusion dans les deux contextes car il est bien documenté que les acteurs inflammatoires présents lors de la régénération musculaire, et la signature qui les accompagne, sont différents entre inflammation aigüe et chronique. On pourra ensuite utiliser cet outil dans le contexte thérapeutique en ajoutant une solution thérapeutique dans les cellules du sang afin qu’elle soit délivrée aux muscles dystrophiques.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de déterminer si l’utilisation du système immunitaire en tant que système de délivrance aux muscles squelettiques est une piste clinique pertinente. En effet, l’enjeu majeur est aujourd’hui la délivrance systémique des outils pour atteindre tous les muscles squelettiques afin les soigner. Nous pourrons montrer, non seulement la pertinence de cet outil in vivo pour une pathologie type dystrophie musculaire, la dystrophie de Duchenne, mais aussi ouvrir la voie pour d’autres dystrophies en adaptant la solution thérapeutique contenue dans le vecteur (les cellules du sang). Ce projet permettra aussi de comprendre plus précisément comment les différents types de cellules immunitaires thérapeutiques participent à la régénération en condition d’inflammation aigue (lésion) ou chronique (modèle de la myopathie de Duchenne), pour préciser les mécanismes de cette stratégie thérapeutique.
Procédures
Afin de réaliser la préparation des animaux pour la greffe de cellules souche de moelle osseuse, des injections auront lieu 1 fois par jour sur une durée de 5 jours sur animaux vigiles avec une contention maximum de 1 minute. Le sixième jour, la greffe de moelle est réalisée en injection intraveineuse sous anesthésie gazeuse (injection en 2 minutes, temps total d’anesthésie 10 minutes maximum avec endormissement) et anesthésie locale (gouttes anesthésiantes préalablement administrées). Par la suite, la prise de greffe est contrôlée par prélèvement sanguin sous anesthésie: 1 à 5 fois par individu dépendamment des procédures, en respectant le maximum de prélèvement de 7,5% du volume sanguin 1 fois par semaine maximum (durée totale maximum d’anesthésie 10 min avec endormissement). Deux procédures incluent l’injection d'une molécule provoquant une lésion musculaire et déclenchant la régénération musculaire. Cette injection est réalisée sous anesthésie gazeuse (injection en 30 secondes, temps total d'anésthésie 10 minutes maximum avec endormissement) avec administration préalable d’analgésique.
Impact sur les animaux
Les animaux peuvent présenter des signes de stress liés à leur manipulation lors des expérimentations et des pesées. Les procédures sont classées sévères de par la répétition des gestes expérimentaux sur une durée maximale de 2 ou 5 mois et la douleur que peut ressentir l’animal. Les souris peuvent présenter : - une sensibilité́ de la peau au niveau des zones d’injection pendant une durée de 5 jours. - une douleur de légère à modérée au niveau de l’œil pour une durée de 5 min minimisée par antalgique et anesthésique. - une perte de poids pendant 15 jours. - une douleur légère après la lésion musculaire au niveau de la patte minimisée par antalgique et une boiterie légère (quelques heures) du fait de la perte de volume musculaire localisée. L’utilisation d’un protocole de déplétion de moelle puis de greffe de moelle afin de reconstituer un système hématopoïétique « thérapeutique » comporte le risque que la greffe ne prenne pas. Ainsi parfois les cellules souches injectées ne parviennent pas à coloniser la niche et la souris ne produira plus de cellules sanguines nécessaires à sa survie (environ 20% des cas). Dans ce cas, l’animal s’affaiblit et montre des signes d’anémie par manque de globules rouges. Il est alors mis à mort dès la détection des points limite (suivi quotidien). Durant la période de reconstitution du système sanguin, le système immunitaire est affaibli, les souris sont donc manipulées en conditions stériles ainsi que nourries avec de la nourriture stérile afin d’éviter toute contamination. Le phénotype de la lignée génétiquement modifiée (modèle de la myopathie de Duchenne), n’induit pas de douleurs ni signes cliniques à l'âge choisi pour ce projet. Des difficultés de locomotion ou une gêne cardio-respiratoire peuvent apparaitre vers environ 18 mois après épuisement des capacités de régénération musculaire à cause des cycles de régénération musculaire réguliers dûs au phénotype (inflammation chronique). La lignée doit régulièrement être recroisée avec des souris de type naturel afin d’éviter la consanguinité. Il faudra alors réaliser des biopsies (queue) et identification par tatouage pour retrouver des couples homozygotes après les croisements.
Devenir
Pour chacune des procédures, on réalise des analyses histologiques des muscles concernés. Cela nécessite donc des prélèvements de muscles post mortem. On prélèvera également des organes impliqués dans le système immunitaire tels que la rate, les poumons, la moelle osseuse pour des analyses histologiques du devenir des cellules du système sanguin. Pour le maintien de lignée ainsi que la production, les géniteurs seront mis à mort post production ou dès qu’ils atteindront 30 semaines. Les femelles non génitrices seront mises à mort à la naissance et/ou pourront servir à d’autres équipes pour des prélèvements.
Remplacement
Une preuve de principe validant la stratégie a déjà été obtenue in vitro, et les constructions génétiques thérapeutiques sont toutes validées in vitro au préalable. Les validations comprennent : la validation de l’expression des gènes d’intérêt par les constructions dans un modèle hétérologue in vitro, l’infectiosité des lentivirus sur les cellules souches hématopoïétiques, l’expression par les promoteurs dans celles-ci, et enfin la viabilité des cellules souches lors de l’induction des gènes d’intérêts. Le projet vise maintenant à déterminer si une délivrance systémique de cellules sanguines modifiées peut permettre de cibler les muscles, ce qui doit nécessairement être réalisé in vivo chez l’animal. L’organisme de la souris pourra permettre de comprendre l’influence du micro-environnement de la lésion musculaire et l’implication des cellules en périphérie des muscles sur notre modèle thérapeutique.
Réduction
Pour les étapes impliquant la cardiotoxine, l’étude de la régénération musculaire se fait en comparant le muscle lésé, et celui en contralatéral, témoin. Cela permet de réduire le nombre de souris utilisées. Le calcul du nombre d’animaux par procédure s’appuie sur des analyses statistiques qui nous permettent d’avoir des résultats statistiquement significatifs. Par ailleurs, tout animal mis à mort peut être utilisé pour obtenir d'autres tissus pour d’autres projets de l’équipe ou de l’institut. En particulier les femelles produites lors de la formation des lots de souris modèle de la myopathie de Duchenne mâles mais non utilisées dans ce projet pourront être partagées avec des équipes de l’institut ne possédant pas de colonie.
Raffinement
Les protocoles choisis en priorité sont ceux qui limitent la douleur et l’inconfort de l’animal. Des analgésiques et des anesthésiants sont utilisés pour réduire au maximum la douleur et le stress de l’animal. Les manipulations pour les pesées seront effectuées avec l'utilisation de tunnel ou de préhension douce sur la main. Les premières étapes de ce projet permettront de préciser les conditions expérimentales de protocole (voie d’administration) afin de raffiner la méthode pour les étapes suivantes. Des enrichissements et de la nourriture stériles sont utilisés afin de réduire les risques notamment lors de la phase immunodéficiente. En particulier, une alimentation enrichie (graine de tournesol, gels) sera fournie aux animaux pour encourager la prise de poids. Des antibiotiques peuvent être administrés en cas d'infection sur consultation du vétérinaire référent. Une attention particulière pour des signes de douleur est portée aux animaux dans les deux jours qui suivent l’injection de cardiotoxine, ou dans les deux semaines qui suivent la greffe de moelle, afin de veiller aux points limites décrits. La lésion musculaire à la cardiotoxine est communément utilisée et est administrée en même temps qu’un antidouleur afin d’assurer le bien-être animal. Une régénération totale du muscle est attendue en deux semaines. Les animaux modèles de myopathie participeront au protocole avant l'apparition de signes cliniques liés à la maladie. Les prises de sang hebdomadaires seront réalisées conformément au respect des volumes sanguins : maximum 7,5% du volume sanguin total sera prélevé et une semaine de délai sera respectée pour la reconstitution du sang. Par exemple, pour une souris le volume sanguin total est en moyenne de 70-80 mL/kg soit une souris de 25g : vol sanguin 1,75 mL : vol prélevé max 131 µL. Le plan d’expérience a été assisté grâce à l’outil EDA (https://eda.nc3rs.org.uk) proposé par le nc3r.
Choix des espèces
Ce projet permet de tester l’efficacité de la stratégie de diffusion à l’échelle systémique de la solution thérapeutique. Il n’existe actuellement aucun moyen de reproduire cela in vitro, d’où l’utilisation de modèles animaux. La souris est couramment utilisée dans le domaine de l’immunologie pour des expériences de greffe de moelle osseuse et les protocoles associés à cette technique sont hautement normalisés. Le protocole suivi pour la préparation des cellules greffées est au plus proche de ce qui est actuellement utilisé en clinique. De plus, le modèle murin dystrophique sert couramment de modèle de dystrophie musculaire dans des études précliniques. En effet, les souris ont une organisation musculaire squelettique très similaire à celle de l’Homme . On dispose donc chez la souris de tous les éléments permettant de tester notre stratégie : des modèles de la myopathie de Duchenne et des techniques essentielles (greffe de moelle osseuse, modification de gènes, etc.). Les souris de type naturel seront utilisées entre 8 et 10 semaines en début de procédure. Tout d’abord, le développement musculaire chez la souris se termine vers 5 semaines. De plus, la déplétion de moëlle ne se réalise usuellement pas avant 8 semaines de vie minimum. Malgré leur utilisation en tant que modèle de maladie, les souris modèle de la myopathie de Duchenne se comportent normalement, elles peuvent commencer à avoir un phénotype dommageable aux alentours de leurs 18 mois. Les animaux géniteurs ou utilisés pour les procédures sont mis à mort au plus tard à 30 semaines. Cependant les animaux seront utilisés entre leurs 2 et 6 mois, période durant laquelle la régénération musculaire est la plus intense et bien avant l'épuisement des capacités de régénération, et donc une éventuelle apparition de signes cliniques . Pour les géniteurs ils seront gardés 30 semaines au maximum pour s’assurer de bonnes capacités de reproduction.
Décryptage des mécanismes moléculaires déclenchés par la sur-expression d’un facteur de croissance dans un modèle murin de dystrophie musculaire de Duchenne
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
Quatre injections dans le muscle à sept jours de vie, sous anesthésie, puis pour une partie des souris une mesure de l'activité électrique du nerf de trente minutes et une mesure de contractilité musculaire de vingt-cinq minutes. 812 souris vont être utilisées, 584 porteuses de la dystrophie musculaire de Duchenne et 228 témoins, toutes tuées à l'issue pour les prélèvements. Le porteur décrit chez les souris malades de l'anxiété, une crise inflammatoire de trois semaines, une faiblesse musculaire à deux mois, un pelage terne et le dos vouté à trois mois, une atteinte de l'audition à cinq mois, et déclare pourtant 776 de ces 812 animaux en niveau de souffrance légère. Le facteur de croissance testé pourrait, à long terme, compléter les thérapies géniques en cours de développement chez les patients.
Objectifs
La dystrophie musculaire de Duchenne (DMD) est une maladie génétique à transmission récessive liée au chromosome X due à l’absence de la protéine dystrophine. Cette maladie entraîne une dégénérescence de l’ensemble des muscles (squelettique, cardiaque ou lisse), une inflammation, de la fibrose et une perte de masse et de force musculaire. Il n’existe pas à ce jour de traitement pour la DMD mais des stratégies de thérapie génique prometteuses sont en cours d’évaluation dans des essais cliniques. Parmi les approches de thérapie génique, la restauration de la protéine dystrophine est la plus prometteuse. Néanmoins, nous savons aujourd’hui que la restauration de dystrophine devra s’accompagner d’une stratégie permettant un meilleur maintien de l’intégrité musculaire. En effet, chez les patients DMD, les fibres dépourvues de dystrophine se cassent et dégénèrent. La force musculaire diminue et le tissu musculaire laisse la place aux tissus conjonctif et graisseux. Les stratégies thérapeutiques sont confrontées à des limites comme la dégénérescence des fibres musculaires dystrophiques et la perte du bénéfice thérapeutique. Dans cette optique, nous envisageons de poursuivre nos investigations sur les mécanismes moléculaires mis en jeu suite à l’injection d’un facteur de croissance qui possède un réel potentiel thérapeutique en améliorant l’intégrité du muscle dystrophique.
Bénéfices attendus
Nous attendons, comme bénéfices à court terme, une amélioration du phénotype dystrophique lorsque les souris sont traitées avec le facteur de croissance d’intérêt. A long terme, cette molécule pourrait être utilisable chez le patient atteint de dystrophie musculaire de Duchenne en complément des outils de thérapie génique en cours de développement.
Procédures
Les animaux seront soumis à plusieurs types d'interventions telles que : 1/ Quatre injections intramusculaires (10 minutes) effectuées sous anesthésie et analgésie à un stade précoce suivies d’une euthanasie par une méthode réglementaire afin de réaliser les différents prélèvements nécessaires aux analyses. 2/ Quatre injections intramusculaires (10 minutes) effectuées sous anesthésie et analgésie à un stade précoce (10 minutes) associés à deux injections intrapéritonéales sur animal vigile espacées de 24h (1 minute/injection) suivi d’une euthanasie par une méthode réglementaire afin de réaliser les différents prélèvements nécessaires aux analyses. 3/ Quatre injections intramusculaires (10 minutes) effectuées sous anesthésie et analgésie à un stade précoce suivies d’une mesure ayant pour but de mesurer l'activité électrique des nerfs et des muscles effectuée sous anesthésie et analgésique (30 minutes) et enfin une mesure de la contractilité musculaire sous anesthésie et analgésie (25 minutes) après laquelle les animaux seront euthanasiés par une méthode réglementaire afin de réaliser les différents prélèvements nécessaires aux analyses.
Impact sur les animaux
La souris mdx présente un phénotype dommageable pouvant s'expliquer par un phénotype anxieux, l'apparition d'une crise inflammatoire d'une durée de 3 semaines à 3 semaines de vie et d'une faiblesse musculaire à 2 mois de vie. Certains animaux peuvent avoir un pelage terne et le dos vouté à partir de 3 mois de vie et des problèmes d'audition à partir de 5 mois de vie. Lors du transport entre l'animalerie fournisseur et notre animalerie et à l’arrivée dans leur nouvel environnement, les animaux pourront subir un stress dû aux mouvements des cages de transport, lors de leur transfert dans leur nouvelle cage, pendant les premiers jours après leur arrivée et si l’alimentation n’est pas identique. Au moment des injections intramusculaires et des procédures d’analyse fonctionnelle, les animaux subissent un stress lorsqu’ils sont placés dans la cage à induction pour l’anesthésie gazeuse et une douleur/inconfort équivalent à l'introduction d'une aiguille lors des injections en intrapéritonéal. Suite à l’injection intramusculaire, une gêne et/ou une anomalie au niveau du site d’injection pourrait éventuellement apparaître. De même, lors de la procédure permettant la mesure de l'influx nerveux, des électrodes sont placées en sous-cutané dans le tibialis anterieur, ce qui peut induire une gêne au réveil de l’animal. Au cours de l’anesthésie profonde, les animaux pourraient être victimes d’hypothermie ou d’arrêt cardio-respiratoire suite à l’administration de l’anesthésie.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin des procédures pour récupérer les prélèvements nécessaires aux analyses prévues. Les géniteurs seront euthanasiés après 8 mois de vie ou après la génération de 4 portées pour les femelles.
Remplacement
Le but de notre projet est l’identification d’une possible stratégie thérapeutique pour le maintien de l’intégrité musculaire dans le muscle dystrophique. L’utilisation d’un modèle murin de la dystrophie musculaire de Duchenne est indispensable car les modèles in vitro ne peuvent rendent compte de la dégénerescence progressive observée au cours de cette maladie. Ce modèle est celui qui est signalé dans les directives pour l'étude de la dystrophie musculaire de Duchenne. Il s'agit du modèle le plus approprié car il est bien caractérisé, avec un phénotype connu et avec beaucoup de littérature à l'appui. La finalité de cette étude est de développer des stratégies thérapeutiques, ce qui ne peut se faire que sur un modèle animal. Néanmoins, autant que possible et si la question posée peut être résolue ainsi, des expériences in vitro avec des lignées cellulaires seront réalisées pour limiter au maximum le recours à l'utilisation de souris.
Réduction
Les processus expérimentaux seront conçus de façon à utiliser un nombre de souris limité. Pour tous les groupes expérimentaux et toutes les méthodes d'analyse, 5 à 8 animaux est un nombre d'échantillons minimum pour obtenir des résultats statistiquement analysables. Néanmoins, considérant une forte hétérogénéité chez les souris dystrophiques, des groupes de 6 à 12 souris par condition seront nécessaires pour permettre une analyse statistique fiable, pour éviter que la variabilité des paramètres de mesures in vivo puisse empêcher la bonne exploitation des résultats. Les protocoles seront rigoureusement élaborés et réfléchis en avance pour que l’expérience soit interprétable et pour éviter de les répéter. Au total, nous prévoyons d'utiliser 812 animaux (584 souris dystrophiques et 228 souris contrôles). La taille des effectifs sera établie grâce à un calcul de puissance et nous procéderons à des tests statistiques pour une interprétation fiable des résultats.
Raffinement
Nous respecterons une période d’acclimatation de 2 semaines pour les animaux sauvages provenant d’un éleveur extérieur. Les conditions d’hébergement et l’enrichissement du milieu sont gérés par l’animalerie. Elles consistent en un contrôle quotidien des cages, un changement régulier, un nombre réduit d’animaux par cage (5 maximum) et pas d’animaux isolés. Le changement des cages se fait sous hotte aspirante et les cages possèdent des filtres. L’enrichissement du milieu consiste en l’ajout de laine de bois afin que les souris puissent faire un nid ainsi que de lanières de papier Kraft et de tunnels de carton dans les cages d'accouplement. Enfin, si nécessaire, la nourriture pourra être mise à disposition sur le plancher de la cage. Pour limiter la souffrance et l'angoisse, les procédures qui le nécessiteront seront réalisées sous anesthésie et sous analgésiques. Au cours des différentes procédures, la température des souris est maintenue constante à l’aide d’une plate-forme chauffante thermorégulée à 37 degrés. Les animaux seront ensuite suivis quotidiennement afin de relever le moindre signe de souffrance. Nous mettrons en place des points limites adaptés, suffisamment prédictifs et précoces pour permettre de limiter la douleur à son minimum. Nous procèderons à l’euthanasie compassionnelle de l'animal avant qu'il ne souffre. Le suivi des animaux sera conduit par un personnel autorisé et compétent pour reconnaître, quantifier et atténuer ou supprimer les signes de douleur ressentie chez les animaux.
Choix des espèces
Le but de notre projet est la caractérisation de nouvelles voies moléculaires et l’identification de cibles thérapeutiques potentielles pour le maintien de la masse musculaire du muscle dystrophique. La souris présente l’avantage de permettre des études moléculaires et fonctionnelles du muscle squelettique. Le modèle de souris dystrophique utilisé est celui qui est signalé dans les directives pour l'étude de la dystrophie musculaire de Duchenne. Ce modèle est le plus approprié car il est bien caractérisé, avec un phénotype connu et avec beaucoup de littérature à l'appui. Nous utiliserons des souris âgées de 7 jours car nous souhaitons étudier l’impact de la sur-expression de notre facteur de croissance d'intérêt sur le processus de nécrose régénération qui a lieu à 4 semaines de vie. Et nous utiliserons des géniteurs âgés de 2 à 8 mois.
Thérapie génique par transfert viral du gène ASAH1 chez un modèle murin du deficit en céramidase acide
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système nerveux
Nées avec une mutation qui bloque la dégradation du céramide, les souris de ce projet ont une espérance de vie de 100 jours et développent dès trois semaines un retard de croissance, un gonflement du foie et de la rate et une faiblesse musculaire qui leur rend l'accès à la nourriture difficile. 1 456 souris vont être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré, pour tester des vecteurs viraux censés apporter une copie fonctionnelle du gène ASAH1. Chaque mois, elles subissent un prélèvement sanguin sous anesthésie au sinus rétro-orbital ou à la mandibule, une mesure de conduction nerveuse de vingt minutes et une heure trente d'observation de leur activité, avant un prélèvement terminal de muscles et une perfusion de fixateur par le flux sanguin. Les souris qui héritent de la mutation partent toutes en expérimentation puis sont tuées, celles qui n'en héritent pas sont mises à la reproduction pour entretenir l'élevage ou tuées faute d'usage.
Objectifs
La maladie de Farber et l’amyotrophie spinale associée à une forme d’épilepsie progressive myoclonique (SMA-PME) sont deux maladies génétiques rares causés par des mutations dans le gène ASAH1. Ce gène produit une enzyme appelée céramidase acide, qui décompose une substance appelée céramide dans les cellules. Lorsque ce gène est défectueux, l'enzyme ne fonctionne pas correctement, entraînant une accumulation toxique de céramide dans les cellules. Ces maladies affectent principalement le système nerveux et d'autres tissus du corps. Actuellement, il n'existe aucun traitement curatif pour ces maladies. Notre projet vise à développer une thérapie génique pour traiter le déficit en céramidase acide. Pour cela, nous utilisons de virus modifiés appelées AAV comme transporteurs pour introduire une version correcte du gène ASAH1 dans les cellules des patients. Nous avons testé cette thérapie chez des souris modèles représentant la maladie de Farber. Deux méthodes d'injection ont été explorées : l'injection dans tout le corps et l'injection directement dans le cerveau. Les deux méthodes ont montré une amélioration de la survie des souris et une correction des symptômes de la maladie. Cependant, l'utilisation de ce vecteur à des fortes doses peut provoquer des altérations dans certains tissus après injection dans tout le corps. Par conséquence, l'objectif actuel de notre projet est de tester de nouveaux virus AAV qui ciblent plus efficacement les cellules malades. Cela nous permettrait de réduire la dose nécessaire pour obtenir un effet thérapeutique après injection dans tous les corps, minimisant ainsi les risques d'inflammation. Enfin, pour l’injection directe dans le cerveau il est important de confirmer si une telle méthode d’administration pourrait représenter une stratégie efficace pour traiter les formes du déficit en céramidase acide qui affectent principalement le système nerveux central et, secondairement, les autres organes.
Bénéfices attendus
Cette étude permettra d’identifier de nouveaux candidats médicaments et d’investiguer sur des défauts tissulaires dû à la maladie pour à terme apporter une solution thérapeutique adaptée aux patients qui aujourd’hui n’existe pas. D’abord nous allons investiguer sur la présence ou non d’une atteinte au niveau de la barrière hémato-encéphalique. Si cette hypothèse se révèle correcte, nous en tiendrons compte pour ajuster la conception des thérapies, y compris le choix du vecteur et la dose, afin de favoriser une distribution optimale du traitement. Par la suite, nous espérons choisir un vecteur AAV qui cible mieux les cellules affectées par la maladie. Cela nous permettrait d'utiliser une dose plus faible pour obtenir une correction complète, réduisant ainsi les coûts de production du produit et les effets secondaires liés aux doses élevées, comme observé lors des études précédentes. Enfin, nous aurons une vue plus claire sur l'efficacité de l'injection directe dans le cerveau comme méthode d’administration pour traiter les formes de déficit en céramidase acide qui affectent principalement le système nerveux central et, secondairement, les autres organes.
Procédures
Le prélèvement d’un petit bout de queue (2/5 mm) sera effectué sur des souris à la naissance ou à 15 jours de vie (5sec). L’administration des vecteurs AAV sera réalisé par voie intraveineux (15sec si volume ≤100 µL/20g; jusqu’à 1min si volume ≤ 250µL/20g) et par voie intra-cérébro-ventriculaire (ICV) (15sec). Afin d’évaluer l’efficacité du traitement lors des études, des tests fonctionnels pourront être réalisés chez des animaux vigiles : évaluation de leur activité tous les mois pendant 1h30 et analyse de leur force musculaire toutes les semaines pendant 10min. La force spécifique d’un muscle sera étudié chez d’autres animaux anesthésiés pendant 1h15 par animal une seule fois lors de l’étude. L’analyse de la transmission électrique entre les nerfs et les muscles sera réalisée chez des animaux anesthésiés pendant 20min tous les mois lors de l’étude. Chaque mois afin d’évaluer l’efficacité thérapeutique, tous les animaux seront anesthésiés pendant moins de 5min pour réaliser un prélèvement de sanguin. En fin d’étude, des prélèvements de muscles (5min) ainsi que l’injection d’un fixateur par perfusion via le flux sanguin (5min) seront réalisés sous anesthésie générale et sans réveil pour l’animal.
Impact sur les animaux
La mutation dans le gène Asah1 chez la souris entraîne une accumulation toxique de céramide dans plusieurs organes de l’animale en accord avec les manifestations cliniques aussi décrites chez l’homme. Les animaux ont une espérance de vie de 100 jours, avec des symptômes apparaissant dès 3 semaines de vie : retard de croissance, gonflement du foie et de la rate, et faiblesse musculaire généralisée, rendant les déplacements et l'accès à la nourriture difficiles. Le test d'échappement peut causer une légère nuisance avec un pincement de la queue, provoquant rarement un léger saignement. Les injections et les prélèvements sanguins peuvent occasionner une douleur légère liée à la piqûre.
Devenir
Certaines souris issues des croisements mais ne présentant pas de pathologie seront utilisées pour les accouplements nécessaires au maintien et à l'amplification de l'élevage. Les animaux issus des croisements mais ne présentant pas de pathologie et non nécessaires au maintien et à l'amplification de l'élevage seront euthanasiées. Toutes les souris présentant le phénotype pathologique seront incluses dans les procédures expérimentales et seront euthanasiées à la fin de la procédure expérimentale ou en cours de procédure si leur état de santé le nécessite.
Remplacement
Le modèle murin utilisé dans ce projet est le premier modèle pertinent publié dans la littérature qui récapitule les symptômes retrouvés chez les patients affectés par la maladie de Farber. Des modèles in vitro 2D existent, mais ils ne permettent pas d’étudier certains défauts majeurs de la pathologie, tels que l'infiltration de cellules immunitaires dans les organes cibles de la maladie. Les modèles in vitro 3D (ou organoïdes) ne possèdent pas à ce jour toutes les structures anatomiques spécifiques de chaque organe. De plus, on ne peut pas reproduire exactement la biodistribution du vecteur après administration dans le corps entier, ce qui limiterait les informations collectées pendant les études pour la transposabilité des résultats vers des études précliniques. Les modèles animaux sont donc nécessaires pour cette étude.
Réduction
Le nombre minimal d’animaux nécessaires pour chaque étape de ce projet a été déterminé à l’aide de calculs statistiques. Cela permet d’observer les différences entre les animaux sains et malades concernant la barrière hémato-encéphalique, d’étudier le potentiel thérapeutique de chaque vecteur testé et de maintenir les lignées tout au long du projet.
Raffinement
Les animaux seront hébergés tout au long de l’étude dans des cages enrichies avec du coton et de bâtons à ronger dans un environnement exempt d’organismes pathogènes. Concernant les souris porteuses de la mutation pour le gène Asah1, des observations attentives et des mesures de poids seront effectuées 2 fois par semaine, en plus de l’observation quotidienne des animaux. De plus, un aliment hydratant et nourrissant sera de plus placé au sol dans la cage pour faciliter l’accès à la nourriture des souris malades. Afin de réduire la souffrance et le stress de ces animaux, des points limites ont été établis pour chaque procédure et manipulation. En cours du suivi du traitement, pour prévenir la douleur provoquée par le prélèvement sanguin par voie mandibulaire ou rétro-orbitale, les animaux seront anesthésiés par voie gazeuse et le prélèvement sera au maximum du 10% de volume sanguin total de la souris. La méthode de prélèvement sanguin sera adaptée et réalisée au sinus rétro-orbital dans le cas où un processus de cicatrisation serait en cours (présence de croute, hématome, rougeur ou gonflement). L’œil sur lequel le prélèvement est effectué sera noté sur la fiche de suivi de l’animal afin de privilégier l’autre côté pour un prélèvement le mois suivant. Raffinement pour analyses fonctionnelles et prélèvement des muscles : afin de réaliser une mesure de force musculaire, l’animal recevra une injection d’analgésique en sous-cutanée, ce qui permettra de soulager les douleurs intenses éventuelles, et sera anesthésié par voie intrapéritonéale. L’animal sera également disposé sur un support chauffant tout au long de l’anesthésie.
Choix des espèces
Pour évaluer des stratégies thérapeutiques contre le déficit en céramidase acide, le modèle murin porteur d’une mutation dans le gène Asah1 a été choisi car il reproduit très fidèlement les symptômes de la maladie observées chez l’homme. Pour générer les animaux nécessaires à l’étude, les souris seront mises en reproduction entre l’âge de 8 semaines et 6 mois. Afin d’investiguer un défaut de la perméabilité de la barrière hémato-encéphalique, les animaux contrôles et malades seront injectés à l’âge de 7 semaines et euthanasiés 8 jours après le traitement. À ce stade, la pathologie est suffisamment avancée pour déterminer si une altération existe et pour étudier les conséquences à court terme sur la capacité du vecteur à atteindre les régions touchées par la maladie. Lors de l’étude visant à identifier la combinaison vecteur-dose la plus efficace après injection via la veine de la queue, les souris seront traitées à l’âge de 7 semaines. Pour évaluer si l’injection directement dans le cerveau de vecteurs sélectionnés peut prévenir l’état inflammatoire dans le système nerveux central ainsi qu’au niveau des tissus périphériques pour les formes les plus sévères et précoces de la maladie, les animaux seront traités le jour de leur naissance.
Évaluation de la sécurité de produits de thérapie génique optimisés dans des modèles de rats
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
Le rat est retenu parce que son cœur réagit plus vite que celui de la souris à une modification de l'expression génique, ce qui rend une atteinte cardiaque plus lisible. 160 rats sains vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Ils reçoivent en une seule injection dans la veine de la queue des doses de vecteurs de thérapie génique montant jusqu'à dix fois la dose minimale efficace, pour chercher la dose maximale sans effet délétère, puis subissent des prélèvements sanguins hebdomadaires sous anesthésie gazeuse et une échocardiographie de vingt minutes. Tous sont tués en fin de protocole pour prélever les organes, le porteur ayant écarté les modèles pathologiques au motif que des signes de maladie pourraient masquer la toxicité recherchée.
Objectifs
Les dystrophies musculaires sont un ensemble de pathologies invalidantes présentant des atteintes fonctionnelles (réduction de la force musculaire, avec parfois atteinte cardiaque ou respiratoire, …) pour lesquelles il n’existe pas de traitement. Une option thérapeutique possible est la thérapie génique, qui consiste à apporter dans les cellules une copie normale du gène déficient en utilisant en particulier des vecteurs viraux dérivés du virus associés à l’Adenovirus (AAV). La thérapie génique clinique a connu un succès significatif ces dernières années. Cependant, le muscle squelettique représentant environ 40% de la masse corporelle, les doses thérapeutiques nécessaires sont extrêmement élevées. Des effets adverses allant jusqu’au décès ont pu être observés dans de récents essais cliniques. Par conséquent, il y a un grand intérêt à définir des stratégies permettant une efficacité aux doses les plus faibles possibles. Des travaux du laboratoire ont permis d’identifier de nouveaux AAV qui sont dix fois plus efficace pour transférer un gène dans le muscle. L’objectif de ce projet est d’évaluer la sécurité de produits de thérapie génique composés de ces nouveaux vecteurs en testant des doses allant jusqu’à au moins 10X la dose minimale efficace définie au préalable dans des modèles pathologiques, afin de déterminer la dose maximale sans effet délétère. Ce projet utilisera des rats de phénotype sauvage (non génétiquement altérés). En effet, il a été montré que cette espèce présente une sensibilité particulière à la modification de l’expression génique au niveau cardiaque. Le cœur étant un organe vital et susceptible d’être affecté par un transfert de gène, l’utilisation de cette espèce dans ce projet représente un contexte sensible pour l’évaluation de la sécurité des produits. De plus, il est à noter que des animaux normaux seront utilisés et non pas des modèles afin de pouvoir également révéler éventuellement des anomalies sans être confondus par des signes pathologiques.
Bénéfices attendus
Dans ce projet, nous proposons de définir les meilleurs produits de thérapie génique, en particulier à partir de vecteurs viraux de nouvelle génération ayant un tropisme amélioré pour le muscle. Les résultats permettront l’établissement de traitements de thérapie génique ayant une meilleure efficacité et une plus grande tolérance pour de futures applications chez l'homme afin de traiter ces dystrophies musculaires qui n’ont pas de traitement à l’heure actuelle et qui sont très invalidantes et parfois léthales.
Procédures
Le traitement par transfert de gène se fait par injection intraveineuse en une seule fois en moins de 5 minutes, sur animaux vigiles avec injection dans la veine caudale. Les prélèvements de sang se font au maximum une fois par semaine sur animaux sous anesthésie gazeuse de courte durée moins de 5 minutes. Les prélèvements de sang ne se font pas le même jour que les injections afin de ne pas induire de douleur supplémentaire. Pour l’évaluation de la fonction cardiaque, les animaux sont soumis à une échocardiographie en fin de protocole. Les animaux sont anesthésiés et maintenus dans cet état tout au long de l’examen d’une durée de 20 minutes.
Impact sur les animaux
Les nuisances (douleur ou stress) attendues sur les animaux sont liées en particulier à la nature des différents actes réalisés : douleur de piqûres pour administration d’anesthésique, ou d’intraveineuse pour injection du traitement par transfert de gène. Certains actes qui seraient susceptibles d’entrainer des douleurs sont réalisés sous anesthésie gazeuse, la nuisance sera donc liée à l’acte d’anesthésie. Il y a une possibilité de sécheresse oculaire au cours des anesthésies.
Devenir
Tous les animaux seront euthanasiés à la fin des procédures afin de réaliser le prélèvement des organes.
Remplacement
Les vecteurs de thérapie génique utilisés dans ce projet ont fait l’objet d’un ensemble d’études préalables qui ont conduit à leur sélection. La première étape de ces études a été réalisée in vitro sur des cultures cellulaires musculaires humaines afin de valider leur efficacité. Ce projet représente une des étapes finales de la validation de l’intérêt de ces vecteurs pour la thérapie humaine qui consiste à évaluer le niveau de dose maximale sans effet délétère sur l’animal et ses organes. Il n’existe pas de modèles autres que les animaux pour le faire.
Réduction
Ce projet se limite aux expériences considérées comme absolument indispensables et prévoit l'exploitation maximale des données obtenues avec un maximum d’analyses réalisées sur organes prélevés. Pour évaluer les effets potentiellement négatifs des produits de thérapie génique, l’espèce choisie est le rat car cette espèce est plus sensible aux atteintes cardiaques que la souris. Il est donc possible de réduire le nombre d’animaux par groupe de part cette plus grande sensibilité. Le nombre d’animaux utilisés par groupe (5) est optimisé pour obtenir des résultats statistiquement significatifs. Le critère choisi est le niveau de fibrose cardiaque.
Raffinement
Pour évaluer les effets potentiellement négatifs des produits de thérapie génique, l’espèce choisie est le rat car cette espèce est plus sensible aux atteintes cardiaques que la souris. De plus, nous utiliserons des animaux normaux et non pas des modèles de LGMD (=Limb-Girdle Muscular Dystrophy =Dystrophie musculaire des ceintures) pour éviter une interférence entre les signes pathologiques et les signes de toxicités potentielles liées à l’injection de vecteur de thérapie génique. Une phase d’adaptation des animaux à leur nouvel environnement après arrivée à l’animalerie sera mise en place avant l’entrée en protocole. Nous appliquons les points limites établis préalablement et utilisons les procédures d’euthanasie appropriées. Des mesures pour augmenter le confort des animaux sont également appliquées telles l’application de gel oculaire pour éviter le dessèchement des tissus lors des anesthésies. Les prélèvements de sang sont effectués sous anesthésie de courte durée (moins de 5 minutes) Les animaux sont anesthésiés lorsque les procédures expérimentales sont jugées potentiellement douloureuses ou stressantes. Dans ce cas, les animaux reçoivent au préalable un traitement analgésique si nécessaire.
Choix des espèces
Pour ce projet, nous utiliserons l’espèce rat car elle est plus sensible au niveau cardiaque, ce qui nous permet d’avoir une meilleure sensibilité de l’expérience. Les animaux seront utilisés au stade adulte.
Modulation des niveaux de BIN1 et DNM2 dans le traitement de la maladie de Charcot-Marie-Tooth
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
La queue plongée dans un bain-marie jusqu'à vingt secondes, les pattes posées sur une plaque chauffée jusqu'à trente secondes, la queue tirée par l'expérimentateur pour mesurer la force d'agrippement, la course sur tapis roulant puis sur cylindre rotatif : 720 souris passeront cette série de tests à six mois puis à un an. 1 246 souris modèles de la maladie de Charcot-Marie-Tooth vont être utilisées au total, 1 104 d'entre elles dans des procédures impliquant un niveau de souffrance sévère, toutes tuées pour analyse histologique. 584 reçoivent une injection de virus adéno-associés entre le premier et le vingt et unième jour après la naissance, et des femelles sont isolées une semaine pour que leurs ultrasons soient enregistrés. Le porteur écrit que ces lignées ne présentent aucun signe de douleur ni incapacité locomotrice, alors qu'il déclare lui-même 1 104 souris en gravité sévère.
Objectifs
Le but de ce projet est de développer une stratégie thérapeutique pour la maladie de Charcot-Marie-Tooth (CMT) en utilisant des modèles souris. La maladie se manifeste au début de l’enfance par une faiblesse musculaire distale, une perte sensorielle et un déficit de coordination évoluant vers une incapacité motrice chez les patients adultes. La CMT est caractérisée par des repliements complexes des gaines de myéline qui entourent et isolent les fibres nerveuses et une vitesse de conduction nerveuse réduite. Ces caractéristiques sont retrouvées chez les modèles souris de la CMT. Le but de notre étude est d'utiliser ces souris et de moduler l'expression de deux gènes impliqués dans une voie de signalisation associée à la CMT pour tenter d'atténuer les symptômes associés aux anomalies de la myéline. Nous réaliserons cette modulation par des techniques de croisement génétique ainsi que par l'injection de virus adéno-associés couramment utilisés dans la recherche médicale.
Bénéfices attendus
Ce projet va permettre de mieux comprendre quelle(s) voie(s) de signalisation sont impliquée(s) dans le dévelopement de la CMT. Une meilleure connaissance des processus moléculaires permettra de mieux comprendre la maladie et potentiellement de proposer de nouvelles thérapies plus ciblées.
Procédures
Pour réguler l'expression des gènes impliqués dans la voie de signalisation étudiée dans notre équipe, une partie de nos animaux (584 sur 1246) sera injectée (durée d'injection de quelques secondes) avec des virus adéno-associés entre le 1er et le 21ème jour après la naissance A soix mois et à un an, 720 souris (dont 360 injectés avec des virus adéno-associés) seront soumises à une série de tests comportementaux pour évaluer la force musculaire, la coordination motrice, la sensibilité, ainsi que la conduction nerveuse. Pour évaluer la force musculaire, les souris sont placées sur la grille d'un dynamomètre et la force d'agripement sera mesurée. Pour évaluer la coordination motrice, les animaux se déplaceront sur un tapis roulant et sur un cylindre rotatif. Pour évaluer la sensibilité, les queues des souris seront mises dans un bain-marie et la latence d'enlèvement de la queue sera mesurée avec une durée limite du test de 20 secondes. Les animaux seront également placés sur une plaque chauffée et la latence de réaction sera notée avant de sortir l'animal avec un temps limite de 30 secondes.Pour évaluer la conduction nerveuse, la mesure de l'activité électrique musculaire des animaux se fera sous anesthésie générale. Amendement. Nous isolerons les femelles pendant 1 semaine puis nous les mettrons en contact avec des femelles wt plus jeunes pendant 10 minutes durant laquelles nous mesurerons les ultra-sons émis par les animaux isolés.
Impact sur les animaux
Dans cette étude, nous utiliserons trois lignées de souris modèles de la maladie de Charcot-Marie-Tooth dont les caractérisations ont déjà été effectuées et les animaux ne présentent aucun signe de douleur et aucune incapacité locomotrice. Au vu des phénotypes observés chez les animaux modèles âgés (et donc montrant un pourcentage plus important des repliements de la myéline), nous n’anticipons pas que nos modulations d'expression des gènes de la voie de signalisation étudiée n'engendre de phénotypes plus grave qu’une diminution de la coordination motrice. Nous effectuerons néanmoins une étude des phénotypes dommageable sur ces animaux. Les nuisances ou effets indésirables causés par les différents tests phénotypiques sont les suivants : pour la mesure de force musculaire, l’expérimentateur tire progressivement la queue de l’animal agrippé sur la grille du dynamomètre afin d’obtenir la force développée par la souris. Pour la coordination motrice, le fait de se déplacer sur un cylindre rotatif surelevé engenre du stress physique chez l'animal. Pour les tests de sensibilité, la chaleur ressentie par l'animal engendre un stress physique. L’électromyographie sera réalisée sous une anesthésie générale. La chirurgie pour l’injection de virus adéno-associés au niveau du nerf sciatique sera réalisée sous une anesthésie générale, une antalgie en sous-cutané et en local sera réalisée avant et après la procédure. Amendement. Pour les tests de vocalisation, l'isolement des animaux pendant 1 semaine provoquera un stress de classe modérée mais l'isolement est le seul moyen de stimuler la vocalisation des femelles avant de faire le test.
Devenir
Les animaux sont mis à mort à la fin des procédures pour prélèvements d'organes pour des études histologique.
Remplacement
Le modèle souris étant physiologiquement et structurellement assez proche de l’Homme, il nous permettra d’étudier d’une part la physiopathologie de la maladie de Charcot-Marie-Tooth et d’autre part de mieux comprendre les voies de signalisation impliquée dans le développement de cette myopathie. De plus, une étude exclusivement réalisée sur des cellules ne pourrait pas se suffire à elle-même car les effets sur l’ensemble de l’organisme et l’évaluation de la force musculaire, de la coordination motrice et de la conduction nerveuse seraient impossibles à évaluer. Une étude sur culture de cellules mutantes ne peut être envisagée car les symptomes décrits ne se développeraient pas et la caractérisation du modèle serait alors impossible.
Réduction
Les études histologiques et procédures expérimentales seront réalisées avec un nombre d’animaux qui sera réduit au maximum pour obtenir une puissance statistique suffisante. Nos connaissances sur les modèles murins et les études réalisées sur d’autres thérapies montrent que 8 souris par groupe pour l'étude de phénotypes dommageables et 15 souris par groupe pour l'étude comportementale seront nécessaires pour obtenir une étude concluante avec des tests statistiques adéquats. Une première étude pilote sera réalisée à 6 mois avec un nombre réduit d'animaux. Nous effectuerons ensuite une étude de phénotypes dommageables et une étude histologique (8 animaux par groupe) à six mois. Nous réaliserons finalement une étude comportementale à 6 mois et 1 an tout en effectuant une étude histologique à 1 an (15 animaux par groupe).
Raffinement
Si des difficultés de locomotion apparaissent, de la nourriture sera placée dans la cage afin de soulager l’animal dans ses déplacements. Les souris seront hébergées par groupe de 2 à 5 par cage et la qualité de l’air sera assurée par une ventilation. Des nids seront disposés dans chaque cage avec un accès illimité à la boisson et à la nourriture. Le bien-être des animaux sera contrôlé quotidiennement afin de détecter au plus tôt les premiers signes de souffrance comme l’apathie, la prostration, l’abaissement des paupières et l’apparition d’une cyphose. Pour le nouveau-né, la souffrance sera évaluée visuellement : capacité à se retourner, couleur de la peau, capacité à se mouvoir. À partir du sevrage, une perte de poids de 20% en une semaine conduira à l’arrêt du protocole. La pesée des animaux sera réalisée 3 fois par semaine (lundi, mercredi et vendredi). En cas de douleur, et particulièrement après les injections intrathécales et intracérébroventriculaires, un analgésique pourra être administré et l’étude pourra être prématurément stoppée. La douleur sera évaluée à l'aide d'un score. L'étude sera stopée prématurément si nécessaire pour éviter des douleurs aiguës pendant de longues périodes.
Choix des espèces
Afin d’évaluer et de comprendre les mécanismes moléculaires aboutissant à la maladie de Charcot-Marie-Tooth, nous avons besoin d'effectuer des expériences physiologiques in vivo. Ces mesures ne peuvent pas être réalisées sur d'autres espèces évolutivement plus éloignées de l’homme car la structure des nerfs est trop différente. D'une part, une étude exclusivement réalisée sur des cellules ne pourrait pas se suffire à elle-même car les effets sur l'ensemble de l'organisme et l'évaluation sur le bénéfice de la structure des fibres nerveuses, de la coordination motrice, de la sensibilité et de la vitesse de conduction nerveuse seraient impossibles à évaluer. D'autre part, une étude sur culture de cellules ne peut être envisagée car le phénotype pathologique ne se développe pas et le bénéfice sur les paramètres décrits ci-dessus ne peut être mesuré. Pour moduler l'expression des gènes de la voie de signalisation étudiée dans notre équipe, nous injecterons des virus adéno-associés chez des animaux âgés entre 1 et 21 jours selon la voie d'administration choisie pour cibler les cellules de Schwann avant l'apparition des symptomes. Les défauts de myélinisation s'aggravent avec l'âge des animaux modèles de la maladie de Charcot-Marie-Tooth. Nous voulons donc réaliser une première étude histologique à 6 mois, âge auquel 10% des fibres présentent des défauts de myéline chez les animaux modèles de la CMT. Nous réaliserons ensuite une étude comportementale suivie d'une étude histologique à 12 mois, âge auquel les animaux modèles de la CMT présentent des déficits de coordination motrice et de vitesse de conduction nerveuse.
Création et maintien d’une lignée transgénique de poisson zèbre pour étudier une nouvelle mutation génétique impliquée dans une pathologie osseuse
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système musculosquelettique
Amputés d'un fragment de nageoire caudale sous anesthésie, baignés deux nuits dans un colorant sans nourriture, anesthésiés chaque semaine pendant trois semaines pour des séances d'imagerie, 1 832 poissons zèbres vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger à modéré. Tous seront tués à la fin du projet. Les poissons porteurs de la mutation étudiée développeront des malformations du crâne et de la colonne, que le porteur annonce sans en faire un critère d'exclusion, l'objectif étant de vérifier qu'une mutation repérée chez des enfants de petite taille cause bien la maladie. Il présente pourtant le poisson comme permettant des approches "largement non-invasives", tout en indiquant que le prélèvement de nageoire à trois jours entraîne aujourd'hui une importante létalité.
Objectifs
En étudiant 400 enfants de petite taille, il a été identifié une nouvelle mutation génétique responsable d'une maladie caractérisée par une petite taille et des malformations du squelette de la tête. Si le rôle de ce gène dans le développement squelettique a déjà été décrit, il n'a jamais été associé à une maladie humaine. Le développement d'un modèle animal est indispensable à la fois pour confirmer la pathogénicité de cette mutation et pour déterminer les mécanismes responsable de cette maladie. Par conséquent l’objectif de ce projet consiste à l’établissement et à la caractérisation d’un modèle de poisson-zèbre exprimant cette mutation afin d’étudier l’impact de la mutation sur le développement du squelette de la tête.
Bénéfices attendus
Ce projet permettra de mieux définir le rôle d'une protéine au cours du développement squelettique. L’utilisation du poisson zèbre permet de développer une approche novatrice pour comprendre les mécanismes impliqués dans les maladies entrainant des défaut de la croissance osseuse . La compréhension de ces mécanismes est essentielle pour l’étude des pathologies osseuses et la mise en place de stratégies thérapeutiques permettant une meilleure prise en charge des patients.
Procédures
Un prélèvement d'un bout de nageoire, sera réalisé sous anesthésie (1 minute) sera effectué sur certains poissons. Certains poissons seront baignés 2 fois dans un colorant pendant une nuit à chaque fois hors flux sans nourrissage Certains poissons seront imagés 1fois/semaine pendant 3 semaines (3 minutes environs). Certains poissons subiront une injection intrapéritonéale sous anesthesie (5 minutes maximum).
Impact sur les animaux
Des malformations squelettiques sont attendues pour l’ensemble des poissons exprimant la mutation d'intérêt, l’apparition d’une déformation du squelette crâniofacial et axial ne sera pas un critère éliminatoire. D'autre part, les poissons au cours des différentes procédures subiront des stress relatifs 1/ aux anesthésies répétées lors de l’acquisition d’images hebdomadaires, 2/ aux colorations in vivo, 3/ aux isolements nécessaires pour les acquisitions d’images et pour le génotypage des poissons, 4/au prélèvement d’un fragment de 1mm de la nageoire caudale sous anesthésie générale et 5/ à une injection intrapéritonéale sous anesthésie générale.
Devenir
L'ensemble des poissons de ce projet seront mis à mort à la fin de ce projet car l’ensemble des analyses auront été réalisées soit au court des procédures soit seront réalysees en post mortem.
Remplacement
Le développement du squelette est un mécanisme complexe impliquant différent types cellulaires interconnectés. Son développement est une suite d’évènements influencé par de multiples paramètres physiologiques et environnementaux. De ce fait, il est pour le moment impossible de modéliser parfaitement son développement in vitro, et le recours à l’expérimentation in vivo reste incontournable. Néanmoins l'utilisation du poisson comme espèce modèle permet cependant des approches largement non-invasives sans nécessité d’intervention chirurgicale.
Réduction
Le nombre d’animaux prévu pour chaque manipulation est basé sur notre expérience au laboratoire. Ce nombre a été pour chaque protocole déterminé afin d’utiliser un nombre suffisant d’animaux pour l’obtention de résultats significatifs en prenant compte de la variabilité de la croissance des poissons observé au cours de précédents projets du laboratoire. Selon l'expérience, les tests d'ANOVA, de Mann Whitney et de Student seront réalisés. Au cours de la procédure 3 afin d’une part d’augmenter la puissance statistique et d’autre part de réduire le nombre d’animaux utilisé, les acquisitions d’image seront réalisées sur le même animal à différents temps. Nous mettons en place actuellement le prélèvement de la nageoire des poissons pour génotypage à 3 jours post fécondation au sein de l'animalerie. A l'heure actuelle ce geste entraine une importante léthalité et nécessite une amélioration. Néanmoins au cours de ces 5 prochaines années, la mise en place de cette technique permettra de réduire le nombre d'animaux par procédure.
Raffinement
Les poissons seront élevés à 28°C dans une eau ayant un pH de 7 avec des cycles jour/ nuit de 14/10h et nous veillerons à fournir un enrichissement aux poissons grâce à l'apport de nourriture vivante et à maintenir un enrichissement social. Des malformations squelettiques sont attendues pour l’ensemble des poissons exprimant la mutation d’interet, l’apparition d’une déformation du squelette crâniofacial et axial ne sera pas un critère éliminatoire. Dans le cas d’un défaut mandibulaire trop important, l’analyse des poissons se limitera à l’analyse des premières étapes du développement crâniofacial jusqu’à 5 jours post fecondation). Dans le cas d’un défaut mandibulaire modéré à faible, Les bacs à surveiller seront indiqués, le comportement des animaux face à la nourriture sera analysé quotidiennement lors du nourrissage par les animaliers. D’autre part l’apparition de symptômes morphologiques ou comportementaux sera suivie et les poissons seront scorés quotidiennement tout au long de leur croissance. Seuls les poissons nécessaires à la création, au maintien des lignées et à l’analyse du squelette post mortem aux stades adultes seront génotypés à 3mois post fécondation sous anesthésie générale en présence d’un analgésique. A la suite du génotypage, les poissons sont mis sous analgésiques pendant 48h. L’acquisition d'image nécessaire au cours des procédures d'imagerie in vivo sera réalisée avec un microscope permettant de réduire au maximum le temps d'acquisition (environ 1min) et par conséquent la durée de l'anesthésie. Le milieu aqueux utilisé pour maintenir les poissons dans la bonne position pendant l’acquisition permet de garder la peau humide, alimente les branchies en eau et oxygène, et limite l’impact sur la peau et les écailles évitant ainsi les suffocations.
Choix des espèces
Le poisson zèbre se révèle être un modèle de choix pour l’étude du développement du squelette dela tête. Le squelette de la tête présente de nombreuses similitudes entre le poisson zèbre et l’homme, aussi bien au niveau de sa structure, des mécanismes cellulaires et moléculaires impliqués au cours de son développement. De plus, l'existence de poissons exprimant des protéines fluorescences dans les cellules participant à la formation osseuse permettent d'observer par simple microscopie in vivo (méthode non invasive) les différentes populations cellulaires impliquées dans la formation osseuse. L’analyse du squelette se fera du stade larvaire (7jours post fécondation (jpf) ; formation du squelette pharyngé) jusqu’au stade adulte. Le poisson zèbre ayant une croissance continue tout au long de sa vie il est important d’observer l’evolution du phénotype squelettique à des stades tardifs ( 1 semaines, 2 semaines, 3 semaines, 1 mois, 3 mois et 6 mois).
Prévention de la perte musculaire et osseuse liée à la gravité partielle/ à l’inactivité
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système musculosquelettique
Préparer les futures missions lunaires et martiennes : 320 rats vont être utilisés pour cela, 40 dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger et 280 d'un niveau modéré, tous tués à la fin pour prélever os, muscles et tendons. 160 d'entre eux sont suspendus par le train arrière pendant sept jours, 80 subissant ensuite quatre semaines de suspension partielle en harnais intégral, après sept semaines d'entraînement sur tapis roulant et grille d'escalade. Le porteur indique que cette position provoque une perte de poids et des bouchons d'urine et de semen chez les mâles, et prévoit des frottis vaginaux quotidiens chez les femelles ainsi que jusqu'à quinze injections intrapéritonéales. Les retombées annoncées pour les patients alités ou sédentaires restent au conditionnel, quand il qualifie déjà l'utilisation d'animaux non-humains d'étape "obligatoire" et "extrêmement enrichissante" sur le plan scientifique.
Objectifs
Ce projet est centré sur la mise au point et l’étude de moyens concrets de prévention des pertes de capacités physiques induites par une gravité plus petite que celle de la Terre (hypogravité), en vue de préparer les futures missions spatiales Lunaires et Martiennes. Une approche multidisciplinaire permettra, comme pour les expérimentations humaines réalisées par les agences spatiales française et européenne, d’avoir une approche globale du système locomoteur et d’optimiser au mieux les moyens de préventions. Pour mener à bien ce projet, une collaboration avec quatre laboratoires qui apporteront leurs expertises propres sera mise en place (système osseux, nerveux, musculaire et tendineux). L’expérimentation proposée sur le modèle rongeur devra permettre de mettre en place des recommandations pour une étude clinique humaine future et de proposer des hypothèses de travail pour des recherches en lien avec la sédentarité, mais également de mieux caractériser le modèle d’étude d’hypogravité dans différents domaines de la recherche biologique. Enfin, bien que ces expérimentations soient réalisées dans le cadre du domaine spatial, leurs résultats auront un impact important dans le domaine clinique sur Terre, que ce soit en rapport à des patients souffrant d’alitement prolongé, de sédentarité, de vieillissement, ou de diverse maladies chroniques.
Bénéfices attendus
Les bénéfices de ce projet permettront à la fois d’accroitre les connaissances scientifiques en lien avec l’appareil locomoteur (os et muscle) et l’apesanteur (ou inactivité) et l’hypogravité, mais également d’évaluer des mesures concrètes pour en atténuer les effets néfastes en se basant sur de nombreux travaux antérieurs. En effet, l’inactivité est, dans l’espace mais également sur Terre dans le domaine clinique, un réèl problème en matière de santé publique. Ces expérimentations sont de fait à la fois une étape importante pour réaliser les objectifs de demain dans l’exploration spatiale, mais également un axe de recherche primordiale en matière de santé humaine. De même, ces expérimentations se feront sur des rats males et femelles. Ces résultats pourraient donner lieu à des recommandations importantes lors d’immobilisation, de blessure, d’alitement prolongé dans le domaine clinique, ou encore au cours du vieillissement, ainsi que de mettre en lumière des différences physiologiques notables entre les sexes
Procédures
Les animaux expérimentaux seront soumis à des entrainements sportifs sur tapis de course (1 séance de 20-40 minutes tous les deux jours pendant 3 semaines) puis avec un harnais de suspension (1 séance de 20-40 minutes tous les deux jours pendant 4 semaines) ainsi que sur grille d’escalade (1 séance de 15 minutes tous les deux jours pendant 7 semaines). Parmi eux 160 animaux seront aussi suspendus par le train arrière à l’aide d’un harnais pelvien pendant 7 jours. S’en suivra une suspension partielle (hypogravité avec harnais intégral) de 4 semaines pour 80 animaux. Nous ferons des tests de motricité (2 fois 15 min), de force (2-3mn), de comportement d'exploration (20mn) et des IRM (appareil de résonnance magnétique comme en médecine humaine) (2 min) au total 5 fois maximum durant l’étude. Nous effectuerons des prélèvements de quelques gouttes de sang sur animal vigile par ponction à la queue (comme préconisé par les recommandations en éthique animale), toutes les 2 semaines pendant l’étude, soit 5 fois au maximum. Nous effectuerons des frottis vaginaux tous les jours pour les femelles (acte non invasif) ainsi que des injections intrapéritonéales (15 injections au maximum, incluant l’anesthésie) durant l’étude qui dure 11 semaines. Les séquences d'évènements seront les même que décrite plus haut.
Impact sur les animaux
La principale nuisance à laquelle vont être soumis les animaux durant l’expérimentation sera le stress lié à l’activité réduite par le modèle d’apesanteur (suspension du train arrière) qui peut aussi induire sur les premières 48h une perte de poids ainsi que des bouchons d’urine et de semen (pour les animaux mâles) dû à la position. Le modèle d’hypogravité (gravité paritelle) est de même susceptible de provoquer un stress lié à l’équipement (harnais de suspension). Les animaux seront aussi stréssés pendant les IRMs et légèrement fatigués lors de l’entrainement sur tapis roulant, pendant l’entrainement sur grille d’escalade, pendant l’évaluation de la force d’agrippement. Une faible douleur associée à une piqure d’aiguille sera attendue lors des injections intrapéritonéales et des prélèvements sanguins. Un faible stress pour les animaux femelles sera associé au frottis vaginal (acte non invasif).
Devenir
Mis à mort pour prélévements d’organes et analyses détaillées des tissus d'intérêt (système osseux, musculaire et tendineux).
Remplacement
Dans le cadre de ces expérimentations très spécifiques, il n’existe pas d’alternative à l’utilisation d’animaux étant donné l’absence de modèle cellulaire permettant de mimer les effets de l’apesanteur sur le corps entier. De plus, ces expérimentations ne peuvent pas être directement réalisées chez l’homme. L’utilisation d’animaux est donc ici une étape obligatoire mais également extrêmement enrichissante du point de vue scientifique de par les résultats précliniques très précieux qu’elle génère.
Réduction
Ces expérimentations ont été adaptées pour diminuer au maximum le nombre d’animaux utilisés aux moyens de trois axes de réductions. Le premier axe consiste à regrouper les procédures de 4 équipes de recherches lors d’une unique expérimentation animale, réduisant ainsi par 4 le nombre de rats qui aurait été classiquement employé. Cette centralisation permettra également d’obtenir des résultats bien plus fiables et reproductibles. Le deuxième axe consiste à réutiliser les données de différents groupes contrôles permettant là encore de réduire le nombre de rats de manière importante sans affecter la qualité des résultats. Enfin, le troisième axe consiste à réduire le nombre d’animaux par groupe au moyen d’analyses statistiques réalisées préalablement en vue des effets attendus.
Raffinement
Du point de vue du raffinement, les procédures engagées durant l’expérimentation sont les suivantes : Les animaux sont préalablements habitués aux expérimentateurs (contact et jeux quotidiens) ainsi qu’aux tests physiques. Pour la course sur tapis roulant, l’animal est libre de cesser de courir. Pour les différents compléments alimentaires, ceux- ci sont directement intégrées à la nourriture pour éviter toute injection ou gavage. Les procédures de mise en apensanteur utilisant un harnais sont validées et optimisées, et des soins quotidiens sont réalisés pour prévenir toutes complications. Grâce à un système d'axe mobile les animaux peuvent toujours se déplacer à l'aide de leurs pattes dans la cage durant toutes les phases. De plus, les rats sont deux dans une même cage pour éviter l’isolement social. Pour éviter le refroidissement, la température de la pièce sera de 24° et les animaux auront à disposition des copeaux pour réaliser leur nid. Chaque phase de l’étude possède également des points limites et critères d’arrêts stricts en cas d’évènements potentiellement néfaste pour les animaux en ce qui concerne la douleur, le mal-être etc. Les suivis quotidiens des animaux permettront d’identifier d’éventuels signes de souffrance caractérisés par l’état du pelage, le comportement. La vérification quotidienne des poids corporels et consommation de nourriture sera un paramètre intégré à nos protocoles. Aussi, lors des prélèvements sanguins sur animal vigile la queue sera chauffée dans l’eau tiède pour faciliter le prélèvement. De plus, une aiguille fine sera utilisée. Enfin, les animaux sont sédatés avant d’être euthanasiés par anesthésie terminale pour éviter tout stress.
Choix des espèces
Le rat est privilégié pour de nombreuses raisons. Les espèces de rats et souris sont des espèces se rapprochant de l'humain en ce qui concerne le système musculaire et osseux. Les systèmes cellulaires sont similaires chez l'homme et chez le rat bien qu'il existe des différences subtiles entre les deux espèces. Le rat est une espèce qui nous permet de nous rapprocher, génétiquement parlant, de l’Humain. Ces études chez le rat nous permettront de tirer des conclusions qui pourront être étendues chez l'homme. Celles-ci sont par exemple utilisées lors des missions spatiales pour étudier les effets de la microgravité réèlle. De très nombreuses études ont employé ce modèle et témoignent de sa fiabilité. De plus différents protocole de simulation d’apesanteur et d’hypogravité d’ores et déjà été validés et largement employés, permettant également de pouvoir comparer nos résultats à des résultats pré-établis. Enfin, ces expérimentations se feront aussi sur des rats femelles, afin de combler le manque de résultats indéniable dans la littérature sur ce sexe. Les animaux seront utilisés entre 11 et 22 semaines d’âge. L’expérimentation commencera à 13-14 semaines, ce qui marque le point de maturité de croissance musculaire des rats.
Prélèvement de tissu pour caractérisation génotypique lors d’étude de pathologies neurologiques/neuromusculaires
- Maintien des lignées génétiquement modifiées
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Troubles nerveux
- Recherche fondamentale
- Multisystémique
- Oncologie
- Système musculosquelettique
- Système nerveux
Rats : 3125
Issus des élevages d'un institut qui étudie les maladies neurologiques et neuromusculaires, 28 125 souris et 3 125 rats vont être utilisés dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger. Chacun subit un poinçonnage de l'oreille de moins de vingt secondes pour prélever le tissu qui servira au génotypage, 10 % au maximum en subissant un second. Le porteur présente ce tri génétique comme un moyen d'ajuster la production d'animaux au plus juste des besoins des projets de l'institut. 21 874 animaux sont gardés vivants pour être réutilisés ou pour maintenir les lignées, environ 9 375 étant tués parce que leurs caractéristiques génétiques ne correspondent à aucun usage prévu.
Objectifs
Différentes maladies maladies neurologiques, telles que des pathologies neurodégénératives (Alzheimer, Parkinson, ...), psychiatriques (dépression, schizophrénie, …), neuromusculaires (myopathies), ou modèle de régénérescence neuronale sont étudiées dans l'Institut afin de comprendre ces pathologies et de développer des traitements. Pour ces études, des modèles animaux porteurs de modifications génétiques sont utilisés, ainsi que des animaux controles. L'objectif de ce projet est l'identification des modifications génétiques (appelée "génotypage") des animaux issus de nos élevages afin de constituer des groupes homogènes et de taille adaptée pour les études ultérieures, aussi bien pour les animaux controles que pour les animaux modèles des pathologies.
Bénéfices attendus
L'identification des modifications génétiques portées par chaque animal permettra de le placer dans le bon groupe (groupe controle ou groupe présentant la pathologie), et d'adapter les procédures d'élevage au plus juste du besoin des utilisateurs. Les animaux issus de nos élevages seront ainsi caractérisés génétiquement de façon fiable et reproductible, assurant ainsi une utilisation à bon escient des animaux dans les différents projets de l'Institut.
Procédures
Les animaux subiront un petit prélèvement rapide de tissu par poinceau à l'oreille, ou ailleurs si ce n'est pas possible. Il sera réalisé en parallèle de l'identification. Un maximum de 10% des animaux subira un second prélèvement. Chaque prélèvement durera moins de 20 s.
Impact sur les animaux
Le prélèvement pourra induire de la douleur et du stress chez les animaux. Ils seront réduits au maximum en étant réalisés par du personnel formé et qualifié, avec un geste rapide et précis.
Devenir
La majeure partie des animaux seront gardés en vie pour 1- le placement en utilisation continue ou la réutilisation dans une procèdure expérimentale afin de répondre à une autre question scientifique ou 2- assurer le maintien de la lignée et utilisés pour la reproduction. Les animaux dont les caractéristiques génétiques ne leur permet pas d'être placés dans la procédure expérimentale pour laquelle ils ont été produits, ou d'être reutilisés dans une autre procédure, ou d'être utilisés pour le maintien de la lignée seront mis à mort. Du fait de la complexité des caractéristiques génétiques recherchées (animaux porteurs de plusieurs modifications génétiques simultanément), ce nombre est estimé au maximum à 30% des animaux produits, soit 9375.
Remplacement
L'identification des modifications génétiques portées par chaque anaimal utilisé ensuite dans les projets de recherche est une caractéristique propre à chaque animal et ne peut être réalisé que sur les animaux produits pour ces différents projets, cette production étant adaptée au plus juste des besoins de ces projets grace cette identification.
Réduction
La production des animaux sera réalisée pour chaque lignée au plus juste des besoins dans le projet de recherche qui suivra la production, et l'identification des modifications génétiques de chaque animal produit permettra de limiter cette production au nombre précisement requis dans chaque groupe expérimental. Le calcul du nombre d'animaux requis dans chaque procédure est réalisé avec des méthodes statistiques. Des schémas d'accouplement sont mis en place pour limiter la production des animaux, en produisant principalement les animaux utiles. Une conservation sous forme congelée (sperme ou embryons) est réalisée pour les lignées pour lesquelles la production en continue n'est pas nécessaire.
Raffinement
Le prélèvement de tissu, d'une taille très réduite, sera réalisé par du personnel formé, selon une méthode rapide et éprouvée afin de limiter le stress et la douleur chez l'animal. La cicatrisation du point de prélevement sera suivie au cours des jours suivant le prélèvement. En parallèle, des méthodes de prélèvement non invasives seront testées, avant d'envisager ultérieurement leur mise en place en routine, l'analyse sur prélèvement sanguin comme réalisé chez l'homme n'étant pas transposable à la souris ou au rat.
Choix des espèces
Pour la plupart des pathologies étudiées dans l'Institut, des modèles murins ont été développés par modification génétique, et ce sont donc ces modèles murins qui seront utilisés pour leur pertinence avec la pathologie correspondante chez l'homme. Le prélèvement pour l'identification des modifications génétiques sera réalisé principalement entre 7 et 28 jours après la naissance. Toutefois, quelques animaux pourront être prélevés à l'age adulte principalement pour une confirmation des données génétiques, ou à un âge plus précoce que 7 jours s'il est important d'avoir ces informations plus précocement.
Un lipide mineur extrait de l’hévéa est-il capable de réduire la fragilité associée au vieillissement?
- Recherche appliquée
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Système musculosquelettique
Quatre séries de courses sur tapis roulant, chacune comptant vingt minutes de mesure de vitesse maximale puis trente à quarante-cinq minutes d'endurance, s'ajoutent à quatre séries de tests de force de préhension et de motricité. 80 souris âgées de 18 à 26 mois vont ainsi être utilisées dans des procédures impliquant un niveau de souffrance léger, toutes tuées pour collecter les tissus. S'y ajoutent une IRM mensuelle et 48 heures d'isolement en cage métabolique. Le porteur écrit que l'animal reste libre de cesser de courir quand il veut, et attend du projet un complément alimentaire enrichi en lipides mineurs extraits de l'hévéa contre la sarcopénie et l'arthrose.
Objectifs
Le vieillissement conduit au développement de pathologies chroniques telles que la sarcopénie (diminution de la masse et de la force musculaire) ou l’arthrose. La limitation de l'activité physique associée à ces pathologies peut créer un cercle vicieux de réduction des niveaux d'activité qui amplifie ces pathologies et plus largement le bien être des personnes. Des travaux in vitro ont montré que des lipides mineurs présents dans le poisson, les produits laitiers et les fruits et légumes, possèdent des effets antioxydants et anti-inflammatoires. De premières études pré-cliniques sur cellules musculaires et chez la souris saine ou obèse indiquent que ces lipides mineurs augmentent la masse musculaire, améliorent la santé, et auraient des effets anti-vieillissement sur les cellules. Ce projet vise à explorer in vivo chez la souris âgée, les effets de lipides mineurs pour lutter contre les troubles musculo-articulaires induit par le vieillissement et améliorer la mobilité et le bien-être.
Bénéfices attendus
Ce projet vise à démontrer dans un modèle pré-clinique qu’une supplémentation chronique en lipides mineurs permet de ralentir ou limiter les pertes de fonctions musculosquelettiques induites par le vieillissement. Le développement de compléments alimentaires ou d’aliments enrichis en lipides mineurs pourrait permettre de maintenir les fonctions musculosquelettiques fonctionnelles du sujet âgé retardant ainsi l’apparition de la sarcopénie et de l’arthrose. Ce défi est un enjeu majeur de santé publique en raison notamment des coûts grandissant de ces deux pathologies pour notre système de santé.
Procédures
Pour tous les animaux : Prélevement sanguin à la queue (site recommandé pour les rongeurs) sur animaux vigiles (3 fois, 10s). Tests de motricité (4 séries, pour chaque série 3 répétitions de 5min espacées de 40min de repos) Tests de force de préhension (4 séries, pour chaque série 3 répétitions de 10s) Tests de course sur tapis roulant (4 séries, pour chaque série 20 minutes pour le calcul de la vitesse maximale et 30 à 45 min d’endurance). Mesure de la composition corporelle par IRM (résonance magnétique, tous les mois, 2 minutes) Cages métaboliques individuelles (1 fois en fin d’étude, pendant 48h)
Impact sur les animaux
Nous attendons une perte de poids naturelle liée au vieillissement des animaux. La nuisance à laquelle vont être soumis les animaux durant l’expérimentation sera lié à la fatigue physique durant l’heure suivant les tests de force, de motricité et d’endurance (grip test, rotarod, tapis roulant) qui seront réalisés en début, milieu (deux fois à 2 mois d’intervalle) et fin d’étude, et du stress lors de la mesure de la composition corporelle (par IRM, résonance magnétique, tous les mois, 2 minutes) et lors de l’isolement pendant 48h lors du test en cages métaboliques individuelles. Les animaux ressentiront une légère douleur lors des prélèvement d’une goutte de sang pour la mesure de la glycémie (taux de sucre dans le sang, 3 prélèvements, 10s).
Devenir
Les animaux seront euthanasiés afin de collecter les tissus qui permettront des analyses cellulaires et moléculaires pour prouver l’effet bénéfique des lipides testés.
Remplacement
Les lipides mineurs que nous allons étudier sont destinés à devenir un complément ou additif alimentaire pour prévenir ou ralentir le développement de la sarcopénie et de l’arthrose chez l'Homme. Il est donc nécessaire de les tester dans l'alimentation plus particulièrement chez un modèle animal.
Réduction
Considérant qu’il s’agit d’une étude chez des souris agées pour laquelle nous attendons une mortalité naturelle en cours d’étude, nous avons calculé notre nombre d'animaux par groupe au plus juste pour permettre l'analyse statistique des résultats.
Raffinement
Les souris seront hébergées en groupe, avec pour enrichissement un carré de coton (nids de ouate), un tunnel plexi rouge. Le tunnel permet le transfert des animaux pour le change mais aussi leur permet de s’habituer au test de composition corporelle puisqu’ils sont insérés dans un tunnel de contention identique. Nous rajouterons un igloo en carton si les animaux n’arrivent plus à construire leur nid avec la ouate. Si de l’agressivité apparait entre 2 mâles il est prévu de les séparer en insérant une plaque de plexiglass dans la cage ce qui permettra le maintien des contacts visuels/olfactifs et auditifs. Le bien-être des animaux sera évalué à l’aide du test de construction du nid et par une observation approfondie tous les mois selon une grille spécifique. Pour les tests d'activité physique et de motricité, les animaux y sont préalablement habitués progressivement pour réduire le stress induit. Pour les tests de course, l’animal est libre de cesser de courir quand il veut. Enfin, le lipide que nous souhaitons tester sera directement intégré dans la nourriture.
Choix des espèces
Les lipides mineurs que nous allons étudier sont destinés à devenir un complément ou additif alimentaire pour prévenir ou ralentir le développement de la fonte musculaire et l’arthrose au cours du vieillissement chez l'Homme. Il est donc nécessaire de les tester dans l'alimentation plus particulièrement chez un modèle animal. De plus les précedentes études réalisées au laboratoire et conduites sur des souris ont démontré la pertinence de ce modèle. Les souris seront étudiées à partir de l’âge de 18 mois ce qui est considéré comme des animaux âgés (équivalent à 56 ans chez l'Homme), et ce pendant 8 mois. Au terme de l’étude les animaux auront 26 mois (plus de 70 ans chez l'homme).
Effets phénotypiques de la déficience et de la supplémentation en acides aminés indispensables : Identification et validation des biomarqueurs chez le rat en croissance (multisites 1/2)
- Recherche appliquée
- Troubles endocriniens
- Troubles musculosquelettiques
- Recherche fondamentale
- Autre recherche fondamentale
- Biologie du développement
- Oncologie
- Système endocrinien
720 rats en croissance vont être utilisés, tous tués à l'issue, dans des procédures impliquant un niveau de souffrance modéré. Chacun passe la période expérimentale seul en cage, dont deux fois 24 heures en cage métabolique et deux fois trois jours en cage de calorimétrie, avec deux radiographies sous isoflurane, deux prises de sang de 500 microlitres à la queue et un transport en voiture jusqu'à une plateforme distante. Ils sont nourris de régimes volontairement déficients en acides aminés indispensables, pour chercher dans leurs urines et leur sang des marqueurs de cette carence. Le porteur affirme que mesurer la croissance et le comportement alimentaire "empêche" tout remplacement par des modèles cellulaires, et présente le rat comme un modèle de l'enfant dénutri.
Objectifs
La qualité de l’apport alimentaire en protéines des régimes alimentaires dépend de leur capacité à satisfaire les besoins en acides aminés (AA) indispensables (AAI) tout au long des cycles de vie. C’est une question majeure de sécurité nutritionnelle, principalement dans les pays en voie de développement, où l’apport protéique total est modéré, voire bas. Plus généralement, la connaissance de la qualité de l’apport alimentaire en protéine est primordiale pour comparer les différentes sources de protéines, notamment dans le cadre des discussions sur le rééquilibrage des sources alimentaires végétales et animales, et la recherche de sources alternatives de protéines. La composition en AAI est variable selon les sources protéiques. En effet, les protéines d'origines animales ont un profil homogène et équilibré en AAI, alors que les protéines de céréales et les protéines de légumineuses (comme le gluten) sont déficientes en certains AAI. Les profils de référence de besoin en AAI, utilisés pour l’évaluation de la qualité protéique, initialement déterminés à partir de données de bilan azoté, ont été révisés à la hausse (Organisation pour l'alimentation et l'agriculture (FAO)/Organisation mondiale de la santé (OMS),2007) sur la base de nouvelles méthodes, rendant plus sélectifs les critères de qualité des protéines. Cependant, ces valeurs révisées restent discutées. Ainsi, lors de son rapport sur le besoin en protéines et AA en nutrition humaine, le comité (FAO/OMS) a conclu qu’aucune méthode actuelle d’estimation du besoin en AAI n’est entièrement fiable et qu'iI est donc primordial de proposer de nouvelles approches complémentaires pour préciser les valeurs des besoins et d’évaluer le statut nutritionnel protéique des différentes populations. Pour cela, la FAO a recommandé le recours à l’usage d’outils tels que la métabolomique (ensemble des métabolites), qui a notamment été appliquée avec succès pour estimer le besoin en d’autres micronutriments. L’objectif de ce projet est d’identifier les variations des profils du métabolome urinaire et plasmatique comme biomarqueurs spécifiques de la déficience en AAI et à évaluer l’efficacité de la supplémentation pour valider les biomarqueurs identifiés. Ce projet fait suite à deux projets précédents pour lesquels nous avons identifié et validé des biomarqueurs urinaires pour trois des neuf AAI. Ce projet se déroulera sur 2 sites, dont une plateforme pour évaluer leur dépense énergétique et la composition corporelle.
Bénéfices attendus
L’identification et la validation de biomarqueurs du statut en AAI permettra, à terme, de mieux définir les besoins en acides aminés indispensables. Cela servira à affiner les politiques nutritionnelles et à mieux évaluer la qualité des sources protéiques. De plus, cette étude nous renseignera sur les effets d’une supplémentation en ces acides aminés indispensables après une phase de déficience. Ces effets n’étant que peu rapportés dans la littérature, ces informations seront très utiles, notamment pour l’étude de la sous-nutrition chez l’enfant avec retard de croissance.
Procédures
Durant la période expérimentale , les animaux seront placés en cage individuelle pour permettre la mesure précise de leur prise alimentaire. Les animaux seront placés deux fois pendant la période expérimentale en cages métaboliques pendant 24h pour collecter les féces et les urines, et deux fois en cage de calorimétrie pendant 3 jours pour la mesure de dépense énergétique. La densité minérale osseuse et la longueur du tibia seront analysés par radiographie deux fois au cours de l'expérience après anesthésie gazeuse (anesthésie à l'isoflurane 2% pendant 10-15min). Deux prélèvements sanguins seront effectués au niveau de la veine de la queue de 500μl chacun .A la fin de l'expérimentation, les animaux seront mis à mort et une injection de valine 13C sera réalisée 30 minutes avant l’euthanasie (150μmol/100g poids corporel), dans le but de mesurer la synthèse protéique.
Impact sur les animaux
Durant la période expérimentale, les animaux seront placés en cage individuelle pour permettre la mesure précise de leur prise alimentaire et de leur dépense énergétique (cages de calorimétrie indirecte), ainsi que la collecte des urines et fécès (cages métaboliques), ce qui peut engendre un stress modéré dû à l’isolement des animaux. Les animaux seront transportés à la plateforme 3 jours avant d'effectuer les mesures, afin d’évaluer leur dépense énergétique par calorimétrie indirecte et leur composition corporelle. La plateforme se situe à plusieurs km de l’unité de rechercheset le transport des animaux sera réalisée en voiture ce qui peut engendrer un stress modéré. Aussi, les prélèvements sanguins lors de la procédure 2 sont susceptibles d’induire de la douleur et un stress modéré. Une injection sera réalisée 30 minutes avant la mise à mort, dans la veine caudale, sous anesthésie gazeuse dans le but de mesurer la synthèse protéique. L’anesthésie gazeuse permettra de réduire la douleur engendrée par l’injection.
Devenir
Tous les rats seront euthanasiés en fin de procédure pour réaliser des analyses sur différents tissus cibles.
Remplacement
La nécessité de mesurer les conséquences de l'ingestion d’un régime à faible teneur en AAI sur le comportement alimentaire et les paramètres de la croissance (gain de poids et composition corporelle) empêche le remplacement de l'expérimentation animale par des modèles cellulaires ou moléculaires. Les résultats de ce projet permettront de mettre en place une étude clinique chez l’enfant dénutri. Ainsi, les objectifs de ce projet ne peuvent être atteints sans avoir recours à l’animal, le rat étant un modèle pour l'humain, en particulier pour la nutrition.
Réduction
A partir des données issues d’une étude précédente, nous avons déterminé qu’un effectif de 10 rats par groupe est le nombre minimal d’animaux nécessaires pour garder une puissance statistique satisfaisante. Cette étude inclue 6 lots, correspondant à chaque AAI à étudier. L’expérimentation comprendra 80 animaux pour chaque AAI étudié.
Raffinement
Le projet impose l'hébergement des rats en cages individuelles (répondant aux normes en vigueur) pour la mesure précise de la consommation alimentaire. Les rats demeurent dans la même pièce que leurs congénères, avec lesquels ils continuent à échanger par vocalises, et ils les voient et les sentent, ce qui modère l’impact de l’isolement. De plus, les cages seront enrichies au moyen de différents objets (tunnel, d’une tasse renversée, …) . De plus, un enrichissement social est prévu : les animaux seront placés en cages collective tous les jours pendant 2 h (durant les mesures de poids corporel et de gaspillage alimentaire). Les prises de sang sont réalisées par un expérimentateur expérimenté pour cet acte technique. Des aiguilles spécifiques permettant un écoulement plus efficace du sang en sortie d’aiguille sont utilisées, ce qui permet de limiter la durée et le stress engendré par les prises de sang. Les animaux seront transportés à la plateforme en voiture pour réduire la durée du stress provoqué par le transport. De plus, un enrichissement social est prévu pour le transport : Les animaux seront regroupés en fonction des régimes en cages collectives de transport avec de l’eau en gelée et de la nourriture à disposition. La manipulation régulière des animaux par les mêmes expérimentateurs pour les mesures du poids et de la prise alimentaire permet de suivre de manière rapprochée l’état de santé des animaux et de détecter des modifications éventuelles de leur état physique ou de leur comportement. Enfin, des points limites seront appliqués, au-delà desquels les animaux seront temporairement ou définitivement sortis des procédures.
Choix des espèces
Comme l’humain, le rat a un régime alimentaire très diversifié, il est omnivore. De plus, l’anatomie et la physiologie de son système digestif présentent des similarités suffisamment importantes avec ceux de l’être humain pour qu’une extrapolation des résultats obtenus soit envisagée. A tel point que l’Organisation des Nations Unies pour l’Alimentation et l’Agriculture (Food and Agriculture Organization of the United Nations, FAO) recommande les études chez l’homme, le porc ou le rat pour étudier la qualité des protéines. Notre projet s’inscrit complètement dans ce cadre. Nous utiliserons ainsi des rats en croissance comme modèle de l'enfant en croissance.